Hamsters dorés
Evaluation de l’efficacité de traitements des dispositifs médicaux vis-à-vis des prions dans des modèles expérimentaux rongeurs, dans le cadre du Protocole Standard Prion de l’ANSM
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Hamsters dorés : 1200
Pour valider des produits de décontamination des dispositifs médicaux avant leur inscription sur une liste officielle prévue pour 2027, 1 200 souris et 1 200 hamsters dorés vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue. Chacun reçoit dans le cerveau une tige métallique porteuse de prions, traitée ou non par le procédé à évaluer, puis attend que la maladie se déclare, de trois à dix-huit mois chez le hamster et de six à vingt-quatre mois chez la souris. Aucune analgésie n'est prévue après l'opération, le porteur indiquant qu'elle risquerait d'interférer avec l'installation de l'infection. Agressivité, tremblements, troubles de l'équilibre et perte de poids sont attendus, et c'est l'apparition de ces signes neurologiques qui déclenche la mise à mort.
Objectifs
Plusieurs cas de transmission inter-humaine de maladies à prions ont été rapportés, liés pour certains à l’utilisation de dispositifs médico-chirurgicaux contaminés et traités par la suite de façon inappropriée (principalement lors de neurochirurgie). En effet, les prions présentent des spectres de résistance très étendus à la plupart des méthodes d’inactivation et de stérilisation classiquement utilisées vis-à-vis des agents infectieux conventionnels (bactéries, virus, champignons…). Par ailleurs, ces maladies transmissibles ont des périodes d’incubation très longues qui peuvent excéder la moitié de l’espérance de vie de l’espèce considérée (incubation jusqu’à 50 ans chez l’homme). En France, plusieurs circulaires et instructions de la Direction Générale de la Santé régissent le traitement de reconditionnement des dispositifs médicaux et chirurgicaux après utilisation vis-à-vis du risque lié aux prions. Ces textes prévoient notamment que des produits ou des procédés (autoclavage, fumigation…) puissent, dans des conditions précises d’application (concentration, temps, température...), revendiquer une élimination ou une inactivation des prions. Cependant, ces revendications doivent se faire sur la base d’études réalisées selon un « protocole standard prion », ou PSP, imposé par l’Agence Nationale de Sécurité du Médicament (ANSM), tel que défini en 2011 et révisé en 2018. Le projet présenté ici s’inscrit dans le cadre de ce protocole imposé par l’ANSM. Son objectif est d’étudier dans deux modèles animaux rongeurs l’efficacité de plusieurs produits/procédés pour nettoyer des dispositifs médicaux et chirurgicaux et de participer à l’optimisation de ce PSP qui est amené à évoluer dans le futur.
Bénéfices attendus
Les produits/procédés qui seront validés dans le cadre de ces études (démonstration d’une efficacité à éliminer et/ou inactiver les prions à un niveau identique ou supérieur à ceux des traitements d’efficacité maximale) seront inscrits dans la nouvelle liste des produits efficaces vis-à-vis des prions à paraître en 2027 : ces produits seront utilisés selon les mêmes paramètres (temps, concentration, température…) testés pour traiter les dispositifs médicaux utilisés lors d’actes à risque prion dans toutes les structures hospitalières françaises. Certaines variations de conditions d’utilisation des produits et procédés (mode d’exposition des outils et dispositifs, qualité de l’eau utilisée…) pourront permettre de faire évoluer le PSP dans le futur. Ces variations concernent les préparations des supports et n’ont pas d’impact sur la partie in vivo de cette étude.
Procédures
Les animaux seront chacun soumis à une seule anesthésie générale, durant laquelle une tige métallique contaminée par les prions / décontaminée par le procédé à tester est implantée dans le cerbeau; L’intervention dure moins d’une minute par animal (durée anesthésie environ 15 minutes). Ils seront surveillés au quotidien (observation et manipulation des animaux sans anesthésie) pour la détection des signes cliniques (qui apparaissent après une incubation de 3 à 18 mois chez le hamster, et de 6 à 24 mois chez la souris). Au terme de l’étude, les animaux sont euthanasiés.
Impact sur les animaux
Dans ce projet, des nuisances ou effets indésirables pourront être observés selon les interventions : Nuisances liées à l’anesthésie (temporaires au cours de la seule anesthésie) Hypothermie, difficultés au réveil, Nuisances liées à l’implantation intracérébrale des tiges métalliques Douleur temporaire liée à l’implantation, lésions durables (rares) se manifestant souvent par un port de tête incliné Nuisances liées au développement des maladies à prions Agressivité, troubles du comportement, hypersensibilité, tremblements, troubles de l’équilibre, troubles moteurs, perte de poids Développement de maladies intercurrentes Durant la longue période d’incubation des animaux (jusqu’à 18 mois chez le hamster et 24 mois chez la souris), des maladies intercurrentes liées à l’âge (principalement tumeurs, perte de poids) peuvent être observées.
Devenir
Les animaux seront tous euthanasiés afin de pouvoir confirmer la suspicion de diagnostic clinique : en effet, le diagnostic définitif de maladie à prion (également chez l’Homme) n’est possible qu’après avoir mis en évidence dans le cerveau des individus concernés soit des lésions spécifiques (histologie), soit la présence de la forme anormale de la protéine prion par technique biochimique
Remplacement
Dans un premier temps, les différents traitements sont testés in vitro afin d’identifier ceux inefficaces ou avec une efficacité très limitée (
Réduction
Le nombre optimal d’animaux dans chaque groupe est défini par le PSP (équilibre entre réduction du nombre d’animaux et pertinence statistique) : « * Pour la gamme contrôle (supports contaminés avec des doses décroissantes de prion afin de juger par comparaison de l’efficacité des traitements) : un minimum de 4 animaux pour les trois concentrations les plus importantes, et un minimum de 8 animaux (préférentiellement 12 pour renforcer la puissance statistique de l’étude) pour les autres dilutions. * Pour les traitements évalués et les traitements de référence : un minimum de 12 animaux inoculés par traitement, à raison de 4 animaux pour chacun des triplicats de traitement ».
Raffinement
Les interventions (implantation des tiges métalliques et des puces d’identification) seront réalisées concomitamment pour ne réaliser qu’une seule anesthésie générale par animal. Dans ce projet, des nuisances ou effets indésirables pourront être observés selon les interventions : Lorsqu’ils sont anesthésiés, les animaux sont couchés dans leur cage sur des essuie-tout et placés sous lampe chauffante durant la période de réveil. Les protocoles d’anesthésie sont optimisés en fonction des espèces pour limiter les effets indésirables. Lors des interventions, l’animal est positionné sur un tapis chauffant. Il n’est pas prévu d’analgésie en post opératoire pour éviter toute interférence avec l’installation de l’infection par les prions. Au regard de notre expérience passée les rongeurs supportent particulièrement ces protocoles sans manifester de douleur ou de symptômes particuliers avant la mise en place des signes cliniques liés à l’infection par les prions. Néanmoins, les animaux seront surveillés avec précaution durant les dix jours suivant l’inoculation. Durant cette période, les animaux recevront en cas de signe de douleur (prostration, tête penchée…), une injection d’analgésique. Les animaux seront hébergés en groupe dans un environnement enrichi. Ils seront surveillés cliniquement au quotidien par les expérimentateurs ou les zootechniciens en charge de l’animalerie tout au long de l’expérience, pour permettre une intervention de manière appropriée dès le moindre signe de souffrance. A l’installation de signes neurologiques spécifiques des maladies à prions (tremblements, hyperexcitabilité) ou des points limites définis, qu’ils soient liés ou non à l'inoculation, les animaux seront euthanasiés. Le diagnostic clinique sera confirmé par la mise en évidence post mortem de protéine prion pathologique (PrPres) dans le cerveau par technique in vitro.
Choix des espèces
La souche prion requise par l’ANSM est la souche de référence pour la validation de procédures de décontamination vis-à-vis du prion, compte tenu de son potentiel de résistance vis-à-vis des principales méthodes physiques et chimiques. Cette souche a été sélectionnée et développé chez le hamster syrien, ce qui en fait le seul hôte permissif de cette souche de prion . Pour la souche de prion humaine testée dans cette étude, (responsable de la maladie de la vache folle che l’Homme), nous avons privilégié le modèle rongeur (souris) le plus sensible connu, Pour ces deux espèces, les animaux approvisionnés sont de jeunes adultes (8 semaines), pour être compatibles avec une incubation pouvant aller jusqu’à 18 mois (hamsters) ou 24 mois (souris).
Formation aux techniques in vivo standards en Recherche et Développement (R&D)
- Formation professionnelle
Rats : 80
Cochons d'Inde : 80
Hamsters dorés : 70
Hamsters de Chine : 10
Lapins : 80
Cochons : 20
Former le personnel aux gestes techniques d'une activité de recherche et développement, sur des animaux vivants, constitue l'objet de ce projet. 1 340 animaux non-humains vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, 1 000 souris, 80 lapins, 80 rats, 80 cochons d'Inde, 70 hamsters dorés, 10 hamsters de Chine et 20 cochons. Chaque séance comporte une à trois interventions par animal sur trente minutes, injections, prises de sang, anesthésies parfois répétées, lavages broncho-alvéolaires avec chute de la saturation en oxygène, le porteur reconnaissant que les personnes à former ne maîtrisent pas les gestes et peuvent provoquer saignements et douleurs par erreur technique. Quarante animaux seront réutilisés et vingt lapins ou cochons placés en adoption quand les conditions le permettent, les 1 280 autres étant tués, et le porteur justifie l'ensemble par une obligation réglementaire de formation qu'il qualifie d'"indispensable".
Objectifs
- Educatif : La formation sur animaux est indispensable pour la qualification du personnel et la maitrise des gestes techniques et ainsi pouvoir observer que ceux-ci correspondent bien aux règles de l’art et qu’aucun impact clinique n’est constaté suite à la réalisation des gestes techniques. - Réglementaire : La formation du personnel avec démonstration de la compétence est une obligation réglementaire (décret 2013-118, section 6, sous-section 4, paragraphe 2).
Bénéfices attendus
La formation du personnel aux gestes techniques permet d’avoir des personnes parfaitement formées et compétentes, et travaillant de façon harmonisée avec du matériel optimisé. Les bénéfices sont principalement éthiques : pour le bien-être de l’animal manipulé (raffinement), ainsi que pour consolider la reproductibilité du geste et donc éviter d’avoir à refaire l’étude (réduction). Des gestes maitrisés permettent également de limiter le risque de blessure pour l’opérateur
Procédures
Les animaux sont soumis à des sessions de formation à l’administration de produits non irritants et/ou de prélèvements de sang. Par séance de formation, ils vivront entre 1 et 3 interventions ; pour une durée totale de 30 minutes
Impact sur les animaux
Les nuisances sont : - la sensation de piqûre de l’aiguille pour les injections et prélèvements. - l’anesthésie potentiellement répétée notamment pour certains types de prélèvements sanguins - la chute de la saturation en oxygène du sang pendant quelques minutes dans le cas des lavages broncho-alvéolaires. Par définition, les personnes à former ne maitrisent pas complètement les gestes techniques. Bien qu’une formation théorique préalable et un accompagnement par une personne compétente soit assurés, il est possible que des erreurs techniques surviennent induisant des effets indésirables comme des saignements de faible intensité et de courte durée lors des prélèvements sanguins, ou de légères douleurs induites par une injection dans un compartiment non adéquate (péri-veineux ou intra-intestinal par exemple).
Devenir
Lorsque cela est possible (pas de formation au prélèvement terminal, pas de procédure invasive, bon état de santé de l’animal, pas d’hébergement dans un milieu bioconfiné, statut sanitaire compatible, structure d’accueil identifiée et disponible), des démarches de réutilisation, de replacement et/ou d’adoption sont enclenchées. Lorsque toutes les conditions ne sont pas réunies, les animaux sont euthanasiés en fin de procédures expérimentales.
Remplacement
Lorsque cela est possible, les gestes sont réalisés sur des matières non vivantes (plastique, textile, tissus morts, ou composition diverse) afin de s’entrainer au geste avant de pratiquer sur animal vivant. Des dispositifs ont déjà été testés, tous n’ont pas été retenus (ex : des animaux en plastique trop rigides pour s’entrainer à de la contention). Une veille scientifique est assurée par notre équipe (vétérinaires, managers, techniciens) via les publications, le réseau, la visite d’un centre de formation aux gestes techniques sans animaux, les formations (ex : ComEd), etc. afin de ne rater aucune opportunité à la formation sans animaux vivants.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés est raisonné selon le nombre de personnes à former, l’expérience de ces personnes, le nombre de techniques à apprendre, la difficulté technique, le nombre de techniques réalisables sur un même animal et sur la base des expériences terrain comme étant le minimum pour s’assurer qu’une personne maîtrise un geste technique. Aucune approche statistique n'est envisageable pour ce projet, le nombre d'animaux utilisé étant tributaire du nombre de personnes à former et de leur niveau initial. Dans la mesure du possible, des animaux d’autres procédures pourront être utilisés pour cette formation. Pour qu’ils soient réutilisés, il faut que la procédure précédente soit considérée comme « légère ou modéré» et qu’ils soient en bon état de santé. Aucun animal ayant subi une procédure sévère ou ne présentant pas un bon état général ne pourra être utilisé pour la formation. Enfin, un effort de réduction est appliqué chez les rongeurs par l’utilisation d’un appareil d’imagerie qui permet de visualiser la localisation de l’injection (IC, IP, IM, ICe ou SC) -et donc valider le geste technique sans avoir à euthanasier l’animal - permettant ainsi de réutiliser l’animal par la suite.
