Procédures légères

Jusqu'à dix acquisitions d'imagerie par jour le premier jour, puis trois par jour pendant trois jours, puis une par jour jusqu'au dixième : 1 370 rongeurs, 685 souris et 685 rats, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère pour 450 d'entre eux, modéré pour 900 et léger pour 20. Les animaux subissent des abrasions ou scarifications de la voûte plantaire, de la lèvre ou de la cornée et des injections dans le nerf sciatique sous anesthésie pouvant durer une heure, avec douleurs, inflammation, gêne pour s'alimenter, difficultés locomotrices et troubles visuels annoncés. Le projet sert à établir le profil pharmacologique de vecteurs de thérapie génique, données destinées à un dossier européen de médicament expérimental puis à une éventuelle demande d'essai clinique. Dix animaux seront réutilisés et les témoins pourront être gardés en vie pour la formation continue du personnel ou servir de contrôles dans d'autres études, tous les autres étant tués pour prélèvement des ganglions.

Objectifs

Les aires thérapeutiques majeures (oncologie, neurologie, cardiologie, urologie…) demeurent sans solution thérapeutique satisfaisante. Elles constituent les principales causes de mortalité et de handicap dans le monde, et provoquent de véritables drames humains, sociaux et économiques. Mais au cours des deux dernières décennies, la thérapie génique est devenue un outil thérapeutique clé qui constitue un véritable espoir pour les patients. Actuellement, les vecteurs viraux sont devenus le principal système d'administration de gènes pour la médecine génétique. L’objectif est d’introduire des gènes dans des cellules pour soigner une maladie. Au départ, cette approche a été conçue pour suppléer un gène défectueux en cas de dysfonction. Mais au cours des deux dernières décennies, l’évolution rapide des connaissances et des technologies a permis de démultiplier les stratégies possibles et d’élargir leur utilisation à de très nombreuses indications. L’objectif de ces vecteurs est de traiter les maladies neurologiques grâce à la thérapie génique. En fonction de la voie d’administration, les vecteurs vont coloniser différents ganglions puis exprimer le transgène d’intérêt pour la maladie cible. Dans ce projet, différentes voies vont être testés afin de déterminer la voie la plus pertinente et la plus efficace dans la colonisation des neurones sensoriels cibles. Les études de pharmacodynamie et pharmacocinétique chez l’animal sont nécessaires pour caractériser le potentiel thérapeutique d’une molécule. Dans ce contexte les administrations topiques (cutanées et cornéennes) et intra-nerveuse avec suivi de la molécule par imagerie, permettront d’étudier l’absorption et la distribution de ces vecteurs. L’objectif sera d’aider à la détermination de la voie d’administration optimale et du régime posologique le plus adapté. Ce projet a pour objectif de caractériser l’absorption, la distribution et l’excrétion de vecteurs viraux chez le rongeur. Il se décompose en 2 phases : l’administration de composés en topique et intra-neurales et l’évaluation de la bio-distribution.

Bénéfices attendus

A court terme, le bénéfice premier de la mise en œuvre de ce projet sera l’établissement du profil pharmacologique d’un composé. A plus long terme, les données obtenues au travers ces études précliniques feront partie intégrante du dossier Européen IMPD (Investigational Medicinal Product Dossier), lequel permettra de motiver une demande d’essai clinique qui débouchera peut-être sur la mise sur le marché d’un nouveau médicament.

Procédures

Les abrasions/scarifications et la chirurgie du nerf sciatique seront faites sous anesthésie générale. L’anesthésie pourra durer jusqu’à 1h du fait du temps de pénétration/séchage des produits administrées (sur les zones scarifiées/abrasées) ou de la chirurgie du nerf sciatique. Des examens scanner ou d’imagerie optique pourront également être réalisés sous anesthésie générale. Un examen micro-scanner peut aller jusqu’à 20 minutes, celui de fluorescence est d’en moyenne 5 minutes, la fréquence des examens sera de : - maximum 10 acquisitions par jour le premier jour puis, - maximum 3 acquisitions par jour pendant les 3 jours suivants puis, - maximum 1 acquisition par jour jusqu’au 10ème jour puis, - maximum 2 acquisitions par semaine jusqu’à la fin de l’étude. Pour les examens de bioluminescence, la durée est d’en moyenne 5 minutes, les fréquences seront de : - maximum 2 acquisitions par jour les 3 premiers jours puis, - maximum 3 acquisitions par semaine jusqu’au 30e jour puis, - maximum 2 acquisitions par semaine jusqu’à la fin de l’étude. Des prélèvements sanguins pourront être réalisés sur animaux anesthésiés au maximum 1 fois par semaine jusqu’à la fin de l’étude. Un prélèvement s’effectue en moyenne en 1 à 2 minutes.

