Rongeurs
Etude de l’effet de l’isolement social sur la comorbidité de la douleur chronique et de ses conséquences anxio-dépressives chez la souris
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
La moitié des 2 064 souris passent jusqu'à 24 semaines seules en cage, toutes subissent une chirurgie et développent une douleur chronique, puis un jeûne de 24 heures et un isolement de 24 à 72 heures pour certains tests. Elles sont utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré et toutes tuées à l'issue, après une chirurgie terminale de prélèvement de tissus. Le porteur écrit que la douleur et le phénotype anxio-dépressif "sont inévitables et ne peuvent pas être soulagées car c'est l'objet de l'étude", qui cherche comment l'isolement aggrave la douleur chronique chez les patients. Il annonce quatre tests de douleur et sept tests comportementaux d'anxiété et de dépression sans en nommer aucun, ni dire comment la douleur chronique est provoquée.
Objectifs
La douleur chronique affecte environ 7 à 10 % de la population mondiale et demeure, dans de nombreux cas, réfractaire aux approches thérapeutiques actuellement disponibles. Elle représente ainsi un enjeu majeur de santé publique en raison de son impact considérable sur la qualité de vie des patients, mais également sur les systèmes de soins et les coûts socio-économiques qui lui sont associés. Par ailleurs, cette pathologie est fréquemment accompagnée de troubles affectifs, notamment l’anxiété et la dépression, avec un taux de comorbidité supérieur à 50 %. Il apparaît donc essentiel de mieux comprendre les mécanismes sous-jacents de cette comorbidité ainsi que les facteurs susceptibles de l’exacerber. Un nombre croissant d’études suggère que le stress chronique joue un rôle déterminant dans l’aggravation de la douleur et des troubles émotionnels associés. Sur la base d’observations cliniques rapportées par nos collaborateurs, l’isolement social a été identifié comme un facteur susceptible d’influencer l’intensité de la douleur, sa chronicisation ainsi que la durée de récupération. En effet, les patients souffrant de douleurs chroniques présentent fréquemment une tendance au retrait social, phénomène qui peut être à la fois une conséquence et un facteur aggravant de leur état. De plus, plusieurs études ont mis en évidence une augmentation des comportements d’isolement social au sein de la population générale, associée à une prévalence accrue des troubles anxieux et dépressifs. Dans ce contexte, le présent projet vise à approfondir la compréhension des mécanismes sous-jacents de l'impact de l'isolement sur la comorbidité de la douleur chronique et des troubles émotionnels. Cette étude s’inscrit dans une démarche translationnelle multicentrique réunissant plusieurs équipes de recherche précliniques et cliniques en Europe avec pour objectif de mieux appréhender la complexité de cette comorbidité et de favoriser le transfert des connaissances entre la recherche fondamentale et la pratique clinique.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à mieux comprendre les mécanismes neurobiologiques et les circuits cérébraux impliqués dans la douleur chronique ainsi que dans les troubles anxio-dépressifs qui lui sont associés. Il permettra également d’évaluer l’impact de l’isolement social en tant que facteur susceptible d’aggraver cette comorbidité. Les connaissances acquises contribueront à une meilleure compréhension des interactions entre douleur chronique, environnement social et santé mentale, et pourraient, à terme, favoriser l’identification de nouvelles cibles thérapeutiques et le développement de stratégies de prise en charge plus efficaces.
Procédures
- la moitié des animaux est soumise à un isolement social inévitable, qui constitue l’objet de notre étude pour une durée maximale de 24 semaines. - Les animaux développent une douleur chronique associée à l’apparition de troubles de type anxieux et dépressif. - Les interventions chirurgicales sont réalisées sous anesthésie générale et durent au maximum 45 minutes. - Les animaux sont soumis à quatre tests d’évaluation de la douleur (durée moyenne de 15 minutes, avec une stimulation brève n’excédant pas 60 secondes) ainsi qu’à sept tests comportementaux destinés à évaluer les troubles anxio-dépressifs (environ 5 minutes par test), avec un intervalle de 24-48 entre chaque test dans la limite de 3 tests par semaine. - Les animaux sont soumis à un unique épisode de jeûne de 24 heures dans le cadre d’un test comportemental, ainsi qu’à une période unique d’isolement de 24 à 72 heures pour la réalisation de deux autres tests. - À l’issue de l’étude, les animaux font l’objet d’une chirurgie terminale de prélèvement tissulaire réalisée sous anesthésie profonde, d’une durée d’environ 10 minutes.
Impact sur les animaux
- La moitié des animaux seront hébergés dans des cages individuelles nous permettant de mieux comprendre l’effet de l’isolement social sur la comorbidité de la douleur et de ses conséquences émotionnelles. - la présence de la douleur et l’apparition du phénotype anxio-dépressif chez le modèle animal sont inévitables et ne peuvent pas être soulagées car c'est l'objet de l'étude. - Suite à la chirurgie, une légère difficulté dans les déplacements des animaux est attendue mais qui disparaît rapidement dans les 24 à 48h. - La douleur post-chirurgicale est aigue, transitoire et inflammatoire. - Les animaux subissent un stress aigu ainsi qu’une douleur transitoire et de faible intensité lors des tests de comportement.
Devenir
A la fin des procédures, les animaux sont mis à mort pour des analyses post-mortem.
Remplacement
l’objectif de cette étude est d’élucider les mécanismes sous-jacents par lesquels l’isolement social influence la comorbidité de la douleur et les troubles anxio-dépressifs qui y sont associés. À ce jour, aucun modèle in vitro ou in silico ne permet de reproduire ces interactions physiopathologiques ni d’étudier les conséquences comportementales de cette comorbidité. Le recours à un modèle in vivo est donc indispensable pour répondre aux objectifs scientifiques de cette étude.
Réduction
Les expériences seront réalisées avec la volonté de réduire autant que possible le nombre d’animaux par condition expérimentale, mais toujours dans l’optique d’obtenir le maximum d’information scientifique. Le nombre d'animaux a été déterminé pour obtenir des résultats statistiquement valides tout en se basant sur des données de la littérature, de notre expérience et de la variabilité phénotypique interindividuelle.
Raffinement
Les animaux sont hébergés en groupe sociaux pour respecter leurs besoins sociaux. Des carrés de coton seront placés dans la cage pour favoriser la nidation, et des barreaux de bois à ronger pour limiter les comportements d’agressivité. Avant le début des procédures et sur une période d’une semaine, les animaux sont manipulés quotidiennement par l’expérimentateur et acclimatés à l'environnement où les tests se dérouleront afin de réduire l'état de stress et d'angoisse chez l'animal. Les animaux seront observés tous les jours et leur comportement sera suivi afin de déceler tout signe d’inconfort ou de stress. Les animaux en condition d’isolement social sont hébergés dans des cages individuelles transparentes permettant de limiter le stress en maintenant un contact sensoriel minimal (olfactif, auditif et visuel) avec les congénères. Les cages seront enrichies (carrés de coton, frisures, bâtons en bois à ronger, tunnel) afin de favoriser le bien-être animal. Durant les chirurgies, des méthodes d’anesthésie et d’analgésie sont systématiquement utilisées. Un suivi post-chirurgical rapproché sera réalisé. Des points limites sont mis en place pour l’ensemble des procédures expérimentales. Si de nouvelles approches moins stressantes ou douloureuses pour l’animal venaient à être mises au point après le début de ce projet, une concertation avec la SBEA (structure chargée du bien-être des animaux) pourra être réalisée afin d’intégrer ces nouvelles pratiques dans nos procédures.
Choix des espèces
Ce projet sera réalisé sur le modèle animal - Souris adulte (à partir de l'âge de 8 semaines). Il nous est indispensable de travailler sur un modèle animal, social, entier avec un système neurobiologique mature afin d’être dans les conditions les plus proches de la complexité humaine. Le modèle murin adulte présente une forte homologie structurale du cerveau avec l’Homme le rendant incontournable dans la recherche en neurosciences
Rôle du glucose et du lactate en tant que substrat énergétique neuronal lors de l’activation cérébrale et les performances cognitives chez le rat (2/2)
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Pour savoir si les neurones puisent leur énergie dans le glucose ou dans le lactate, 224 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, tous tués à l'issue pour récupérer leur cerveau. Ils subissent une chirurgie de 75 minutes sous anesthésie avec deux injections, puis, trois semaines plus tard, six jours de test de comportement, et enfin une séance d'imagerie de 30 minutes sous anesthésie. Le porteur prévoit une douleur postopératoire et une perte de poids dans les 48 à 72 heures suivant l'opération. Il ne nomme ni le test de comportement ni le contenu des deux injections, alors qu'il compare des rats "privés de transporteurs" à des témoins.
Objectifs
Le cerveau a besoins d’énergie pour fonctionner, notamment pour apprendre, mémoriser et percevoir son environnement. Le glucose est traditionnellement considéré comme la principale source d’énergie des neurones. Cependant, des études récentes suggèrent que le lactate, produit par les astrocytes (cellule de soutien du cerveau), pourrait également être utilisé par les neurones comme source d’énergie. L’objectif de ce projet est de déterminer si, lors de l’activation cérébrale, les neurones utilisent préférentiellement le glucose ou le lactate. Pour cela, nous étudierons chez le rat les capacités d’apprentissage et de mémoire ainsi que l’activité cérébrale lors de stimulation sensorielles. Des techniques d’imagerie permettront d’évaluer l’activité cérébrale et les niveaux de glucose et lactate dans les régions cérébrales activées. Ce projet permettra de mieux comprendre comment les neurones produisent et utilisent l’énergie nécessaire à leur fonctionnement. À plus long terme, ces connaissances pourraient contribuer à mieux comprendre les maladies associées à des perturbations du métabolismes énergétique cérébrale, notamment certaines maladies neurodégénératives.
Bénéfices attendus
Sur le court terme, ce projet vise à mieux comprendre les mécanismes impliqués dans le métabolisme énergétique cérébral et les interactions entre les différentes cellules qui constituent le cerveau. Ces interactions sont cruciales d’un point de vue fondamental. À plus long terme, la compréhension de ces processus pourrait aussi permettre de développer des stratégies thérapeutiques pour certaines maladies dans lesquelles ce métabolisme énergétique est dérégulé (accident vasculaire cérébral, maladie d’Alzheimer, …).
Procédures
EU1 : Des chirurgies seront réalisées sous anesthésie gazeuse et analgésiant chez les rats (1 intervention de deux injections/rat ; 75 min/rat). Après 3 semaines post-chirurgie, le test de comportement sera réalisé sur tous les rats (1 session de 10 minutes/jour, sur 6 jours). EU2 : Après le test de comportement, les rats anesthésiés seront soumis à des techniques d'imagerie (une session de 30 min/animal) pour visualiser les zones cérébrales activées.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues pour ce projet sont : - Chirurgie : un inconfort transitoire au réveil et une douleur post-opératoire, une perte de poids légère et transitoire dans les premières 48h-72h de l’intervention. - IRM : un inconfort transitoire, un changement important du rythme cardiaque et/ou respiratoire peut survenir du fait de la variabilité inter-animaux de la sensibilité aux anesthésiques.
Devenir
Tous les animaux de chaque procédure seront mis à mort afin de récupérer les cerveaux pour les analyses moléculaires, protéiques et métaboliques.
Remplacement
Les différentes cellules du cerveau peuvent être étudiées en laboratoire, mais ces modèles ne reproduisent pas la complexité et fonctionnement d’un cerveau entier. Notre objectif étant de comprendre comment le cerveau fournit l’énergie nécessaire à l’activité des neurones, il est nécessaire d’étudier ces mécanismes dans un cerveau intact. À ce jour, aucun modèle alternatif ne permet de reproduire cette complexité.
Réduction
Concernant la réduction, nous avons réalisé en amont des expériences sur des cellules en culture afin de valider l'utilisation des réactifs nécessaires au projet. Cette phase d'étude limitera le nombre de rats utilisés dans le projet. Des études précédentes menées par l’équipe nous ont permis de déterminer les effectifs d’animaux nécessaires pour mettre en évidence les différences significatives entre les individus contrôles et ceux qui sont privés de transporteurs du métabolisme énergétique cérébral. Les résultats seront analysés avec des tests statistiques adaptés. Les tissus prélevés chez les animaux seront placés dans une banque d'organes/tissus afin de mutualiser les échantillons au sein du laboratoire.
Raffinement
Le bien-être des animaux est pris en compte tout au long du projet par une surveillance régulière des rats selon une grille de bien-être qui aide à identifier des points limites et des critères d’intervention et d’arrêt. Le poids corporel et l’état général du rat seront suivis régulièrement par une pesée hebdomadaire. À la suite de l’intervention chirurgicale, une surveillance renforcée sera mise en place pendant les 7 jours postopératoires, avec une pesée quotidienne afin d’évaluer l’état général des animaux et leur récupération. Toute variation significative du poids ou toute altération de l’état général fera l’objet d’une évaluation et, le cas échéant, de la mise en œuvre de mesures adaptées. Une prise en charge antalgique postopératoire est prévue afin de prévenir et de limiter autant que possible la douleur et l’inconfort liés à l’intervention chirurgicale.
