Hamsters dorés
Evaluation de l’efficacité in vivo de fragments d’anticorps polyclonaux contre le virus Nipah en modèle hamster
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Troubles respiratoires
Une mortalité soudaine de 80 % est attendue chez les animaux non traités, précédée de troubles neurologiques, d'une perte de tonus et de mousse aux orifices buccaux et nasaux. 120 hamsters dorés vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Pendant cinq semaines, ils subissent cinq anesthésies, une infection au virus Nipah par le nez ou l'abdomen, des écouvillonnages buccaux, puis un prélèvement de sang dans le cœur qui précède la mise à mort, pour tester des fragments d'anticorps contre un virus sans vaccin ni traitement. Le porteur décrit le hamster doré comme le modèle de référence depuis vingt ans et affirme que les tests in vitro ne portent que sur un organe, l'étude d'un anticorps passant "obligatoirement" par un modèle animal.
Objectifs
Le virus Nipah est un agent hautement pathogène ayant émergé dans les années 90 en Asie du Sud- Est, contre lequel il n’existe pas à l’heure actuelle de vaccin ou de traitement. Ce virus est responsable d’encéphalites sévères et/ou de syndromes respiratoires chez l’humain, avec un taux de mortalité relativement élevé (jusqu’à 75% selon les souches). Ce pathogène constitue un problème de santé publique majeur. La maladie induite par ce virus figure sur la liste de l’Organisation Mondiale de la Santé (OMS) des maladies prioritaires en matière de recherche et développement. Dans le cadre de la collaboration entre une équipe de recherche et une société développant le traitement, une série d’anticorps polyclonaux dirigés contre une protéine du virus a été produite. L’activité neutralisante des anticorps sera évaluée dans un premier temps par test de seroneutralisation. Ce projet propose d’évaluer le potentiel de protection des anticorps. L’efficacité du traitement sera évaluée sur modèle hamster doré, en comparant des groupes traités à un groupe contrôle d’animaux non traités. L’objectif est de déterminer la voie d’intérêt d’infection par le virus, l’efficacité de la dose et le schéma d’administration (dans le temps) du traitement.
Bénéfices attendus
Dans le contexte d’absence de traitement ou de vaccin, le développement et l’évaluation de ces anticorps permettraient d’identifier un candidat à visée thérapeutique. Ces anticorps pourraient ensuite être potentiellement utilisés chez l’Homme en contexte de traitement post-exposition chez les personnels de santé ou manipulateur du virus, ou en traitement curatif chez les patients.
Procédures
Les animaux de chacune des procédures seront en expérimentation pour une période de cinq semaines. Les animaux seront soumis à un nombre de 5 anesthésies (durée de 10 à 15 minutes), à une infection virale par voie intra-nasale ou intra-péritonale sous anesthésie (durée de 5 minutes), à un prélévèment par écouvillonnage buccal sous anesthésie (durée de moins de 5 minutes), et à un prélèvement sanguin par voie intra-cardiaque sous anesthésie qui sera suivi par l'euthanasie. Au cours de chaque anesthésie, les animaux seront pesés.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues sur les animaux sont une inflammation locale légère et transitoire au niveau de la zone d’injection, une gêne à la respiration suite à l’infection par voie intranasale et une irritation des muqueuses buccales suite aux prélèvements. Les animaux seront soumis à un maximum de 4 anesthésies générales sur une période de 28 jours (infection virale, traitement à Jour 0 et/ou Jour 1 post-infection et prélèvements buccaux) ce qui peut induire une hypothermie, un stress lié à l’induction de l’anesthésie dans la boite. Une légère anxiété peut être attendue suite à la manipulation quotidienne pour la pesée. Chez les modèles d’études caractérisés, l’infection par le virus engendre des atteintes neurologiques et des troubles respiratoires, relativement comparables à ceux observés chez les humains. Les animaux contrôles devraient développer les signes cliniques caractéristiques d’une infection par le virus, tels que de la fièvre, une perte de poids, une diminution de la locomotion et du toilettage, une perte de tonus ainsi que des troubles respiratoires et de potentiels signes neurologiques. Ces signes peuvent être accompagnés d’une mortalité soudaine (80%) avec très peu de signes précurseurs : l’observation de pavillons développés, redressés (c’est à dire placement des oreilles vers l’avant), de troubles neurologiques et/ou de présence de mousse au niveau des orifices buccaux/nasaux. Les animaux traités devraient présenter moins ou aucun signe clinique contrairement aux animaux contrôles.
Devenir
L'étude implique que les organes et les tissus puissent être prélevés sur l'ensemble des animaux de l'étude (n=120), ceux-ci étant répartis en divers groupes infectés et traités. Par conséquent, seule la mise à mort des 120 animaux de l'étude permettra d'obtenir des données statistiquement robustes.
Remplacement
Les méthodes alternatives dérivées de la culture cellulaire ou de l’animal tendent à recréer artificiellement ou à maintenir les interactions inter-cellulaires que nous pouvons retrouver dans un organisme mais ne permettent de se focaliser que sur un organe et pas sur un organisme vivant entier. Suite au développement et à la caractérisation des anticorps, la quantité d’anticorps sera déterminée par technique ELISA et l’activité neutralisante de ces anticorps sera évaluée par seroneutralisation par l'équipe collaboratrice afin d'obtenir les données préliminaires. Afin d’évaluer le potentiel thérapeutique de ces anticorps, ils doivent ensuite être confrontés dans un modèle plus complexe mimant l’infection par le virus. En effet ces tests in vitro ne permettent pas actuellement de répondre à des questions globales telles que la mise en place de la pathologie, le développement symptomatologique ou la mise en place de réactions immunitaires suite à un traitement et à une infection virale. L’étude de l’activité d’un anticorps sur un virus passe donc encore obligatoirement par l’utilisation d’un modèle animal.
Réduction
Afin de mesurer l’efficacité de la protection induite par le traitement suite à l’infection, l’ensemble des animaux sera mis à mort en fin de procédure afin de collecter des échantillons biologiques pour analyser les différents paramètres virologiques et immunologiques des animaux traités par rapport aux animaux non traités. Grâce aux résultats obtenus lors de précédentes études, les signes cliniques caractéristiques d’une infection par le virus chez les animaux non traités sont connus, ce qui permet de réduire le nombre d’animaux contrôles à 6 pour chacune des voies d’infection, en respectant la parité (n= 6 animaux infectés par voie intra-nasale et n=6 animaux infectés par voie intra-péritonéale).
Raffinement
Les animaux seront hébergés par 3 dans des cages adaptées au système d’hébergement. Les conditions d’hébergement classiques sont maintenues. Des observations journalières seront réalisées afin d’évaluer l’état de chacun des animaux selon les signes cliniques attendus. Un système de vidéosurveillance permettra de visualiser les animaux pendant les périodes où les membres de l’équipe ne seront pas présents en laboratoire. Cette surveillance est réalisée dès que souhaité et en période de week-end (sur animaux avant infection). En cas de doute sur l’état d’un ou plusieurs animaux, une entrée en zone sera programmée pour procéder à une observation des animaux et à une possible décision d’arrêter le protocole.
Choix des espèces
Le hamster doré est le modèle de référence pour l’étude du virus Nipah. Il a été développé il y a quasiment 20 ans au laboratoire puis utilisé dans le cadre de divers projets collaboratifs et publié par de nombreuses équipes internationales. Les animaux seront agés de 7 à 8 semaines selon la disponibilité. Ces âges correspondent aux stades de développement des hamsters utilisés par la communauté scientifique pour les études pré-cliniques dans ce contexte et permet d’évaluer la réponse mise en place suite au traitement par anticorps sur système immunitaire mature.
Acquisition et maintien de compétences techniques sur le rongeur
- Formation professionnelle
Rats : 400
Hamsters dorés : 180
Autres rongeurs : 550
Recrutés autant que possible parmi des rongeurs de réforme, 1 930 rongeurs, 800 souris, 400 rats, 180 hamsters dorés et 550 autres rongeurs, vont être utilisés pour former doctorants et personnels de laboratoire, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré ou menées sous anesthésie sans réveil. Les apprenants les saisissent, les contiennent, leur font une injection, parfois par gavage avec un risque de fausse route, deux prises de sang par session, notamment à la queue par coupe ou incision, et un frottis vaginal pour les femelles. Sur ce total, 1 000 sont déclarés réutilisés, le porteur annonçant la réutilisation des rongeurs sans dommage et la mise à mort de ceux qui atteignent un point limite, alors que les procédures prévoient aussi une prise de sang terminale sous anesthésie. Il écarte toute méthode de remplacement, ces gestes exigeant selon lui "un organisme dans sa globalité".
Objectifs
Le projet vise à répondre à la réglementation française sur l'utilisation d'animaux à des fins scientifiques ou éducatives qui par l'arrêté du 1er février 2013 oblige à ce que tout personnel des établissements utilisateurs qu'il soit personnel de recherche ou étudiant soient formés aux gestes et déclaré compétent pour les gestes qu'il aura à réaliser ultérieurement dans le cadre de ses activités scientifiques. L'objectif est donc de former aux gestes de bases employés en expérimentation animale sur rongeurs comme la préhension, la contention de l'animal mais également l'administration de substances et le prélèvement de sang sur animal vigile. Une partie de cette formation consistera à délivrer la partie pratique de la formation intiale niveau concepteur aux étudiants en première année de thèse : préhension, contention, injections élémentairtes et la formation dans son ensemble s'adressera aux personnels de laboratoires ou personnels zootechniques dans le cadre de leur formation lors de leur recrutement ou du maintien des compétrences tout au long de leur carrière.
Bénéfices attendus
La phase pratique des séances de formations en expérimentation animale permet aux personnes d'appréhender les grands principes de manipulation et d'avoir un premier enseignement des bonnes pratiques zootechniques lors de l'utilisation d'animaux. Selon les besoins en rapport avec les projets de recherche développés ensuite dans les laboratoires, l'apprentissage des gestes réalisés avec un tuteur technique puis validé par un membre de la cellule du bien-être animal permettra de garantir la compétence acquise et au personnel ou étudiant formé de devenir autonome dans ces pratiques expérimentales. Concernant la formation continue des personnels déjà en poste le bénéfice sera de garantir le niveau des compétences requises en lien avec leurs missions zootechniques ou expérimentales. La formation continue permettra également de créer une dynamique en contribuant à faire évoluer les pratiques en expérimentation animale en tenant des évolutions éthiques notamment en terme de raffinement et donc d'inclure les méthodes alternatives développées.
Procédures
Les animaux seront soumis à une préhension et contention qui ne durera pas plus de 5-10 minutes le temps de réaliser les injections (durée 1 minute). Ils seront également soumis à deux prélèvement sanguins sur animal vigile ou anesthésié qui ne dureront pas plus de 15 minutes, à un frottis vaginal (animaux femelles uniquement) sur animal vigile d'une durée de 2 minutes . Ils seront soumis sous anesthésie/analgésie à un prélèvement sanguin terminale d'une durée de 5 minutes. Chaque animal ne pourra subir qu'un type d'injection et deux prélèvements sanguins au cours de chaque session de formation. Les animaux seront soumis sous anesthésie/analgésie à un prélèvement sanguin terminale d'une durée de 5 minutes
Impact sur les animaux
La préhension et la contention peuvent provoquer un stress ponctuel pour l'animal. Les injections pourraient provoquer un saignement, un hématome, une inflammation. L'administration par voie orale (gavage) pourrait provoquer une fausse route. Le prélèvement sanguin à la queue (coupe ou incision) pourrait conduire à une inflammation . Les prélèvements sanguins pouraient entrainer une douleur aigue , un hématome.
