Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 2022-03-29 00:00:00
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-812030)
1296 souris vont être utilisées, toutes tuées à l’issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Modèles de myopathies de Duchenne et centronucléaire, elles reçoivent des injections répétées de vecteurs viraux, parfois précédées d’une injection de cardiotoxine provoquant une nécrose musculaire, avant prélèvement des muscles. Le porteur rappelle que de fortes doses de ces vecteurs ont entraîné la mort de quatre enfants en essai clinique et estime la douleur induite chez la souris comparable à « une forte crampe ». Il affirme que l’efficacité des vecteurs ne peut être évaluée durablement in vitro et que ces souris sont les plus petits modèles mammifères de ces maladies.
Résumé produit par un modèle de langage à partir du seul texte du laboratoire, selon une méthode arrêtée par l’OXA. Publié sans relecture individuelle préalable, sous la responsabilité de l’association, et corrigé au fil des relectures.
Objectifs et bénéfices escomptés du projet, selon le laboratoire
Réponses rédigées par le laboratoire demandeur, à des fins de communication. Elles ne sont ni sourcées ni relues par des pairs.
Décrire les objectifs du projet.
Note de l'OXA. Cette question est celle du formulaire européen de résumé non technique. Elle est posée au laboratoire qui demande l'autorisation, et sa réponse est écrite avant que la première procédure commence (arrêté du 1er février 2013, art. 5). Ces objectifs servent à justifier l'utilisation des animaux devant le comité d'éthique. Aucun document public ne dira ensuite s'ils ont été atteints : la directive permet aux États de faire mettre à jour le résumé avec les résultats de l'appréciation rétrospective (directive 2010/63/UE, art. 43), la base européenne prévoit de les recevoir, et aucune entrée française n'en porte (base ALURES).
Dans quel but fait-on ça ? · Comment lire un résumé non technique
Texte du laboratoire demandeur, reproduit tel quel
Les virus adéno-associés (AAV) sont utilisés pour véhiculer des molécules thérapeutiques pour les maladies neuromusculaires, comme la dystrophie musculaire de Duchenne (DMD) et la myopathie centronucléaire autosomique dominante (MCN-AD). Les AAV doivent atteindre le noyau céllulaire pour véhiculer efficacement le gène thérapeutique. Ils entrent dans la cellule puis sont transportés dans les vésicules intracellulaires jusqu’au noyau. Afin de s’exprimer les AAV doivent être débarrassés de leur capside dans ces vésicules. Très peu d’informations sont disponibles concernant le devenir des AAV dans les muscles DMD et MCN-AD. La MCN-AD est une forme rare de myopathie congénitale due à des mutations du gène codant la dynamine 2 (DNM2). La DNM2 est une protéine impliquée dans les processus de transport intracellulaire. Nous avons montré que l’injection intramusculaire d’un AAV thérapeutique permet de restaurer la structure et la fonction musculaires chez le modèle murin de la MCN KI-Dnm2 (KI-Dnm2R465W), le traitement s’est avéré moins efficace chez les souris de 6 mois qui présentent un phénotype musculaire plus prononcé. La DMD est la plus fréquente des maladies neuromusculaires chez l’enfant et due à des mutations dans le gène de la dystrophine. Elle est caractérisée par des atteintes du muscle squelettique et cardiaque graves mettant en jeu le pronostic vital. L’état du muscle s’accompagne de déstabilisation des vésicules de transport intracellulaires. Nous avons montré que l’expression d’AAV thérapeutiques était réduite dans le muscle des souris mdx, un modèle de souris de la DMD, par rapport aux souris de type sauvage. Notre projet a pour but d’étudier le devenir de l’AAV dans les muscles des souris KI-Dnm2R465W et mdx et d’évaluer des prétraitements pour améliorer l’efficacité de ces vecteurs dans ces muscles pathologiques.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Note de l'OXA. Le formulaire européen demande les bénéfices « susceptibles de découler » du projet. Il appelle donc une projection, et il l'obtient : ce que le laboratoire écrit ici est ce qu'il espère, avant d'avoir commencé. Deux chercheuses ont repris six corpus d'études précliniques déjà menées et pesé les dommages réellement infligés aux animaux contre les bénéfices cliniques réellement obtenus : moins de 7 % de ces études ressortaient défendables (Pound et Nicol, 2018).
