Enseignement supérieur et formation professionnelle
Mécanismes d’adaptation pour améliorer la résilience de la truite arc-en-ciel (Oncorhynchus mykiss) dans le contexte du changement climatique
- Enseignement supérieur
- Recherche appliquée
- Bien-être animal
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
Rendre l'élevage de truites plus résistant aux canicules : 270 truites arc-en-ciel juvéniles sont soumises pendant 18 jours à un manque d'oxygène, à des températures proches de leur limite physiologique, ou aux deux, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Toutes sont ensuite anesthésiées puis tuées par surdosage de tricaïne pour prélever leur système digestif. Le porteur annonce une léthargie initiale et une baisse de prise alimentaire de 15 à 20 %, qu'il présente comme temporaire, et n'attend aucune mortalité. Il justifie ces conditions en indiquant qu'elles correspondent à ce que les poissons rencontrent dans le milieu naturel, et rappelle que la truite arc-en-ciel est l'espèce piscicole la plus produite en France.
Objectifs
Ce projet vise à évaluer les mécanismes de réponse cellulaire du système digestif de la truite arc-en-ciel (Oncorhynchus mykiss) soumis à un stress thermique et à une diminution de la disponibilité en oxygène dans le milieu (hypoxie).
Bénéfices attendus
Le principal bénéfice attendu de ce projet est la production de données expérimentales solides sur les mécanismes cellulaires et moléculaires impliqués dans la réponse du système digestif de la truite arc-en-ciel (Oncorhynchus mykiss) soumise à un stress thermique et hypoxique. Ces connaissances apporteront des éléments essentiels pour identifier les cibles physiologiques et moléculaires clés permettant des interventions nutritionnelles adaptées, nécessaires pour renforcer la résilience des poissons face aux épisodes de canicule, dont la fréquence augmente avec le changement climatique.
Procédures
Les animaux seront soumis, pendant une durée de 18 jours, à des contraintes spécifiques, en fonction du groupe de traitement : • Traitement 2 : exposition à des conditions hypoxiques. • Traitement 3 : exposition à des contraintes de température. • Traitement 4 : exposition à des contraintes combinées de température et d’hypoxie. • Traitement 5 : exposition à des contraintes de température. • Traitement 6 : exposition à des contraintes combinées de température et d’hypoxie. À la fin de la période expérimentale, les poissons seront capturés par du personnel formé et expérimenté, anesthésiés dans un bain de tricaïne méthanesulfonate, puis euthanasiés par surdosage de tricaïne.
Impact sur les animaux
Le stress thermique et hypoxique auquel les animaux seront soumis est susceptible d’induire une léthargie au début, le temps que les poissons s'habituent, mais cette gêne sera temporaire. Par ailleurs, la prise alimentaire diminuera, mais cette réduction sera faible (de 15 à 20% retour d’expérience sur des expérimentations similaires), car l'impact global reste limité en raison de l'exposition à des températures proches de la limite physiologique des poissons. Aucune mortalité n’est attendue, du moins pas en conséquence de la manipulation des animaux, des conditions expérimentales ou des modifications physiques de leur environnement.
Devenir
Tous les poissons impliqués (270 animaux) seront euthanasiés afin de prélever des tissus pour les analyses biologiques et biochimiques essentielles aux objectifs du projet.
Remplacement
L’objectif de cette étude est d’examiner les mécanismes cellulaires et moléculaires impliqués dans la réponse digestive de la truite arc-en-ciel (Oncorhynchus mykiss) lorsqu’elle est exposée à un stress thermique et hypoxique. Ces processus physiologiques reposent sur des interactions complexes et intégrées entre plusieurs tissus du système digestif, qui ne peuvent pas être reproduites de manière fiable par des approches in vitro (culture cellulaire) ou in silico (modélisation informatique). Par conséquent, le recours à des animaux vivants est indispensable afin d’obtenir des données précises et biologiquement pertinentes sur les impacts physiologiques de ces facteurs de stress environnementaux dans des conditions expérimentales contrôlées.
Réduction
Le plan expérimental a été soigneusement conçu pour utiliser un nombre minimal de poissons, tout en garantissant la rigueur scientifique et la reproductibilité des résultats. L’étude comprend six traitements (un témoin et cinq conditions de stress), chacun répliqué dans trois bacs, soit un total de 18 bacs, avec 15 truites arc-en-ciel juvéniles par bac, pour un total de 270 poissons. Cette taille d’échantillon et ce niveau de réplication ont été déterminés afin de fournir une puissance statistique suffisante pour détecter les effets des traitements sur les réponses moléculaires, tout en évitant une surreprésentation inutile. Les poissons seront répartis aléatoirement dans les bacs et acclimatés avant le début des traitements expérimentaux, afin de minimiser la variabilité et de maximiser les informations obtenues de chaque individu. De plus, le choix des conditions de stress et de la réplication des bacs a été guidé par l’expérience préalable et la littérature scientifique, dans le but de réduire le nombre d’animaux tout en maintenant la robustesse et la fiabilité des résultats.
Raffinement
Dans le cadre de ce projet, plusieurs mesures seront mises en œuvre afin d’améliorer le bien-être animal et de minimiser la douleur, la souffrance et le stress : • Les conditions d’hébergement seront optimisées en termes de nutrition, densité de peuplement, qualité de l’eau et photopériode. • Les stress thermiques et hypoxiques appliqués dans l’étude correspondent à des conditions naturellement rencontrées par les animaux dans le milieu naturel, ce qui limite l’introduction de facteurs de stress artificiels. • Une surveillance continue des animaux sera assurée afin de détecter précocement tout signe de détresse et de permettre la mise en place rapide de mesures correctives. Ces mesures garantissent que les procédures expérimentales sont conduites conformément aux principes de raffinement, en priorisant le bien-être des animaux tout en maintenant la validité scientifique de l’étude. Le bien-être animal sera évalué quotidiennement à l’aide d’une grille de scoring basée sur des points limites prédéfinis. Les critères pris en compte incluront : comportementaux : prostration ou isolement prolongé, anomalies de nage, diminution marquée de la prise alimentaire, positions inhabituelles dans la colonne d’eau ; physiques : altérations de l’état corporel, lésions cutanées, signes de pathologies ou dégradation de l’aspect général. En cas d’atteinte d’un seuil critique (score ≥3 pour l’un des critères), l’animal concerné sera euthanasié sans délai, conformément aux procédures réglementaires en vigueur, afin de prévenir toute souffrance inutile.
Choix des espèces
La truite arc-en-ciel (Oncorhynchus mykiss) est l’espèce piscicole la plus produite en France et présente une importance agronomique et commerciale majeure. Cependant, cette espèce est de plus en plus confrontée à la fréquence et à l’intensité croissantes des vagues de chaleur liées au changement climatique. Ces épisodes thermiques peuvent avoir des effets sévères sur sa physiologie, sa croissance et sa survie. Ainsi, l’identification de stratégies d’atténuation efficaces constitue une priorité pour assurer à la fois la durabilité de l’aquaculture et le bien-être des animaux. Pour développer de telles stratégies, il est essentiel de comprendre comment la température et la disponibilité en oxygène influencent le métabolisme cellulaire du système digestif de la truite arc-en-ciel. Les poissons auront un poids moyen compris entre 20 et 40 g au début de l’expérience, ce qui indique qu’ils seront au stade juvénile. Cette taille permettra de réaliser les expériences dans des conditions optimales au sein de l’unité expérimentale, tout en étant suffisamment grande pour prélever des échantillons de tissus digestifs en quantité adéquate pour les différentes analyses moléculaires ultérieures.
Travaux Pratiques – Unité de certification en Matière d’Expérimentation Animale : Application de Procédures sur Rongeurs
- Formation professionnelle
Rats : 120
Piquer sous la peau et dans l'abdomen des rongeurs vigiles, pour que des étudiants valident une certification réglementaire : 240 souris et rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Chaque étudiant dispose d'un animal de chaque espèce, manipulé lors de trois séances de quatre heures puis lors d'un examen où le geste d'administration est tiré au sort. Les souris passent ensuite à d'autres travaux pratiques avant d'être tuées, leurs corps servant à la dissection en licence, et les rats sont réutilisés en troisième année ou proposés à l'adoption aux étudiants. Le porteur affirme que la manipulation d'animaux factices ne permettrait pas de former à l'observation des signes de bien-être des animaux non-humains.
Objectifs
La réglementation en matière d'expérimentation animale publiée en 2013 oblige la formation spécifique des personnes voulant appliquer des procédures expérimentales utilisant des animaux. Ce projet concerne la réalisation de séances pratiques dans le cadre de cette Unité de Certification en matière d'Expérimentation Animale : Application de Procédures sur Rongeurs. Cette action de formation a été agréée pour une durée de 5 ans et comprend des séances qui mettent en oeuvre des animaux vivants et qui ont pour objectif de former les étudiants aux aspect pratiques de la manipulation et de l'administration de substances à des animaux vigiles ainsi que l'observation du comportement pour évaluer le bien-être des animaux.
Bénéfices attendus
Cet enseignement permettra aux étudiants volontaires et motivés qui souhaitent poursuivre leurs études dans le domaine de l'expérimentation animale, de mobiliser les concepts fondamentaux et les technologies de la physiologie animale et des sciences du comportement pour traiter une problématique du domaine, ainsi que d'analyser et synthétiser des données en vue de leur exploitation pour développer une argumentation critique et constructive vis-à-vis de cette problématique. Cette action de formation permettra également de sensibiliser les étudiants au respect des principes d’éthique, de déontologie et de responsabilité en matière d’expérimentation avec des animaux vivants.
Procédures
Les animaux qui seront utilisés dans le cadre de cette Unité de Formation Certifiante en matière d'applications de procédures expérimentales sur rongeurs permettront aux étudiants de se former à l'observation de leur comportement et des signes de leur bien-être, aux gestes de manipulation, de préhension et de contention de ces animaux ainsi que les gestes relatifs à l'administration de substances à des animaux vigiles par injection sous la peau ou dans l'abdomen.
Impact sur les animaux
Le stress lié à la manipulation des animaux lors des séances pratiques et/ou de la séance d'évaluation des aptitudes pratiques des étudiants. Douleurs et/ou saignements liés aux piqûres lors de l'apprentissage des gestes d'administration sur animaux vigiles (seules les voies d'administration par injection ou dans l'abdomen seront enseignées).
Devenir
Les rats comme les souris seront utilisés dans des séances pratiques spécifiques (une séance rat et une séance souris) consistant chacune à enseigner aux étudiants les bases de l'observation du comportement des animaux et des signes apparents de bien-être, les gestes de manipulation, de préhension et de contention ainsi que les procédures d'administration de substances à des animaux vigiles par injection sous la peau ou dans l'abdomen. A l'issue de ces séances, les souris seront réaffectées à d'autres travaux pratiques de 1ère année de master consacrées à l'étude du comportement avant d'être mises à mort à l'issue de ces travaux pratiques et leurs cadavres utilisés pour des travaux pratiques de dissection en 2ème année de licence. Les rats seront quant à eux réutilisés dans le cadre de travaux pratiques de 3ème année de licence. Dans le cas où des rats ne seraient pas utilisés pour ces séances pratiques de 3ème année, ceux-ci seront proposés à l’adoption auprès des étudiants. Il ne sera procédé à la mise à mort de ces rats restants qu'en dernier recours dans le cas où leur réutilisation/adoption ne serait pas possible.
Remplacement
La formation en matière d'Expérimentation Animale - Application de Procédures sur Rongeurs vise à certifier les personnes inscrites pour la pratique de procédures non-chirurgicales sur des rongeurs. La formation oblige les étudiants à suivre 3 séances pratiques de 4h chacune dont 2 mettent en jeu des rongeurs vigiles (rat et souris) pour leur permettre d'apprendre à mettre en oeuvre des gestes de manipulation et d'administration de substances à des animaux vigiles ainsi que se former à l'observation des rongeurs et de leurs signes apparents de bien-être. L'apprentissage de ces pratiques ne peuvent donc être réalisées qu'en mettant en oeuvre des animaux vivants. Le recours à des méthodes alternatives telles que la manipulation d'animaux factices ne peut pas être mis en oeuvre, ne permettant pas de rendre compte à eux seuls du comportement de l'animal et de permettre aux opérateurs de se former à l'observation des signes de bien-être animal.