Raffinement
Moyens entrepris au niveau du projet ou de la procédure pour réduire le niveau de souffrance : une formation théorique est dispensée à l’arrivée des personnes avec du texte, des supports visuels (photos, vidéos). Avant maitrise des gestes de prélèvements et d’administration (hors IP), les animaux sont anesthésiés.
Choix des espèces
La formation du personnel doit prendre en compte toutes les espèces sur lesquelles il est amené à réaliser des gestes techniques dans le cadre des projets de recherche. Ces espèces sont définies et justifiées dans les protocoles des procédures de R&D. Le programme est développé en lien avec le responsable du suivi des compétences et le manager. D’autres aspects techniques sont aussi à prendre en compte : taille des animaux (voie ou volume des administrations, volume de prélèvement,…). Ces espèces correspondent aux espèces déclarées et validées dans l’agrément d’établissement utilisateur, ainsi qu’aux espèces déclarées dans les projets de recherche et développement. Ce sont donc les espèces pour lesquelles le personnel doit être formé s’il ne l’est pas déjà Les animaux utilisés sont ceux demandés dans les protocoles d’étude de la R&D. Les souris peuvent être utilisées nouveau-nés dans le cadre de besoin projet (ex : développement de candidat vaccin pour des nouveau-nés). Si des souriceaux âgés entre 24h et
Fourniture de tissus et réactifs d’origine animale pour les études de Recherche et Développement (R&D)
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
Rats : 100
Cochons d'Inde : 100
Hamsters dorés : 100
Lapins : 200
Produire des anticorps et des tissus pour valider les tests in vitro d'un industriel du vaccin : 1 000 animaux vont être utilisés dans ce seul but, 500 souris, 200 lapins, 100 rats, 100 cochons d'Inde et 100 hamsters dorés, dans des procédures d'un niveau de souffrance léger à modéré. Les animaux immunisés reçoivent des antigènes ou des germes entiers, par voie intramusculaire le plus souvent, ce qui peut provoquer rougeur, gonflement, durcissement des tissus, poils hérissés, hyperthermie et baisse de réactivité. Le porteur affirme qu'aucune méthode in vitro ne reproduit la complexité des réponses immunes et que le recours à l'animal de laboratoire "s'avère donc indispensable". Vingt lapins seront réutilisés et quarante proposés à l'adoption sous réserve d'un avis vétérinaire, les autres animaux étant tués pour prélèvement d'organes ou parce que les volumes de sang prélevés ne permettent pas de les maintenir en vie.
Objectifs
Ce projet a pour objectif d’assurer la fourniture des tissus et réactifs d’origine animale nécessaires à la réalisation des projets de Recherche et Développement (R&D). Les tests de R&D permettent le développement de nouveaux vaccins de haute qualité et répondent ainsi à des besoins médicaux non satisfaits. Les tissus (sang, fluide, peau…) et réactifs (anticorps polyclonaux, cellules immunes spécifiques …) seront issus d’études in vivo, pour les tissus sur animal non immunisé et pour les réactifs sur animal immunisé. Ils sont nécessaires pour la mise en œuvre de tests in vitro (permettant l’analyse de la réponse humorale telle que les techniques immunoenzymatiques, ou la réponse cellulaire telle que les techniques de cytométrie ou d’histochimie). Les tissus ou réactifs seront des contrôles positifs ou négatifs, ils permettent de valider l'ensemble des expérimentations que cela soit intra- ou inter-tests.
Bénéfices attendus
Les tissus et réactifs issus d’études sur animal seront utilisés pour mettre en place et valider les techniques in vitro afin d’étudier les réponses immunes qui sont essentielles pour évaluer les candidats vaccins ou anti-infectieux. Les bénéfices attendus pour ce projet sont la mise sur le marché ou l’utilisation en essai clinique, de différentes préparations vaccinales ou de traitements anti-infectieux. La découverte de nouveaux candidats permettra de lutter contre des maladies pour lesquelles il n'existe pas de thérapies ou de prophylaxies suffisamment efficaces, et de sauver ainsi des vies humaines dans le monde.
Procédures
Les études de production de tissus ou réactifs consistent à administrer ou non des antigènes ou germes entiers dont la dose peut être unique ou multiple sous différentes voies d’immunisation en vue de générer des anticorps polyclonaux ou cellules immunes spécifiques qui serviront de réactifs positifs ou négatifs dans le développement de test nécessaire à l’évaluation des candidats vaccins ou thérapeutiques. Plusieurs voies d'administration peuvent être utilisées, la voie intramusculaire étant majoritairement utilisée. Ces différents types d’injection durent moins d’une minute.
Impact sur les animaux
Dans le cas de la production de tissus, les nuisances attendues sont liées au mode de prélèvement et sont à priori de gravité légère : isolement de moins de 30 min pour un prélèvement de fèces piqûre pour un prélèvement sanguin sur animal vigile, prélèvement cutané (biopsie) sous anesthésie et analgésie. Dans le cas de la production de réactifs, l’administration des antigènes, des germes entiers ou inactivés en présence d’adjuvant ou non peut générer des signes cliniques légers avec réactogénicité locale avec principalement de l’érythème, voire parfois un gonflement et une induration des tissus, rarement des poils hérissés et une perte de poids transitoire de moins de 10%, et pouvant aller jusqu’à des signes plus modérés pour la production de certains anticorps polyclonaux avec des produits induisant une réaction inflammatoire connue avec des poils hérissés, une baisse d’activité modérée, hyperthermie, faiblesse de la réactivité.
Devenir
Les animaux pour lesquels les volumes sanguins prélevés permettent le maintien en vie seront réutilisés ou adoptés. Dans le cadre de volumes sanguins plus important et des prélèvements d’organes, les animaux seront euthanasiés. Le placement des animaux n’ayant pas fait l’objet ni d’un prélèvement terminal ni d’une injection par un germe entier sera possible et analysé au cas par cas sous réserve que : – l’état de santé de l’animal, certifié par un vétérinaire, le permette ; – il n’existe aucun danger pour la santé publique, la santé animale et l’environnement – des mesures appropriées aient été prises pour préserver son bien-être.
Remplacement
Les produits d’origine animale sont utilisés uniquement lorsque des produits fabriqués in vitro (anticorps monoclonaux par exemple) ne sont pas disponibles ou adaptés à l’utilisation visée. De plus, à ce jour, il n'existe pas de méthodes alternatives in vitro pour reproduire la complexité des réponses immunes. Ainsi, les anticorps générés in vivo sont polyclonaux et couvrent une multitude d’épitopes dont certains ont un rôle clé dans l’immuno-protection, cette couverture restant beaucoup plus restreinte en utilisant une combinaison d’anticorps monoclonaux non-dérivés d'animaux. Le recours à l'animal de laboratoire s'avère donc indispensable.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés est calculé au plus juste de façon à répondre aux besoins de tests sur la période (quantité de réactifs). Ce calcul tient compte des durées de péremption des produits mais aussi des évolutions technologiques pour les tests considérés. Les personnes utilisant ces réactifs sont sensibilisées sur leur origine animale et la nécessité de gérer au mieux les stocks.
Raffinement
Les animaux sont hébergés en groupe dans des locaux appropriés au sol (lapins), dans des modules (lapins, cobayes) ou dans des cages (souris, hamsters, cobayes) contenant des enrichissements conformément aux standards réglementaires. Pour chaque étude, une période d’acclimatation est prévue et permet de diminuer le stress des animaux avant les manipulations. L’ensemble des contentions et des gestes techniques sont réalisés par du personnel qualifié. Les médications utilisées pour supprimer la douleur sont l’anesthésie couplée à des analgésiques. Suivant l'application, des points limites avec une grille d’évaluation sont mis en place, dans le cas d’un degré de gravité modéré, portant sur plusieurs paramètres physiques (l’aspect général, les signes neurologiques, la réactivité et les signes respiratoires). En 2019, le Comité d’Ethique de l’entreprise a revu une Position Institutionnelle encadrant l’utilisation de l'adjuvant de Freund pour la génération d'anticorps polyclonaux et définissant la politique de l’entreprise sur ce sujet. Ainsi, l'Adjuvant Complet de Freund (ACF) est proscrit de tous nos tests en R&D. D’autres adjuvants moins réactogènes sont utilisés. En fonction des procédures réalisées et des traitements administrés pour la production de réactifs (produit de classe 1 non infectieux par exemple), les animaux peuvent être proposés à l’adoption.
Choix des espèces
Le modèle animal utilisé est sélectionné en fonction des antigènes évalués, de la réponse immune analysée et des données de la littérature ou des connaissances scientifiques. Plusieurs critères entrent en ligne de compte pour le choix de l’espèce, voire de la souche : - développant une maladie et/ou une réponse immunitaire similaire à l’homme - type d’antigènes : protéines, polysaccharides, pathogènes (vivants, atténués, non réplicatifs ou inactivés), acides nucléiques, anticorps en présence d’adjuvant ou non. D’autres aspects techniques sont aussi à prendre en compte : âge et taille des animaux (voie ou volume administrés, volume de prélèvement…), disponibilité des outils immunologiques adaptés à l’espèce (cytokines, marqueurs cellulaires…). Les souris transgéniques constituent une opportunité unique pour étudier les mécanismes d’actions et les voies associées à la réponse immunitaire et à la protection. Elles seront à phénotype non dommageable et ne nécessiteront pas de génotypage. Dans la plupart des protocoles, les rongeurs et les lapins sont tous utilisés après sevrage au stade adulte pour que leur système immunitaire soit mature.
Modèles pathologiques induits chez les rongeurs
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Rats : 11100
Cochons d'Inde : 900
Hamsters dorés : 2100
Arthrose, encéphalomyélite auto-immune, cancer, diabète, inflammations, infections bactériennes et morsures de tiques : ces pathologies sont induites chez 28 200 rongeurs pour tester, à la demande de clients de l'industrie pharmaceutique, l'efficacité ou la toxicité de substances et de dispositifs médicaux. 14 100 souris, 11 100 rats, 2 100 hamsters dorés et 900 cochons d'Inde vont être utilisés dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance léger à sévère, tous tués à l'issue pour analyses. Le porteur indique que l'encéphalomyélite induite peut provoquer une paralysie progressive de la queue puis des membres, accompagnée d'allodynie et de douleurs persistantes, et que le modèle d'arthrose peut conduire à de l'automutilation. La surveillance annoncée repose sur des scores de paralysie, sur l'observation des pattes et sur une pesée bihebdomadaire, sans qu'aucun seuil déclenchant la mise à mort ne soit chiffré.
Objectifs
L’objectif de ce projet est de réaliser différents traitements chez le rongeur après induction de modèles expérimentaux tel que l’arthrose, l'encéphalomyélite auto-immune expérimentale (EAE), le cancer, le diabète, l’inflammation, l’infection parasitaire et bactérienne. Le but est d’évaluer l’efficacité ou la toxicité de substances ou dispositifs médicaux pour l’industrie pharmaceutique dans des modèles présentant les signes caractéristiques de ces pathologies.
Bénéfices attendus
Ce projet permet d’induire des pathologies afin de tester des substances sur des modèles expérimentaux correspondants. Le bénéfice attendu est donc de pouvoir développer et tester ces substances sur l’Homme afin de proposer des traitements aux pathologies correspondantes. In fine, l’objectif est d’améliorer la santé humaine.
