Rongeurs

Trente-cinq sessions de six heures d'auto-administration de cocaïne, cinq sessions supplémentaires où appuyer sur le levier déclenche une décharge électrique au sol : 192 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués pour prélever leur cerveau. Un cathéter leur est implanté par chirurgie, et leur poids est maintenu à 90 % du poids habituel pendant 56 jours au maximum, pour les motiver à chercher la nourriture. Le porteur qualifie les décharges de légères et évitables, et la restriction alimentaire de stress léger "sans effet nocif". Il retient cette souche parce que sa variabilité de comportement se rapproche de celle observée chez l'humain, ce qui permet de trier les individus sensibles et résistants à la punition.

Objectifs

L’addiction se caractérise notamment par l’incapacité à contrôler la consommation d’une substance, malgré ses conséquences négatives. Ce projet vise à mieux comprendre les mécanismes comportementaux et cérébraux impliqués dans ce phénomène, en particulier dans le cas de la consommation de cocaïne. Nous utiliserons un modèle expérimental chez le rat pour étudier si la tendance à développer une addiction est un trait stable, et si elle dépend du type de récompense. Les animaux seront exposés à deux types de renforcement : une récompense naturelle (le sucre) et une drogue (la cocaïne). Nous mesurerons jusqu’à quel point chaque rat est prêt à tolérer un désagrément pour obtenir ces récompenses, afin d’évaluer son niveau de vulnérabilité à l’addiction. Ce modèle permet de distinguer les individus capables de contrôler leur consommation de ceux qui développent un comportement compulsif. Ce projet a pour objectif de mieux comprendre pourquoi certains individus développent une addiction à la cocaïne, et d’ouvrir la voie à une meilleure prise en charge.

Bénéfices attendus

Ce projet de recherche fondamentale vise à identifier les mécanismes comportementaux et neurobiologiques impliqués dans la perte de contrôle caractéristique des addictions. À partir de modèles d’auto-administration volontaire de récompenses naturelles (sucre) ou pharmacologiques (cocaïne), combinés à des tests de résistance à la punition, ce travail permet de distinguer des profils d’individus sensibles ou résistants aux conséquences négatives de leur comportement, reproduisant des dynamiques observées chez l’humain. Ce modèle innovant offre un cadre pertinent pour étudier la vulnérabilité à l’addiction. Sur le plan fondamental, cette recherche permettra de déterminer si des similarités ou des différences existent entre compulsion au sucre et à la cocaïne. Ces informations sont importantes pour comprendre si on peut prédire les risques d’addiction à une substance sur la base de l’addiction à une autre substance.

Procédures

Sur animaux anesthésiés : - chirurgie d’implantation de cathéter (durée : 15minutes par animal,) pour permettre l’auto-administration. Sur animaux vigiles : - en amont de chaque chirurgie, 1 injection d'antalgiques et 1 injection d’analgésique - après la chirurgie, 2 injections d’antalgiques par animaux - Restriction alimentaire pendant 56 jours maximum - 35 sessions d’auto-administration de sucre (1 session / jour, 1 heure par session,). - 5 sessions de mesure de compulsion au sucre (1 session / jour, 1 heure par session,) - 35 sessions d’auto-administration de cocaïne (1 session / jour, 6 heures par session,). - 5 sessions de mesure de compulsion à la cocaïne (1 session / jour, 6 heures par session).

Impact sur les animaux

Ce projet peut entraîner certains effets indésirables modérés chez les animaux. Les rats participeront à des expériences comportementales où ils apprendront à obtenir volontairement une récompense (du sucre ou de la cocaïne). Dans certains tests, une légère stimulation électrique est appliquée au sol lorsque l’animal appuie sur un levier. Cette stimulation, qui reste évitable par l’animal, peut provoquer un léger inconfort ou du stress. Un régime alimentaire temporaire sera appliqué pour motiver les animaux à rechercher la nourriture, en maintenant leur poids à 90 % de leur poids habituel. Cette restriction, bien encadrée, peut causer un stress léger, sans effet nocif sur leur santé ou leur bien-être. Une intervention chirurgicale est prévue : l’implantation d’un cathéter pour permettre l’administration contrôlée de cocaïne. Elle est réalisées sous anesthésie générale, avec des médicaments contre la douleur et un suivi post-opératoire rigoureux. La consommation de cocaïne peut induire des comportements inhabituels (excitation, mouvements répétitifs), mais aucun effet nocif durable n’est attendu à court terme.

Devenir

Tous les animaux, à l’issue des procédures seront mis à mort afin de prélever le cerveau pour étudier les mécanismes neurobiologiques impliqués dans la compulsion à consommer de la drogue.

Remplacement

L’étude des mécanismes neurobiologiques et comportementaux de la compulsion nécessite un modèle vivant intégrant à la fois les dimensions motivationnelles, la réponse à la punition, et l’auto-administration volontaire d’une substance addictive. À ce jour, aucun modèle in vitro ou in silico ne permet de reproduire la complexité des interactions entre circuits neuronaux, pharmacologie, et comportements d’addiction. Le recours au rat est justifié car c’est une espèce dont les capacités d’apprentissage, la structure cérébrale, et les comportements d’auto-administration sont bien caractérisés, et transposables aux situations humaines. Des approches alternatives (organoïdes, cultures cellulaires, modélisation computationnelle) ne permettent pas d’explorer les dynamiques comportementales complexes impliquées dans la perte de contrôle.

Réduction

Les effectifs sont calculés et optimisés de manière à utiliser un minimum d’animaux tout en conservant une grande puissance statistique. Il faut également que la taille d’effectif soit suffisante pour tenir compte de la variabilité inter-individuelle. Le nombre d’animaux a été rigoureusement déterminé à partir d’analyses statistiques de puissance, réalisées a priori avec un logiciel. Chaque animal est valorisé : il participe à des mesures comportementales, et son cerveau est analysé à l’issue de l’étude, ce qui permet de combiner données fonctionnelles et biologiques sans duplication des effectifs. Ces estimations assurent une utilisation raisonnée des animaux tout en maintenant la validité statistique et la reproductibilité des résultats. Aucune répétition expérimentale inutile n’est prévue.