Réduction
Les animaux (rat et souris) seront obtenus auprès d'un fournisseur agréé pour permettre la réalisation de ces travaux pratiques. Le nombre d'animaux est limité à un animal de chaque espèce par étudiant inscrit à la formation. Ces animaux seront ensuite réutilisés pour la séance d'examen pratique individuel à la suite des séances pratiques de formation, l'étudiant tirant au sort le geste d'administration qu'il aura à réaliser uniquement sur un animal d'une des 2 espèces. Ce nombre d'un animal de chaque espèce par étudiant a été estimé au plus juste sans avoir recours à une approche statistique pour l'estimer, le but de cet enseignement étant de former les étudiants à l'observation, la manipulation et l'administration de substances à des animaux vigiles. Par ailleurs, 4 animaux de chaque espèce ont été prévus en plus de ceux utilisés par les étudiants pour constituer des pools de nombre suffisant pour éviter une réutilisation excessive des animaux, notamment lors de la séance d'examen qui a lieu à la suite des séances de travaux pratiques dans un laps de temps très réduit.
Raffinement
Dès leur réception, les animaux auront une période d'acclimatation d'une semaine pour s'adapter à leur nouvel environnement. Pendant toute la durée du projet, les animaux seront traités selon la réglementation par du personnel compétent. Les animaux seront hébergés selon les conditions imposées par la réglementation. Ils seront surveillés quotidiennement par les expérimentateurs (enseignants intervenant dans la formation) ou le zootechnicien de façon à évaluer leur état physiologique et leur comportement. Les points limites habituels seront notés (l'isolement, les yeux fermés, un dos voûté, les poils hérissés, l'immobilité, une perte de poids de plus de 20% du poids corporel total ou de 15% entre deux pesées consécutives à une semaine d'intervalle, des signes de déshydratation, les yeux et l'abdomen creux, etc…).
Choix des espèces
Cette unité de certification Application de Procédures sur Rongeurs vise à certifier les personnes inscrites pour la pratique de procédures non-chirurgicales sur des rongeurs. La formation oblige les étudiants à suivre 3 séances pratiques de 4h chacune dont 2 mettant en jeu des rongeurs vigiles (rat et souris) pour leur permettre d'apprendre à mettre en oeuvre des gestes de manipulation et d'administration de substances à des animaux vigiles ainsi que se former à l'observation des rongeurs et de leurs signes apparents de bien-être. L'apprentissage de ces pratiques ne peuvent donc être réalisées qu'en mettant en oeuvre des espèces rongeurs (rat et souris) qui sont l'objectif de la formation. Les rats comme les souris seront utilisés à l'âge adulte (3 mois d'âge postnatal) quand tous les systèmes physiologiques sont matures.
Formation du personnel à l’anesthésie et mise au point d’un protocole de suivi anatomique et fonctionnel par IRM chez le cochon
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
Six des douze cochons repartiront vivants chez leur fournisseur, les six autres seront tués après leur deuxième IRM puis serviront à des formations à l'autopsie et à l'entraînement chirurgical sur cadavre. Les douze animaux vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, soumis jusqu'à deux fois à une anesthésie pouvant durer six heures, espacée d'au moins deux jours. Le projet ne produit aucune connaissance sur les cochons eux-mêmes, il sert à former le personnel de l'établissement à l'anesthésie, à l'analgésie et au réveil, et à caler un protocole d'imagerie. Le porteur juge l'usage d'animaux vivants "indispensable" à cette formation et inscrit le projet au crédit de la réduction et du raffinement, puisqu'un même cochon peut passer deux examens.
Objectifs
Le projet vise à établir un protocole de suivi anatomique et fonctionnel non invasif du cochon par Imagerie par Résonance Magnétique (IRM). Pour de nombreux projets, un suivi anatomique et fonctionnel de certains organes se révèle nécessaire. L’IRM est un outil non invasif doté d’une résolution spatiale importante permettant une caractérisation anatomique précise des organes d’intérêt. Outre sa fonction anatomique, il permet également de suivre des fonctions précises de ces organes. L’obtention d’images de qualité nécessite cependant l’absence de mouvement du sujet étudié. Dans le cadre de l’expérimentation animale, l’anesthésie se révèle donc indispensable pour l’acquisition de ces images. Il est donc nécessaire que le personnel de l’établissement utilisateur soit formé à l’anesthésie/analgésie, ainsi qu’au suivi de constantes physiologiques des animaux. Le cochon est un modèle particulièrement pertinent pour beaucoup de recherche, sa physiologie étant proche de celle de l’homme. Notre objectif est double : former le personnel à la prise en charge de cochons du point de vue de l’anesthésie, de l’analgésie, du suivi de constantes et du réveil, ainsi que de mettre en place un protocole d’acquisition d’images IRM sur le cochon.
Bénéfices attendus
Ce projet aura pour principal bénéfice d’établir un protocole d’acquisition IRM standardisé en participant à la formation des personnels de l’établissement utilisateurs aux procédures d’anesthésie, analgésie, au réveil, ainsi que suivi de constantes physiologiques des animaux. De ce point de vue, nous estimons pouvoir agir sur les items Réduction et Raffinement de la règle des 3R. La Réduction est permise par l’accès à un suivi temporel facilité de l’animal. L’examen étant non-invasif, un animal peut faire l’objet de deux acquisitions, en respectant une période de récupération inter-anesthésie, réduisant ainsi le nombre d’animaux nécessaire. Le Raffinement est favorisé par la nature non-invasive et atraumatique de cet examen d’imagerie et par une formation adaptée du personnel à la bonne conduite des procédures expérimentales, limitant ainsi autant que possible le stress des animaux que ce soit pour ce projet ou pour de futurs projets.
Procédures
Les animaux (n=12) seront soumis à un protocole d’anesthésie/analgésie dans le but de faire des acquisitions d’image IRM pour une durée de 6 h maximum. Ce protocole sera réalisé au maximum deux fois par animal avec espacement de 2 jours minimum (un jour de repos complet minimum entre les deux acquisitions).
Impact sur les animaux
Les effets indésirables potentiels pour les animaux sont principalement lié à l’anesthésie : faiblesse après le réveil, stress, déshydratation ou baisse d’appétit dans les heures qui suivent l’anesthésie. La procédure d’IRM étant non invasive, aucun effet indésirable liée à celle-ci n’est attendu.
Devenir
Les animaux (minipigs) seront gardés en vie et rendu au fournisseur sur avis du vétérinaire ou du responsable du projet. Les animaux (porcs fermiers) seront euthanasiés après la deuxième IRM. Ces animaux serviront pour des formations à l’autopsie et à l’entrainement au geste chirurgicaux sur animaux euthanasiés.
Remplacement
L’utilisation d’animaux vivant est indispensable à la formation à l’anesthésie, analgésie, suivi de constante et réveil, qui, par définition, se réalisent sur animal vivant. La mise en place du protocole d’acquisition d’image nécessite lui aussi l’utilisation d’animaux vivant.
Réduction
Ce projet se justifiant d’un point de vue scientifique et de formation, le nombre d’animaux a été limité au minimum assurant la formation du personnel compétent pour suivre le tutorat du vétérinaire désigné de l’établissement utilisateur. Nous estimons que l’utilisation de 12 animaux permettra aux personnels actuels et futurs d’être formés. L’acquisition d’IRM étant non-invasive, elle pourra être réalisée deux fois par animal avec un délai de récupération de 2 jours minimums. La réalisation de l’imagerie deux fois par animal permets de réduire le nombre total d’animaux nécessaires.
Raffinement
Tous les animaux sont hébergés par 2. Chaque cage bénéficiera d’un enrichissement adapté (corde naturelle, rondins de bois non traités, chaînes métalliques, jouets en plastique). Les animaux seront dirigés et gardés contre les grilles du box par des plaques de tirage pour porc pour l'anesthésie et l'analgésie. Une attention particulière sera apportée au maintien de leur température corporelle pendant l’anesthésie. Les animaux seront maintenus à la table d’examen par des blocs de mousse et des sangles pour éviter toute chute. Des points limites précoces seront appliqués pour éviter toute souffrance (absence de reprise d’alimentation ou d’abreuvement ; immobilité persistante ; comportement anormal ou signes de mal être persistants malgré les traitement décidé par le vétérinaire).
Choix des espèces
Le porc a été choisi pour ce projet en raison de son anatomie et de sa physiologie comparable à l’humain. Étant donné que ce projet a une vocation de formation du personnel sur la gestion de l’anesthésie/analgésie, il est pertinent de le réaliser sur une espèce souvent utilisée en recherche pour sa proximité biologique avec l’humain.
Mise en évidence d’un état diabétique chez le rat Wistar
- Enseignement supérieur
Pour un travail pratique destiné à des étudiants de master, 108 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une partie reçoit une injection de streptozotocine trois semaines avant la séance pour être rendue diabétique, d'autres sont des rats génétiquement diabétiques, et tous subissent le jour du travail pratique une injection de glucose, six prélèvements de sang par incision de la queue et deux à deux heures trente de manipulations, avant d'être tués. Le porteur affirme qu'aucune alternative non animale ne permet d'atteindre les "objectifs pédagogiques fixés" et que l'utilisation de rats est "indispensable" pour observer la régulation glycémique. Sur le choix de l'espèce, il s'en tient à une phrase sur les similitudes de physiologie entre le rat et l'humain.
Objectifs
Ce projet vise à caractériser un diabète expérimental chez le rat, en comparaison avec un animal sain, dans le cadre d’un TP pour des étudiants en Master 1. Il permet aux étudiants de comprendre les principes diagnostiques du diabète et d’analyser des données physiologiques in vivo. Les mesures ponctuelles (glycémie à jeun, tests dynamiques) donnent une valeur instantanée, tandis que les indicateurs intégratifs (hémoglobine glyquée) reflètent la glycémie sur plusieurs semaines. Leur combinaison offre une évaluation complète de la pathologie métabolique.
Bénéfices attendus
Ce projet pédagogique permet aux étudiants de mettre en pratique des compétences expérimentales en physiologie animale dans un cadre éthique et réglementé. Il favorise la compréhension des mécanismes physiopathologiques du diabète et l’interprétation de paramètres glycémiques et insulinémiques. La comparaison de deux modèles de diabète différents (STZ et GK) illustre l’hétérogénéité de la pathologie et développe l’esprit critique des étudiants. Enfin, il sensibilise les étudiants au bien-être animal, en mettant en œuvre une analgésie préventive, une anesthésie adaptée et une mise à mort contrôlée.
Procédures
Certains animaux subiront une injection intrapéritonéale de streptozotocine (STZ, 40 mg/kg) pour l’induction du diabète (réalisée 3 semaines avant le TP). Tous les animaux (témoins, rats rendus diabétiques par STZ et rats GK spontanément diabétiques) seront soumis à plusieurs interventions expérimentales : - Injection intrapéritonéale de glucose (1 g/kg) lors du test de tolérance au glucose ; - Prélèvements sanguins sous anesthésie : 6 échantillons de 100 µL par animal (plus une goutte pour glycémie à jeun) prélevés par incision caudale ; - Mise à mort contrôlée à la fin du TP. Toutes ces interventions sont réalisées sous analgésie et anesthésie, avec un suivi attentif de l’état physiologique des animaux. La durée totale des manipulations le jour du TP est d’environ 2 à 2,5 heures par animal, tandis que l’injection de STZ est ponctuelle et réalisée une seule fois, trois semaines avant le TP.
Impact sur les animaux
Les rats diabétiques, qu’ils soient issus du modèle chimique (STZ) ou du modèle spontané (GK), présentent une hyperglycémie chronique, qui peut entraîner des manifestations physiologiques telles que polyurie et légère perte de poids. Ces effets font partie de la pathologie étudiée et nécessitent une surveillance accrue et un entretien adapté des cages (changement deux fois par semaine pour maintenir l’hygiène). Chez les rats STZ, la procédure de suivi de la glycémie implique des prélèvements sanguins hebdomadaires et limités (10 µL) réalisés sur la queue, effectués de manière ponctuelle et rapide. Cette manipulation est considérée comme minimale et ne nécessite pas de prise en charge analgésique supplémentaire. L’ensemble des manipulations prévues durant le TP (analgésie, anesthésie, prélèvements sanguins, mis à mort contrôlée) est conçu pour limiter au maximum le stress et l’inconfort des animaux et garantir leur bien-être pendant toute la durée de l’expérience.
