Rongeurs

1 890 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal subit l'ablation chirurgicale de 40 % d'un tissu adipeux sous-cutané, suivie d'injections d'une molécule orientant la cicatrisation ou la régénération, avant prélèvement d'organes. Le porteur décrit un suivi du bien-être adapté à l'inflammation provoquée par la chirurgie. Sur le remplacement, il affirme que l'étude de la régénération d'un organe ne peut se faire que sur des animaux vivants, les hypothèses étant d'abord testées in vitro et in silico.

Objectifs

La réparation tissulaire d’une lésion peut conduire à l’activation de deux processus : la régénération qui correspond à la restauration de la structure du tissu et de sa fonction, ou la cicatrisation qui est caractérisée par un dépôt excessif de matrice extracellulaire(MEC) affectant l’architecture globale du tissu et sa fonction. La faculté de régénérer certains membres ou organes est retrouvée chez les vertébrés non mammifères ou chez des organismes inférieurs tels que la salamandre, le poisson zèbre ou encore le planaire. En revanche, chez les mammifères, les capacités régénératrices sont restreintes à une courte période périnatale. Cette perte de capacités régénératrices post-natales chez les mammifères adultes suggère la mise en place de mécanismes inhibant la régénération au profit des processus cicatriciels. Notre projet consiste désormais à explorer comment les propriétés mécaniques de la matrice extracellulaire contrôlent les processus de régénération chez les mammifères. Ce projet sera développé sur un modèle de lésion du tissu adipeux (lipectomie) chez la souris, puisque notre équipe a déja démontré la capacité de ce tissu à régénérer, sous certaines conditions bien maîtrisées.

Bénéfices attendus

La compréhension du mécanisme de régénération, en particulier la maîtrise de la production de MEC, pourrait permettre d’améliorer la réparation tissulaire chez le mammifère adulte, y compris l'homme, afin de rétablir les fonctions tissulaires après lésion.

Procédures

Tous les animaux seront soumis à une seule intervention chirurgicale permettant d'initier le modèle lésionnel. Il s'agit d'une lipectomie : résection partielle (40%) d'un seul tisu adipeux sous-cutané, réalisée en 10 minutes. Puis tous les animaux seront injectés (maximum 1 minute) avec une molécule pharmalogique afin d'orienter l'issue du modèle vers la régénération ou la cicatrisation et d'en étudier les mécanismes moléculaires et cellulaires. Celles ci n’excèderont pas 200 μL par voie sous-cutanée ou par voir intra-péritonéale, et leur fréquence (1seule par jour) pourra varier selon les molécules, de J0 à J4, ou bien tous les 3 jours pendant la durée du protocole.

Impact sur les animaux

L’expérimentation fait l’objet d’une procédure de suivi du bien-être des animaux sur l’état global de santé des animaux, et sera adaptée à l’expérience et aux potentiels effets indésirables des procédures, tels que l'inflammation générée par la chirurgie. Les protocoles sont réfléchis afin d’être le moins douloureux possible pour l’animal (mode et volume d’injection, durée du traitement…) et les études antérieures nous ont permis de mieux appréhender les points limites pour le bien-être des animaux.

Devenir

Les animaux sont mis à mort pour prélevements d'organes.

Remplacement

Même si l’étude de la régénération d’un organe ne peut se faire qu’’en utilisant des animaux vivants, de nombreuses hypothèses sont au préalable testées in vitro et in silico. Le recours à l’animal est donc restreint uniquement aux expériences indispensables.

Réduction

Chaque étude est discutée avec l’ensemble de l’équipe de recherche afin de garantir la pertinence de chaque expérience et d’établir un protocole d’étude adapté à l’obtention de résultats fiables permettant d’atteindre l’objectif, et en évitant la répétition des groupes contrôles indispensable à la validation des résultats. D'après notre expertise le nombre minimum d'animaux pour obtenir des résultats reproductibles et statistiquement interprétables est de 5 animaux par groupe, et doit être répété 3 fois pour obtenir une significativité des résultats. Ce sont également les résultats des simulations dans notre modèle in silico qui nous permet de ne réaliser que les expérimentations les plus pertinentes.

Raffinement

Les conditions d’expérimentation font l’objet d’un travail de raffinement continu dans le but d’aboutir à des procédures de travail définies, et avec une procédure de suivi du bien-être animal adaptée aux expériences. En effet, les animaux ne seront jamais seuls en cage afin de respecter le caractère grégaire de la souris. Nous proposons aussi d’enrichir l’environnement des souris, favorisant le bien-être de l’animal. L’expérimentation fait l’objet d’une procédure de suivi du bien-être des animaux, adaptée à l’expérience et aux potentiels effets indésirables des procédures, sur l’état global de santé des animaux. Les protocoles sont réfléchis afin d’être le moins douloureux possible pour l’animal (anesthésie gazeuse, mode et volume d’injection, durée du traitement…) et les études antérieures nous ont permis de mieux appréhender les points limites pour le bien-être des animaux. La surveillance des souris sera réalisée tous les jours. Ceci permettra de proposer des soins adaptés, de sortir de l’étude, ou bien d’euthanasier les animaux en cas de comportements anormaux ou de souffrance (points limite : perte de poids, prostration, poil hirsute).

Choix des espèces

Afin d’étudier les processus de régénération, il est indispensable d’étudier les mécanismes mis en place au cours du temps, après lésion tissulaire. Notre laboratoire a montré que le fond génétique, ou bien les récepteurs aux opioïdes jouaient un rôle majeur dans la balance régénération/cicatrisation. Afin d’en étudier les effets de ces paramètres, nous disposons au laboratoire ou par l’intermédiaire de collaborations plusieurs lignées transgéniques de souris tout à fait pertinentes pour mener à bien notre étude. C’est pourquoi l’ensemble de ce projet nécessite l’utilisation de l’espèce mus musculus. Les animaux seront utilisés à l’âge de jeune adulte (de 6 à 8 semaines) afin d’utiliser des animaux à maturité sexuelle. Les procédures décrites dans ce protocole ont déjà été validées sur des animaux de cet âge et les résultats ont été publiés.