Impact sur les animaux

Le stress est inhérent à toute manipulation d’animaux. Les méthodes d’administration topiques par abrasion et scarification, et les administrations intra-neurales peuvent induire des douleurs et une inflammation. La scarification de la lèvre peut entrainer une douleur entrainant une gêne pour s’alimenter. Des difficultés locomotrices pourront être observées chez les animaux ayant eu une scarification/abrasion de la voute plantaire ou une injection intra-neurales. La scarification peut entrainer une douleur et des troubles visuels.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés à la fin du protocole. Tout organe pertinent pourra être prélevé après mise à mort de l’animal afin de réaliser une quantification des produits par imagerie ex-vivo (micro-scanner ou imagerie optique) ou par d’autres techniques in-vitro. Les ganglions de la racine dorsale ou les ganglions trijumeaux seront prélevés pour des analyses histologiques. Les animaux contrôles pourront être gardés en vie et utilisés pour de la formation continue du personnel ou, dans la mesure du possible et en fonction des projets, ils pourront être réutilisés pour des études comme animaux contrôle.

Remplacement

La pharmacologie étudie les interactions entre un xénobiotique et une ou plusieurs cibles endogènes. Ces interactions recouvrent les effets du xénobiotique, ou ses produits de dégradation, sur la ou les cibles, mais aussi l’action de la ou les cibles sur l’agent toxique. Une bonne compréhension des mécanismes est donc indissociable d’une bonne connaissance des mécanismes physiologiques, développementaux, cellulaires et moléculaires. Actuellement, l’ensemble des cibles potentielles et les mécanismes conduisant à un effet pharmacologique ne sont pas complètement élucidés et ne peuvent donc pas être modélisés. Il n’existe donc pas de modèle de remplacement. C’est pour cela qu’il est impératif d’évaluer les effets potentiels d’un composé thérapeutique sur des modèles animaux avant tout essais chez l’homme.

Réduction

Afin de réduire le nombre d’animaux dans les études de pharmacologie nous nous assurerons de la validité et de la prédictivité des données acquises avant de démarrer toute expérimentation, pour ne pas évaluer des composés non pertinents • en cas de doute, des études pilotes pourront être réalisées. Elles auront pour objectif d’évaluer graduellement les composés et de rechercher les doses les plus prometteuses sur un nombre limité d’animaux L’avantage de l’imagerie médicale est de suivre les mêmes animaux au cours du temps et donc de diminuer le nombre d’animaux utiles au projet. Afin d’obtenir des résultats statistiquement exploitables permettant d’étudier la biodistribution du produit testé, des groupes d’au moins 5 animaux seront constitués. Si nécessaire, des études pilotes pourront être réalisées sur un nombre limité d’animaux (3 par groupe minimum) afin de confirmer la visualisation d’un produit marqué in-vivo par exemple.

Raffinement

Le raffinement de nos procédures inclue : • la gestion du stress et de l’angoisse: une période d’acclimatation de minimum 5 ou 7 jours (si les animaux sont transportés par avion) sera respectée. Ils seront également hébergés collectivement durant toute la durée de l'étude pour augmenter les interactions sociales, dans un environnement enrichi • la prise en charge précoce de la douleur : Les animaux seront observés quotidiennement afin de détecter tout signe clinique anormal et ainsi prendre le plus rapidement possible les mesures nécessaires : mesure de soutien (désinfection de plaies, réchauffement, injection d’analgésie, etc…) ou la mise à mort des animaux ayant un état clinique jugé moribond. • des évaluations cliniques quotidiennes (état général des animaux, détection d’état moribond) et régulières (pesée et scoring des signes cliniques au moins 1 fois par semaine, fréquence augmentée en fonction de l’état clinique des animaux et de la sévérité des actes réalisés), • des soins vétérinaires adaptés aux voies d’administrations des vecteus viraux et en fonction de l’état clinique des animaux, • l’intégration de points limites stricts : une grille précise d’évaluation des signes cliniques généraux et spécifiques à la voie d’administration sera utilisée afin d’anticiper la mise à mort si nécessaire.