Raffinement

Le bien-être animal est pris en compte à chaque étape du protocole, avec une attention particulière portée à la limitation du stress, de la douleur et de toute souffrance inutile. Les rats seront hébergés par deux en cages ventilées avec contrôle de la température et de l’humidité, et bénéficieront d’un enrichissement standard (objets à ronger) ainsi que d’une période d’acclimatation minimale de 7 jours, durant laquelle les animaux seront manipulés à partir du cinquième jour. L’eau sera disponible ad libitum, et la restriction alimentaire, limitée dans le temps, sera calibrée pour maintenir un poids stable sans altérer l’état de santé. Les animaux soumis à une restriction alimentaire seront pesés au moins trois fois par semaine afin d’assurer un suivi rapproché de l’évolution de leur poids, tandis que les rats en auto-administration de drogue seront pesés au moins une fois par semaine. Dans tous les cas, les animaux sont manipulés quotidiennement, ce qui permet une évaluation continue de leur état général ; des pesées supplémentaires pourront être réalisées en cas de doute pour garantir une surveillance optimale du bien-être. Les chirurgies (implantation de cathéter) seront réalisées sous anesthésie générale, complétée par une anesthésie locale, avec maintien de la température corporelle par tapis chauffant. Une analgésie systématique sera administrée en pré- et post-opératoire pendant au moins 72 heures. Une surveillance clinique rigoureuse est prévue, avec l’utilisation d’une grille de score, de points limites adaptés et d’un arbre décisionnel permettant des interventions précoces ou l’arrêt de la procédure si nécessaire. Les stimulations électriques utilisées pour mesurer la résistance à la punition sont légères, progressives et évitables par l’animal, ce qui permet d’en limiter l’impact et d’éviter toute douleur inévitable. En cas d’isolement d’un animal, nous fournirons l’enrichissement standard conforme aux règles de l’animalerie, ainsi qu’une manipulation de quelques dizaines de secondes (prise en main, dépôt sur l’expérimentateur et caresses) au moins deux fois par semaine, comme pour les autres animaux.

Choix des espèces

Le rat est l’une des espèces les plus pertinentes et les plus utilisées pour l’étude des mécanismes d’addiction et de compulsion. Il présente une pharmacosensibilité aux substances addictives proche de celle observée chez l’humain, et consomme spontanément la plupart des drogues d’abus, dont la cocaïne. Contrairement à d'autres espèces, le rat apprend facilement des tâches opérantes complexes et développe des comportements compulsifs reproductibles, ce qui en fait un modèle de choix pour étudier la perte de contrôle et les profils de vulnérabilité. La souche a été choisie car elle présente une variabilité phénotypique et comportementale plus proche de celle observée chez l’humain, essentielle pour identifier des sous-groupes (par exemple, sensibles vs résistants à la punition), ce qui est au cœur des objectifs du projet. Dans cette étude, nous utiliserons des rats « jeunes adultes » de 7-8 semaines au début du projet afin de limiter le risque de variabilité qui pourrait être lié à l’utilisation de rats en phase d’adolescence (juvéniles).

Le cœur prélevé chez les unes, greffé au niveau du cou chez les autres en une opération d'environ soixante minutes : 1 184 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. D'autres reçoivent une greffe d'îlots pancréatiques au niveau du rein, puis un contrôle de glycémie par prélèvement sanguin à la queue deux fois par semaine, l'expérience pouvant durer 56 jours. Le porteur écrit que ces procédures sont "bien tolérées" et n'affectent pas l'état général des animaux, après avoir listé la gêne au réveil, la douleur malgré le traitement, les difficultés de mouvement et les démangeaisons pendant la cicatrisation. Toutes sont tuées par dislocation cervicale, pour prélever le sang, les organes lymphoïdes et les greffons.

Objectifs

La transplantation est souvent le traitement le plus efficace, voire le seul, pour les patients en insuffisance terminale d'organe. Elle permet de remplacer un organe malade par celui d’un donneur génétiquement différent.Cependant, son efficacité à long terme est limitée par le rejet, principal facteur de perte de greffon. Ce rejet survient car le système immunitaire du receveur reconnaît le greffon comme un tissu étranger. Actuellement, le rejet est attribué à la reconnaissance du greffon par la réponse immunitaire adaptative. Nos recherches récentes explorent le rôle d’un autre bras du système immunitaire, l’immunité innée, révélant un potentiel thérapeutique inédit pour éviter et traiter le rejet du greffon. Le projet consiste à étudier l’implication des cellules de l’immunité innée dans le rejet de greffe. Les ojectifs du projet sont : 1) tester une nouvelle approche thérapeutique visant à modifier le greffon pour limiter l’activation de cellules innée et donc le rejet de greffe ; 2) analyser les intéractions entres cellules de l’immunité adaptatives et les cellules innée impliquées dans le rejet de greffe. Cette approche optimiserait la sélection des donneurs et prolongerait la survie des greffons, tout en améliorant la qualité de vie des receveurs. Le projet est divisé en 2 procédures, une pour chaque objectif. Des études récentes montrent que le type de rejet varie selon les cellules immunitaires impliquées et le type de greffe. Nous utiliserons donc diffèrents modèles de greffes. D’une durée de 5 ans, le projet pourrait impliquer jusqu’à 1184 souris, avec des expériences réalisées en séquence et arrêtées en cas d’hypothèse invalidée.

Bénéfices attendus

Ce projet vise à mieux comprendre le rôle de certaines cellules immunitaires dans le rejet de greffes et de leurs échanges avec d’autres cellules du système immunitaire. Ces connaissances permettront d’identifier de nouvelles stratégies pour limiter les réponses immunitaires indésirables après transplantation. L’évaluation de différentes approches aidera à sélectionner les plus prometteuses pour réguler ces interactions. Les résultats obtenus serviront de base à des études mécanistiques complémentaires, ouvrant la voie au développement de stratégies innovantes pour améliorer la survie des greffons et la prise en charge des patients transplantés.

Procédures

Chez les souris donneuses, une anesthésie et une analgésie sont administrées par injection abdominale (5 secondes), puis le cœur est prélevé (durée : 15 minutes). Chez les souris receveuses de greffon cardiaque, une anesthésie et une analgésie sont réalisées par injection abdominale (5 secondes). La greffe est effectuée au niveau du cou et dure environ 60 minutes. La douleur est prise en charge par trois injections abdominales d’analgésique (15 secondes chacune), complétées par un traitement supplémentaire (injection derrière l’œil, 5 secondes). L’expérience peut durer jusqu’à 56 jours. Chez les souris receveuses de greffon d’îlots pancréatiques, un traitement préparatoire est administré par injection abdominale (5 secondes). Une anesthésie et une analgésie sont ensuite pratiquées par injection abdominale (5 secondes). La greffe est réalisée au niveau du rein, sous anesthésie, et dure une dizaine de minutes. Un traitement complémentaire est administré par injection abdominale (5 secondes). Une seconde intervention est réalisée au niveau de l’abdomen pour la greffe (15 minutes), avec un suivi de la douleur assuré par trois injections abdominales d’analgésique (15 secondes chacune). Le suivi de la glycémie est effectué deux fois par semaine à l’aide d’un glucomètre (prélèvement sanguin à la queue, durée maximale : 5 secondes par prélèvement). L’expérience peut durer jusqu’à 56 jours.