142 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une tumeur pancréatique leur est greffée sous la peau, puis elles reçoivent chaque jour pendant cinq semaines une injection d'une molécule candidate, la taille de la tumeur étant mesurée deux fois par semaine. Le porteur cite parmi les signes possibles la prostration, l'ulcération de la tumeur, l'automutilation et des vocalises. Il présente le recours à la souris comme "indispensable" et justifie le choix de souris immunodéficientes par un coût réduit et des autorisations moins contraignantes que pour des espèces qu'il dit "plus évoluées".

Objectifs

Le cancer du pancréas est une tumeur maligne très grave. Asymptomatique et métastatique, il n’existe à l’heure actuelle aucun traitement efficace. L’urgence à laquelle la recherche est confrontée nous a amené à développer de nouveaux agents pour combattre ces cancers. Dans ce contexte, des inhibiteurs contre des protéines essentielles dans les tumeurs ont été développé et se sont avérés très efficace sur plusieurs lignées cellulaires dérives des patients. Des résultats prometteurs obtenus, montrent une réduction significative du taux de prolifération cellulaire. L'efficacité de cette famille des molécules est justifiée par son affinité pour une protéine clef dans le processus de carcinogenèse pancréatique. Dans ce contexte, ce projet a l'objectifs d'évaluer si ces molécules ont un effet curatif et sont efficaces pour réduire la tumeur dans ce modèle animal en ciblant ce proteine.

Bénéfices attendus

Notre objectif est de présélectionner la meilleure molécule candidate pour poursuivre nos essais précliniques.

Procédures

Une injection de cellules tumorales (par voie sous-cutanée) sera effectuée. Lorsque le volume de la tumeur est suffisant, les animaux seront traités quotidiennement par une injection d’une solution par voie intrapéritonéale à l’aide d’une seringue de 0.5 mL, aiguille de 27G pendant 5 semaines. L’intervention dure 20-30 secondes. 2 fois par semaine, la taille des tumeurs seront mesurés avec un pied à coulisse. L’intervention dure 20-30 secondes.

Impact sur les animaux

Des signes de maladie peuvent être : cyphose dorsale, prostration, diminution du poids de l’animal, volume tumoral >1,5 cm3, ulcération de la tumeur, automutilation, vocalises. Bien que nous n'avons jamais observé de lésions chez les souris dues à cette procédure, les injections répétées quotidiennenment pourraient générer des lésions cutanées. Nous tenons à souligner que ces inhibiteurs n'ont montré aucune toxicité lors d'expériences précédentes aux doses qui seront utilisées dans ce projet, en traitements quotidiens pendant un mois.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés pour prélever les tissus pour différents analyses.

Remplacement

Concernant le remplacement, le recours aux animaux est indispensable pour ce projet. De nombreuses données antérieures ont été réalisées sur des cellules en culture, y compris celles provenant de patients humains. Cependant, nous avons besoin d'un modèle animal pour prouver que le composé et ses dérivés induisent un effet antitumoral dans un modèle beaucoup plus complexe proche de l'être humain. C'est pourquoi nous ne pouvons pas remplacer l’étude chez l’animal vivant.

Réduction

Toutefois, nous n'utiliserons que le nombre de souris nécessaires pour l'exploitation statistiques des données, à savoir 142 individus (4 groupes de 8 souris pour chaque somposé, 8 souris control pour touts les composés, et 6 souris de plus au cas où certaines souris ne les développeraient pas) conformément à la règle de réduction.

Raffinement

Concernant le raffinement, les souris seront hébergées collectivement (4 à 5 animaux par cage de 530cm 2 ) et le milieu sera enrichi par la présence dans chaque cage de matériel de nidation : en alternance tiges de papier, abris en carton, pelotes de lanières de papier. La nourriture et l’eau de boisson seront fournies ad libitum. Le changement des litières aura lieu une fois par semaine. En ce qui concerne le protocole d'injection, la solution sera chauffée avant l'injection. De plus, nous avons déterminé des points limites à ne pas franchir pour respecter le bien-être de l’animal: un contrôle quotidien de l'état clinique de nos animaux sera réalisé selon un système d’évaluation avec indices de 0 (normal ou léger) à 3 (changements importants par rapport à la normale) pour différents critères physiologiques et comportementaux (tableau de score fourni en annexe). Tout animal obtenant un score total supérieur ou égal à 7 ou un score de 3 dans une des catégories sera mis à mort.

Choix des espèces

Les souris immunodéficiences sont des modèles très répandus dans la littérature et établis depuis longtemps. Leur utilisation est simple, peu coûteuse, rapide et permet de s’affranchir d’autorisations plus complexes et restrictives concernant des espèces animales plus évoluées Les animaux seront âgées de 4 semaines au moment de leur réception afin d’obtenir des souris adultes et en pleine forme (poids supérieur à 20g) au moment de commencer l’expérimentation. En effet, nous prévoyons une période d’acclimatation de 7 jours minimum après réception avant d’inoculer les cellules en sous-cutanées puis encore 2 à 3 semaines d’attente pour obtenir une tumeur d’un volume satisfaisant. Le traitement commencera alors sur des souris âgées entre 7 et 9 semaines selon la vitesse de développement de la tumeur.

576 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal subit une chirurgie cérébrale d'une heure, onze injections sur animal éveillé et trois tests comportementaux dont le RNT ne précise pas la nature, pour étudier les neurones impliqués dans le sevrage aux opiacés. Le porteur indique induire une aversion liée au sevrage tout en cherchant à la minimiser, et met les souris à mort pour prélever leur cerveau. Sur le remplacement, il affirme que les modèles cellulaires ne reproduisent pas l'organisation cérébrale et que les souris génétiquement modifiées utilisées n'existent que chez cette espèce.