Devenir
A l'issu des procédures les animaux seront soit réutilisés si aucun dommage n'a été observé, soit mis à mort si les points limites ont été atteints.
Remplacement
La formation intègre des gestes techniques en lien avec l'expérimentation animale qui ne peuvent être réalisés que sur animal vivant entier car ces gestes nécessitent un organisme dans sa globalité (système cardio-vasculaire fonctionnel et intègre, cerveau...).
Réduction
Aucune analyse statistique ne sera réalisée car il s'agit de formation. Le nombre d'animaux/procédure a été estimé en fonction du niveau des apprenants et des attendus des tuteurs. Pour les formations spécifiques réglementaires, il s'agit d'une initiation aux gestes et donc il n'y a donc aucune validation des gestes. Un seul animal/apprenant suffit donc à cette initiation aux gestes. Pour l’acquisition de nouvelles compétences techniques ou la formation initiale et continue des personnels de laboratoire ou zootechniques, les gestes enseignés pourront faire l'objet d'une validation de la part des tuteurs. Nous avons alors évalué le nombre d'animaux/apprenant à N=2. Il s’agira autant que possible d’animaux de réforme. Un maximum de trois gestes seront réalisés sur un même animal réduisant ainsi le nombre d'animaux utilisés.
Raffinement
Lorsque cela sera nécessaire, pour des raisons liées aux gestes réalisés ou à l'espèce manipulée, les animaux seront anesthésiés pour limiter le stress, la souffrance ou l'inconfort. Tous les animaux utilisés seront au préalable habitués à la préhension et contention avant chaque session de formation afin de limiter le stress lorsque ces gestes seront réalisés par les apprenants. En alternative à la préhension par la queue ou le corps , pour la souris ou le rat, la méthode du tunnel qui consiste à apprendre à l'animal à entrer de façon volontaire dans le tunnel intégré en tant qu'enrichissment dans la cage sera proposée ce qui permet de sortir les animaux de leur cage sans les manipuler au risque de les stresser. Les animaux seront maintenus en groupe dans des cages enrichies avec le matériel dédié à chaque espèce leur permettant ainsi d'exprimer des comportements naturels comme ronger et nidifier. Pour limiter la souffrance animal des points limites prédictifs ont été définis pour chaque procédure du projet.
Choix des espèces
Le rat et la souris seront les espèces animales prinicpalement utilisées dans le cadre de la formation pratique incluse dans la formation des étdudiants puisque ces deux espèces sont les plus manipulées et utilisées dasn les projets de recherche scientifiques. D'autres espèces de rongeurs plus spécifiques des domaines de recherche ciblés par les apprenants seront également utilisées afin de former les étudiants et personnels impliqués dans les projets de recherche. Les animaux seront utilisés à l'âge adulte à partir de 3 mois. Selon les gestes enseignés, nous pourrions être amenés à affiner notre choix en prenant également en considérant le poids et le sexe de l'animal.
Développement d’une approche générique pour la création et la production de vaccins vivants atténués de nouvelle génération contre les virus à génome ARN
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Maladies infectieuses
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Hamsters dorés : 1170
Aucun animal ne sort du laboratoire de confinement de niveau 3 : 3 420 souris et 1 170 hamsters dorés y sont tués, dont 4 266 après des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Ils reçoivent sous anesthésie une injection de souche virale atténuée, puis, pour les expériences de challenge, une seconde injection destinée à les infecter, avec les arénavirus, alphavirus, phlébovirus et flavivirus responsables de fièvres hémorragiques et d'encéphalites. Le porteur reconnaît comme effets attendus la douleur des injections et la maladie liée à la "virulence résiduelle" des souches, sans détailler davantage. Il affirme que l'étude de l'atténuation virale rend "indispensable" le recours à l'animal vivant et qu'"aucune méthode alternative ne peut le remplacer".
Objectifs
Ce projet propose de développer plusieurs approches pour la création de vaccins vivants atténués de nouvelle génération contre les virus à génome ARN du genre Arenavirus, Alphavirus, Phlébovirus et Flavivirus présentant un intérêt majeur en santé humaine car à l’origine d’une morbi-mortalité importante chaque année. En effet, les virus ciblés ici entraines des pathologies diverses chez l’homme mais fortement incapacitantes incluant comme symptômes une forte fièvre ou des douleurs articulaires qui peuvent dégénérer pour certains virus jusqu’à l’apparition d’une encéphalite voire d’une fièvre hémorragique ou d’un syndrome de choc qui peuvent être à l’origine de la mort du patient. L’étude de l’atténuation virale rend, de fait, indispensable le recours à l’animal vivant. Aucune méthode alternative ne peut le remplacer.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de participer aux recherches sur le développement de candidats vaccins et d’obtenir des données robustes pour leur potentielle utilisation chez l’Homme.
Procédures
Les animaux seront soumis à des injections de souches virales atténuées par différents types de voies (intramusculaire, intradermique, sous-cutanée, intrapéritonéale) sous anesthésie gazeuse. Une seule injection pour les études des propriétés biologiques des virus étudiés et l'évaluation de l'immunité induite par les souches virales injectées, deux injections pour les expériences de challenge vaccinal pendant lesquelles nous allons évaluer la protection des animaux immunisés (première injection) contre une infection (seconde injection). Les injections prendront 3 à 5 minutes. Des prélèvements sanguins seront aussi réalisés sur animal anesthésié (2-3 minutes).
Impact sur les animaux
Pour l’ensemble des procédures, les effets indésirables attendus reposeront sur la douleur et les lésions associées aux actes d'injection et à la pathologie virale développée après l’infection due à la virulence résiduelle des souches virales atténuées.
Devenir
Les expérimentations seront réalisées au sein d'un laboratoire de confinement de niveau 3 avec des virus à haut potentiel infectieux. Les animaux ne pourront donc pas être réutilisés, replacés ou adoptés.
Remplacement
Notre projet s'inscrit dans le cadre de la recherche vaccinale dont les essais précliniques sont nécessaires pour sélectionner les meilleurs candidats. L’utilisation d’animaux est indispensable car elle permet d’évaluer l’efficacité du candidat vaccin en condition réelle, mettant en jeu le système immunitaire complet d’un être vivant.
Réduction
Afin de réduire la quantité d'animaux sans compromettre les résultats de l'expérimentation, nous avons déterminé l’effectif nécessaire par des tests statistiques adaptés en se basant sur la littérature et notre expertise. Une étude poussée des souches virales employées in vitro et in silico permettra de réduire au maximum le nombre d'animaux utilisées.
Raffinement
Un temps d’acclimatation sera respecté entre la réception des animaux et le début des procédures. Les animaux seront hébergés par groupes de 6 souris ou 4 hamsters, sans privation d’eau et de nourriture et les cages seront enrichies (carrés de cellulose pour la nidification et bâtons à ronger). Les animaux seront surveillés quotidiennement et une grille d’évaluation permettra un suivi du bien-être animal. Des points limites précoces seront établis et un traitement analgésique adapté sera administré aux animaux présentant des signes d’infection ou de douleur. Si des critères sévères sont atteints, les animaux seront euthanasiés.
Choix des espèces
Mus musculus et Mesocricetus auratus sont des modèles de référence pour les virus étudiés. Ces modèles de rongeur sont permissifs à l'infection par ces virus et leur système immunitaire est assez proche de celui de l'Homme pour obtenir des données précliniques robustes sur des candidats vaccins. Les animaux utilisés seront agés de 3 à 12 semaines. Ces âges correspondent aux stades de développement des animaux utilisés par la communauté scientifique pour l'étude des virus utilisés dans le cadre de ce projet.
Recours à des animaux de laboratoire pour la production et le maintien de souches de parasites virulents du genre Leishmania (L.) L. major, L. amazonensis L. tropica, L. infantum et L. donovani et l’accès à des tissus parasités.
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
Hamsters dorés : 310
Les souris sont tuées quand la lésion de leur coussinet plantaire atteint 10 mm ou se nécrose, les hamsters avant qu'ils n'aient perdu 20 % de leur poids, seuil précédé de prostration et d'isolement dans la cage. 410 souris et 310 hamsters dorés vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Anesthésiés, ils reçoivent une inoculation de Leishmania, sous la peau du coussinet plantaire pour les souris, avec une lésion qui grossit pendant trois mois et réduit leur mobilité, dans l'abdomen pour les hamsters, chez qui le parasite colonise le foie et la rate. Aucune expérience n'est menée sur eux pour elle-même, ils sont infectés pour que le laboratoire dispose de parasites virulents et de tissus parasités pour ses autres projets, et le porteur écrit que cet effectif "n'exige aucune approche statistique".
Objectifs
Le développement des Leishmanies est complexe et très partiellement élucidé notamment chez les mammifères. Initialement deux populations morphologiquement distinctes ont été distinguées: Un stade de développement ne peut s’établir en dehors des cellules hôtes à l’exception de Leishmania donovani et Leishmania mexicana pour lesquelles il est possible de produire ce stade pouvant se développer en absence de cellules hôtes mammifères. Néanmoins ceux-ci présentent des caractéristiques très différentes de es stades lorsqu’ils sont isolés à partir d’un individu malade. Ce projet permettra de produire un stade de développement de Leishmania major, Leishmania amazonensis, Leishmania tropica, Leishmania infantum et Leishmania donovani et d’avoir accès à des tissus fortement parasités qui pourront être utilisés pour la réalisation des projets scientifiques du laboratoire. En effet ceux-ci sont axés sur la connaissance de la biologie des Leishmanies et de ses interactions avec ses hôtes pour l’identification à terme de nouvelles cibles thérapeutiques. De plus, ce projet propose de comparer différents modes d’administration des parasites ainsi que la faisabilité d’utiliser des mâles et non plus seulement des femelles. La réalisation de ce projet repose sur 4 procédures : (1) et (3) raffinement des modes d’administration des parasites et faisabilité quant à l’utilisation de souris et hamsters mâles pour la production de parasites (2) recours à des souris pour le prélèvement de tissus cutanés et/ou ganglions drainant le site d’inoculation (4) recours à des hamsters dorés pour le prélèvement de leur rate et de leur foie L’inoculation des parasites est réalisée sur animaux anesthésiés. Les animaux sont observés chaque semaine et cette observation est couplée à une mesure du poids des individus. Les animaux sont mis à mort aux points limites définis dans le projet selon les méthodes approuvées.
Bénéfices attendus
Deux bénéfices distincts sont attendus. L’un vise à faire évoluer, si possible, nos modèles expérimentaux pour une amélioration de la santé et du bien-être animal et un raffinement des techniques d’injection. L’autre concerne la connaissance de la biologie des Leishmania et les bénéfices qui en découlent pour la santé humaine et animale. Les parasites du genre Leishmania pathogènes pour l’homme se développent dans deux hôtes distincts, les insectes vecteurs et hôtes, et les mammifères. Le passage d’un hôte à l’autre entraîne une transformation des parasites d’un stade de développement dans l’insecte hématophage à un autre stade de développement dans les cellules des hôtes mammifères et réciproquement. Chez l’homme la multiplication d’un stade de développement au sein des cellules phagocytaires telles que les macrophages provoque à terme la maladie. Aujourd’hui il n’existe toujours pas de vaccination et les traitements actuels sont non seulement toxiques mais deviennent aussi de moins en moins efficaces en raison de l’apparition de parasites résistants au peu de médicaments disponibles. Or les espèces du complexe Leishmania donovani provoquent une leishmaniose viscérale mortelle en absence de traitement efficace tandis que les autres espèces provoquent des lésions cutanées souvent défigurantes à l’origine de stigmatisations sociales importantes notamment chez les femmes. Seule la compréhension du programme complexe de développement de Leishmania pourra nous permettre d’identifier de nouvelles cibles thérapeutiques pour la génération de nouveaux médicaments et de vaccins, et, pour y parvenir il est primordial d’avoir accès à des parasites virulents purifiés à partir d’animaux infectés. A court terme ce projet nous permet donc de travailler avec des parasites biologiquement pertinents pour toutes nos recherches. A long terme les résultats de nos recherches pourront se traduire en avancées majeures dans la prévention et la chimiothérapie des différentes formes de leishmanioses.