Impact sur les animaux

Les injections et les prélèvements de sang peuvent provoquer du stress et une légère douleur. Les greffes de cœur et de cellules pancréatiques sont des interventions connues, et les problèmes éventuels sont surtout liés à l’anesthésie ou aux sutures pendant la chirurgie. Chaque opération peut causer une gêne au réveil, de la douleur malgré le traitement, ainsi que des difficultés de mouvement ou des démangeaisons pendant la cicatrisation. De manière générale, ces procédures sont bien tolérées et n’affectent pas l’état général des animaux.

Devenir

Les souris seront mises à mort en fin de procédure par dislocation cervicale, avec un prélèvement de sang et récupération des différents organes lymphoïdes et des greffons. Ces prélèvements d’organes et de sang sont nécessaires aux analyses biochimiques/biologiques.

Remplacement

Ce projet ne peut être mené sans l’utilisation d’animaux car le système immunitaire est un système biologique extrêmement complexe, et les interactions cellulaires qui aboutissent au rejet ne peuvent avoir lieu qu’au sein de l’architecture d’un ganglion ou de la rate, ce qui est impossible à reproduire in vitro. Les mécanismes de rejet d’organe ne peuvent pas être reproduits in vitro.

Réduction

Un nombre suffisant de souris sera utilisé par groupe (prévu initialement 12 animaux pour obtenir 8 souris analysables par groupe), afin de permettre une analyse statistique fiable des données. Au total, le nombre d’animaux nécessaires à ce projet est de 1280 souris (mus musculus).

Raffinement

Les animaux seront maintenus en groupes sociaux pour éviter le stress lié à l’isolement. Le bien-être des animaux sera analysé et pris en compte tout au long du protocole avec un suivi adapté en termes de fréquence et de détermination des points limites (poids, comportement, aspect général et points limites associés à chaque chirurgie). Différents traitements anesthésiques et analgésiques seront administrés au cours de la chirurgie pour prévenir tout douleur. Les gestes techniques chirurgicaux sont réalisés par un chirurgien (chirurgie humaine) formée à la chirurgie sur rongeur et ces gestes précis en particulier. Les chirurgies sont réalisées dans un environnement stérile pour éviter toute infection. Les animaux sont placés en armoire chauffante durant la phase de réveil. Les animaux sont suivis dans les 4-6 h post chirrugie, le lendemain, puis 2 à 3 fois par semaine. La fréquence sera augmentée selon l’apparition des signes cliniques.

Choix des espèces

La souris, grâce à sa similarité génétique et physiologique avec l’homme, est idéal pour étudier la réponse immunitaire allogénique. Notre projet utilise diverses lignées de souris génétiquement modifiées, afin d’étudier le rejet de greffe. Des souris âgées de plus de 8 semaines seront utilisées (age de la maturité sexuelle) Age maximum 6 mois en fin de procédure.

Ouvertes au niveau de l'abdomen sous anesthésie pour recevoir une implantation de cellules tumorales dans la paroi du caecum, 240 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Après l'opération, elles reçoivent des traitements trois fois par semaine pendant trois semaines et passent deux séances d'imagerie hebdomadaires sous anesthésie, avec un transfert entre deux établissements à chaque fois. Le projet vise à tester un inhibiteur d'HSP110 sur la formation de métastases hépatiques du cancer colorectal, étape que le porteur présente comme une condition de la validation préclinique avant un essai clinique renvoyé au "long terme". Il reconnaît que la chirurgie et les métastases peuvent provoquer souffrance, perte de poids ou infection, tout en écrivant que le foie est un organe "silencieux" qui ne fait pas mal lorsqu'il est colonisé.

Objectifs

Le cancer colorectal (CCR) est le troisième cancer le plus fréquent et la troisième cause de décès par cancer. Bien que la plupart des patients atteints de CCR survivent à une chirurgie de la tumeur primitive, la principale cause de décès est la dissémination des cellules cancéreuses dans l’organisme. Lorsque le CCR est détecté à un stade précoce et localisé, le taux de survie à cinq ans est d'environ 90 % ; cependant, après l'apparition de métastases, ce taux chute à moins de 12 %. Le principal organe cible est le foie. Environ 20 à 25 % des patients atteints de CCR présentent des métastases hépatiques au moment du diagnostic, et au moment du décès, jusqu'à 70 % des patients atteints de CCR présentaient des métastases hépatiques. L’objectif de notre recherche est de comprendre les mécanismes métastatiques dans le CCR. Nous nous intéressons en particulier au rôle d’une protéine de choc thermique, HSP110. HSP110 possède un rôle essentiel dans la prolifération des cellules cancéreuses de CCR et leur résistance aux agents chimiothérapeutiques, cependant son rôle dans le développement des métastases hépatiques n’est pas connu. Nous utiliserons un composé chimique inhibiteur spécifique de HSP110 ayant déjà montré son efficacité sur le ralentissement de la croissance tumorale de CCR lors de greffes sous-cutanées nonmétastatique. Nous envisageons de tester l’efficacité de ce composé sur l’inhibition de la formation des métastases de CCR, seul et en association avec la chimiothérapie standard et des traitements plus novateurs appelés immunothérapie. Cela constituera une étape préclinique supplémentaire pour ce candidat médicament. En résumé, nous souhaitons explorer dans ce projet le rôle de HSP110 dans la formation des métastases et étudier l’impact de son inhibiteur seul ou associé aux traitements chimiothérapeutiques standards et aux immunothérapies sur ces métastases. Le projet se déroulera entre 2 etablissemnts utilisateurs (EU1 et EU2).

