Procédures légères

Injectées avec la toxine mycolactone dans le coussinet plantaire ou inoculées avec la bactérie dans la queue, 3 490 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance majoritairement modéré, toutes tuées à l'issue. L'ulcère de Buruli étudié provoque chez l'humain, surtout l'enfant, des lésions étendues. Les atteintes attendues chez les souris sont un gonflement du coussinet, une inflammation et une gêne locomotrice. Le porteur affirme que les modèles cellulaires ne sont "pas transposables à l'échelle de l'organisme entier" et conclut au caractère "indispensable" de l'animal.

Objectifs

Notre équipe s’intéresse à l’ulcère de Buruli, infection provoquée par Mycobacterium ulcerans et qui touche surtout les enfants, principalement diagnostiquée dans les zones humides de l’Afrique Centrale et de l’Ouest. Les lésions débutent généralement par un nodule qui évolue en une ulcération qui s’étend dramatiquement. Ces lésions ne sont pas douloureuses, en effet, la bactérie produit une toxine : la mycolactone, qui a un pouvoir analgésique. Au début des années 2005, la mise en place d’un traitement antibiotique a été une révolution. En effet, 50% des patients présentant des formes précoces n’ont plus besoin d’être hospitalisés puisque le traitement peut être mené en ambulatoire grâce aux dispensaires. Pour les formes tardives, la chirurgie (excision large des parties atteintes jusqu’en peau saine et greffe cutanée de parage) associée à l’antibiothérapie reste indispensable. Actuellement, la prise en charge de ces formes est le problème majeur, d’autant plus que les lésions étendues engendrent des séquelles importantes telles que déformations articulaires, rétractions tendineuses, amputations nécessitant une rééducation fonctionnelle adaptée. La prise en charge est donc pluridisciplinaire et requiert un temps d’hospitalisation très long (>3 mois) dans des centres spécialisés éloignés des domiciles des patients. Ce temps d’hospitalisation est long en raison d’une réparation tissulaire lente et représente un coût exorbitant. La prise en charge des patients pourrait donc être améliorée en diminuant ce temps. Le principal axe qui pourrait être amélioré pour atteindre cet objectif consisterait à accélérer la cicatrisation. Nous avons récemment montré que la mycolactone contenue dans des vésicules naturelles de la bactérie exacerbait la réponse inflammatoire favorisant le développement des lésions cutanées. Pour développer de nouvelles stratégies préventives prenant en compte cet effet de la mycolactone jusqu’alors inconnu, nous devons caractériser tous les mécanismes mis en jeu, tout particulièrement les voies de l’inflammation activées et identifier des composés anti-inflammatoires permettant de réduire ou d’inhiber cette inflammation. Ainsi, l’antibiothérapie de référence pourrait être complétée par un traitement anti-inflammatoire.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus de ce projet seraient de caractériser les voies pro-inflammatoires induites par la mycolactone et par l’infection à Mycobacterium ulcerans et d’identifier des molécules anti-inflammatoires permettant d’inhiber cet effet. Ces molécules anti-inflammatoires pourraient ensuite être utilisées afin de compléter le traitement (antibiothérapie) afin de faciliter et d’améliorer la guérison des patients.

Procédures

Les animaux pourront être soumis à l’injection de la mycolactone dans le coussinet plantaire. Ce geste sera réalisé une seule fois, par une personne habituée et les animaux seront sous anesthésie générale (isoflurane). Ce geste pourra être réalisé au maximum sur 322 (182+140) animaux et durera moins de 30 secondes par animal. L’inoculation de la bactérie dans le derme de la queue sera réalisée une seule fois sous anesthésie générale et par une personne habituée à réaliser ce geste. Ce geste pourra être réalisé au maximum sur 3168 (1920 + 1248) animaux et durera moins de 30 secondes par animal. La mesure de l’inflammation se fera par mesure de l’épaisseur du coussinet plantaire à l’aide d’un pied à coulisse numérique. Pour cela, la souris vigile sera prise en contention (contention manuelle en décubitus dorsal. Ce geste est indolore et rapide à réaliser. Ce geste pourra être réalisé 24h, 48h et 72h après l’injection de mycolactone et sur 322 (182 + 140) animaux maximum et durera moins de 30 secondes par animal. L’injection des composés anti-inflammatoires et de leur véhicule sera réalisée par voie intra-péritonéale. Après mise sous contention des souris (prise de contention manuelle en décubitus dorsal), le composé sera injecté à l’aide d’une seringue de 0,5 mL équipée d’une aiguille de 30G de 8 mm de longueur. Un volume de 200μL maximum sera injecté dans le cadran inférieur droit de l’abdomen pour éviter le caecum. Pour les souris stimulées par la mycolactone, l’injection en intrapéritonéale du composé sera réalisée toutes les 24h de J- 3 avant la procédure 1 et jusqu’à J+3, soit pendant 7 jours. Ce geste pourra être réalisé sur 2200 (280 + 1920) animaux et durera moins de 30 secondes par animal. Pour les souris infectées par M. ulcerans, le composé sera administré de J20 à J45 si apparition de lésions ou jusqu’à J75 si pas de lésions L’antibiothérapie sera administrée par IP et gavage. Pour l’injection intra-péritonéale, le composé sera injecté à l’aide d’une seringue de 0,5 mL équipée d’une aiguille de 30G de 8 mm de longueur. Le composé sera administré par voie orale à l’aide s’une sonde adaptée et par une personne habituée à réaliser ce geste. L’administration de l’antibiothérapie sera réalisée toutes les 24h. Pour les souris infectées par M. ulcerans, l’antibiothérapie sera administrée de J20 à J45 si apparition de lésions ou jusqu’à J75 si pas de lésions. L’injection ou le gavage dureront moins de 30 secondes par animal.

Impact sur les animaux

Les nuissances ou effets indésirables qui pourraient survenir sont une surinfection (gonflement du coussinet, rougeur, changement de comportement marqué de l’animal) au site d’injection, une inflammation due aux propriétés pro-inflammatoires de la mycolactone, une altération de la démarche (boitement ou gêne locomotrice) et un stress lié à la prise de contention (geste rapide

Devenir

Les animaux seront mis à mort à la fin du protocole.