Procédures
Pour le modèle de l’arthrose, les animaux vigiles reçoivent plusieurs administrations d’une substance, de 2 à 5 administrations. La durée de ces administrations est de 5 minutes maximum. Pour la mise en place du modèle d’encéphalomyélite auto-immune expérimentale, les animaux vigiles subissent l’administration d’une première substance, pratiquée sur le haut et sur le bas du dos, puis l’administration d’une seconde substance qui est répétée 2 à 3 jours après. En fonction de l’étude, si l’administration sur animal vigile n’est pas possible, il peut être réalisée une anesthésie générale et la mise en place d’une analgésie adaptée. La durée de ces administrations est de 5 minutes maximum. Pour le modèle de cancer, les animaux vigiles ou anesthésiés reçoivent une administration d’une solution de cellules cancéreuses. La durée de ces administrations est de 5 minutes maximum. Pour le modèle d’infection bactérienne, les animaux reçoivent une solution bactérienne. La durée de ces administrations est de 5 minutes maximum. Pour le modèle d’inflammation aiguë, les animaux reçoivent une solution d’une substance au niveau de la patte. La durée de ces administrations est de 5 minutes maximum. Pour le modèle d’inflammation chronique, les animaux reçoivent une solution d’une substance. La durée de ces administrations est de 5 minutes maximum. Pour le modèle anti parasitaire des tiques sont déposées sur la peau des animaux. La durée du dépot des tiques sera de 5 minutes maximum. Une substance test sera inoculée en dose unique ou répétée avant et/ou après le développement de chaque modèle. Ces administrations peuvent être quotidiennes jusqu’à la mise à mort des animaux. Pour le modèle du diabète, les animaux reçoivent une administration d’une substance. Une chirurgie sous anesthésie générale et avec un protocole d’analgésie adapté pourra être réalisée si la substance test est administrée dans un organe cible, dans ce cas, la chirurgie sera de 1h30 maxium.
Impact sur les animaux
Le modèle d'arthrose peut générer de la douleur au niveau des articulations à plus ou moins long terme. Les effets liés au développement du modèle peuvent aboutir à une baisse d'activité ainsi qu'un changement de comportement (baisse de la prise alimentaire, agressivité, automutilation, ...). Ces effets peuvent apparaître à partir du 21ème jour. Le modèle d'encéphalomyélite auto-immune peut provoquer une paralysie partielle ou totale au niveau des membres à plus ou moins long terme. Cette paralysie peut s'accompagner d'une allodynie et/ou d'une douleur plus ou moins persistante au niveau des memebres paralysés. Les premiers signes cliniques peuvent apparaître le 10ème jour avec une paralysie progressive de la queue et du train arrière qui peut se propager au niveau du train avant. Le modèle de développement de cancer peut provoquer des douleurs liées à l'apparition des masses tumorales. Les premiers signes cliniques peuvent survenir dès l'apparition visible de ces masses. Les animaux peuvent avoir des difficultés pour se déplacer. Le modèle d'infection bactérienne peut générer différents signes cliniques liés à l'infection. Ces signes cliniques peuvent être une perte de poids, des poils hérissés, une prostration de l'animal. Le modèle de diabète peut générer différents signes cliniques tels qu'une augmentation de la consommation d'eau, une augmentation des mictions, une déshydratation, une perte de poids et une distension abdominale. Les modèles d'inflammations aiguës et chroniques peuvent engendrer de la douleur au niveau du site de l'inflammation, des rougeurs, de la fièvre ainsi qu'une perte des fonctions physiques normales. Le modèle d'infection parasitaire peut engendrer de la douleur liés aux morsures de tiques, ainsi qu'une inflammation cutanée de lazone mordue, une faiblesse générale, de la fièvre ainsi qu'un manque d'apetit. Les effets liés à ces modèles peuvent aboutir à des changements comportementaux (baisse d'activité, baisse de la prise alimentaire) et physique (perte de poids, abscence de réflexes, immobilité). Ces effets ne sont pas limités dans le temps et peuvent durer tout le long du projet. En l'abscence de traitement, ces nuisances sont irréversibles.
Devenir
A l’issue de chaque procédure, tous les animaux sont mis à mort pour réaliser des analyses vitro et ex-vivo.
Remplacement
Le développement de produits pharmaceutiques ou de dispositifs médicaux nécessite de réaliser des expériences chez l’animal dans le cadre du développement préclinique, afin d’évaluer l’activité des produits dans un organisme complet et complexe. Des tests in vitro sont réalisés au préalable par nos clients ou par notre installation. Il est nécessaire de recourir aux animaux afin de tester une substance dans un organisme complexe. Les modèles induits décrit dans ce projet sont caractérisés par des signes cliniques physiques. Dans le cas de l’arthrose, il s’agit de douleurs et de raideurs tandis que dans l’encéphalomyélite auto-immune expérimentale il s’agit de paralysie des membres. Dans le cas de développement de cancer, il s’agit de l’apparition de tumeurs solides visibles ou sanguines (leucémie). Dans le cas d’activité antibactériennes, il s’agit d’une infection qui peut engendrer de la fièvre, une prostration de l’animal et des poils hérissés. Dans le cas du diabète il s’agit d’une perte de poids, une augmentation de la prise d’eau et des mictions, et d’une augmentation de la glycémie. Dans le cas d’inflammations aiguës et chroniques, il s’agit de rougeur et/ou de fièvre ainsi qu’un affaiblissement de l’animal. Dans le cas d’infection parasitaire, il s’agit de morsures de tiques entraînant des rougeurs, de la fièvre ainsi qu’un affaiblissement de l’animal. Ces signes pathologiques et leurs résorptions ne peuvent être observés qu’avec l’utilisation d’animaux.
Réduction
Pour chaque protocole, le nombre d’animaux est réduit au minimum requis tout en permettant d’obtenir des résultats statistiquement fiables. Par exemple, un nombre minimum d’animaux est requis pour les essais réglementaires, chaque groupe est composé de 10 animaux minimum (5 mâles et 5 femelles minimum). Les analyses statistiques seront effectuées à l'aide d'un logiciel. Il y aura environ 55 études par année (toutes procédures confondues).
Raffinement
De l’enrichissement comme des batônnets à ronger, des huttes/tunnels, du papier kraft/coton sont ajoutés dans les cages. Les animaux sont hébergés en groupe sociaux compatibles. En fonction du mode d’administration, il est possible de mettre en place une analgésie adaptée en fonction des observations quotidiennes des animaux. En fonction du projet, le poids corporel des animaux sera enregistré deux fois par semaine jusqu’à la fin de l’expérience. Si nécessaire, une pesée plus régulière peut être réalisée. Les animaux sont observés quotidiennement et un monitoring (observation du déplacement, posture, paralysie, comportement, respiration, aspect des yeux, de la peau, des poils, des muqueuses et des excrétions dans la cage) peut être mis en place. La perte de poids sera évaluée en fonction du poids de départ de chaque animal. Selon les essais et besoins expérimentaux, une observation de la tolérance locale (observation de l’apparition et de l’évolution d’œdème ou d’érythème) après chaque traitement peut être réalisée. Pour le développement de modèle de l’arthrose, un scoring est réalisé pour chaque patte de l’animal (enflure et rougeur de la cheville ou poignet jusqu’aux phalanges) deux fois par semaines au minimum après traitement jusqu’à la fin de l’expérience. Pour le développement de modèle d’encéphalomyélite auto-immune expérimentale, un scoring sera réalisé quotidiennement après traitement afin d’évaluer l’apparition d’une paralysie (queue, membres postérieures et antérieures) jusqu’à la fin de l’étude. Pour le modèle de cancer, les tumeurs sont mesurées afin de suivre leurs évolutions. Pour le modèle de diabète, la glycémie est analysée régulièrement afin de suivre l’évolution du diabète. Pour le modèle antiparasitaire, le nombre et le poids des tiques détachés des animaux sont comptés. Pour le modèle d’inflammation aiguë, l’inflammation au niveau de la patte est mesurée. Des points limites spécifiques sont développés pour chacune des procédures décrites.
Choix des espèces
Les rongeurs sont des mammifères de petite taille ayant un organisme similaire à l’Homme. Leur génotype est connu et ils sont faciles à héberger. En outre, de nombreux articles bibliographiques sont disponibles pour décrire les différents modèles. Pour la procédure d'arthrose, le choix du modèle dépend du volume et du mode d'administration. Pour la procédure d’encéphalomyélite auto-immune, le choix du modèle est la souris car uniquement celui-ci fonctionne sur ce modèle. Pour le modèle de cancer, le choix dépend du modèle de tumeur et du mode et du volume d'administration. Pour le modèle d'infection bactérienne, le choix dépend de l'agent pathogène. Pour le modèle de diabète le choix du modèle dépend de l'historique de la substance à tester et du volume d'administration. Pour le modèle d'inflammation aigüe, chronique et d'infection parasitaire le choix du modèle est fait selon le volume d'administration de la substance à tester. Les animaux utilisés seront des adultes ou des jeunes adultes, car ils nécessitent un système immunitaire et des organes totalement développés et fonctionnels.
Utilisation de rongeurs pour le maintien des cycles biologiques des schistosomes exposés au polluant chimique
- Protection de l’environnement
Hamsters dorés : 320
Pour entretenir en permanence le cycle de deux espèces de schistosomes et mesurer l'effet des pesticides sur leur virulence, 640 souris et 320 hamsters dorés vont être infestés par ces parasites. Toutes ces procédures sont déclarées d'un niveau de souffrance léger et tous les animaux sont tués pour récupérer les vers. L'infestation passe par un bain d'une heure dans un petit volume d'eau contenant les larves, ou par une injection intrapéritonéale quand les larves ne traversent pas la peau, et l'accumulation des œufs provoque ensuite une atteinte chronique du foie et de la rate que le porteur qualifie lui-même de modérée. Il décrit une grille où l'hépatosplénomégalie, la pâleur, la perte de contact social et le dos voûté déclenchent la mise à mort à partir de trois points, et précise qu'aucun traitement n'est donné parce qu'il interférerait avec le développement des parasites.
Objectifs
Les changements climatiques globaux liés aux modifications anthropiques locales sont les principaux facteurs de modification de la répartition géographique des espèces de pathogènes et de leurs vecteurs, élargissant leurs niches écologiques potentielles et leurs évolutions. Depuis 2013, la bilharziose est arrivée en France et des premiers cas humains ont été signalés dans une région fortement fréquentée par des touristes à l’est de la Corse. En général, la bilharziose est une maladie qui touche 230 millions de personnes dans le monde et il s’agit d’une maladie parasitaire transmise par des escargots d’eau douce. Indubitablement, du fait des changements globaux, les conditions environnementales sont désormais favorables à l'expansion des escargots vecteurs dans le nord du bassin méditerranéen. De plus, en raison de leur activité agricole importante, la région Occitanie et l'Europe du Sud sont fortement contaminées par les pesticides et autres contaminants chimiques sur les eaux de surface et les eaux souterraines. Cependant, un aspect négligé est l'effet possible de la pollution sur la virulence des parasites. La virulence du parasite métazoaire n'est pas entièrement déterminée par sa génétique ; certains facteurs environnementaux sont cruciaux pour le contrôle de l'expression des gènes de virulence. En ce sens, des facteurs environnementaux spécifiques, tels que la pollution par les pesticides, telle qu'observée en région Occitanie et en Europe du Sud, peuvent augmenter l'expression de gènes de virulence ayant un impact sur l’expansion de la bilharziose. Cette étude permettra d'analyser l'évolution de la virulence des schistosomes dans un environnement exposé aux polluants chimiques.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus sont d’analyser, pour la première fois, les effets de la qualité de l'eau sur la virulence tout au long du cycle de vie des parasites métazoaires. À l'aide de techniques de pointe, nous caractériserons quels pesticides ou mélanges de pesticides sont responsables de l'expression accrue des gènes de virulence chez les deux espèces de schistosomes.
Procédures
Les rongeurs sont soumis à la phase d'infestation qui se fait de manière naturelle, par pataugeage dans un petit volume d'eau contenant les larves du parasite. Cette étape se fait en une fois et dure une heure. Une fois sous anesthésie les animaux sont soumis à un prélévement sanguin qui conduira à la mort de l'animal. Une deuxième méthode d'exposition des larves aux polluants est prévue, dans laquelle un autre stade larvaire est produit. Cette larve est incapable de pénétrer la peau du rongeur, ce qui nécessite une seconde méthode d'infestation par inoculation intrapéritonéale La méthode d’infestation par voie intrapéritonéale est classée comme légère. Cette méthode prend moins de 3 minutes par rongeur pour le contenter, l'infester et le réintégrer dans la boîte. Une fois sous anesthésie les animaux sont soumis à un prélévement sanguin qui conduira à la mort de l'animal.
Impact sur les animaux
L’infestation des rongeurs se fait par deux méthodes. Le pataugeage dans un bac d’eau contenant les larves est une méthode naturelle, provoquant un stress léger lors du transfert et de l’exposition. L’injection intrapéritonéale, utilisée pour les larves incapables de pénétrer la peau, induit un stress modéré et une légère douleur au moment de l’injection. Le développement des parasites adultes n’entraîne pas de nuisances directes, mais l’accumulation progressive des œufs provoque une atteinte chronique modérée du foie et de la rate. Les animaux sont utilisés avant que ces effets ne deviennent sévères.