Choix des espèces
Les rats de la souche sauvage sont utilisés depuis plusieurs années pour des études sur le métabolisme cérébral dans notre laboratoire, ainsi nous maîtrisons l’expertise des actes chirurgicaux et la manipulation de ce modèle de rat. Dans cette étude, les rats seront utilisés à l’âge de 10 semaines car le métabolisme énergétique cérébral est différent à des stades plus précoces.
Imagerie de l’inflammation par IRM et MPI dans des modèles murins de pathologies ostéoarticulaires
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Troubles immunitaires
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Jusqu'à huit séances d'imagerie de 45 minutes sous anesthésie, avec pose d'un cathéter dans la queue pour injecter l'agent de contraste : 1 092 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour l'analyse de leurs tissus. Leur arthrose ou leur arthrite est provoquée par une injection dans le genou ou par une chirurgie de 20 minutes, pour valider des agents de contraste censés rendre visible l'inflammation articulaire. Le porteur choisit les souris Swiss pour leurs "veines plus larges" et les C57BL/6J pour la reproductibilité de leurs lésions articulaires. Il affirme que ces procédures présentent "un caractère de stricte nécessité" et que seul un "organisme entier" permet de suivre la distribution des agents.
Objectifs
L'arthrose est une maladie articulaire dégénérative caractérisée par la destruction progressive du cartilage, un remodelage de l'os sous-chondral et une inflammation synoviale. Ces altérations, qui touchent l’ensemble de l’articulation, entrainent notamment des douleurs chroniques et une diminution de la mobilité. En préclinique, si l'étude de la physiopathologie arthrosique est bien établie, peu de techniques permettent un suivi longitudinal non invasif, pourtant indispensable pour évaluer l'efficacité de traitements potentiels. De plus, les techniques d’imageries actuelles en pratique clinique se limitent globalement à une évaluation de la destruction articulaire, mais ne sont pas en mesure d’évaluer la participation inflammatoire à un temps donné, ce qui limite les propositions thérapeutiques et ne permet pas de proposer une médecine personnalisée. L’objectif de ce projet est donc de valider une nouvelle approche d’imagerie moléculaire non invasive permettant de visualiser l’inflammation articulaire dans des modèles murins d’arthrose. Chez l'homme, il a été démontré que l'inflammation synoviale est marquée par une surexpression de marqueurs de l’inflammation des vaisseaux sanguins et de la membrane synoviale. Ces protéines sont impliquées dans le recrutement de cellules immunitaires induisant une inflammation de l’articulation. Les taux circulants de certaines de ces protéines sont d'ailleurs reconnus comme biomarqueurs prédictifs du risque de chirurgie de la hanche et du genou en cas d’arthrose sévère. L’imagerie permettra de visualiser l’inflammation grâce à des agents de contraste magnétiques ciblant les protéines d’adhésion cellulaire. Cette stratégie permettra de caractériser la dynamique inflammatoire au cours de différentes formes d’arthrose expérimentale, et d’évaluer la possibilité de proposer un traitement ciblé (anti-inflammatoire ou anti-arthrosique selon la prédominance ou non de l’inflammation). Collectivement, ces résultats permettraient une approche non invasive, translationnelle, permettant in fine de mieux appréhender la maladie arthrosique chez les patients pour leur proposer le traitement le plus adapté.
Bénéfices attendus
Cette étude serait la première à démontrer la possibilité d'imager l'inflammation articulaire de manière aussi précise in vivo, dans des modèles murins d’arthrose et d'arthrite. La validation de cette technique fournirait une méthode d'étude non invasive permettant un suivi longitudinal et diminuerait significativement le nombre d'animaux nécessaires aux études précliniques. De plus, les produits de contraste sont développés de manière à être biocompatible et biodégradable, afin de pouvoir être utilisés en clinique. De cette manière, cette méthode permettrait de faciliter le diagnostic de l’arthrose et d’autres maladies inflammatoires ainsi que l’évaluation de l’efficacité des traitements. L’utilisation d’agents de contraste biodégradables renforcent la possibilité de translation clinique.
Procédures
Les animaux seront exposés à des pesées 1 fois par semaine (durée inférieure à 5 minutes) ; injection dans le genou (environ 2 min) pour l’induction d’arthrite ou d’arthrose chimique et pour l’administration de traitements ; une chirurgie rapide pour l’induction de l’arthrose mécanique (environ 20min) pratiquée sous anesthésie générale avec une analgésie adaptée ; pose d'un cathéter pour l'administration de l'agent de contraste sous anesthésie profonde (environ 15 minutes) ; réalisation d'examens d'imagerie (environ 45 minutes). Les traitements anti-arthrosiques auront lieu soit par injection soit par prise orale 1 à 5 fois par semaine selon le protocole. L’ensemble des souris passeront maximum 1 fois par semaine en imagerie sur une période de 8 semaines.
Impact sur les animaux
L’induction d’arthrite ou d’arthrose (modèle chimique) n'entraîne pas de souffrance particulière à l’animal (pas de boiterie ou de douleur particulière). L’induction de l’arthrose chirurgicale peut entraîner des douleurs liées à l’ouverture des différents plans (peau et muscle). Après les différents protocoles d’induction de l’arthrose, aucune douleur n’est attendue après 24h. Les examens d’imagerie se dérouleront sous anesthésie générale des animaux. Cependant, la pose du cathéter veineux dans la queue pour l'administration de l'agent de contraste peut provoquer un hématome.
Devenir
Les animaux sont mis à mort à l’issue des procédures afin de pouvoir procéder à l’analyse des tissus.
Remplacement
Les tests in vitro réalisés sur des lignées de cellules ne permettent pas d’évaluer l’action des agents de contraste dans un organisme entier, leur distribution dans l’organisme, ni leur capacité à détecter une inflammation articulaire dans un contexte physiopathologique réaliste. Les modèles in vitro ne permettent pas non plus de reproduire fidèlement la complexité de l’articulation, qui repose sur des interactions entre plusieurs tissus (os, cartilage, synoviale, endothélium) et sur une composante mécanique essentielle dans l’apparition et l’évolution de l’arthrose. Le recours au modèle murin permet d’intégrer ces différents paramètres au sein d’un organisme entier. Ainsi, les procédures expérimentales décrites dans ce projet présentent un caractère de stricte nécessité et ne peuvent pas être remplacées par des méthodes alternatives sans animaux permettant d’obtenir un niveau d’information équivalent.
Réduction
Le nombre d’animaux a été déterminé à l’aide de tests statistiques de puissance afin d’utiliser un effectif suffisant pour mettre en évidence des différences biologiquement pertinentes, tout en évitant l’utilisation d’un nombre excessif d’animaux. Le recours à l’imagerie permet un suivi non invasif des mêmes animaux au cours du temps, réduisant ainsi le nombre total de souris nécessaires par rapport à des approches nécessitant des mises à mort à différents temps. De plus, la validation de l’imagerie de l’inflammation permettra sa réutilisation dans d’autres projets portant sur les maladies inflammatoires, permettant à terme une réduction du nombre d’animaux utilisés dans ce domaine de recherche.
Raffinement
Les animaux seront contrôlés quotidiennement pour évaluer et réduire au maximum tout risque de douleur. Des points limites spécifiques ont été définis pour chaque procédure. Les gestes susceptibles d’entraîner une douleur ou un stress seront réalisés sous anesthésie et l’administration d’un analgésique est prévu pour limiter la douleur. Les conditions de vie seront améliorées au maximum. Les souris seront hébergées en groupes sociaux de 5 individus maximum par cage, avec un accès à la nourriture et à l’eau à volonté et du matériel de nidification et un igloo.
Choix des espèces
Pour les expériences de validation des agents de contraste dans un modèle d’arthrite, des souris Swiss seront utilisées. Cette souche est particulièrement adaptée car elle présente un accès vasculaire facile facilitant la pose du cathéter (veines plus larges) et le modèle d’arthrite sur cette souche est bien décrit dans la littérature. Pour les expériences d’arthrose, des souris C57BL/6J seront utilisées, car cette souche est largement utilisée et validée dans les modèles murins d’arthrose, notamment pour tester l’efficacité de nouveaux traitements anti-arthrosiques. Elle présente une bonne reproductibilité des lésions articulaires et des réponses inflammatoires. L’ensemble des souris SWISS et C57BL/6J seront âgées de 8 à 10 semaines. Ce stade de développement correspond à des animaux adultes, en fin de croissance.
Mise en place d’un nouveau modèle d’étude et évaluation de nouvelles stratégies thérapeutiques pour des cancers du sang (leucémie aigüe myéloïde et syndrome myélodysplasique).
- Recherche appliquée
- Cancers
Les 655 souris de ce projet n'ont pas de système immunitaire, ce qui permet d'y faire proliférer des cellules leucémiques de patients sans rejet. Elles vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, toutes tuées à des temps différents pour prélever les organes du système immunitaire. Irradiées puis greffées par la veine de la queue sans anesthésie, elles subissent des prises de sang éveillées deux fois par mois, jusqu'à trois ponctions de moelle au fémur sous anesthésie, une chimiothérapie de cinq jours et jusqu'à 30 jours de gavage deux fois par jour. Le porteur qualifie ces procédures de "rapides, peu invasives" et les effets secondaires de "minimes", tout en déclarant l'ensemble en gravité sévère et en évoquant perte de poids, réduction de la mobilité et négligence du toilettage à mesure que la leucémie progresse.
Objectifs
Le syndrome myélodysplasique (SMD) et la leucémie aiguë myéloïde (LAM) sont de graves cancers du sang et de la moelle osseuse qui touchent principalement les personnes âgées. Dans le cas de la SMD, la moelle osseuse présente un dysfonctionnement majeur : à cause d'anomalies génétiques qui perturbent la fabrication des protéines essentielles, la production des cellules sanguines devient défaillante et inefficace. Chez environ un tiers des patients, cette maladie s'aggrave et évolue en LAM. Cette forme est un cancer très agressif où des cellules sanguines anormales et immatures se multiplient de manière incontrôlée. Actuellement, les traitements par chimiothérapie sont très lourds, toxiques et insuffisants. La majorité des patients font une rechute avec un taux de survie inférieur à 35 pour cent. Trouver de nouvelles thérapies plus efficaces et mieux tolérées pour bloquer ces rechutes est donc une urgence médicale absolue. L'objectif de ce projet est de reproduire ces maladies chez la souris (modèles précliniques) afin de mieux comprendre comment les cellules cancéreuses réapparaissent après un traitement et de tester de nouvelles stratégies thérapeutiques innovantes. À terme, ces recherches visent à offrir des alternatives thérapeutiques plus ciblées et moins toxiques pour les patients.
Bénéfices attendus
La compréhension des mécanismes conduisant au cancer doit nous conduire à concevoir des thérapies ciblées. Au terme de notre projet, nous disposerons de modèles spécifiques du SMD et de la LAM permettant de tester des thérapies innovantes et les résultats obtenus devraient contribuer à l’amélioration des traitements proposés aux patients.
Procédures
Nous utiliserons des souris dépourvues de système immunitaire permettant ainsi l'amplification (absence de rejet de la greffe) des cellules tumorales de patients atteints de LAM et SMD. Les souris seront irradiées avec une dose suffisamment faible pour ne pas induire leur mort mais permettant la greffe de cellules humaines (durée de l’irradiation : moins de 2 min). Ces cellules seront injectées quelques heures après l’irradiation. Pour une injection dans la veine de la queue, aucune anesthésie ou analgésie ne sera nécessaire (durée de l’injection : 30 s). Des échantillons de sang seront prélevés sur souris éveillées de manière bi-mensuelle, la durée d’un prélèvement est inférieure à une minute. Le premier prélèvement sera effectué 8 à 10 semaine après l’injection de cellules. Le volume sanguin prélevé est faible et compatible avec une répétition espacée d’au moins deux semaines. Des prélèvements de moelle osseuse réalisés au niveau du fémur pourront être réalisés trois fois maximum à 4 semaines d’intervalle. Pour cela, une anesthésie générale sera effectuée, la durée d’un prélèvement est inférieure à 5 minutes. Une analgésie est prévue afin d’éviter la douleur. Les souris recevront un traitement associant une chimiothérapie standard par voies intraveineuse et intrapéritonéale (injection dans l’abdomen) sur une période de 5 jours, ainsi que les composés d'intérêt administrés par gavage oral (2 fois/jour) sur une période maximale de 30 jours. La durée des administrations (dans la veine, dans l'abdomen ou par voie orale) est d'une minute environ.