Remplacement

Le bien-être animal a été une priorité dans la conception de cette étude. Cependant, à ce stade, l’utilisation d’animaux reste nécessaire. L’expérimentation animale est en effet indispensable pour identifier les cibles de l’inflammation en réponse à la mycolactone ou à la bactérie. Des modèles cellulaires permettent d’évaluer les propriétés pro-inflammatoires de la mycolactone, mais les résultats obtenus ne sont pas transposables à l’échelle de l’organisme entier. Il en est de même pour l’évaluation des molécules anti-inflammatoires.

Réduction

Le nombre d’animaux prévu pour cette étude est suffisant pour que les résultats soient statistiquement significatifs sans pour autant exagérer ce nombre. Ce nombre permet aussi d’obtenir des quantités d’échantillons biologiques suffisantes pour les analyses de laboratoire. Le nombre maximal d’animaux prévu est de 3490 souris, il s’agit du nombre maximal, il sera probablement réduit.

Raffinement

Afin de raffiner les conditions de vie des souris, un suivi adapté des animaux a été instauré afin de réduire, supprimer ou soulager l’inconfort, mais aussi la détresse ou l’angoisse qu’elles pourraient éprouver. Les animaux sont hébergés en groupes sociaux et bénéficient d’un enrichissement adapté. Un suivi régulier sera effectué sur l’ensemble des animaux et des indicateurs comportementaux et physiques sont prédéfinis et constituent les points limites. Pour éviter toute angoisse lors du protocole experimental, un anesthésique volatil (isoflurane) sera utilisé pour certaines procédures.

Choix des espèces

Toutes les études portant sur la physiopathologie de M. ulcerans montrent que le modèle souris est un très bon modèle. Dans notre contexte, l’utilisation de « l’espèce souris » nous semble très pertinente puisque nous possédons différentes lignées ayant des phénotypes différents vis-à-vis de l’infection à M. ulcerans (seule espèce à notre connaissance présentant des phénotypes différents selon les lignées utilisées). Nous avons aussi la possibilité d’utiliser des souris génétiquement modifiées chez lesquelles un gène a été désactivé afin de comprendre son rôle en observant les effets de son absence. Par exemple, l’inactivation de certains gènes permet aux souris de cicatriser spontanément suite à l’infection par Mycobacterium ulcerans. De plus, de très nombreux outils pour cette espèce sont disponibles pour analyser finement les différentes phases de l’infection (outils moléculaires et immunologiques). Enfin, notre équipe possède une grande expertise quant à l’utilisation des modèles murins. Les animaux utilisés pour ce protocole devront, à l’initiation de l’expérimentation être âgés de 8 semaines (maturation immunitaire et maturation du système nerveux).

Le protocole sert à caractériser la diffusion de produits en vue de leur mise sur le marché. 1 500 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Elles reçoivent des injections en plusieurs sites, jusqu'à dix acquisitions d'imagerie par jour sous anesthésie et des prélèvements sanguins répétés, certaines voies d'administration pouvant altérer la vision ou la locomotion. Le porteur affirme qu'il n'existe "pas de méthode alternative" pour modéliser la biodistribution dans un "organisme entier vivant", et prévoit de garder 50 souris en vie pour la formation du personnel, le reste étant tué pour prélever les organes.

Objectifs

L’autorisation de mise sur le marché d’un produit ou d'un médicament nécessite au préalable de caractériser notamment sa pharmacocinétique et sa pharmacodynamique. La pharmacocinétique permet d'améliorer les dosages et la posologie du produit ou du médicament. Elle permet également de déterminer les voies d'administrations optimales. La pharmacodynamique consiste quant à elle à évaluer les effets du produit sur l’organisme. Ce projet a pour objectif de caractériser la pharmacocinétique et la pharmacodynamique après administration de produits chez la souris. Le recours à l’imagerie médicale (imagerie à rayons X ou imagerie optique) dans ce projet permettra de suivre au cours du temps la distribution de produits radio-opaques, rendus fluorescents ou bioluminescents.. Cette méthode d’analyse présente l’avantage d’être non-invasive, nécessitant seulement une anesthésie générale. Elle permet également de suivre un même animal au cours du temps et de réduire le nombre d’animaux nécessaire. Il n’existe pas de méthode alternative à l’heure actuelle permettant de déterminer les dosages, la posologie, la voie d'administration et les effets sur l'organisme d'un produit ou d'un médicament sans un organisme vivantLe recours à lexpérimentation animale est donc nécessaire à l’objectif de ce projet.

Bénéfices attendus

Ce projet contribuera à la mise sur le marché de nouveaux produits.

Procédures

PARAGRAPHE MODIFIE Les animaux recevront une injection le produit testé en dose unique ou répétée en respectant les volumes d’injections recommandés. Lors d’injections répétées, un effort sera fait pour ne pas excéder 5 injections maximum par animal.LES ANIMAUX POURRONT RECEVOIR UNE INEJCTION DASN DEUX SITES D'INJECTION DISTINCTS EN MEME TEMPS. Sur animaux vigiles, les injections seront réalisées en quelques secondes (temps inférieur à 1 minute), ET environ 5 minutes avec l’anesthésie. Des examens d'imagerie pourront également être réalisés, avec parfois injection d’un produit de révélation, sous anesthésie générale pendant une durée de 5 à 20 minutes. la fréquence des examens sera au maximum de 10 acquisitions par jour le premier jour puis, de 3 acquisitions par jour pour les 3 jours suivants, 1 acquisition par jour jusqu’au 10ème jour et de 2 acquisitions par semaine jusqu’à la fin de l’étude. Des prélèvements sanguins pourront être réalisés sur animaux anesthésiés au maximum 3 fois par semaine la première semaine puis 1 fois par semaine. Un prélèvement s’effectue en moyenne en 1 à 2 minutes.

Impact sur les animaux

PARAGRAPHE MODIFIE Les animaux pourront présenter des réactions différentes selon les produits testés et selon les voies d’administration, pouvant entrainer l’apparition de signes cliniques (risque de déshydratation et pertes de poids liées aux éventuelles anesthésies répétées, inflammation des sites d’injection). Certaines voies d’administration sont plus inconfortables que d’autres et nécessitent une prise en charge analgésique pré et post injection : gêne A la locomotion de l’animal, altérATION la vision (glaucome ou perte de vision de l’œil injecté). Dans tous les cas, des mesures adaptées sont mises en place.

Devenir

Les animaux dont un prélèvement d’organe est nécessaire seront euthanasiés. Il sera possible de réaliser une quantification des produits ex-vivo par organe grâce à de l’imagerie optique ex-vivo ou par d’autres techniques in-vitro. Les souris dont les organes ne doivent pas être prélevés pourront soit être gardés en vie et réutilisés pour la formation du personnel.