Devenir
Euthanasie des rongeurs pour récupération du parasite
Remplacement
À ce jour, il est impossible de réaliser l’intégralité du cycle de Schistosoma in vitro, car le parasite nécessite un hôte vertébré pour son développement. Les rongeurs sont des modèles essentiels, reconnus comme réservoirs naturels pour plusieurs espèces de schistosomes. Toutefois, des recherches sont en cours pour développer des cultures in vitro de certains stades du parasite, afin de réduire l’utilisation des modèles animaux et améliorer l’étude des interactions hôte-parasite.
Réduction
Pour la souche de schistosome utilisant des souris, 40 souris sont infestées tous les trois mois = 160 souris / an. Pour la souche de schistosome utilisant des hamsters, 20 hamsters sont infestés tous les trois mois = 80 hamsters / an. Ceci est le minimum d’individus nécessaires au maintien de l’ensemble de nos expériences en tenant compte de possibles survenues de mortalité.
Raffinement
Pour chaque cycle de schistosome entretenu, l’infestation se fait avec le nombre optimal de parasites permettant à la fois le bien-être de l’animal et le maintien du cycle du parasite. La pénétration des larves de parasite à travers la peau des rongeurs est indolore, et la technique d'infection de larves infectieuses par voie intrapéritonéale est classée comme légère. Une surveillance quotidienne par les zootechniciens est effectuée. Afin de maintenir une socialisation, tout rongeur se retrouvant seul dans une cage est placé, après marquage par tatouage sur la queue, dans une autre cage contenant des rongeurs infestés par la même souche de parasite. Les animaux bénéficient d’enrichissements de milieu tels que des tunnels en plastique ou en carton, des Aspen bricks (petits bouts de bois à ronger) et des carrés de coton pour la nidification. Ces différents enrichissements permettent d'avoir des activités ludiques et sociales. La mortalité ne survient jamais à l’issue de l’infestation ; nous n’utilisons ni des souris jeunes ni des souris âgées. Jusqu’à 6 mois post-infestation pour les souris et 12 pour les hamsters, les rongeurs ont des comportements d’alimentation et de socialisation normaux. Cependant, durant cette période, tout rongeur retrouvé en souffrance, c’est-à-dire ayant atteint un score de 3 dans les points limites, est euthanasié. Les points limites liés au maintien des cycles de schistosomes sont l’hépatosplénomégalie, la pâleur de l’animal, la perte de contact social et le dos vouté. Le nombre de points attribués pour chacun de ces symptômes varie entre 1 ou 2. Chaque animal ayant un score égal ou supérieur à 3 est euthanasié. Aucune médication n’est donnée car l’hépatosplénomégalie n’est pas réversible ; de manière plus générale, aucune médication ne peut être donnée car il y a des interférences avec le développement des parasites. Le point d’arrêt a été fixé à 7 mois pour les souris et 13 pour les hamsters afin d’éviter toute altération du bien-être animal.
Choix des espèces
Le choix pour les rongeurs s’est porté sur les souris (Mus musculus) SWISS qui présentent la meilleure compatibilité avec l’espèces Schistosoma mansoni et les hamsters dorés (Mesocricetus auratus) pour l’espèce Schistosoma haematobium avec lesquelles la souris n’est pas compatible. Animaux adultes. Les animaux sont infestés entre 6 et 16 semaines. En effet, les infestations par le parasite entraînent de fortes mortalités chez les rongeurs plus jeunes ou plus âgés.
Toxicologie réglementaire
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Rats : 7480
Cochons d'Inde : 2530
Hamsters dorés : 1090
Hamsters de Chine : 1090
Lapins : 3700
22 970 animaux vont être utilisés, 7 480 rats, 7 080 souris, 3 700 lapins, 2 530 cobayes et 2 180 hamsters dorés et de Chine, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère. Ils reçoivent des substances à tester en administration unique ou quotidienne, subissent des études de carcinogénèse et de reprotoxicité, des tests d'irritation oculaire, cutanée et mucosale, et pour certains une chirurgie d'une heure trente. Le porteur indique que les tumeurs induites peuvent provoquer douleur, agressivité et automutilation, et que la toxicité aiguë peut tuer les individus testés. L'installation travaille pour des clients de l'industrie pharmaceutique et agro-alimentaire, et annonce des points limites propres à chaque procédure sans en décrire aucun.
Objectifs
L’objectif de ce pojet est d’évaluer la toxicité de substances, de dispositifs médicaux ou agro-alimentaires pour l’industrie pharmaceutique chez les rongeurs, de type rat, souris, hamster et cobaye et chez les lagomorphes de type lapin.
Bénéfices attendus
Ce projet permet d’évaluer la toxicité de substances et dispositifs pharmaceutiques ou agro-alimentaires sur des modèles animaux. Le bénéfice attendu est donc de pouvoir développer et tester ces substances ou dispositifs sur l’Homme afin de proposer des traitements ou des produits agro-alimentaires. In fine, l’objectif est d’améliorer la santé humaine.
Procédures
Pour l’évaluation de la tumorigénicité, l’injection de la substance à tester est réalisée sur animal anesthésié. Il s’agit d’une administration unique ou d'une chirurgie. Un protocole d’analgésie sera appliqué pour la chirurgie. La chirurgie ne peut exéceder 1h30 et l’administration dure 10 minutes maximum. Pour l’évaluation de la toxicité aigue, il s'agit d'une administration unique de la substance test. L'administration dure 10 minutes maximum. Pour l'évaluation de la toxicité chronique et sub-chronique, de la toxicocinétique, de la carcinogénèse, de la reprotoxicité et de la génotoxicité, l’administration de la substance test peut être réalisée quotidiennement (le schéma de traitement dépend de ce qui est réalisé chez l'Homme). Ces administrations durent 10 minutes maximum. Pour l’évaluation de la présence de contaminants viraux, la substance test est administrée deux fois. Les administrations durent 10 minutes maximum. Pour l’évaluation de l’irritabilité cutanée, l’irritabilité occulaire, l’irritabilité mucosale et la sensibilisation de la peau, il s'agit d'une administration unique de la substance test. L'administration dure 10 minutes maximum. Des prélèvements sanguins peuvent être réalisés pour toutes les procédures décrites. Le nombre de prélèvement sanguin dépend de la durée de l'étude, il peut y avoir entre 2 prélèvements sanguins jusqu'à 20 prélèvements sanguins par étude pour les études les plus longues. La durée d'un prélèvement sanguin est de 10 minutes maximum. Pour certaines procédures les animaux sont mis à jeun en cage métabolique, les durées de mise à jeun étant comprises entre 16 heures et 24 heures maximum pour le rat, le hamster, le cobaye et le lapin. Pour la souris, la mise à jeun est de 6h minimum et n'excèdera pas 10h.
Impact sur les animaux
Les études de tumorigénicité et de carcinogénèse peuvent provoquer l’apparition de tumeurs chez les animaux, ce qui peut engendrer une douleur. Les effets liés à l’apparition d’une masse tumorale peuvent aboutir à une baisse d’activité ainsi qu’un changement de comportement (baisse de la prise alimentaire, agressivité, automutilation, atteinte de l’état général (poils hérissés, le dos voûté…)). L’étude de toxicité aigüe peut engendrer une irritation au niveau du site d’injection dû à l’administration de la substance test. Une douleur peut accompagner cette irritation de même qu’un changement de comportement (baisse de la prise alimentaire, agressivité, automutilation, fièvre, atteinte de l’état général (poil hérissés, dos voûtés…)). In fine, la toxicité de la substance testée peut provoquer la mort des individus. Les études de toxicité sub-chronique et chronique, de toxicocinétique, de génotoxicité et de reprotoxicité peuvent engendrer une irritation au niveau du site d’injection dû à l’administration ou aux administrations répétées de la substance test. Une douleur peut accompagner cette irritation de même qu’un changement de comportement (baisse de la prise alimentaire, agressivité, automutilation, fièvre, atteinte de l’état général (poil hérissés, dos voûtés…)) selon le schéma et le mode d’administration. Les études d’irritation oculaire, cutanée, mucosale et de sensibilisation de la peau peuvent engendrer des irritations, des plaies, des nécroses au niveau du site d’application de la substance test. Ceci peut être accompagné d’une douleur d’un changement de comportement (baisse de la prise alimentaire, agressivité, automutilation, atteinte de l’état général (poil hérissés, dos voûtés…)). Les études d’évaluation de la présence éventuelle de contaminants viraux peuvent engendrer une douleur. Les effets peuvent aboutir à une baisse d’activité ainsi qu’un changement de comportement (baisse de la prise alimentaire, agressivité, fièvre, atteinte de l’état général (poil hérissés, dos voûtés…)). Ces effets ne sont pas limités dans le temps et peuvent durer tout le long du projet. En l’absence de traitement, ces nuisances sont irréversibles.
Devenir
A l'issue de chaque procédure, tous les animaux sont mis à mort pour réaliser des analyses vitro et ex-vivo.
Remplacement
Le développement de produits pharmaceutiques, de dispositifs médicaux ou agro-alimentaires nécessite de réaliser des expériences chez l’animal dans le cadre du développement préclinique, afin d’évaluer l’activité des produits dans un organisme complet et complexe. Des tests in vitro sont réalisés au préalable par nos clients ou par notre installation. Il est nécessaire de recourir aux animaux afin de tester une substance dans un organisme complexe. Dans le cas de la tumorogénicité et de la carcinogénèse, il peut s’agir de l’apparition d’une tumeur associée à une possible douleur. Dans le cas des études de toxicité sub-chronique et chronique, de toxicocinétique, de génotoxicité et de reprotoxicité, il peut s’agir de l’irritation au niveau du site d’injection et des organes reproducteurs. Dans le cas des études de toxicité aigüe, il peut s’agir de signes cliniques de toxicité et in fine la mort des individus si la dose testée est toxique. Dans le cas d’irritation oculaire, cutanée, mucosale et de sensibilisation de la peau, il peut s’agir d’irritation, de plaies et de nécrose au niveau du site d’application. Ces signes pathologiques et leurs résorptions ne peuvent être observés qu’avec l’utilisation d’animaux.
Réduction
Pour chaque protocole, le nombre d’animaux est réduit au minimum requis tout en permettant d’obtenir des résultats statistiquement fiables. Par exemple, un nombre minimum d’animaux est requis pour les essais réglementaires, chaque groupe est composé de 10 animaux minimum (5 mâles et 5 femelles minimum) et peut aller jusqu'à 50 animaux par groupe pour les procédures de carcinogénèse et de reprotoxicité. Les analyses statistiques seront effectuées comme décrit dans les procédures internes. Afin de réduire le nombre d’animaux, différents prélèvements d'organes et/ou de sang seront réalisés.
Raffinement
De l’enrichissement comme des bâtonnets à ronger, des huttes/tunnels, du papier kraft/coton sont ajoutés dans les cages. Les animaux sont hébergés en groupe sociaux compatibles. En fonction du mode d’administration, il est possible de mettre en place une analgésie adaptée. En fonction du projet, le poids corporel des animaux sera enregistré deux fois par semaine jusqu’à la fin de l’expérience. Si nécessaire, une pesée plus régulière peut être réalisée. Les animaux sont observés quotidiennement et un monitoring (observation du déplacement, posture, paralysie, comportement, respiration, aspect des yeux, de la peau, des poils, des muqueuses et des excrétions dans la cage) peut être mis en place. La perte de poids sera évaluée en fonction du poids de départ de chaque animal. Selon les essais et besoins expérimentaux, une observation de la tolérance locale (observation de l’apparition et de l’évolution d’œdème ou d’érythème) après chaque traitement peut être réalisée. Des points limites spécifiques sont développés pour chacune des procédures décrites.
Choix des espèces
Les rongeurs sont des mammifères de petite taille ayant un organisme similaire à l’Homme. Il s’agit de modèles expérimentaux choisis de préférence, en raison de leur durée de vie relativement courte, de leur utilisation fréquente dans les études pharmacologiques et toxicologiques, de leur sensibilité à l'induction de tumeurs et de la disponibilité de souches suffisamment caractérisées. Ces caractéristiques permettent d'obtenir une grande quantité d'informations sur la physiologie et la pathologie de ces animaux. Leur génotype est donc connu et ils sont faciles à héberger. En outre, de nombreux articles bibliographiques sont disponibles pour décrire les différents modèles. De même, les lapins présent un organisme et des mécanismes de fonctionnemnt internes similaires à l’homme. Leur génotype est également connu et leur utilisation est largement décrite dans la bibliographie. Ces espèces (rat, souris, cobaye, hamster, lapin) sont choisies en fonction du produit à tester, de la dose, du volume et de la procédure expérimentale suivie. Cobayes, rats, hamsters, lapins : adultes ou jeunes adultes car ils nécessitent d’avoir le système immunitaire et autres organes vitaux fonctionnels et totalement développés, dont l’appareil reproducteur. Souris : adultes ou jeunes adultes sauf pour les études de contaminants viraux pour lesquelles des nouveaux-nés sont requis dans le cadre d’études réglementaires obéissant aux lignes diretrices de la Pharmacopée Européenne ou de la FDA.