Procédures
Pour les hamsters et les souris les animaux sont : 1) anesthésiés pour pratiquer l’inoculation des parasites. Durée de contention de l’animal pour l’injection intrapéritonélae de l’anesthésique inférieure à 30 secondes/animal et la durée de l’anesthésie varie de 15 à 30 minutes. Le temps d’inoculation sous-cutanée des parasites est de l’ordre de 30 secondes/animal. 2) suivis périodiquement (hebdomadaire, à minima à compter du 2ème mois post-injection des parasites) pour l’évolution de la pathologie. Pour les souris, l’animal est maintenu pendant la mesure puisqu’il doit être tenu immobilisé afin de pouvoir mesurer l’épaisseur du coussinet plantaire, lieu de l’injection des parasites et donc du développement de la lésion. Le temps de la contention/mesure est inférieur à 30 secondes/souris. Pour la procédure de raffinement des voies d’injection, les souris pourront être anesthésiées par voie gazeuse afin de permettre les mesures de taille des lésions. Dans ce cas la durée de l’anesthésie sera réduite à 5-10 minutes. Pour les hamsters, ceux-ci sont uniquement déplacés individuellement dans le pot à peser, la totalité de l’intervention étant également inférieure à 30 secondes/hamster. Pour la procédure de raffinement des voies d’injection, les hamsters seront anesthésiés par voie gazeuse et maintenus ainsi pendant la procédure d’imagerie in vivo qui comporte une injection intrapéritonéale. La totalité de cette procédure est évaluée à 45 minutes/individu.
Impact sur les animaux
Les effets attendus sur les animaux dépendent de l’espèce de Leishmania inoculée et du site d’injection. Les Leishmania responsables d’atteintes cutanées telles que L. amazonensis, L. major ou L. tropica lorsqu’elles sont injectées dans le coussinet plantaire des souris vont créer localement une réponse immune. Ceci permettra le recrutement des cellules de type macrophage dans lesquelles les parasites vont pouvoir se multiplier et conduire progressivement à la création d’une lésion non nécrosante quand les parasites sont inoculés à certaines souris. Au cours du temps les effets sur les animaux vont passer de silencieux (pas de signe visible) pendant un mois à progressivement symptomatique. Durant cette période la taille de la lésion va augmenter entraînant une réduction de la mobilité dans le cas d’une injection dans les coussinets plantaires mais sans impact sur l’alimentation et l’hydratation car l’expérimentation est arrêtée avant d’atteindre les points limites et donc ce stade (au plus trois mois après l’inoculation). Les espèces de Leishmania viscérales, L. infantum et L. donovani vont colonisées principalement le foie et la rate des hamsters. Dans ce cas aussi la première phase de la maladie est silencieuse et peut durer de 1 à 3 mois. Au-delà, le premier signe clinique de l’évolution de la pathologie est une stabilisation de la prise de poids suivi d’une perte progressive de poids. Cette perte de poids lorsqu’elle atteint 20% (point limite de l’expérimentation) s’accompagne souvent d’une réduction de la mobilité voire de prostration et d’isolement dans la cage.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de chaque procédure. Ils ne peuvent en effet être ni réutilisés, ni replacés, ni adoptés car la fin de la procédure implique la mise à mort des animaux pour réaliser le prélèvement des lésions ou organes internes sources de parasites.
Remplacement
Quatre limitations majeures sont à noter quant à l’utilisation de parasites maintenus uniquement en culture : (1) il n’existe aucune méthode permettant de générer et cultiver in vitro certains stades de développement de L.major, L. tropica, L. infantum et de L. amazonensis, (2) à terme les subcultures in vitro des diverses espèces de Leishmania à certains stades de développement se traduisent par la perte rapide d’une mécanisme indispensable pour s’établir chez l’hôte mammifère, (3) il est présentement impossible d’obtenir un autre stade de développement à partir de L. donovani maintenues in vitro, (4) certaines formes de L. donovani sont différentes de celles provenant de tissus animaux, elles ne s’établissent pas chez les mammifères modèles – hamsters- auxquels ils sont inoculés.
Réduction
Ce projet est avant tout destiné à la production de Leishmania virulents ou de tissus colonisés par les parasites pour permettre la réalisation des différents projets scientifiques du laboratoire. De fait il n’exige aucune approche statistique pour définir le nombre d’animaux à utiliser. Ce nombre est donc estimé en fonction des projets du laboratoire en sachant que les parasites purifiés à partir de chaque animal sont utilisés pour plusieurs types d’expérience qui sont ainsi planifiées en conséquence. Les animaux infectés devant être mis à mort pour la production de parasites ou de tissus infectés, il est donc impossible de les réutiliser.
Raffinement
Les animaux sont placés dans des cages en portoir ventilés, la nourriture et l’eau de boisson sont stérilisées (irradiation ou autoclavage). Tout le matériel utilisé (seringues, aiguilles, instruments de mesure) est stérile ou décontaminé avant contact avec les animaux. L’infection parasitaire étant silencieuse en termes de signes cliniques pendant les 8 premières semaines, souris ou hamsters sont observés tous les jours par le personnel de l’animalerie au moment du changement des cages ou par l’expérimentateur. A partir du 2ème mois suivant l’injection des parasites, les animaux sont également examinés chaque semaine pour l’apparition et le suivi des signes cliniques de la maladie. Pour les souris inoculées avec les parasites qui cible le derme, l’évolution de la lésion au site d’injection est estimée par mesure de l’épaississement du coussinet plantaire ou bien du site d’injection chaque semaine par l’expérimentateur. Lorsque celle-ci atteint une taille moyenne maximale de 10 mm (point limite dans le cas d’une injection dans les coussinets plantaires) ou en cas de nécrose les souris sont mises à mort. En cas de détérioration de l’état général des souris celles-ci seront mises à mort. Dans le cas des hamsters, les animaux sont pesés chaque semaine pour mesurer l’évolution de la leishmaniose. Les animaux sont mis à mort selon la procédure validée avant d’atteindre le point limite (20% perte de poids). Pour ces deux espèces, l’injection des parasites est réalisée après anesthésie légère des animaux. Durant la procédure, en cas de prostration ou difficulté locomotrice un gel d’hydratation pourra être placé dans la cage tout comme les granulés alimentaires. De même, une litière douce à base de cellulose pourra être substituée à la litière traditionnelle. Dans ce projet plusieurs sites d’injection des parasites seront comparés quant à la production en nombre de parasites et la possibilité de travailler sur les tissus parasités. Dans la mesure où aucune différence liée au mode d’administration ne serait mise en évidence, la voie d’inoculation choisie pour toute la durée du projet serait celle respectant au mieux la santé et le bien-être des animaux.
Choix des espèces
Le choix des modèles souris et hamster est lié à la susceptibilité de certaines de ces espèces vis-à-vis des Leishmania. Certaines lignées de souris consanguines dites sensibles permettent le développement de L. major, L. tropica et L. amazonensis dans les lésions localisées au site d’inoculation. Certaines souris sont préférentiellement choisies pour la production de ces parasites car elles développent rapidement des lésions très riches en amastigotes et non nécrosantes. En revanche le modèle souris est peu adapté pour les espèces de Leishmania viscérales telles que L. donovani ou L. infantum, d’où le choix du hamster qui développe une pathologie proche de celle observée chez l’homme et rend possible la production en nombre des parasites à partir de la rate et le foie des animaux infectés. L. major, L. tropica et L. amazonensis seront inoculées à des souris âgées de 5 à 8semaines. L. donovani et L. infantum seront inoculées aux hamsters entre la 5ème et la 8ème semaine soit avant la stabilisation de la prise de poids pour un animal non traité. En effet, l’un des premiers marqueurs révélateurs de l’initiation des dommages systémiques est la stabilisation dans la courbe d’évolution du poids, le second révélateur de la progression des dommages étant une perte pondérale.
Modèles chirurgicaux chez le rongeur
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Rats : 7500
Cochons d'Inde : 1500
Hamsters dorés : 750
Hamsters de Chine : 750
Des rongeurs sont opérés pour qu'on leur induise une maladie de Parkinson, d'Alzheimer ou un trouble cardiaque, afin que des clients de l'industrie pharmaceutique y testent leurs substances et leurs dispositifs médicaux. 13 500 rongeurs vont être utilisés, tous tués à l'issue, dont 7 500 rats, 3 000 souris, 1 500 cochons d'Inde et 1 500 hamsters, 8 100 d'entre eux dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Les opérations, d'une durée maximale de deux heures, consistent à déposer ou injecter une substance directement dans le cerveau ou dans le cœur, à poser un cathéter dans l'intestin grêle, ou à provoquer une insuffisance de la circulation sanguine dans le cœur. Le porteur écrit que les effets indésirables "ne dépassent pas deux semaines" et prévoit de tuer les animaux dont l'état ne s'améliore pas au-delà, l'établissement décrivant par ailleurs une prestation graduée pour ses clients, du développement du modèle à l'étude réglementaire.
Objectifs
L’objectif de ce projet est de réaliser différentes chirurgies chez le rongeur pour induire une pathologie, comme des troubles neurologiques tels que Alzheimer ou Parkinson mais aussi différents troubles cardio-vasculaires, ou encore pour réaliser des administrations directes dans l’intestin sans passer par l’estomac. Le but est d’évaluer l’efficacité ou la toxicité de substances ou dispositifs médicaux pour l’industrie pharmaceutique.
Bénéfices attendus
Ce projet permet d’induire des pathologies par chirurgie afin de tester une substance ou un dispositif médical sur des modèles expérimentaux correspondants. In fine, le bénéfice attendu est de pouvoir développer et tester ces substances sur l’Homme.
Procédures
Tous les animaux sont anesthésiés et analgésiés avant le début de la chirurgie. Pour les modèles de chirurgie intracérébrales, les animaux subissent le dépôt d'une substance test au contact du cerveau ou une injection directement dans le cerveau. Pour le modèle de pose de cathéter intraduodénal, les animaux subissent la pose d'un cathéter dans la partie initiale de l'intestin grêle pour administrer en direct une substance test. Pour les modèles de chirurgies cardiaques, les animaux subissent le dépôt d'une substance test au contact du coeur, ou une injection dans le coeur, ou encore une insufissance de la circulation du sang dans le coeur. En fonction du projet, différents prélèvements sanguins peuvent être réalisés. A l'issue du projet, tous les animaux sont mis à mort pour des analyses vitro et ex-vivo. La durée maximale de tous les actes chirurgicaux énoncés est de 2h.
Impact sur les animaux
Les modèles d’injections intracérébrales peuvent générer de la douleur et potentiellement des troubles neurologiques à plus ou moins long terme. Le modèle d’administration intraduodénale peut générer de la douleur et potentiellement des troubles intestinaux à plus ou moins long terme. Les modèles de chirurgies cardiaques peuvent générer de la douleur et potentiellement des troubles cardiaques à plus ou moins long terme. Ces effets peuvent aboutir à une baisse d’activité ainsi qu’un changement de comportement (baisse de la prise alimentaire, agressivité, auto-mutilation,…). Ces effets sont limités dans le temps et ne dépassent pas deux semaines. Si les effets indésirables, provenant de la chirurgie ou du traitement, s’étendent au-delà de deux semaines sans aucun signe d’amélioration, alors les animaux seront mis à mort.