Devenir
A l'issue de la procédure 1, les rats sont maintenus en vie 3 semaines pour aller en procédure 2. A l'issue de la procédure 2, tous les animaux seront mis à mort.
Remplacement
Ce projet s’inscrit dans une approche expérimentale physiologique, et à ce stade, aucune alternative non animale ne permet d’atteindre les objectifs pédagogiques fixés. L’utilisation de rats est indispensable pour étudier l’impact du diabète sur la régulation glycémique et la réponse insulinique in vivo, ainsi que pour observer de manière intégrée les paramètres physiopathologiques associés à l’hyperglycémie. Les modèles diabétiques choisis, rats STZ pour le diabète induit par STZ et rats Goto-Kakizaki (GK) pour le diabète spontané, constituent des modèles bien établis et largement validés dans la littérature scientifique. Ils présentent des caractéristiques physiologiques et métaboliques proches de celles observées chez l’homme, ce qui permet aux étudiants de comprendre et d’analyser de manière réaliste les mécanismes du diabète.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans ce TP est limité au strict minimum nécessaire pour atteindre les objectifs pédagogiques. Chaque binôme de deux étudiants travaille sur deux rats, comprenant un rat sain et un rat diabétique. Pour le modèle diabétique, la moitié des binômes utilise un rat STZ et l’autre moitié un rat Goto-Kakizaki (GK). Le modèle STZ présente une variabilité individuelle dans l’intensité et l’installation de l’hyperglycémie, liée à la sensibilité variable des cellules β pancréatiques à la streptozotocine. Pour garantir que tous les binômes disposent d’un rat diabétique stable, un surplus de 10 % de rats STZ est prévu, soit 1 rat supplémentaire, portant le nombre total de rats STZ à 9 au lieu de 8. De plus, le nombre de rats STZ injectés pourra être légèrement augmenté si le nombre de rats GK disponibles pour la date du TP est insuffisant. En effet, en raison de l’état diabétique, le rat GK se reproduit moins efficacement que le rat Wistar sain, ce qui peut limiter la disponibilité des animaux diabétiques pour le TP. Cet ajustement permet de maintenir un nombre suffisant d’animaux diabétiques, tout en restant conforme à la règle de réduction. Le TP s’adresse à 32 étudiants, soit 16 binômes, nécessitant 32 rats au total. Les résultats obtenus par chaque binôme sont mutualisés et discutés au sein de la salle, optimisant l’exploitation des données et évitant l’utilisation d’animaux supplémentaires.
Raffinement
Tous les rats seront surveillés quotidiennement (aspect global, signes de stress ou de douleur). De même pour les paramètres environnementaux des pièces d'hébergement : la température, les horaires des cycles jours/nuits, les taux d'hydrométrie. Pour les rats Wistar le change de litière est fait une fois par semaine avec un enrichissement sous forme de cubes de papier pour qu'ils puissent faire un nid et un bout de bois à ronger. Le changement de l'eau des biberons est fait 2 fois par semaine. Pour les rats STZ et les rats GK diabétiques qui ont une augmentation du volume et de la fréquence des urines, le change des biberons sera fait 3 fois par semaine. Pour ces rats, le change des cages est fait 2 fois par semaine dans une litière ultra absorbante pour leur apporter un maximum de confort ; nous éviterons le nid qui une fois souillé par l'urine entraine des mauvaises odeurs et de l'humidité ; sera disposé dans la cage un bout de bois à ronger pour favoriser le bien-être et et l’expression de comportements naturels, propres aux rongeurs. Les prélèvements sanguins hebdomadaires réalisés sur la queue de l’animal, d’un volume de 10 µL, ne provoquent pas de douleur notable et ne nécessitent donc aucune prise en charge analgésique. Une fois par semaine nous évaluerons par grille de score adapté, l'apparence, le comportement, et l'hydratation des animaux. Seront mis à mort les rats ayant un score caractéristique de souffrances sévères (moins de 10% attendus).
Choix des espèces
Le choix du rat pour cette étude réside dans le fait que cette espèce présente de grandes similitudes dans sa physiologie et physiopathologie avec celles de l’humain.
Evaluation de la performance diagnostique de produits de contraste IRM sur un modèle de métastases cérébrales chez la souris – MODIFICATION
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Cancers
Les souris utilisées sont immunodéficientes, dépourvues de système immunitaire fonctionnel pour que les cellules tumorales humaines injectées dans leur cœur ne soient pas rejetées. 144 souris vont être utilisées, dont 80 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, toutes tuées à l'issue. Après l'injection intracardiaque, elles passent des séances d'IRM d'une heure à une heure quinze sous anesthésie, jusqu'à la douzième semaine, pour comparer deux produits de contraste chez un même animal à 24 heures d'intervalle. Le porteur décrit des tremblements, une incoordination, des paralysies partielles et, au-delà de quatre semaines, un envahissement métastatique massif du cerveau avec un "risque élevé de souffrance sévère et de décès spontané", tandis que les souris ne développant aucune lésion visible seront tuées à six semaines et leurs tissus utilisés comme témoins de bioanalyse.
Objectifs
L’imagerie IRM (imagerie par résonnance magnétique) avec administration d’un agent de contraste permet de mieux détecter de nombreuses pathologies cérébrales, notamment en cancérologie, en en rehaussant le signal de la lésion. Outre le dépistage de la maladie et la pose du diagnostic, l’IRM avec agent de contraste permet le suivi de l’évolution de la pathologie et le suivi de l’efficacité thérapeutique mise en place pour le patient. L’enjeu est particulièrement important dans la détection de métastases cérébrales où le pronostic du patient (par exemple : taux de survie à 5 ans) est étroitement corrélé au stade de développement tumoral. Un diagnostic le plus précoce possible de l’ensemble des lésions a un impact direct sur la bonne prise en charge du patient. Le nombre de tumeurs et/ou de métastases ainsi que les caractéristiques de ces lésions (infiltrantes, vascularisées…), leur localisation et l’identification de leurs marges tumorales sont d’autant d’éléments importants pour proposer le meilleur traitement au patient (chirurgie, radiothérapie ciblée, etc..). Dans cet objectif final, le projet vise à évaluer les performances diagnostiques d’un nouvel agent de contraste IRM dans la détection précoce de tumeurs et/ou de métastases cérébrales. Les agents de contraste faisant partie de la classe des médicaments injectables, il s’agira de trouver le meilleur compromis entre la nature et la dose de produit de contraste injectée et l’apport diagnostique pour le patient. Le présent projet sera conduit sur un modèle de souris reproduisant la maladie. Des produits au stade prototype ou déjà commercialisés et considérés à l’heure actuelle comme des références serviront de comparatifs. Cette étude préclinique nous permettra d’obtenir des éléments de réponse avec des paramètres quantitatifs (rehaussement de contraste, nombre et temporalité des lésions détectées) et d’estimer au plus juste la dose qui apportera le meilleur compromis entre performance de détection des lésions et réduction de l’agent de contraste administrée au patient.
Bénéfices attendus
A l’issue de ce projet, nous aurons une idée cliniquement pertinente de la performance diagnostique du produit testé et de la dose à administrer (comparativement à des produits de référence) pour une détection précoce des métastases cérébrales tout en proposant la dose efficace la plus faible possible (compromis entre dose de gadolinium administrée au patient et efficacité du rehaussement à détecter, caractériser et suivre l’efficacité du traitement mis en place). Nous aurons une idée précise, pour une dose donnée, si le nombre de métastases détectées est augmenté par rapport au produit de référence, si la taille minimale de détection et ou le délai d’apparition est réduit, permettant un diagnostic plus précoce, et évaluerons la facilité de délimitation tumorale. Ces résultats permettront d’éclairer les choix de la dose à tester en étude clinique dans l’objectif de mettre à disposition des radiologues un produit de contraste plus performant, en termes de détection et de précocité de détection, améliorant ainsi la prise en charge des patients et, potentiellement, leur taux de survie à 5 ans.
Procédures
Toutes les procédures seront réalisées sur des animaux anesthésiés et sédatés. Le projet se déroulera en trois phases : Phase A – Mise en place du modèle expérimental. Chaque animal recevra une intervention unique, d’une durée d’environ 10 à 15 minutes, visant à simuler un processus de dissémination tumorale. Cette étape sera réalisée une seule fois par animal, au début de l’étude. Phase B – Suivi par imagerie cérébrale. À partir de la semaine 2 et jusqu’à la semaine [MODIF] 12, les animaux seront suivis par imagerie cérébrale [MODIF] diagnostique jusqu'à apparition de lésions, puis une imagerie cross-over à 24h d'intervalle sera effectuée pour une comparaison entre 2 produits sur un même animal. Chaque séance durera environ 1h à 1h15 par animal, incluant la préparation, l’installation et l’acquisition des images. Ce suivi permettra d’observer l’évolution des lésions et de comparer différents protocoles d’imagerie. Une semaine supplémentaire de suivi pourra être ajoutée selon l’état de santé des animaux. Phase C – Fin de l’étude. L’euthanasie sera pratiquée : • à la fin du suivi par imagerie, • ou plus tôt en cas de problème ou selon les critères de fin d’étude.
Impact sur les animaux
L’administration de médicaments, tels que les analgésiques morphiniques ou l’anesthésie générale, chez l’animal vigile peut provoquer une douleur aiguë au moment de l’injection, ainsi qu’un stress lié à la contention. L’injection intra-cardiaque, utilisée pour l’induction du modèle, est une procédure invasive pouvant entraîner des nuisances importantes. Elle est susceptible de provoquer des douleurs transitoires, des arythmies, des lésions myocardiques, des réactions inflammatoires ou infectieuses, ainsi que des hémorragies internes. Au cours de la phase de développement des métastases cérébrales, les animaux peuvent présenter des troubles neurologiques modérés à sévères : tremblements, incoordination, paralysies partielles, apathie, diminution de la prise alimentaire, perte de poids et déshydratation. Ces signes traduisent une altération progressive de l’état général. L’imagerie par IRM, nécessitant des anesthésies répétées et prolongées, peut induire une hypothermie et une déshydratation. Ces effets sont d’intensité modérée mais peuvent s’accumuler au fil des séances, entraînant une réduction des prises alimentaires et hydriques. Enfin, au-delà de quatre semaines après l’injection tumorale, un envahissement métastatique massif du cerveau peut survenir, provoquant une dégradation rapide de l’état de l’animal, avec un risque élevé de souffrance sévère et de décès spontané.
Devenir
Les souris ayant développé des lésions métastatiques au niveau cérébral (ou dans d’autres territoires si cela arrivait) seront euthanasiées à l’issue du suivi par imagerie IRM, ou à l’atteinte des points limites. Eventuellement, le cerveau des animaux sera prélevé et une analyse histologique ou imagerie élémentaire/moléculaire de coupes cérébrales seront réalisées. Les souris n’ayant pas eu de pousse métastatique (visible en IRM) au bout de 6 semaines post-induction seront euthanasiées et des tissus prélevés pour être utilisés comme matrices biologiques témoins (vierges de certains produits) ou pour des mises au point de bioanalyses.
Remplacement
Si les paramètres physico-chimiques d’un agent de contraste peuvent être déterminés in vitro, l’ensemble des paramètres d’internalisation (entrée dans les cellules cérébrales) et d’extravasation (sortie des vaisseaux) / élimination dans une lésion tumorale sont directement dépendants des caractéristiques intrinsèques de la lésion étudiée et ne peuvent donc être évalués que sur des modèles in vivo. En effet, l’accès à celle-ci dépend directement de l’état d’ouverture de la barrière sang-cerveau et de sa localisation dans le territoire cérébral, ainsi que des caractéristiques propres à chaque lésion (perméabilité, taille, état de vascularisation, tortuosité des vaisseaux, grade, structure du tissu… etc…).