Choix des espèces

Le rat et la souris sont 2 espèces retenues pour les études de pharmacocinétique et pharmacodynamique du fait de leur prédictivité. Étant fond génétique international, ces souches permettent de travailler sur des lots homogènes (âge et sexe fixés). Les animaux seront utilisés au stade jeune adulte (6 à 8 semaines) afin de s’affranchir de la période de forte croissance de l’animal. Cet âge est également en accord avec les lignes directrices pour garantir une homogénéité entre les phases précliniques.

Séparés de leur mère une heure pour la mesure cardio-respiratoire, biopsiés de la queue vers quatre jours de vie, gavés ou injectés, les souriceaux de ce projet subissent des procédures dont 2 544 sont classées sévères. 6 504 souris vont être utilisées au total, 132 en souffrance légère et 3 828 en souffrance modérée, toutes tuées en fin de procédure pour des prélèvements post-mortem. Les animaux portent une mutation reproduisant le syndrome d'Ondine, maladie rare qui interrompt la respiration pendant le sommeil, et servent d'appui aux tests de molécules agissant sur le repliement des protéines. Le porteur qualifie ses méthodes de mesure de non invasives, tout en indiquant qu'une mortalité est observable dans les études de toxicité et une détresse respiratoire caractéristique de ces modèles murins.

Objectifs

Le syndrome d'Ondine est une maladie génétique rare diagnostiquée à la naissance : le nouveau-né diminue sa respiration jusqu’à l'arrêter pendant le sommeil. Une caractéristique majeure est l'absence d’un réflexe respiratoire qu'est l’augmentation de la respiration lorsque l’on inhale du CO2. La maladie est provoquée par une mutation d’un gène important dans le contrôle des grandes fonctions vitales comme la respiration. Actuellement, il n'existe aucun traitement pharmacologique et le recours à une ventilation mécanique à vie pendant le sommeil est nécessaire. Ce gène est à l'orgine d'une protéine qui elle-ême est une cible d’une protéine spécifique impliquée dans le contrôle qualité des protéines. Des études sur des cellules humaines montrent que la mutation provoque un mauvais repliement de la protéine pouvant former des agrégats protéiques et/ou une interaction avec la protéine non mutée et perturber ainsi son activité. Partant de l’hypothèse d’une action toxique de la protéine mutée, nous testerons chez l'animal sur les modèles murins les molécules agissant sur la réparation et/ou la dégradation des protéines malformées. Les modèles murins à disposition reproduisent à la naissance les caractéristiques du syndrome d’Ondine. Les résultats contribueraient à affiner les pistes thérapeutiques permettant d’offrir une alternative aux contraintes de la ventilation mécanique.

Bénéfices attendus

L’utilisation d’un traitement pharmacologique réduirait le recours à la ventilation mécanique, l’unique prise en charge actuelle pour cette pathologie, et ainsi réduirait les risques dus à un arrêt accidentel pendant le sommeil ou à une ventilation inadaptée. Par exemple, dans le cas d'apnées obstructives, l’utilisation d’un traitement pharmacologique spécifique permettrait dans de nombreux cas d’éviter une trachéotomie (technique chirurgicale qui consiste à effectuer une ouverture au niveau de la trachée et à placer une canule pour permettre l'entrée d'air dans les poumons sans pasage par le nez ou par la bouche) et de réduire les risques d'infections. La technique est utilisée chez les jeunes enfants pour lesquels la ventilation non invasive est impossible. Les retombées de ce projet sont ainsi directement utiles en termes de prévention et d’implications thérapeutiques chez le patient. Enfin, pour des médicaments à visée pédiatrique, l’agence européenne du médicament recommande des tests sur des rongeurs juvéniles pour garantir l’innocuité et l’efficacité du produit sur la population cible.

Procédures

1/ Séparation maternelle d'une heure pour la mesure cadio-respiratoire 2/ La biopsie de queue d'une durée de 3 secondes pour l'identification du statut génétique est réalisée vers quatre jours de vie (souriceau sans poils) engendre une douleur légère de courte durée. 3/ Gavage (moins de 2 minutes) et/ou injection (moins d'une minute) de produit en administration unique pouvant générer une gêne et/ou une douleur brève sur le point d'injection. Les sourieaux retrouvent une vitalité (coloration rose et mobilité) dans les 1-2 minutes de l'intervention (biopsie de queue, administration de produit), signe de récupération.