Impact sur les animaux
Les procédures réalisées sont rapides, peu invasives et maîtrisées par l’ensemble des expérimentateurs. L’irradiation des souris peut causer du stress et des diarrhées. L’implantation des cellules leucémiques peut causer une douleur légère et brève au niveau du site d’injection. L’administration de molécules thérapeutiques peut causer un stress ainsi qu’une douleur légère et brève au site d’injection. L’administration répétée de molécule thérapeutique par gavage peut potentiellement causer une irritation. Les effets secondaires des molécules thérapeutiques sont minimes, ils peuvent entrainer des syndromes gastro-intestinaux et des modifications du rythme cardiaque sans conséquences. Une perte de poids, une réduction de la mobilité et une négligence du toilettage pourraient être observés chez les animaux lors de la progression de la leucémie.
Devenir
Tous les animaux de ce projet seront euthanasiés à différents temps et les organes liés au système immunitaire seront prélevés pour analyse.
Remplacement
Pour comprendre et combattre les cancers du sang, les tests en laboratoire sur des cellules isolées ne suffisent malheureusement pas. D'abord, les cellules tumorales provenant des patients sont très fragiles et meurent en quelques jours si elles sont cultivées dans une boîte de culture. De plus, les cellules de laboratoire "standard" vendues dans le commerce ne ressemblent plus aux vraies tumeurs des patients. Ensuite, la leucémie ne se développe pas seule : elle survit et résiste aux traitements grâce à des "dialogues" très complexes avec son environnement direct, caché au cœur de la moelle osseuse. Il est impossible de reproduire cette configuration en dehors d'un organisme vivant. Enfin, avant de tester de nouveaux médicaments chez l'Homme, nous devons impérativement vérifier qu'ils sont à la fois efficaces contre la maladie et sans danger (non toxiques) pour le reste du corps.
Réduction
Nous avons réduit le nombre de souris utilisées au minimum tout en s’assurant d’obtenir des résultats statistiquement significatifs. De plus, nous optimisons au maximum nos expériences pour réaliser le plus d'analyses possibles sur les cellules obtenues à partir d'un même animal (récupération dans une seule expérience d’un grand nombre d’organes du système immunitaire).
Raffinement
Les souris utilisées n'ayant pas de défenses immunitaires, elles seront logées dans des cages protégées et ventilées pour éviter toute infection. Afin de respecter leurs besoins naturels, elles vivront en colocation par groupes de 5. Pour améliorer leur confort au quotidien, nous ajouterons des cachettes et des jeux (tunnels, papier kraft, morceaux de bois à ronger). Un soigneur et notre équipe vérifieront chaque jour que les animaux vont bien et ne manquent de rien (eau, nourriture, propreté). Deux fois par semaine, nous ferons un examen de santé complet de chaque souris (poids, comportement, aspect du poil). Nous avons fixé des limites strictes : si une souris montre des signes de souffrance, elle sera immédiatement euthanasiée. Enfin, en cas d’affaiblissement, nous leur donnerons une alimentation plus molle et facile à manger directement au sol. Au moindre signe d'inconfort ou de légère douleur (comme un dos courbé ou les yeux plissés), un médicament antidouleur leur sera immédiatement administré et une surveillance plus fréquence sera mise en place.
Choix des espèces
La souris est un mammifère de petite taille dont la génétique et le comportement sont parfaitement connus. Cela permet de mesurer très facilement le bien-être, la souffrance et l'angoisse des animaux et de pouvoir y remédier le cas échéant ; ce qui en fait un très bon modèle pour atteindre les objectifs scientifiques du projet proposé. Les souris immunodéficientes sont décrites dans la littérature scientifique depuis de nombreuses années comme étant le meilleur modèle pour greffer des cellules leucémiques humaines et servir de modèles précliniques pour l’évaluation de nouvelles stratégies thérapeutiques dans un microenvironnement tumoral complexe proche de la physiopathologie humaine. Nous utiliserons des souris âgées de 6 à 8 semaines que nous transplanterons avec des cellules de patients atteints de leucémie par voie intraveineuse. Nous utilisons des souris adultes car c’est une maladie qui apparaître chez l’Homme adulte.
Impact de l’inactivation d’un gène d’intérêt sur la réponse interféron chez des souris génétiquement modifiées
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
180 souris, issues d'une lignée privée d'un gène ou d'une lignée porteuse d'un gène rapporteur, vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Elles reçoivent une injection d'interféron, qui peut provoquer une douleur locale, un stress aigu, une inflammation des organes ou une stéatose du foie, puis sont tuées pour prélever foie, muscle, tissu adipeux et cerveau. Le but est d'identifier les ARN ciblés par une protéine que le porteur appelle "notre protéine d'intérêt", impliquée selon lui dans la défense antivirale. Il présente la souris comme "le modèle le plus adapté", tout en indiquant que des cultures de macrophages et de cellules dendritiques servent déjà à une partie des analyses.
Objectifs
Notre gène d'intérêt permet la production d'une protéine multifonctionnelle impliquée dans la régulation du métabolisme des lipides, la biologie des acides ribonucléiques, et la réponse immunitaire. Bien que son rôle dans le métabolisme soit bien documenté (résistance à l’obésité et au diabète sous régime riche en graisses), des études récentes suggèrent qu’elle joue également un rôle clé dans la défense antivirale. En effet, elle est induite par l’interféron (IFN), une protéine produite naturellement par notre organisme pour aider à se défendre contre les infections, surtout les virus, et semble impliquée dans la réponse aux infections par des virus tels que ceux de l’hépatite C et de la dengue. Ses activités enzymatiques lui permettent de moduler la stabilité des ARN et de participer à la régulation de l’expression génique, ce qui en fait une candidate idéale pour étudier son implication dans la réponse immunitaire, notamment via les voies de l’interféron. Deux lignées de souris ont été générées : une lignée avec une inactivation complète de son expression, et une lignée avec un gène rapporteur permettant de suivre son expression dans l'organisme. Les souris n'exprimant plus la protéine sont viables et ne présentent pas de phénotype délétère, ce qui permet d’étudier leur réponse immunitaire sans biais lié à une pathologie sous-jacente. Ce projet vise à explorer le rôle de cette protéine dans la réponse antivirale et la régulation immunitaire, en se concentrant sur : 1) L’expression spatio-temporelle de cette protéine dans les tissus immunitaires (rate, foie, ganglions lymphatiques, poumons) après stimulation par de l’interféron. 2) L’identification de ses acides ribonucléiques cibles par séquençage du transcriptome, en comparant les profils d’expression génique entre tissus de souris sauvages et mutantes.
Bénéfices attendus
L'étude de cette protéine et la réponse interféron apporte des avancées scientifiques, médicales et sociétales. Elle clarifie le rôle de notre protéine d'intérêt dans la signalisation interféron et la réponse antivirale, en identifiant ses acides ribonucléiques cibles via le séquençage du transcriptome, révélant ainsi ses mécanismes moléculaires. Sur le plan médical, cette protéine pourrait devenir une cible thérapeutique pour renforcer les thérapies antivirales (hépatite C, dengue) ou moduler les réponses immunitaires excessives dans les maladies auto-immunes. Des modulateurs de cette protéine pourraient améliorer la réponse antivirale ou limiter l’inflammation, tandis que son expression pourrait servir de biomarqueur pour évaluer la sévérité des infections ou la réponse aux traitements. Méthodologiquement, ces sourisoffrent des outils pour explorer son rôle dans d’autres pathologies comme le cancer. Les techniques transcriptomiques, protéomiques et histologiques permettent une analyse complète de la réponse immunitaire. Enfin, cette étude pourrait réduire les coûts des maladies virales chroniques et préparer aux futures épidémies en développant des antiviraux ou modulateurs immunitaires ciblant cette protéine, impactant ainsi la santé publique et la médecine personnalisée.
Procédures
Cette étude sur le rôle de notre protéine d'intérêt dans la réponse interféron implique une injection d’interféron, qui ne prends que quelques secondes, par animal. À la fin de l’étude, les souris sont mises à mort pour prélever divers tissus (foie, muscle, tissu adipeux, cerveau) afin d’effectuer des analyses approfondies.
Impact sur les animaux
Cette étude sur le rôle de notre protéine d'intérêt dans la réponse interféron implique des nuisances animales. Les injections d’interféron peuvent causer une douleur locale et un stress aigu. Les organes cibles (foie, rate, poumons) pourront présenter des réactions spécifiques, comme une inflammation ou une stéatose hépatique.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort en fin de procédure expérimentale afin de prélever les tissus d'intérêt.
Remplacement
Dans cette étude, il n’existe pas d’alternative in vitro ou in silico permettant d’étudier la réponse interféron systémique dans un contexte physiologique complet. Cependant, des approches complémentaires sont utilisées pour limiter le recours aux animaux. Par exemple, des cultures cellulaires primaires (macrophages, cellules dendritiques) sont employées pour certaines analyses ex vivo, réduisant ainsi le nombre d’animaux nécessaires pour les expériences in vivo. De plus, les résultats obtenus chez la souris pourront être validés in vitro sur des lignées cellulaires murines ou humaines, ce qui permettra de réduire le nombre d’expériences animales futures.
Réduction
Dans cette étude, le nombre d’animaux est limité à 8 par groupe expérimental, un effectif qui permet d’atteindre une puissance statistique de 80 à 90 % pour détecter des différences significatives dans la réponse interféron ou l’expression des gènes stimulés par l’IFN. HELZ2 étant une ribonucléase, notre hypothèse est qu’elle aura un impact significatif sur le transcriptome suite à son induction et conduit à un effectif minimal de 8 animaux par groupe permettant de détecter les différences biologiquement pertinentes attendues tout en respectant le principe de réduction du nombre d'animaux utilisés. Les échantillons prélevés sont réutilisés pour plusieurs analyses (histologie, qPCR, Western blot), maximisant ainsi les données obtenues par animal.
Raffinement
Les animaux sont hébergés dans des cages enrichies (nids, tunnels, matériaux à ronger) pour réduire leur stress environnemental. Les manipulations sont réalisées par du personnel formé aux techniques douces, et les injections sont effectuées avec des aiguilles fines pour minimiser la douleur. Une surveillance rapprochée des animaux est assurée, avec des évaluations régulières du comportement des animaux. Des critères d’arrêt stricts sont définis : tout animal présentant une léthargie persistante ou une souffrance apparente sera immédiatement mis à mort.
Choix des espèces
La souris (Mus musculus) est le modèle le plus adapté pour étudier le rôle de notre protéine d'intérêt dans la réponse à l’interféron. Son génome hautement conservé avec l’humain, notamment pour les gènes impliqués dans la réponse immunitaire, permet une extrapolation fiable des résultats. Les lignées génétiquement modifiées, spécifiques à cette étude, permettent d’analyser précisément les effets de l’inactivation ou de l’expression de notre protéine sur la signalisation de l’interféron, sans interférence avec des phénotypes pathologiques sous-jacents. La souris est également le modèle de choix pour les études immunologiques, grâce à la disponibilité d’outils spécifiques (anticorps, cytokines recombinantes) et à sa réponse immunitaire bien caractérisée. Son utilisation permet d’étudier les interactions cellulaires complexes et les effets systémiques de notre protéine, impossibles à reproduire in vitro. Aucun autre modèle animal ne combine ces avantages pour une étude aussi complète. L'âge des souris utilisées dans cette étude, 6 à 8 semaines, a été choisi pour des raisons scientifiques, physiologiques et pratiques. À cet âge, les souris ont atteint une maturité immunitaire complète, ce qui est crucial pour étudier les réponses immunitaires innées et adaptatives. Leur système immunitaire est pleinement développé, avec des populations cellulaires (lymphocytes, macrophages, cellules dendritiques) et des voies de signalisation (comme celles de l’interféron) comparables à celles des adultes. Cela permet d'éviter les variations liées à l'immaturité immunitaire des souris plus jeunes ou aux altérations liées au vieillissement chez les souris plus âgées. De plus, les souris de 6 à 8 semaines présentent une taille et un poids optimaux pour les manipulations expérimentales. Leur taille facilite les injections intrapéritonéales et les dissections. Enfin, cet âge correspond à une période de stabilité physiologique, où les souris ne sont ni en croissance rapide (comme les jeunes) ni sujettes aux pathologies liées à l’âge (comme les souris plus âgées). Cela garantit des résultats reproductibles et minimise les variations inter-individuelles, assurant ainsi la rigueur scientifique de l’étude.
Rôle de l’immunité innée et mécanismes de défense de l’hôte dans les infections à méningocoques dans un modèle murin de xénogreffe de peau humaine.