Objectifs

Ce projet de recherche vise à identifier le rôle des circuits neuronaux participant au développement de troubles cérébraux, en mettant l'accent sur les troubles émotionnelles négatifs induit par la dépendance et le sevrage aux substances aux opiacés. Ce projet est centré sur les récepteurs aux opiacés. Le système opioïde est un système neuromodulateur complexe composé de trois récepteurs (mu, delta et kappa) activés par des peptides opioïdes endogènes. Le système opioïde régule la douleur, les processus de récompense, la régulation des réponses émotionnelles et des réponses au stress. Les altérations de ce système sont centrales dans le développement de troubles addictifs et de l'humeur. L’objectif de ce projet vise à déterminer le rôle des neurones exprimant les récepteurs aux opiacés dans différentes régions cérébrales dans le processus de sevrage aux opiacés.

Bénéfices attendus

Les implications sont à la fois fondamentales et cliniques, car elles nous permetteront une meilleur connaissance des mécanismes moléculaires responsables des états émotionelles négatifs suite au sevrage aux opiacés. Ce projet aura de nombreux bénéfices, en particulier d’identifier les neurones critiques dans le développement de l’état émotionnelle négatif pendant le sevrage aux opiacés. Ceci permettra de caractériser les mécanismes d’adaptation du cerveau à l’exposition répétée aux opiacés, afin d’identifier de nouvelles cibles neuronales pour des traitements pour la prévention et le traitement du sevrage aux opiacés et de faire face à la forte augmentation de la dépendance et de la consommation d’opiacés dans le monde.

Procédures

Procédure chirurgicale sous anesthésie générale 1 fois pendant 1 heure avec une injection d’anesthésiant local et une injection d’analgésique pendant la chirurgie. Injections multiples sur animal vigile pour administrer les traitements, qui fera un total de 11 injections sur animal vigile par souris. Chaque injection sur animal vigile dure 30 secondes. Nous allons effectuer 3 tests comportementaux par souris (chaque test dure entre 6 et 30 minutes).

Impact sur les animaux

Chirurgie stéréotaxique : Pendant la chirurgie, il y a un risque de surdose d’anesthésiant et d’hypothermie due à l’anesthésie. Il existe aussi un risque d’inflammation ou de réouverture du site d’incision,. Injections multiples : Les souris seront injectées il y a donc la possibilité d’irritation du site d’injection. Tests : les tests comportementaux choisis ne posent aucun risque corporel pour l’animal et il y aura un jour de repos entre chaque test. Les symptômes de sevrage seront minimisés en utilisant le plus faible pour induire une aversion. De plus, les tests ne durent pas plus de 30 minutes

Devenir

les animaux seront mis à mort pour prélèvement du cerveau

Remplacement

"Remplacement" : les effets comportementaux des opiacés ne peuvent pas être étudiés en utilisant des modèles cellulaires, qui par nature ne récapitulent ni la complexité de l’organisation cérébrale en réseaux neuronaux complexes. L’étude de ces effets nécessite donc l’analyse d’organismes vivants et entiers. De plus nous utiliserons des souris génétiquement modifiées permettant de cibler les circuits neuronaux répondant aux opiacés, ces modèles n’existent que chez la souris.

Réduction

"Réduction" : les animaux utilisés étant consanguins, la variabilité phénotypique est limitée, ce qui permet de réduire le nombre d’animaux tout en mettant potentiellement en évidence un effet statistiquement significatif. De plus ces études se feront de manière longitudinale, afin de tester plusieurs paramètres (dépression et anxiété) chez le même animal afin de réduire au maximum le nombre de souris utilisées. Ainsi, au regard des données de la littérature et de la variabilité interindividuelle attendue, les groupes expérimentaux destinés à caractériser les comportements liés aux effets effets aversifs des opiacés seront constitués de 12 souris chacun.

Raffinement

"Raffinement": nous avons choisi d’utiliser des protocoles expérimentaux qui minimisent au maximum l’inconfort des animaux tout en permettant néanmoins d’étudier les réponses comportementales au sevrage à la suite d’une administration d’opiacés. Les conditions d’hébergement sont optimisées en fonction des comportements naturels des rongeurs : les souris sont hébergées en groupe sociaux de 3 à 5 animaux par cage, et chaque cage est enrichie avec un barreau à ronger, une ‘’maison’’ en carton, et des papiers absorbants pour faire un nid. Enfin, les procédures invasives seront réalisées sous anesthésie (anesthésique profond et un anesthésique local autour du site de chirurgie) et les animaux recevront un traitement antidouleur (traitement par un anti-inflammatoire). La température corporelle de l’animal sera maintenue grâce à un tapis chauffant thermostaté jusqu’au complet réveil de l’animal. Les animaux seront ensuite suivis et la souffrance sera évaluée. Des points limites prédictifs seront établis permettant d’interrompre l’étude limitant ainsi la souffrance, la douleur et le stress pour l’animal.

Choix des espèces

La sourisest aujourd’hui utilisée comme modèle standard pour l’étude de la plupart des pathologies de son génome (99 % identique à celui de l'homme). De plus, le modèle souris permet la création de lignées génétiquement modifiées (délétion/surexpression globale ou locale d’un gène ou d’un marqueur neuronal, manipulation de neurones ciblés). Pour notre étude, l’utilisation de la souris souris génétiquement modifiée est centrale, car elle nous permet d’étudier spécifiquement les neurones qui répondent aux opiacés, de manipuler leur activité et d’en voir les conséquences sur le comportement. Aucun autre organisme ne permet d’utiliser cette approche très puissante. Les modèles étudiés étant des modèles de pathologie neuropsychiatrique se manifestant principalement à l’âge adulte chez l’humain, les études se feront chez des animaux ayant atteint le stade mature de leur développement, c’est à dire au minimum 2 mois pour les modèles souris.

