Hamsters dorés
Production de sérums caractérisés et spécifiques aux différents variants du SARS-CoV2 pour une meilleure compréhension des relations antigéniques entre ces variants
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
210 hamsters dorés vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque groupe de six est infecté par un variant du SARS-CoV-2 par voie intranasale sous anesthésie, puis mis à mort à 21 jours par ponction cardiaque terminale pour prélever le sérum, avec une perte de poids attendue les premiers jours. Le porteur veut produire des sérums de référence associés à un variant connu, impossibles à obtenir chez l'humain, et prévoit 35 variants sur cinq ans. Sur le remplacement, il affirme qu'en l'absence de sérums humains exploitables il est nécessaire de passer par le hamster, présenté comme le modèle de choix pour le COVID-19.
Objectifs
Le SARS-CoV-2 continue d'évoluer et d'échapper aux réponses des anticorps produits suite à la vaccination ou à une infection passée. Il devient de plus en plus important de comprendre les relations antigéniques entre les variants et de pouvoir tester les échappements possibles des nouveaux variants aux vaccins et aux anticorps utilisés pour le traitement des malades. Or, Il est actuellement impossible d’avoir des sérums humains pour lesquels le variant à l’origine de la production des anticorps serait connu et ce, du fait des campagnes de vaccination et surtout des vagues successives de variants qui ont touchées à plusieurs reprises la population. En conséquence, et en l’absence de solution de substitution, il est nécessaire de passer par le modèle animal qui est le hamster pour le COVID-19. Malgré le facteur limitant associé à la petite taille des animaux qui limite les volumes de sang collectés, ce projet permettra de produire des quantités de sérum suffisantes pour répondre aux besoins de la communauté scientifique. Par ailleurs, la collecte d’autres organes permettra d’obtenir du matériel nécessaire à la mise au point de nouvelles méthodes diagnostic. Ainsi, dès l’identification d’un nouveau variant d’intérêt par les pouvoirs publics (en fonction du nombre de personnes infectées), un groupe de 6 hamsters sera infecté avec ce variant par voie intra-nasale, puis les animaux seront mis à mort après 21 jours. Une prise de sang terminale sera effectuée pour collecter du sérum utilisé pour la caractérisation antigénique de chaque variant. Cela consiste à évaluer pour chaque nouveau variant la protection conférée par les anticorps produits après une infection par les anciens variants. En se basant sur la fréquence d’apparition annuelle de variant, et en prenant en compte les variants actuellement disponibles au laboratoire, on estime que 35 variants seront testés au cours des 5 années du projet.
Bénéfices attendus
La caractérisation des sérums issus de chaque infection par un nouveau variant va permettre de comprendre les relations antigéniques entre ces variants et de pouvoir tester les échappements possibles des nouveaux variants aux vaccins et aux anticorps monoclonaux.
Procédures
Les hamsters seront infectés une seule fois par voie intra-nasale (40μl - animaux anesthésiés - durée = 15 secondes environ). Durant l'anesthésie, les hamsters seront identifiés à l'aide d'une puce implantée sous la peau, entre les omoplates (5 secondes). Une prise de sang intracardiaque sous anesthésie profonde (+ traitement anti-douleur) est effectuée sur tous les hamsters (durée 3 minutes).
Impact sur les animaux
Une perte de poids, progressive et s’étalant sur une période allant jusqu'à 6 jours après l'infection, est attendue chez les hamsters infectés avec du SARS-CoV2. Hormis cette perte de poids, il n’y a pas de symptômes cliniques attendus durant la période d’infection. L’infection n’aboutit jamais à des décès non désirés. 7 jours après l'infection, les animaux commencent à reprendre du poids.
Devenir
Mise à mort pour ponction totale de sang et collecte d'organes.
Remplacement
Il est actuellement impossible d’avoir des sérums humains pour lesquels le variant à l’origine de la production des anticorps serait connu du fait des campagnes de vaccination et surtout des vagues successives de variants qui ont touchées à plusieurs reprises la population. En conséquence, et en l’absence de solution de substitution, il est nécessaire de passer par le modèle animal qui est le hamster pour le COVID-19. Les sérums produits seront issus d’une infection unique des hamsters par un variant bien identifié.
Réduction
35 variants seront testés au cours des 5 années du projet, soit un total de 210 hamsters (35 x 6). Le nombre de hamsters pour chaque variant testé a été déterminé de façon à obtenir les volumes nécessaires de sérum pour pouvoir mener à bien les techniques qui permettront la caractérisation antigénique pour chaque variant. Aucune analyse statistique n’est réalisée. Par ailleurs, une collecte d’autres organes sera effectuée sur l’ensemble de ces hamsters afin de disposer de matériel de référence qui sera utilisé dans le cadre d'un autre projet.
Raffinement
Les hamsters seront hébergés en cage de 2 individus avec un enrichissement composé de nombreux tunnels, abris (afin de satisfaire leur besoin de cachette), cellulose, et de bâtonnets de bois à ronger. Un contrôle de leur état de santé sera assuré tous les jours. Des points limites précis et suffisamment précoces pour leur éviter toute souffrance prolongée et inutile ont par ailleurs été définis.