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles immunitaires
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Organes sensoriels
- Système cardiaque
- Système immunitaire
Un morceau de peau humaine est greffé sur le dos de souris immunodéficientes, au cours d'une chirurgie de 30 minutes suivie de sept jours sous bandage, avant qu'on leur injecte le méningocoque dans la veine de la queue. 1 308 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère, toutes tuées à l'issue. Le porteur décrit une septicémie qui mène à la prostration entre 6 et 16 heures après l'infection et assure que ses procédures "ne dépasseront pas 3h post-infection". Il prévoit pourtant des souris infectées "pendant 3 ou 16 heures" avant leur mise à mort.
Objectifs
Le méningocoque est une bactérie pathogène de l’homme responsable de septicémies (infections généralisées) et de méningites (infections du système nerveux). Ces infections graves sont souvent associées à des séquelles importantes, et restent parfois mortelles (10-20% des cas) malgré les traitements disponibles. Le pouvoir pathogène du méningocoque réside dans sa capacité à « coloniser » les vaisseaux sanguins humains. Après 24 à 48 heures, ce processus aboutit à la destruction du vaisseau colonisé. L’étude in-vivo des infections invasives à méningocoques nécessite un modèle murin basé sur la xénogreffe d’un morceau de peau humaine sur le dos de souris du fait de la spécificité de la bactérie pour les vaisseaux humains. Lors de la prise du greffon, les micro-vaisseaux humains contenus dans la peau humaine vont se connecter au réseau vasculaire murin. Ainsi, lorsque l’on injecte par voie intraveineuse des bactéries aux animaux, celles-ci vont se fixer sur la paroi des vaisseaux humains du greffon, se multiplier et induire des lésions vasculaires importantes comme dans la pathologie humaine. Toutefois, une limite majeure de ce modèle est qu’il utilise des souris immunodéficientes, qui sont donc incapables de reproduire la réponse immunitaire complète qui se met en place chez l’Homme. Dans ce contexte, notre projet vise à analyser, au sein de ce modèle de xénogreffe, le comportement des cellules humaines et murines, en conditions infectées et non infectées. Nous étudierons également leurs interactions avec les cellules immunitaires. À terme, une meilleure compréhension des mécanismes immunitaires en jeu pourrait contribuer au développement de traitements plus efficaces.
Bénéfices attendus
Notre modèle murin avec xénogreffe de peau humaine est à ce jour le seul et unique modèle murin permettant de reproduire chez la souris les grandes caractéristiques des infections invasives à méningocoque observées chez l’homme, à savoir la fixation et la multiplication des bactéries sur la paroi des vaisseaux sanguins, entrainant le déclenchement d’une septicémie. À court et moyen terme, ce projet permettra de mieux comprendre comment le système immunitaire réagit face à une infection à méningocoque. Il s’intéressera notamment au rôle de plusieurs types de cellules immunitaires qui participent à la défense de l’organisme contre ces agents infectieux. Les résultats obtenus pourraient conduire à des avancées thérapeutiques en identifiant de nouvelles cibles pour moduler la réponse inflammatoire. À long terme, nous espérons que ce projet permettra l’amélioration des traitements des infections invasives à méningocoques chez l’homme en permettant une prise en charge précoce plus efficace. Sur le plan scientifique, cette étude contribuera également à optimiser les protocoles expérimentaux pour les modèles de greffe et d’infection, tout en fournissant des données précieuses pour la recherche translationnelle. Enfin, ce projet renforcera la collaboration interdisciplinaire entre immunologie, biologie vasculaire et modélisation animale, tout en soutenant la formation de jeunes chercheurs dans un domaine à fort impact médical.
Procédures
Tous les animaux utilisés dans cette étude sont greffés avec de la peau humaine. Le greffon est implanté sur le dos de l’animal au cours d’une procédure chirurgicale d’une durée d’environ 30min réalisée sur des animaux anesthésiés. Les animaux portent un bandage pour protéger le greffon pendant 7 jours. Une fois les bandages enlevés et au minimum 4 semaines après l’implantation du greffon, les animaux seront utilisés dans 3 types d’expériences : 1- Des expériences où les animaux seront infectés par l’injection intraveineuse de bactéries. Les injections se feront via la veine caudale sur des animaux vigiles placés dans un tube de contention pendant 2 min. Les animaux seront infectés pendant 3 ou 16 heures puis seront mis à mort. 2- À la suite de l’infection des animaux par l'injection intraveineuse de bactéries, des observations seront réalisées pendant une période maximale de 3h sous anesthésie.
Impact sur les animaux
Plusieurs effets indésirables sont attendus lors des différentes procédures expérimentales présentes dans ce projet : - L’excision d’une petite partie de la peau du dos pour la remplacer par de la peau humaine est une chirurgie qui entrainera une douleur modérée pendant quelques jours. Cette douleur sera contrôlée par l’utilisation d’analgésiques pendant et après la procédure chirurgicale. - La présence de bandages maintenus pendant 7 jours pour protéger le greffon et favoriser sa prise entraineront une gêne et une mobilité réduite. - Lors des expériences d’infection par le méningocoque, les animaux infectés par l’injection intraveineuse de bactéries développent une septicémie entrainant progressivement une baisse de leur activité (0-6h post-infection) allant jusqu’à leur prostration (6h-16h post-infection) et la survenue du décès de l’animal (plus de 24h post-infection). L’introduction de l’aiguille lors de l’injection intraveineuse entraine une douleur légère de courte durée. Nos procédures ne dépasseront pas 3h post-infection.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de chaque procédure car ils ne peuvent être ni réutilisés, ni replacés, ni adoptés car ils seront greffés avec de la peau humaine et infectés par le méningocoque.
Remplacement
Du fait de la spécificité du méningocoque pour les cellules humaines, la majorité des études portant sur cette bactérie utilise des cellules en culture (i.e. culture et infection de cellules épithéliales ou endothéliales humaines in vitro, les deux types cellulaires sur lesquels la bactérie peut se fixer) ou des organes sur puce (i.e. développement d’un modèle de « vaisseaux sur puce »). Ces études permettent uniquement d’obtenir des informations sur les mécanismes mis en œuvre dans la pathologie. Il est cependant encore impossible de reproduire in vitro la complexité et dynamique du système vasculaire et son interaction avec le système immunitaire. Notre modèle murin avec xénogreffe de peau humaine est le seul à ce jour à fournir ce niveau de complexité et représente donc un modèle de choix pour l’étude des infections invasives à méningocoque.
Réduction
Le calcul des effectifs des groupes d’animaux de cette étude s’est fait sur la base du retour d’expérience d’une précédente étude. Afin de réduire le nombre de souris nécessaires, notre projet utilisera des mâles et des femelles. La répartition des animaux sera faite grâce à un outil de randomisation afin de créer des groupes expérimentaux homogènes. Le nombre de souris à utiliser a été calculé pour obéir aux minima nécessaires à des analyses statistiques valides, condition nécessaire pour une interprétation biologique des résultats. Les comparaisons entre les groupes expérimentaux seront réalisées grâce à des analyses de variance et l’effectif des groupes expérimentaux a été déterminé avec l’aide de biostatisticiens. Cela permettra d’utiliser le nombre d’animaux minimum et adapté. Le recours à l’imagerie a permis un suivi longitudinal des mêmes animaux au cours du temps, offrant une étude dynamique et transversale de l’évolution de l’infection sans nécessiter le sacrifice d’animaux à chaque point expérimental. Cette approche a ainsi contribué à réduire ainsi le nombre total d’animaux requis tout en améliorant la qualité et la robustesse des données obtenues. De plus, plusieurs organes seront prélevés sur un même animal en fin d’étude afin de recueillir un maximum d’informations biologiques à partir de chaque individu et d’éviter l’utilisation d’animaux supplémentaires. Notre expérience sur les procédures mises en œuvre nous a aidé à établir en amont un plan d’étude adapté aux objectifs du projet. Elle nous permet également une optimisation des expériences et une limitation des variabilités inter-individuelles liées au modèle.
Raffinement
Souris immunodéficientes Les animaux immunodéficients étant considérés comme ayant un « phénotype dommageable », ils seront hébergés dans des portoirs ventilés, en cages individuelles autoclavées. Ils disposeront d'eau de boisson autoclavée et d'une alimentation irradiée. Tous les équipements et matériels entrant en contact avec les animaux seront autoclavés ou, lorsque l'autoclave n'est pas possible, décontaminés selon les procédures adaptées. Xénogreffe de peau humaine : 30 minutes avant la chirurgie, les animaux sont prémédiqués par injection sous-cutanée d'un antalgique et d'un anti-inflammatoire non stéroïdien. La chirurgie (~30 min) est réalisée sous anesthésie et sous loupe binoculaire pour une meilleure précision des gestes chirurgicaux, les animaux étant placés sur un tapis chauffant (37°C) pour éviter la baisse de leur température corporelle. Avant d'être placés dans leur cage de réveil, propre et placée sous une lampe chauffante, les animaux greffés sont réhydratés par une injection sous-cutanée de sérum physiologique. Un gel de réhydratation enrichi en sucres est placé dans la cage pour favoriser leur récupération. Un traitement antalgique est fourni aux animaux pendant 5 jours après la chirurgie. Si des signes de souffrance persistent 2 jours après la chirurgie malgré le traitement (poils hérissés, changements d'expressions faciales, abattement, perte d'activité …), les animaux sont mis à mort. Les animaux sont évalués quotidiennement les 5 premiers jours suivant la chirurgie, pendant le port du bandage, afin de détecter d'éventuels signes de souffrance et vérifier l'intégrité des bandages protégeant le greffon. Si l'animal a détérioré son bandage sans léser le greffon, le bandage est refait sous anesthésie ; s'il a lésé le greffon de peau humaine, l'animal est mis à mort. Une fois le bandage enlevé, l'évolution des greffons est suivie hebdomadairement pendant 4 semaines. Infection par le méningocoque : L'infection des animaux est réalisée par injection intraveineuse des bactéries. Les animaux sont ensuite placés dans des cages contenant des gels de réhydratation enrichis en sucres et dont la moitié du sol est chauffée à l'aide de chaufferettes pour aider au maintien de leur température corporelle. Les animaux sont mis à mort à la fin de l'expérience. Hébergement : Les animaux ayant subi une xénogreffe de peau humaine sont hébergés au nombre de 4 maximum par cage, dans des cages contenant du coton et un igloo.
Choix des espèces
Les souris sont des animaux de petite taille permettant une manipulation aisée et leur coût est relativement faible. Leur système vasculaire est proche du système vasculaire humain, ce qui permet l’interconnexion des deux réseaux lors de la xénogreffe de peau. De plus, il est possible d’utiliser l’ingénierie génétique pour permettre la génération de souches profondément immunodéficientes, ce qui est la condition sine qua non à une prise de xénogreffe immunitaire humaine efficace et prolongée. Les greffes de peau humaine sont réalisées chez des souris adultes immunodéficientes âgées de 6 à 12 semaines, période pendant laquelle la prise du greffon est maximisée selon nos observations. Les expérimentions sont ensuite réalisées 4 semaines minimum après la chirurgie, période nécessaire à une bonne prise du greffon.
Impact de l’hypergravité (2G) sur les performances mnésiques : contribution du système vestibulaire et adaptations musculaires dans des modèles murins
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
Une semaine d'habituation, puis pour certaines souris une lésion des deux oreilles internes qui provoque désorientation et troubles de l'équilibre, suivie de sept jours d'isolement sans enrichissement : 1 068 souris, adultes, âgées de 19 mois ou issues de lignées à déficit vestibulaire ou de type Alzheimer, vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère. Viennent quatre semaines de centrifugation à 2G, 45 minutes par jour cinq jours par semaine, ou de course sur tapis roulant avec stimulation par faible choc électrique, six injections dans l'abdomen, puis une série de tests : actimétrie, open field, reconnaissance spatiale, reconnaissance d'objet nouveau, suppression alimentaire par nouveauté après 24 heures sans nourriture, splash test. Toutes sont tuées à l'issue par perfusion intracardiaque sous anesthésie, pour prélever leur sang et leurs organes.