Remplacement

Le recours à l’expérimentation animale est nécessaire afin de pouvoir caractériser la pharmacocinétique et notamment la biodistribution d’un produit dans un organisme entier vivant (modélisation d’une situation clinique). Actuellement, il n’existe pas de méthode alternative permettant de modéliser de manière fiable la biodistribution d’un produit dans un organisme vivant.

Réduction

L’avantage de l’imagerie médicale est de suivre les mêmes animaux au cours du temps et donc de diminuer le nombre d’animaux utiles au projet. Afin d’obtenir des résultats statistiquement exploitables permettant d’étudier la biodistribution du produit testé, des groupes d’au moins 6 animaux seront constitués. Si nécessaire, des études pilotes seront réalisées sur un nombre limité d’animaux (3 par groupe minimum) afin de confirmer la visualisation d’un produit marqué en in-vivo par exemple.

Raffinement

Une période d’acclimatation de 5 minimum sera respectée (7 jours minimum en cas de transport par avion). Les animaux seront tous hébergés collectivement en cage sauf en cas particuliers scientifiquement justifiés (comme par exemple l'animal contrôle pourrait être isolé pour ne pas être contaminé par ses congénères). En cas d’hébergement individuel, les cages seront organisées de manière à permettre un contact visuel et olfactif avec les animaux adjacents et un enrichissement supplémentaire sera apporté à l’animal isolé. Au cours de l’étude, les animaux seront observés quotidiennement afin de détecter tout signe clinique anormal et ainsi prendre, le plus rapidement possible, les mesures nécessaires soit de traitement (désinfection de plaies, isolement, réchauffement, etc…) ou la mise à mort des animaux dont l’état clinique serait jugé irréversible. Le poids des animaux sera mesuré tout au long des études et pourra être complété par un score clinique basé sur l’état général de l’animal (comportement de l’animal, la réponse à la stimulation, l’état de son pelage (soyeux ou non), la présence d’écoulement nasaux et oculaires, des difficultés respiratoires) et en lien avec l’injections du produit testé (inflammation, lésion, nécrose, difficulté dans la locomotion et le déplacement pour atteindre l’eau et la nourriture, œil-mi-clos, fermé ou glaucome). Des examens cliniques plus approfondis pourront également être réalisés. Toute anomalie clinique sera rapportée au vétérinaire responsable du suivi. Les signes cliniques observés seront pris en charge (mise en place de traitements, injection de solutions réhydratantes, etc…) à condition qu’ils n’interfèrent pas avec les produits test injectés.

Choix des espèces

Le modèle souris a été choisi : - Pour sa taille réduite et parce qu’il permet l’utilisation de technique d’imagerie du corps entier, - Car il s’agit d’une espèce couramment utilisée pour étudier la pharmacocinétique et pharmacodynamique en expérimentation animale et permettant de travailler sur des lots homogènes (âge et sexe fixés). Des souris de plus de 6 semaines seront utilisées au cours de ce projet (stade jeune adulte) afin de s’affranchir de la période de forte croissance de l’animal et d’avoir des animaux présentant un poids d’environ 20g.

Des injections dans le cerveau sous chirurgie de trente minutes à une heure, répétées chaque semaine pendant six mois : 6 800 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, toutes tuées à l'issue. Elles portent l'anomalie génétique du syndrome de West, une épilepsie grave du nourrisson, et vont être utilisées pour tester des molécules censées bloquer la copie défectueuse d'un gène. Les prélèvements sanguins peuvent aller jusqu'à deux par jour sur 48 heures. Les bénéfices pour les enfants restent renvoyés au conditionnel et au long terme, la mise à mort finale servant à analyser les organes.

Objectifs

Nous travaillons sur le syndrome de West, une forme rare et grave d’épilepsie chez les nourrissons qui persistent chez l'enfant. Cette maladie provoque des crises d'épilepsies importantes et un retard du développement. Dans certains cas, elle est causée par une anomalie génétique. Les traitements actuels ne sont souvent pas suffisants. Chez les enfants concernés, il existe une copie du gène qui fonctionne normalement et une copie défectueuse. Une seule copie saine suffit. Nous cherchons donc à bloquer uniquement la copie défectueuse, tout en laissant la copie normale assurer sa fonction. Pour cela, nous développons des molécules-outils capables de reconnaître précisément le gène anormal et de l’empêcher d’agir. Avant d’envisager un traitement chez l’enfant, nous testons ces molécules chez des souris porteuses de la même anomalie, afin de vérifier qu'elles sont efficaces et sûres. Notre objectif est de proposer, à terme, une nouvelle solution pour les enfants atteints de cette maladie

Bénéfices attendus

L’objectif principal de notre projet est d’identifier une ou plusieurs molécules thérapeutiques en vue d’un traitement chez des patients atteints du syndrome de West avec cette anomalie génétique. Les bénéfices attendus incluent la sélection des molécules, ainsi que la détermination de la voie d’administration optimale, avec pour objectif à long terme d’apporter des bénéfices similaires aux patients traités.

Procédures

Chaque animal ne reçoit qu’un seul type d’injection (dans le sang ou le cerveaux) avec une seule molécule, pour voir si elle est efficace. Les injections dans le sang sont rapides (moins d’une minute) et peuvent être répétées toutes les semaines, jusqu’à 6 mois. Les injections dans le cerveau nécessitent une chirurgie qui dure entre 30 minutes et 1 heure. Elles peuvent aussi être répétées (sans nécessité de chirurgie grace à un catheter, injection de 5 minutes) toutes les semaines, pendant un maximum de 6 mois. Les souris pourront être gardées jusqu’à 6 mois après la dernière injection. Les animaux pourront également être soumis à des prélèvements sanguins (durée du prelevement : 2 minutes, une goutte de sang par prelevement 2 fois par jour maximum, sur 48h maximum).

Impact sur les animaux

Les injections peuvent induire une douleur modérée sur de courte période. La chirurgie peut entrainer une douleur post opératoire modérée et de courte durée. Elles peuvent également entraîner un risque de faible perte de poids et de risque d’infection.

Devenir

En fin de projet, tous les animaux seront mis à mort afin d’analyser, au niveau des organes, les effets des molécules injectées.

Remplacement

La recherche en bioinformatique de candidats et les analyses réalisées sur modèles cellulaires permettent d’effectuer une premiere selection des molécules. Cependant, aucun modèle cellulaire ne peut remplacer complètement un organisme vivant. Il est donc indispensable de mener ces études dans un modèle animal, afin d’évaluer l'efficacité de la molécule chez l’animal.