Modèles nutritionnels pour l’induction de désordres métaboliques chez la souris, le rat et le hamster.
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
Rats : 500
Hamsters dorés : 1500
Dès l'âge de 4 ou 6 semaines et jusqu'à 60 semaines, des souris, des rats et des hamsters dorés reçoivent une alimentation hypercalorique, avec ou sans boissons enrichies en fructose, en éthanol ou en composé pro-inflammatoire, pour provoquer obésité, diabète ou stéatose du foie. 4 750 rongeurs, soit 2 750 souris, 500 rats et 1 500 hamsters dorés, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent les composés testés une à deux fois par jour, par la bouche, sous la peau, dans l'abdomen ou dans une veine sous anesthésie, subissent trois prises de sang et passent à trois reprises 40 heures seuls en cage sans enrichissement, et 24 heures sur grille en cage métabolique en fin de projet. Le porteur retient le hamster parce qu'il "consomme spontanément" l'éthanol, et invoque la hausse de la consommation d'alcool depuis la pandémie de COVID-19. En fin de projet, tous sont tués pour prélever leurs tissus et leur sang.
Objectifs
L’augmentation de l'urbanisation dans le monde, combinée à la consommation d'aliments contenant des quantités importantes de graisses, d’acides gras saturés et de fructose sont considérés comme les principaux responsables des troubles métaboliques. Les mécanismes physiologiques ancestraux favorisant le stockage de l'énergie sous forme de graisse dans le tissu adipeux, le foie et le sang pour assurer la survie de l’individu en cas d’absence de nourriture, sont maintenant associés à l’obésité, la résistance à l'insuline, au diabète de type 2 et la Stéatose Hépatique Non-Alcoolique (NASH) . Dans ce contexte, un effort de recherche continu est engagé pour développer un ou des traitement (s) pour lutter contre ces dysfonctionnements. Ces dysfonctions métaboliques sont très complexes et sont liées entre elles, les études in vitro servent pour cibler le potentiel thérapeutique des molécules mais il est essentiel de pouvoir tester ces molécules sur des modèles animaux proche de l'Homme. Il est important de mesurer les dysfonctions métaboliques, cardiaques et rénales car à ce jour, il n’y a pas de thérapies efficaces pour les traiter. En outre, ces modèles animaux ne tiennent pas compte du fait que les patients atteints de NASH consomment également de l'alcool. Il a été démontré que la consommation d'alcool favorise la progression de la NASH vers des formes plus sévères. De plus, cette consommation d'alcool a considérablement augmenté dans la population générale depuis la pandémie de COVID-19, à cause des périodes de confinements. Par conséquent, il est important d'inclure la contribution de l'alcool dans les complications hépatiques liées à l'obésité et la NASH afin de mieux modéliser le contexte humain. Si les modèles d'alcool chez le rat ou la souris ne sont pas très pertinents car ces deux espèces ne sont pas naturellement attirées par l’alcool, le hamster est un modèle intéressant car il consomme spontanément et métabolise efficacement l'éthanol. Cette capacité serait liée à l'anatomie particulière de l'estomac du hamster, qui se compose de deux compartiments où la fermentation alcoolique des aliments ingérés, a lieu dans la poche pré-gastrique. Ces modèles seront utiles pour tester des thérapeutiques potentielles ciblant l'obésité, le diabète, la dyslipidémie, la stéatose, la NASH, la fibrose et l'inflammation.
Bénéfices attendus
L'intérêt de ce projet est le développement de modèles nutritionnels ressemblant à la réalité humaine occidentale (sédentarité et régime hyperénergétique avec ou sans alcool) qui permettront de mieux comprendre les mécanismes impliqués dans le développement des maladies métaboliques et ainsi de tester et valider plus rapidement de nouvelles thérapies pour le traitement de l'obésité, de la NASH, de la fibrose, des maladies cardiovasculaires et rénales associées aux maladies métaboliques, qui sont parmi les maladies les plus problématiques pour la santé publique française et mondiale.
Procédures
Pour induire des dysfonctions métaboliques chez la souris, le rat et le hamster, des régimes hypercaloriques associés ou non à des boissons enrichies en fructose et/ou en éthanol et/ou en composé chimique pro-inflammatoire seront mis à disposition dans les cages d'hébergement à partir de 4 ou 6 semaines d'âge en fonction de la procédure et jusqu'à la fin du projet (jusqu’à 60 semaines). Les composés à tester/de référence seront administrés une à deux fois par jour par toutes voies possibles : orale, sous-cutanée et intrapéritonéale sur animal vigile et intraveineuse sur animal anesthésié. L'administration dure environ 1 minute sur animal vigile et 5 minutes sur animal anesthésié. Trois prélèvements de sang seront réalisés au cours de la vie de l’animal (en début, milieu et fin de projet) afin de suivre des paramètres biologiques ou l’élimination des produits testés. Un prélèvement de sang dure environ 2 minutes par animal. Dans le cas de prélèvements de sang visant à quantifier des paramètres métaboliques, les animaux seront mis à jeun 6h maximum avant le prélèvement. Un test de tolérance au glucose et un test de tolérance à l’insuline pourront être effectué la semaine précédant la fin de projet. La surcharge en glucose ou en insuline pour un animal diabétique induit une difficulté de retour à l’euglycémie. Si l’animal montre des signes de détresse, nous pourrons l’aider à retrouver une glycémie normale en administrant soit du glucose soit de l’insuline. Afin de déterminer si le traitement a un impact sur la fonction cardiaque, nous ferons des échocardiographies sur animal anesthésié en fin de projet (durée inférieure à 30 min). Pour mesurer la dépense énergétique, nous hébergerons les animaux pendant 40h en cage individuelle sans enrichissement, en début, milieu et fin de période de traitement. Pour mesurer l'impact sur la fonction rénale des animaux, nous mesurerons le débit de filtration glomérulaire (GFR) en début et en fin de projet et la mesure de divers paramètres urinaires en cage métabolique uniquement en fin de projet. La GFR consiste à administrer un composé fluorescent par voie veineuse (sous anesthésie pendant environ 10 minutes) et de mesurer sa distribution via un capteur posé sur la peau pendant 2h (animal vigile). Pour faire les échographies et les GFR, nous devrons au préalable épiler les animaux, sous anesthésie pendant environ 10 minutes. Les récoltes d'urine se feront sur 24h en cage métabolique.
Impact sur les animaux
Les animaux seront nourris à partir de 4 ou 6 semaines d'âge en fonction de la procédure et jusqu'à la fin du projet (jusqu’à 60 semaines) avec des régimes enrichis en graisse et ou en sucre, cela va modifier leur métabolisme. Les effets indésirables sont les dysfonctions métaboliques : obésité, diabète, stéatose hépatique qui peuvent engendrer de la douleur. Les administrations et les prélèvements peuvent engendrer un léger stress et une douleur légère. Les animaux auront des mises à jeun alimentaires de 6 heures maximum. Certaines techniques nécessitent une anesthésie légère, l’animal peut mettre quelques minutes à récupérer. Durant les récoltes urinaires, les animaux seront isolés et hébergés sur grille pendant 24h.
Devenir
En fin de projet, tous les animaux seront euthanasiés pour récupération de tissus et de sang, et évaluation de critères d’efficacité des composés (histologie, immuno marquages et expression de gènes dans le foie, paramètres métaboliques et de fonction hépatique dans le sang...)
Remplacement
Des projets de cultures ainsi que de co-cultures cellulaires sont de plus en plus développées pour tenter de mimer les différents organes. Ce seront des alternatives à l'utilisation de l'animal, notamment pour les études de screnning, de toxicité et d'efficacité sur l’organe cible. Cependant, ces modèles ne sont encore suffisamment développés et ne sont pas un miroir suffisamment fiable de ce qu'il se passe dans la complexité de l’organisme. Les dysfonctions métaboliques associées aux complications hépatiques, cardiovasculaires et rénales ne peuvent être envisagées et reproduites que dans un système in vivo pour le moment.
Réduction
Avec un nombre final d'animaux égal à 10 par groupe de traitement, une différence de +/- 30% est théoriquement détectable. La stratégie expérimentale consiste à mesurer les valeurs de chaque paramètre mesurable de façon longitudinale (taux de lipides, glycémie, taux de transaminases, marqueurs inflammatoires dans le sang/plasma), l'animal est donc son propre contrôle, dans la mesure du possible, ce qui permettra de réduire le nombre d'animaux par groupe.
Raffinement
Plusieurs types d'enrichissements seront placés dans les cages hébergeant les animaux : des objets en bois seront systématiquement ajoutés pour permettre aux rongeurs de les mordiller. En effet, le régime gras est assez mou contrairement aux croquettes classiques, donc cet enrichissement est très adapté. La durée de ces projets étant souvent longue, nous alternerons les enrichissements au fil du temps (petits ou gros tunnels, boules ou briquettes en bois, lanières de papier ou morceaux de coton). L'état des animaux sera contrôlé quotidiennement, le poids corporel, la prise alimentaire et la prise hydrique seront mesurés par du personnel compétent afin de s'assurer de leur bien-être. Si un animal ne suit pas la courbe de poids attendue, une recherche approfondie d’éventuels symptômes sera faite. Les points limites de ce projet seront les suivants : absence de mouvement, piloérection et dos courbé. Si un animal présente des signes de stress ou de douleur, il sera pris en charge par l'équipe zootechnique et la structure du bien-être animal. Des soins tels que : hydratation et mise en place de nourriture dans la litière si nécessaire seront effectués. Si l'animal présente une dermatite, par exemple, un protocole de soin sera effectué (nettoyage / désinfection / cicatrisation). Si l'état de l'animal ne s'améliore pas dans les 48 heures, les expérimentateurs compétents excluront l'animal de l'étude et l'euthanasieront. Si un animal atteint l'un des points limites, il sera euthanasié immédiatement. Pendant la phase de traitement, si la perte de poids est supérieure à 20% en l'espace de 3 jours et associée à d'autres signes tels que la prostration, le dos courbé et l'absence de toilettage, l'animal doit être euthanasié ou la dose et la fréquence de traitement adaptées.
Choix des espèces
Les souris et les rats sont suffisamment caractérisés pour l'étude des maladies métaboliques. Les hamsters présentent un métabolisme du cholestérol et des acides biliaires semblable à celui des humains. Les rats et les hamsters peuvent aider à étudier les effets de médicaments potentiels pour les complications cardiovasculaires (dysfonctionnement diastolique) et rénales. Chez les hamsters, la combinaison d'un régime riche en graisses, en cholestérol et en fructose et de la consommation d'alcool peut imiter le mode de vie de certains patients atteints de NASH, notamment pendant et après le confinement lié à la pandémie COVID-19. Si le modèle associé à la consommation d'alcool chez le rat ou la souris n'est pas très pertinent, le hamster est un modèle intéressant car il consomme et métabolise l'éthanol très facilement. Cette capacité serait liée à l'anatomie particulière de l'estomac du hamster, qui se compose de deux compartiments où la fermentation alcoolique des aliments ingérés a lieu dans la poche prégastrique. Les animaux sont utilisés à partir de 4 ou 6 semaines d’âge afin d'être similaire à la problématique humaine (sédentarité et alimentation hyper énergétique) dès le jeune âge.
Evaluation de l’efficacité d’un vaccin contre la leptospirose par épreuve virulente sur hamsters
- Formation professionnelle
- Tests réglementaires
- Contrôles de qualité
Le contrôle de chaque lot de vaccin avant sa commercialisation passe par l'infection d'animaux : 5 400 hamsters dorés vont être utilisés, tous tués, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à sévère. Vaccinés à J0, ils reçoivent la souche virulente de leptospirose à J15, puis développent hypoactivité, dos rond, poils ébouriffés et yeux mi-clos, avant des tremblements, des convulsions, une dyspnée, le coma et la mort. Un test ELISA existe et remplacerait cette épreuve, mais le porteur indique que les autorités de plusieurs pays hors Europe continuent d'exiger le contrôle sur hamsters. Il précise aussi que l'effectif de cinq animaux par groupe ne repose sur aucune justification statistique, et qu'un essai est invalidé quand la mortalité des témoins reste insuffisante.