Objectifs
L’objectif principal de ce projet est de comprendre comment une modification contrôlée des contraintes gravitationnelles peut influencer conjointement les fonctions cognitives et musculaires. Le rationnel repose sur l’idée qu’une stimulation gravitationnelle modérée et répétée constitue une intervention non médicamenteuse innovante, susceptible de prévenir ou de ralentir deux processus majeurs du vieillissement : le déclin cognitif et la sarcopénie. En effet, une augmentation transitoire de la gravité induit une activation à « bas bruit » mais chronique de deux systèmes clés : le système vestibulaire et le système musculaire. Lors d’une exposition à l’hypergravité, le système vestibulaire, via les organes otolithiques de l’oreille interne, détecte les variations du champ gravitationnel et transmet des signaux au cerveau impliqués dans l’équilibre, l’orientation spatiale et certaines fonctions cognitives. Parallèlement, l’augmentation des contraintes mécaniques stimule le système musculaire, favorisant la libération de myokines, reconnues pour leur rôle dans la plasticité synaptique, la neurogenèse et les processus mnésiques. Ce projet de recherche expérimentale vise à évaluer les effets d’une exposition répétée à une hypergravité sur les performances mnésiques et musculaires chez la souris. Afin de dissocier les contributions respectives des voies vestibulaire et musculaire, plusieurs modèles murins seront utilisés : des souris adultes saines et des souris âgées, des souris présentant un déficit vestibulaire, ainsi qu’un modèle murin de la maladie d’Alzheimer. L’étude s’appuiera sur une batterie de tests comportementaux standardisés permettant d’évaluer l’activité locomotrice, les comportements anxieux et les performances mnésiques, notamment à travers des tests de reconnaissance d’objets et de mémoire spatiale. Les résultats attendus permettront de mieux caractériser les interactions entre signaux vestibulaires, activité musculaire et fonctions cognitives dans un contexte de modification du champ gravitationnel. À terme, ce travail pourrait ouvrir la voie à de nouvelles stratégies non pharmacologiques ciblant simultanément le cerveau et le muscle, avec des perspectives d’application dans la prévention du vieillissement pathologique et des maladies neurodégénératives telles que la maladie d’Alzheimer.
Bénéfices attendus
Notre oreille interne ou système vestibulaire permet de percevoir la gravité, et assure ainsi les fonctions d’équilibre et de contrôle postural. Des études suggèrent son implication dans certaines fonctions cognitives, notamment la mémoire spatiale et les fonctions dépendantes de l’hippocampe, mais les mécanismes reliant les informations vestibulaires aux performances cognitives restent encore mal connus. Ce projet vise à mieux comprendre les effets d’une modification du champ gravitationnel sur les fonctions cognitives et les mécanismes physiologiques sous-jacents. L’exposition à l’hypergravité constitue un modèle expérimental pertinent permettant de stimuler fortement les capteurs gravitationnels de l’oreille interne et d’induire des adaptations physiologiques rapides. Deux voies physiologiques susceptibles de contribuer aux effets observés seront étudiées : la voie vestibulaire, impliquée dans la perception de la gravité et l’orientation spatiale, et la voie musculaire, notamment via la libération de myokines, connues pour influencer la plasticité cérébrale et les processus de neurogenèse. L’utilisation de différents modèles murins permettra de dissocier ces mécanismes. Les souris présentant un déficit vestibulaire génétique ou une lésion vestibulaire bilatérale permettront d’évaluer spécifiquement la contribution du système vestibulaire, tandis que les protocoles d’activité physique permettront d’explorer le rôle des adaptations musculaires. L’étude sera également étendue à un modèle murin de la maladie d’Alzheimer afin d’examiner si les modifications gravitationnelles et les adaptations musculaires peuvent influencer les altérations cognitives associées aux pathologies neurodégénératives. Des analyses comportementales et électrophysiologiques permettront d’évaluer les effets de l’hypergravité, de l’activité physique et des altérations vestibulaires sur les fonctions cognitives, la plasticité synaptique et l’activité des réseaux neuronaux hippocampiques. Ces travaux permettront de mieux comprendre les interactions entre système vestibulaire, activité musculaire et fonctions cognitives, et pourraient contribuer au développement de nouvelles approches préventives ou thérapeutiques ciblant la plasticité cérébrale. Ces travaux pourraient contribuer à améliorer la compréhension des troubles cognitifs associés aux dysfonctionnements vestibulaires observés chez l’humain, ainsi que des mécanismes impliqués dans certaines pathologies neurodégénératives.
Procédures
a) Tapis métabolique (2 fois 1h) : dispositif permettant de mesurer la consommation d’oxygène, la production de CO₂ et l’activité physique. b) Lésion vestibulaire bilatérale (30 min) : cela entraîne temporairement une perte d’équilibre, une désorientation et des mouvements anormaux des yeux. Ces effets sont plus importants durant les premiers jours puis diminuent progressivement, notamment après une dizaine de jours. Un analgésique sera administré (1 injection – 1min). Pendant les 7 jours suivant l’intervention, les animaux seront hébergés individuellement afin de permettre une surveillance rapprochée de leur état de santé sans enrichissement afin de limiter les risques d’étouffement. c) Injections (6 fois 1 minute) : chaque injection intrapéritonéale nécessite de maintenir brièvement l’animal immobile afin de réaliser le geste en toute sécurité. d) Hypergravité (45min/jour, 5 jours/semaine, 4 semaines) : les animaux seront placés dans une centrifugeuse afin de reproduire pendant une durée limitée des conditions de gravité plus élevée que la gravité terrestre habituelle. e) Activité physique sur tapis roulant (45min/jour, 5 jours/semaine, 4 semaines) f) Tests comportementaux : • Actimétrie : mesure de l'activité (24h) • Openfield : test d'exploration d'un espace ouvert (30min) • Reconnaissance spatiale : test d'orientation et de mémoire spatiale (30min) • Reconnaissance d’objet nouveau : test de reconnaissance d'un nouvel objet (30min) • Suppression alimentaire par nouveauté : test de réaction à un environnement nouveau après une période sans nourriture (24h restriction + test 15min) • Splash test : test de toilettage (10min) g) Acte terminal (10min) : prélèvement sanguin et perfusion intracardiaque permettant de récupérer les organes sous anesthésie profonde et analgésie (1 injection 1min), sans réveil.
Impact sur les animaux
a) Tapis métabolique : isolement, stress léger. Stimulation par faible choc électrique. Nuisance modérée. b) Lésion vestibulaire bilatérale. Désorientation, troubles oculomoteurs et posturo-locomoteurs, maximaux les premiers jours, atténués après 10 jours. Isolement post-chirurgical (7 jours) pour surveillance individuelle, aucun enrichissement possible (tumbling). Nuisance sévère. c) Injections intra-péritonéales nécessitant une contention. Stress transitoire et douleur légère. Nuisance légère. d) Hypergravité dans une centrifugeuse. Alourdissement, modifications locomotrices et physiologiques. Transitions rapides augmentent le stress et diminuent temporairement l’activité. Nuisance modérée. e) Activité physique. Confinement, stress modéré. Stimulation par faible choc électrique. Nuisance modérée. f) Tests comportementaux : • Actimétrie : isolement sans enrichissement, stress léger. Nuisance légère. • Openfield : espace ouvert, stress léger à modéré. Nuisance légère. • Reconnaissance spatiale : manipulation, stress léger. Nuisance légère. • Reconnaissance d’objet nouveau : nouveauté, stress léger. Nuisance légère. • Suppression alimentaire par nouveauté : stress modéré. Nuisance modérée. • Splash test : pulvérisation, inconfort léger. Nuisance légère. g) Acte terminal : prélèvement sanguin et perfusion intracardiaque sous anesthésie profonde avec anesthésie locale et analgésie préalables, sans réveil.
Devenir
À l’issue du projet, tous les animaux seront mis à mort afin de permettre les prélèvements et analyses ex vivo prévus (analyses histologiques, électrophysiologiques et dosages sanguins).
Remplacement
Ce projet vise à étudier les conséquences d’une altération du champ gravitationnel sur les performances mnésiques dans les modèles murins. L’évaluation des performances mnésiques nécessite un organisme capable d’exécuter des tâches cognitives. Aucun modèle in vitro ou in silico (mathématique ou bio-informatique) ne peut donc remplacer les animaux pour ces tests.
Réduction
Sur la base des données de la littérature et afin d’avoir des résultats significatifs, l’effectif minimal requis est estimé à 12 animaux par groupe. Afin de garantir l’effectif final analysable, les ajustements suivants ont été appliqués : • Les groupes âgés (19 mois) incluent 16 animaux afin de compenser la mortalité attendue liée au vieillissement des souris. • Les groupes soumis à une procédure chirurgicale incluent 16 animaux afin de tenir compte des pertes potentielles liées à la chirurgie et à la récupération post-opératoire. Les autres groupes expérimentaux comprennent 12 animaux par groupe, permettant de respecter l’effectif minimal calculé tout en appliquant le principe de réduction et de raffinement. L’ensemble des expérimentations sera réalisé chez les mâles et les femelles. Les effectifs calculés sont donc appliqués séparément à chaque sexe, conduisant à un doublement du nombre total d’animaux inclus dans l’étude. Des animaux sentinelles supplémentaires seront inclus afin de permettre des analyses électrophysiologiques nécessitant des prélèvements de tissu cérébral frais incompatibles avec l’acte terminal utilisé pour les analyses histologiques. Le nombre de ces animaux a été limité au strict minimum nécessaire (N=10 par groupe, N=14 pour les animaux âgés ou ceux subissant une approche chirurgicale) afin d’obtenir une puissance statistique suffisante pour les comparaisons électrophysiologiques tout en respectant le principe de réduction.
Raffinement
Les cages seront enrichies avec maison en papier mâché et bâtons en bois (sauf la semaine post-chirurgie du au risque d’étouffement). Une semaine d’habituation à l’animalerie sera assurée. Les animaux seront progressivement familiarisés à l’expérimentateur par des manipulations régulières afin de réduire le stress pendant 1 semaine. La chirurgie sera réalisée sous anesthésie et analgésie. Les souris seront placées 30 min dans la pièce de la centrifugeuse avant exposition et avant les tests comportementaux. Pendant l’hypergravité et 15 jours après la chirurgie vestibulaire, nourriture humidifiée et gélatine seront disponibles (également pour les témoins placés dans la même pièce). Les animaux seront surveillés en continu par vidéo pendant la centrifugation par un responsable, qui vérifiera apparence (poils hérissés, blessures) et comportement (prostration, activité réduite, réactions inhabituelles). Des points limites précoces et compatibles avec les objectifs scientifiques seront appliqués. Le site d’injection intrapéritonéale sera alterné. Avant l’acte terminal, réalisé sans réveil, les animaux seront analgésiés et placés sous anesthésie générale profonde, complétée par une anesthésie locale, afin de prévenir toute perception de la douleur..
Choix des espèces
Nous utiliserons des modèles murins pour plusieurs raisons. La souris a déjà été utilisée dans des protocoles impliquant une centrifugation, le modèle de lésion vestibulaire induite est bien validé. Le phénotype des souris hétérozygotes pour les tests choisis est bien décrit dans la littérature. L’étude sera également étendue à un modèle murin de la maladie d’Alzheimer afin d’examiner si les modifications gravitationnelles et les adaptations musculaires peuvent influencer les altérations cognitives associées aux pathologies neurodégénératives. De plus, la petite taille des souris permet d’utiliser les nacelles de centrifugeuse de taille fixe, limitant le nombre de séries expérimentales et réduisant les variations inter-séries. Au début des expérimentations, les souris seront âgées de 3 ou 19 mois (respectivement les groupes d’animaux adultes et âgées). 3 mois d’âge correspond à un stade adulte chez la souris auquel les fonctions locomotrices et cognitives sont complétement matures. L’âge de 19 mois a été choisi car il correspond à un stade de vieillissement où les déficits mnésiques sont établis. Ainsi, cela permettra une évaluation des effets de l’hypergravité, de la lésion vestibulaire ou de l’activité physique (sans biais due à la maturation du système nerveux, croissance corporelle, etc...). Les animaux de 19 mois seront commandés à âge adulte (2 mois) puis vieilliront au sein de notre animalerie.
Etude des mécanismes moléculaires du développement des circuits corticaux à l’aide de modèles murins
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
23 595 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, pour étudier l'effet sur le cortex de gènes apparus au cours de l'évolution humaine. Selon les expériences, des femelles gestantes subissent une chirurgie in utero de 30 minutes sous anesthésie pour modifier ou greffer des neurones dans le cerveau des embryons, des souriceaux immunodéprimés reçoivent dans les deux jours suivant la naissance une injection dans le cerveau sans anesthésie, et d'autres subissent une biopsie de génotypage éveillés avant le sevrage. Les retombées pour l'autisme ou la schizophrénie restent lointaines, le projet visant d'abord des mécanismes fondamentaux. Le porteur décrit aussi une "déprivation sensorielle légère" répétée chaque jour pendant 14 jours sur des souris éveillées, qu'il dit indolore, sans préciser en quoi elle consiste.