Devenir
A l'issue de chaque procédure, tous les animaux sont mis à mort pour des analyses vitro et ex-vivo.
Remplacement
Le développement de produits pharmaceutiques ou de dispositifs médicaux nécessite de réaliser des expériences chez l’animal dans le cadre du développement non clinique, afin d’évaluer l’activité des produits dans un organisme complet et complexe : - Développement du modèle sur un petit nombre d’animaux, inférieur à 10 - Validation du modèle sur un plus grand nombre d’animaux - Etude pilote : application de la substance test sur un petit nombre d’animaux - Etude réglementaire : application de la substance test sur un nombre d’animaux permettant une analyse statistique représentative. Des tests in vitro sont réalisés au préalable par nos clients ou par notre installation. Il est nécessaire de recourir aux animaux afin de tester une substance dans un organisme complexe.
Réduction
Pour chaque protocole, le nombre d’animaux est réduit au minimum requis tout en permettant d’obtenir des résultats statistiquement fiables. Les analyses statistiques seront effectuées à l'aide d'un logiciel, comme décrit dans les procédures internes. La distribution des données sera vérifiée et les tests statistiques seront sélectionnés en fonction de la normalité des données. Afin de réduire le nombre d’animaux, des échantillons de sang, d’urine, de salive, de LCR (liquide céphalo-rachidien), de fécès ou des organes peuvent être prélévés pour des analyses à posteriori.
Raffinement
Pour les rongeurs, de l’enrichissement comme des batonnêts à ronger, des huttes/tunnels et du papier kraft sont ajoutés dans les cages. Les animaux sont hébergés en groupe sociaux compatibles. Pour la chirurgie, une anesthésie générale, adaptée en fonction des espèces, est réalisée. Une couverture analgésique adaptée est appliquée et évaluée en fonction des observations quotidiennes des animaux. En fonction du projet, le poids des animaux est enregistré deux fois par semaine jusqu’à la fin de l’expérience. Les animaux sont observés quotidiennement et un monitoring (observation du déplacement, posture, paralysie, comportement, respiration, aspect des yeux, de la peau, des poils, des muqueuses et des excrétions dans la cage) peut être mis en place. La perte de poids est évaluée en fonction du poids de départ de chaque animal ou du poids maximal de l’animal si celui-ci n'est pas adulte au début de l’étude. Selon les essais et besoins expérimentaux, une observation de la tolérance locale après chaque traitement peut être réalisée. Une observation accrue des animaux est réalisée 2 à 6 heures après les traitements. Des points limites adaptés sont mis en place.
Choix des espèces
Les rongeurs sont des mammifères de petite taille ayant un organisme similaire à l’Homme. Leur génotype est connu et ils sont faciles à héberger. En outre, de nombreux articles bibliographiques sont disponibles pour décrire les différents modèles. En fonction de la demande de nos clients (liée aux caractéristiques de la substance ou du dispositif testé) les animaux utilisés seront des adultes ou des jeunes adultes, car ils nécessitent un système immunitaire et des organes totalement développés et fonctionnels.
Etude de l’effet de la longueur de la chaine carbonée des acides gras sur la lipémie postprandiale
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
Améliorer l'image nutritionnelle des matières grasses laitières, et par là encourager leur consommation : 18 hamsters dorés vont être utilisés dans ce but, dans des procédures déclarées de souffrance légère, puis proposés à l'adoption ou inclus dans un autre protocole. Chacun jeûne douze heures avant d'être gavé à l'huile par sonde, une fois par semaine pendant trois semaines. Sous anesthésie gazeuse, jusqu'à 10 % de leur volume sanguin leur est prélevé chaque semaine, en six ponctions étalées sur six heures lors du premier cycle, trois lors du second. Le porteur revendique une réduction de plus de moitié des effectifs grâce à cette réutilisation des mêmes individus, et annonce comme bénéfice une meilleure qualité nutritionnelle des produits laitiers, qui "encouragerait davantage leur consommation".
Objectifs
L’ingestion d’un repas riche en graisse provoque une augmentation excessive des lipides dans le sang. Cette augmentation du taux de lipides dans le sang est connue comme étant un facteur de risque de développer des maladies cardiovasculaires. Dans cette étude, nous allons vérifier si le remplacement d’une partie des lipides alimentaires par des acides gras qui ont une structure particulière (dits acides gras à chaînes courte et moyenne) entraînerait une moindre augmentation du taux de lipides après un repas et serait donc favorable à une meilleure santé cardiovasculaire. Nous prévoyons donc d’administrer ces lipides laitiers par voie orale à des hamsters, d’analyser les différents taux de lipides dans le sang pendant les 6h qui suivent l’administration et de comparer les résultats avec ceux obtenus après l’administration chez ce même groupe de hamsters de lipides laitiers standard ou de l’huile de palme (acides gras connus pour leur effet délétère). Ces expériences seront réalisées sur deux lots d'animaux et les expérimentations sur chaque lot sont appelées par la suite cycle 1 d'expérimentation et cycle 2 d'expérimentation.
Bénéfices attendus
Il est attendu une diminution des taux de lipides dans le sang après l’ingestion des lipides laitiers riches en acides gras à chaînes moyennes et courtes comparé aux lipides laitiers standard ou encore à l’huile de palme. Trois paramètres seront étudiés : l’évolution du taux de lipides pendant 6 heures après l’administration, taux cholestérol estérifié dans les HDL (bon cholestérol) et les LDL (mauvais cholestérol) et la mesure d’activité d’un transporteur de lipide (CETP). Les produits laitiers sont une source importante de protéines et de calcium, et leur consommation fait partie intégrante des habitudes alimentaires en France. La modification de leurs lipides pour les rendre moins susceptibles d’induire des maladies cardiovasculaires constituerait une amélioration significative de leur qualité nutritionnelle, et encouragerait davantage leur consommation.
Procédures
- Mise à jeun (12h) avant chaque gavage à l'huile à l'aide d'une sonde souple. - Gavages une fois par semaine pendant 3 semaines. - Prélèvement de sang sous anesthésie gazeuse :
Impact sur les animaux
Gavage => nuisances en lien = stress de courte durée lié à la contention. Prélèvements sanguins sur animaux anesthésiés => nuisances en lien = stress lié à l'anesthésie
Devenir
Les animaux peuvent être inclus dans la mesure du possible dans un autre protocole. Autrement, ils seront proposés à l'adoption (placement).
Remplacement
La lipémie postprandiale est le résultat de plusieurs processus physiologiques impliquant la digestion, l'absorption, l'hydrolyse et la captation tissulaire. Son évaluation exige donc une expérimentation in vivo. Il n'existe aucune méthode alternative (in silico ou in vitro) permettant de rendre compte de la complexité des mécanismes physiologiques impliqués dans la réponse postprandiale.
Réduction
Afin de limiter le nombre d'animaux utilisés dans cette étude, nous avons prévu la réutilisation des animaux, dans chacun des 2 cycles, avec des périodes de wash-out de minimum une semaine. En effet dans notre étude nous avons trois groupes correspondant chacun à une fraction lipidique. En théorie, il aurait fallu 54 animaux, au total, pour avoir 9 animaux/groupe/cycle d'expérience, alors que nous prévoyons seulement 18 hamsters pour la totalité de l'étude, soit une réduction de plus de 50%.
Raffinement
L'hébergement respecte les recommandations en vigueur chez les animaux de l'étude. L'enrichissement du milieu de vie est régulièrement amélioré (mise à disposition de carrés de coton, des tunnels, des morceaux de bois, du Sizzle dry Kraft pour occuper chaque individu dans la cage). Un suivi régulier des animaux est assuré par le personnel animalier (observation quotidienne de l’état général et du comportement, pesées hebdomadaires). Les protocoles expérimentaux pour chaque procédure sont optimisés afin d’obtenir le maximum d’informations et des résultats fiables. Les procédures utilisées étant de sévérité légère, nous utilisons des points limites adaptés qui consistent essentiellement à surveiller le poids des animaux, un animal ayant perdu du poids ne sera pas utilisé après la période de wash-out. Les points limites retenus pour la procédure expérimentale de ce projet seront déterminés lors du suivi quotidien des animaux. Une mauvaise hygiène, un repliement sur soi, une diminution de l’activité, une diminution de la prise alimentaire (boisson et nourriture), une perte de poids (>10%) représentent des critères d’observation traduisant la présence d’une souffrance. En cas de souffrance, l’animal est mis en observation pour d’éventuels soins. Si la souffrance, pour des raisons inconnues, persiste, l’animal est euthanasié.
Choix des espèces
Le hamster syrien doré est un animal qui présente de nombreuses similitudes en ce qui concerne le métabolisme des lipides. Il présente une gestion de l'absorption des lipides ainsi qu'une répartition de cholestérol présence du bon et du mauvais cholestérol) similaires à ce qu'on retrouve chez l'homme. Nous avons fait le choix d'utiliser des hamsters adultes (âgés de plus de 8 semaines, environ 100g) ce qui nous permet de réaliser les différents prélèvements dans de bonnes conditions.
Utilisation d’animaux dans le cadre de la formation interne du personnel
- Formation professionnelle
Rats : 100
Cochons d'Inde : 40
Hamsters dorés : 100
Lapins : 40
55 des 480 animaux non-humains de ce projet pourront être proposés à l'adoption, les autres étant tués, y compris ceux qui n'auront pas trouvé d'adoptant au bout des six mois de formation. 200 souris, 100 rats, 100 hamsters dorés, 40 lapins et 40 cochons d'Inde vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, 80 d'entre eux étant opérés sous anesthésie et tués avant tout réveil. Ils sont utilisés pour l'apprentissage des gestes par une équipe de 10 à 20 personnes : contention, injections sous-cutanées, intramusculaires, intraveineuses, intratrachéales, intra-articulaires, intravitréennes ou dans le coussinet du pied, prélèvements sanguins, chirurgies jusqu'à 30 minutes. Le porteur reconnaît que ces gestes sont pratiqués par du personnel qui ne les maîtrise pas encore, qualifie l'entraînement sur animaux vivants de "nécessaire", et justifie la mise à mort finale par les germes accumulés au fil des manipulations.
Objectifs
L’établissement utilisateur est spécialisé dans la recherche pré-clinique et participe à l’établissement de modèles afin de tester de nouvelles molécules/produits pour la mise sur le marché de nouveaux médicaments, vaccins, dispositifs médicaux et thérapies. Il effectue des études de tolérance, d’efficacité, de biodistribution… sur différents modèles animaux lui permettant entre autres d’étudier l’oncologie, les maladies infectieuses virales et bactériennes et les maladies inflammatoires ostéoarticulaires. Pour que ces études soient menées par du personnel qualifié, la formation initiale et continue du personnel est primordiale. Une équipe de 10 à 20 personnes maximum sera régulièrement formé sur 5 ans. Ce projet a pour objectif de définir l’utilisation des animaux utilisés à des fins de formation afin de garantir la réalisation et la maitrise des gestes techniques dans les études. L’utilisation d’animaux de formation est nécessaire afin de permettre au personnel : - de se former sur les gestes techniques (cas de la formation initiale, ainsi que du maintien des compétences), - de s’exercer/s’entrainer à la réalisation de nouveaux gestes pour l’établissement d’un nouveau modèle.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour but de former et qualifier le personnel sur la réalisation des actes techniques sur animaux afin d’acquérir de nouvelles compétences. L’acquisition et la maitrise de ces nouvelles techniques permettront de réduire l’impact que celles-ci vont avoir sur les animaux. De plus ces animaux seront aussi utilisés pour le maintien des compétences techniques du personnel.