220 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent un antibiotique dans l'eau puis un gavage de bactéries E. coli, avant des traitements à base de phages administrés par gavage trois fois par semaine pendant deux semaines, le côlon étant ensuite prélevé. Le porteur précise que les souris sont génétiquement modifiées et développent spontanément un cancer colorectal, mais affirme arrêter l'expérience avant que la maladie n'affecte leur état. Sur le remplacement, il indique avoir mené des essais in vitro mais juge l'étape in vivo "nécessaire" pour vérifier l'efficacité du traitement.

Objectifs

Les Escherichia coli (E. coli) sont des bactéries colonisant naturellement le tractus digestif. Ces bactéries sont dans la plupart des cas inoffensives. Cependant, elles ont tendance à céder et à acquérir du matériel génétique pouvant dans certains cas les rendre pathogènes pour l’Homme. Ce matériel génétique peut être composé de facteurs de virulences (toxines par exemple) et/ou de nombreux gènes de résistance aux antibiotiques rendant leur éradication extrêmement difficile voir dans certains cas impossible (bactéries dites multi-résistantes). A titre d’exemple, Santé publique France estime pour l’année 2015 à 125 000 le nombre d’infections par des bactéries multi-résistantes aux antibiotiques en France et à plus de 5 500 le nombre de décès imputables à ces bactéries. Ces chiffres étant en constante augmentation, de nouvelles méthodes d’éradication de ces bactéries sont nécessaires pour continuer à traiter efficacement les patients. Le projet aura comme objectif d’éliminer le portage digestif des E. coli possédant soit des gènes codant pour des toxines soit des gènes de multi-résistance aux antibiotiques. Dans ce projet, nous utiliserons au maximum 220 souris. Les animaux seront hébergés dans des cages standards avec un accès illimité à l’eau et à la nourriture et le milieu sera enrichit à l’aide de maisons en plastique. Un suivi quotidien des animaux sera effectué de manière à repérer toute détresse animale.

Bénéfices attendus

D’une façon globale, ce projet apportera la preuve de concept in vivo que notre traitement peut être une excellente approche pour éliminer le portage digestif de bactéries E. coli indésirables (producteurs de toxine et/ou multi-résistants aux antibiotiques). La production de notre traitement décolonisateur testé est peu couteuse et extrêmement facile à mettre en place (son administration est elle aussi extrêmement simple). Ainsi, si la preuve de concept de leur pourvoir décolonisant sur nos bactéries modèles s’avère être un succès, il serait alors envisageable d’imaginer de développer chez des patients porteurs de bactéries similaires cette stratégie thérapeutique.

Procédures

Les animaux seront tous gavés, ce qui représente un maximum de 220 souris. Le gavage se fera sur animal vigile par du personnel expérimenté, habitué à cet acte qui hormis la contention n'induit aucune douleur à l'animal et ne dure que quelques secondes. En ce qui concerne la fréquence des gavages, les animaux recevront tous 1 gavage des souches bactériennes d'intérêt. Les traitements décolonisateurs seront administrés quand à eux 3 fois par semaine pendant 2 semaines (110 souris). Si les expériences sont un succès, nous les répèterons en administrant le traitement décolonisateur seulement 1 seule fois (un maximum de 110 souris).

Impact sur les animaux

Les animaux se verront administrer un antibiotique via l'eau de boisson. Cette pratique est très fréquente pour faciliter l'implantation intestinale de souches bactériennes d'intérêts et n'entraine aucune gêne chez les animaux. L'administration des bactéries se fera par gavage. Cet acte n’induit pas de nuisance particulière hormis un stress léger lié à la contention de l’animal. Les souches bactériennes utilisées sont couramment employées au laboratoire et n’induisent aucun stress ou dégradation de l’état général de l’animal. Les effets indésirables résident plus dans le modèle murin lui-même, puisque les souris utilisées sont altérées génétiquement et développent spontanément un cancer colorectal. Cependant l’expérience sera arrêtée bien avant que la pathologie ne se traduise par un impact sur le bien-être des animaux.

Devenir

Les animaux auront reçu des antibiotiques, des bactéries et des phages. C'est pour cela qu'ils seront mis à mort. De plus, nous voulons nous assurer que les phages ont été capable d'éliminer les bactéries associées à la muqueuse intestinale et pour cela, les côlons doivent être récupérés et les animaux mis à mort.

Remplacement

Notre approche expérimentale inclut une première analyse in vitro ayant démontré l’efficacité des traitements décolonisateurs utilisés in vivo. Cependant, la densité du microbiote intestinal est telle dans le tractus digestif, que l’étude de l’efficacité des traitements décolonisateurs in vivo est nécessaire pour nous assurer qu’ils sont réellement efficaces.

Réduction

Nous n’utiliserons que le nombre nécessaire d’animaux pour la bonne interprétation des données. D’expérience, nous savons que les expériences de colonisations intestinales par des E. coli nécessitent 10 animaux/lot (il y a une grande variabilité en termes de colonisation et moins de souris rend l’interprétation impossible). En effet, le laboratoire a publié des données comparant chez des souris prédisposées à développer le cancer colorectal, la colonisation d’une souche de E. coli de laboratoire à celle d’une souche de E. coli associée au cancer colorectal chez l’Homme. Les groupes comportaient entre 14 et 17 animaux. Par ailleurs, le laboratoire réalise de nombreuses infections bactériennes de souris dans le cadre de l’étude du pouvoir inflammatoire des E. coli associés à la maladie de Crohn, une maladie inflammatoire chronique de l’intestin. Bien souvent les chiffres de colonisations présentent des variations et le nombre d’animaux utilisés s’en trouve impacté. Des groupes de 8-12 animaux sont fréquemment constitués. Nous prévoyons une administration répétée ou unique des traitments décolonisateurs. Les epxériences d'administration unique ne seront faites que si l'administration répétée montre un effet bénéfique. Si ce n'est pas le cas, l'expérimentation prenda fin.