Réduction

Seules nos molécules ayant été validées in vitro sont testées in vivo. Le nombre d’animaux a été réduit au strict minimum nécessaire pour obtenir des résultats représentatifs et fiables. Nous avons utilisé un outil informatique pour calculer le nombre d’animaux nécessaires. Dès qu’une molécule efficace est identifiée, les injections seront arrêtées.

Raffinement

La fréquence des injections pourra être réduite si les résultats initiaux indiquent une efficacité suffisante de la molécule. De la nourriture en gelée sera mise à disposition dans les cages des individus fragiles ou ayant subi une procédure, afin de faciliter leur prise alimentaire. De plus, toutes les interventions douloureuses seront précédées de l'administration d’un antidouleur et se feront sous anésthésie. Un suivi, accompagné d’une grille d’évaluation, sera assuré tout au long de la procédure et des mesures seront prises afin d'éviter toute souffrance inutile (utilisation de points limites ou critère d’arrêt précoce).

Choix des espèces

L’utilisation de souris portant la mutation humaine nous permettra d’évaluer la capacité de nos molécules à diminuer spécifiquement l’expression du gène muté à l’échelle d’un organisme entier. La souris étant l’un des modèles les plus utilisés et les mieux documentés en recherche préclinique, ce modèle est particulièrement pertinent pour ce type d’étude. Les études seront réalisées sur les souris juste après le sevrage, afin de transposer avec l'âge des patients atteints de cette pathologie.

Prélevées sur le surplus de l'élevage, déjà destinées à être tuées, 7 143 souris, rats et cobayes vont être utilisés pour l'entraînement du personnel aux gestes techniques, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Chaque animal peut subir jusqu'à quatre gestes différents, contention, injections ou prélèvements, sur animal vigile. Ces séances répondent à une obligation réglementaire de formation, l'arrêté de 2013 sur la validation des compétences. Les animaux ne sont pas maintenus en vie après la formation et sont tués à l'issue.

Objectifs

Ce projet a pour objectif de former et de maintenir les compétences du personnel pour la réalisation de gestes techniques sur des animaux, afin de contribuer à l’évaluation et au développement de nouvelles approches scientifiques, dans un cadre strictement encadré. Il répond aux exigences réglementaires de l'arrêté du 1er février 2013 relatif à l’acquisition et à la validation de compétences du personnel des établissements utilisateurs, éleveurs et fournisseurs d’animaux à des fins scientifiques. L’objectif de ce projet est de former le personnel et de maintenir ses compétences dans le temps pour la réalisation de gestes techniques de qualité, tout en veillant au respect et au bien-être des animaux.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus de ce projet sont de renforcer les compétences des techniciens animaliers dans la réalisation des gestes techniques courants, en suivant les bonnes pratiques actuelles et en limitant autant que possible les contraintes pour les animaux. En veillant à ce que le personnel dispose de connaissances pratiques et théoriques régulièrement actualisées, les gestes sont réalisés de manière précise et cohérente. Cela contribue à une meilleure qualité et à une meilleure reproductibilité des études, tout en garantissant le respect du bien‑être animal. Ces exigences sont essentielles pour assurer la fiabilité des résultats obtenus et renforcer la confiance de la société dans les travaux scientifiques menés.

Procédures

Chaque animal pourra être concerné par au maximum quatre gestes techniques différents. Ces gestes sont réalisés sur des animaux vigiles, maintenus de manière adaptée, et durent chacun entre 30 secondes et 2 minutes. Si un geste ne peut pas être correctement réalisé du premier coup, il peut être répété de façon limitée, uniquement lorsque cela est nécessaire. En cas de difficulté ou d’effet inattendu, le geste est immédiatement interrompu et l’animal est pris en charge afin d’assurer son confort et son bien‑être.

Impact sur les animaux

Douleur, stress lié à la contention et aux gestes techniques. Expression d’un phénotype dommageable d’immunodéficience et des signes cliniques associés (abcès, infection généralisée se voyant par une perte de poids ou une prostration, …) seulement en cas de rupture de la barrière de l’hébergement.

Devenir

Les animaux utilisés pour la formation sont uniquement des animaux en surplus de l’établissement, déjà destinés à être euthanasiés et ne pouvant pas être intégrés dans d’autres projets. Afin d’éviter toute manipulation supplémentaire ou source de stress inutile, ces animaux ne sont pas maintenus en vie après les séances de formation. Le maintien des compétences du personnel peut être, quant à lui, effectué directement dans le cadre de projets déjà en cours, ce qui permet de ne pas utiliser d’animaux spécifiquement pour cet objectif et de limiter au strict nécessaire le recours aux animaux.

Remplacement

Des méthodes alternatives comme des vidéos de formation ou encore le recourt à des mannequins ou autre support inerte (ex : simulateur d’injection intra veineuse) serviront de support lors des volets théoriques et pratiques des différents gestes techniques. Cependant, ces méthodes alternatives ne suffisent pas pour former le personnel à leur réalisation en conditions réelles, sur animal vigile tout en minimisant les nuisances sur cet animal lors de la réalisation du geste : cette partie ne peut être réalisé in vitro.

Réduction

Ce projet est conçu pour limiter au strict nécessaire le recours aux animaux, tout en garantissant une formation de qualité. Le nombre d’animaux utilisés est précisément encadré : un seuil minimum permet de valider les compétences dès que les gestes sont maîtrisés, et un seuil maximum empêche toute utilisation excessive. Seuls des animaux en surplus de l’établissement sont concernés. Lorsqu’ils s’y prêtent, un même animal peut être impliqué dans plusieurs gestes techniques, sans dépasser quatre gestes différents. Cette organisation permet de réduire significativement le nombre total d’animaux utilisés. Cette approche repose sur un principe fondamental : former efficacement le personnel tout en respectant les animaux et en réduisant leur utilisation autant que possible, conformément aux exigences éthiques et scientifiques actuelles.