Impact sur les animaux

1/ Séparation maternelle (une heure) pour la mesure cardio-respiratoire susceptible de générer du stress 2/ une mortalité est observable dans les études de toxicité 3/ La biopsie de queue (3 secondes) pour l'identification du statut génétique est réalisée vers quatre jours de vie (souriceau sans poils) engendrant une douleur légère de courte durée.4/détresse respiratoire caractéristique des modèles murins 6/ Le gavage et/ou l'injection de produit peuvent engendrer une possible gêne et une brève douleur sur le site d'injection de l'ordre de 1-2 minutes à la réaction du souriceau.

Devenir

Tous les animaux sont euthanasiés en fin de procédure. Les observations moléculaires ou histologiques se feront sur des prélèvements postmortem en fin de protocole.

Remplacement

Les avancées obtenues par les recherches sur les cultures cellulaires permettent d'éclaircir les mécanimes et les conséquences de la mutation à l'échelle moléculaire, cellulaire. Toutefois, une validation sur des animaux en développment est nécessaire pour comprendre la maladie et les conséquences fonctionnelles sur un organisme entier. De plus, une étude préclinique sur des animaux en développement est un préalable recommandé par l’Agence européenne du médicament pour les stratégies thérapeutiques pharmacologiques notamment pédiatrique, l’utilisation de l’animal ne peut être évitée. Dans le cas du syndrome d’Ondine, il n’y a actuellement pas de prise en charge pharmacologique.

Réduction

Nous utilisons l'effectif qui permet d'avoir une puissance statistique suffisante pour tester nos hypothèses. Compte tenu de la grande variabilité inter-individuelle et de la mortalité à la naissance, nous avons déterminé un lot expérimental de 30 animaux par groupe pour mettre en évidence une différence biologiquement significative. Les études publiées sur les variables respiratoires valident l’effectif de 30 animaux par groupe pour obtenir une puissance statistique satisfaisante. Cet effectif peut être réduit si au cours des analyses intermédiaires, un effectif plus faible permet de tester les hypothèses. Par ailleurs, nos méthodes de mesures étant non invasives, nous pouvons suivre les animaux dans le temps (étude longitudinale) ce qui réduit l’utilisation d’animaux.

Raffinement

Pendant les mesures, la surveillance est constante. Entre les mesures, la surveillance est biquotidienne pour le suivi de la croissance pondérale. De plus, l’équipe de l’animalerie effectue une surveillance réglementaire quotidienne des espaces d'hébergement et de toutes les cages. Des points limites adaptés à l’âge des souriceaux sont décrits et comportent le score d’adaptation à la vie extra-utérine pour le souriceau et le comportement de la mère envers sa portée. Pour les mesures, nous utilisons des techniques non invasives et contrôlées (sans contrainte physique, sans anesthésie, durée minimale de mesure, température constante dans les chambres de mesure) pour minimiser une possible angoisse des animaux. La durée maximale de séparation maternelle le temps d’une mesure est d’une heure. Les cages avec les portées sont enrichies en cellulose douce pour le nid.

Choix des espèces

La souris constitue un modèle pour l'étude du développement du cerveau humain. Plus largement, la souris transgénique contribue à la compréhension d'une maladie génétique. Dans le cas du syndrome d'Ondine, les modèles animaux existants sont murins. C’est une maladie qui se manifeste dès la naissance. Nous avons des outils adaptés pouvant prendre en charge les modèles murins dès la naissance permettant ainsi de tester et d’évaluer des stratégies thérapeutiques. De plus, le recours aux modèles animaux en développement constitue une des recommandations de l'Agence Européenne du médicament pour évaluer les médicaments à visée pédiatrique. Souriceaux étudiés de la naissance à 4 jours de vie.

5 975 souris vont être utilisées, toutes tuées pour prélèvement d'organes, chacune pouvant recevoir jusqu'à quatre administrations par semaine pendant huit semaines, trois prises de sang et dix séances d'imagerie sous anesthésie. 2 180 d'entre elles subissent des procédures classées sévères, 3 270 modérées, 525 légères. Elles sont irradiées ou traitées chimiquement, puis greffées de cellules immunitaires humaines qui attaquent leurs propres tissus et provoquent une inflammation de la peau, du foie et du système digestif, une perte de poids et une baisse d'activité environ trois semaines après la transplantation. Le porteur annonce des traitements plus efficaces des maladies auto-immunes et une aide à l'obtention d'autorisations de mise sur le marché, et affirme que les cultures cellulaires ne peuvent pas reproduire la complexité d'un "organisme entier".