Procédures
Selon les procédures, les animaux pourront etre utilisés pour de la formation à des fins de contention/ préhension, injection selon différentes voies d'administration, prélèvement sanguin, et procédures chirurgicales. Ces actes de formations sont classés en 3 catégories : Léger, Moyen et Invasif, prenant en compte l’impact en termes de stress, douleur et désagrément pour l’animal. En fonction de leur catégorie, ces actes ont une fréquence maximale de réalisation (nombre d’acte maximum pouvant être réalisé sur un animal sur un jour) ainsi qu’un délai avant réutilisation (temps de repos à respecter ; en nombre de jour). - Les actes classés comme « Léger » : l’identification, les injections sous cutanées, intrapéritonéales, intranasales, per-os, prélèvement oropharyngé et lavage nasal ont une fréquence de réalisation de 3 fois par jour maximum. La durée de ces actes est inférieure à 1 minute. Le temps de repos à respecter avant réutilisation est de 3 jours. La contention et la préhension des animaux n'étant pas invasive peut durer plus longtemps afin que le manipulateur se sente alaise (par session de 2 à 3 minutes) - Les actes classées comme « Moyen » : les injections intradermiques, intramusculaires, intraveineuses, intratrachéales et prélèvement de sang avec réveil ont une fréquence de réalisation de 2 fois par jour maximum. Le temps de repos à respecter avant réutilisation est de 7 jours. La durée de ces actes est inférieure à 1 minute. - Les actes classés comme « Invasif » : les injections intra-articulaires, intravitréennes, dans le coussinet du pied peuvent être réalisés une seule fois par jour maximum. Le temps de repos à respecter avant réutilisation est de 15 jours. La durée de ces actes est inférieure à 1 minute. Certains actes ne permettent pas la réutilisation des animaux car sont des actes terminaux (impliquant la mise à mort). Les chirurgies sont considérées comme des actes invasifs (jusqu'à 30 minutes) mais les animaux ayant subis une chirurgie ne peuvent pas être réutilisés dans le cadre de nouvelles formations.
Impact sur les animaux
Les animaux étant utilisés à une fin de formation, leur manipulation ainsi que les actes réalisés seront réalisées par du personnel qui ne maitrise pas encore les bons gestes. Ceci sera susceptible d’induire un stress aux animaux. Afin que les actes réalisés par le personnel en cours d’apprentissage soient encadrés et réalisés de la meilleure façon (pour la maitrise du geste ainsi que pour l’animal), les sessions de formation pourront être réalisées sous anesthésie et seront supervisées par un membre du personnel qualifié ou un intervenant extérieur (par exemple le vétérinaire).
Devenir
Les animaux des procédures légères et modérées pourront soit être mis à mort à l'issue de leur utilisation en tant qu'animaux de formation soit être proposés à l'adoption. Dans ce cas, l'avis de la Structure chargée du bien-etre animal sera sollicité afin de déterminer si les animaux sont éligibles à l'adoption en fonction des actes qu’ils ont subis. Pour les animaux n'ayant pas trouvé d'adoptant, la mise à mort pourra se faire à tout moment de la procédure si leur état clinique le nécessite, sinon ils seront euthanasiés à l'issue des 6 mois de la procédure de formation (=fin de la procédure) afin d'éviter les risques biologiques pouvant toucher le reste de l’animalerie en étant porteur de germes accumulés au cours de leur différentes manipulations.
Remplacement
Le recours à l’utilisation d’animaux de formation est nécessaire afin d’acquérir et maintenir la maitrise des gestes techniques mis en œuvre sur les animaux avant la manipulation et la réalisation d’actes sur des animaux d’étude. L’entrainement sur animaux vivants permet également de suivre l’état clinique de l’animal à postériori de la formation (suivi post geste dans le temps), validant ou non la bonne réalisation du geste.
Réduction
Afin de réduire le nombre d’animaux à commander spécifiquement en vue d’être utilisé pour de la formation, les animaux de fin d’étude (qui n’ont pas été mis à mort) et les animaux sentinelles pourront être réutilisés en tant qu’animaux de formation, si leur état le permet. La réutilisation de ces animaux en tant qu’animaux de formation sera encadrée par la Structure chargée du bien-être animal (SBEA). L’utilisation d’animaux de formation doit répondre à un besoin précis (besoin de formation à un nouveau geste, maintien des compétences ou établissement d’un nouveau modèle), leur commande est donc motivée par un besoin. Le nombre d’animaux nécessaire est évalué en fonction du nombre de personnes à former, de la complexité du geste et de son degré de sévérité (précédemment détaillé en « Léger », « Moyen » ou « invasif ») impactant notamment le temps de repos avant réutilisation. De plus, afin d’optimiser l’utilisation de chaque animal et de réduire le nombre d’animaux de formation, chaque animal pourra être réutilisé en fonction des actes qu’il a déjà subis. Les règles suivantes ont été établies : - Jusqu’à trois actes différents peuvent être réalisés sur un même animal par session de formation si ce sont des actes de sévérité légère, - Il n’est pas possible de réaliser plusieurs actes de sévérité moyenne sur un même animal lors d’une même session de formation, - De manière générale, aucun autre acte (même de sévérité moins élevée) ne peut être effectué sur le même animal si la formation porte sur la réalisation d’un acte « Invasif » (sauf si l’acte invasif en question est un acte terminal) lors d’une même session de formation.
Raffinement
Une période d’acclimatation de 5 jours minimum sera respectée pour les rats, souris, hamsters et de 7 jours minimum pour les lapins et cobayes . Les animaux seront hébergés en cage (ou en parc ouvert pour les lapins) de manière collective durant toute leur durée de vie (sauf exception en cas de bagarre ou blessure), avec des enrichissements appropriés (abris, matériel de nidation, plateformes, bois à ronger…) aux besoins physiologiques de chaque espèce. En cas d’hébergement individuel (en cas de bagarre ou blessure), les cages (ou parcs) seront organisées de manière à permettre à minima un contact visuel avec les animaux adjacents et un enrichissement supplémentaire (ex : mouchoir pour rongeurs, balle pour les lapins) sera apporté. Ce type d’hébergement présente l’avantage de mieux vérifier la prise alimentaire et l’abreuvement de chaque animal, et ainsi vérifier leur état général. Les animaux seront observés quotidiennement afin de détecter tout signe clinique anormal et ainsi prendre le plus rapidement possible, les mesures nécessaires : mesure de soutien (désinfection de plaies, isolement, réchauffement, etc…) ou la mise à mort des animaux ayant un état clinique jugé moribond. Le poids des animaux sera mesuré à minima 1 fois par semaine. Toute anomalie clinique sera rapportée au vétérinaire responsable du suivi. En cas de besoins, un traitement approprié sera mis en place (injection de fluides, analgésiques, anti-inflammatoires, etc…) sous prescription et/ou avis vétérinaire. Pour la réalisation des actes techniques, les animaux pourront être anesthésiés et un temps de repos avant réutilisation (entre chaque session de formation) a également été défini.
Choix des espèces
La réalisation des actes techniques de formation sera réalisée sur les mêmes espèces que celles des études. Plusieurs espèces sont nécessaires dans ce projet car les gestes et les qualifications diffèrent selon chaque espèce. Les espèces seront choisis en fonction des besoins des actes de formation à réaliser. Les animaux étant destinés à de la formation il n’est pas nécessaire d’avoir un âge précis. Néanmoins ils auront à minima entre 7 et 8 semaines à réception (pour les animaux commandés spécifiquement ) pour les souris, rats, hamsters et 10 à 11 semaines pour les cobayes et lapins. De cette façon leur poids (après acclimatation) permettra la réalisation d’actes tel que les prélèvements de sang.
Evaluation précoce de la toxicité de produits futurs candidats médicaments
- Recherche appliquée
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
Rats : 1500
Cochons d'Inde : 100
Hamsters dorés : 110
Gerbilles de Mongolie : 110
Trier des candidats médicaments avant les études réglementaires : 6 000 souris, 1 500 rats, 110 hamsters dorés, 110 gerbilles de Mongolie et 100 cochons d'Inde vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Ils reçoivent jusqu'à quatre administrations par jour pendant vingt-huit jours, à doses toxiques ou maximales tolérées, avec chirurgie pour certaines voies, perfusions de plus d'une heure et prélèvements de sang répétés. Les effets annoncés vont des diarrhées aux signes neurologiques, avec une perte de poids pouvant atteindre 20 %. Le porteur présente ce tri précoce comme un moyen d'éviter des études réglementaires "coûteuses d'un point de vue éthique et économique", et prévoit environ 75 études par an sur cinq ans.
Objectifs
Le projet a pour objectif : • d’étudier les putatifs mécanismes de toxicité liée à l’administration de la molécule d’intérêt. La détection précoce de toxicité permet d’arrêter le développement d’une molécule avant des études de toxicologie règlementaires couteuses d’un point de vue éthique et économique. Ces effets toxiques pourront être reliés à la concentration circulante du candidat médicament administré grâce à des données de toxicocinétique générées en parallèle. • de déterminer dans le cas de toxicité des biomarqueurs pertinents qui pourront être par la suite étudiés chez l’homme. •de caractériser éventuellement des populations répondeuses ou non à la molécule d’intérêt en associant des méthodes d’analyses ex vivo de génomique, protéomique ou métabolomique
Bénéfices attendus
Le projet vise à détecter très tôt dans le développement les effets de toxicité d'un composés test ce qui obligatoirement implique l'arrêt du développement d’une molécule avant même les études de toxicologie règlementaires coûteuses d’un point de vue éthique, en animaux, et économique. Le projet permet d'apporter des informations aux agences de réglementations pour prendre la décision de commercialiser un médicament chez l'homme ou l'animal. Le projet contribue à mettre sur le marché des médicaments sûrs et sécurisés chez l'homme et chez l'animal pour des maladies dont les besoins thérapeutiques sont non satisfaits à ce jour (domaine du cancer, infectieux et système nerveux). Le projet contribue à comprendre les mécanismes de toxicité d'une famille de composés et sélectionner ainsi des composés d'intérêt et des doses adminsitrées beaucoup plus sûrs.
Procédures
Les animaux subissent des adminsitrations uniques voire répétées sur 28 jours maximum de composé d'intérêt à des doses élévées afin d'identifier des effets secondaires susceptibles d'être observés chez l'homme. Pour les voies d'administration contraignantes, les animaux sont anesthésiés pour éviter tout inconfort ou souffrance inutile. Des prélèvements de sang sur animaux vigiles ou anesthésié sont également effectués pour mesurer les concentrations du composés d'intérêt dans le sang ou les tissus pour évaluer l'exposition des animaux au composé ou suivre un biomarqueur qui réflète l'évolution de lésions. Le maximum d'administrations quotidienne est de 4 et ceux pendant 28 jours maximum. La durée de ces administrations vont de quelques secondes pour une voie orale à moins d'une heure pour les perfusions longue durée sur animal contraint et à plus d'une heure pour des animaux libre de leurs mouvements. Le maximum de prélèvements de sang est limité au volume totale de sang prélevé sur une semaine qui doit être infèrieur à 10% du volume de sang total. La durée de ces prélèvements n'excèdent pas 2 minutes.