Raffinement

Les animaux seront stabulés dans une salle climatisée avec un cycle jour/nuit de durée égale et un taux d'humidité constant. Les animaux auront libre accès à la boisson et à la nourriture. Le milieu sera enrichit à l’aide de maisons en plastique. Un suivi quotidien des animaux sera effectué de manière à repérer toute détresse animale. Le poids des souris sera également suivi avec attention car c’est un très bon marqueur de pathologies intestinales et de la sévérité d’une diarrhée. Nous utiliserons également un système de score de manière à limiter au maximum la souffrance et définir des points limites. Si un animal présente des signes de douleur, un antalgique lui sera administré par gavage pour en contrôler la prise. Les expériences seront réalisées en toute sécurité, notre animalerie permettant notamment la manipulation de pathogènes.

Choix des espèces

Pour les souris de fond génétique sauvage, nous gaverons des animaux âgés de 6-8 semaines. C'est un âge classiquement utilisé dans les expériences de gavage et d'étude de la colonisation intestinale par les bactéries. Pour les souris prédisposées à développer le cancer colorectal, nous gaverons des animaux âges de 6 semaines. C'est l'âge classique pour ce modèle.

72 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent chaque jour pendant 14 jours une injection sous-cutanée d'isoprénaline pour provoquer un stress cardiaque, une partie recevant en fin de protocole une injection d'un inhibiteur, avant prélèvement du cœur. Le porteur indique que le traitement augmente la fréquence et le débit cardiaques et que l'inhibiteur peut provoquer une hypertension. Sur le remplacement, il conclut qu'aucun modèle in vitro ne permet d'étudier le remodelage cardiaque et qualifie le recours aux animaux d'"indispensable".

Objectifs

Le stress adrénergique cardiaque peut entraîner un remodelage physiologique du cœur, comme on l'observe en réponse à l'entraînement physique. Cependant, lorsque ce stress est chronique, il conduit à un remodelage cardiaque défavorable qui est associé à un dysfonctionnement. À ce jour, le principal traitement efficace pour limiter le remodelage myocardique consiste à réduire la surcharge de pression. Par conséquent, il est impératif de mieux comprendre les voies de signalisation qui sous-tendent les (mauvaises) adaptations cardiaques dépendantes du stress adrénergique afin de fournir des pistes pour le développement de nouvelles thérapies. En réponse à la stimulation des recepteurs β-adrénergiques, le myocarde produit des quantités accrues d'oxyde nitrique (NO). Jusqu'à récemment, on considérait que la signalisation du NO impliquait principalement l'activation des voies de la protéine kinase dépendante de la guanosine monophosphate cyclique (GMPc) (GMPc-PKG). Cependant, le NO peut également se fixer directement de manière covalente aux résidus thiol de cystéines, un processus appelé Snitrosylation (SNO). Ce second mécanisme a été moins étudié et fait l'objet du présent projet. La SNO est une modification post-traductionnelle réversible majeure impliquée dans la régulation de l'activité des protéines ; il permet également de protéger les protéines contre l'oxydation irréversible des fragments thiols. Ce processus a été bien décrit dans les mitochondries où il est associé à une production réduite d’espèces réactives de l’oxygène. Les myofilaments cardiaques sont également rapportés comme étant sensibles à l'oxydoréduction et, par conséquent, potentiellement affectés par la signalisation du NO. La question est de tenter de mieux comprendre comment la SNO des protéines myofilamentaires est impliquée dans la régulation de la machinerie contractile cardiaque. L’objectif du projet NitrosoCard est de tester l'hypothèse selon laquelle, en réponse au stress adrénergique, la eNOS (enzyme responsable de la synthèse de NO) peut se relocaliser vers les mitochondries pour moduler la SNO de protéines clés dans la régulation de la réponse du cœur à une situation de stress.

Bénéfices attendus

Ce projet devrait permettre de mieux identifier les voies de signalisation impliquées dans la réponse du coeur à un stress adrénergique. En effet, il est bien connu qu'un stress adrénergique transitoire peut aboutir à une adaptation bénéfique du coeur alors qu'un stress chronique peut conduire à un remodelage cardiaque défavorable. Néanmoins, à ce jour, les mécanismes cellulaires permettant d'expliquer qu'un même stimulus puisse aboutir à des réponses adaptatives différentes n'ont jamais été identifié

Procédures

Les animaux seront traités quotidiennement, pendant 14 jours, avec un agoniste des récepteurs β-adrénergiques, l’isoprénaline, par injection sous-cutanée (une injection sous cutanée tous les jours pendant 14 jours). A la fin des 14 jours, certains animaux (groupe taités avec l'inhibiteur des NOS, L-NAME) reçoivent une dernière injection cette fois en intrapéritonéale.

Impact sur les animaux

Le traitement sub-chronique à l’isoprotérénol peut avoir des conséquences sur l’état de bien-être des animaux (principalement augmentation de la fréquence et du débit cardiaque). Les animaux seront donc surveillés, tout particulièrement dans les heures qui suivent l’injection sous-cutanée d’isoprotérénol, par un personnel habilité et formé pour ce type d'acte expérimental. L'injection de L-NAME peut aussi être à l'origine de stress (hypertension artérielle). Dans ce cas aussi, les animaux seront particulièrement surveillés dans les heures suivant l'injection. Les autres expérimentations seront réalisées sur des organes, des cellules, des myofilaments isolés et necessiteront l'euthanasies des animaux avant le prélèvement des tissus.

Devenir

A la fin de la procédure, les animaux seront euthanasiés afin de permettre le prélèvement du coeur et ainsi permettre l'isolement primaire de cardiomyocytes, de mitochondries ou des analyses biochimiques.