Objectifs

Les maladies auto-immunes touchent environ 5 à 8 % de la population mondiale et sont de plus en plus fréquentes. Des exemples de ces maladies incluent le diabète de type 1, la sclérose en plaques, le lupus et la polyarthrite rhumatoïde. Elles sont complexes et les traitements actuels ne fonctionnent pas toujours de la même manière pour tout le monde. Ce projet vise à développer de nouvelles approches pour traiter ces maladies en utilisant des modèles de souris avec des cellules humaines. Les modèles de transfert de cellules immunitaires sont très importants en recherche médicale, surtout pour étudier les maladies auto-immunes. Ils permettent de transférer des cellules immunitaires d'un donneur à une souris, ce qui aide à comprendre comment ces cellules interagissent et réagissent dans un environnement contrôlé. Les modèles de maladie du greffon contre l'hôte sont particulièrement utiles. Ils imitent les situations où les cellules immunitaires du donneur attaquent les tissus de la souris, reproduisant ainsi les mécanismes des maladies auto-immunes. Cela permet de comprendre en détail les processus inflammatoires et auto-immuns, et d'identifier les éléments clés impliqués. En utilisant ces modèles, nous pouvons tester de nouvelles thérapies pour voir si elles sont efficaces et sûres avant de les utiliser chez les humains. De plus, ils nous aident à explorer des stratégies pour rendre le système immunitaire plus tolérant, ce qui est crucial pour traiter les maladies auto-immunes. Ce projet nous aidera à mieux comprendre les mécanismes des maladies auto-immunes et à développer des traitements plus efficaces et personnalisés, offrant ainsi de nouvelles perspectives pour les patients.

Bénéfices attendus

Utiliser des modèles de souris avec des cellules immunitaires humaines est très utile pour la recherche sur les maladies auto-immunes et inflammatoires. Ces modèles recréent un environnement similaire à celui du corps humain, ce qui est essentiel pour étudier comment les cellules interagissent et comment les maladies se développent. Cela aide à créer de nouvelles stratégies de traitement. Ces modèles sont prometteurs pour mieux comprendre le système immunitaire, découvrir des traitements innovants plus rapidement et s'assurer que les thérapies sont sûres et efficaces pour les patients. Les études utilisant des techniques d'imagerie permettent d'observer les traitements en temps réel sans intervention invasive. Les données obtenues grâce à ces modèles augmentent les connaissances scientifiques sur les processus immunitaires et inflammatoires dans diverses maladies humaines. Ces résultats seront publiés et partagés avec la communauté scientifique, contribuant ainsi à l'avancement de la recherche. De plus, ces données soutiennent l'entrée des nouveaux traitements en phase d'essais cliniques et aident à obtenir les autorisations nécessaires pour leur mise sur le marché. L'imagerie pourrait également être utilisée pour le diagnostic ou le suivi des maladies.

Procédures

Administrations réalisées sur animal vigile, environ 10 secondes, réalisée au maximum 4 fois par semaine sur 4-8 semaines Prises de sang sur animal vigile, environ 15 secondes, répétées 3 fois sur 8 semaines maximum. Analyse par imagerie sur animal anesthésié : Durée : Environ 5-15 minutes par session d’imagerie sur 10 temps, au maximum.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus sont : Réaction de greffe contre l'hôte : Ce phénomène se produit lorsque les cellules immunitaires humaines attaquent les tissus de la souris, causant une inflammation et des dommages principalement à la peau, au foie et au système digestif. Cela entraîne une perte de poids et une baisse de l'activité générale environ 3 semaines après la transplantation. Perte de poids temporaire : Cela est dû à la préparation des souris par irradiation ou traitement chimique avant la greffe des cellules humaines.

Devenir

Les animaux sont euthanasiés pour les prélèvements d’organes nécessaires à l’atteinte des objectifs de l’étude.