Réduction
L’étude, réalisée en cross-over (comparaison des performances diagnostiques de deux agents de contraste ou doses différents chez un même animal à 24h d’intervalle) permet de diminuer le nombre d’animaux de moitiéen permettant également d’augmenter la puissance statistique d’analyse comparative car : - Chaque lésion métastatique est son propre témoin entre deux comparaisons, permettant de comparer les deux produits sur des lésions avec exactement les même propriétés (taille, perméabilité, accessibilité, nécrose, type…) - Un animal peut présenter plusieurs métastases cérébrales augmentant ainsi le nombre de lésions métastatiques analysé sans augmenter le nombre d’animaux Enfin, selon notre retour d’expérience, le rendement d’animaux répondeur étant variable, l’étude sera réalisée par lot d’implantation de seulement n = 12 animaux à la fois, avec une phase de mise au point afin d’ajuster ce chiffre, de façon à s’approcher au plus juste de l’effectif attendu, c’est-à-dire n = 8 animaux avec lésion(s) métastatique(s) au niveau cérébral. Les animaux ne présentant pas de lésions métastatiques ni signes cliniques pourront servir de matrices biologiques en vue de mises au point d’imagerie moléculaire ou élémentaire.
Raffinement
L’implantation tumorale mise au point sous échographie évite toute ouverture de la peau au niveau du crâne, réduisant de façon importante la souffrance et favorisant la récupération de l’animal. Elle ne sera effectuée qu’une seule fois, avec un volume faible. Par rapport à l’étude antérieure, le protocole d’imagerie a été optimisé afin de réduire les temps d’acquisition des séquences IRM, permettant une anesthésie totale plus brève (de la pose de la voie intraveineuse au réveil, environ 1h contre 1h30 lors de la précédente étude), tout en conservant une bonne qualité de détection des lésions en imagerie réhaussée. D’autre part, une administration d’anti-douleur sera mise en place avant toute intervention invasive afin d’assurer une bonne analgésie. L’administration d’anti-douleur pourra être renouvelée si l’état des animaux le nécessite. Lors des anesthésies générales, les muqueuses oculaires des animaux seront protégées par du gel oculaire pour prévenir de la déshydration. Un appareil de mesure de la respiration nous permettra de suivre la profondeur de l’anesthésie qui sera adaptée en fonction de la réponse de chaque animal. Afin de lutter contre une hypothermie éventuelle, une plaque thermostatée ou un circuit d’eau chaude thermostatée passant sous l’animal seront utilisés lors des anesthésies. Lors des phases de réveil, les animaux seront placés sous lampe rouge (chauffante). Pour le suivi clinique des animaux, une grille de scoring avec différents paliers sera mise en place. Au besoin, nous consulterons un vétérinaire et des mesures seront prises : système particulier d’alimentation ou d’hydratation, analgésie supplémentaire, traitement médicamenteux, etc. Enfin, par retour d’expérience, l’étude menée en interne en 2014 a montré qu’un suivi journalier rigoureux à l’aide de la grille de scoring minimisait fortement les dommages inhérents au modèle et que l’imagerie IRM permettait de détecter les lésions cérébrales avant que celles-ci n’engendrent une souffrance animale sévère ou un décès spontané.
Choix des espèces
Le modèle murin reste le plus utilisé dans la recherche en neurologie et cancérologie et largement reconnu pour apporter robustesse et prédictivité. Les grosses métastases observées chez la souris sont très comparables (tailles, vascularisation, localisation spatiale) à de petites métastases humaines. Sa faible taille remplit tous les critères d’accessibilité pour les administrations d’agents de contraste, taille suffisante pour les implantations tumorales et analyses robustes des images acquises en imagerie IRM. L’attraction importante des cellules pour le cerveau permet qu’aucune lésion tumorale ne soit observée dans d’autres organes. Ce modèle repose sur des souris immunodéficientes, c’est-à-dire qu’elles de possèdent pas ou peu de système immunitaire fonctionnel. Cela évite le rejet des cellules humaines implantées, ce qui est indispensable pour que ces cellules puissent survivre, proliférer et former des métastases dans l’animal et qui serait impossible avec un modèle de souris ayant une immunité classique. Les animaux seront adultes (au minimum âgés de 6 semaines) au moment de l’induction du modèle. En effet, la population d’étude visée est l’adulte.
Programme de tutorat pour l’acquisition des gestes techniques courants en expérimentation animale sur rats et souris
- Formation professionnelle
Rats : 173
Chaque personne formée s'entraîne sur cinq animaux. 863 souris et 173 rats vont être utilisés dans ce programme de tutorat, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués sans réveil à l'issue. Les stagiaires apprennent sur eux les injections sous la peau, dans le ventre et dans une veine, les prises de sang à différents endroits du corps et des gestes chirurgicaux, chaque animal enchaînant plusieurs gestes selon le niveau de la personne en formation. Le porteur indique que ces animaux sont, quand c'est possible, des surnuméraires ou des témoins en fin de suivi, ce qui donne "une utilité à des animaux qui auraient été euthanasiés sans avoir servi", et présente cette formation comme "une étape indispensable pour améliorer les pratiques scientifiques".
Objectifs
Ce projet a pour but de former, de manière encadrée et progressive, les personnes amenées à manipuler des rats et des souris dans le cadre de la recherche scientifique. Il s’agit d’un programme de formation pratique qui permet aux nouveaux arrivants d’apprendre les gestes techniques nécessaires, comme les prises de sang ou les injections, dans des conditions sécurisées et respectueuses des animaux. Ce type de formation est obligatoire en France et en Europe avant de pouvoir intervenir sur des animaux à des fins scientifiques. Le projet vise à garantir que chaque personne soit bien préparée, accompagnée, et évaluée avant de travailler de façon autonome. Il contribue ainsi à améliorer la qualité des soins aux animaux et la fiabilité des expériences. Ce programme de formation participe également à une démarche éthique plus large, en veillant à limiter le nombre d’animaux utilisés et à réduire au maximum leur stress ou leur douleur.
Bénéfices attendus
Ce projet de formation permet aux personnes qui travaillent en recherche d’apprendre à manipuler correctement les animaux de laboratoire, en particulier les rats et les souris. Il est important que ces gestes soient bien maîtrisés, car une erreur technique peut faire souffrir l’animal ou fausser les résultats d’une étude scientifique. Pour apprendre, les participants doivent s’entraîner directement sur des animaux vivants, car certains gestes ne peuvent pas être reproduits correctement sur des modèles artificiels. Toutefois, tout est mis en œuvre pour limiter le nombre d’animaux utilisés et pour réduire au maximum leur stress ou leur douleur. Cette formation encadrée permet ainsi d’assurer une meilleure prise en charge des animaux dans les futurs projets de recherche, en garantissant que les personnes soient compétentes, formées et responsables. C’est une étape indispensable pour améliorer les pratiques scientifiques tout en respectant les animaux.
Procédures
Les animaux utilisés dans ce projet de formation seront principalement des rats et des souris. Ils seront soumis à différents gestes techniques que les participants doivent apprendre à maîtriser. Ces gestes incluent par exemple des injections (sous la peau, dans le ventre ou dans une veine), des prises de sang à différents endroits du corps, ou des gestes plus complexes comme ceux réalisés lors d'une chirurgie. Chaque animal suivra un parcours progressif avec plusieurs gestes différents, adaptés au niveau du stagiaire. Tous les gestes sont réalisés dans un cadre très encadré, avec des limites strictes sur le nombre d’interventions par animal. À la fin de leur participation, les animaux seront endormis profondément puis euthanasiés sans réveil. L’apprentissage est organisé de manière à limiter au maximum les manipulations inutiles et à garantir le respect du bien-être animal tout au long du programme. La durée de chaque geste est volontairement limitée et adaptée au niveau de formation, afin de réduire au maximum le temps de manipulation et l’impact sur l’animal.
Impact sur les animaux
Les gestes que les participants apprennent à réaliser sur les rats et les souris peuvent parfois provoquer un léger inconfort, voire une douleur temporaire. Cela dépend du type de geste (prise de sang, injection, etc.), de la fréquence à laquelle il est réalisé, et du niveau d’expérience de la personne en formation. Parmi les effets indésirables possibles, on peut citer : un stress passager lié à la manipulation de l’animal ou à la contention (tenir l’animal immobile pour le geste) ; de petites inflammations ou hématomes au point d’injection ou de prélèvement sanguin ; des réactions à l’anesthésie, comme une respiration ralentie ou un réveil plus long que prévu ; des complications rares comme une infection locale ou une fausse route lors de l’administration par la bouche ou le nez. Certaines chirurgies sont simulées, mais si une intervention réelle est nécessaire, elle est faite sous anesthésie profonde et l’animal n’est pas réveillé ensuite. Dans tous les cas, les gestes sont réalisés de manière encadrée, avec des mesures de prévention de la douleur et un suivi attentif de l’état de santé de chaque animal.
Devenir
Dans le cadre de ce projet de formation, tous les animaux seront euthanasiés à la fin de leur participation. Cela s’explique par le fait que certains gestes techniques réalisés sont potentiellement invasifs ou causent un stress ou un inconfort temporaire. De plus, le projet a une visée pédagogique, ce qui implique des manipulations répétées sur un même animal. Afin d’éviter toute douleur ou souffrance prolongée, et de respecter les règles de bien-être animal, chaque animal sera endormi profondément lorsque cela est nécessaire, puis euthanasié de manière conforme aux réglementations en vigueur, sans qu’il ne se réveille. Cette décision permet de garantir à la fois une formation de qualité et un traitement respectueux des animaux utilisés.
Remplacement
Dans ce projet de formation, l’utilisation d’animaux vivants n’a lieu qu’en dernier recours, lorsque cela est vraiment nécessaire pour apprendre correctement un geste. Avant cela, les participants passent par une phase de préparation théorique, avec des documents, des vidéos pédagogiques et des explications détaillées. Ensuite, lorsque c’est possible, ils s’entraînent sans utiliser d’animal vivant. Par exemple, ils peuvent manipuler des cadavres d’animaux déjà euthanasiés pour d’autres raisons, ou utiliser des morceaux de tissus animaux (comme de la peau de poulet) ou encore des modèles en plastique conçus pour simuler des gestes. Ces étapes permettent d’apprendre les bons réflexes et de s’habituer au matériel sans faire souffrir d’animaux. L’usage d’animaux vivants est donc limité à ce qui est strictement nécessaire pour valider les compétences dans des conditions proches de la réalité.
Réduction
Ce projet de formation a été conçu pour utiliser le moins d’animaux possible, tout en permettant aux participants d’apprendre correctement les gestes nécessaires à leur travail. Chaque personne formée apprend plusieurs gestes sur un seul animal, ce qui permet de mutualiser les apprentissages et d’éviter d’utiliser un animal différent pour chaque geste. En moyenne, une personne réalise une seule procédure de formation qui nécessite cinq animaux. Au total, pour l’ensemble du projet, cela représente environ 863 souris et 173 rats sur cinq ans, en comptant une marge de sécurité pour les imprévus. Quand cela est possible, les animaux utilisés ne sont pas élevés spécifiquement pour ce projet : ce sont par exemple des animaux surnuméraires, des animaux non utilisés dans d’autres expériences ou des animaux de contrôle en fin de suivi. Cela permet de réduire encore davantage le nombre d’animaux produits et de donner une utilité à des animaux qui auraient été euthanasiés sans avoir servi. Cette organisation permet donc de former les professionnels de manière efficace, tout en respectant les principes de réduction fixés par la réglementation européenne.