Impact sur les animaux
La manipulations des animaux peuvent entrainer des nuisances : - Pesée : stress de la manipulation, limité par de méthodes de préhension douces des animaux (léger) ; - Administrations de produits: stress de la manipulation et éventuelle douleur au point d’injection (léger). Certaines voies d’administrations lentes nécessitent une contention un peu plus longue. Certaines voies d’administration nécessitent une intervention chirurgicale (modéré) : effet de l’anesthésie, douleur per et post-opératoire, fortement limitée par l’anesthésie et l’analgésie adaptées. - Des prélèvements de sang peuvent être effectués : stress de la manipulation et éventuelle douleur au point de prélèvement(léger). - Hébergement individuel temporaire, soit pour recueil d’urine/fécès, soit en post-opératoire (léger). L'exposition des animaux à des doses toxiques ou de doses maximales tolérées de composés à tester peuvent provoquer des effest indésirables. Ces effets seront très limités dans le temps par la mise en place de critères d'arrêt anticipés et de suivi très rigoureux des animaux. Les animaux peuvent manifester des signes légers ou modérés d’inconfort, de stress :changements de comportements, baisse de la prise alimentaire ou hydrique, dégradation de l’état général , modifications de la fréquence respiratoire, manifestation de signes d’origine neurologique, selles diarrhéiques ou perte de poidsl (
Devenir
Les animaux sont tous mis à mort en fin d'étude. Pour les besoins de l’évaluation de la tolérance des composés testés, les organes doivent être observés et des analyses tissulaires réalisées qui nécessitent la mise à mort des animaux en fin d'étude.
Remplacement
De nombreux test in vitro de toxicité remplacent déjà les animaux. Il s'agit de tests orientés sur un organes. Il n'existe pas de tests englobant l'ensemble des systèmes biologiques
Réduction
Le nombre d’animaux est déterminé pour répondre à la question scientifique de l’étude. Le nombre d’animaux s’appuie sur des recommandations internationales dans le domaine de la toxicologie et des publications scientifiques. Le nombre minimal par cohorte est réduit à 3 pour répondre scientifiquement à l’objectif de l’étude. Les recommandations de l’EMA demandent également à réduire autant que possible le nombre d’animaux, notamment en évitant d’ajouter des groupes contrôles ou véhicule quand cela est possible, notamment lorsqu’il existe des données déjà publiées ou historiques. Le nombre d’études sur les 5 prochaines années pour ce projet a été déterminé à partir des données historiques. Concernant les Hamsters, Cobaye et Gerbille environ 4 études par an peuvent être envisagées. Ces études comportent 4 groupes d’au maximum 4 animaux soit 16 animaux par études. Concernant les souris et rats, les études par composé comportent 4 groupes de 5 animaux en moyenne (minimum n=3, maximum n=8) soit 20 animaux pour un composé. Nous considérons 1 étude par composé et nous envisageons de tester environ 75 composés par an soit 75 études par an, avec un 80% d’études souris et 20% d’études rats. Les données expérimentales sont analysées avec des tests statistiques adaptés. Dans le cadre de la réduction du nombre d’animaux, lors d’administration de fortes doses, un ou deux animaux de lacohorte est traité afin d’évaluer la tolérance au produit à fortes doses. En cas de signes cliniques majeurs sur cesanimaux, le reste de la cohorte ne sera pas traité aux fortes doses. Par ailleurs, les fortes doses seront administrées lorsque la certitude d’absence d’effets secondaires sera observée sur les doses inférieures autant que possible.
Raffinement
L'ensemble des procédures contraignantes jugées douloureuses pour les animaux sont faites sous anesthésie générale par inhalation ou par injection de composés à propriétés anesthésiantes. Les étapes de contention sont limitées (
Choix des espèces
Le choix de l’espèce est défini par les lignes directrices internationales (ex. ICH, CHMP, OECD, WHO, FDA, MHLW) et sur des bases scientifiques telles que la cible thérapeutique visée, le(s) véhicule(s) envisagé(s) et les données disponibles de pharmacocinétique, de métabolisme et de toxicologie in vitro. Le stade adulte est celui utilisé afin de disposer d’animaux dont les systèmes biologiques sont matures. Exceptionnellement, des animaux juvéniles pourraient être utilisés si un impact sur le développement de l’animal doit être évalué.
Formations aux procédures peu ou faiblement invasives en recherche animale.
- Formation professionnelle
Rats : 80
Cochons d'Inde : 30
Hamsters dorés : 30
Lapins : 30
Chats : 10
Chiens : 10
Cochons : 5
Déjà passés pour la plupart par d'autres projets, 295 animaux non-humains de huit espèces (100 souris, 80 rats, 30 cobayes, 30 hamsters dorés, 30 lapins, 10 chats, 10 chiens et 5 porcs) vont être exploités dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour former le personnel d'une plateforme d'expérimentation animale. Les rongeurs reçoivent sous anesthésie trois injections d'essai, les lapins des injections, des prises de sang ou des poses de cathéter, les chiens et les chats jusqu'à huit tentatives de ponction veineuse et le geste d'ouverture de la bouche, les porcs des prises de sang à la veine sous-clavière et des cathéters posés à l'oreille. Le porteur reconnaît "un peu plus de stress, de douleur ou d'angoisse" quand la personne formée est "moins habile ou moins rapide". Il cite des cadavres, des simulateurs inertes et des vidéos, et conclut qu'il "n'est pas toujours possible de remplacer l'animal". Il prévoit de garder en vie "la plupart" d'entre eux pour d'autres séances, après sept à quinze jours de repos, sans dire ce qu'il advient des autres.
Objectifs
Notre établissement utilisateur est une plateforme expérimentale qui dispose d’un agrément pour un grand nombre d’espèces animales qui sont incluses dans des protocoles expérimentaux en fonction des autorisations de projets obtenues pour des équipes de recherche de notre institution ou d’institutions partenaires. Il arrive qu’une espèce animale pour laquelle nous disposons de l’agrément ne soit pas utilisée pendant une période d’un ou deux ans. Afin de réaliser au mieux les procédures expérimentales demandées, et l’application des procédures en limitant le stress et la douleur des animaux, tout en obtenant des résultats scientifiques fiables, il peut être nécessaire de faire appel à des séances de formation interne pour notre personnel. D’autre part, lors de l’embaûche d’un nouveau membre de notre équipe, une période de tutorat est mise en place pour l’acquisition ou la validation des compétences techniques. Dans ce cas, s'il n’est pas possible que ceci soit fait lors d’études en cours, nous organisons des séances de travaux pratiques avec ces personnes et les membres de l’équipe qui ont aussi besoin d’être formées, qualifiées ou re-qualifiées. La décision est prise par la personne en charge de l’organisation et la plannification interne, en accord avec la personne responsable du suivi des compétences, mais elle est soumise à l’avis de la Struture Chargée du Bien-Etre Animal de l’établissement.
Bénéfices attendus
Nous attendons des séances de formations pratiques en interne qu’elles donnent suffisamment de dextérité et d’assurance aux personnels pour que les procéures expérimentales exigées par les projets autorisés soient menées avec succès et en limitant le stress, l’angoisse et la douleur des animaux inclus.
Procédures
Rongeurs (souris, rat…) : 3 essais des actes différentes tel qu’une administration sous-cutanée ou une administration intra-musculaire ou intra-péritonéale, pendant l’anesthésie. Lapins : une injection sous-cutanée/ intra-musculaire et une prise de sang/pose de cathéter sous anesthésie général ou sur animal vigile avec anesthésie local, avec un maximum 2 ponctions par site. Chiens/chats : geste de l’ouverture de la bouche ainsi qu’un prélèvement sanguin, à raison d’un maximum de 8 essais de ponctions veineuses, mais au maximum 2 ponctions par site. Ceci est un maximum qui est rarement atteint, en général 2 à 3 essais sont suffisants. Porc : le prélèvement sanguin à la veine sous-clavière et la pose de cathéter à l’oreille sous anesthésie et pas plus de deux ponctions par veine et par séance (auriculaire et sous clavière). La durée de ces actes est estimée de quelques secondes à 2 minutes.
Impact sur les animaux
Dans ce projet, il s’agit principalement de permettre aux nouveaux arrivants d'apprendre les gestes techniques comme : le prélèvement sanguin / la pose de cathéter ou l'injection sous-cutanée / intramusculaire / intra-péritonéale, ou le geste d'ouverture de la bouche. Les nuisances sont celles qui sont inhérentes à chaque acte technique auquel les animaux sont soumis, mais avec, potentiellement, un peu plus de stress, de douleur ou d’angoisse si la personne en formation est moins habile ou moins rapide. À titre d’exemple, pour une séance de travaux pratiques, un rat peut subir deux ou trois injections par voie sous cutanée ou intraveineuse qui normalement dure moins d’une minute. Ici la durée sera un peu plus long.
Devenir
Dans ce projet, la grande majorité des actes techniques à mettre en place sont peu invasives. Ainsi, la plupart des animaux seront gardés en vie à l'issue de leur procédure, afin de pouvoir être réutilisés, après avis du vétérinaire sanitaire et de la structure chargée du bien-être animal, prenant en compte un temps de repos suffisant en fonction de la procédure qui a été effectuée sur l'animal, ainsi que leur état de santé et des possibilités de réutilisation.
Remplacement
La progression pédagogique pour l’acquisition des actes techniques passe par la formation théorique. Elle inclut un cours ou l’étude des documents qualité, le visionnage de photos et de vidéos, l’utilisation de cadavres ainsi que de modèles inertes de simulation présents dans notre institution. Tout au long du déroulement du projet, nous enrichirons notre banque d’images et de vidéos pour améliorer la qualité des cours. Ces éléments sont toujours à disposition de l’équipe de l’établissement pour un visionnage à volonté. Il est également possible de former les nouveaux arrivants au cours des études, ce qui est déjà le cas. Cependant, dans certains cas, il est nécessaire de pratiquer les gestes techniques sur des animaux vivants pour garantir la qualité des résultats d’étude. Il n’est pas toujours possible de remplacer l’animal dans le cadre des formations.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisé dans une séance est limité au minimum et nous utilisons principalement des animaux qui ont déjà participé à un autre projet et qui n’ont pas de problème clinique suite à cette inclusion. L’acquisition d’un geste technique sur un rongeur ne nécessite pas plus de 3 répétitions bien réalisées par la personne formée. Pour les prélèvements et/ou administrations chez le rongeur : deux à trois animaux par personne et par séance sont donc suffisants. En revanche, chez les porcs, les chiens et les chats, un animal peut être utilisé par plusieurs personnes successivement et anesthésié si besoin, ce qui peut mener à utiliser par exemple un porc pour former 2 à 3 personnes aux prises de sang. De plus, nous privilégions la formation des nouveaux arrivants pendant les études.
Raffinement
Les techniques utilisées sont les mêmes que celles que nous mettons en œuvre pour nos projets. Deux principales mesures de raffinement sont utilisées. La première est la limitation du nombre d’actes par animal et par séances. Deux à huit répétitions de geste par animal et par séance. Si ce nombre devait être dépassé, la séance se passe sous anesthésie générale. Les volumes administrés ou prélevés sont minimes (< 1 ml). Largement inférieurs aux recommandations d’usage en recherche, puisque ce qui compte est que le geste soit bien réalisé. L’autre est un enregistrement précis des utilisations et réutilisations de chaque animal en respectant un temps de repos de 7 jours entre deux séances sans anesthésie et 15 jours entre deux séances avec anesthésie. Toute blessure au cours de la séance est prise en charge et prolonge le temps de repos de l’animal. De plus, les conditions hébergement des animaux seront adaptées à chaque espèce, ainsi que leurs soins quotidiens. Seuls les animaux en bonne santé participent à ces séances de formation. Les séances sont interrompues si les animaux montrent un signe de mal-être ou de stress trop important.