Objectifs
Dans le cadre du processus de libération pharmaceutique des lots de commercialisation, le premier objectif est d’évaluer l’efficacité d’un vaccin contre la leptospirose par épreuve virulente sur rongeurs conformément à la monographie européenne afin de pouvoir libérer le lot de vaccin produit. C'est la méthode de référence internationale bien que certaines autorités dans certains pays ont reconnu une méthode moins sévère qui passe par des mesures immunologiques (test ELISA). Cependant, cette reconnaissance n'est pas reconnue par tous les pays ce qui nécessite le maintien de tests par épreuve. L'essai in vivo est encore utilisé pour les pays qui ne reconnaissent pas encore le test in vitro (ELISA) mis en place. Le second est de vérifier la stabilité du vaccin dans le cadre du suivi des lots de vaccins à des temps définis par le producteur sur des vaccins âgés de plusieurs années, les test ELISA n'étant pas encore reconnu ni utilisé en routine dans le cadre des stabilités. Le troisième est de vérifier l'impact d'excursions de températures simulant des conditions de transport ou de stockage hors des températures recommandées, sur des durées variables, pour lesquelles la réponse immunologique (ELISA) n'est pas pertinente. Enfin ce projet va permettre de vérifier les acquis appris par un nouveau collaborateur sur la formation des gestes techniques sur rongeurs et le mettre en situation afin de vérifier sa capacité à réaliser l'essai en situation identique à celle de la libération du vaccin.
Bénéfices attendus
Garantir l'efficacité des lots de vaccin contre la leptospirose et permettre ainsi leur commercialisation au travers des phases de libération pharmaceutique et des tests associés aux mesures de stabilité ou d'efficacité en cas d'excursion thermique. La leptospirose est une maladie qui peut toucher de nombreuses espèces de mammifères. Cette maladie est une zoonose, c’est-à-dire qu’elle est commune à l’Homme et aux animaux. C’est une maladie grave, possiblement mortelle et présente en France. Ce sont des bactéries qui sont à l’origine de la leptospirose, les leptospira. La leptospirose peut toucher l’Homme mais également de nombreuses espèces d’animaux domestiques comme les chiens. Les rongeurs via leurs urines contaminent les milieux humides (lacs, rivières, étangs). Quand le chien se baigne ou entre en contact avec de l’eau contaminée, les bactéries pénètrent à travers les muqueuses ou la peau lésée. Les bactéries passent ensuite dans le sang pour atteindre les reins. La période d’incubation de la maladie est d’environ 7 jours. Dans la forme aiguë typique, le chien présente des signes généraux (fatigue, fièvre, perte d’appétit), des signes digestifs (diarrhée, vomissements) et des atteintes des reins et du foie. Le chien peut présenter une jaunisse (on parle d’ictère), c’est-à-dire que la couleur de ses muqueuses et de sa peau normalement rose devient jaune. Parfois, on observe des signes respiratoires, musculaires ou des hémorragies. C’est une maladie grave qui nécessite des soins intensifs en urgence. Le taux de mortalité peut aller jusqu’à 50%. Contre la leptospirose canine, la meilleure protection passe par la vaccination des chiens. Les bénéfices attendus du projet sont donc de: > garantir l’efficacité du vaccin contre la leptospirose chez le chien et permettre sa commercialisation, > maintenir la sécurité sanitaire dans les pays où le vaccin est commercialisé, pour les chiens mais aussi en cascade l'environnement direct incluant les humains qui vivent à proximité > développer de nouvelles formulations contre la leptospirose chez le chien > valider les gestes techniques appris lors de la formation afin d’obtenir une habilitation la réalisation de cet essai
Procédures
Les animaux seront soumis à deux administrations selon la procédure . Une administration sous cutanée de 0,2 ml et une administration intrapéritonéale de 0,5 ml Administrations ponctuelles et uniques d’une durée de 3 à 5 secondes.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables sont les injections vaccinales puis de la souche d'épreuve puis le cours de l'infection et les signes de la maladie. Deux injections sont réalisées sur l’animal vigile au cours de l’activité: l’une en sous cutanée à J0 et l’autre en intrapéritonéale à J15. Ces injections entraînent une douleur légère et passagère chez le hamster. L'évolution vers la maladie peut générer des signes cliniques observés chez le rongeur atteint de leptospirose qui sont en début de maladie l’hypoactivité, le dos rond, les poils ébouriffés, et les yeux mi-clos, qui évoluent en 24 heures vers des tremblements associés ou non à des convulsions, de la dyspnée, de la dépression, avec certains sérovars des traces de sang sont visibles autour des narines, avant le coma et la mort de l’animal.
Devenir
L’agent pathogène est injecté à tous les animaux qui sont donc contaminés et ne peuvent être conservés à la fin des essais.
Remplacement
Des méthodes de remplacement existent, notamment un test Elisa, pour remplacer cet essai. Cependant les autorités réglementaires de certains pays hors Europe demandent le contrôle de l’activité sur hamsters conformément à la Monographie Européenne pour la commercialisation des vaccins, ce qui empêche d'avoir recours, au test alternatif. Les contrôles des vaccins en utilisant des animaux sont demandés par les autorités des pays suivants pour la libération des vaccins.
Réduction
Pour les lots de produits commercialisés, le nombre d’animaux utilisé pour chaque essai est conforme à la Monographie 01/2017: 0447. Ce nombre ne correspond pas à une justification statistique mais réglementaire et l’expérience acquise depuis des dizaines d’années sur des milliers de lots permet d’assumer une validité de ce test. Pour un groupe donné, il n’est pas possible de réduire en dessous de 5 animaux par groupe. Pour les produits en cours d'homologation, une période transitoire de contrôle d’une trentaine de lots utilisant un nombre supplémentaire d’animaux par groupe justifié statistiquement (vacciné et témoin) permettra de valider le test in vitro qui sera à terme le seul utilisé. La réglementation demande un nombre de 5 animaux par groupe pour tester un lot en routine. Dans la phase de validation du test in vitro, l'analyse statistique montre que 10 animaux par groupe doivent être testés On utilisera plus d’animaux de manière transitoire pour ne plus en utiliser ensuite. En revanche, afin de réduire le nombre d’animaux, chaque fois que c’est possible, les tests seront synchronisés de manière à avoir des témoins communs à plusieurs lots de vaccins. Le personnel est formé permettant la reproductibilité et la robustesse de l’essai afin d’éviter au maximum des invalidations conduisant à des re-contrôles qui peuvent survenir si les conditions de recevabilité du test ne sont pas remplies, telle qu’une mortalité observée des témoins insuffisante. Notre démarche est de remplacer chaque fois que possible le test in vivo par un test ELISA mais ce remplacement est soumis aux accords au cas par cas des autorités des pays dans lesquels les vaccins sont commercialisés. La tendance est une adoption progressive de la substitution mais ce processus est soumis à des délais que nous ne maîtrisons pas.
Raffinement
Les animaux sont hébergés par groupe. Une période d’acclimatation d’au moins 5 jours est respectée. Toutes les conditions environnementales (taille des cages, alimentation, eau, enrichissement etc…) sont adaptées à l’espèce. Les installations sont suivies en températures, hygrométrie et les animaux sont hébergés à l‘aide de portoirs ventilés. Toute anomalie sur les installations est directement remontée à un poste de garde (24h/24h) permettant une intervention rapide y compris les weekend. Les animaux sont observés quotidiennement et à partir du 4ème jour (T4) après l’inoculation de la souche d’épreuve, l’observation est réalisée deux fois par jour. T4 correspond au moment où les premiers signes cliniques peuvent être observés sur les différentes souches et jusqu’à la fin des derniers signes cliniques prévus à T14. Les signes cliniques de la maladie étant clairement définis, des points limites précis et spécifiques ont été mis en place afin d’anticiper toute souffrance des animaux.
Choix des espèces
Selon la monographie, les essais sont réalisés sur de jeunes hamsters femelles sevrées.
Étude de l’impact des anticorps anticontactine 1 sur la fonction rénale chez le Hamster
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Troubles immunitaires
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Un rein retiré chirurgicalement en début d'expérience pour concentrer l'effet des anticorps sur celui qui reste : 42 hamsters dorés vont être utilisés pendant 77 jours, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue. Ils reçoivent six injections d'anticorps humains dans le sang, subissent des prélèvements de sang et d'urine deux fois par semaine, et sont isolés quatre heures à chaque recueil urinaire. Le porteur indique que ces injections peuvent provoquer un syndrome néphrotique, avec œdèmes, perte de poids, troubles du rythme cardiaque, hypertension et perte de motricité. Le hamster a été retenu après le constat que souris, rats, lapins et cobayes n'expriment pas la protéine visée dans le rein, le porc l'exprimant aussi mais étant jugé moins facile à élever.
Objectifs
La polyneuropathie démyélinisante chronique (PIDC) est une maladie auto-immune qui affecte le système nerveux. Des recherches ont identifié plusieurs cibles d’anticorps auto-immuns, notamment des protéines présentes à la surface des neurones, comme la contactine 1. Chez certains patients, une PIDC survient en parallèle d’une maladie auto-immune rénale appelée glomérulopathie extramembraneuse (GEM), une pathologie dont l’évolution clinique peut être variable, allant parfois jusqu’à une perte totale de la fonction rénale. Bien que la co-occurrence de ces deux maladies ait été fréquemment observée, leur lien direct n’a jamais été formellement établi dans la littérature scientifique. Récemment, la contactine 1 a été détectée dans les petits amas de vaisseaux sanguins qui participent à la filtration rénale. Par ailleurs, des anticorps dirigés contre la contactine ont été identifiés simultanément dans le nerf et le rein, renforçant l’hypothèse d’un mécanisme commun. L’objectif principal de ce projet est de confirmer, à l’aide d’un modèle hamster, le rôle des anticorps anti-contactine 1 dans le développement de cette maladie rénale. Il s’agit également d’analyser les dysfonctionnements cliniques et tissulaires provoqués par ces anticorps afin de mieux comprendre cette pathologie. Les résultats de cette étude pourraient permettre d’améliorer les outils de diagnostic et de proposer des traitements adaptés pour les patients humains souffrant de cette maladie complexe.
Bénéfices attendus
Cette étude permettra de confirmer l'implication des anticorps anti-contactine et leur lien avec le développement d’une atteinte rénale induisant des modifications biochimiques et histologiques. Ce travail de recherche ouvrira de nouvelles perspectives thérapeutiques dans la prise en charge de la glomérulopathie extramembraneuse ainsi que dans le développement de tests de dépistage et d’évaluation de la maladie si le rôle pathogène des anticorps est confirmé et si leur concentration a une valeur pronostique.
Procédures
Les animaux seront impliqués dans une seule procédure qui se déroulera en plusieurs étapes sur une durée de 77 jours. Des injections d'anticorps dans la circulation sanguine des animaux auront lieu 6 fois au cours des 77 jours pour induire une maladie rénale. Des prélèvements sanguins et urinaires auront également lieu deux fois par semaine jusqu'à la fin de l'étude. Les injections et les prélèvements réalisés deux fois par semaine ne dureront pas plus de 10 minutes. Les animaux seront anesthésiés pour chaque intervention afin d'éviter la douleur et diminuer leur angoisse. L'un des deux reins des animaux sera retiré en début d’expérimentation pour optimiser l’action des anticorps sur le rein restant. Cette chirurgie ne durera pas plus d'une heure et sera réalisée sous anesthésie générale avec une gestion rigoureuse de la douleur.
Impact sur les animaux
Les hamsters pourront ressentir un léger stress lors des injections de substances (anesthésiques, anticorps) ou des prélèvements. Les injections d'anticorps pourraient entrainer l'apparition d'un syndrome néphrotique . Ainsi, ces injections peuvent provoquer différents symptômes : fatigue, oedèmes, perte de poids, troubles du rythme cardiaque, hypertension artérielle ainsi que des atteintes neurologiques et une perte de la motricité des animaux. La chirurgie visant à réaliser une néphrectomie peut provoquer des douleurs post-opératoires, un risque d'infection, des anomalies de la coagulation, des troubles électrolytiques, une anorexie, une léthargie et une déshydratation. De plus, les animaux seront isolés en moyenne deux fois par semaines pendant 4 heures afin de prélever leurs urines, cela pouvant provoquer du stress et de l'angoisse chez les animaux.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés en fin de procédure puisque leurs organes sont nécessaires à l'étude de la pathogénicité des anticorps anti-contactine1.
Remplacement
L’objectif principal de cette étude est de démontrer que l’injection des anticorps anti-contactine1 humains induit chez le Hamster des altérations neurologiques et de la fonction des reins similaires à celles observées chez l’homme. Il n’existe pas de méthode alternative permettant d’atteindre cet objectif.
Réduction
Le modèle de Hamster visant à recréer une maladie rénale avec des injections d'anticorps étant unique, il est difficile de prévoir quels seront les changements sur les différents paramètres cliniques et anatomopathologiques testés. Le nombre d’animaux a été réduit au maximum à 14 animaux par groupe en utilisant les données publiées chez l’homme.
Raffinement
Nous attachons une importance majeure sur les conditions d’hébergement et la qualité de vie des animaux. C’est pourquoi, une période d'acclimatation d'une semaine sera mise en place à l’arrivée des animaux. Ils seront hébergés en groupe afin de limiter leur stress. Pour les phases d'injections de substances et de prélèvements, une anesthésie sera réalisée afin de prévenir la souffrance et l’angoisse de l’animal. Lors des quelques gestes possiblement douloureux, un antidouleur sera administré à l’animal. Dans le but de préserver le bien-être des animaux, nous avons prévu de mettre en place des critères d’interruption des interventions expérimentales basées sur des paramètres mesurables non invasifs.