Raffinement
Dans ce projet de formation, tout est mis en œuvre pour limiter au maximum la douleur, le stress ou l’inconfort que pourraient ressentir les rats et les souris. Les participants commencent toujours leur apprentissage sans utiliser d’animaux vivants, en s’exerçant d’abord sur des modèles ou des animaux déjà décédés. Ce n’est qu’une fois ces étapes franchies qu’ils manipulent un animal vivant, sous la supervision d’un formateur expérimenté. Quand un geste est potentiellement douloureux, un médicament antidouleur (buprénorphine) peut être donné à l’animal avant l’intervention. Si un geste s’avère trop difficile à réaliser sans gêne pour l’animal, une anesthésie temporaire peut être utilisée pour éviter toute souffrance. Les chirurgies, lorsqu’elles sont nécessaires, sont toujours faites sous anesthésie profonde et l’animal n’est pas réveillé ensuite. L’état de chaque animal est suivi à l’aide d’une grille d’observation (cf. Annexe 4) qui permet de détecter rapidement tout signe de douleur ou de malaise. Si un animal atteint un seuil critique (appelé « point limite »), il est euthanasié sans souffrance. Des soins supplémentaires sont apportés, comme le maintien au chaud, la mise à disposition d’aliments faciles à manger après une anesthésie, et la surveillance régulière de leur état. Toutes ces mesures sont mises en place pour respecter les principes de protection animale définis par la réglementation européenne, et garantir une formation de qualité sans exposer inutilement les animaux à la douleur.
Choix des espèces
Les rats et les souris sont les deux espèces les plus utilisées dans la recherche scientifique. En France, elles représentent environ 70 % des animaux utilisés dans les laboratoires. Ce sont donc les espèces que les participants à cette formation seront amenés à manipuler dans leur travail. Les animaux utilisés sont tous adultes, en bonne santé, et sans maladie. Ce choix est important : les animaux adultes sont plus faciles à manipuler, leur taille permet de bien voir les gestes à effectuer, et cela correspond aux conditions réelles dans lesquelles les chercheurs travaillent. Aucun animal jeune ou âgé n’est utilisé pour la formation. Utiliser des rats et des souris adultes permet donc d’apprendre dans de bonnes conditions, tout en limitant les risques pour l’animal et en respectant les règles éthiques.
Formation aux gestes médicaux vétérinaires chez les oiseaux basée sur le modèle de la Poule_[MODIF]
- Formation professionnelle
Contenues et examinées deux fois par des vétérinaires en formation, puis placées sous anesthésie profonde, 78 poules subissent deux prises de sang, deux poses de cathéter dans la veine de l'aile, deux sondages du jabot, des écouvillonnages de l'œil, du palais et du cloaque, deux rinçages nasaux, la coupe de cinq rémiges sur chaque aile et quatre bandages. Une poule sert à deux participants, et les gestes ne visent aucune connaissance nouvelle : ils entretiennent les compétences de vétérinaires déjà diplômés sur des patients aviaires. Le porteur écrit que les procédures ne portent aucune conséquence à la santé future des animaux, et le champ structuré annonce 24 poules adoptées. La modification du projet remplace cette issue, les animaux étant désormais mis à mort à la fin de la séance pour servir ensuite à une formation de chirurgie des tissus mous.
Objectifs
L’objectif est la formation pratique de vétérinaires diplômés pour divers gestes médicaux cliniques vétérinaires chez les oiseaux en prenant la Poule comme modèle. Cette formation vise à renforcer les compétences techniques des vétérinaires dans la prise en charge des patients aviaires car ces compétences sont très peu abordées et pratiquées durant le cursus vétérinaire de formation initiale. Ceci vise donc à augmenter la qualité de soin pouvant être offerte pour les patients aviaires et augmenter le nombre de vétérinaires compétents pour la prise en charge de ces patients.
Bénéfices attendus
Acquisition par les participants des compétences nécessaires pour pratiquer les gestes cliniques de base en médecine aviaire dans leur pratique quotidienne de la médecine vétérinaire.
Procédures
Vigile, les animaux sont soumis à 2 contentions et 2 examens cliniques (1 par participant, 15 min pour chacun des 2 participants). [MODIF] [Sous anesthésie profonde], les animaux sont soumis à 2 prélèvements sanguins (1 par participant, 5 min pour chacun des 2 participants), 2 poses de cathéter IV aux veines ulnaires (1 par participant, 5 min pour chacun des 2 participants), 2 sondages du jabot à l’aide d’une sonde souple en caoutchouc (1 par participant, 2 min pour chacun des 2 participants), 2 écouvillonnages conjonctivaux, choanaux et cloacaux (1 de chaque par participant, 5 min pour chacun des 2 participants), 2 flush nasaux (1 par participant, 5 min pour chacun des 2 participants), 2 coupes de 5 rémiges primaires bilatéralement (un côté par participant, 7 min pour chacun des 2 participants), 2 bandages en huit + bandages de corps (un par participant, 10 min pour chacun des 2 participants), 2 bandages de pied (un par participant, 10 min pour chacun des 2 participants).
Impact sur les animaux
Aucun, si ce n'est le stress de la première contention et la douleur légère liée à la première injection pour l'induction de l'anesthésie.
Devenir
Les procédures prévues ne portent aucune conséquence à la santé future des animaux. A la fin de la sédation, les animaux peuvent donc être adoptés. [En raison de la modification de projet], les animaux sont mis à mort à la fin de la procédure pour inclusion ultérieure dans une formation de chirurgie des tissus mous chez la Poule].
Remplacement
Tous les gestes techniques pouvant être réalisés sur des cadavres (ex : cathétérisation intra-osseuse, intubation, taille de bec et de griffe) le seront lors d’une autre formation pratique sur cadavre. Ne sont conservés ici que les gestes techniques pour lesquels l’animal vivant est absolument nécessaire (impossibilité de ponction veineuse ou de cathétérisation intra-veineuse en l’absence de flux sanguin par exemple).
Réduction
Il est choisi d’utiliser une seule poule pour deux participants pour limiter le nombre d’animaux nécessaire. Ce chiffre semble le minimum pour que la qualité de l'apprentissage soit suffisante. Aucune analyse statistique n'est nécessaire.
Raffinement
La douleur, le stress et le risque de lésion sont réduits au maximum grâce à un encadrement de qualité, tourné vers l’accompagnement des participants et le respect des animaux, et au fait que les gestes techniques stressants ou nécessitant une contention manuelle ferme et/ou pouvant induire une légère douleur sont réalisés sous sédation (tranquillisation et analgésie). Les protocoles d’analgésie et d’anesthésie sont optimisés pour les gestes réalisés. L’accent est mis tout au long du projet sur le respect des animaux et la réalisation des gestes dans les meilleures conditions possibles. L’objectif est clairement énoncé aux participants que ces formations doivent leur servir à réaliser par la suite l’ensemble de ces gestes nécessaires dans les meilleures conditions possibles pour le respect de l’animal. Pendant la phase d’acclimatation d’un minimum de 5 jours, les poules sont hébergées en box collectif sur litière de copeaux, avec accès à des perchoirs en bois, des pondoirs. les paramètres d'ambiance sont contrôlés.
Choix des espèces
Il s’agit d’une espèce aviaire présenté etrès fréquemment en clinique pour des soins vétérinaires. S’agissant d’une espèce domestique son tempérament plus docile permet de réaliser les manipulations avec un stress limité. Elles ne présentent pas de danger physique pour les participants (pas de risque de morsures ou griffures). Leur grande taille facilite la réalisation des gestes techniques donc plus propice dans le cadre d’un apprentissage. Son tempérament docile et son incapacité à voler diminue les risques de fuite et de collision. Adulte correspondant à ce qui est le plus souvent rencontré en pratique vétérinaire.
Evaluation préclinique de produits de santé pour la chirurgie des tissus mous – MODIFICATION
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
Lapins : 800
Cochons : 800
Chèvres : 160
Moutons : 640
Valider des dispositifs médicaux pour un donneur d'ordre avant leur mise sur le marché : 800 lapins, 800 cochons, 640 moutons, 320 rats et 160 chèvres vont être utilisés, tous tués à l'issue, dont 410 sans reprise de conscience. Chaque animal subit une opération de une heure trente à deux heures trente pour implanter le produit à tester, des prélèvements sanguins et jusqu'à trois séances d'imagerie, avec des transports vers des établissements partenaires. Les effets annoncés vont du défaut d'hémostase aux difficultés respiratoires, en passant par les vomissements, les diarrhées et le sang dans les selles. Le porteur indique que l'usage d'animaux est exigé par la réglementation applicable aux dispositifs médicaux, et que le donneur d'ordre s'engage seulement à ne pas faire refaire un essai à l'identique.
Objectifs
Il s’agit d’un projet de recherche et développement qui vise à étudier la performance (efficacité) de produits de santé utilisés en chirurgie des tissus mous et/ou d’en évaluer la tolérance (sécurité). Il peut s'agir de produits de renforcement abdominaux (prothèse de renforcement), de produits permettant d'arréter les saignements (colle, poudre, compresses...). Ces produits destinés à être mis en contact avec le corps humain doivent être préalablement testés pour garantir la sécurité des patients et l’efficacité lors de l'utilisation clinique. La réglementation exige de prouver l'efficacité des produits de santé et de réduire au minimum le risque de réactions indésirables avant de proposer un produit sur le marché. En ce sens, différents types d’essais peuvent être menés : - Essais de performance : - Essais de screening d’efficacité : Les essais de screening d’efficacité vérifient si la performance d’un produit mérite d’être approfondie ou s’il est nécessaire de mener d’autres études avant de passer aux essais de confirmation de performance. Ces essais sont essentiels dans la stratégie de réduction du nombre total d’animaux utilisés. - Essais de confirmation de performance : Les essais de confirmation de performance sont effectués après validation des essais de screening d’efficacité. Comme leur nom l’indique, ils visent à confirmer les résultats obtenus lors des essais préalablement menés sur un produit. - Essais de tolérance locale : Les essais de tolérance locale évaluent la réaction d’un organisme en contact avec un produit étranger. Dans ce projet, ces essais peuvent être réalisés en complément des essais de performance, sur les mêmes animaux. Les critères d’évaluation à prendre en considération sont définis lors de la rédaction du protocole d’essai. Ce projet pourra se conduire dans plusieurs EU partenaires, afin d'obtenir des résultats d'imagerie spécifique non disponible dans notre EU.
Bénéfices attendus
Ce projet permet d'obtenir des données de performance et de tolérance de produits de santé utilisés en chirurgie des tissus mous. En mimant au plus près l'implantation du dispositif chez les patients, ces études permettront de mieux appréhender la réaction de l’organisme au produit à tester, et ainsi améliorer la sécurité et/ou les performances du produit, avant sa mise sur le marché.
Procédures
Pour l'ensemble des procédures, tous les animaux seront soumis à une intervention chirurgicale afin d'implanter le dispositif médical à tester (cette intervention chirurgicale peut durer entre 1h30 et 2h30). Cette intervention a toujours lieu sous anesthésie générale (chimique et gazeuse), et analgésie. L’antibiothérapie est ajoutée au cas par cas en fonction de l’invasivité de la chirurgie et des risques infectieux associés. Des prélèvements sanguins peuvent etre réalisés en cours d'étude (en général un prélèvement à la chirurgie et un prélèvement en fin d'étude, d'une durée de quelques minutes). Ceux-ci pourront se faire sous anesthésie ou non, selon le contexte de réalisation de cet acte (en cours de chirurgie, pendant le temps de l’étude ou juste avant l’euthanasie des animaux en fin d’étude). D'autres types d'interventions non douloureuses, de type IRM, scanner ou radiographies pour observer le dispositif en cours d'étude, peuvent être réalisées sous anesthésie légère (en général, en fonction de la durée de l'étude, 1 à 3 sessions d'imagerie peuvent etre envisagées en cours d'étude). L'IRM sera externalisé dans un EU partenaire, la durée de l'intervention est d'environ 1h30.
Impact sur les animaux
Les nuisances ou effets indésirables pouvant survenir chez les animaux sont, selon les procédures, les suivants : - mise à jeun - stress liés à la chirurgie - perte de poids ou d’appétit liée aux effets de l’anesthésie et/ou de la chirurgie, pendant quelques jours - hématome ou oedème au niveau du site opératoire, pendant quelques jours - défaut d'hémostase (hypotension, pâleur muqueuse, apathie) - défaut d'oxygénation, d'étanchéité de la cage throracique, difficultés respiratoires pendant quelques jours - reflux gastrique, vomissements pendant quelques jours - diarrhées, présence de sang dans les selles pendant quelques jours. Les douleurs post-opératoires peuvent apparaitre et seront prises en charge par des mesures de raffinement. Les animaux recevront une anesthésie fixe afin de réaliser l'imagerie, pouvant induire un stress. Du produit de contraste pourra être injecté grâce à un cathéter en intraveineux. Une légère perte de poids (non systématique) pourrait être observée dans les quelques jours suivant l'anesthésie.