Remplacement

Il n'existe à l'heure actuelle aucun modèle de substitution in vitro pour évaluer l’impact du stress adrénergique sur le remodelage myocardique. Par ailleurs, l’utilisation d’animaux permet d'étudier des mécanismes cellulaires qui ne peuvent être analysés chez le patient. Par conséquent l'utilisation de modèles animaux apparait comme indispensable à la réalisation de ce protocole.

Réduction

Un grand nombre d'expérimentations sera réalisé sur des cellules ou des mitochondries isolées. Cette approche permet, en contrôlant un grand nombre de paramètres et ainsi en réduisant la variablité d'une expérience à l'autre, de limiter le nombre d'animaux utilisés. De plus, la taille du coeur du rat permet de collecter une grande quantité de matériel biologique et permettra, à partir d'un même coeur de réaliser diffrentes évaluations (biochimie, immuno-précipitation, protéomique).

Raffinement

Les animaux sont stabulés une semaine après leur arrivée, avant toute procédure, afin de s’acclimater à leurs conditions d’hébergement. Afin de permettre la formation de groupes sociaux, les rats sont hébergés en cages de 3 individus avec un enrichissement du milieu (tubes, coton, bâtons à ronger). La nourriture est standard ad libitum et un accès à de l’eau fraiche. La température et l’hygrométrie sont contrôlées. Les animaux sont visités quotidiennement par un animalier formé qui contrôle le bien-être des animaux à l’aide d’une fiche intégrant les différents point limites. Ainsi, en se basant sur cette grille, un score sera attributé à chaque animal afin d'évaluer son état de bien être ou de souffrance. Les résultats de cette observation permettront, en se basant sur un arbre décisionnel, d'opter, si necessaire, soit pour une stratégie d'analgésie soit pour la mise de la mort de l'animal.

Choix des espèces

Le rat est un modèle de choix car la physiologie cardiaque des rongeurs présente de grandes similitudes avec celle de l’homme. Le modèle rongeur a l’avantage de permettre des investigations depuis l’étage cellulaire et moléculaire jusqu’aux mesures in vivo. L’utilisation des même tissus (coeur) ex vivo puis pour des analyses biochimiques permet de réduire le nombre d’animaux utilisés au cours du protocole expérimental. Les animaux seront utilisés à un stade jeune adulte (rats de 12-15 semaines) afin de pouvoir travailler sur un système cardiovasculaire mature et sans facteurs de complications

260 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent une injection intraveineuse d'un vecteur de thérapie génique, des prélèvements sanguins répétés, et selon les groupes une pompe implantée chirurgicalement sous la peau ou des injections d'anticorps trois fois par semaine pendant quatre semaines. Le porteur indique vouloir moduler la réponse immunitaire dirigée contre le vecteur, afin d'améliorer les traitements de thérapie génique. Il affirme que le rat Sprague-Dawley est le seul petit modèle reproduisant cette réponse et que le modèle animal reste "incontournable".

Objectifs

La thérapie génique consiste à introduire un gène thérapeutique dans des cellules pour traiter une maladie. Pour véhiculer ce gène, les vecteurs viraux, et en particulier les virus adéno-associés (AAV) constituent des outils de choix. Une seule injection de ces vecteurs permet une expression à long terme du gène thérapeutique. Néanmoins, malgré de récents succès, un des facteurs majeurs pouvant limiter l’efficacité du transfert de gène in vivo est la réponse immunitaire dirigée contre ce vecteur. Cette réponse immune délétère s'explique, en partie, par le fait que les humains sont naturellement infectés au cours de leur vie par des virus AAV. L’initiation ou non de cette réponse immune cellulaire semble être dépendante de nombreux facteurs (voie d'administration, dose injectée, tissu cible, transgène thérapeutique...) et son impact sur l’efficacité du transfert de gène reste à ce jour difficile à prédire. Nous avons récemment développé un modèle animal dans lequel nous observons une réponse immunitaire dirigée contre ce vecteur. Ce modèle semble reproduire la réponse immune observée chez l’humain. La génération de ce modèle animal ouvre un champ d’applications important pour aider au développement de médicaments de thérapie génique innovants plus efficaces et plus sûrs sur le plan immunologique pour prévenir un rejet du transfert de gène. Ainsi, fort de ces constats, nous proposons de tester, dans notre modèle de rats, 2 stratégies pour moduler la réponse immunitaire dirigée contre le vecteur et ainsi prévenir le rejet lié au transfert de gène. La première stratégie consistera à utiliser une molécule (l’interleukine 34 (IL-34)) pour favoriser l’émergence de cellules immunitaires (macrophages et lymphocytes T) régulatrices impliquées naturellement dans la modulation des réponses immunitaires. La seconde stratégie repose sur le constat que les cellules effectrices humaines expriment fortement un marqueur de surface (le CD45RC) à l’inverse des cellules aux propriétés régulatrices Un anticorps ciblant ce marqueur spécifique sera utilisé pour moduler l’action des cellules immunitaires effectrices. L’objectif scientifique de ce nouveau projet est de développer une stratégie pour moduler la réponse immune dirigée contre le vecteur de thérapie génique.

Bénéfices attendus

Ce projet va permettre de développer une méthode pour prévenir la réponse immunitaire anti-vecteur et permettre ainsi d’améliorer les traitements de thérapie génique à l’aide d’AAVr.

Procédures

Les rats recevront une injection unique de solution saline ou d’un vecteur viral en Intraveineuse. La durée totale d’intervention est d’environ 5 à 10 mn. Des prélèvements sanguins sous anesthésie seront réalisés régulièrement pendant toute la durée du protocole soit 7 pour les suivis 1 mois et 10 pour les suivis 3 mois. Le temps d’intervention est d’environ 5 mn. Pour les animaux inclus dans la première stratégie d’immunomodulation, des pompes seront placées chirurgicalement sous la peau du dos des rats permettant de diffuser un immunomodulateur sur plusieurs jours. Le temps d’anesthésie, de préparation du champ opératoire et de la chirurgie est d’environ 30 mn. La recharge s’effectuera tous les 15 jours à travers la peau et s’effectue en moins de deux minutes sous anesthésie. Pour les animaux inclus dans la deuxième stratégie d’immunomodulation, les anticorps seront injectés en intrapéritonéale 3 fois par semaine pendant 4 semaines. En cas de stress marqué, dû à la répétition des procédures, les animaux seront anesthésiés, le temps de réaliser l’injection soit environ 1 minute.