Choix des espèces
Nous avons préalablement recherché in vitro la contactine dans les reins des animaux utilisés en routine dans les animaleries souris, rats, lapins et cochons d’Inde mais aucun d’entre eux n’exprime la contactine dans le rein. Seul le Hamster et le porc expriment cette protéine dans leur reins. Notre choix s'est ensuite porté sur le modèle hamster car plus facile à élever. Les animaux sont choisis au terme du post-sevrage à l'âge de 10-14 semaines, pour des raisons techniques (poids entre 100-120g), permettant des groupes homogènes.
Maintien des compétences et validation des gestes de base et de différentes chirurgies sur les rongeurs et lagormorphes
- Formation professionnelle
Rats : 150
Cochons d'Inde : 10
Hamsters dorés : 5
Hamsters de Chine : 5
Lapins : 20
Former une dizaine de personnes par an aux gestes techniques : 490 animaux non-humains vont être utilisés puis tués, 300 souris, 150 rats, 20 lapins, 10 cobayes et 10 hamsters, dont 31 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Les stagiaires leur administrent du sérum physiologique par huit voies différentes, sur animal vigile ou anesthésié, puis pratiquent une chirurgie par animal, injection de sérum dans le cerveau ou au contact du cœur, pose d'un cathéter dans l'intestin grêle ou dans la jugulaire, retrait d'un fragment d'os lombaire ou fémoral, lésion de la cornée, lésion cutanée, extraction dentaire. Le porteur indique que ces actes peuvent laisser des boiteries, des troubles neurologiques, intestinaux ou cardiaques "à plus ou moins long terme", et que les animaux dont l'état ne s'améliore pas au bout de deux semaines sont tués. Il justifie l'ensemble par la formation du personnel avant les études de toxicité et d'efficacité menées dans l'entreprise, sans préciser le nombre d'animaux affecté à chaque geste.
Objectifs
Ce projet a pour objectif de décrire tous les gestes réalisés à des fins de formation du personnel. Une dizaine de personnes seront formées par année.
Bénéfices attendus
Le bénéfice attendu est de pouvoir avoir un personnel formé à tous les gestes qu’il est susceptible de réaliser, afin de limiter le stress et le mal-être chez les animaux manipulés.
Procédures
Les animaux sont utilisés dans le cadre de formation, le personnel formé interviendra ensuite dans différentes études de toxicité et d’efficacité. Les animaux reçoivent des administrations de solution saline par différentes voies (intrapéritonéales, intramusculaires, intraveineux, intradermiques, intravaginales, intranasales, sous-cutanés et voie orales), ces administrations peuvent être réalisées sur animaux vigiles ou anesthésiés si l'animal présente un stress et/ou que le geste ne peut être réalisé sur animaux vigiles. Ces administrations peuvent être quotidiennes mais ne peuvent excéder certains volumes définis. Les animaux ne recevront qu'une seule administration par jour, par une seule voie. Les animaux ont, à minima, un jour de repos entre chaque administration. Dans le cadre de formation de chirurgie, les animaux sont analgésiés puis anesthésiés avant le début de la chirurgie. Pour les modèles de chirurgie intracérébrale, les animaux reçoivent une solution saline dans le cerveau. Pour le modèle de pose de cathéter intraduodénal, un cathéter est posé dans la partie initiale de l'intestin grêle pour administrer en direct une solution saline. Pour le modèle de chirurgie cardiaque, les animaux reçoivent une solution saline au contact du coeur, ou dans le coeur. Pour le modèle de retrait d’une partie de l’os, une petite partie de l’os au niveau des lombaires ou du fémur est retirée. Pour le modèle de plaie cornéenne, une lésion de la cornée est réalisée. Pour le modèle de plaie cutanée, une lésion au niveau de la peau est réalisée. Pour le modèle de chirurgie dentaire, une ou plusieurs dents sont retirées à l'animal. Pour le modèle de cathétérisation jugulaire, un dispositif vasculaire est mis en place au niveau du cou permettant l’injection de solution saline. Une seule chirurgie sera réalisée par animal, les animaux sont gardés en vie à la suite des chirurgies. La durée maximale de tous les actes chirurgicaux énoncés est de 2h30. La durée maximales des administrations de solutions saline est de 10 minutes.
Impact sur les animaux
Les modèles de délétion osseuse peuvent générer de la douleur et des boiteries modérées à plus ou moins long terme. Le modèle de plaie cornéenne peut générer une douleur modérée et une sensibilité ophtalmique jusqu’à cicatrisation. Le modèle de plaie cutanée peut générer une douleur modérée, une sensibilité dermique et une réaction inflammatoire jusqu’à cicatrisation. Le modèle de chirurgie dentaire peut générer une douleur modérée, une réaction inflammatoire, des difficultés à s’alimenter et se toilleter jusqu’à cicatrisation. Le modèle de cathétérisation jugulaire peut générer une douleur modérée et de l'incofort lié au dispositif pendant toute la durée de la formation. Les modèles d’injections intracérébrales peuvent générer de la douleur et potentiellement des troubles neurologiques à plus ou moins long terme. Le modèle d’administration intraduodénale peut générer de la douleur et potentiellement des troubles intestinaux à plus ou moins long terme. Les modèles de chirurgies cardiaques peuvent générer de la douleur et potentiellement des troubles cardiaques à plus ou moins long terme. Ces effets peuvent aboutir à une baisse d’activité ainsi qu’un changement de comportement (baisse de la prise alimentaire, agressivité, auto-mutilation, …). Ces effets sont limités dans le temps et ne dépassent pas deux semaines. Si les effets indésirables provenant de la chirurgie s’étendent au-delà de deux semaines sans aucun signe d’amélioration, alors les animaux seront mis à mort. Les administrations par voie orales, intradermiques, intravaginales, intrapéritonéales, intramusculaires, sous-cutanée peuvent générer une légère douleur et un léger stress qui ne dure pas dans le temps.
Devenir
A l'issu de chaque procédure, les animaux sont mis à mort. Des organes peuvent être récupérés pour des analyses vitro et ex-vivo.
Remplacement
Afin d’utiliser des animaux à des fins scientifiques dans les conditions idéales, le personnel technique a besoin d’être formé aux différents gestes techniques réalisés dans l’entreprise par des formateurs habilités. Ces gestes techniques ne peuvent pas être remplacés par des tests in vitro et nécessite de réaliser des expériences chez l’animal dans le cadre du développement préclinique et ces gestes doivent être maîtrisés par le personnel pour mener à bien et dans de bonnes conditions éthiques les études réalisées dans l'entreprise.
Réduction
Le nombre d’animaux est réduit au minimum tout en permettant d’effectuer le nombre de sessions de formations nécessaires à la validation du geste. La quantité d’animaux peut varier en fonction de la nature du geste et/ou du nombre de personnes à former. Pour des gestes invasifs ou très invasifs, il n’y a qu’une session de formation afin de limiter le nombre d’animaux utilisés. Le tout en limitant au maximum le stress, l’angoisse et la douleur provoquée aux animaux.
Raffinement
Pour les rongeurs, de l’enrichissement comme des batonnêts à ronger, des huttes/tunnels et du papier kraft sont ajoutés dans les cages. Les animaux sont hébergés en groupe sociaux compatibles. Pour les lapins, une plateforme, des bâtonnets à ronger et/ou du foin sont ajoutés dans les cages. Les animaux sont hébergés par un ou deux, entre animaux socialement compatibles. Pour la chirurgie, une anesthésie générale, adaptée en fonction des espèces, sera réalisée. Elle peut être fixe ou gazeuse. Une couverture analgésique adaptée sera appliquée. L'analgésie est adaptée en fonction des observations quotidiennes des animaux. L'analgésie pré-opératoire peut être complétée par un traitement local. Des points limites spécifiques sont développés pour chacune des procédures décrites.
Choix des espèces
Ces animaux (rat, souris, cobaye, hamster, lapin) sont choisis en fonction de la procédure expérimentale qui sera suivie dans les études réalisées dans l’entreprise. Cobayes, rats, hamsters, lapins : Animaux adultes car nécessité d’avoir les systèmes immunitaires et autres organes vitaux fonctionnels. Souris : animaux adultes et nouveau-nés : ces derniers sont utilisés pour la formation du personnel dans le cadre d’études réglementaires de la Pharmacopée Européenne pour l’évaluation de contaminants viraux dans des thérapies cellulaires.
Evaluation chez le rongeur, de la biodistribution de composés chimiques ou biologiques par des méthodes froides ou radioactives
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
Rats : 12500
Hamsters dorés : 300
Gerbilles de Mongolie : 200
Administrations par voie intranasale, intratrachéale, intramusculaire, intradermique, intracérébrale, intravésicale ou par minipompe posée chirurgicalement, jeûnes pouvant durer seize heures, phase expérimentale allant jusqu'à douze mois : 25 500 rongeurs vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. L'effectif se répartit entre 12 500 souris, 12 500 rats, 300 hamsters dorés et 200 gerbilles de Mongolie, pour une prestation de mesure de la biodistribution de composés chimiques ou biologiques, parfois radiomarqués. La plupart seront tués pour récupérer les organes et de grands volumes de sang, 10 400 pouvant être gardés vivants et réutilisés s'ils sont restés moins d'une semaine en procédure après une administration unique. Le porteur écrit qu'un phénotype dommageable "n'affectera pas le bien-être animal", tout en précisant dans la même phrase que les animaux concernés pourraient boire davantage ou devenir obèses.
Objectifs
L’objectif de ce projet est d’évaluer in vivo l’absorption, la distribution, la métabolisation et l’excrétion de composés biologiques ou chimiques après une ou plusieurs administrations chez le rongeur. Les paramètres de distribution et d’excrétion des composés seront si possible déterminés préalablement in vitro, ce qui conditionnera le choix de l’espèce rongeur (souris, rat, hamster, gerbille) et de la souche à utiliser pour évaluer la biodistribution in vivo dans le sang, les urines, et les différents organes. Dans certains cas, il sera possible d’avoir recours à une forme radiomarquée des composés afin de faciliter leur dosage et l’identification de leur distribution. Ce projet permettra d’une part de révéler la pharmacocinétique des composés testés in vivo, par administration unique ou répétée (dans le respect des recommandations vétérinaires concernant les voies, volumes et fréquences) de la molécule froide. Une seconde partie du projet aura recours à la forme radiomarquée de la molécule. Dans certains cas, les administrations nécessiteront une pose chirurgicale d’implant (de diffusion prolongée sous cutanée, intraveineuse ou intrapéritonéale). Ces chirurgies seront réalisées stérilement, sous anesthésie avec analgésie couvrant toute la durée de la chirurgie et dans le respect des recommandations de la SBEA. Des prélèvements divers (sang, urines, fèces, liquide cérébro spinal etc., dans le respect des recommandations vétérinaires) pourront être effectués in vivo afin de doser le composé dans ces fluides, ou des paramètres métaboliques (insulinémie, glycémie) et des prélèvements d’organes pourront avoir lieu, exclusivement post mortem. Dans le cas de l’insulinémie et de la glycémie ou d’autres paramètres métaboliques, une injection de glucose en IP ou SC ou une administration PO pourront être réalisées au préalable des prélèvements sanguins.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d’évaluer la pharmacocinétique in vivo de composés biologiques ou chimiques après une ou plusieurs administrations chez le rongeur, sur une période allant de 1 jour à 12 mois. Cette évaluation est critique afin de pouvoir ensuite réaliser des études d’efficacité.