Remplacement

Utiliser des modèles de souris avec des cellules immunitaires humaines ou de souris est essentiel pour développer et tester de nouveaux traitements pour les maladies inflammatoires et auto-immunes. Ces modèles recréent un environnement immunitaire dans les souris, ce qui permet d'étudier les interactions cellulaires et les mécanismes des maladies auto-immunes de manière unique. Les souris immunodéficientes utilisées pour ces transferts surmontent les limites des modèles traditionnels, offrant un système plus pertinent pour la recherche. Bien que des méthodes alternatives en laboratoire (in vitro) et par simulation informatique (in silico) soient explorées, elles ont des limites importantes. Les tests en laboratoire, comme les cultures cellulaires, permettent d'étudier les réponses cellulaires dans un environnement contrôlé, mais ne peuvent pas reproduire la complexité d'un organisme entier. Par exemple, les cultures de cellules immunitaires, comme les globules blancs, peuvent fournir des informations sur les réponses immunitaires spécifiques, mais ne peuvent pas simuler les interactions dynamiques dans le corps. Les modèles informatiques, qui utilisent des simulations pour prédire les réponses biologiques, sont également limités par la complexité des systèmes biologiques et la qualité des données disponibles. Bien qu'ils soient utiles pour générer des hypothèses et réduire le nombre d'expériences animales nécessaires, ils ne peuvent pas remplacer les études sur des organismes vivants en raison de leur incapacité à capturer toutes les variables biologiques et environnementales. La complexité des interactions immunitaires dans les maladies inflammatoires et auto-immunes nécessite encore l'utilisation de modèles animaux pour obtenir des données pertinentes et applicables à l'humain. Les modèles de souris permettent de recréer un environnement immunitaire humain, indispensable pour évaluer l'efficacité et la sécurité des nouveaux traitements.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés est basé sur des publications scientifiques et optimisé par un biostatisticien en fonction des objectifs de l’étude. Des méthodes statistiques sont appliquées pour minimiser le nombre d’animaux tout en obtenant des résultats fiables et en réduisant les biais expérimentaux. Seules les molécules ayant montré en amont une activité anti-inflammatoire in vitro sont testées sur les animaux (in vivo). L’utilisation de techniques précises comme la cytométrie en flux, l’analyse de biomarqueurs, l’histologie et l’imagerie permettra d’obtenir des données détaillées à partir de petits échantillons. De plus, on pourra avoir un suivi non invasif et multiparamétrique des animaux pour mesurer la distribution des composés et l’évolution de la réponse inflammatoire, réduisant ainsi le nombre d’animaux nécessaires. Les modèles décrits dans ce projet sont choisis pour leur pertinence clinique, réduisant ainsi le besoin de tests supplémentaires sur d’autres animaux.

Raffinement

Les souris sont hébergées par groupe de 5 souris maximum par cage. Nous utiliserons également une litière adaptée (douceet un enrichissement qui favorise l’expression des comportements normaux de la souris ( abri, enfouissement, nidification…). Les souris immunodéficientes sont hebergées en conditions stériles dans des rack ventilés afin d’éviter tout risque d’infection. Les techniques de manipulation douce, telles que l’utilisation de tunnels et la préhension dans le creux des mains, sont mises en œuvre pour réduire le stress et l’angoisse des animaux. Un apport nutritif pourra être mis en place 1 semaine avant le début de l’étude pour faciliter l’accès des animaux. Les animaux pourront être hébergés dans des cages spéciales capables de détecter 24h/24 toute anomalie dans l’activité des animaux (hypoactivité ou hyperactivité ou stéréotypies) permettant de mettre en place très rapidement les actions pour la prise en charge vétérinaire. Les études sont encadrées par des recommandations internes et validées par la structure du bien-être animal relatives à l’utilisation des animaux (hébergement, soins, manipulation, expérimentations) et ayant pour objectif de prévenir toute douleur ou détresse chez l’animal. Une grille de score a été mise en place afin de permettre la définition et l’application de points limites, généraux et spécifiques à la procédure, une fréquence accrue des observations et ainsi intervenir de manière anticipée pour éviter toute douleur ou dommages pour les animaux au-delà de la classe de gravité définie pour la procédure. Les protocoles expérimentaux seront continuellement améliorés pour minimiser la douleur et le stress des animaux.

Choix des espèces

La souris est le modèle de choix en pharmacologie. Elles partagent une grande partie de leur génome avec les humains, permettant de modéliser les maladies humaines et d'étudier les effets des médicaments. Leur petite taille et leur cycle de reproduction rapide facilitent les études à long terme et les expériences génétiques. Les souris, étant des mammifères, ont des systèmes biologiques comparables à ceux des humains, rendant les résultats plus pertinents. Les souris adultes (à partir de 8 semaines d’âge) sont utilisées dans ce projet pour mimer la pathologie chez les patients adultes car l’immunité varie fortement en fonction de l’âge. De plus le système immunitaire est complètement mature à partir de 6 semaines d’âge chez la souris.