Impact sur les animaux

Les animaux ressentiront une légère douleur au point du prélèvement sanguins et au point d’injection de l’intraveineuse et de l’intrapéritonéales dû à la pénétration de l’aiguille. La répétition des injections intrapéritonéales peut engendrer un stress pour les animaux. Les animaux ressentiront une douleur modérée dû à l’incision de la peau pour la mise en place de la pompe rechargeable.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de la procédure pour des études post-mortem.

Remplacement

L’enjeu majeur des protocoles de thérapie géniques développés à l’aide d’AAV consiste à s’affranchir de la réponse immunitaire anti-vecteur observée chez l’humain. À ce jour, il n’est pas possible de reproduire in vitro un système immunitaire et encore moins de le combiner avec des cellules d’autres organes (également transduits par le vecteur de thérapie génique). Le modèle animal demeure donc incontournable. Pour ce protocole précis, nous avons choisi un modèle de rat Sprague-Dawley, car c’est le seul modèle de petit animal, qui développe une réponse immunitaire anti-AAV similaire à celle observée chez l’humain.

Réduction

Chez l’Homme, l’apparition d’une réponse immune dirigée contre le vecteur de thérapie génique ainsi que son intensité varient d’un individu à l’autre. Cette variabilité a également été observée dans une étude précédente réalisée au laboratoire où environ 60% des animaux injectés développent une réponse immunitaire. De manière à avoir des résultats statistiquement interprétables, le nombre d’animaux par groupe devra être porté à au moins 10 .

Raffinement

Le bien-être animal et le raffinement des procédures passera par de bonnes conditions d’hébergements, un suivi quotidien des animaux, l’instauration de points limites pertinents et précoces ainsi que la mise en place de mesures adaptées (anesthésie, analgésie etc.). En cas d’observation d’un mal être de la part de l’animal, un examen clinique sera réalisé à l’aide d’une grille de score afin d’évaluer le degré de souffrance de l’animal. Selon le score enregistré et l’arbre décisionnel, certaines actions seront mises en place comme l’utilisation d’analgésique, une surveillance accrue, ou une euthanasie.

Choix des espèces

Dans la majorité des études de thérapie génique ou d'immunologie, une espèce mammifère est requise pour avoir une pertinence clinique. L'utilisation du rat est justifiée à la fois par la preuve de concept de modélisation de la réponse immune anti-AAV ainsi que par la possibilité de constituer des groupes suffisamment larges pour effectuer des analyses statistiques. De plus, des études fonctionnelles réalisées in vivo dans un contexte de transplantation d’organes chez le rat mettent en évidence les propriétés immunorégulatrices de l’anti-CD45RC et de l’IL34. Le but de cette étude est d’apporter une preuve de concept de l’effet de ces molécules sur la réponse immunitaire dirigée contre le vecteur dans un contexte de transfert de gène. Les rats seront injectés entre 6 et 10 semaines, à l’âge adulte afin d’avoir un système immunitaire mature.

3 204 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Souris transgéniques reproduisant une cécité héréditaire, elles reçoivent une injection sous-rétinienne d'une thérapie génique par CRISPR/Cas9, suivie de prélèvements de larmes et de sang, de fonds d'œil, de tomographies et d'électrorétinogrammes répétés jusqu'à neuf ou dix fois. Le porteur indique que les injections peuvent provoquer des décollements de rétine et des hémorragies oculaires. Il annonce viser une preuve de concept avant un éventuel passage en clinique.

Objectifs

L’objectif de ce projet de recherche est de mettre au point une thérapie génique permettant de limiter la progression de la rétinite pigmentaire autosomique dominante, une maladie génétique responsable d’une dégénérescence des photorécepteurs, cellules permettant la vision, et aboutissant à une cécité, dans deux modèles de souris atteintes de rétinite pigmentaire autosomale dominante. Cette thérapie génique reposera sur une stratégie de « Suppression », éliminer le gène responsable de maladie chez le patient en utilisant les ciseaux génétiques CRISPR/Cas9, associée à une stratégie de « Remplacement » qui consistera à apporter au patient une version saine du gène précédemment supprimé (gène médicament). La finalité étant le développement d’une thérapie curative accessible au plus grand nombre de patients atteints par cette cécité héréditaire.

Bénéfices attendus

Le projet a pour but de mettre en avant la preuve de concept d’efficacité d’une thérapie génique indépendante des mutations et utilisant l’outil d’édition du génome CRISPR/Cas9 sur nos modèles murins de rétinite pigmentaire autosomale dominante. Le bénéfice attendu est à terme d’amener en clinique cette thérapie génique mutation indépendante pour la rétinite pigmentaire autosomique dominante, pour lesquelles le développement de traitement spécifique à chaque mutation identifiée n’est aujourd’hui pas possible.