Est-ce « inutile » ou « nécessaire » ? · Comment lire un résumé non technique
Texte du laboratoire demandeur, reproduit tel quel
Dans les thérapies des maladies neuromusculaires, les vecteurs AAV sont injectés à fortes doses pour qu’ils soient efficaces car le muscle est en mauvais état. En effet, des essais cliniques récents ont mis en évidence des effets secondaires graves à cause des fortes doses d’AAV administrées dans le cadre de la myopathie de Duchenne (DMD) mais aussi d’autres myopathies qui a engendré le décès de 4 enfants. Ainsi, l’utilisation clinique de l’AAV nécessite une optimisation afin d’atteindre un bénéfice thérapeutique maximal avec la plus faible dose de vecteur dans le muscle malade. Actuellement, il n’existe aucune information disponible concernant le devenir des AAV dans les muscles DMD et MCN-AD. Notre projet permettra d’identifier les étapes intracellulaires qui empêchent une thérapie AAV efficace dans ces muscles malades et de développer des stratégies pour optimiser ces thérapies. Ainsi, nous pourrons proposer des traitements qui améliorent l’état du muscle malade et qui permettraient de débloquer les étapes qui limitent la thérapie avec l’AAV.
Nuisances prévues, selon le laboratoire
Réponses rédigées par le laboratoire demandeur, à des fins de communication. Elles ne sont ni sourcées ni relues par des pairs.
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Note de l'OXA. La formule « en règle générale » autorise une réponse générale, et c'est l'un des points sur lesquels les examens de qualité trouvent ces documents défaillants. Un examen publié en 2018 a établi que les résumés allemands et britanniques décrivaient mal ce qui est fait aux animaux et ce que ceux-ci pourraient éprouver (Taylor et al., 2018). L'adoption d'un modèle commun européen a nettement amélioré le premier point, à peine le second (Taylor et al., 2024).
Le droit d'accès aux documents · Comment lire un résumé non technique
Texte du laboratoire demandeur, reproduit tel quel
Pour les co-traitements, les souris mdx (phénotype non dommageable) et CNM (phénotype domageable) seront injectées en intrapéritonéal (IP) ou en intramusculaire (IM) avec des traitements qui améliorent l’état du muscle puis injectées en intramusculaire (IM) avec de l’AAV grâce à une seringue à insuline munie d‘une aiguille ultrafine. Chaque souris subira 2 injections (2 IM suscessives ou d’1 IP suivie d’ 1 IM) ou de plusieurs injections (Plusieurs IP espacées suivies d’1 IM). La durée de l’IM ou de l’IP est d’environ 15 secondes par souris. La mesure de force du Tibialis Antérieur chez les souris ayant subi les co-traitements thérapeutiques sera réalisée par le personnel expert et dure 20 mn par souris. Pour les injections IM et les mesures de force, les souris seront anesthésiées par anesthésie gazeuse dans un système adapté. La température corporelle des animaux est maintenue à 37°C à l’aide d’une plaque thermorégulée. Pour la procédure où nous étudions l’effet de la position des noyaux au centre des fibre sur l’efficacité de l’AAV, nous injectons en sous-cutané un analgésique avant (1 fois) et après (2 fois par jour pendant 5 jours) l’injection en IM de la cardiotoxine à des souris non malades (animaux sains) pour limiter la douleur liée à la nécrose. Tout au long de la procédure, les animaux sont hébergés 6 par cage maximum et l’isolement est évité au maximum. Le milieu est enrichi avec au choix : lanières de papier Kraft, maisons en carton, tunnel en carton ou carré de coton compacté. L’état de santé des animaux sera surveillé quotidiennement par du personnel compétent. A la fin de chaque procédure, les animaux seront euthanasiés par dislocation cervicale conformément à l’annexe IV de l’arrêté relatif à l’agrément des établissements. A la fin de chaque procédure (avec meusre de force ou sans), le muscle est prélevé pour analyse biologique et histologiques.
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Note de l'OXA. C'est l'endroit du document où les animaux devraient apparaître, et c'est celui qui résiste. Un nouvel examen, publié en 2024, a mesuré que cinq des six éléments attendus sur les dommages prévus progressaient depuis l'adoption d'un modèle commun européen. Les effets indésirables sont le sixième : 41 % des résumés allemands et 48 % des britanniques les décrivent complètement. Les auteurs relèvent aussi des effets présentés comme minimes sur des projets classés modérés ou sévères (Taylor et al., 2024). Ces mesures portent sur l'Allemagne et le Royaume-Uni. L'examen de 2018 classait la France parmi les pays les moins bons pour l'identification, l'accessibilité et la qualité de ses résumés, sans les noter rubrique par rubrique (Taylor et al., 2018). Les résumés français suivent aujourd'hui le modèle européen commun.