Bénéfices attendus

Les mécanismes moléculaires mis en jeu par la protéine HSP110 dans la croissance tumorale sont maintenant bien connus in vitro. Cependant, il est nécessaire d’étudier le rôle de HSP110 dans un contexte in vivo pour évaluer son impact dans la formation de métastases hépatiques. Ce projet nous permettra d’évaluer l’efficacité de l’inhibiteur spécifique de HSP110 in vivo dans la prévention des métastases et d’identifier la meilleure combinaison thérapeutique avec une immunothérapie innovante. A terme, ce projet est une condition de la validation pré-clinique de l’utilisation de cet inhibiteur d’HSP110 dans le cancer colorectal dans une perspective d’essai clinique à long terme

Procédures

Les modèles nécessiteront l’utilisation d’une procédure chirurgicale (sous anesthésie gazeuse) afin d’implanter les cellules tumorales. Cet acte (15 min/souris) implique l’ouverture de la cavité abdominale, l’implantation des tumeurs (cellules) la fermeture de la cavité abdominale. Ce développement de modèles tumoraux aura lieu dans l’établissement utilisateur 1. Les souris seront alors transférées dans l’établissement utilisateur 2 (5 minutes de trajet) pour réaliser les traitements (1 minutes par souris) 3 fois par semaine 7 jours après la chirurgie et pendant 3 semaines. La progression tumorale sera alors suivie par imagerie (sous anesthésie gazeuse) après injection intrapéritonéale de l’agent imageant (1-2 min/souris) deux fois par semaine. Les souris seront conservées encore 2 mois si régression totale de la tumeur qui sera vérifiée 1X par semain

Impact sur les animaux

Les modèles animaux mimant la formation de tumeurs primaires coliques et métastatiques d’origine colique nécessitent un acte chirurgical. L’ouverture de la cavité abdominale des souris, l’injection des cellules tumorales dans la paroi du caecum sont des interventions pouvant entrainer de la souffrance chez les animaux, une perte de poids, ou encore une infection causée par les interventions chirurgicales. L’apparition des métastases peuvent également être à l’origine de souffrance et de gênes, principalement en raison de la perturbation de la fonction hépatique. A noter que le foie est un organe « silencieux » qui ne fait pas mal lorsqu’il est colonisé par des métastases.

Devenir

Les souris ayant été porteuses de tumeurs, elles seront toutes mises à mort à la fin de l’expérience.

Remplacement

Nous avons réalisé les expériences possibles in vitro (capacité de migration en présence ou absence de HSP110 et mécanisme d’action de HSP110) et nous devons valider ces fonctions maintenant dans un organisme entier. Nous continuerons à explorer les mécanismes moléculaires dans le modèle in vivo.

Réduction

Nous utiliserons le plus petit nombre d’animaux possibles. Pour chacune des combinaisons thérapeutiques réalisées lors de nos expérimentations in vivo, nous utiliserons des groupes de 5 souris ce qui correspond à la taille d’échantillon minimum nécessaires à nos tests statistiques. Les expériences seront réalisées 3x pour contrer la variabilité inter-individus et la possible non prise métastatique. De plus, nous étudierons plusieurs éléments sur un même groupe de souris dès que cela est possible (réduction) et nous réaliserons seulement les expériences les plus indispensables sur les modèles murins.

Raffinement

imitation du stress. Pour limiter le stress, les souris sont placées par groupe de 5 à 10 dans des cages agrémentées d’éléments en plastique leur permettant de se regrouper (nid). Elles seront habituées au geste de la contention et de la pesée dès leur arrivée. Les séances d’imagerie seront réalisées sous anesthésie. Les animaux seront transférés rapidement pour éviter un stress de l’EU1 à l’EU2 dans un sac de transport (temps de trajet de 5 minutes). Procédures d’étude non invasives (imagerie) : Le gène de la luciférase exprimée par les cellules tumorales injectées permettra d’évaluer par émission de lumière la présence de métastases sur animaux vivants. Procédure d’injection des cellules tumorales : Les souris seront anesthésiées. Elles recevront du gel ophtalmique (évite le dessèchement des yeux) et injection de burpénorphine et application lidocaine. L’imagerie et la chirurgie abdominale sont réalisées sous anesthésie suivie d’un réveil sous lampe chauffante ou couveuse (réduction inconfort pour raffinement de l’étude). Au cours d’opération, un contrôle de la profondeur d’anesthésie (pincement de la patte, contrôle de la respiration), la déshydratation (pli de peau) et l’hypoxie (couleur des muqueuses) seront contrôlées. Des tapis chauffants seront utilisés pendant l’expérimentation afin de prévenir l’hypothermie. Un suivi (réveil et post anesthésique) sera mis en place après injection des cellules tumorales pour vérifier le retour à une activité normale (confort, vivacité). Les injections de molécules d’intérêt thérapeutique se feront sur animaux vigiles. Surveillance de l’état général des animaux : Les animaux bénéficieront d’une réhydratation per- et post-opératoire et une prise en charge antalgique adaptée en pré- et post-opératoire 2X/jour pendant 3 jours. Un système facilitant la prise alimentaire et la prise de boisson sera installé (nourriture gélifiée). Nous avons une grille d’évaluation des points limites chez les animaux afin de limiter leur souffrance. Le développement des tumeurs (taille et nombre) sera estimé de manière non-invasive par imagerie de la bioluminescence après injection de luciférine. Au cours des différentes étapes de la procédure et pour chaque animal, la masse pondérale des animaux ne devra pas dépasser ± 20 pour cent de leur poids initial. En cas de dépassement de cette limite de poids, ils seront sacrifiés

Choix des espèces

Les souris sont les modèles utilisés pour faire de la chirurgie. Nous utiliserons des souris immunocompétentes, nous permettant d’implanter des cellules tumorales murines possédant le même fond génétique. Ces souris sont largement utilisées lors de la greffe sous-cutanée ou orthotopique de ces cellules cancéreuses. Nous utiliserons des souris femelles de 8-14 semaines car elles sont considérées comme adulte. En effet, dans le cadre de notre étude, nous avons besoin que les animaux aient atteints l’âge adulte et soient dotées d’un système immunitaire fonctionnel. Les souris seront hébergées en groupe afin de diminuer le stress induit par l’isolement.

Renvoyés à leur animalerie d'origine après l'irradiation et comptés comme réutilisés dans d'autres projets, 2 250 souris et 250 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal est irradié seul sous anesthésie générale, quelques secondes avec le FLASHKNIFE ou jusqu'à vingt minutes avec le CLINAC, sans prélèvement ni chirurgie sur cette plateforme. Le porteur indique que les nuisances relevant de ce projet se limitent au stress de la préhension pour l'injection de l'anesthésique, et que les autres effets de l'irradiation "se feront sentir au retour dans l'animalerie d'origine". Cette autorisation couvre une prestation d'irradiation pour des projets autorisés ailleurs, ce qui laisse hors de son périmètre les atteintes provoquées par les rayonnements.