Procédures
Des composés chimiques ou biologiques froids ou radiomarqués peuvent être administrés aux animaux par toutes les voies possibles : intranasale et intratrachéale, sous anesthésie générale d’environ une heure; intramusculaire, intradermique et intracérébrale sous anesthésie générale d’environ une heure avec analgésie; orale sur animaux vigiles (acte bref d’une minute environ); sous cutanée et intrapéritonéale sur animal anesthésié ou vigile (acte bref d’une minute sur animal vigile, anesthésie d’environ une heure sinon); injection intraportale ou par minipompe (intraveineuse, sous cutanée ou intrapéritonéale) posée lors d’une chirurgie sous anesthésie générale avec analgésie au préalable (chirurgie d’environ 15 minutes, anesthésie d’environ une heure). Les implants pourront être retirés au plus tôt une semaine plus tard (chirurgie d’environ 15 minutes, anesthésie d’environ une heure). Des administrations intravésicales (par cystocentèse ou cathéter) pourront être réalisées (anesthésie générale de moins d’une heure) après privation d’eau sur maximum 4h et vidange de la vessie par pression légère sur le ventre. Pour les administrations orales et oro-gastriques où l’alimentation pourrait biaiser la pharmacocinétique, les animaux pourront être mis à jeun au maximum 16h. Ils seront pesés avant et après le jeûne. Les volumes administrés et les fréquences d’administration respecteront les recommandations de la SBEA. La phase in vivo pourra durer jusqu’à 12 mois dans le cas de composés froids et 2 mois pour les composés radiomarqués. Des prélèvements de sang ou d’urine pourront être réalisés. Les prélèvements de sang sur animal vigile prendront environ deux minutes. En cas d’anesthésie, celle-ci durera au maximum une heure. Pour les prélèvements individuels d’urine et/ou de fèces, il pourra être nécessaire d’héberger individuellement les animaux en cages, sans enrichissement. En fin de projet, la plupart des animaux seront euthanasiés pour récupération des tissus, organes, et du sang. Avant euthanasie, sous anesthésie générale profonde avec analgésie, une perfusion pourra être réalisée pour rincer les organes. Cela durera moins d’une heure avant euthanasie. Dans le cas particulier d’animaux ayant subi une administration unique de produit non radioactif et ayant été gardés en procédure au maximum une semaine, ils pourront être gardés en vie sur avis du vétérinaire.
Impact sur les animaux
Dans le cas de phénotypes dommageables, celui-ci n’affectera pas le bien-être animal, bien que les animaux pourraient boire plus d’eau et/ou être obèses. Il ne peut toutefois pas être exclu que les composés administrés causent de la toxicité (diarrhée, perte de poids, douleur, signes neurologiques), ce qui sera surveillée. Une douleur transitoire modérée pourrait être générée par les chirurgies. Un stress de courte durée et une douleur légère sera générée par les administrations de produit. Les mises à jeun pourraient générer un stress léger et une déshydratation légère.
Devenir
Les animaux seront la plupart du temps mis à mort afin de pouvoir procéder à la récupération des organes et de grands volumes de sang, nécessaires pour évaluer l’effet des composés testés. Les animaux ayant reçu une administration unique de composé non radioactif et étant restés en procédure moins d’une semaine pourront être gardés en vie pour réutilisation.
Remplacement
Les molécules chimiques ou biologiques dont la pharmacocinétique sera évaluée dans ce projet auront été si possible au préalable sélectionnées dans des tests in vitro (tests sur hépatocytes, microsomes etc) afin de s’assurer de leur efficacité, de leur spécificité et de leur absence de toxicité. Ces données sont souvent insuffisantes pour prédire la biodistribution in vivo des molécules. La pharmacocinétique réelle des meilleures molécules devra donc être vérifiée chez le rongeur en choisissant le modèle animal.
Réduction
Le nombre d’animaux par lot a été déterminé sur la base des expériences passées dans notre centre, pour choisir le nombre minimum permettant d’obtenir une puissance statistique suffisante pour conclure. Dans le cas de prélèvements terminaux à différents points de temps (collecte d’organes/tissus, ex collecte de peau à plusieurs points de temps), un groupe d’animaux devra être inclus pour chaque point de temps. Dans le cas de screening de nouvelles molécules, au maximum 5 animaux par groupes seront inclus. Le nombre sera adapté en fonction de la variabilité attendue de la pharmacocinétique du composé. Dans le cas où la bioanalyse suite aux prélèvements nécessiterait un volume trop important de fluides, le nombre d’animaux devra être augmenté, jusqu’à au maximum 15 animaux. Des analyses statistiques seront réalisées sur les paramètres mesurés.
Raffinement
Les animaux seront pesés au minimum 2 fois par semaine : A partir de 10% de perte du poids, les animaux seront pesés quotidiennement des capsules d’eau gélifiées seront mises à disposition dans les cages. De plus, les animaux seront réhydratés une fois par jour avec avec du Ringer Lactate. Une perte de poids de plus de 15% ou se maintenant plus de 3 jours au-delà de 10% constituera un point limite. En cas de suspicion de toxicité du composé chimique ou biologique administré, un arbre décisionnel validé par la SBEA sera utilisé pour décider de l’arrêt du traitement, de traitements de support et/ou de l’euthanasie de l’animal. Pour évaluer d’une façon sensible l’état de souffrance, les expérimentateurs seront formés pour reconnaître ces signes. Les poses et retraits d’implants seront réalisées sous anesthésie générale avec analgésie pré-, per- et post-opératoire. Il ne sera possible de réaliser qu’une pose et un retrait dans la vie de l’animal. Les voies intracérébrale, intrathécale et intraportale ne pourront être réalisées que maximum une fois dans la vie de l’animal. Les voies chirurgicales et poses et retraits d’implants seront réalisés par du personnel extensivement formé à la technique. Les implants (pose et retrait) ne pourront pas être combinés avec d’autres administrations nécessitant une chirurgie. A la suite de chirurgies, les animaux seront suivis quotidiennement le temps de la cicatrisation de la plaie, des soins locaux seront apportés si nécessaire. La fréquence de changement des litières sera augmentée si nécessaire et de la nourriture sera placée en fond de cage pour faciliter l’alimentation. Le comportement des animaux sera surveillé pour évaluer la nécessité de mettre en place une collerette. Les administrations IM et ID seront réalisées après administration d’un analgésique. Les administrations oro-gastriques via un dispositif de gélules ne pourront être réalisées uniquement sur des rats de plus de 150g et les animaux devront être anesthésiés. Ces administrations pourront être pratiquées à une fréquence maximale d’une fois par jour avec le matériel adapté à la taille de l’animal. De plus, un lubrifiant inerte devra être utilisé afin de faciliter le passage de la canule dans l’œsophage. Les variations de poids seront enregistrées quotidiennement à la suite des administrations oro-gastriques. Les perfusions IV de plus de 15 minutes et de 30 minutes maximum devront être réalisées sur des animaux anesthésiés.
Choix des espèces
Si le profil pharmacocinétique in vitro est adéquat dans cette espèce, la souris sera privilégiée pour évaluer la pharmacocinétique des nouveaux composés in vivo, car c’est l’espèce mammifère la plus décrite dans les modèles d’évaluation de molécules chimiques ou biologiques. La souris sera aussi préférée dans le cas d’une administration d’un composé ou d’un traceur radioactif, si le mécanisme d’action de la molécule le permet, pour des raisons pratiques de gestion de la radioactivité et de ses déchets. Pour certaines études pré-réglementaires comme l’étude de l’élimination d’un composé radiomarqué in vivo, le rat sera l’espèce préférée. Des hamsters et des gerbilles pourront être occasionnellement utilisés si besoin, en cas d’études préalables à la mise en place d’un modèle particulier bien décrit dans ces espèces (exemple : hamster pour une étude préalable à une étude d’infection au SARS-CoV2). Seuls des animaux sevrés seront utilisés (jeunes adultes et adultes, 6 semaines minimum), tel que référencé dans la littérature.
formation des expérimentateurs aux gestes techniques chez le rongeur (rat, souris, cobaye, gerbille, hamster) et chez le lapin
- Formation professionnelle
Rats : 1500
Cochons d'Inde : 300
Hamsters dorés : 50
Gerbilles de Mongolie : 50
Lapins : 100
Issus d'autres études quand c'est possible, 3 500 rongeurs et lapins vont être utilisés pour entraîner des expérimentateurs aux gestes techniques : 1 500 souris, 1 500 rats, 300 cobayes, 100 lapins, 50 hamsters dorés et 50 gerbilles. Les procédures relèvent d'un niveau de souffrance modéré, 360 individus seront réutilisés dans un autre projet et les autres seront tués, notamment lorsque le volume prélevé ne permet pas leur survie. Ils subissent des administrations par six voies différentes, dont l'intrathécale, jusqu'à trois prélèvements sanguins par semaine dans la limite de 7,5 % du volume sanguin total, une pose de cathéter de quarante-cinq minutes et une ponction de liquide céphalorachidien. Le porteur indique que certains gestes s'apprennent sur peaux et animaux artificiels, mais que l'évaluation des critères de réussite "impose que l'animal soit vivant".
Objectifs
Le but du projet est de permettre à une personne en formation (zootechnicien, technicien de laboratoire, directeur d’étude) de se former à la réalisation de gestes techniques. Ce projet résume un certain nombre de gestes techniques que doivent acquérir les expérimentateurs pour pouvoir réaliser des expériences sur l'animal de laboratoire. Il s'inscrit dans le cadre de l'acquisition de la compétence des expérimentateurs (arrêté du 1er février 2013, Bonnes pratiques de laboratoire, AAALAC).
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus sont la maitrise de gestes techniques. La formation initiale des personnes doit être complétée par une formation spécifique en fonction des études qu'elles seront amenées à faire pour maitriser les gestes en toute sécurité.
Procédures
Dans ce projet, les animaux vigiles seront administrés par différentes voies (orale, sous-cutanée, intrapéritonéale, intramusculaire, intraveineuse et intrathécale) avec -2 min par administration. Des administrations sur l'animal transitoirement anesthésié pourront également être faites : intradermique, oro-pharyngée, intraveineuse et intratrachéale - environ 5 minutes par administration. Des prélèvements de sang seront réalisés sur l’animal vigile (2 minutes par prélèvement) ou sur l'animal anesthésié (environ 5 minutes par prélèvement). Ces prélèvements seront en général de 0.05 à 2 mL, avec un maximum de 3 prélèvements par semaine et dans la limite de 7.5% du volume sanguin total en adaptant la période de récupération. Une implantation de cathéter pourra être faite sur l'animal anesthésié environ 45 minutes de chirurgie 1 seule fois. Un prélèvement de liquide céphalo-rachidien (1 seul prélèvement) sera réalisé sur animal anesthésié avec un volume maximal de 0,1 ml prélevé
Impact sur les animaux
Les gestes techniques enseignés ne doivent pas affecter la bonne santé / l'état général des animaux utilisés. En fonction du geste et de ses conséquences sur l’animal, un échange se fera avec les responsables du Bien-Etre Animal pour adapter les outils d'observation des animaux en cas de réalisation imparfaite du geste concerné et d'impact négatif sur l'animal. Les contentions des animaux vigiles pour induire l'anesthésie, administrer le produit et pour les prélèvements peuvent engendrer un stress mineur à l'animal. Les chirurgies peuvent induire des douleurs post-chirurgicales qui seront réduites au maximum grâce à une anesthésie, analgésie et un protocole de soins post-opératoire. Les animaux de ce projet pourront aussi subir un stress lié à une douleur équivalente à la piqûre d'une aiguille lors des administrations intramusculaire, sous-cutanée, intrapéritonéale, intradermique, intraveineuse ou intrathécale ou une contrainte légère liée à l'administration per os lors de l'administration du produit ainsi qu'une douleur équivalente à la piqûre d’une aiguille lors des prélèvements sanguins.
Devenir
euthanasie des animaux pour réaliser des prélèvements d’organe/ fluides corporels à un volume ne permettant pas la survie de l’animal ou réutilisation des animaux dans un autre projet ayant un degré de sévérité sans réveil, léger ou modéré après accord du vétérinaire.
Remplacement
Avant tout début de formation, la formation débute par une partie théorique avec une personne expérimentée et certains gestes pourront être réalisés sans animaux grâce notamment à des méthodes alternatives (peaux artificielles, animaux artificiels). Les gestes à acquérir, par du personnel déjà formé aux techniques de base de l'expérimentation animale, imposent que l’animal soit vivant pour évaluer les critères de réussite.
Réduction
Dans la mesure du possible, les animaux seront issus d'études et seront utilisés, après avis du vétérinaire, pour plusieurs gestes techniques de ce projet. Une supervision étroite garantira une utilisation des animaux en minimisant le risque d'erreur.
Raffinement
Les procédures seront réalisées par du personnel compétent déjà formé aux sciences et techniques des animaux de laboratoire, mais devant acquérir une expertise supplémentaire. Ce personnel de formation sera sous la supervision d'une personne experte. Le raffinement sera obtenu par • La mise au point de procédures rigoureuses, • Un suivi quotidien de l’état de santé des animaux, • Le recours à des procédures les moins invasives possibles, • Le suivi d’éventuel signes cliniques et des points limites, •Des protocoles d'anesthésie et d'analgésie adaptés et maîtrisés, un suivi de l'état de santé des animaux ainsi que des soins adaptés pour permettre une bonne récupération, • La mise en groupe des animaux, • La mise en place de jouets dans les cages. • Le recours aux procédures d’euthanasie dès que nécessaire.
Choix des espèces
Les espèces (rongeurs et lapin) qui seront utilisées dans ce projet correspondent aux espèces cibles autorisées pour l’établissement utilisateur, que les personnes en formation auront à manipuler au cours des expérimentations. Animaux adultes. Ce projet n’a pas pour objectif d’étudier les effets du produit sur l’animal à d’autres stades de développement.