Les animaux souffrent-ils ? · Comment lire un résumé non technique
Texte du laboratoire demandeur, reproduit tel quel
L’utilisation de vecteurs viraux AAV n’entraine pas de douleurs et de mise en place de traitement particulier pour y palier. Dans cette procédure aucune pathologie ni phénotype n’est induit chez les animaux par le vecteur. Pour l’injection de cardiotoxine, notre expérience et celle de nos collègues n’a pas permis de déceler une souffrance animale. Dès le réveil (moins de trente minutes après le début de l’anesthésie), plus de 90% des souris opérées circulent dans la cage sans gêne décelable. En effet, la régénération du muscle Tibialis antérieur n’empêche pas la marche de la souris, car le muscle adjacent, Extensor Digitorum Longus, compense l’immobilisation. Ils estiment ainsi qu’elles subissent une douleur de degré 1 à 2, sans altération de l’état général. La douleur doit être comparable à une forte crampe de l’avant de la patte postérieure.
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
Note de l'OXA. Le formulaire demande de justifier ce sort, non de le décrire. L'analyse dommage-avantage que la directive impose au comité d'éthique porte sur « la souffrance, la douleur et l'angoisse » infligées aux animaux (directive 2010/63/UE, art. 38). Quand ce sort est la mise à mort, celle-ci ne figure donc pas parmi les dommages que le comité met en balance avec les bénéfices annoncés. L'OXA écrit « mise à mort » plutôt que « sacrifice », qui emprunte au registre du don consenti, ou « euthanasie », qui désigne une mort décidée dans l'intérêt de celui qui meurt.
Peut-on parler d'éthique en expérimentation animale ? · Comment lire un résumé non technique
Texte du laboratoire demandeur, reproduit tel quel
Tous les animaux sont euthanasiés en fin de protocole selon la réglementation en vigueur pour études moléculaires et analyses histologiques des muscles injectés.
Application de la règle des "3R", selon le laboratoire
Réponses rédigées par le laboratoire demandeur, à des fins de communication. Elles ne sont ni sourcées ni relues par des pairs.
1. Remplacement
Note de l'OXA. La directive demande au résumé « une démonstration de la conformité » aux exigences de remplacement, de réduction et de raffinement (directive 2010/63/UE, art. 43). C'est donc le demandeur qui démontre sa propre conformité, dans le document même qui sollicite l'autorisation. Cette démonstration peut prendre la forme d'une affirmation qu'aucune méthode de substitution n'existe, que le document n'a pas à sourcer. Ces trois exigences sont par ailleurs subordonnées à l'objectif du projet : elles cherchent à remplacer les animaux dans un projet donné, elles n'interrogent pas ce projet.
Comment avancer vers la fin de l'expérimentation animale ? · Comment lire un résumé non technique
Texte du laboratoire demandeur, reproduit tel quel
Le but du projet est l’optimisation des approches thérapeutiques utilisant des AAV comme outil de transfert de molécules thérapeutiques dans le muscle pathologique. Des essais cliniques récents ont mis en évidence des effets secondaires graves à cause des fortes doses d’AAV administrées aux patients myopathie de Duchenne et une myopathie musculaire à noyaux centraux. Les modèles de souris que nous utilisons constituent à ce jour de très bons modèles pour optimiser les traitements AAV car nous avons montré que des doses élevées de vecteurs sont nécessaires pour atteindre une efficacité thérapeutique (comme démontré chez l’Homme) mais sans aucune toxicité de ces traitements. De plus, l’efficacité des vecteur AAV ne peut pas être évaluée à long terme dans les cellules musculaires en culture car elles se décollent au bout de quelques jours de culture. Enfin, certaines dérégulations retrouvées dans les muscles pathologiques in vivo, comme la position des noyaux au centre des fibres, ne peuvent être modélisée in vitro.
2. Réduction
Note de l'OXA. La réduction dont il est question ici porte sur le nombre d'animaux par groupe expérimental, calculé pour que l'analyse statistique tienne. Le total annoncé dans la fiche est une estimation portant sur une autorisation de cinq ans au maximum (code rural, art. R214-123) : il ne dit pas combien d'animaux seront effectivement utilisés, et il ne se rapporte pas à une année.
Texte du laboratoire demandeur, reproduit tel quel
Des études précédentes sur nos différents projets ont permis de déterminer le nombre minimum de souris à utiliser afin d’évaluer de façon correcte les paramètres observés (6 souris par groupes expérimentaux). L’ensemble de ces axes de recherche nécessite l’utilisation de 1296 souris dans 5 procédures expérimentales pour les 5 ans du projet. Ceci implique le maintien de 2 lignées KI-Dnm2R465W (phénotype dommageable) et DMD (sans phénotype dommageable) afin de générer les souris nécessaires au projet pour les 5 ans du projet.