Choix des espèces
Les études scientifiques menées sur le SARS-CoV-2 ont maintenant largement démontré que le hamster doré était un modèle expérimental qui présentait une forte sensibilité au virus (atteintes respiratoires, perte de poids) ainsi qu'une forte réceptivité (multiplication du virus dans les poumons). Le hamster est donc un modèle d’infection de choix. De précédentes expérimentations ont permis de caractériser la réceptivité et la sensibilité des hamsters adultes vis-à-vis des souches SARS-CoV-2 utilisées au laboratoire. Des hamsters adultes de 6 semaines à réception seront utilisés
Utilisation de l’imagerie in vivo pour l’évaluation des candidats vaccins et l’amélioration des vaccins existants
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
Rats : 200
Hamsters dorés : 300
Autres rongeurs : 200
Lapins : 100
Cochons : 100
Macaques à longue queue : 80
8 980 animaux non-humains vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, une partie tuée et les autres réutilisés, adoptés ou renvoyés à l'élevage. L'effectif comprend 8 000 souris, 300 hamsters dorés, 200 rats, 200 autres rongeurs, 100 lapins, 100 porcs miniatures et 80 macaques à longue queue, infectés par des bactéries ou virus modifiés puis suivis par imagerie sous anesthésie. Le porteur indique que les produits sont "en général bien tolérés" et n'attend que des réactions locales, sans détailler les effets de l'infection sur chaque espèce. Cette société décrit un service d'évaluation de vaccins destiné aux dossiers réglementaires et affirme que l'imagerie in vitro ne peut se substituer aux "organismes entiers".
Objectifs
Ce projet a pour objectifs d’évaluer la qualité de nouveaux vaccins (exemple à la base de l’ARNm) ou de vaccins existants grâce à l’imagerie par fluorescence et/ou par bioluminescence, ou par mesure du poids moléculaire des lipides grâce au MALDI-MSI (Matrix-Assisted Laser Desorption Ionization as a Mass Spectrometry Imaging). Les critères d’évaluation sont : - La protection des vaccins développés en traitements préventifs et/ou thérapeutiques de maladies infectieuses grâce au suivi des pathogènes (bactéries/virus génétiquement modifiées) ou marqués par des molécules fluorescentes - La biodistribution et le mécanisme d’action des différentes molécules (ex : cellules, antigènes, adjuvants, anticorps, nanoparticules). Le suivi de certaines molécules d’intérêt par fluorescence est possible grâce à un fluorochrome (molécules assez petite) pouvant se greffer sur des molécules biologiques avec une perturbation nulle ou minimale de leurs propriétés physico-chimiques. Ainsi, la fluorescence peut par exemple être utilisée pour un suivi de biodistribution effectué par exemple sur des anticorps, des peptides, ou bien des acides nucléiques. L’imagerie par bioluminescence est une modalité faisant appel au génie génétique. Son principe repose sur l’intégration du gène codant pour la luciférase qui est une enzyme présente, à l’état naturel, dans des organismes tels que la luciole ou l’anémone de mer. Si ce gène est correctement intégré, les cellules vivantes exprimeront la luciférase qui, au contact de son substrat, la luciférine, donnera lieu à une réaction enzymatique émettrice de photons. Ces photons seront détectés par la caméra à haute sensibilité. Il sera alors possible de localiser et de quantifier in vivo les cellules ayant intégrées la construction luciférase.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus pour ce projet sont multiples : i) Sélection des antigènes et des adjuvants constituant le vaccin, ii) Évaluation de la biodistribution et des mécanismes d’action du vaccin, iii) Évaluation de la performance du vaccin au niveau préclinique avant les essais cliniques chez l’homme, iv) Support au développement des procédés des antigènes et des adjuvants. Ces différentes données précliniques ont pour but de supporter des essais cliniques et l’enregistrement du candidat vaccin ou l’amélioration de vaccins existants. Ces données sont généralement incluses aux différents dossiers réglementaires.
Procédures
En plus des paramètres mesurés par imagerie in vivo, des prélèvements de sang ou autres fluides biologiques (écouvillonnages nasaux, vaginaux, lavages broncho-alvéolaires, liquide cérébro-spinal, etc.) peuvent être réalisés afin d’étudier la virémie ou la bactériémie à des temps intermédiaires. Occasionnellement, différents organes et fluides physiologiques sont prélevés en fin d'étude après euthanasie des animaux pour déterminer des charges virales, bactériennes, parasitaires, l'expression d'antigènes in vivo, réponses immunes pré et post-infection etc. Occasionnellement, des animaux infectés peuvent être euthanasiés avant la fin de l'étude pour répondre à des questions particulières (imagerie ex vivo, réponses immunes précoces à l'infection contre une charge infectieuse, etc.) Concrètement, les animaux sont soumis à : - Des observations cliniques quotidiennes (observation de l’état général des animaux, des sites injectes, gonflements des ganglions, mobilité, etc.) - Des pesées quotidiennes ou hebdomadaires (contention pour mesurer l’évolution du poids corporel) - Des anesthésies volatiles quotidiennes ou hebdomadaires ou chimiques, - Des injections par différentes voies d’administration, intramusculaire de 1 à 3 injections à 1 à 4 semaines d’intervalle, intranasale de 1 à 3 injections à 1 à 4 semaines d’intervalle, sublinguale de 1 à 3 injections à 1 à 4 semaines d’intervalle, intraveineuse , intrapéritonéale - Des prélèvements de sang, d’organes (1 fois en prélèvement terminal), de fluides corporels (urine, salive), fèces etc. - Des euthanasies en phase terminale effectuées sous anesthésies par du personnel spécifiquement formé et selon la procédure en vigueur.
Impact sur les animaux
Le projet consiste en l’administration d’un ou plusieurs antigènes marqués ou non et si nécessaire d’un adjuvant marqué ou non. Les produits sont en général bien tolérés. Aucune réaction systémique n’est attendue. Quelques réactions locales (rougeur, nodule, abcès froid) sont possibles.
Devenir
Certaines procédures nécessitent de l’imagerie ex vivo sur des organes spécifiques ce qui implique une euthanasie des animaux. Les autres animaux peuvent être réutilisés, replacés ou adoptés.
Remplacement
Des essais in vitro sont également utilisés pour déterminer les seuils de détection in vitro et ex vivo des appareils d’imagerie, ils apportent des données complémentaires mais, à ce jour, ne peuvent se substituer aux essais in vivo sur des organismes entiers.