Raffinement

Les animaux sont hébergés dans des conditions adaptées à leur espèce, à leur âge et à leur mode de vie, afin de répondre au mieux à leurs besoins. Tout au long des activités, leur état général est surveillé par du personnel formé. Des limites précises sont définies à l’avance pour chaque type de geste technique. Au moindre signe inhabituel, des mesures adaptées sont immédiatement mises en place, comme des soins locaux, un enrichissement de l’environnement ou une alimentation adaptée. Ces critères sont régulièrement réévalués et améliorés à partir des observations réalisées. Les manipulations sont effectuées selon des méthodes conçues pour réduire le stress au maximum, en privilégiant des techniques douces et une habituation progressive des animaux. Les techniciens s’entraînent d’abord à ces gestes de manipulation et de maintien, afin que les interventions soient rapides, sécurisées et les moins contraignantes possibles pour l’animal. Lors des prélèvements ou des injections, seules les quantités minimales adaptées à chaque espèce sont utilisées, avec des substances neutres comme le sérum physiologique. Enfin, si un point limite défini est atteint et que le bien‑être de l’animal ne peut plus être garanti, une prise en charge immédiate et conforme aux bonnes pratiques est mise en œuvre afin d’éviter toute souffrance inutile. Cette organisation repose sur une attention constante portée au raffinement des pratiques, avec pour objectif de réduire au maximum les contraintes pour les animaux tout en assurant des conditions scientifiques rigoureuses.

Choix des espèces

Ces espèces ont été choisies car ce sont les espèces élevées et utilisées dans notre établissement, il est donc nécessaire que le personnel maitrise les gestes techniques sur ces différentes espèces qui ont chacune leurs particularités. Les mâles ou femelles peuvent être utilisés. Les surplus de stock comme les mâles chez l’espèce souris et les femelles chez l’espèce rat et cobayes seront choisis. . Les stades de développement utilisés sont ceux sur lesquels les gestes techniques seront pratiqués après la formation : animaux adultes (sevrés, à partir de 3 semaines pour les rats et souris et à partir de 2 semaines pour les cobayes).

Pour comprendre le rôle de récepteurs à la dopamine dans la mémoire de la peur, 2 417 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour prélever leur cerveau, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Chaque animal subit une chirurgie de 30 à 45 minutes destinée à inactiver des zones précises du cerveau, des injections sur animal éveillé et une série de tests comportementaux. Le porteur décrit des stimulations électriques provoquant un stress ponctuel et une chirurgie suivie de tiraillements pendant 48 heures. Les retombées évoquées pour des maladies comme la schizophrénie restent renvoyées à de futures stratégies thérapeutiques, l'objet immédiat étant de cartographier des circuits cérébraux.

Objectifs

Le but de cette étude est de mieux comprendre comment certaines cellules du cerveau participent à la mémoire et aux émotions, en particulier à la mémoire de peur. Le projet vise à étudier précisément quelles cellules sont impliquées dans une région appelée l’hippocampe, connue pour son rôle dans la mémoire. L’étude cherchera ensuite à comprendre comment ces cellules contribuent au bon fonctionnement des circuits cérébraux et à la formation des souvenirs émotionnels, en utilisant des modèles animaux permettant d’étudier ces mécanismes de manière ciblée.

Bénéfices attendus

Cette étude permettra de mieux comprendre le rôle des récepteurs neuronaux appelés « récepteurs D2 » dans la mémoire émotionnelle. Elle permettra de comprendre comment ces récepteurs peuvent influencer le fonctionnement du cerveau et le comportement, notamment dans le cadre de certaines maladies neuropsychiatriques, comme la schizophrénie. Ces découvertes nous permettront de contribuer à la mise au point de stratégies thérapeutiques plus ciblées pour ces maladies.

Procédures

Les animaux sont soumis à une intervention chirurgicale (d’une durée d’environ 30 à 45 minutes, sous anesthésie générale) permettant d’inactiver des zones précises du cerveau afin d’évaluer leur fonction dans la mémoire des émotions. Après une période de récupération complète, certains animaux participeront à des tests comportementaux. Ces tests se déroulent sur une semaine, avec des séances courtes chaque jour.

Impact sur les animaux

Les stimulations électriques peuvent entrainer un stress ponctuel, sans atteinte tissulaire ou douleur persistante. La chirurgie peut provoquer, dans les 48 heures suivant l’intervention, des tiraillements ou des démangeaisons au niveau du site opératoire. De plus, l’injection de substances chez des animaux éveillés peut provoquer un léger inconfort ou une douleur brève au point de piqûre, ainsi qu’un stress lié à leur manipulation.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin de chaque procédure, car il est nécessaire de prélever les cerveaux pour des analyses. Les analyses visent à mieux comprendre comment les manipulations expérimentales modifient le fonctionnement du cerveau.

Remplacement

La réalisation de ce projet repose sur l’utilisation d’animaux pour mieux comprendre le fonctionnement du cerveau et son lien avec le comportement. Certaines méthodes alternatives, comme les cultures cellulaires ou les organoïdes, permettent d’étudier des cellules isolées, mais ne reproduisent pas encore la complexité d’un organisme vivant et ses interactions neuronales. Dans ce contexte, l’utilisation d’animaux reste nécessaire pour combiner ces approches et obtenir des résultats fiables, tout en cherchant systématiquement à réduire leur nombre et à privilégier des méthodes moins invasives lorsque cela est possible. À ce jour, la souris reste l’organisme le plus adapté pour combiner ces approches génétiques avec des analyses comportementales et fonctionnelles.

Réduction

Nous avons cherché à utiliser le plus petit nombre d’animaux possible, tout en conservant un effectif suffisant pour obtenir des résultats fiables. Le nombre d’animaux a été déterminé à l’aide d’outils statistiques couramment utilisés en recherche, afin d’éviter toute utilisation excessive. Pour les études sur le comportement, chaque groupe comprendra 12 animaux. Une partie d’entre eux sera utilisée pour des analyses d’anatomie, tandis que les autres serviront à compléter des mesures réalisées sur des cellules, ce qui permet de limiter le nombre total d’animaux nécessaires au projet. Dans toutes les expériences, nous travaillerons avec des femelles et des mâles issus des mêmes portées, afin de limiter les différences liées à l’origine des animaux.

Raffinement

Une grille de score avec des points limites sera mise en place dès l'apparition de signes cliniques. Avant chaque procédure expérimentale, les animaux sont manipulés fréquemment afin de les habituer aux expérimentateurs et réduire ainsi leur stress. Un suivi régulier sera appliqué dès le début de nos expérimentations. Des soins post-opératoires adaptés seront assurés pour tous les animaux ayant subi une chirurgie. Un complément alimentaire humide sera fourni pendant les 48 premières heures afin de favoriser la récupération, accompagné d’un suivi attentif du poids et du comportement. Pour les animaux devant être hébergés individuellement, un enrichissement supplémentaire (paille, igloo ou maison en carton) sera mis en place, tout en maintenant une proximité visuelle et olfactive avec leurs congénères afin de limiter le stress et préserver le bien-être animal.