Objectifs

Le projet vise à utiliser un irradiateur de dernière génération pour étudier les effets de l’irradiation sur les tissus et les organes de manière très précise. Les chercheurs veulent comprendre comment la radiothérapie à très haut débit de dose (appelée « FLASH ») affecte les cellules saines et tumorales, afin de développer des traitements plus efficaces et moins toxiques pour l’homme. Chaque institut ou laboratoire gestionnaire des animaux doit disposer de ses propres autorisations réglementaires pour les recherches qu’il souhaite mener. L’irradiation des animaux sur la plateforme ne peut avoir lieu que si ces demandes d’autorisation sont dûment validées et en cours de validité. La plateforme ne réalise pas d’irradiation sur des animaux dont le projet n’a pas été autorisé. Le nombre d’animaux accueillis varie selon les projets et est précisé dans chaque demande d’autorisation de projet.

Bénéfices attendus

Les connaissances acquises grâce à ce projet devraient aider à améliorer la sécurité et l’efficacité des traitements radiothérapiques pour les patients, limiter les effets secondaires sur les tissus sains, accélérer le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques contre certains cancers difficiles à traiter, et préparer l’utilisation future de la radiothérapie FLASH chez l’homme, après validation complète par des études précliniques.

Procédures

Tous les animaux accueillis sur la plateforme seront soumis à une irradiation ciblée à l’aide du FLASHKNIFE ou du CLINAC, réalisée sous anesthésie générale) afin de prévenir toute douleur ou stress. Chaque animal est placé individuellement dans l’irradiateur pour une courte période : quelques secondes pour le FLASHKNIFE et 10 à 20 minutes maximum pour le CLINAC. Après l’irradiation, les animaux sont remis dans leur cage d’origine et retournent dans leur animalerie par transporteur agréé pour poursuivre leurs conditions normales de vie. Aucun prélèvement invasif ni chirurgie n’est prévu dans le cadre de cette plateforme. Le transport entre l’animalerie et la plateforme se fait en cages spécifiques avec couvercle filtrant et nourriture gélifiée, les animaux étant maintenus en groupe social pendant tout le transfert.

Impact sur les animaux

Pendant la durée de la procédure concernée par ce projet plateforme dans lequel les animaux sont reçu uniquement pour irradiation, les nuisances potentielles découleront du stress de la préhension pour injection d'anesthésique général. Ce stress sera léger et de courte durée. Les autres effets de l'irridation se feront sentir au retour dans l'animalerie d'origine.

Devenir

Tous les animaux imagés retournent dans leur animalerie d’origine après la réalisation de l’imagerie pour poursuite des expérimentations

Remplacement

Aucune méthode de substitution, comme les expériences sur cellules en culture (in vitro) ou les modèles informatiques (in silico), ne permet de reproduire la complexité du corps vivant. Les interactions entre organes, la circulation sanguine, les réponses immunitaires et les réactions aux irradiations ne peuvent être évaluées que dans des animaux vivants. C’est pourquoi la plateforme utilise des modèles murins pour étudier les effets de l’irradiation FLASH.

Réduction

La plateforme accueille uniquement les animaux nécessaires aux expériences autorisées dans d'autres établissements de recherche. Le nombre d’animaux est planifié en fonction des besoins scientifiques de chaque projet et des autorisations de projet. Les expériences sont conçues pour limiter au maximum le nombre d’animaux utilisés, par exemple en suivant plusieurs paramètres sur un même animal.

Raffinement

Toutes les procédures sont conçues pour minimiser l’inconfort et le stress des animaux. L’irradiation FLASH ou CLINAC est réalisée sous anesthésie chimique (Zolétil/xylazine), et la durée dans l’irradiateur est très courte. Les animaux sont surveillés avant, pendant et après l’irradiation, et tous les signes d’anomalie sont immédiatement signalés au vétérinaire. Aucun prélèvement invasif ni chirurgie n’est pratiqué sur cette plateforme, et les animaux retournent toujours dans leur animalerie d’origine après la procédure.

Choix des espèces

La radiothérapie FLASH est réalisée sur des souris et des rats, des animaux très utilisés en recherche biomédicale car leur organisme présente de nombreuses similitudes avec celui de l’être humain sur le plan anatomique, physiologique et génétique. Leur petite taille, leur coût modéré et leur cycle de reproduction rapide en font des modèles particulièrement adaptés pour tester de nouvelles approches thérapeutiques. Les animaux utilisés sont des souris âgées de plus de 8 semaines et des rats adultes de 300 à 450 g, correspondant à un stade de développement adulte, afin d’obtenir des résultats fiables. La radiothérapie FLASH permet d’étudier les effets de doses très élevées délivrées en très peu de temps sur des tissus ou des zones tumorales ciblées, dans le but de mieux comprendre la réponse des tissus et de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques. Tous les animaux sont anesthésiés chimiquement pour leur confort, et ils sont remis dans leur animalerie après la procédure.

Une injection ou une implantation de biothérapie à J0, puis une mise à mort programmée à J2, J14, J90 ou J120 pour examiner les organes: le protocole tient en peu de gestes. 4 080 souris immunodéficientes vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour l'analyse anatomopathologique. Le projet a pour objet d'évaluer la toxicité de ces produits, et le porteur écrit dans le même document qu'aucun effet indésirable n'est attendu à la suite du traitement. Présenté comme un projet générique sur cinq ans, il déclare un effectif dont le porteur indique lui-même qu'il représentera "une capacité bien inférieure" à ce qui est demandé.

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’évaluer la toxicité de nouvelles biothérapies. L’évaluation de la toxicité de ces biothérapies chez le petit animal est un pré-requis pour obtenir l’autorisation d’utiliser ces médicaments innovants en essai clinique chez l’homme. Les animaux seront euthanasiés à différents temps après injection (J2, J14, J90 et J120) pour évaluer une toxicité aigüe, subaiguë, subchronique et la formation de tumeurs. Il s’agit d’un projet générique présenté pour une durée de 5 ans, faisant intervenir différents types de biothérapies en essayant d’anticiper les besoins. Les lots d’animaux envisagés correspondent à différents cas de figure et représenteront en réalité une capacité bien inférieure à ce qui est indiqué dans cette saisine.

Bénéfices attendus

Avant de proposer une nouvelle biothérapie chez l’homme, il est nécessaire de démontrer son innocuité chez le petit animal. Pour cela, une analyse systématique de différents organes doit être réalisée pour identifier d’éventuelles lésions associées au traitement. Ces études sont requises pour obtenir les autorisations des instances réglementaires pour la mise en place d’essais cliniques chez l’homme

Procédures

Pour mener ce projet, les souris recevront la biothérapie par injection ou implantation. Une seule injection sera réalisée à J0 sur les animaux vigiles ou anesthésiés.