Réduction
Les schémas expérimentaux de ce projet feront l’objet d’une revue par des biostatisticiens, afin de calculer au plus juste le nombre d’animaux nécessaire. Il est à noter que l’imagerie in vivo permet un suivi longitudinal sur une durée définie de chaque animal qui est par conséquent son propre témoin, ce qui permet de réduire considérablement le nombre d’animaux par étude. En effet, en se basant sur les études effectuées au cours des 5 dernières années, maximum 1000 souris par an seront dédiées aux études de biodistribution et de criblage des molécules, antigènes etc. Environ 50 souris par groupe avec 2 à 4 groupes par étude et 4 à 5 études par an. De plus, maximum 600 souris par an seront utilisées pour les autres études, par exemple, mécanisme d’action et la formation et preuve de concept. Maximum 60 hamsters et 40 rats par an seront dédiés à des études avec des agents pathogènes. Pour ces études 4 à 6 animaux par groupe seront utilisés avec 3 à 4 groupes par étude. Maximum 2 à 3 études par an seront réalisées. Maximum 20 lapins par an seront utilisé pour des recherches spécifiques d’inflammation. Pour ces tests 3 à 5 animaux par groupe avec 1 à 2 groupes par étude sont prévus. Une à deux études par an seront effectuées pour ces recherches spécifiques. Concernant les miniporcs et les PNH, nous allons effectuer deux études maximums par an et par espèce. Ces études rares seront dédiées pour étudier les mécanismes d’action de certaines molécules spécifiques ainsi que l’immunogénicité de ces molécules chez ces espèces. Quatre à six animaux par groupe avec 1 ou 2 groupes par étude sont prévus.
Raffinement
Pour les procédures ou d’effets indésirables sont attendus, des points limites sont mis en place afin d’éviter aux animaux toutes atteintes potentielles à leur bien être tout au long des dites procédures. Les animaux sont hébergés en groupe dans des cages contenant des dispositifs d’enrichissement. Les locaux utilisés sont conformes aux standards réglementaires et suivis par un personnel spécifiquement formé. De plus, le raffinement réside dans deux caractéristiques principales. Tout d’abord, dans la majorité des cas, cette technique est non invasive puisque les souris sont simplement anesthésiées pendant une courte durée lors des acquisitions d’images et réchauffées grâce à un plateau chauffant afin d’éviter les risques d’hypothermie. D’autre part, la sensibilité des appareils d’imagerie in vivo permet de diminuer les doses de pathogènes administrées aux animaux par rapport aux modèles classiques.
Choix des espèces
L’imagerie préclinique in vivo est une technique initialement adaptée au petit animal (principalement la souris et les rats/hamster avec un poids inférieur à 200g). Ceci est dû à la détection difficile du signal lumineux dans les tissus profonds des animaux de plus grande taille. Néanmoins, de nouvelles techniques semi-invasives permettent d’étendre le champ d’application de l’imagerie in vivo à des espèces plus grandes (ex : lapin, miniporc, macaque) et font l’objet d’une procédure spécifique. Le modèle animal utilisé est sélectionné également en fonction des antigènes évalués, du type de réponse immune analysé et des données de la littérature ou des connaissances scientifiques. D’autre part, certaines espèces animales sont sensibles aux pathogènes d’intérêt et d’autres non. D’autres aspects techniques sont aussi à prendre en compte : taille des animaux (voie ou volume des administrations, volume de prélèvement…), disponibilité des outils immunologiques adaptés à l’espèce (cytokines, marqueurs cellulaires…). Les souris mutantes ou transgéniques constituent dans certains cas une opportunité unique pour étudier les mécanismes d’actions et les voies associées à la réponse immunitaire.
Caractérisation par Imagerie par Résonance Magnétique d’un modèle de stéatose hépatique non alcoolique chez le hamster.
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Troubles gastrointestinaux
8 hamsters dorés vont être utilisés, tous tués à l'issue, six dans des procédures classées modérées. Soumis à un régime hypercalorique, ils développent des lésions du foie, de l'obésité et des complications cardiovasculaires, et sont suivis par IRM sous anesthésie avant d'être tués pour prélever le foie, afin de caractériser un modèle de stéatose hépatique. Le porteur indique que la maladie induite s'accompagne de douleur, les animaux pouvant être prostrés et le dos courbé. Il justifie le choix du hamster par un métabolisme des lipoprotéines "plus prédictif" que celui de la souris ou du rat.
Objectifs
La prévalence des maladies du foie gras non alcoolique (NAFLD) augmente considérablement dans le monde entier. Les NAFLD représentent un spectre de troubles, dont la stéatose hépatique non alcoolique (NASH) dans laquelle on observe des infiltrats inflammatoires, un gonflement des hépatocytes, et une fibrose, augmentant le risque d'atteindre des stades plus graves, à savoir la cirrhose et le carcinome hépatocellulaire. L'inactivité physique et la consommation d'aliments à forte densité énergétique contribuent à augmenter la prévalence de la NASH. L'augmentation de l'apport alimentaire en fructose par la consommation d'aliments transformés et de boissons est également soupçonnée d'être un facteur important de cette pathologie. Bien que les changements de mode de vie et de régime alimentaire restent la principale intervention, de nouvelles thérapies ciblant la NASH sont nécessaires, mais aucun médicament efficace pour le traitement de la NASH n'est actuellement disponible. Une grande quantité de modèles NASH est actuellement disponible, avec diverses approches basées sur l'induction alimentaire, l'induction chimique ou la modification génétique. Bien que ces modèles soient des outils indispensables au développement de médicaments, aucun ne reproduit complètement le phénotype de la NASH observé en clinique. Le hamster semble reproduire le métabolisme des lipoprotéines humaines et pourrait être plus prédictif que le rat et la souris communéments utilisés, pour évaluer les effets des médicaments sur le métabolisme des lipoprotéines. L’objectif de ce projet est la caractérisation d’un nouveau modèle NASH chez le Hamster, généré par une approche basée sur l’induction alimentaire, à l’aide de l’Imagerie par Résonance Magnétique (IRM). La méthode d’observation qui sera utilisée dans le cadre de ce projet est l’IRM. Cette technique d’imagerie non ionisante permettra un suivi non-invasif des animaux inclus dans cette étude, du début à la fin de l'étude. Ce projet permettra également la mise au point d’un protocole IRM standardisé pour les modèles NASH sur rongeurs en recherche préclinique, permettant ainsi d'ouvrir la voie sur cette méthode de suivi en recherche préclinique.