Choix des espèces
Globalement, nous pouvons être amenés à organiser des TP sur toutes les espèces animales qui sont utilisées dans nos procédures de recherche. Les séances de formation sont organisées pour les nouveaux arrivants ou pour des rappels aux personnes déjà en place. Elles concernent les gestes techniques sur rongeurs, lapins, porcs, chiens ou volailles. Exceptionnellement et beaucoup plus raprement pour d’autres espèces, les formations se font par tutorat pendant les procédures.Si nous devions utiliser d’autres espèces, nous le signalerons. Les animaux sont des animaux réutilisés d’autres projets qui généralement font appel à de jeunes adultes
Formation aux actes techniques réalisés sur les animaux utilisés en cours de procédures expérimentales
- Enseignement supérieur
Rats : 515
Cochons d'Inde : 475
Hamsters dorés : 150
Lapins : 635
635 lapins, 515 rats, 475 cochons d'Inde, 225 souris et 150 hamsters dorés vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures dont la gravité déclarée va du "sans réveil" au sévère. Ils sont utilisés pour entraîner le personnel aux gestes techniques, injections, prélèvements, intubations et chirurgie, non pour produire des connaissances mais pour maintenir des compétences. Le porteur reconnaît une douleur et un stress lors des procédures, un hébergement isolé après chirurgie et un risque infectieux. Il présente l'entraînement préalable sur mannequins et sur animaux déjà tués comme un moyen de réduire le nombre d'animaux utilisés.
Objectifs
Ce projet a pour but de maintenir et de compléter les compétences acquises au cours des formations initiales et réglementaires (formation en chirurgie et formation spécifique à l'expérimentation animale) et de ce fait, d'assurer à la fois le bien-être animal et la pertinence scientifique des résultats obtenus lors de ces procédures.
Bénéfices attendus
La maîtrise des actes techniques permet de réduire le nombre d’animaux utilisés, en assurant la pertinence scientifique des modèles expérimentaux et en limitant le nombre d’animaux utilisés au strict nécessaire pour obtenir les résultats escomptés. De plus, ce haut niveau de maîtrise permet de limiter la douleur, la souffrance ou l’angoisse que peuvent subir les animaux au cours de leur utilisation.
Procédures
1/Les administrations seront effectuées sur animaux vigiles : injection intradermique, sous cutanée, intramusculaire, intrapéritonéale et per os. Le temps estimé pour réaliser 1 administration hors intubation est de moins d’1 min. Ajouter 2 min environ pour mettre en évidence le site d’administration à l’aide d’une contention adaptée et 5 min si une tonte de la zone. Les intubations seront réalisées sur animaux anesthésiés. Le temps estimé pour mettre sous inhalation, implique une prémédication (1 min), action des molécules 15 à 20 min, mise sous gaz anesthésique (environ 4 min). Procédure complète : 25 à 30 min. 2/Les animaux seront soumis à des administrations intraveineuses, effectuées vigiles. Le temps estimé pour réaliser 1 administration ou un prélèvement est d’environ 1 min. Ajouter 2 min pour mettre en évidence le site et 5 min si tonte. Procédure complète : 5 à 10 min. 3/Les administrations / prélèvements seront réalisées sur animaux anesthésiés. Le temps estimé pour réaliser 1 administration / prélèvement est de moins d’1 min. Ajouter l’anesthésie (prémédication 1 min) action des molécules 15 à 20 min puis mise sous gaz anesthésique (4 min). Procédure complète : 25 min. 4/Les administrations / prélèvements seront réalisés sur animaux anesthésiés. Le temps estimé pour réaliser 1 administration / prélèvement est d’environ 1 min. Ajouter l’anesthésie avec la prémédication (1 min), action des molécules 15 à 20 min, réaliser la tonte et l’aseptie. Procédure complète : 25 à 30 min. 5/Les applications seront effectuées vigiles. Le temps estimé pour réaliser 1 application est d’environ 1 min. Ajouter 2 min pour mettre en évidence le site d’administration et 10 min si une tonte de la zone est nécessaire. Procédure complète : entre 5 et 15 min.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues sont : - douleur et stress lors de la réalisation des procédures expérimentales. - en phase post-opératoire, les animaux pourront être hébergés individuellement de façon temporaire, ce qui peut également causer un stress à l’animal chez les espèces sociables. - effets de l’anesthésie et/ou de la chirurgie, pendant quelques jours : perte de poids ou d’appétit, baisse d’activité, comportements atypiques... - risque infectieux suite à la chirurgie.
Devenir
Utilisation des animaux en continue jusqu’à la mise à mort pour des formations de prélèvements d’organes, de tissus.
Remplacement
Des méthodes de remplacement sont mises en place pour l’acquisition de certaines compétences : par exemple, entrainement sur mannequins ou sur animaux euthanasiés (contention, injection intraveineuse ou sous-cutanée, prélèvement sanguin intraveineux, administration orale, suture...). Cependant, certains actes nécessitent malgré tout le recours à des modèles animaux pour finaliser la formation des opérateurs dans des conditions les plus proches possible des situations réelles..
Réduction
Le recours aux mannequins ou l’utilisation d’animaux euthanasiés provenant d’autres procédures permet également de diminuer le nombre d’animaux utilisés pour l’entraînement et la formation du personnel. De plus, la réutilisation d’animaux permet de réduire encore le nombre d’animaux utilisé pour la formation.
Raffinement
Grâce à l’entrainement préalable sur mannequins et sur animaux euthanasiés permettant des gestes plus assurés de la part des opérateurs, les manipulations des animaux provoquent moins de stress. En cas de signes de stress ou de douleur, ou en amont lorsqu’ils sont prévisibles, une analgésie associée si besoin à une anesthésie sera réalisée.
Choix des espèces
Le choix de l’espèce animale se fera conformément au besoin de la formation, et en adéquation avec les exigences de compétence pour la mise en œuvre des projets. En l’absence d’exigence particulière, l’utilisation d’animaux au stade adulte est privilégiée.
Production de sérums hyperimmuns et collecte d’organes spécifiques des différents variants du virus SARS-CoV-2 pour le développement et la validation d’outils de diagnostic.
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Maladies infectieuses
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
280 hamsters dorés vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils sont infectés par voie nasale avec des variants du SARS-CoV-2, puis soumis à une prise de sang intracardiaque terminale sous anesthésie pour produire des sérums et prélever des organes. Le porteur indique n'attendre qu'une perte de poids transitoire et aucun autre symptôme, et présente la production de mini-organes comme un moyen de réduire à terme le recours aux animaux. Il affirme que le hamster est "le modèle animal le plus sensible" à l'ensemble des variants.
Objectifs
Le virus SARS-CoV-2 continue d'évoluer pour échapper aux réponses des anticorps neutralisants et s’adapter à de nouveaux hôtes. Il est important de comprendre et détecter la réponse immunitaire spécifique aux différents variants pour mieux suivre une éventuelle circulation des variants SARS-CoV-2 dans les populations animales. La proximité d’espèces sauvages partageant les mêmes espaces que l’Homme et la détection de matériel génétique du SARS-CoV-2 et ses variants dans les eaux usées incitent à poursuivre les recherches sur le rôle que ces espèces pourraient jouer en tant que réservoir secondaire des variants du SARS-CoV-2, avec un risque d’émergence d’un nouveau variant pour l’Homme. Il apparait donc nécessaire de développer de nouveaux outils de diagnostic permettant d’appréhender plus rapidement le risque pour l’Homme. Le hamster est le modèle animal le plus sensible à l’ensemble des variants et peut facilement être utilisé pour produire des matériaux de référence comme du sérum et des organes spécifiquement infectés par ces variants. Ces matériaux de référence issus de sérums/organes d’animaux infectés ou non-infectés permettront de développer un panel de méthodes de diagnostic. Par ailleurs les organes collectés permettront de mettre au point des méthodes de recherche d'anticorps intra-tissulaires pour chaque variant lorsque l’obtention de sérum ne sera pas possible. Ils permettront également de mettre au point des cultures de mini-organes en vue de constituer une réserve d’organes limitant ainsi l’utilisation d’animaux par la suite. Dès l’identification d’un nouveau variant d’intérêt par les pouvoirs publics (en fonction du nombre de personnes infectées), nous envisageons d’infecter 6 hamsters avec ce variant. Une prise de sang terminale sera effectuée en fin de procédure pour collecter du sérum, et après mise à mort, les organes/tissus infectés (cœur, rate, poumons, feces, écouvillonnages salivaire et rectal et intestins) seront collectés. Un groupe de 2 hamsters non infectés sera également utilisé afin de fournir un matériel de référence négatif. En se basant sur la fréquence d’apparition annuelle de variant, et en prenant en compte les variants actuellement disponibles au laboratoire, on estime que 35 variants maximum seront testés au cours des 5 années du projet, soit un total de 280 hamsters (35 x 8).
Bénéfices attendus
L’approche expérimentale utilisée pour ce projet permettra de développer et valider des outils de détection sérologiques adaptés à chaque variant et aux investigations dans la faune sauvage potentiellement réservoir du virus SARS-CoV-2 ou de ses variants (microprélèvements, organe/tissus d’intérêt…). La collecte des différents organes/tissus permettra de rechercher les marqueurs d’une infection passée (anticorps) pour chaque variant et de valider de nouvelles matrices lorsque l’obtention de sérum ne sera pas possible dans les conditions du terrain. Le travail innovant sur les mini-organes permettra l’étude in-vitro des mécanismes d’infection d’un variant sur une espèce sensible, limitant ainsi l’utilisation d’animaux de laboratoire. Dans un second temps, ce travail pourra être étendu aux espèces de la faune sauvage afin d’obtenir des réserves de mini-organes permettant de tester la réceptivité/sensibilité de ces espèces vis-à-vis des nouveaux variants. Dans cette optique et sur le long terme, cela permettra de réduire le nombre d’animaux utilisés. Ces modèles pourront ensuite être utilisés dans d’autres études ou pour tester d’autres agents pathogènes.
Procédures
Les hamsters seront infectés une seule fois par voie intra-nasale (40μl - animaux anesthésiés - durée = 15 secondes environ) Une prise de sang intracardiaque sous anesthésie profonde (+ traitement anti-douleur) est effectuée sur tous les hamsters (durée 3 minutes)
Impact sur les animaux
Une possible perte de poids, progressive et s’étalant sur une période allant de J+1 à J+6 post-infection, est potentiellement attendue chez les hamsters infectés avec du SARS-CoV2. A partir de J+7 post-infection, les animaux commencent à reprendre du poids. Hormis cette possible perte de poids, il n’y a eu, et ce quel que soit le variant isolé depuis l'apparition de la Covid-19, aucun autre symptôme clinique durant la période d’infection et aucun décès lié à cette infection.
Devenir
Mise à mort pour collecte de sérums et tissus
Remplacement
A l'heure actuelle, seul le modèle hamster naturellement sensible au virus SARS-CoV-2 et à ses variants nous permettra d’obtenir d’une part des informations sur les mécanismes d’infection par les différents variants et d’autre part de collecter des échantillons pour développer des outils sérologiques et cellulaires adaptés à leur détection ou à leur étude dans d’autres espèces animales.
Réduction
35 variants seront testés au cours des 5 années du projet, soit un total de 280 hamsters (35 x 8). Le nombre de hamsters pour chaque variant testé a été déterminé de façon à obtenir les volumes de sérum et la quantité de tissus nécessaires pour pouvoir mener à bien le développement et la validation des différentes techniques qui permettront une meilleure compréhension de la réponse immunitaire induite suite à l’infection par chaque variant. Aucune analyse statistique n’est réalisée. La collecte des organes permettra de disposer de matériel qui pourra être utilisé pour le développement notamment de mini organes qui à moyen terme permettra des études in vitro, réduisant ainsi l’utilisation d’animaux de laboratoire.
Raffinement
Les hamsters seront hébergés en cage de 2 individus avec un enrichissement composé de nombreux tunnels, abris (afin de satisfaire leur besoin de cachette), cellulose, et de bâtonnets de bois à ronger. Un contrôle de leur état de santé sera assuré tous les jours. Des points limites précis et suffisamment précoces pour leur éviter toute souffrance prolongée et inutile ont par ailleurs été définis.