Devenir
Pour répondre aux objectifs de chacune des procédures du projet, des observations post-mortem sont nécessaires. En effet, la sécurité des produits est évaluée en observant la réaction des tissus au contact du dispositif à tester, et ceci se fait par prélèvements des tissus et organes entourant le produit, afin de réaliser des analyses microscopiques (histologie notamment, qui est la meilleure méthode d'évaluation des effets locaux induit par un produit étranger à l'organisme, comme l'inflammation par exemple). De même la performance peut, elle aussi, être évaluée par des tests spécifiques sur les organes et le dispositif prélevé (exemple : tests mécaniques sur des prothèses abdominales pour évaluer la résistance du dispositif). En raison des objectifs des procédures de ce projet, il n'est pas possible de maintenir en vie les animaux utilisés.
Remplacement
A ce jour, il n'existe pas de méthode alternative permettant d’évaluer la performance et la tolérance locale des produits de chirurgie des tissus mous en raison des interactions complexes s'établissant entre le tissus ciblé et le dispositif lui-même. De plus, l’utilisation d’animaux est requise dans la réglementation que doivent suivre les tests précliniques sur les dispositifs médicaux, avant de pouvoir lancer les tests cliniques.
Réduction
Le donneur d'ordre demandant la réalisation de ces tests s'engage à ne pas faire renouveler à l'identique un essai déjà mené précédemment. Par ailleurs pour réduire le nombre d'animaux inclus en étude, il est possible d'utiliser un même groupe "contrôle" (produit dont l'effet est déjà connu), pour plusieurs groupes "test" recevant des produits à tester différents. Les études de screening permettent également de sélectionner un produit test qui présente le plus d'intérêt à être développé, réduisant de ce fait le nombre de tests sur des produits ayant un intérêt moindre. Les études dites "pilotes" sur quelques animaux seulement, peuvent aussi servir à orienter les choix de poursuite de développement d'un produit ou le choix du modèle expérimental le plus approprié (matériel ou abord chirurgical le plus adéquat…), avant d'entamer les études réglementaires à plus grande échelle et devant répondre aux normes en vigueur pour l'élaboration du dossier pour la mise sur le marché (nombre d'animaux minimum, durée de mise en contact minimum, etc).
Raffinement
Pour limiter le stress des animaux, une période d’acclimatation pendant laquelle ils ne subissent aucune manipulation non indispensable est réalisée à leur arrivée dans l’EU. Ensuite, et avant la chirurgie, une période d’habituation aux actes spécifiques est réalisée si nécessaire pour réduire l’aspect anxiogène de ces manipulations (exemples : habituation aux pesées, habituation alimentaire). Des enrichissements sont présents dans l’environnement des animaux (exemple : jouets), et ces mesures sont renforcées en phase post-opératoire (ajout d’enrichissements : pommes dans la litière des porcs, ou friandises dans les jouets, et augmentation de la litière des ovins). Les transports des animaux vers les EU partenaires seront organisés dans le respect du bien-être animal et de la réglementation en vigueur (durée du transport jusqu'à 1h30 en fonction des EU avec ajout de litière et transport en groupe). Un contrôle clinique de chaque animal est réalisé par du personnel qualifié (vétérinaire, technicien ou zootechnicien) au départ et à l'arrivée. Lors des séances d'imagerie externalisées, afin de limiter le stress des animaux, une période de repos adéquate sera instaurée entre la réception des animaux et l'anesthésie et entre le réveil des animaux et le transport retour vers notre EU. La douleur des animaux : la chirurgie est réalisée sous anesthésie et analgésie (à base de morphiniques). En phase post-opératoire, les suivis quotidiens sont renforcés et des soins post-opératoires spécifiques peuvent être mis en place (désinfection des sites chirurgicaux à une fréquence adaptée). Les signes cliniques servant de points limites ont été définis, pour la prise de décision des mesures à mettre en place pour limiter les souffrances. Selon l'espèce, les prises de sang peuvent être réalisées sous anesthésie générale (injectable et/ou volatile, lors d'une phase de chirurgie par exemple), ou sous sédation légère (voir paragraphe sur la liste des médications) avec au besoin une analgésie, afin de maitriser le stress et la douleur potentielle. Les conséquences de l’anesthésie/chirurgie : du gel oculaire est appliqué au niveau de la cornée lors des anesthésies des animaux pour prévenir l'assèchement oculaire. Une attention particulière est portée à la lutte contre l'hypothermie : température de la salle, isolation du sol, couvertures, lampes chauffantes si besoin. En cas de doute, une mesure de la température rectale est réalisée.
Choix des espèces
L’espèce animale choisie est définie dans les textes de référence. Les produits de petite taille/miniaturisés seront testés préférentiellement chez les rongeurs ou le lapin. Les produits de taille importante seront préférentiellement testés chez le porc ou les ovins/caprins. Lorsque plusieurs espèces répondent aux critères, le choix est arbitré par la durée de l’essai (le long terme: espèces à longue durée de vie). Le stade de développement est exprimé en âge ou en poids. Dans la plupart des cas, l’utilisation d’animaux adultes est recommandée. Le stade de développement est pertinemment sélectionné en fonction de l'utilisation clinique du produit ou de sa taille par exemple. En l’absence d’exigence particulière, l’utilisation d’animaux au stade adulte est privilégiée. Cas particulier des porcs domestiques : étant donné les conditions d’hébergement, le comportement social et la manipulation des animaux, l’utilisation de porcs domestiques en croissance (âgés d’au moins 8 semaines) est la plus appropriée dans ce projet.
Étude de la synérgie entre l’exercice physique et les traitements anticancéreux sur la croissance tumorale et son microenvironnement dans des modèles murins de cancer colorectal
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système immunitaire
Une partie des souris sert d'abord à faire répéter au personnel les gestes de contention, d'injection dans la veine de la queue et de gavage, deux fois par semaine pendant deux semaines. 266 souris femelles vont être utilisées au total, toutes tuées à l'issue, dont 242 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque souris reçoit une greffe de cellules tumorales sous la peau du flanc, des gavages quotidiens ou des injections hebdomadaires, et court chaque jour sur un tapis équipé d'une grille qui délivre une stimulation électrique dès qu'elle s'arrête. Le porteur reconnaît des ulcères et des nécroses possibles sur la peau au niveau de la tumeur, et présente l'exercice physique comme un adjuvant "sans effet indésirable" pour les patients.
Objectifs
Ce projet a pour objectif d’étudier l’effet de l’exercice physique réalisé avant l’administration de l’immunothérapie et de la chimiothérapie sur l'évolution de la taille de la tumeur dans un modèle de souris de cancer colorectal dans le but d’améliorer l’efficacité des traitements contre le cancer.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus de ce projet concernent directement la santé humaine. Il vise à mieux comprendre comment l’exercice physique peut améliorer l’efficacité des traitements contre le cancer. Les résultats obtenus pourraient permettre d’intégrer l’activité physique comme adjuvant thérapeutique dans la prise en charge de certains cancers, offrant une approche complémentaire, non médicamenteuse et sans effet indésirable pour la santé des patients.
Procédures
Les procédures expérimentales prévues comprennent l’injection sous la peau de cellules tumorales (réalisée sous anesthésie), la contention, l’administration de traitements par gavage oral tous les jours (administration orale à l’aide d’une petite sonde) ou par injections une fois par semaine (sous cutanée et intra-caudales soit une injection réalisée dans une veine superficielle de la queue) chez des animaux éveillés, ainsi que la mise en place d’un programme d’exercice physique sur tapis de course tous les jours précédent les traitements, comprenant une phase d’habituation au tapis et des séances répétées. Ces interventions d’exercice et de traitement par injection ou gavage dureront au total 3 semaines. Certaines souris seront également utilisées dans le cadre d’une courte formation destinée à l’apprentissage des gestes techniques (contention, injections, gavage) par le personnel expérimentateur, avant le début des procédures expérimentales. Les gestes seront réalisés deux fois par semaine pour une durée de deux semaines pour chaque animal.
Impact sur les animaux
Les animaux recevront une injection sous la peau de cellules tumorales, réalisée en quelques secondes au niveau du flanc droit, ce qui peut provoquer un stress lié à la contention et une douleur légère à l’injection. La tumeur peut parfois provoquer des lésions locales, telles que des plaies ou zones endommagées de la peau (ulcères et nécroses). Dans ce modèle de souris, aucune métastase (migration de cellules tumorales à distance) n’a été observée avant l’atteinte du volume tumoral maximal autorisé. Pendant les séances d’exercice, les souris courront sur un tapis de course équipé d’une grille de stimulation, qui délivre un léger stimulus uniquement lorsqu’un animal cesse de courir, afin de l’encourager à reprendre sa course. Pour limiter au maximum l’exposition à cette stimulation, un dispositif de protection constitué de petits bâtons sera installé juste en amont de la grille. Ce dispositif mobile limite le contact direct avec la grille tout en permettant aux animaux de poursuivre leur activité en toute sécurité. Certains animaux seront soumis à une période de formation où ils subiront des injections en sous-cutané et en intra-caudale (injection réalisée au niveau d’une veine superficielle sur la queue), des gavages oraux (administration orale à l’aide d’une petite sonde). La contention durant ces sessions peut induire le stress de l’animal et les injections et les gavages qui pourront être répétés deux fois par jour sur le même animal peuvent induire une légère irritation.
Devenir
Tous les animaux impliqués dans ces procédures seront mise à mort à la fin des expérimentations afin de pouvoir récolter les tumeurs pour des analyses biologiques.
Remplacement
Le but de ce projet est d’étudier comment la croissance de la tumeur, les traitements combinés et l’exercice physique interagissent, en particulier sur le système immunitaire, la circulation du sang dans la tumeur et le manque d’oxygène (hypoxie) dans la tumeur. Ces phénomènes doivent être étudiés dans tout l’organisme et ne peuvent pas être remplacés par des expériences en laboratoire sur des cellules ou par des simulations informatiques.
Réduction
Nous utiliserons le plus petit nombre de souris possible tout en garantissant des résultats fiables. L’objectif est de comparer la croissance des tumeurs entre les groupes ayant fait de l’exercice et ceux qui n’en ont pas fait. Le nombre d’animaux a été calculé pour être suffisant afin de détecter de vraies différences si elles existent, tout en évitant d’utiliser plus d’animaux que nécessaire.
Raffinement
Plusieurs mesures seront mises en place pour minimiser le stress, la douleur et l’inconfort des animaux. Une période d’acclimatation d’une semaine et une familiarisation au tapis de course avant le début des protocoles d’exercice et de traitement seront envisagés afin de réduire le stress au moment des séances expérimentales. Après l’inoculation de la tumeur, les souris seront surveillées quotidiennement afin de détecter rapidement tout signe de douleur ou de souffrance. En cas de douleur un traitement analgésique est prévu. Les anti-inflammatoires non stéroïdiens ne seront pas utilisés afin de ne pas modifier la réaction du système immunitaire et de ne pas biaiser les résultats. Durant l’exercice physique, un dispositif de bâtons sera installé sur la grille électrique du tapis de course pour limiter l’exposition des animaux aux stimulations électriques tout en les incitant à continuer l’exercice. Des points limites ont été définis concernant l'état de l'animal et de la tumeur, et seront appliqués afin d'éviter la souffrance. Les souris seront hébergées dans des cages à enrichissement classique durant la période d’acclimatation et de familiarisation. Après l’inoculation de la tumeur, l’enrichissement sera adapté avec de la cellulose qui remplacera les copeaux de litière pour éviter les irritations qui peuvent survenir sur la peau au niveau de la tumeur.
Choix des espèces
Ce projet utilisera des souris femelles, un modèle que nous connaissons bien dans notre laboratoire. Tous les outils nécessaires sont déjà optimisés pour cette espèce : le tapis de course pour l’exercice, le modèle de cancer, les traitements et leur administration, ainsi que les analyses immunologiques à la fin de l’étude. Cela permet de réduire le nombre d’animaux, de limiter les tests préliminaires et de garantir des résultats fiables. Les souris auront 5 semaines à leur arrivée à l’animalerie. Les 2 premières semaines seront consacrées à une période d’acclimatation et d’habituation avec le tapis de course. La greffe de tumeur et les expériences débuteront à l’âge de 7 semaines, âge auquel la prise de greffe est facilitée et le muscle est complètement développé.