Bénéfices attendus
Bien que cette pathologie touche environ un quart de la population mondiale adulte, aucune réelle solution thérapeutique contre la NASH n’existe à ce jour. Ce projet permettra sur le long terme de développer des solutions thérapeutiques efficaces contre la NASH en développant un modèle et une méthode de suivi adaptés au modèle humain.
Procédures
Examens IRM (sous anesthésie générale, durée 1h maximum par examen IRM) : 1 IRM pour 2 animaux lors de la première étude ; 4 IRM pour 6 animaux lors de la deuxième étude.
Impact sur les animaux
La mise sous régimes hypercaloriques va entrainer des effets nuisibles sur la santé des animaux tels que des lésions hépatiques, de l'obésité, des complications rénales et cardiovasculaires. Ces lésions hépatiques et leurs conséquences (stéatose, inflammation, fibrose) sont caractéristiques des maladies du foie pour laquelle la douleur est une caractéristique observable. Les animaux peuvent être prostrés et avoir le dos courbé. L'obésité réduit la mobilité des animaux, ce qui est attendu. La mise sous régime enrichi en graisse sur une longue période peut entrainer une souillure du pelage voir des dermatites car le régime est gras et friable. Les complications cardiovasculaires peuvent également induire des douleurs qui se manifestent par une prostration, généralement avec le dos courbé.
Devenir
Les animaux devront être euthanasiés à l’issue de chaque procédure afin de prélever le foie et effectuer des analyses complémentaires des lésions (histologie).
Remplacement
Les méthodes alternatives de culture cellulaire avec une simple couche de cellules ou un organoïde aboutissent a des résultats limités et ne rendent pas compte de la complexité de l’évolution de cette pathologie au niveau du système hépatique. Le suivi de l’évolution de la pathologie dans le temps ne peut être réalisé que sur animaux vivants. En effet, l’objectif est de suivre la mise en place de la stéatose dans le temps via un régime spécial. Cela ne peut être réalisé que par un suivi des animaux par imagerie (IRM).
Réduction
Au total 8 animaux seront utilisés (6 et 2). Un nombre minimum d’animaux est utilisé ici. Un gros avantage de l’IRM est de pouvoir faire le suivi longitudinal d’un même animal tout au long de l’étude, évitant ainsi des groupes d’animaux supplémentaires prévus pour des euthanasies intermédiaires comme souvent pratiqué.
Raffinement
Afin d’assurer au maximum le bien-être des animaux, l’IRM, qui est une modalité d’imagerie non-invasive et non-ionisante, sera la méthode de suivi utilisée. Les animaux auront une période d’acclimatation à l’animalerie d'au minimum 7 jours avant le début des procédures expérimentales. Tous les animaux recevront un enrichissement du milieu adapté à leur espèce : du papier kraft sera donné pour les nids, ainsi que des buchettes de bois petit format et carré de coton. Des points limites suffisamment prédictifs sont mis en place.
Choix des espèces
Le hamster offre plusieurs avantages dans le développement de modèles NASH. La protéine de transfert des esters de cholestérol (CETP) joue un rôle important dans le métabolisme du cholestérol humain et modifie le profil des lipoprotéines. Contrairement à la souris et au rat, le hamster syrien doré produit de la CETP. Par conséquent, ce modèle animal reproduit mieux le métabolisme des lipoprotéines humaines et est plus prédictif pour évaluer les effets des médicaments sur le métabolisme des lipoprotéines. Les hamsters présentent également un métabolisme du cholestérol et des acides biliaires semblable à celui des humains. Le hamsters sous régime enrichi en graisse, en cholestérol et en fructose montre une meilleure réponse pour induire la NASH et la fibrose hépatique par rapport aux modèles rat ou souris. Dans le cadre de la première phase, les animaux seront jeunes adultes. L’animal « NASH » et l’animal « contrôle » n’auront pas forcément exactement le même âge, mais cela ne nuira pas aux résultats de l’étude, l’objectif étant d’élaborer un protocole adapté sur foie sain et foie pathologique. Dans le cadre de la deuxième phase, les animaux commenceront leur régime chez le fournisseur à 4-5 semaines. Au début des observations, ils auront alors 16 ou 17 semaines et seront de jeunes adultes.
Etude de l’efficacité in vivo d’un boost d’un candidat vaccin contre le SARS-CoV2 1/2
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
188 hamsters dorés vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, 132 d'entre eux passant d'une procédure à la suivante avant d'être tués. Ils sont immunisés sous anesthésie, subissent des prises de sang, puis sont infectés par le SARS-CoV-2 par voie nasale et suivis pour la perte de poids, afin de tester un rappel avec un vaccin à ARN "générique". Le porteur relie ce candidat à un objectif d'accès aux vaccins dans les pays "à revenu faible et intermédiaire", et présente les essais précliniques sur animaux comme une étape "indispensable". Les manipulations ayant lieu en laboratoire de haute sécurité, tous les survivants sont tués à la fin.