Impact sur les animaux

• L’ensemble des animaux en expérimentation seront observés quotidiennement et les signes de souffrance (perte excessive de poids, hyperactivité ou au contraire isolement, hérissement des poils, dos voûté) seront recherchés. Si un animal présente un des signes de souffrance décrits précédemment, il sera euthanasié. • Injection des traitements : Douleur légère au site d’injection, courte durée attendue. Pas d’effet thérapeutique ou indésirable attendus à la suite de l’utilisation de ce traitement.

Devenir

À la fin de l’étude, les souris seront euthanasiées. Cela est nécessaire pour permettre de récupérer les organes et réaliser l’analyse anatomopathologique des différents organes de la souris et observer une éventuelle toxicité des traitements

Remplacement

Avant de proposer une biothérapie chez l’Homme, il est important de démontrer l’innocuité de ce traitement dans un modèle pré-clinique pertinent. A ce jour, il n’existe pas de modèle in vitro permettant de vérifier la toxicité d’un traitement sur l’ensemble des organes d’un organisme. Il n’est pas possible de prévoir une méthode substitutive pour répondre à la question scientifique de ce projet.

Réduction

Nous nous sommes basés sur les étude de toxicité réalisées précédemment au laboratoire et les recommandations des instances réglementaires d’évaluation des essais cliniques pour proposer des groupes de 10 souris avec une égalité entre le nombre de mâles et de femelles.

Raffinement

Surveillance liée aux procédures : Les souris seront observées quotidiennement pour surveiller l’apparition potentielle de lésions et de signes d’infection. Les signes de souffrances seront activement recherchés de manière hebdomadaire et la douleur sera évaluée en utilisant la grille d’évaluation proposée par l’animalerie. La mesure du poids sera réalisée une fois par semaine. Mesures correctrices : • Antalgie : Injection sous cutanées d’antalgique 1fois/jour jusqu’à amélioration des symptômes. • Support nutritif : Mise à disposition dans la litière de la cage de croquettes humidifiées.

Choix des espèces

Ces expériences sont réalisées chez la souris immunodéficiente car les tests de toxicité doivent être réalisés dans une espèce animale chez laquelle le produit testé est biologiquement actif. La souche a été choisie pour permettre l’injection de biohérapies d'origine humaine en évitant une réponse immunitaire et leur rejet. Les animaux sont utilisés à semaine 12, âge de maturité des animaux.

90 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour prélever la tumeur, les ganglions et la rate. Chacune reçoit une injection de cellules de cancer colorectal dans le flanc droit, puis un transfert de lymphocytes T sept jours plus tard, la tumeur devenant palpable au cinquième jour et l'expérience s'arrêtant entre le dixième et le treizième jour. Le porteur indique que les travaux in vitro sur le rôle de la protéine HELIOS ont déjà été menés et que l'activation des lymphocytes ne peut pas être reproduite hors de l'organisme. Il classe le projet en recherche fondamentale et renvoie au conditionnel les applications en immunothérapie, qui pourraient à terme rendre les traitements existants plus efficaces.

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’étudier chez la souris le rôle d’une protéine appelée HELIOS dans le fonctionnement des cellules immunitaires appelées lymphocytes T CD8. Ces cellules sont essentielles pour éliminer les cellules cancéreuses. Nous voulons savoir si la déficience d’HELIOS dans les cellules CD8 rend ces cellules plus actives ou, au contraire, moins efficaces. Pour cela, des lymphocytes T CD8 normaux ou dépourvus de HELIOS seront transférés dans des souris atteintes d’une tumeur appelée MC38, un modèle bien établi du cancer colorectal. Nous observerons ensuite comment les cellules immunitaires (les lymphocytes T CD8) s’activent, se multiplient et se déplacent dans la tumeur afin de comprendre l’influence directe de HELIOS sur leur comportement.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de mieux comprendre le fonctionnement du système immunitaire dans le cancer afin d’améliorer la réponse aux traitements d’immunothérapie. Nous avons mis en évidence une combinaison de traitement dans notre équipe qui améliore grandement l’efficacité des immunothérapies. Cette amélioration semble être dépendante de la protéine HELIOS. Notre étude, aidera à déterminer si la protéine HELIOS limite ou favorise l’action des lymphocytes T CD8, qui jouent un rôle majeur dans la lutte antitumorale. Les connaissances acquises pourraient servir de base au développement de nouvelles approches d’immunothérapie, c’est-à-dire des traitements visant à renforcer les défenses immunitaires des patients atteints de cancer. Ces travaux relèvent de la recherche fondamentale, mais ils pourraient à terme contribuer à rendre les thérapies existantes plus efficaces ou à en concevoir de nouvelles, mieux ciblées et moins toxiques. Les résultats permettront d’identifier si HELIOS agit comme un modulateur intrinsèque limitant la prolifération et la persistance des CD8 dans le microenvironnement tumoral. Ces données sont essentielles pour concevoir des stratégies d’immunothérapie plus ciblées, capables d’améliorer la réponse antitumorale sans la suppression de la réponse immunitaire anti-tumorale. En outre, ce modèle expérimental apportera une base de connaissances utile à la recherche translationnelle sur la régulation des réponses immunitaires dans le cancer.

Procédures

Les souris seront soumises à deux types de manipulations principales : Implantation tumorale : Chaque souris recevra, sous anesthésie gazeuse, une injection de cellules tumorales dans le flanc droit. Cette injection de 3 secondes provoque la formation d’une petite tumeur localisée, généralement palpable à partir du 5ᵉ jour. Cette phase dure environ 10 à 13 jours avant l’euthanasie des animaux. Transfert adoptif de lymphocytes T CD8 : Sept jours après l’implantation tumorale, les souris recevront une injection de lymphocytes T CD8 (cellules du système immunitaire), soit normales, soit dépourvues du facteur d’intérêt. Cette injection est rapide (moins de 10 secondes) et réalisée sous anesthésie pour éviter toute douleur.

Impact sur les animaux

La procédure est classée en sévérité modérée. La classification modérée signifie que les animaux peuvent ressentir un inconfort temporaire, mais pas de douleur prolongée ni de souffrance sévère. L’injection de cellules tumorales en sous-cutané génère une masse tumorale au niveau du flanc droit pouvant gêner la liberté de mouvement de l’animal. Une altération de l’état général est possible, du fait de la pathologie cancéreuse induite mais ne semble pas attendue étant donné que l’expérience sera stoppée 10 et 13 jours après injections des cellules tumorales. Les animaux atteignant les points limites seront immédiatement mises à mort selon la note de la grille de score. L’ensemble des procédures sera conduit sous anesthésie gazeuse, et les animaux bénéficieront d’un enrichissement environnemental pour réduire le stress.