Choix des espèces

Les souris fournissent des excellents modèles pour l'étude des réseaux neuronaux, au cœur de notre projet. De plus sa physiologie générale nous permet de nous rapprocher suffisamment de l'homme pour obtenir des données pertinentes sur un point de vue médical. Ce modèle est parfaitement maîtrisé pour ce type d’expérimentation, tant sur le plan des techniques utilisées que sur celui des conditions d’hébergement et de bien-être animal. Toutes les souris seront transférées depuis la zone d’élevage vers la zone expérimentale à l’âge de 11 semaines. Il est admis qu’à 12 semaines, la croissance des os est achevée, ce qui facilite les procédures concernant la chirurgie prévue dans le projet. Les souris ne seront plus utilisées au-delà de 11 mois, afin de limiter l’apparition de facteurs liés au vieillissement pouvant interférer avec les analyses.

408 souris sont utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, toutes tuées à l'issue pour prélèvement du cerveau et du cervelet. Les souris porteuses de la mutation peuvent développer une ataxie et des crises d'épilepsie, et 81 d'entre elles subissent une chirurgie crânienne pour la pose d'électrodes, enregistrées six heures par semaine pendant un mois. Quarante autres reçoivent une pompe osmotique et sont isolées trois semaines pour l'administration d'une molécule test. Le projet vise à créer le premier modèle animal de cette maladie cérébelleuse infantile, dont le porteur affirme que "l'attente des patients et cliniciens est considérable".

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’étudier l’impact physiopathologique d’une mutation gain de fonction d’un canal calcique décrite dans une maladie cérébelleuse infantile. Seules les études in vivo et ex vivo peuvent permettre de déterminer l’impact de cette mutation sur le(s) dysfonctionnement(s) neurologique(s) observé chez les patients atteints de cette maladie. Pour ce projet, nous utiliserons un modèle murin chez lequel l'expression de la mutation causale pourra être induite. Il s’agit du premier modèle animal de cette maladie et l’attente des patients et cliniciens est considérable, d’une part pour mieux comprendre cette pathologie, et d’autre part pour évaluer les traitements possibles.

Bénéfices attendus

Identifier les mécanismes pathogéniques dans l'atrophie cérébelleuse infantile. Préciser le rôle du canal calcique dans le développement du cerveau, du cervelet en particulier. Valider le modèle murin en tant que modèle préclinique de la maladie permettant d'évaluer des pistes thérapeutiques dans l'atrophie cérébelleuse infantile.

Procédures

Pour ce projet, 264 animaux seront évalués pour leurs capacités motrices et cognitives dans des tests standards. PARMI CEUX-CI, 24 SERONT ISOLES POUR LE TEST DE ROUE LIBRE. 40 AURONT UNE POMPE OSMOTIQUE IMPLANTEE SUR LE DOS ET SERONT ISOLES PENDANT 3 SEMAINES POUR ADMINISTRER UNE MOLECULE THERAPEUTIQUE TEST. Les autres animaux évalués dans cette 'procédure comportementale' sont issus de croisements permettant une expression conditionnelle de la mutation du canal. Ces différents tests, potentiellement générateurs de stress, se dérouleront sur une période d'environ 1 mois. 81 animaux subiront une chirurgie pour l'implantation crânienne d'électrodes pour l'enregistrement d’électroencéphalogramme (EEG). Sur ces animaux, l'EEG sera enregistré sur une période d'environ 1 mois, à raison d'une séance de 6 heures par semaine. 63 animaux participeront à une étude longitudinale des paramètres anatomofonctionnels par échographie photoacoustique du cerveau et du cervelet. Les mesures seront réalisées lors de courtes séances (15 min) d'acquisition sous anesthésie gazeuse.

Impact sur les animaux

Pour des animaux porteurs de la mutation, on peut s'attendre à des défauts neurologiques précoces qui vont résulter en une atrophie cérébelleuse et des troubles fonctionnels cérébelleux de type ataxie, ainsi que des crises épileptiques de type généralisée (absence). Nos procédures expérimentales pourront conduire à des effets indésirables. (i) les études comportementales du suivi locomoteur de l'ataxie pourront résulter en un stress des animaux lié à la préhension manuelle et la découverte de l'environnement expérimental que nous atténuerons par une habituation de ces animaux aux dites procédures. (ii) le suivi par échographie/photoacoustique à haute résolution des éventuelles dysmorphies cérébrales et cérébelleuses est une approche non invasive et non douloureuse. Comme en (i), le stress subi par les animaux se limite à la préhension par l'expérimentateur pour une courte période (15 min/animal). (iii) Le suivi du phénotype épileptique par enregistrement électroencéphalographique (EEG) ET LE TEST DE L'EFFET THERAPEUTIQUE D'UNE MOLECULE peuVENt induire une douleur modérée puisqu'il implique une chirurgie pour la pose d'électrodes intracraniennes OU D'UNE POMPE OSMOTIQUE EN SOUS-CUTANE.

Devenir

L'ensemble des animaux contribuant aux 3 procédures de ce projet seront mis à mort. Les organes, tout particulièrement le cerveau et le cervelet, seront prélevés pour des analyses immunohistologiques.

Remplacement

Le développement et la caractérisation d'un modèle souris est incontournable pour l'analyse physio/pathophysiologique de l'ataxie cérébelleuse. Son utilisation sera toutefois strictement limitée aux expériences in vivo et ex vivo (prélèvements d'organes) ne pouvant être réalisées sur les modèles in vitro et in silico de la pathologie. Les conséquences fonctionnelles de cette mutation sur l'activité du canal calcique seront étudiées dans des expériences d'électrophysiologie sur lignées cellulaires et des approches in silico seront développées pour modéliser les conséquences de cette mutation sur l'excitabilité neuronale. Ces stratégies in vitro et in silico permettent de comprendre l'impact du canal muté à l'échelle cellulaire mais pas à l'échelle de l'organe entier, à savoir le cerveau, puisque les réseaux de neurones mis en place lors du neurodéveloppement ne peuvent pas être obtenus en culture ni par modélisation informatique. Quant aux études phénotypiques, par exemple les conséquences motrices d'anomalies du cervelet, elles nécessitent encore aujourd'hui de réaliser des expériences sur l'animal vivant.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés pour ce projet (estimé à 408) a été défini au plus juste pour nous permettre d’atteindre nos objectifs scientifiques et être statistiquement relevant. Nous avons défini une stratégie de croisement que nous espérons la plus optimale possible. Nous utiliserons des individus des 2 sexes afin de réduire le nombre d’individus à produire. Nous réaliserons dans la mesure du possible l'expérimentation comportementale (in vivo), et les analyses anatomique, tissulaire, cellulaire, sur les mêmes animaux. Pour définir statistiquement la taille des lots d'animaux à tester, nous nous appuyons sur des travaux publiés, ainsi que sur l'utilisation de logiciel approprié pour l'évaluation statistique du nombre d’animaux requis.