Objectifs
Ce projet s’inscrit dans une initiative qui a pour mission de faciliter le développement et d'améliorer l'accès aux médicaments essentiels dans les pays à revenu faible et intermédiaire, et notamment l’accès aux vaccins contre la COVID-19. Ce projet propose d’évaluer chez le modèle hamster l’efficacité d’un boost avec le vaccin ARN ‘générique’ à distance d’une immunisation complète, c’est-à-dire lorsque les anticorps produits suite à l’immunisation avec un autre vaccin commercialisé contre le SARS-CoV-2 auront disparus. L’évaluation de l’efficacité s’effectuera sur 2 critères principaux : - L’Immunogénicité induite par le boost avec le vaccin générique. - La protection induite par le vaccin grâce à la réalisation de challenge infectieux en regardant plusieurs critères d’efficacité : la réplication virale au sein de différents organes (prélèvements post-mortem), la symptomatologie (apparition de signes cliniques et utilisation de points limites adaptés pour prévenir la souffrance animale) et l’histopathologie (réalisée sur des organes prélevés post-mortem). C’est un projet multisite impliquant deux laboratoires différents situés dans le même bâtiment.
Bénéfices attendus
Les résultats de ce projet permettront de vérifier l'efficacité d'un boost réalisé avec un vaccin 'ARN' générique produit par le Centre de Transfert de la Technologie des vaccins à ARN messager afin de réduire les inégalités dans l’accès aux vaccins contre la COVID-19 dans les pays à revenu faible et intermédiaire.
Procédures
Dans le premier établissement utilisateur : Les animaux seront immunisés par voie intramusculaire (une injection dans une cuisse). Cette intervention dure en moyenne 5 minutes (anesthésie + immunisation). Une dose de rappel sera effectuée 21 jours après cette première injection (dans l'autre cuisse), selon les mêmes conditions, puis une dose de boost environ 210 jours après la dernière injection. Cette immunisation n’induit qu’une douleur légère et de courte durée. Ces immunisations seront réalisées sous anesthésie générale. Des prélèvements sanguins seront réalisées sous anesthésie générale (trois maximum par animal, avec un intervalle d’au moins 21 jours entre deux prélèvements). Cette intervention dure en moyenne 6 minutes (anesthésie + prélèvement). Les animaux sont également pesés régulièrement (1 minute). Après leur transfert dans le deuxième établissement utilisateur : Les animaux, anesthésiés au préalable, seront infectés par le SARS-CoV-2 par voix intranasale. Cette intervention dure en moyenne 4 minutes (anesthésie + infection) et ne s'effectue qu'une seule fois. Les animaux sont également pesés tous les jours (1 minute). Un ou deux prélèvements seront effectués sur chaque animal: le lavage nasal. Il sera réalisé une seule fois par jour, au maximum deux jours consécutivement et dure en moyenne 4 minutes (anesthésie + lavage nasal).
Impact sur les animaux
Concernant l’immunisation : l’administration d’un vaccin chez le hamster induit une douleur légère et de courte durée. Les animaux sont anesthésiés pour l’immunisation par voie intramusculaire, la réalisation de prélèvements sanguins et l’infection par voie intranasale. Les animaux sont également pesés tous les jours. Le SARS-CoV-2 entraine une pathologie pulmonaire non mortelle et spontanément résolutive chez le hamster. Le principal symptôme observé est une perte de poids survenant généralement entre le 4ème et le 7ème jour post-infection. Un lavage nasal, sous anesthésie, est réalisé une ou deux fois pour chaque animal.
Devenir
Les manipulations s'effectuant avec un virus infectieux et ayant lieu dans un laboratoire NSB3, l'ensemble des animaux survivants sont mis à mort à la fin de chaque procédure.
Remplacement
Le développement d’un vaccin passe par plusieurs étapes indispensables. La première est sa construction : l’objectif est de présenter des éléments caractéristiques du microbe ciblé au système immunitaire. La seconde correspond aux essais précliniques, qui est le cadre dans lequel s'inscrit notre projet. C’est une étape indispensable pour sélectionner les meilleurs candidats et éviter d’administrer à des humains des vaccins inefficaces ou qui seraient trop inflammatoires. L’utilisation d’animaux est indispensable car elle permet d’évaluer l’efficacité du candidat vaccin en condition réelle, mettant en jeu le système immunitaire complet d’un être vivant. Enfin, la dernière consiste à réaliser des essais cliniques chez l’Homme.
Réduction
Les effectifs ont été calculés grâce au logiciel G*Power, pour une puissance de 80%, un risque alpha de 5%. Au sein de la littérature, ainsi qu’au cours de nos expériences précédentes, nous avons observé et obtenu un écart type de 0.5log (en quantité de particules virales) chez les animaux non immunisés et de 0.4log (en unités arbitraires, pour les sérologies) chez les animaux immunisés. Pour considérer une différence de 1log comme significative (en quantité de particules virales et en unités arbitraires pour les sérologies), nous avons donc utilisé une « taille d'effet » de 2 pour le calcul (Taille d'effet = Δ/écart-type).
Raffinement
Pour réduire au minimum la douleur, la souffrance et l’angoisse, les animaux seront anesthésiés (isoflurane) pour l’immunisation par voie intramusculaire, la réalisation de prélèvements sanguins, l’infection par voie intranasale et lors de la réalisation d’un lavage nasal (Induction au sein d’une boite : Isoflurane 5%, 2L/min). D’autre part, un traitement analgésique (buprénorphine) sera administré lorsque les hamsters présentent une atteinte de l’état général (mesuré quantitativement grâce à une grille de score). Par ailleurs, des points limites adaptés, entrainant la mise à mort de l’animal, ont été choisis. Les animaux (3 ou 4 par cage) seront hébergés en cage enrichie par un « aspen brick » et des « paper shaving », et ne seront soumis à aucune privation de nourriture ou d’eau. Ils seront surveillés cliniquement et pesés régulièrement durant la période d’expérimentation (quotidiennement après infection). Le transport des animaux entre les 2 établissements utilisateurs sera effectué de la façon suivante (les 2 établissements sont dans le même bâtiment à un étage de distance) : Les cages contenant 3 animaux (enrichies en aspen brick et paper shaving et sans privation de nourriture et boisson) seront opacifiées par l’ajout de couvertures sombres et le transfert aura lieu en période de faible affluence.