Devenir

Les 90 souris seront toutes euthanasiées afin de prélever les organes

Remplacement

Avant de réaliser les expériences sur les animaux, des études en laboratoire (in vitro) ont déjà été menées pour évaluer le rôle de HELIOS dans les lymphocytes CD8. Cependant, les phénomènes d’activation et de migration de ces cellules dépendent de nombreux échanges entre différents types de cellules et ne peuvent pas être reproduits correctement hors de l’organisme. L’expérimentation animale reste donc nécessaire pour répondre à la question scientifique posée.

Réduction

Trois groupes expérimentaux avec des effectifs de n=15 (N=5 x 3 répétitions) à J10 et n=15 à J13 seront utilisés. L’expérience sera donc répétée 3 fois. Le nombre d’animaux a été limité à 90 souris au total (3 groupes de (5 *2 temps *3 répétitions)), soit le minimum permettant une analyse statistique valide. Chaque souris fournira plusieurs échantillons (tumeur, ganglions, rate), maximisant la quantité de données par individu. Les analyses multiparamétriques réduisent le besoin de répétitions supplémentaires. Chaque souris fournira plusieurs types de données (cytométrie, histologie, mesure tumorale), ce qui maximise la quantité d’informations recueillies sans augmenter le nombre d’animaux utilisés.

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans des conditions qui répondent à leurs besoins (groupes, environnement enrichi) et seront habitués aux techniques de préhension. Les animaux sont suivis quotidiennement par les personnels animaliers ils seront suivis au min 3 fois par semaine par les techniciens de l’étude et quotidiennement si une des variables mesurées dans la grille des points limites montrent une possible dégradation de l’animal (perde de poids, modification du comportement) Une anesthésie générale gazeuse sera réalisée avant chaque greffe.

Choix des espèces

Les souris, outre l’avantage lié à leurs caractéristiques physiologiques sont les seules espèces animales transgéniques disponibles pour l’expérimentation. Enfin les souris autorisent une variété de techniques d’administration et de prélèvement présentant des analogies avec ce qui est réalisé en recherche clinique sur l’homme. Des animaux de 6 à 8 semaines seront utilisés car leur système immunitaire est mature à cet âge.

Un examen Doppler d'une heure trente sous anesthésie tous les cinq jours, une imagerie de bioluminescence deux fois par semaine, jusqu'à cinq cycles de traitement: sept actes techniques sont prévus par animal. 812 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour prélever le cerveau et analyser la tumeur. Un lentivirus leur est injecté par stéréotaxie dans le ventricule latéral pour induire un glioblastome dont le porteur attend une perte de masse musculaire, une gêne de la mobilité et une dégradation de l'état général. Seules des femelles sont utilisées, le porteur indiquant que ces tumeurs se développent de la même façon chez les mâles et que la signature de sénescence étudiée vaut quel que soit le sexe.

Objectifs

Ce projet vise à évaluer l'effet de drogues dites sénolytiques (drogues qui éliminent les cellules sénescentes) seules ou en combinaison avec d'autres traitements, dans un nouveau modèle immunocompétent de tumeur cérébrale de type glial appelée glioblastome. Le modèle de glioblastome de type mésenchymateux proposé dans le projet récapitule au mieux les altérations moléculaires identifées chez les patients en utilisant une nouvelle technologie d'invalidation de l'expression de gènes. Une demande de modification est nécessaire afin de passer ce projet en multisites car un équipement spécifique se trouve dans un autre établissement utilisateur. La modification n’engendre pas d’augmentation du nombre d’animaux.

Bénéfices attendus

Le glioblastome est la tumeur cérébrale adulte primaire la plus fréquente et agressive dont les patients ne survivent pas plus de 15 mois en moyenne à ce jour. Ce projet devrait générer un modèle préclinique immunocompétent de glioblastome de type mesenchymateux qui récapitule au plus près les altérations moléculaires des glioblastomes de patients. En effet, afin de traduire de façon efficace nos résultats de recherches fondamentales à la clinique il est indispensable de se rapprocher au plus près de la pathologie humaine. Nos résultats devraient permettre de proposer des nouvelles aprroches thérapeutiques pour la prise en charge des patients avec un glioblastome.

Procédures

La procédure expérimentale sera réalisée sur des souris adultes agées de 6-8 semaines et comprend 7 actes techniques incluant une injection intra-crâniale de lentivirus nécessitant un acte chirurgical, une série d'injections, un suivi de la croissance tumorale par utilisation d’imagerie par bioluminescence, une mesure du flux sanguin cérébral par examen Doppler, des traitements, des prélèvements sanguins puis finalement une euthanasie. La chirurgie prendra environ 30-40min sur animal anesthésié et analgésié en pré et post-opératoire (établissement 1). Les injections d'une durée de 10-20 secondes, seront réalisées 1 fois par jour pendant 5 jours consécutifs sur animal vigil (établissement 1). La quantification de bioluminescence sera réalisée deux fois par semaine, toutes les semaines sur animal anesthésié. Cette mesure est indolore et dure selon l'intensité de la bioluminescence entre 1 et 4 min (établissements 1 ou 2). Les traitements d'une durée de 10-20 secondes, seront administrés sur souris vigiles pendant 5 jours consécutifs et ce cycle sera renouvelé toutes les deux semaines. Les animaux recevront au maximum 5 cycles de traitement (établissement 1). L'administration d'anticorps bloquants se fera en 4 injections espacées de deux jours et ce cycle sera renouvelé toutes les deux semaines sur souris vigile (établissement 1). Des prélèvements de sang seront réalisés sur animal vigil (durée de quelques secondes, 4 fois par animal) (établissement 1). L'examen Doppler d'une durée d'1h30, sera réalisé tous les 5 jours sur des animaux anesthésiés (établissement 2).

Impact sur les animaux

Ce projet comporte deux étapes où des effets indésirables sont attendus sur les animaux, la procédure chirurgicale et la charge tumorale. La procédure chirurgicale est invasive, il s'agit d'une injection stéréotaxique de lentivirus dans le ventricule latéral effectué sous anesthésie/analgésie mais qui entraîne des nuisances (risques anesthésiques, douleur post-opératoire, risque infectieux). Concernant la charge tumorale, les nuisances sont une variation du poids corporel notamment une perte de masse musculaire, le développement d'une masse tumorale gênant la mobilité ou les fonctions normales de l'animal, une dégradation de l'état général de l'animal (signes cliniques généraux parmi lesquels posture et état de vigilance, prostration ou décubitus, déshydratation, lésions cutanées). Nous analyserons la croissance tumorale par bioluminescence et les animaux seront pesés quotidiennement pendant les 5 jours suivant la chirurgie et deux fois par semaine par la suite. De la douleur légère de courte durée pourrait être ressentie lors des prélèvements sanguins. Dans de très rares cas un hématome ou une perte de sang hémorragique pourrait être observée. L’imagerie Doppler mesure la perfusion sanguine cérébrale et tumorale de manière non invasive et nécessite une anesthésie qui peut engendrer une hypothermie et des difficultés respiratoires.