Procédures

- Injection sous-rétinienne : les animaux recevront une injection intraoculaire (une seule par œil) de la thérapeutique à évaluer. L’injection est rapide (5 à 10 minutes) et sera réalisée sous analgésie et anesthésie générale. Les souris ne passeront qu’une seule fois par cette étape expérimentale. - Prélèvement de larmes : le prélèvement est effectué sur souris vigiles (non anesthésiées). Le prélèvement de larmes est rapide (30 secondes) et considéré non douloureux chez l’animal. Les larmes des souris seront prélevées avant l’injection intraoculaire de l’élément thérapeutique testé (si l’âge des souris à l’injection le permet) puis une fois par semaine pendant 4 semaines, soit au maximum 5 fois. - Prélèvement de sang : le prélèvement est effectué sur souris anesthésiées. Le prélèvement de larmes est rapide (30 secondes) et considéré non douloureux chez l’animal. Le sang sera prélevé avant l’injection intraoculaire de l’élément thérapeutique testé (si l’âge des souris à l’injection le permet) puis une fois par semaine pendant 4 semaines, soit au maximum 5 fois. - Fond d’œil : suite à l’injection de la thérapeutique, le fond d’œil des animaux sera visualisé pour contrôler la qualité de l’injection réalisée. La procédure est rapide (5 minutes) et sera réalisée sous anesthésie gazeuse. Tous les animaux de l’étude seront soumis à cet examen qui sera réalisé 1 à 3 fois selon les conditions expérimentales. - Tomographie à cohérence optique : ce test permet de visualiser la structure anatomique de la rétine (différentes couches de cellules). L’acquisition d’images dure environ 5-10 minutes par animal et sera réalisée sous anesthésie gazeuse Tous les animaux de l’étude seront soumis à cet examen qui sera réalisé au maximum 10 fois par animal. - Electrorétinogramme : ce test permet d’évaluer la fonction de la rétine (capacité des cellules de la rétine à répondre à un stimulus lumineux). L’analyse dure environ 30 minutes par animal et sera réalisée sous anesthésie générale. Pour les animaux soumis à cet examen, il sera réalisé au maximum 9 fois par animal. - Euthanasie par des méthodes réglementaires en vue de prélèvements : en fin de procédure expérimentale, toutes les souris seront euthanasiées pour collecter des échantillons pour des analyses microscopiques des tissus et des analyses biochimiques ultérieures.

Impact sur les animaux

Les injections sous-rétiniennes peuvent provoquer des lésions temporaires comme des décollements localisés de la rétine et de petites hémorragies oculaires. Les injections intrapéritonéales et sous-cutanées peuvent induire une douleur ponctuelle réversible. La majorité des gestes expérimentaux auxquels seront soumises les souris seront réalisés sous anesthésie (injection intraoculaire, prélèvement de sang, fond d’œil, tomographie à cohérence optique, électrorétinogramme) induisant une répétition des anesthésies. Un léger stress peut être engendré lors du changement d’environnement des animaux (mise en chambre noire la veille de l’électrorétinogramme). A l’issue de la procédure, les animaux seront euthanasiés afin de prélever les yeux pour des analyses histologiques post-mortem.

Devenir

Tous les animaux de l’étude seront euthanasiés à la fin de la procédure afin de collecter des échantillons pour des analyses histologiques et biochimiques post-mortem.

Remplacement

Ce projet ne peut être réalisé que dans un modèle in vivo car les propriétés pharmacologiques du traitement ne peuvent être évaluées que dans des conditions physiologiques, pour notamment étudier l’interaction entre les vecteurs d’injection de la thérapie génique et le système immunitaire de l’hôte. De même que le fonctionnement de la rétine et la vision ne peuvent être évalués qu'in vivo.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés (3204 souris) sera toujours limité au minimum nécessaire pour fournir des données biologiquement et statistiquement significatives. Les tests statistiques réalisés seront adaptés aux échantillons de petite taille afin de limiter le nombre d’animaux par groupe (12 souris/groupe). Ce nombre de 12 souris par groupe (17 pour J2-3) est basé sur des études antérieures du laboratoire utilisant des techniques similaires. Plusieurs tissus seront prélevés sur toutes les souris utilisées dans ce projet afin de collecter un maximum d’échantillons et d’éviter de relancer des expérimentations additionnelles.

Raffinement

- Les animaux seront examinés quotidiennement par les expérimentateurs et ou le personnel qualifié de l’animalerie et seront hébergés dans les conditions conformes à la réglementation (cages de stabulation avec enrichissement, nourriture et boisson à volonté). - Une anesthésie courte gazeuse, permettant un réveil rapide de l’animal, sera privilégiée quand les procédures le permettent. - Une nouvelle aiguille sera utilisée pour chaque animal pour limiter la douleur induite lors d’injections sous-rétiniennes, intrapéritonéales et sous-cutanées. - Pour limiter le stress des animaux lors du changement d’environnement (mise en chambre noire la veille de l’électrorétinogramme), les souris resteront dans leur cage habituelle d’hébergement, avec leurs congénères et l’enrichissement habituel (tunnel en carton et coton), ainsi que nourriture et eau à volonté. - Une signalétique particulière des animaux en expérimentation est utilisée. Elle permettra une surveillance adaptée des animaux en fonction des points limites définis à chaque procédure afin de s’assurer de leur bien-être. - Des critères d’arrêt ou points limites ont été déterminés pour chaque étape de la procédure expérimentale. - Les animaux provenant de l’extérieur observeront une période d’acclimatation de 5 jours minimum.

Choix des espèces

Les deux modèles de souris transgéniques utilisés dans ce projet reproduisent la pathologie étudiée : la rétinite pigmentaire autosomale dominante. Comme chez l’Homme, une mutation présente dans le gène codant pour la rhodopsine, induit une dégénérescence progressive des photorécepteurs. De plus, chez ces deux modèles de souris la vitesse de dégénérescence des photorécepteurs diffère, notamment due aux différentes mutations, ce qui est également observé chez les patients. Le but de cette étude étant de tester l’effet de nouveaux composés thérapeutiques pour ralentir la dégénérescence rétinienne, l’intervention interviendra avant que la dégénérescence des photorécepteurs n’atteigne un stade avancé, soit chez des souris âgées de 2-3 jours, 7 jours, 14 jours afin de déterminer le temps d’injection ayant le meilleur avantage thérapeutique. Les souris âgées de 42 à 49 jours seront utilisées car celles-ci possèdent un système immunitaire pleinement mature, nécessaire à la comparaison avec les stades antérieurs.