Formation à l’implantation de dispositifs de stimulation cardiaque sans sonde sur le modèle porc
- Formation professionnelle
Endormis puis tués sans reprendre conscience, 40 porcs de 65 à 75 kilos vont être utilisés dans des procédures menées sous anesthésie générale. Un cathéter est introduit par la veine jugulaire pour déployer un stimulateur cardiaque sans sonde dans le ventricule droit, plusieurs sites d'implantation étant testés sur le même animal grâce à un système de récupération de la capsule. Le porteur écrit qu'il n'y a pas lieu de craindre de complications, le geste se terminant "toujours par l'euthanasie de l'animal". Ces séances ne produisent aucune connaissance, elles entraînent des médecins avant les premières implantations sur des patients, et le porteur juge cette formation impossible sur un autre support.
Objectifs
Le stimulateur sans sonde est un dispositif médical innovant dont l’implantation nécessite une formation dédiée. En plus de l’enseignement théorique, l’implantation sur animaux apparait comme un prérequis à l’implantation humaine. Ce projet est une formation appliquée pour le traitement des maladies chez l’homme.
Bénéfices attendus
Les médecins formés acquièrent une expertise pratique avant d’opérer des patients, réduisant les risques lors des premiers cas humains. En réduisant les erreurs lors des premières implantations cliniques, la formation sur modèle animal contribue directement à la diminution des complications graves liées à une mauvaise implantation.
Procédures
Implantation d’un stimulateur sans sonde sous anesthésie générale L’intervention est réalisée sous anesthésie générale. L’implantation d’un stimulateur sans sonde est réalisée selon les recommandations du constructeur, par utilisation de cathéter porteur dédié, mis en place par voie veineuse jugulaire. Le dispositif sera déployé dans le ventricule droit. Différents sites d’implantation seront testés grâce au système de récupération de la capsule.
Impact sur les animaux
L’injection initiale peut induire une gêne chez l’animal, même si temporaire. Pour le reste, les gestes suivants étant pratiqués sous anesthésie générale accompagnée d’une antalgie efficace, il n’y aura pas de nuisances perçues. Il s'agit d'un geste aigu sous anesthésie générale qui se termine toujours par l’euthanasie de l'animal. Il n'y a donc pas lieu de s'attendre à des complications qui aggraveraient la souffrance de l'animal.
Devenir
En fin de séance et de la procédure qui est sans réveil, l’animal sera euthanasié. La justification est de pour pouvoir réaliser des analyses macroscopiques du coeur et des cavités cardiaques.
Remplacement
Il n’est à ce jour pas possible de réaliser ces formations sur d’autre système, car il est primordial d’avoir une similitude de l’implantation chez le patient, en prenant en compte l’organisme et la physiologie dans son ensemble. De part ces caractéristiques anatomiques et son métabolisme proches de ceux de l’homme, l’espèce porc a été identifiée comme le meilleur modèle pour ce projet d’enseignement.
Réduction
Les sessions d'enseignement auront lieu régulièrement sur le site, avec une partie théorique. Une estimation du nombre d'animaux qui pourra être inclus au maximum est donc proposée en fonction du nombre de session de formation qui pourraient être réalisées. Une utilisation de 40 animaux maximum est donc estimée sur la durée de la demande (5 ans).
Raffinement
La prise en charge du bien-être des animaux se fera durant toute leur prise en charge. Au niveau de leur hébergement (suivi quotidien par le personnel compétent, locaux agréés, enrichissement adapté à l’espèce : groupes sociaux, jeux, nourriture et eau à volonté…), et lors de la réalisation de la procédure, le projet sera réalisé sous anesthésie générale avec une prise en charge optimale de l'animal lors de la session. Des points limites stricts et spécifiques au projet seront mis en place et seront appliqués
Choix des espèces
Parmi les modèles animaux ayant des caractéristiques anatomiques et fonctionnelles proche de l’homme (mouton, porc, chèvre, chien), le porc a été retenu car le modèle est bien décrit et caractérisé et constitue donc une référence dans la communauté scientifique et notamment médical. Le personnel impliqué dans ce projet possède une expertise établie de la gestion de ce modèle animal. Porc entre 5 et 6 mois soit 65 -75 kg afin de représenter au mieux l’anatomie (taille) et la physiologie humaine.
Formation aux techniques expérimentales chez le chien
- Formation professionnelle
Traités par voie orale, intramusculaire, sous-cutanée ou intraveineuse, prélevés jusqu'à vingt fois par semaine, 60 chiens sont utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Aucun n'est prévu pour être tué à l'issue, 50 étant réutilisés dans d'autres études et 10 proposés à l'adoption, réservée aux chiens n'ayant jamais reçu de composé évalué en essai réglementaire. Ces gestes ne produisent aucune connaissance, ils entraînent des techniciens, et le porteur reconnaît que la douleur vient aussi de ce que les personnes en formation ne maîtrisent pas encore le geste. Le même document décrit deux séances de socialisation hebdomadaires et des séances de caresses, pour des chiens repassés d'un projet à l'autre jusqu'à cinq ans d'âge.
Objectifs
Le but de ce projet est de permettre la formation du personnel technique (techniciens et animaliers) à une ou plusieurs techniques expérimentales chez le chien. On estime que l’on réalisera 4 sessions de formation par an, chacune ayant recours à l’utilisation d’un maximum de 3 animaux, afin de maintenir les compétences techniques d’une vingtaine de techniciens. Les animaux utilisés sont des animaux non utilisés/ré-utilisés provenant d’études précliniques, ou sont des animaux déjà inclus sur étude.
Bénéfices attendus
La formation du personnel est nécessaire et requise par la règlementation pour toute personne travaillant avec des animaux de laboratoire afin qu’elles disposent de compétences validées et régulièrement actualisées. En accord avec la Convention européenne sur la protection des animaux vertébrés utilisés à des fins expérimentales ou à d’autres fins scientifiques (STE no. 123), nous mettons en œuvre toutes les mesures nécessaires pour affiner nos pratiques, maintenir les compétences de notre personnel et garantir un niveau élevé de qualité et de bien‑être animal. Toutes ces techniques sont décrites dans des procédures spécifiques internes revues et validées par la Structure pour le Bien-Etre Animal.
Procédures
En fonction des tâches de formation à réaliser, les animaux peuvent être traités par différentes voies (principalement orale mais aussi par injection intramusculaire, voies sous- cutanée ou intraveineuse, etc.), soumis à des observations (suivi d’état clinique, examen ophtalmologique, suivi d’électrocardiographie…) et soumis à des techniques de prélèvements (prélèvement sanguin, prélèvement de larmes, etc..). Le composé administré sera dans la majeure partie des cas une solution saline. La durée de l’administration est généralement rapide (quelques secondes à quelques minutes) et peut atteindre 3 heures maximum, dans le cas de perfusions intraveineuses continues par exemple. Les prélèvements sanguins (sur animal vigile) sont réalisés à une fréquence et aux volumes conformes aux recommandations éthiques en vigueur. La manipulation des animaux durant les interventions est généralement inférieure à 1 heure par animal par jour (en considérant, par exemple, une journée avec 1 administration + 3 prélèvements sanguins soit environ 30 min). Jusqu’à une vingtaine d’interventions peuvent être réalisées par animal et par semaine (en considérant, par exemple, une administration quotidienne et un maximum de 20 prélèvements sanguins dans la semaine).
Impact sur les animaux
Les nuisances et effets indésirables attendus correspondent : - à l’inconfort, au stress et/ou à la douleur transitoires liés aux activités expérimentales (contention manuelle, contention dans un hamac, prélèvements, administration répétée, mise à jeun éventuelle) - à l’inconfort, au stress et/ou à la douleur transitoires liés au geste expérimental compte tenu du fait qu’il sera réalisé par des personnes en formation, ne maitrisant pas encore totalement le geste - à la sédation/anesthésie : effets cardiorespiratoires, hypothermie, stress provoqué par les manipulations liées à l’anesthésie, - à l’intervention post-opératoire comme la contention pour les soins post-opératoires et les injections répétées.
Devenir
Chaque fois que cela sera envisageable, les animaux pourront être réutilisés pour inclusion dans des études réglementaires, ou seront réutilisés dans le cadre de ce même projet avec réévaluation de leur statut tous les trimestres. Dans de très rares cas, lorsqu’il n’existe pas d’alternative, par exemple pour vérifier la bonne localisation anatomique d’une injection intramusculaire complexe (ex : muscle oraux-pharyngés), on pourra avoir recours à une euthanasie. Si au cours de leur vie les animaux n’ont jamais été traités avec un composé évalué dans le cadre d’un essai règlementaire, ils pourront également être proposés à l’adoption. Si l’état de santé d’un animal le nécessite, l’avis et/ou l’intervention d’un vétérinaire sera requis, mais si la souffrance d'un animal est jugée trop importante et si aucun soin ne peut lui être apporté, il sera euthanasié selon une procédure éthiquement acceptable.
Remplacement
Le projet relatif à la formation du personnel à des techniques d’expérimentation animale ne peut pas être remplacé intégralement par des méthodes alternatives dans la mesure où le personnel doit pouvoir s’entrainer en conditions réelles avant de pouvoir intervenir sur étude réglementaire au risque de ne pas maitriser son geste au niveau requis et causer potentiellement inconfort/stress une fois au contact de l’animal tout en compromettant la qualité des données d’étude. Afin de remplacer une partie des animaux utilisés à des fins de formations, on pourra avoir recours au visionnage de vidéos, consultation d’articles, échanges avec scientifiques, utilisation de mannequins ou test sur animaux post-mortem.
Réduction
Le nombre d'animaux utilisés sera le plus petit possible tout en ayant la certitude que le personnel a obtenu un degré d'expertise suffisant (déterminée par le formateur). On aura recours en priorité à la réutilisation d’animaux provenant de surnuméraires de projets annexes. De même, l’utilisation préalable de vidéos, consultation d’articles, échanges avec scientifiques ou utilisation de mannequins pourra permettre de réduire le nombre d’animaux utilisés pour atteindre le niveau de maitrise attendu. Les vidéos utilisées pourront provenir d’une bibliothèque de vidéos de formation déjà existante, ou pourront enregistrées au cours des formations pour utilisation lors de formations ultérieures du personnel. Il sera également possible de procéder à des sessions de formation sur les cadavres d’animaux euthanasiés dans le cadre d’autres projets.
Raffinement
L'état général des animaux est surveillé quotidiennement. Les paramètres suivants sont contrôlés régulièrement afin d’évaluer l’état de santé des animaux : poids corporel et consommation de nourriture, signes cliniques (liste non exhaustive). Toute anomalie est signalée au vétérinaire. Il lui incombe la décision d'apporter des soins (ex : remplacement des croquettes par de la pâtée plus appétente si consommation alimentaire faible) ou d’euthanasier les animaux au vu des signes observés. Toute procédure pouvant provoquer une douleur ou inconfort pourra faire l’objet d’une analgésie/anesthésie au cas par cas. Une attention est portée à l'enrichissement environnemental (ex : types de jeux, nourriture, renforcement positif, habituation suffisante aux procédures). L’aménagement des box comprend l’installation de rampes/plateformes et de portes de communication entre les box (par sexe, par groupe) pour augmenter les distances de déplacement permettant aux animaux d’exprimer les comportements physiologiques et activités qu’ils auraient dans leur habitat naturel (ex. courir, sauter). Des séances de caresses et/ou de sociabilisation sont également effectuées. L’hébergement est groupé, permettant les interactions sociales entre congénères (par sexe, par groupe de traitement). Les procédures, les conditions d’hébergement et matériel utilisé dans ce projet sont adaptés aux animaux utilisés dans ce projet (ex. sondes de gavage, cathéter). Une récompense est donnée pour les animaux à chaque occasion du change de leur litière. Également, un programme de socialisation est mis en place : il inclut deux séances de socialisation par semaine d’au moins 15 minutes par animal. Pendant la séance de socialisation, seront regroupés par sexe (20 animaux maximum par sexe) et en fonction de leur caractère et un technicien animalier est présent dans la salle pour jouer avec les animaux.