Devenir

Toutes les souris de ce projet seront euthanasiées en fin de procédure. En effet, l'euthanasie des animaux est nécessaire afin de prélever le cerveau des souris et d'analyser la tumeur cérébrale induite pendant la procédure, au niveau moléculaire et histologique.

Remplacement

En parallèle de ce projet in vivo, nous caractériserons des prélèvements chirurgicaux de glioblastomes de patient collectés avant et après traitement. Ce matériel est rare car la survie des patients après diagnostic est inférieure à 15 mois. Cette étude fondamentale demeurera néanmoins descriptive ; pour avancer dans le développement de nouveaux traitements nous devons réaliser des études fonctionnelles dans un modèle animal. Dans un souci de remplacement et réduction, nous projetons de générer des organoides à partir de glioblastomes de patient afin de tester de nouveaux traitements in vitro. Cependant, l'environnement tumoral, et notamment le système immunitaire, est essentiel à la réponse aux traitements et à ce jour, il n'existe pas encore de modèle d'organoides conservant le microenvironnement global (notamment, la microglie, les monocytes et les cellules T infiltrants, les cellules endothéliales et les péricytes). Un projet collaboratif visant à générer des organoides de glioblastomes incluant de la microglie et des monocytes infiltrants est en cours. Selon les résultats obtenus sur ce projet, nous pourrons remplacer une partie de nos expériences in vivo par des expériences réalisées sur ces organoides.

Réduction

Nous veillerons à utiliser le moins d’animaux possible pour l’ensemble de nos expériences, nous utiliserons dans ce projet 812 souris. Nous utiliserons pour chaque type d’expérience 18 animaux. Ce nombre, qui peut paraître élevé, est nécessaire pour l’obtention de résultats reproductibles et statistiquement significatifs car les gliomes sont par nature très hétérogènes. Afin d'éviter l'euthanasie séquentielle d’animaux au cours du temps pour évaluer l’apparition de la tumeur, son volume et sa croissance, nous utiliserons la méthode de suivi in vivo par bioluminescence grâce à l'expression de la luciférase dans les cellules tumorales. A chaque euthanasie des animaux afin d'éviter tout double emploi des animaux, nous collecterons divers tissus sur un même animal (cerveau, ganglions, rate, sang). De plus, la tumeur fluorescence sera localisée dans le cerveau disséqué à la loupe binoculaire et nous réaliserons plusieurs type d'analyses sur chaque tumeur. Immédiatement après son prélèvement, la tumeur sera séparée en deux parties, une pour les analyses histologiques et immunologiques et une autre pour les analyses moléculaires et biochimiques. Pour les animaux du lot 2, de l'imagerie permettra de quantifier les flux sanguins cérébral et intratumoral au cours de la croissance tumorale permettant d’accumuler un grand nombre de résultats pertinents par animal.

Raffinement

Pour réduire le stress post-opératoire, les animaux seront logées par groupes de 5 souris par cage pendant une période d'acclimatation de 7 jours minimum avant la procédure chirurgicale. Tous les animaux auront un enrichissement ICM : carré de coton et bâton à ronger. Les animaux seront analgésiés et anesthésiés avant et pendant toute la procédure chirurgicale. Le transfert d'un site à l’autre sera réalisé dans une boite de transfert avec litière et enrichissement prélevés dans la cage de stabulation. La cage sera placée dans un sac à l’abris de la lumière du jour et le transfert (d’une durée de 5 minutes) se fera à pied. Pendant la chirurgie et l'examen Doppler, les animaux seront placés sur un tapis chauffant afin de prévenir l'hypothermie, un gel ophtalmique sera appliqué pour éviter leur déshydratation. Post-chirurgie, les animaux seront placés dans une salle de réveil chauffée, la qualité du réveil sera observée. Pendant 48 heures post-chirurgie, nous administrerons un analgésique. Les animaux seront surveillés quotidiennement et euthanasiés dès que les points limites seront atteints. Nous avons établi dans l’équipe une grille de suivi post-opératoire pour les animaux pouvant développer des tumeurs cérébrales. Cette grille sera consultée et une fiche de suivi de l’animal sera remplie à chaque examen, présente au dos de l'étiquette de cage. Nous analyserons la croissance tumorale par imagerie et le poids des animaux deux fois par semaine. En fin de processus d’expérimentation, si une souris est isolée nous regrouperons cet animal avec des animaux sujets au même traitement et lorsque cela ne sera pas possible nous apporterons de l’enrichissement supplémentaire dans la cage sous forme de maisonnette. Lors des prélèvements sanguins, si le saignement ne stoppe pas rapidement, une compression plus longue avec un papier essuie tout propre sera directement effectuée sur le point de prélèvement. En cas d'apparition de prostration et de difficulté à récupérer (anomalie cardiorespiratoire), l'animal sera pris en main pour effectuer des frictions afin de le stimuler. De la nourriture hydratée sera déposé à côté de lui dans la cage. Si cet état perdure plus de quelques minutes, l'animal sera euthanasié.

Choix des espèces

Les nombreux outils génétiques développés et caractérisés chez la souris font de cette espèce un modèle de choix pour l’étude in vivo des tumeurs. De plus, les modèles les plus représentatifs de la biologie et de la génétique des tumeurs humaines sont établis chez la souris. Nous utiliserons des souris adultes de 6-8 semaines pour induire de novo des glioblastomes. En effet ce type de tumeur est diagnostiqué chez des sujets adultes d'âge médian de 59 ans, cette tumeur se développe donc à l'âge adulte. Notre projet, qui vise à évaluer l'effet de drogues sénolytiques dans un nouveau modèle immunocompétent de glioblastome, utilisera uniquement des souris femelles. En effet, les modèles de glioblastomes murins se développent de façon similaire chez les mâles et les femelles. De façon plus importante dans une étude récente, nous avons montré que l’enrichissement de la signature murine de sénescence chez les patients avec un glioblastome est un facteur de mauvais pronostique quel que soit le sexe. Ces résultats montrent donc que l’étude de la sénescence dans le contexte des glioblastomes peut être réalisée sur un seul sexe. Nous avons choisi pour ce projet de travailler sur des femelles.