Raffinement

Le suivi de l’évaluation de l’état de santé des animaux sera strictement respecté et effectué quotidiennement. Des points limites spécifiques ont été définis et le raffinement s’appliquera selon une grille de score pour une prise en charge adaptée des animaux. Cette prise en charge comprend l’utilisation d’analgésiqueS et pour les scores les plus important, la mise à mort.

Choix des espèces

La souris est le modèle animal le mieux adapté pour i) modéliser de manière inductible la maladie neurologique étudiée et ii) développer l'ensemble des investigations anatomomorphologiques et fonctionnelles des atteintes cérébelleuses associées à la pathologie. La possibilité de contrôler l'expression de la mutation par la recombinase Cre (lignées de souris driver, injection de virus codant pour la recombinase Cre) est également un atout majeur justifiant l'intérêt de modéliser cette pathologie dans l'espèce souris. Les connaissances actuelles sur ce modèle permettent de répondre au mieux à la règle des 3 R. Utilisation de jeunes adultes et d'adultes pour étudier les conséquences neurodéveloppementales de l'expression de la mutation p.A961T, en particulier les conséquences sur le développement et la physiologie du cervelet.

Le protocole dépend des molécules qu'un développeur veut faire avancer: 1 155 rats sont utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, tous tués à l'issue pour analyses de sang et d'organes. Chaque animal reçoit un candidat médicament par voie orale ou injection, subit jusqu'à six prélèvements sanguins sur 24 heures et un passage en cage à métabolisme avec restriction d'eau. Ces études caractérisent le devenir des molécules dans l'organisme pour préparer les dossiers réglementaires de futurs médicaments. Le porteur retient le rat comme l'espèce "la plus prédictive" en toxicologie.

Objectifs

Ce projet vise à caractériser le profil ADME (Absorption, Distribution, Métabolisme, Élimination) de candidats médicaments pouvant appartenir à toutes les aires thérapeutiques étudiées en interne chez le rat. Ces études, intervenant après les premières études de sécurité et d’efficacité et avant les études complètes de toxicologie, permettent de sélectionner les molécules aux propriétés les plus favorables en terme d’ADME, d'évaluer l'impact des formulations sur l'exposition plasmatique du produit et de définir les conditions optimales (doses et schémas) pour les futurs essais de sécurité et d'efficacité. Elles facilitent également l'interprétation des données en corrélant les concentrations sanguines du produit aux effets observés. Bien que l’étude sur organisme entier demeure indispensable, ce projet intervient après une sélection screening des molécules rigoureuse par des méthodes alternatives (in vitro et in silico). La stratégie s'appuie sur : • l’utilisation de protocoles peu contraignants et de doses uniques (déterminées par des études de dose maximale tolérée préalables) et définies pour ne pas présenter d’effets indésirables. • le recours à des effectifs restreints pour limiter, par une sélection précoce, le nombre de molécules et d'animaux utilisés dans les phases de développement ultérieures. Les études consistent en une administration, le plus souvent unique chez le rat, (espèce rongeur communément utilisée dans les études de sécurité non clinique) suivie de prélèvements de sang à différents temps. Des collectes d’urines et analyses sur les organes permettant d’obtenir des paramètres de cinétique d’élimination du candidat médicament testé et d’évaluer la biodistribution peuvent également être prévues. Ces études se déroulent sur une durée de 24h (cas standard) à 4 semaines.

Bénéfices attendus

A travers ce projet, nous allons pouvoir déterminer les paramètres d’Administration/Distribution/Métabolisme/Elimination (ADME) des candidats médicaments. A court terme, ces paramètres permettront d’affiner le choix du design des études de sécurité non clinique intervenant juste après les études incluses dans ce projet comme la voie d’administration, le schéma expérimental et le choix de doses. A long terme, Il sera possible d’une part de connaitre le taux dans le sang des différents composés et d’autre part d’établir des relations pharmacocinétiques/ pharmacodynamie (PK/PD), le tout pour sélectionner le meilleur candidat et diminuer le nombre d’études ultérieures. En effet, les candidats médicaments qui présentent des paramètres ADME permettant d’être actifs (bonne absorption et/ou distribution sans être métabolisés ou excrétés trop rapidement) pourront continuer le développement et potentiellement servir dans le traitement de différentes pathologies.

Procédures

- Administration par voie orale ou par injections (unique à réitérée 1 à 3 fois par jour pendant 1 jour à 4 semaines) de composés à évaluer, contention de quelques secondes à 5 minutes maximum (incluant le passage dans une enceinte thermorégulée), administration de 10 secondes à 2 minutes maximum - Prélèvements de sang de faible volume : 6 prélèvements maximum sur 24 heures, 2 fois maximum durant l’étude sur animal vigile, contention de 2 minutes maximum, durée du prélèvement de quelques secondes - Recueils urinaires d’une durée comprise entre 6h (cas standard-approximativement 90% des cas) et 16 heures (cas exceptionnel justifié scientifiquement si besoin d’un volume plus élevé d’urines pour le dosage d’un paramètre à de très faibles niveaux - approximativement 10% des cas) en cage à métabolisme (1 fois par étude au maximum) avec diète hydrique d’une durée correspondant à celle du recueil (6h en standard et 16h maximum) - Prélèvement unique de sang réalisé sous anesthésie et analgésie avant l’euthanasie