Objectifs
Notre projet vise à comprendre les mécanismes fondamentaux du développement et de la plasticité du cerveau, et leurs régulations par des innovations génétiques qui sont apparues au cours de l’évolution humaine. Chez l’homme, les circuits corticaux se développent sur des temps beaucoup plus longs que chez les autres espèces de mammifères, y compris les primates non humains, et les neurones corticaux sont plus connectés entre eux. Ces proriétés soutiennent les capacités cognitives humaines et leurs altérations contribuent à l’étiologie de maladies neurologiques et psychiatriques telles que les troubles du spectre autistique, les déficiences intellectuelles ou la schizophrénie. Il apparaît donc essentiel de progresser dans la connaissance des mécanismes fondammentaux qui contrôlent le développement des circuits d’une part et de comprendre leurs divergences entre les espèces d’autre part. Nous étudierons le rôle de diverses innovations génétiques apparues au cours de l’évolution humaine dans la mise en place des circuits corticaux, nous analyserons les mécanismes moléculaires sous-jacents et les implications dans la pathophysiologie de certains troubles neurodéveloppementaux.
Bénéfices attendus
Les troubles neurodévelopmentaux tels que les troubles du spectre autistique (touchant 1 à 2 pourcents de la population mondiale) ou les déficiences intellectuelles (touchant 1 à 3 pourcents de la population mondiale) trouvent souvent leur origine dans des perturbations de la mise en place et de la plasticité des circuits neuronaux. Il n’existe à ce jour aucun traitement efficace contre ces troubles. Notre projet vise à comprendre les mécanismes impliqués dans la mise en place et la plasticité des circuits et à elucider les divergences qui sont apparues au cours de l’évolution humaine. La souris étant le premier modèle d'étude préclinique en neurologie et en psychiatrie, il convient d'identifier et de prendre en compte les différences entre l'homme et la souris dans le développement neuronal et synaptique pour comprendre l’étiologie des pathologies et développer des stratégies thérapeutiques efficaces chez l'homme.
Procédures
Au cours de ce projet, les animaux seront soumis à différents gestes techniques selon les questions scientifiques posées : 1) une chirurgie in utero permettant de modifier génétiquement ou de greffer de manière ciblée quelques neurones dans le cerveau. La durée maximale de la procédure est de 30 min sous anesthésie profonde et analgésie ; 2) une injection postnatale permettant de modifier génétiquement ou de greffer de manière ciblée quelques neurones dans le cerveau. L'intervention dure quelques secondes sans anesthésie. Elle sera effectuée sur des souris immunodéprimées pour éviter le rejet de greffe. Ces souris seront hébergées dans des conditions adaptées de manière à éviter tout risque d’infection ; 3) une déprivation sensorielle légère pendant 14 jours. Le geste est indolore et dure quelques secondes. Il ne nécessite pas d'anesthésie. Il est répété chaque jour sur des souris vigiles et permet d’étudier le rôle des expériences sensorielles les processus que nous étudions ; 4) une biopsie en vue de l'identification génétique des animaux avant sevrage. Cette intervention dure quelques secondes, elle est effectuée sur animal vigile et ne nécessite pas anesthésie ou d’analgésie ; 5) une chirurgie sans réveil durant quelques minutes sous anesthésie profonde et analgésie permettant de faire des analyses histologiques.
Impact sur les animaux
Le biopsie en vue de l’identification génétique des animaux avant sevrage ainsi que la contention associée pourront engendrer un stress et douleur brève chez les souriceaux. L’anesthésie pourra provoquer des effets secondaires comme : un stress thermique, une hypotension ou un état nauséeux au réveil. La chirurgie sur femelle gestante analgésiée et anesthésiée pour l’injection in utero pourra impacter le confort des femelles et engendrer un risque de douleur et d'infection (bien qu'extrêmement rare). Les injections postnatales dans le cerveau de souris immunodéficientes pourront également engendrer une douleur brève et présentent un risque accru d'infection. Ce risque est mitigé par des mesures de raffinement.
Devenir
À l’issue des procédures expérimentales, tous les animaux seront euthanasiés selon des méthodes réglementaires et adaptées. Ce choix est justifié par la nécessité de réaliser des analyses post mortem indispensables à l’atteinte des objectifs scientifiques de l’étude ou par l’impossibilité de leur réutilisation. Toutes les mesures seront prises afin de minimiser la douleur, la souffrance et la détresse des animaux tout au long de l’étude et lors de leur prise en charge finale.
Remplacement
Nous cherchons à comprendre comment les circuits neuronaux sont mis en place dans le cerveau des mammifères. Le développement des circuits implique des types cellulaires nombreux et variés, connectés entre eux de manière complexe et spécifique. Il repose sur la combinaison de programmes génétiques et d’interactions avec l’environnement extérieur (expériences sociales, cognitives, sensorielles, etc) qui ne peuvent être reproduits in vitro ou dans des modèles computationnels et nécessitent l’utilisation d’un modèle mammifère in vivo.
Réduction
Notre projet est conçu de manière à minimiser le nombre de souris utilisées tout en garantissant des résultats scientifiquement robustes. Nous avons pris en compte la nécessité d'obtenir plusieurs échantillons afin de reproduire indépendamment les résultats et de limiter les effets de la variabilité biologique et de la variabilité environnementale (par exemple les interactions avec la mère ou le nombre de souriceaux dans la portée). Afin de minimiser le nombre d’animaux, nous veillerons à ce que l'effectif optimal pour établir chaque démonstration ne soit pas dépassé. La majorité des procédures que nous utiliserons, basées sur la transgenèse aigue, permettent de réduire de manière importante le nombre d’animaux utilisés par rapport à ce qui serait nécessaire en utilisant des lignées transgéniques stables. Nous réduirons encore d’avantage le nombre d’animaux en combinant plusieurs expériences lors d'une même procédure. Lorsque nous utiliserons des lignées génétiquement stables, nous privilégierons des croisements contrôlés qui incluent, quand cela est possible, des contrôles et des mutants issus d'une même portée, ce qui permet de réduire la variabilité des résultats et d’abaisser le nombre d'animaux nécessaires. Nous utiliserons quand c'est approprié des tests statistiques non-paramétriques adaptés aux petits échantillons. Le nombre maximal de souris qui sera utilisé est de 23595.
Raffinement
Différentes approches de raffinement seront mises en place. Les cages des femelles gestantes disposeront de divers éléments en coton et lanières krafts ainsi que d’un refuge (hutte) pour la nidification et limiter le stress. Les souris immunodéficientes seront manipulées avec des précautions particulières de manière à éviter tout risque d'infection. Durant les procédures, nous utiliserons les analgésiques et anesthésiques appropriés pour limiter au maximum l’inconfort des animaux. Des points limites ont été définis et seront appliqués afin de minimiser le risque de souffrance des souris. L’hébergement se fera dans des conditions conformes à la réglementation. La température (entre 20 et 24 degrés) et l'hygrométrie seront contrôlées et monitorées, le cycle jour nuit sera automatique (12h/12h). Les souris auront un accès ad libitum à l’eau et la nourriture.
Choix des espèces
La souris est un modèle mammifère de choix pour étudier le développement du cerveau. Les mécanismes développementaux sont globalement conservés, un grand nombre de lignées génétiquement modifiées sont disponibles et les manipulations génétiques ou cellulaires in vivo sont relativement aisées. De plus, la disponibilité d’atlas du cerveau à différents stades de développement ainsi que de bases de données étoffées sur l’expression des gènes en fonction des types cellulaires permettent de guider les recherches pour répondre à nos questions scientifiques de manière inégalée par rapport aux autres espèces. Enfin, le court cycle de reproduction et la petite taille des souris facilitent leur maintien alors que le nombre important d’embryons par portée permet de générer des résultats à partir d’un nombre relativement limité d'accouplements. Notre objectif est de comprendre les mécanismes moléculaires de la formation des circuits neuronaux et leurs modifications au cours de l’évolution humaine et dans des troubles du neurodéveloppement. Les injections in utero seront effectuées sur des femelles gestantes entre le douzième et le quinzième jour de gestation suivant le type de neurones ciblé. Les injections postnatales seront effectuées dans les deux premiers jours suivant la naissance. Les analyses seront effectuées à différents stades du développement prénatal (fin de gestation), postnatal (stades jeune et juvénile), et adulte afin de suivre au mieux le développement des circuits neuronaux.
- Tests réglementaires
- Contrôles de qualité
Cochons d'Inde : 1500
Chats : 300
Chiens : 600
Tous les cobayes sont tués après une prise de sang dans le cœur sous anesthésie, tandis que chiens, chats et souris peuvent être réutilisés ou adoptés selon un "arbre décisionnel", les autres étant tués. 4 200 animaux non-humains, 1 800 souris, 1 500 cobayes, 600 chiens et 300 chats, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Le porteur prévoit jusqu'à 200 chiens réutilisés et 200 adoptés, 50 chats réutilisés et 50 adoptés, 50 souris réutilisées pour le maintien des compétences du personnel. Éveillés, les chiens reçoivent deux à cinq injections de vaccin et deux prises de sang, les chats une injection de dix doses, et les cobayes jusqu'à trois injections pouvant provoquer des nodules. Ces tests servent à libérer des lots commerciaux de vaccins vétérinaires pour chiens, chats et chevaux, et le porteur affirme que la "nécessité" d'y employer des animaux non-humains provient de la réglementation.
Objectifs
Le projet a pour objectifs de confirmer l’innocuité, de déterminer l’activité sérologique (efficacité) de formulations vaccinales, ainsi que de confirmer l’innocuité d’adjuvants entrant dans la composition de vaccins mais également les stabilités des lots commerciaux ainsi que les lots pilotes utilisant des techniques libératoires. Ces objectifs doivent être respectés afin d’être en conformité avec les exigences réglementaires de la Pharmacopée Européenne et des pays tiers destinataires, dans la constitution d’un dossier d’AMM et pour la fabrication d’un vaccin commercial (numéro des monographies dans les procédures expérimentales). Les tests sont effectués sur espèce cible (chien et chat) ou sur espèce alternative (rongeurs) pour limiter le recours à l’espèce cible. Cette alternative peut être réalisée lorsqu’une équivalence entre les modèles animaux a pu être démontrée. La Pharmacopée Européenne demande la démonstration de résultats, dont certains doivent être obtenus chez l’animal.
Bénéfices attendus
Ces tests garantissent la qualité du produit pour les animaux et leur environnement. Ces tests garantissent une commercialisation de vaccins sûrs et efficaces pour l’animal. Les tests ont lieu selon le cadre approuvé par les autorités réglementaires. Ces tests permettent la libération d’un nombre important de doses de vaccins améliorant considérablement la santé et le confort des animaux de compagnie ainsi que des propriétaires.
Procédures
Pour les chats : 1 administration de 10 doses de vaccin en sous-cutanée de 1ml/animal, en vigile (avec sac de contention en fonction du comportement de l'animal). L'acte est inférieur à 1 minute. Aucun prélèvement n'est prévu pour les chats. Pour les chiens : 2 à 5 administrations de dose de vaccin en sous-cutanée de 2 à 5ml/animal en vigile. 1 prélèvement à J0 et en final de 8ml (pour une seule technique). L'acte est inférieur à 1 minute. Pour les souris : 1 administration en intrapéritonéale ou sous-cutanée de 0.5ml/animal en vigile. L'acte est inférieur à 1 minute. Pas de prélèvement sanguin pour la souris. Pour les cobayes : 1 à 3 administrations en sous-cutanée (2 max) ou en intramusculaire (3 max) ou en intrapéritonéale ( 2 max) de 0.5ml à 2ml/animal en vigile. Pas de prélèvement intermédiaire. Un prélèvement terminal de 8ml en intracardiaque sur animal anesthésié. L'acte est inférieur à 1 minute.
Impact sur les animaux
Les contentions peuvent générer du stress chez l’animal. Les administrations ainsi que les prélèvements sanguins peuvent provoquer une douleur légère et de l’inconfort au moment du geste. Les cobayes peuvent déclencher des nodules. En cas de signes cliniques non attendus ou concomitants, des points limites sont appliqués.
Devenir
Les tests d'innocuité et d'activité ne requiert pas l'euthanasie des animaux pour les animaux de compagnie. Un arbre décisionnel est appliqué afin de pouvoir réutiliser les animaux, les placés ou les faire adopter. Les animaux ne pouvant être réutilisés, placés ou adoptés seront euthanasiés. En fonction des études antérieures et si leur statut le permet, les animaux peuvent être réutilisés dans d’autres projets. La réutilisation de l’animal est de la responsabilité du vétérinaire désigné qui évalue le bien-être des animaux à la fin de la procédure expérimentale. En fonction du produit administré et de l’état de l’animal et si les circonstances le permettent (acquéreur sérieux, bonnes conditions d’accueil après examen du candidat par la SBEA), les chiens et les chats peuvent être adoptés. Le placement de l’animal est de la responsabilité du vétérinaire désigné qui évalue le bien-être des animaux à la fin de la procédure expérimentale. Pour les tests sur rongeurs : les souris peuvent être réutilisées dans le cadre du maintien de compétences du personnel. Quant aux cobayes, ils sont tous euthanasiés du fait du prélèvement terminal.