Choix des espèces
Mesocricetus auratus est le modèle de référence pour le virus du SARS-CoV-2 puisque la souche originelle de SARS-CoV-2 est capable d’infecter naturellement les hamsters syriens dorés. Animaux âgés de 3 à 10 semaines. Ces âges correspondent aux stades de développement des hamsters utilisés par la communauté scientifique pour les études précliniques sur le SARS-CoV-2.
Etude de l’efficacité in vivo d’un boost d’un candidat vaccin contre le SARS-CoV2 2/2
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
188 hamsters dorés vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent plusieurs immunisations sous anesthésie et des prélèvements sanguins, puis sont infectés par le SARS-CoV-2 par le nez, pour évaluer un rappel d'un vaccin à ARN destiné aux pays à faible revenu. Le porteur indique que l'infection provoque une perte de poids entre le quatrième et le septième jour et que tous les animaux survivants sont mis à mort, les manipulations ayant lieu en laboratoire de haute sécurité. Sur le remplacement, il affirme que l'usage d'animaux est "indispensable" pour évaluer le vaccin sur un système immunitaire complet.
Objectifs
Ce projet s’inscrit dans une initiative qui a pour mission de faciliter le développement et d'améliorer l'accès aux médicaments essentiels dans les pays à revenu faible et intermédiaire, et notamment l’accès aux vaccins contre la COVID-19. Ce projet propose d’évaluer chez le modèle hamster l’efficacité d’un boost avec le vaccin ARN ‘générique’ à distance d’une immunisation complète, c’est-à-dire lorsque les anticorps produits suite à l’immunisation avec un autre vaccin commercialisé contre le SARS-CoV-2 auront disparus. L’évaluation de l’efficacité s’effectuera sur 2 critères principaux : - L’Immunogénicité induite par le boost avec le vaccin générique. - La protection induite par le vaccin grâce à la réalisation de challenge infectieux en regardant plusieurs critères d’efficacité : la réplication virale au sein de différents organes (prélèvements post-mortem), la symptomatologie (apparition de signes cliniques et utilisation de points limites adaptés pour prévenir la souffrance animale) et l’histopathologie (réalisée sur des organes prélevés post-mortem). C’est un projet multisite impliquant deux laboratoires différents situés dans le même bâtiment.
Bénéfices attendus
Les résultats de ce projet permettront de vérifier l'efficacité d'un boost réalisé avec un vaccin 'ARN' générique produit par le Centre de Transfert de la Technologie des vaccins à ARN messager afin de réduire les inégalités dans l’accès aux vaccins contre la COVID-19 dans les pays à revenu faible et intermédiaire.
Procédures
Dans le premier établissement utilisateur : Les animaux seront immunisés par voie intramusculaire (une injection dans une cuisse). Cette intervention dure en moyenne 5 minutes (anesthésie + immunisation). Une dose de rappel sera effectuée 21 jours après cette première injection (dans l'autre cuisse), selon les mêmes conditions, puis une dose de boost environ 210 jours après la dernière injection. Cette immunisation n’induit qu’une douleur légère et de courte durée. Ces immunisations seront réalisées sous anesthésie générale. Des prélèvements sanguins seront réalisées sous anesthésie générale (trois maximum par animal, avec un intervalle d’au moins 21 jours entre deux prélèvements). Cette intervention dure en moyenne 6 minutes (anesthésie + prélèvement). Les animaux sont également pesés régulièrement (1 minute). Après leur transfert dans le deuxième établissement utilisateur : Les animaux, anesthésiés au préalable, seront infectés par le SARS-CoV-2 par voix intranasale. Cette intervention dure en moyenne 4 minutes (anesthésie + infection) et ne s'effectue qu'une seule fois. Les animaux sont également pesés tous les jours (1 minute). Un ou deux prélèvements seront effectués sur chaque animal: le lavage nasal. Il sera réalisé une seule fois par jour, au maximum deux jours consécutivement et dure en moyenne 4 minutes (anesthésie + lavage nasal).
Impact sur les animaux
Concernant l’immunisation : l’administration d’un vaccin chez le hamster induit une douleur légère et de courte durée. Les animaux sont anesthésiés pour l’immunisation par voie intramusculaire, la réalisation de prélèvements sanguins et l’infection par voie intranasale. Les animaux sont également pesés tous les jours. Le SARS-CoV-2 entraine une pathologie pulmonaire non mortelle et spontanément résolutive chez le hamster. Le principal symptôme observé est une perte de poids survenant généralement entre le 4ème et le 7ème jour post-infection. Un lavage nasal, sous anesthésie, est réalisé une ou deux fois pour chaque animal.
Devenir
Les manipulations s'effectuant avec un virus infectieux et ayant lieu dans un laboratoire NSB3, l'ensemble des animaux survivants sont mis à mort à la fin de chaque procédure.
Remplacement
Le développement d’un vaccin passe par plusieurs étapes indispensables. La première est sa construction : l’objectif est de présenter des éléments caractéristiques du microbe ciblé au système immunitaire. La seconde correspond aux essais précliniques, qui est le cadre dans lequel s'inscrit notre projet. C’est une étape indispensable pour sélectionner les meilleurs candidats et éviter d’administrer à des humains des vaccins inefficaces ou qui seraient trop inflammatoires. L’utilisation d’animaux est indispensable car elle permet d’évaluer l’efficacité du candidat vaccin en condition réelle, mettant en jeu le système immunitaire complet d’un être vivant. Enfin, la dernière consiste à réaliser des essais cliniques chez l’Homme.