Impact sur les animaux

Dans le cadre de ce projet, des nuisances ou douleurs peuvent survenir lors des : ⦁ administrations des composés à évaluer : administration unique à réitérée 1 à 3 fois par jour pendant 1 jour à 4 semaines) : selon les voies utilisées, -contention d’une durée de moins de 15 sec et administration du composé (moins de 10 sec) peuvent générer du stress chez l’animal (maximum 3 administrations par jour) : degré de sévérité léger à modéré selon la voie et le nombre d’administrations -passage dans une enceinte thermorégulée (nécessaire pour dilater les veines et réaliser le geste dans de bonnes conditions) d’une durée maximale de 5min, la contention dans une boite adaptée à l’espèce utilisée (2min maximum) peuvent générer du stress et l’injection de la douleur (maximum 2 fois par jour) : degré de sévérité léger. ⦁ Prélèvements de sang : la contention d’une durée maximale de 2min ainsi que le prélèvement (moins de 30s) peuvent générer du stress et de la douleur (maximum 6 points de prélèvement sur 24h) (Degré de sévérité léger à modéré en fonction du volume total prélevé) ⦁ Recueil urinaire (cages à métabolisme) : le changement d’environnement et l’hébergement individuel de courte durée (6h en standard, et n’excédant pas 16h) peuvent générer un inconfort et un stress pour l’animal (Degré de sévérité léger). ⦁ Administration sous-cutanée (analgésique) : la contention d’une durée maximale de 15s peut générer du stress et l’injection (moins de 10s) de la douleur (degré de sévérité léger). ⦁ Induction de l’anesthésie gazeuse préalable à l’euthanasie : l’induction qui est rapide peut générer du stress. La molécule administrée peut induire en elle-même des effets indésirables (perte de poids par exemple)

Devenir

Des analyses sur le sang (nécessitant un prélèvement de volume important) et/ou tissus post mortem sont effectuées à l’issue des études incluses dans ce projet pour compléter les données collectées in vivo, ne permettant pas la réutilisation des animaux à l’issue de la procédure expérimentale.

Remplacement

Le développement d'un candidat médicament nécessite une approche multidisciplinaire pour évaluer ses propriétés pharmacocinétiques et métaboliques. Si les modélisations informatiques et les tests in vitro (perméabilité, stabilité microsomale, interactions enzymatiques) sont essentiels à la sélection initiale des molécules, ils restent insuffisants pour modéliser la complexité d'un organisme entier. Les études in vivo demeurent indispensables pour caractériser précisément le devenir du candidat médicament. En retour, ces données permettent d'optimiser le choix des modèles in vitro afin d'améliorer la corrélation et la prédictibilité des futurs essais.

Réduction

Pour ces études, en tenant compte des variabilités inter et intra individuelles et en fonction de la question posée, on utilise en standard 3 animaux/sexe, soit le nombre minimum d’animaux pour obtenir des résultats scientifiques fiables et interprétables. Ce chiffre est basé sur l’expérience acquise en interne (reproductibilité des données, variabilité inter-individuelle inhérente au vivo) et sur les pratiques de la communauté scientifique. Exceptionnellement, jusqu’à 12 animaux/sexe par dose, voie d’administration ou formulation différentes peuvent être utilisés (cas d’un candidat médicament ayant une cinétique très compliquée à suivre, c’est-à-dire ayant une cinétique détectable à de très faibles niveaux, ou avec une variabilité inter-individuelle importante nécessitant un nombre de prélèvements importants). Ce nombre d’animaux, ne représentant que 5 à 10% des études intégrées dans ce projet, peut être anticipé grâce à des modélisations informatiques réalisées sur le candidat médicament. Pour optimiser le nombre d’animaux utilisé et le nombre de prélèvements sanguins ou d’organes effectués, les responsables scientifiques utilisent des modèles informatiques basés sur des méthodes mathématiques pour analyser au mieux les données. Le nombre de rongeurs utilisé a également pu être considérablement réduit grâce à la méthode de prélèvement sanguin par microsampling. Cette méthode permet de ne prélever qu’un faible volume de sang et ainsi d’effectuer différents temps de prélèvement sur un même animal tout en respectant les volémies physiologiques pour le rat et en réduisant douleur/angoisse (moins de contention et réduction du temps du geste technique) chez l’animal.

Raffinement

Les doses de candidat médicament à administrer à l’animal sont sélectionnées préalablement in vivo (objet d’un autre projet) afin d’éviter les risques d’une potentielle toxicité des composés testés. Des observations cliniques approfondies sont réalisées chaque jour. Même si les doses utilisées dans les études de ce projet ne doivent pas entraîner de toxicité, si des signes cliniques étaient observés, une décision rapide sera prise en concertation entre le vétérinaire, le responsable scientifique, la Structure chargée du Bien Être des Animaux (SBEA) et les équipes en charge des animaux. Selon les signes, soins, arrêt de traitement, diminution de doses ou euthanasie seront réalisés. Cette décision se base si besoin sur le score d’une grille de points limites spécifique au rat mise en place avant l’apparition des points limites. Les animaux sont manipulés quotidiennement et peuvent être entrainés si l’étude nécessite un geste technique particulier (exemple : contention pour administration par injection). Tous les animaux sont hébergés en groupes, sauf cas exceptionnel justifié scientifiquement (signes cliniques nécessitant l’hébergement individuel ou phase de recueil urinaire par exemple), avec de l’enrichissement adapté (matériel de nidification, matériel à ronger). Au cas par cas, on peut mettre en place des modifications des conditions d’hébergement pour raffinement (ex : chauffage en cas d’hypothermie transitoire). Pour les études d’une durée supérieure à 1 semaine, une puce électronique d’identification couplée à un capteur de température pourra permettre le suivi de la température corporelle de manière non invasive. Lorsque les prélèvements de sang n’excèdent pas 50µL par prélèvement, la technique du microsampling est mise en place. Cette technique, rapide, peu invasive et peu stressante, permet de limiter l’impact d’une cinétique et de respecter les limites de volémie physiologiques du rat. La durée du recueil urinaire est limitée, réalisée en journée sur une durée de 6h ou exceptionnellement en période nocturne

Choix des espèces

Le rat est l’espèce rongeur la plus utilisée dans toutes les études de sécurité non cliniques réalisées après les études incluses dans ce projet (études de sécurité réglementaires notamment), car considéré comme le plus prédictif en toxicologie, ce qui permet de mieux comprendre et caractériser la molécule dans un modèle pertinent sur le plan pharmacologique. Ici les rats utilisés sont de jeunes adultes et des adultes, d’âge équivalent aux études ultérieures à ce projet et conformément aux requis règlementaires. Exceptionnellement, des animaux juvéniles (post-sevrage) pourront être utilisés, lorsque le candidat médicament a pour visée le traitement de pathologie chez de jeunes patients.