Remplacement
La nécessité de l’utilisation d’animaux provient de la réglementation en vigueur sur ces tests, en conformité avec la pharmacopée du pays destinataire. Ils permettent de démontrer l’innocuité, l’activité sérologique et la pureté. Les tests in vitro sont actuellement inexistants pour remplacer totalement le modèle in vivo.
Réduction
Le nombre d’animaux est imposé par la réglementation. Une réduction du nombre d’animaux est possible grâce à la mise en commun de lots témoins servant de référence chez les rongeurs. De plus, un travail de réduction a été mis en place par les Affaires réglementaires permettant de libérer certains vaccins par une technique in vitro. Enfin, la vaccination précoce chez le chien permet de réutiliser l'animal sur d'autres tests libératoires entrainant une réduction du nombre d'animaux utilisés.
Raffinement
Tous les animaux de compagnie passent par une phase d’acclimatation à leur nouvel environnement pendant au moins quatre jours avant le début du test, cette phase est d’au moins deux jours pour les rongeurs. Le personnel est compétent pour identifier les cas pour lesquels l’animal n’est plus dans sa zone de confort. Tous les animaux bénéficient d’un suivi clinique quotidien et d’une observation supplémentaire en cas d’apparition de signes d’alertes. En cas d'apparition de nodule chez le cobaye, des analgésiques et des anti-inflammatoires sont mis en place. En cas de plaie, un désinfectant est utilisé. De plus, un vétérinaire désigné est présent sur le site. En cas de besoin, le technicien a recours à son expertise. Les conditions d’hébergement varient selon l’espèce et l’âge des animaux pour maximiser leur confort et leur bien-être. Tous les animaux sont hébergés en groupe. Des enrichissements du milieu ont été mis en place dans les hébergements. Pour le chien, des paniers ou des bancs de couchage sont ajoutés et pour le chat, des volières et/ou des rampes sont installées. Si les conditions et les chats le permettent, des tunnels sont ajoutés. Un grand nombre de jouets est disponible avec un roulement toutes les semaines pour diversifier le jeu. Le technicien peut aussi jouer avec eux à l’aide d’un laser. Pour les rongeurs des enrichissements ont été instaurés dans les hébergements. Des copeaux pressés sont disposés dans la cage, un igloo ou hutte transparente colorée pour les souris ainsi qu’une hutte transparente colorée pour les cobayes. Du foin irradié est fourni aux cobayes. La Structure du Bien-Etre Animal (SBEA) garantit l’amélioration des techniques de soins et des conditions de vie des animaux.
Choix des espèces
Ce sont les espèces cibles pour le chien et le chat. Les souris et cobayes servent d’espèces alternatives pour réduire le nombre de tests faits sur les animaux de compagnie. En fonction des différents tests appliqués, le stade de développement des animaux varie. Les chiens doivent être âgés d’au moins 8 semaines et les chats doivent avoir entre 2 et 3 mois. Les cobayes doivent peser entre 250 et 450 grammes. Pour les techniques sur souris, les rongeurs doivent être âgés de 4-5 semaines ou peser entre 10 et 22 grammes en fonction des tests. Ces stades de développement correspondent aux âges requis pour répondre à la Pharmacopée Européenne et au dossier déposé aux autorités.
Formation des expérimentateurs concepteurs et applicateurs, sur les gestes techniques de base pratiqués chez la souris
- Formation professionnelle
Ce projet sert à entraîner aux gestes de base des expérimentateurs déjà titulaires de la formation réglementaire. 240 souris issues d'un élevage interne, des "animaux de réforme" et des surplus d'élevage, vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, toutes tuées à l'issue. Éveillées, elles subissent le transport, la contention, une injection sous la peau, l'administration de substances à la micropipette et parfois des prises de sang à la veine caudale ou temporale, puis trois prélèvements sanguins sous anesthésie avant d'être tuées sans réveil, leurs cadavres servant ensuite à d'autres gestes. Le porteur fixe l'effectif à trois souris par élève, soit 48 par session de 16 élèves, en s'appuyant sur la seule expérience des formateurs.
Objectifs
Les objectifs pédagogiques et scientifiques de cette formation répondent à la réglementation en expérimentation animale en vigueur et à la maîtrise et au maintien du savoir-faire des expérimentateurs. Avec l’évolution des pratiques, il est important de former les expérimentateurs à la maîtrise des gestes techniques et à leur bonne pratique dans le respect des 3R, sur les procédures faiblement invasives. Cette formation fait partie du maintien et du suivi des compétences (livret de compétence individuel).
Bénéfices attendus
Le principal bénéfice de ce projet est la formation du personnel et le maintien des compétences des agents (tous niveaux). Une meilleure maitrise des gestes techniques, le raffinement des pratiques, et leur mise à jour en fonction des avancées techniques, scientifiques et technologiques, permettra aux agents d’expérimenter sur rongeurs dans le respect de le réglementation en vigueur et du bien-être des animaux expérimentaux..
Procédures
Chaque animal subira, en étant vigile : le transport de son élevage vers le lieu de la formaion (5 minutes), une contention douce (3 minutes), une injection sous cutanée (2 minutes) et l’administration de subtances par micropipette (5 minutes). Pour les expérimentateurs les plus aguéris et confiants et à l’appréciation du formateur, il sera possible de réaliser les prélèvements de sang à la veine caudale et temporale (5 minutes). Puis sous anesthésie, 3 types de prélèvements de sang (5 minutes chacun), avant d’être euthanasié.
Impact sur les animaux
Les principales nuissances attendues seront le stress lié au transport, à la contention, la douleur suite à l’introduction d’une aiguille pour les injections et prélèvements de sang (hors pratique sous anesthésie), et la formation possible d’hématome suite aux prises de sang.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de la réalisation des gestes techniques nécessitant un animal vigile ou anesthésié, et serviront ensuite de support pour la réalisation d’autres gestes.
Remplacement
Il n’existe à l’heure actuelle aucune méthode de remplacement permettant une formation appropriée des agents sur le plan technique (manipulation de l’animal vigile, administration des substances chez l’animal vigile, prélèvements divers…). Les élèves sont déjà titulaires de la formation réglementaire niveau concepteur ou applicateur sur rongeurs. Ils sont donc déjà sensibilisés à l'utilisation d'animaux vivants. Il est nécessaire pour leur formation et leur activité professionnelle que leur formation comporte des manipulations sur animaux vigiles et anesthésiés. D’autre part, nous disposerons de supports inertes (queue de souris) pour l’entraînement au prélèvement de sang et administration à la veine caudale.
Réduction
Il sagit d’une formation, aucune analyse statistique ne sera réalisée. Selon le retour d’expérience des formateurs, 3 animaux par élève sont nécessaires, soit un total de 48 souris, pour 16 élèves formés par session (2 demi-journées). Plusieurs actes pourront être effectués sur un même animal afin de réduire le nombre utilisé. Les animaux utilisés sont issus d’un élevage interne : animaux de réforme, surplus d’élevage, des 2 sexes.
Raffinement
Avant le début des travaux pratiques, les personnes formées auront au préalable assisté à un webinaire théorique sur le sujet. Un rappel sera fait sur la préhension/contention des souris, les procédures à réaliser et le comportement à avoir afin de limiter le stress des animaux. Les animaux seront répartis en groupes socialement harmonieux par cage et avec un environnement enrichi (type sopalin, sizzle, tunnel ou igloo et bâtonnet à ronger). Ils seront transportés entre l’élevage et le lieu de la formation tôt le matin, afin d’avoir au moins une heure de calme avant le début des ateliers. Certaines manipulations comme l’administration sous-cutanée nécessitent que l’animal soit vigile, mais pour la plupart des autres interventions, elles seront réalisées sous anesthésie générale avec en amont une couverture analgésique. A l’issue de chaque manipulation vigile, une récompense sera donnée à l’animal. Pour toutes les interventions nécessitant une anesthésie générale, les animaux seront maintenus sous tapis chauffant, afin de prévenir d’une chute de température corporelle lié à l’anesthésie ; et de l’ocrygel sera administré sur leurs yeux afin de protéger et éviter le sèchement de l’œil, pour leur bien être. Une fois les interventions sous anesthésie réalisés, nous n’attendons pas le réveil de l’animal qui sera automatiquement euthanasié. Puis d’autres types d’interventions suivront sur cadavres d’animaux. La majorité des gestes techniques seront réalisés sous anesthésie générale chimique ou volatile. En amont de l’anesthésie, une adminitratoin par voie sous-cutanée d'un analgésique sera réalisée pour assurer une couverture analgésique des animaux, durant les travaux pratiques. Des points limites ont été définis et seront appliqués.
Choix des espèces
La souris est une des principales espèces utilisées en recherche. Cette formation est à destination des agents travaillant spécifiquement sur la souris, il est donc nécessire de pratiquer sur leur espèce d’intérêt. Ce seront des souris adultes d'âge variable en fonction de la disponibilité dans les élevages (surplus d’élevage et/ou animaux de réforme).
Etude et manipulation du micro-environnement tumoral dans les méningiomes de haut grade chez la souris- Modification
- Recherche appliquée
- Cancers
Les souris de ce projet portent des méningiomes, des tumeurs des enveloppes du cerveau, obtenus par modification génétique ou par injection, et les formes malignes peuvent provoquer convulsions, amaigrissement et perte de motricité au point d'empêcher l'alimentation. 540 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour une analyse histologique du cerveau. Elles subissent une chirurgie d'une heure pour une injection dans le cerveau ou sous la dure-mère, et jusqu'à six injections sans anesthésie. Elles sont suivies de 2 à 15 mois, car dans les lignées génétiquement modifiées les tumeurs bénignes apparaissent tard, ce qui impose selon le porteur un suivi d'"au moins 12 mois".
Objectifs
Les méningiomes sont les tumeurs primitives du système nerveux central les plus fréquentes chez l'adulte. Les formes de haut grade ont une fréquence élevée de mutations de certains gènes et représentent un quart des méningiomes avec des récidives multiples associées à une morbidité et une survie réduite sans option disponible médicamenteuse ou d’immunothérapie. Les méninges jouent un rôle clé dans la communication neuro-immunitaire par la diversité de leurs cellules immunes et la présence de vaisseaux lymphatiques méningés. Les données récentes, montrent une infiltration fréquente des méningiomes bénins par des cellules immunitaires. Notre hypothèse est que le microenvironnement immunitaire constitué par les cellules immunes méningées et les lymphatiques méningés, régule la progression histologique maligne des méningiomes et leur comportement d’échappement à la surveillance immunitaire. Nos principaux objectifs sont d’utiliser nos modèles de souris de méningiomes de différents grades de malignité en manipulant le micro-environnement pour déterminer (i) si les lymphatiques méningés régulent effectivement la malignité des méningiomes et (ii) évaluer la participation des populations de cellules immunitaires dans l'initiation et la progression du méningiome. MODIFICATION: sur les 3 ans d'autorisation initiale du projet, nous n'avons pas eu le temps de réaliser l'ensemble des procédures décrites et aurions besoin d'étendre la durée d'autorisation au maximum de 5 ans au total pour pouvoir terminer notre projetsans autres modifications (même nombre d'animaux, mêmes actes que décrit précédemment).
Bénéfices attendus
Notre projet va permettre de caractériser précisément le rôle du microenvironnement immunitaire dans la malignité des méningiomes en manipulant ses composantes lymphatiques et immunitaires dans les méninges, pour pouvoir ultérieurement potentialiser les approches thérapeutiques associées à l'immunothérapie dans les méningiomes agressifs chez l’homme.
Procédures
Les procédures chirurgicales pour réaliser une injection spécifique dans une zone du cerveau (Durée: 1 heure, préparation: 30 min) seront réalisées sous anesthésie générale après une prise en charge première de la douleur par des médicaments, une hydratation et suivies d'un protocole de prise en charge de la douleur en post-opératoire. Ces interventions sont réalisées en conditions stériles chirurgicales. Les autres procédures ne nécessiteront pas d’analgésie ou d’anesthésie de l’animal et consistent en des injections pour la mise en place de notre modèle (Durée : 5 minutes maximum par injection, 6 fois maximum, avec 2 jours minimum entre chaque injection). Les animaux seront euthanasiés par une méthode réglementaire en fin de protocole en vue des prélèvements d'intérêt.