3. Raffinement
Note de l'OXA. Le raffinement nomme une amélioration technique de la procédure, sans dire ce qu'elle change pour l'animal qui la subit. La réglementation impose d'atténuer la douleur, dans une limite qu'elle inscrit elle-même : « pour autant que cela soit compatible avec la finalité de la procédure expérimentale » (code rural, art. R214-109). Ce qui reste de souffrance après cette limite est autorisé. Le raffinement ne porte par ailleurs que sur la procédure : les souffrances de la captivité elle-même, confinement, bruit, lumière, manipulations d'entretien, ne relèvent d'aucun des trois R.
La réglementation est-elle « très stricte » ? · Comment lire un résumé non technique
Texte du laboratoire demandeur, reproduit tel quel
Les animaux sont stabulés en portoirs ventilés avec un système d’abreuvement automatique et un accès à la nourriture. Les conditions de température, d’hygrométrie et d’éclairage sont contrôlées et monitorées. Les animaux sont hébergés 6 par cage maximum et l’isolement est évité au maximum. Le milieu est enrichi avec au choix : lanières de papier Kraft, maisons en carton, tunnel en carton ou carré de coton compacté. L’utilisation de vecteurs viraux AAV n’entraine pas de douleurs et de mise en place de traitement particulier pour y palier. Aucune pathologie n’est induite chez les animaux. Pour les souris saines commercialisée, une période d’acclimatation d’une semaine sera observée avant le début de toute procédure expérimentale. Pour l’injection de cardiotoxine, notre expérience et celle de nos collègues qui nous conseille sur ce projet, n’a pas permis de déceler une souffrance animale par un suivi très régulier. Dès le réveil (moins de trente minutes après le début de l’anesthésie), plus de 90% des souris traîtées circulent dans la cage sans gêne décelable. La régénération du muscle injecté n’empêche pas la marche de la souris, car le muscle adjacent compense l’immobilisation. On estime ainsi qu’elles subissent une douleur de degré 1 à 2, sans altération de l’état général. La douleur doit être comparable à une forte crampe de l’avant de la patte postérieure. L’administration d’analgésiques sera réalisée 30 minutes avant la procédure puis deux fois par période de 24h après l’injection de CTX pendant 5 jours afin d’atténuer la douleur due à la nécrose des myofibres. Les animaux seront observés toutes les 24 heures pendant les premiers jours. La température corporelle des animaux est maintenue à 37°C à l’aide d’une plaque thermorégulée pendant toute les durées des procédures. Des modifications importantes de comportement apparaissant à l’observation des animaux et laissant supposer une douleur excessive (retrait ou vocalisation excessive à la manipulation, prostration ou agitation anormale) seront considérées comme critères d’arrêt de l’expérimentation et conduira à l’euthanasie des animaux.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
Note de l'OXA. Le dossier d'autorisation demande de justifier l'origine des animaux, leur espèce, leur nombre estimé et leur stade de développement (arrêté du 1er février 2013, art. 5). La justification attendue est technique : elle porte sur l'adéquation de l'espèce à l'objectif poursuivi. Ce que l'appartenance à une espèce autorise à faire subir à un individu est une question morale, et le formulaire ne la pose pas. L'appartenance à une espèce, prise seule, ne fonde pourtant pas de différence de statut moral entre des individus également capables de souffrir.
Spécisme et expérimentation animale · Comment lire un résumé non technique
Texte du laboratoire demandeur, reproduit tel quel
La souris est l’espèce de choix pour l’optimisation du traitement AAV car la souris mdx et la souris KI-Dnm2R465W sont les plus petits modèles animaux mammifères de la myopathie de Duchenne et CNM-AD. Toutes les procédures seront donc réalisées sur animaux adultes entre 3-5 mois. Majoritairement les souris mdx jeunes adultes seront toutes du même âge pour chaque procédure. Les muscles des souris mdx subissent une phase importante de nécrose entre 3 et 10 semaines, c’est pourquoi nous utilisons ces souris après 3 mois. Les souris KI-Dnm2R465W développent un phénotype musculaire progressif dont les premiers signes apparaissent à 1 mois et s’amplifient jusqu’à environ 8 mois. Concernant la transduction virale nos études préliminaires montrent un défaut qui apparait à partir de 2 mois. Les souris âgées de 3 mois (phénotype intermédiaire) permettent de déterminer l’efficacité des co-traitements et à stopper le développement de la maladie chez ces souris qui sont déjà atteintes.