Choix des espèces
Les études scientifiques menées sur le SARS-CoV-2 ont maintenant largement démontré que le hamster doré était un modèle expérimental qui présentait une forte sensibilité au virus (atteintes respiratoires, perte de poids) ainsi qu'une forte réceptivité (multiplication du virus dans les poumons). Le hamster est donc un modèle d’infection de choix. Nos précédentes expérimentations nous ont permis de caractériser la réceptivité et la sensibilité des hamsters adultes vis à vis des souches SARS-CoV-2 utilisées au laboratoire. Nous utiliserons donc des hamsters adultes de 8 semaines à réception.
Modèles nutritionnels pour l’induction de désordres métaboliques chez la souris, le rat et le hamster.
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
Rats : 500
Hamsters dorés : 1500
Une souris, un rat ou un hamster immobile, au poil hérissé ou au dos courbé est mis à mort sur-le-champ, et une perte de plus de 20 % du poids en trois jours, associée à d'autres signes, conduit à la mise à mort ou à une adaptation de la dose. Au total, 4 750 rongeurs vont être utilisés (2 750 souris, 500 rats et 1 500 hamsters dorés), tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. À partir de quatre ou six semaines d'âge et jusqu'à 34 semaines, ils reçoivent des régimes hypercaloriques, parfois avec des boissons enrichies en fructose, en éthanol ou en composé pro-inflammatoire, des traitements une à deux fois par jour et trois prises de sang, puis passent une échographie du cœur et 24 heures isolés sur grille en cage métabolique. Ces régimes doivent permettre de tester des molécules contre l'obésité, le diabète ou la stéatose hépatique. Le porteur retient le hamster pour l'alcool parce qu'il en "consomme spontanément", et invoque la hausse de la consommation pendant les confinements liés au COVID-19.
Objectifs
L’augmentation de l'urbanisation dans le monde, combinée à la consommation d'aliments contenant des quantités importantes de graisses, d’acides gras saturés et de fructose sont considérés comme les principaux responsables des troubles métaboliques. Les mécanismes physiologiques ancestraux favorisant le stockage de l'énergie sous forme de graisse dans le tissu adipeux, le foie et le sang pour assurer la survie de l’individu en cas d’absence de nourriture, sont maintenant associés à l’obésité, la résistance à l'insuline, au diabète de type 2 et la Stéatose Hépatique Non-Alcoolique (NASH) . Dans ce contexte, un effort de recherche continu est engagé pour développer un ou des traitement (s) pour lutter contre ces dysfonctionnements. Ces dysfonctions métaboliques sont très complexes et sont liées entre elles, les études in vitro servent pour cibler le potentiel thérapeutique des molécules mais il est essentiel de pouvoir tester ces molécules sur des modèles animaux proche de l'Homme. Il est important de mesurer les dysfonctions métaboliques, cardiaques et rénales car à ce jour, il n’y a pas de thérapies efficaces pour les traiter. En outre, ces modèles animaux ne tiennent pas compte du fait que les patients atteints de NASH consomment également de l'alcool. Il a été démontré que la consommation d'alcool favorise la progression de la NASH vers des formes plus sévères. De plus, cette consommation d'alcool a considérablement augmenté dans la population générale depuis la pandémie de COVID-19, à cause des périodes de confinements. Par conséquent, il est important d'inclure la contribution de l'alcool dans les complications hépatiques liées à l'obésité et la NASH afin de mieux modéliser le contexte humain. Si les modèles d'alcool chez le rat ou la souris ne sont pas très pertinents car ces deux espèces ne sont pas naturellement attirées par l’alcool, le hamster est un modèle intéressant car il consomme spontanément et métabolise efficacement l'éthanol. Cette capacité serait liée à l'anatomie particulière de l'estomac du hamster, qui se compose de deux compartiments où la fermentation alcoolique des aliments ingérés, a lieu dans la poche pré-gastrique. Ces modèles seront utiles pour tester des thérapeutiques potentielles ciblant l'obésité, le diabète, la dyslipidémie, la stéatose, la NASH, la fibrose et l'inflammation.
Bénéfices attendus
L'intérêt de ce projet est le développement de modèles nutritionnels ressemblant à la réalité humaine occidentale (sédentarité et régime hyperénergétique avec ou sans alcool) qui permettront de mieux comprendre les mécanismes impliqués dans le développement des maladies métaboliques et ainsi de tester et valider plus rapidement de nouvelles thérapies pour le traitement de l'obésité, de la NASH, de la fibrose, des maladies cardiovasculaires et rénales associées aux maladies métaboliques, qui sont parmi les maladies les plus problématiques pour la santé publique française et mondiale.
Procédures
Pour induire des dysfonctions métaboliques chez la souris, le rat et le hamster, des régimes hypercaloriques associés ou non à des boissons enrichies en fructose et/ou en éthanol et/ou en composé chimique pro-inflammatoire seront mis à disposition dans les cages d'hébergement à partir de 4 ou 6 semaines d'âge en fonction de la procédure et jusqu'à la fin du projet (jusqu’à 34 semaines). Les composés à tester/de référence seront administrés une à deux fois par jour par toutes voies possibles : orale, sous-cutanée et intrapéritonéale sur animal vigile et intraveineuse sur animal anesthésié. L'administration dure environ 1 minute sur animal vigile et 5 minutes sur animal anesthésié. Trois prélèvements de sang seront réalisés au cours de la vie de l’animal (en début, milieu et fin de projet) afin de suivre des paramètres biologiques ou l’élimination des produits testés. Un prélèvement de sang dure environ 2 minutes par animal. Dans le cas de prélèvements de sang visant à quantifier des paramètres métaboliques, les animaux seront mis à jeun 6h maximum avant le prélèvement. Un test de tolérance au glucose et un test de tolérance à l’insuline pourront être effectué la semaine précédant la fin de projet. La surcharge en glucose ou en insuline pour un animal diabétique induit une difficulté de retour à l’euglycémie. Si l’animal montre des signes de détresse, nous pourrons l’aider à retrouver une glycémie normale en administrant soit du glucose soit de l’insuline. Afin de déterminer si le traitement a un impact sur la fonction cardiaque, nous ferons des échocardiographies sur animal anesthésié en fin de projet (durée inférieure à 30 min). Pour mesurer l'impact sur la fonction rénale des animaux, nous mesurerons le débit de filtration glomérulaire (GFR) en début et en fin de projet et la mesure de divers paramètres urinaires en cage métabolique uniquement en fin de projet. La GFR consiste à administrer un composé fluorescent par voie veineuse (sous anesthésie pendant environ 10 minutes) et de mesurer sa distribution via un capteur posé sur la peau pendant 2h (animal vigile). Pour faire les échographies et les GFR, nous devrons au préalable épiler les animaux, sous anesthésie pendant environ 10 minutes. Les récoltes d'urine se feront sur 24h en cage métabolique.
Impact sur les animaux
Les animaux seront nourris à partir de 4 ou 6 semaines d'âge en fonction de la procédure et jusqu'à la fin du projet (jusqu’à 34 semaines) avec des régimes enrichis en graisse et ou en sucre, cela va modifier leur métabolisme. Les effets indésirables sont les dysfonctions métaboliques : obésité, diabète, stéatose hépatique qui peuvent engendrer de la douleur. Les administrations et les prélèvements peuvent engendrer un léger stress et une douleur légère. Les animaux auront des mises à jeun alimentaires de 6 heures maximum. Certaines techniques nécessitent une anesthésie légère, l’animal peut mettre quelques minutes à récupérer. Durant les récoltes urinaires, les animaux seront isolés et hébergés sur grille pendant 24h.
Devenir
En fin de projet, tous les animaux seront euthanasiés pour récupération de tissus et de sang, et évaluation de critères d’efficacité des composés (histologie, immuno marquages et expression de gènes dans le foie, paramètres métaboliques et de fonction hépatique dans le sang...)
Remplacement
Des projets de cultures ainsi que de co-cultures cellulaires sont de plus en plus développées pour tenter de mimer les différents organes. Ce seront des alternatives à l'utilisation de l'animal, notamment pour les études de screnning, de toxicité et d'efficacité sur l’organe cible. Cependant, ces modèles ne sont encore suffisamment développés et ne sont pas un miroir suffisamment fiable de ce qu'il se passe dans la complexité de l’organisme. Les dysfonctions métaboliques associées aux complications hépatiques, cardiovasculaires et rénales ne peuvent être envisagées et reproduites que dans un système in vivo pour le moment.
Réduction
Avec un nombre final d'animaux égal à 10 par groupe de traitement, une différence de +/- 30% est théoriquement détectable. La stratégie expérimentale consiste à mesurer les valeurs de chaque paramètre mesurable de façon longitudinale (taux de lipides, glycémie, taux de transaminases, marqueurs inflammatoires dans le sang/plasma), l'animal est donc son propre contrôle, dans la mesure du possible, ce qui permettra de réduire le nombre d'animaux par groupe.
Raffinement
Plusieurs types d'enrichissements seront placés dans les cages hébergeant les animaux : des objets en bois seront systématiquement ajoutés pour permettre aux rongeurs de les mordiller. En effet, le régime gras est assez mou contrairement aux croquettes classiques, donc cet enrichissement est très adapté. La durée de ces projets étant souvent longue, nous alternerons les enrichissements au fil du temps (petits ou gros tunnels, boules ou briquettes en bois, lanières de papier ou morceaux de coton). L'état des animaux sera contrôlé quotidiennement, le poids corporel, la prise alimentaire et la prise hydrique seront mesurés par du personnel compétent afin de s'assurer de leur bien-être. Si un animal ne suit pas la courbe de poids attendue, une recherche approfondie d’éventuels symptômes sera faite. Les points limites de ce projet seront les suivants : absence de mouvement, piloérection et dos courbé. Si un animal présente des signes de stress ou de douleur, il sera pris en charge par l'équipe zootechnique et la structure du bien-être animal. Des soins tels que : hydratation et mise en place de nourriture dans la litière si nécessaire seront effectués. Si l'animal présente une dermatite, par exemple, un protocole de soin sera effectué (nettoyage / désinfection / cicatrisation). Si l'état de l'animal ne s'améliore pas dans les 48 heures, les expérimentateurs compétents excluront l'animal de l'étude et l'euthanasieront. Si un animal atteint l'un des points limites, il sera euthanasié immédiatement. Pendant la phase de traitement, si la perte de poids est supérieure à 20% en l'espace de 3 jours et associée à d'autres signes tels que la prostration, le dos courbé et l'absence de toilettage, l'animal doit être euthanasié ou la dose et la fréquence de traitement adaptées.
Choix des espèces
Les souris et les rats sont suffisamment caractérisés pour l'étude des maladies métaboliques. Les hamsters présentent un métabolisme du cholestérol et des acides biliaires semblable à celui des humains. Les rats et les hamsters peuvent aider à étudier les effets de médicaments potentiels pour les complications cardiovasculaires (dysfonctionnement diastolique) et rénales. Chez les hamsters, la combinaison d'un régime riche en graisses, en cholestérol et en fructose et de la consommation d'alcool peut imiter le mode de vie de certains patients atteints de NASH, notamment pendant et après le confinement lié à la pandémie COVID-19. Si le modèle associé à la consommation d'alcool chez le rat ou la souris n'est pas très pertinent, le hamster est un modèle intéressant car il consomme et métabolise l'éthanol très facilement. Cette capacité serait liée à l'anatomie particulière de l'estomac du hamster, qui se compose de deux compartiments où la fermentation alcoolique des aliments ingérés a lieu dans la poche prégastrique. Les animaux sont utilisés à partir de 4 ou 6 semaines d’âge afin d'être similaire à la problématique humaine (sédentarité et alimentation hyper énergétique) dès le jeune âge.