Réduction
Les effectifs ont été calculés grâce au logiciel G*Power, pour une puissance de 80%, un risque alpha de 5%. Au sein de la littérature, ainsi qu’au cours de nos expériences précédentes, nous avons observé et obtenu un écart type de 0.5log (en quantité de particules virales) chez les animaux non immunisés et de 0.4log (en unités arbitraires, pour les sérologies) chez les animaux immunisés. Pour considérer une différence de 1log comme significative (en quantité de particules virales et en unités arbitraires pour les sérologies), nous avons donc utilisé une « taille d'effet » de 2 pour le calcul (Taille d'effet = Δ/écart-type).
Raffinement
Pour réduire au minimum la douleur, la souffrance et l’angoisse, les animaux seront anesthésiés (isoflurane) pour l’immunisation par voie intramusculaire, la réalisation de prélèvements sanguins, l’infection par voie intranasale et lors de la réalisation d’un lavage nasal (Induction au sein d’une boite : Isoflurane 5%, 2L/min). D’autre part, un traitement analgésique (buprénorphine) sera administré lorsque les hamsters présentent une atteinte de l’état général (mesuré quantitativement grâce à une grille de score). Par ailleurs, des points limites adaptés, entrainant la mise à mort de l’animal, ont été choisis. Les animaux (3 ou 4 par cage) seront hébergés en cage enrichie par un « aspen brick » et des « paper shaving », et ne seront soumis à aucune privation de nourriture ou d’eau. Ils seront surveillés cliniquement et pesés régulièrement durant la période d’expérimentation (quotidiennement après infection). Le transport des animaux entre les 2 établissements utilisateurs sera effectué de la façon suivante (les 2 établissements sont dans le même bâtiment à un étage de distance) : Les cages contenant 3 animaux (enrichies en aspen brick et paper shaving et sans privation de nourriture et boisson) seront opacifiées par l’ajout de couvertures sombres et le transfert aura lieu en période de faible affluence.
Choix des espèces
Mesocricetus auratus est le modèle de référence pour le virus du SARS-CoV-2 puisque la souche originelle de SARS-CoV-2 est capable d’infecter naturellement les hamsters syriens dorés. Animaux âgés de 3 à 10 semaines. Ces âges correspondent aux stades de développement des hamsters utilisés par la communauté scientifique pour les études précliniques sur le SARS-CoV-2.
Formation aux procédures expérimentales
- Formation professionnelle
Rats : 300
Hamsters dorés : 75
Lapins : 30
Poissons zèbres : 210
4 715 animaux non-humains vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance de sans réveil à modéré. Environ 4 100 souris, 300 rats, 210 poissons zèbres, 75 hamsters dorés et 30 lapins servent à entraîner des expérimentateurs aux prélèvements, injections, gavages et actes chirurgicaux. Le porteur précise que les animaux sont tués pour apprendre aussi la mise à mort et le prélèvement d'organes. Il mobilise des animaux surnuméraires ou réutilisés, commence l'apprentissage sur des peluches et des cadavres, et qualifie le recours aux animaux vivants de "nécessaire" et "essentiel".
Objectifs
Les personnes souhaitant pratiquer des actes techniques ou de chirurgie sur les animaux de laboratoire doivent suivre une formation réglementaire selon l’arrêté du 1 er février 2013 relatif à l’acquisition et à la validation des compétences des personnels des établissements utilisateurs d’animaux à des fins scientifiques. Cette formation comprend différents modules imposés par la réglementation. Le nombre d’heures de pratique dans les formations réglementaires est insuffisant pour la bonne maitrise de ces gestes. La mise en place des formations continues et de travaux pratiques (TP) in vivo pour les expérimentateurs a pour but de bien les former afin qu’ils maitrisent les actes qu’ils vont appliquer dans leurs projets et de répondre aux exigences de la législation française qui impose de : Tenir à jour un tableau de suivi permettant de s’assurer que le personnel dispose d’un niveau d’études, de compétences et d’une formation continue adéquats et vérifier que l’adéquation entre les compétences et les missions est effective lors de la prise de poste afin de définir, le cas échéant, un programme de formation adaptée à la personne et à la fonction exercée. La personne nominativement désignée pour cette tâche par le responsable de l’établissement tient à la disposition des agents de contrôle habilités tous les éléments permettant de vérifier que les compétences des personnels correspondent à la fonction exercée. Notre projet est donc éducatif. Il s’agit d’accompagner et de suivre les expérimentateurs pour des actes techniques et chirurgicaux : - préhension, contention, et manipulation, adaptées aux différentes procédures de routine ; - marquage individuel ; - administration et prélèvements de routine ; - anesthésie fixe et gazeuse ; - asepsie ; - mise à mort ; - actes chirurgicaux : sutures, vagotomie, prélèvement d’organes (thyroïdectomie, splénectomie…), ischémie rénale, cathéterisation…sur des animaux anesthésiés.
Bénéfices attendus
La mise en place des formations continues et de travaux pratiques (TP) in vivo pour les expérimentateurs a pour but de bien les former afin qu’ils maitrisent les actes qu’ils vont appliquer et le suivi des animaux dans leurs projets et de répondre aux exigences de la législation française. En matière de 3R, le bon apprentissage de ces techniques permettra de réduire les échecs des futurs expérimentateurs dans leurs projets et par conséquent le nombre d’animaux utilisés. Il permettra également l’amélioration de raffinement pour les différents gestes appliqués sur les animaux.