Impact sur les animaux
Les animaux peuvent développer des symptômes cliniques liés à la présence de méningiomes malins, pas bénins. Les symptômes observés chez l’animal peuvent être : une perte de motricité empêchant l'alimentation, un amaigrissement, des crises convulsives. Les gestes pratiqués chez les souris dans ce projet incluent les nuisances suivantes : les risques anesthésiques lors de l’injection sous durale et intracérébrale tels que dépression cardio vasculaire, hypothermie, hypovolémie, sécheresse cornée et les douleurs post-opératoires. Le stress de la contention et la douleur de très courte durée lors de l’introduction de l’aiguille pour les injections intra-péritonéales ou sous-cutanées dans les expériences de modulations des cellules immunitaires.
Devenir
L'euthanasie de tous les animaux à la fin de l'ensemble des procédures est justifié par la nécessité de réaliser une analyse histologique complète du cerveau pour répondre aux objectifs de l'ensemble des procédures expérimentales.
Remplacement
Les modèles in vitro et sur animaux invertébrés ne permettent pas l'obtention de méningiomes avec un aussi grand niveau de complexité et de reproduction de la pathologie humaine que les modèles souris déjà existants. La complexité du cerveau/méninges des souris est nécessaire pour une observation comparative avec le cerveau/méninges humain. L’utilisation d’un modèle murin est donc primordiale pour cette étude.
Réduction
Nous avons réduit au maximum le nombre d’animaux utilisés (Nombre total : 540 animaux) pour nous permettre de générer des données statistiques solides. Afin d'assurer la fiabilité statistique et de limiter le nombre d'animaux, nous avons estimé l’effectif a priori sur la base de travaux antérieurs et sur un calcul de puissance, et il sera nécessaire de procéder à des tests statistiques pour une interpétation fiable des résultats.
Raffinement
A la réception des animaux en provenance de l’exterieur, une procédure d’acclimatation d’une semaine aux nouveaux locaux sera réalisée. Pendant toute la durée de l’expérimentation les animaux seront hébergés en cage en portoir ventilé par groupes de 3 afin de fournir un environnement social enrichi. Les animaux auront à disposition des composants de nidification, des bâtonnets à ronger et des maisons sont également disponibles. Ils auront à disposition de la nourriture en permanence et accès à l’eau. Si l’animal a du mal à se déplacer, par exemple juste après une chirurgie, les croquettes seront mouillées et déposé sur la litière et une solution d’hydratation gélifiée sera mis en place. Les paramètres environnementaux (lumière, température, hygrométrie,) seront surveillés quotidiennement. Un suivi de l’ensemble des animaux sera effectué quotidiennement par l’équipe zoothechnique et chaque jour de la semaine par un des membres de l’équipe de recherche (et plus si nécessité). Le poids des souris sera vérifié deux fois par semaine tout au long de la procédure expérimentale à partir de la première expérimentation (à l’âge de 2 mois) jusqu’à l'euthanasie (entre 5 et 15 mois selon les procédures). Le cahier opératoire sera rempli le jour de l’intervention pour renseigner le temps per-opératoire et post opératoire immédiat, aux jours 1 àu 2 et 8 post-chirurgie. Il servira à notifier les éléments de surveillance, ainsi que les administrations d’antalgiques.
Choix des espèces
Le modèle animal est le seul moyen de pouvoir manipuler le micro-environnement des méningiomes bénin ou malin, notamment en raison de l'absence de cultures cellulaires de méningiomes en général et plus particulièrement avec le profil mutationnel désiré et les différents composants du micro-environnement. Les autres expériences prévues dans le projet doivent être réalisées chez la souris car elles utilisent un modèle souris déjà publié et validé par la communauté scientifique internationale. Les animaux seront utilisés de 2 à 15 mois de manière similaire aux précédents modèles de meningiomes publiés précédemment, un suivi d’au moins 12 mois étant nécessaire pour les modèles souris de méningiomes bénin génétiquement modifié où les méningiomes apparaissent de manière tardive
Formation sur les circuits neuronaux impliqués dans la perception sensorielle
- Formation professionnelle
À 3 à 5 jours de vie, des souriceaux reçoivent sous anesthésie une injection dans la plante d'une patte arrière, avec dans de rares cas un rejet par leur mère. Six à huit semaines plus tard, les mêmes souris subissent une chirurgie d'une heure trente sous anesthésie générale pour imager leur moelle épinière, et sont tuées avant tout réveil. 70 souris vont être utilisées ainsi, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le projet a un but "exclusivement pédagogique" : former des doctorants à la microscopie biphotonique, à raison de deux souris par participant, la première avec "un taux d'échec élevé attendu".
Objectifs
Ce projet a un objectif exclusivement pédagogique : former des doctorants en neurosciences à la mise en œuvre et à l'utilisation de la microscopie biphotonique in vivo pour l'étude de l'activité neuronale. L'objectif de la formation est de permettre aux participants d'acquérir des compétences techniques qui ne peuvent être obtenues de manière satisfaisante par un enseignement théorique seul ou par l'analyse de données déjà acquises. La microscopie biphotonique in vivo repose sur la maîtrise simultanée de plusieurs étapes critiques, notamment la préparation de l'animal anesthésié, le positionnement de celui-ci sous le microscope, les réglages du système d'imagerie, l'acquisition des signaux biologiques et l'identification des artefacts expérimentaux. Ces compétences nécessitent une mise en situation pratique permettant aux étudiants d'observer directement les contraintes techniques et biologiques associées à cette approche. Par ailleurs, cette technologie de pointe n'est pas disponible dans la majorité des unités de recherche d'origine des participants. La formation vise ainsi à leur donner accès à une expertise spécialisée et à des équipements qu'ils ne peuvent généralement pas utiliser dans leur environnement habituel de travail. Elle permet également d'harmoniser les pratiques expérimentales et de transmettre les bonnes pratiques nécessaires à la réalisation d'expériences conformes aux standards scientifiques et éthiques actuels. L'approche pédagogique repose sur des démonstrations réalisées par des encadrants expérimentés, suivies de sessions pratiques supervisées. Cette organisation permet aux participants d'acquérir progressivement les compétences nécessaires à la réalisation d'expériences d'imagerie in vivo tout en limitant le nombre d'animaux utilisés et en garantissant un niveau élevé de maîtrise technique avant toute manipulation autonome. L'hypothèse pédagogique est que l'acquisition de compétences opérationnelles en microscopie biphotonique in vivo nécessite une expérience pratique encadrée sur un système expérimental réel, permettant aux participants d'intégrer les contraintes techniques, biologiques et éthiques de cette approche, compétences qui ne peuvent être pleinement acquises par un enseignement théorique ou l'observation passive.
Bénéfices attendus
Ce projet présente des bénéfices à la fois pédagogiques et scientifiques. À court terme, il vise à former de nouveaux chercheurs aux méthodes modernes permettant d’étudier la dynamique des circuits synaptiques in vivo, notamment grâce à des techniques d’imagerie avancées. Une meilleure maîtrise de ces approches expérimentales permettra aux futurs chercheurs d’optimiser la conception de leurs protocoles et de réduire le nombre d’animaux utilisés dans leurs travaux de recherche, conformément aux principes de réduction et de raffinement. Sur le plan scientifique, les circuits neuronaux impliqués dans la transmission des informations sensorielles, telles que la douleur et la température, ne sont pas encore entièrement caractérisés. De nombreuses études s’intéressent à ces réseaux en raison de leur implication dans diverses pathologies, notamment la douleur neuropathique. Une meilleure compréhension de la dynamique de ces circuits pourrait, à plus long terme, contribuer à l’identification de nouvelles cibles thérapeutiques et au développement de traitements plus efficaces. Ainsi, ce projet contribue à la fois à la formation de chercheurs qualifiés et à l’avancement des connaissances dans un domaine présentant des enjeux majeurs pour la santé humaine.
Procédures
Les nouveau-nés (âgés de 3 à 5 jours) recevront une injection sous anesthésie (durée : 5 minutes). Entre 6 et 8 semaines plus tard les souris suivront une chirugie sous anesthésie generale sans réveil (durée : 1h30).
Impact sur les animaux
Nuisances liées aux injections dans la région plantaire de la patte arrière : douleur, inflammation, stress liés à l’anesthésie, détresse respiratoire, une variation de la pression artérielle ou de la température corporelle. Dans de très rares cas, la mère des souriceaux n’accepte pas de s’occuper des nouveau-nés injectés. Les effets indésirables potentiels liées aux procédures chirurgicales sont une détresse respiratoire, une variation de la pression artérielle ou de la température corporelle, ou une hémorragie.
Devenir
À l’issue de la procédure, les animaux seront euthanasiés par les expérimentateurs habilités en charge du projet. La moelle épinière sera ensuite prélevée pour la réalisation d’analyses post mortem.
Remplacement
Plusieurs phases de ce projet ont été réalisées in vitro sur différentes lignées cellulaires. Actuellement, nous souhaitons étudier la dynamique des circuits synaptiques impliqués dans la perception de la douleur. Cela nous permettra de mieux comprendre la physiologie de ces circuits neuronaux. L’utilisation d’animaux est donc inévitable. Notre formation repose sur une approche pédagogique de type « apprentissage par la pratique ». Les compétences techniques et analytiques visées ne peuvent être pleinement acquises qu’à travers une mise en pratique directe. Les étudiants doivent pouvoir réaliser eux-mêmes les expériences, notamment afin d’imager la moelle épinière in vivo. À la fin de la séance, ils doivent recueillir des échantillons biologiques viables, nécessaires aux analyses de biologie moléculaire. Ces étapes requièrent des matériaux biologiques d’une qualité et d’une intégrité qui ne peuvent être obtenues à partir de modèle informatique, de cadavres ou de démonstrations filmées.
Réduction
Nous faisons un effort particulier pour faire intervenir, lors de ces formations, des spécialistes expérimentés dans les techniques enseignées. Leur haut niveau d’expertise garantit une démonstration précise et efficace, ce qui permet de limiter le nombre d’animaux nécessaires à l’apprentissage. Grâce à la transmission rigoureuse de leur savoir-faire, les étudiants acquièrent rapidement les compétences requises, réduisant ainsi le besoin de répétition inutile des procédures. Nous utilisons le nombre minimal de souris permettant à la fois de démontrer correctement les techniques et d’offrir aux étudiants une opportunité d’entraînement pratique suffisante pour atteindre les objectifs pédagogiques fixés. Cette approche assure un équilibre entre la qualité de la formation et le respect de principe de réduction dans l’utilisation d’animaux vivants. Chaque participant utilisera deux souris. Le premier animal correspond à la découverte du geste, avec un taux d'échec élevé attendu chez un opérateur novice. Le second permet la correction des erreurs identifiées et la consolidation de la compétence : c'est la répétition qui produit l'apprentissage, non la première tentative. Le facteur de 2 animaux par étudiant est un plafond et non une cible. Les étudiants qui maîtrisent déjà le geste ou qui choisissent de ne pas le réaliser n'utilisent aucun animal.
Raffinement
Pendant tous les procédures expérimentales (injection, chirurgie et séance d’imagerie), nos mesures mises en place pour réduire la douleur impliquent une induction et un suivi de l'anesthésie, une mise en place d'analgésie du contrôle de la température par tapis chauffant. Suite aux injections, une surveillance renforcée sera effectuée pendant la période qui suit le réveil (2h) ainsi que pendant les 4 jours suivants. L'évaluation des points limites se fera selon une grille d'évaluation incluant leur adaptation à la courbe de croissance, la mobilité spontané, l’apparence du poil, l’interaction avec les congénères et les signes de douleur. Selon le score obtenu, les souriceaux pourront recevoir une injection d’un antalgique, et de l’aliment hydraté pourra être ajouté au fond de la cage.
Choix des espèces
La souris a été choisie pour cette formation car elle correspond à l’espèce la plus couramment utilisée dans les laboratoires de recherche en neurosciences, notamment pour les études portant sur le système nerveux central. Les techniques enseignées lors de cette formation — incluant la chirurgie, l’imagerie et les analyses moléculaires — sont directement applicables aux modèles murins utilisés dans la grande majorité des projets de recherche académique et préclinique. De plus, la souris présente des avantages pratiques et scientifiques importants : elle est bien caractérisée sur le plan neuroanatomique et génétique, de nombreux outils et lignées transgéniques sont disponibles, et son utilisation est conforme aux standards internationaux en recherche biomédicale. Ainsi, le recours à la souris permet d’assurer la pertinence, la reproductibilité et le transfert direct des compétences acquises par les étudiants vers leurs futures activités professionnelles. Concernant les injections, nous utiliserons des nouveau-nés âgés de J3 à J5. Réalisée durant cette période, l’injection permet de cibler spécifiquement les neurones de la région d’intérêt. Les chirurgies seront réalisées sur des animaux âgés de plus de 6 semaines, ce qui correspond au stade adolescent à jeune adulte chez la souris. À partir de cet âge, les coordonnées stéréotaxiques de ciblage sont stables et correspondent à celles établies pour ce modèle.