Choix des espèces
L'utilisation de l’espèce chien est justifiée par la nécessité d'utiliser ces animaux dans des études réglementaires. Il est donc essentiel d'utiliser ces animaux dans notre laboratoire dans le cadre de ce projet de formation et développement de nouvelles techniques, pour supporter les études pré-cliniques que nous conduisons. Il est nécessaire d'avoir des techniciens formés à toutes les techniques sur le même modèle animal que sur les études réglementaires. Les animaux peuvent arriver au laboratoire après sevrage dès l’âge de 4 mois. Le chien étant une espèce régulièrement ré-utilisée entre projets, ils pourront atteindre jusqu’à 5 ans d’âge.
Réalisation d’études de pharmacocinétique chez les espèces non-rongeurs (chiens, miniporcs et primates non-humains)
- Formation professionnelle
- Tests réglementaires
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Cochons : 75
Macaques à longue queue : 150
Déjà utilisés dans d'autres projets chaque fois que le produit testé le permet, 75 chiens, 75 miniporcs et 150 macaques à longue queue subissent des procédures d'un niveau de souffrance léger à modéré. Le protocole prévoit six à huit prélèvements sanguins le premier jour, puis quotidiens pendant trois jours et bihebdomadaires ensuite, sur des études qui durent de 3 à 28 jours. S'y ajoutent des ponctions de liquide céphalorachidien sous anesthésie, des biopsies de peau, de muscle, de moelle osseuse ou de ganglion, des isolements en cage à métabolisme jusqu'à seize heures, et parfois la pose chirurgicale de cathéters. 205 animaux sont réutilisés, 25 adoptés et 70 tués, le porteur classant les options par ordre de préférence : réutilisation, replacement en laboratoire, puis adoption chez des particuliers pour les chiens et les miniporcs, en sanctuaire pour les macaques.
Objectifs
Dans le processus de développement des médicaments, après avoir démontré l’efficacité des molécules candidates sur des modèles in vitro, il convient de préparer au mieux le passage aux études chez l’Homme. Pour ce faire, la molécule doit être caractérisée et son métabolisme défini. Si bon nombre de métabolites peuvent être identifiés dans des modèles cellulaires, leur quantification passe souvent par des modèles animaux plus représentatifs de la physiologie. Par ailleurs, la cinétique et l’élimination du produit parent et/ou de ses métabolites doivent être caractérisées pour anticiper au mieux les doses et formulations à administrer aux futurs volontaires sains ou patients. C’est l’objet des études de pharmacocinétique, conduites en première intention sur des espèces rongeurs, puis sur l’espèce non-rongeur la plus appropriée en fonction du métabolisme et de la cible du produit testé. Tous les candidats médicaments devant être testés chez l’Homme doivent passer par ces étapes de caractérisation pharmacocinétique. Ces résultats permettent donc de comparer l’intérêt et le potentiel des différents candidats médicaments d’un même projet et de choisir au mieux l’espèce la plus représentative du métabolisme humain pour l’utiliser dans le développement préclinique, puis de faciliter l’extrapolation des doses actives et toxiques avant passage en phases cliniques. Le choix de l’espèce reste conditionné par le mécanisme d’action de la substance étudiée et doit répondre aux directives réglementaires internationales.
Bénéfices attendus
Les profits de ce projet sont destinés à la santé humaine. Les analyses des concentrations de candidats médicaments contenus dans les échantillons prélevés chez l’animal sont utilisés pour quantifier les expositions en fonction des doses administrées et des voies choisies. Il est ainsi possible de savoir dans quelles conditions d’administration les concentrations efficaces attendues sont atteintes. Elles permettent également d’identifier les voies de métabolisme des produits et de quantifier la durée de présence, et donc d’activité des produits. Ces informations quantitatives sont utilisées par des modélisateurs pour calculer les doses à administrer chez l’Hhomme, en tenant compte des effets indésirables observés dans les études de toxicité menées en parallèle. Ces simulations répondent à des exigences réglementaires permettant d’assurer le meilleur déroulement des phases de développement clinique.
Procédures
Les prélèvements sanguins sont réalisés sur animaux vigiles, sur des durées d’études de 3 à 28 jours selon les produits testés. Le nombre de prélèvements sanguins est de l’ordre de 6 à 8 lors de la première journée de l’étude, puis s’espace avec un rythme de prélèvements quotidiens pendant les trois jours suivants, puis environ deux fois par semaine pour les durées d’études les plus longues. Chaque phase de prélèvement ne dure que quelques minutes sur des animaux vigiles. Les prélèvements de liquide céphalo-rachidien peuvent aussi être réalisés, sous anesthésie générale et à raison de 2 prélèvements maximum pour la première journée, puis un ou deux prélèvements plus espacés à partir du deuxième jour (pas plus d’un par jour). Les prélèvements urinaires sont effectués sur animaux vigiles, en isolant les animaux dans des cages à métabolisme pendant 4 à 16 heures. Ces prélèvements sont réalisés une fois dans les deux premiers jours de l’étude, avec un ou deux recueils pendant la période d’isolement. Les prélèvements de tissus sont réalisés sous anesthésie et les conditions sont définies par les bonnes pratiques d’anesthésie, d’analgésie et de chirurgie. Elles sont supervisées par un vétérinaire qui assure le choix d’anesthésie le plus approprié (locale ou générale). Ces interventions durent entre 30 et 60 minutes, induction de l’anesthésie comprise. Pour faciliter les prélèvements et les rendre moins stressants, il peut être décidé d’implanter des cathéters veineux ou céphalo-rachidiens au cours d’une opération chirurgicale environ deux semaines avant le début de l’étude, permettant de compléter les soins post-opératoires et la récupération de l’animal. La durée d’intervention sous anesthésie générale-analgésie est alors d’environ une à deux heures.
Impact sur les animaux
La phase d’administration des produits peut générer une phase d’inconfort léger et transitoire (les doses prévues dans ce projet ne sont pas censées induire des effets indésirables notoires). L’inconfort est limité par le respect des bonnes pratiques d’administration et le soin pris la sélection des doses et à leur bonne condition de formulation. Ces études étant souvent les premières où les produits sont administrés aux non-rongeurs et malgré le soin pris à sélectionner les formulations, il peut être observé dans de rares cas des réactions de type allergique. Elles sont alors atténuées par l’utilisation de traitements spécifiques sous contrôle et avis vétérinaires. La phase de prélèvements, notamment quand ils sont répétés, peut générer du stress et de l’inconfort. Le suivi des constantes physiologiques (température …) assure une maitrise de ces effets. Les pratiques de prélèvements de tous petits volumes sont privilégiées et les volumes totaux sont toujours ajustés au strict minimum nécessaire. Si des cathéters sont implantés pour faciliter l’accès aux vaisseaux lors de prélèvements répétés, la phase chirurgicale peut provoquer une phase inflammatoire ou douloureuse, gérée par le respect des bonnes pratiques de chirurgie et d’analgésie. Les animaux peuvent également être commandés déjà implantés. Parmi les prélèvements particuliers, les biopsies tissulaires nécessitent des phases d’anesthésie ou de chirurgie de suivi pour garantir des cicatrisations sans inconfort via un suivi vétérinaire soigneux. Les prélèvements urinaires peuvent nécessiter des phases d’isolement, et donc de stress pour des animaux hébergés en groupe. Le contact visuel et olfactif avec les congénères est assuré, et la durée de l’isolement est limité à 16 heures.
Devenir
La réutilisation est l’option préférentielle, et elle peut être envisagée à plusieurs reprises, notamment pour les petites molécules qui ne déclenchent pas de réaction d’auto-immunité. La réutilisation peut aussi être envisagée dans d’autres projets scientifiques de l’établissement utilisateur. Lorsque la réutilisation n’est plus possible (cumul de procédures ou conditions d’âge et/ou de poids incompatibles), les options sont toujours envisagées dans le même ordre : replacement dans d’autres laboratoires, puis campagne d’adoption (chez des particuliers pour les chiens et les miniporcs, dans un sanctuaire pour les primates non-humains).
Remplacement
Si bon nombre d’évaluations sont effectuées sur des modèles cellulaires ou même par simulation sur ordinateur et in silico, l’utilisation de modèles animaux incluant des processus physiologiques non reproduits sur des cellules sont nécessaires pour l’estimation de la dose et l’optimisation des formulations administrables à l’Homme ainsi que l’identification et la quantification de métabolites pouvant générer des effets indésirables. Les études de ce projet sont régulièrement précédées de tests cellulaires qui évaluent et comparent le métabolisme des produits sur des hépatocytes humains et animaux pour s’assurer du choix de l’espèce la plus appropriée. Ces études préalables permettent également d’écarter les candidats médicaments les moins prometteurs, en réduisant ainsi le nombre d’études animales nécessaires pour choisir le meilleur candidat.
Réduction
Chaque fois que cela est compatible avec la nature du produit testé, les animaux inclus dans ce projet ont déjà été utilisés dans un autre projet. Leur réutilisation ultérieure est également considérée à la fin de chaque étude. L’objectif est de décrire le profil d’exposition aux produits et les résultats sont exprimés sous la forme de concentration maximale et de durée d’exposition. Le nombre d’animaux repose donc sur le minimum nécessaire pour obtenir des résultats fiables, avec une base de trois animaux par groupe dans la plupart des cas. Par contre, lorsque plusieurs doses ou plusieurs voies d’administration doivent être testées, il est proposé chaque fois que possible d’utiliser les mêmes animaux pour les différentes administrations, limitant ainsi le nombre d’animaux par étude.
Raffinement
Pendant les études, les mesures suivantes font partie des procédures opératoires : -Enrichissement du milieu (musique, aire de jeux, jouets et récompenses), -Maintien de groupes sociaux, -Entraînement et/ou renforcement positif (déplacements des animaux collaboration aux gestes techniques …), -Habituation des animaux aux conditions expérimentales (bruit de la tondeuse, mise en hamac, salle de procédure, table d’examens…), -Observations post-administration pour détecter tout effet indésirable, -Administration sur un premier animal décalé pour un produit ou une dose testée pour la première fois. Pour les prélèvements de sang, les pratiques visant à utiliser les plus petits volumes possibles sont privilégiées. Les prélèvements sanguins et urinaires peuvent nécessiter des isolements temporaires hors du groupe afin de respecter les temps de prélèvements. Ces isolements sont limités au strict minimum et les animaux conservent un contact visuel et olfactif. Les prélèvements de liquide céphalo-rachidien ou les biopsies (peau, muscle, moelle osseuse, ganglion …) sont réalisés sous anesthésie avec une analgésie adaptée. Les prélèvements cutanés sont réalisés dans des conditions d’asepsie chirurgicale, mais peuvent néanmoins engendrer une douleur pendant la période de cicatrisation et en cas d’infection ou d’inflammation des plaies post-prélèvement. Tout signe de douleur entrainera l’utilisation d’une couverture analgésique. Les mêmes traitements sont prévus après les implantations de cathéters, et sont renforcés par les soins post-chirurgicaux d’antisepsie.
Choix des espèces
Les différentes espèces choisies sont liées aux modèles utilisés dans les projets de recherche. Ces espèces sont sélectionnées pour répondre aux exigences de la règlementation en vigueur (préparation des études de toxicologie), soit par les chercheurs afin de développer, de raffiner ou de calibrer différents tests ou procédures. Ce choix est également basé sur la présence de la cible pharmacologique dans l’espèce étudiée et sur les espèces les plus représentatives de l’Homme d’un point de vue métabolique (chien, miniporc et primate non-humain). Des animaux génétiquement altérés peuvent être utilisés afin de bénéficier de l’inactivation ou de la surexpression de gènes d’intérêt dans certains projets scientifiques Dans la très grande majorité des cas, les animaux utilisés sont de jeunes adultes, permettant de garantir un métabolisme mature et non encore affecté par le vieillissement. Ce sont les mêmes types d’animaux que ceux qui seront utilisés par la suite lors des études de sécurité réglementaire.