Procédures
Prise de sang sur animaux vigiles ou anesthésiés, quelques secondes, une fois. Administrations : intra-péritonéales, intra-musculaire, sous-cutanée, intra-dermique sur animaux vigiles ou anesthésiés, quelques secondes, une fois. Administrations : intra-veineuse sur animaux anesthésiés (rétro-orbitaire) ou vigiles (veine caudale), quelques secondes. Administrations : nasales, intra-trachéales, intrathécales, interosseuses sur animaux anesthésiés, quelques secondes, une fois. Gavage sur animaux vigiles, quelques secondes, une fois. Acte chirurgical, 30 à 60 min selon le geste, une fois
Impact sur les animaux
Ce projet inclut des actes chirurgicaux occasionnant des douleurs et un inconfort modéré. Ces actes seront réalisés sous anesthésie gazeuse/injectable et analgésie, en conditions optimales d’asepsie et avec un contrôle rigoureux des animaux en post-opératoire par le vétérinaire formateur afin d’éviter/minimiser la douleur et l’inconfort. Les différents actes d’administrations et de prélèvements n’occasionnent qu’une douleur, une souffrance ou une angoisse légère de courte durée ainsi que celles sans incidence significative sur le bien-être ou l'état général des animaux. Une partie de ces gestes sont réalisés sur des animaux anesthésiés.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de chaque procédure car ils sont utilisés pour la formation à la mise à mort et à la réalisation de prélèvement d'organes.
Remplacement
Dans ce projet l’utilisation d’animaux est nécessaire pour permettre aux expérimentateurs le bon apprentissage des techniques appliquées sur les animaux en conditions réelles. Cela permet d’éviter par la suite de nombreuses erreurs qui peuvent se faire parfois au détriment du bien-être animal. Il est donc essentiel que la formation à cette méthode implique des animaux vivants en plus des autres méthodes alternatives. L’apprentissage commence par l’utilisation des peluches et des cadavres.
Réduction
Ce projet utilisera des animaux surnuméraires d'une activité d'élevage ou des animaux réutilisés d’autres projets. Le nombre d’animaux utilisés est minimisé par la possibilité d’appliquer deux ou 3 gestes légers sur le même animal. Le nombre d’animaux a été déterminé selon le nombre de personnes à former. Plusieurs sessions de travaux pratiques sur souris, rats, poisson zèbres, hamsters et lapins seront organisées par an, chaque session accueille en moyenne 5-10 participants En général, 1 animal est prévu pour la démonstration et 4 souris, 2 rats, 4 poissons zèbres, 1 hamster et 1 lapin par participant sont prévus pour chaque session.
Raffinement
La procédure expérimentale modérée de ce projet implique une anesthésie, une analgésie, un suivi quotidien des animaux, et des points limites précoces et spécifiques liés à l’acte chirurgical ainsi que les actions à mettre en place pour chaque point limite.
Choix des espèces
L’utilisation de souris s’impose pour former à la pratique de procédures expérimentales sur souris qui est l'espèce la plus utilisée dans l'établissement utilisateur. Certaines procédures ne sont applicables que sur les rats, hamsters, lapins et poissons zèbres d’où la nécessité d’utiliser ces espèces. Souriceaux et adultes pour les souris et adultes pour les autres espèces correspondant aux animaux utilisés classiquement lors des procédures expérimentales
Etude de l’effet de la longueur de la chaine carbonée des acides gras sur la lipémie postprandiale
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
24 hamsters dorés vont être utilisés, tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Ils reçoivent des gavages de matières grasses laitières une fois par semaine pendant trois semaines et des prélèvements de sang sous anesthésie, pour comparer l'effet de différents acides gras sur le taux de lipides après un repas. Le porteur indique réutiliser les mêmes individus sur deux cycles avec une semaine de repos, ce qui ramène l'effectif de 54 à 24. Les hamsters sont tués pour prélever le sang et les organes du métabolisme des lipides, les surnuméraires étant "recyclés" vers d'autres protocoles.
Objectifs
L’ingestion d’un repas riche en graisse provoque une augmentation excessive des lipides dans le sang. Cette augmentation est connue comme étant un facteur de risque de développer des maladies cardiovasculaires. Dans cette étude, nous allons vérifier si le remplacement d’une partie des lipides alimentaires par des acides gras qui ont une structure particulière (dits acides gras à chaînes courte et moyenne) entraînerait une moindre augmentation du taux de lipides après un repas et serait donc favorable à une meilleurs santé cardiovasculaire. Nous prévoyons donc d’administrer ces lipides laitiers par voie orale à des hamsters, d’analyser les différents taux de lipides dans le sang pendant les 6h qui suivent l’administration et de comparer les résultats avec ceux obtenus après l’administration chez ce même groupe de hamsters de lipides laitiers standards ou de l’huile de palme (acides gras connus pour leur effet délétère). Ces expériences seront réalisées sur deux lots d'animaux et les expérimentations sur chaque lot sont appelées par la suite cycle 1 d'expérimentation et cycle 2 d'expérimentation.
Bénéfices attendus
il est attendu une diminution des taux de lipides dans le sang après l’ingestion des lipides laitiers riches en acides gras à chaînes moyennes et courtes comparé aux lipides laitiers standard ou encore à l’huile de palme. Trois paramètres seront étudiés : l’évolution du taux de lipides pendant 6 heures après l’administration, taux cholestérol estérifié dans les HDL (bon cholestérol) et les LDL (mauvais cholestérol) et la mesure d’activité d’un transporteur de lipide (CETP). Les produits laitiers sont une source importante de protéines et de calcium, et leur consommation fait partie intégrante des habitudes alimentaires en France. La modification de leurs lipides pour les rendre moins susceptibles d’induire des maladies cardiovasculaires constituerait une amélioration significative de leur qualité nutritionnelle, et encouragerait davantage leur consommation.
Procédures
- Gavages une fois par semaine pendant 3 semaines. - Prélèvement de sang sous anesthésie gazeuse :
Impact sur les animaux
Gavage => nuisances en lien = stress de courte durée lié à la contention. Prélèvements sanguins sur animaux amnésiés => nuisances en lien = stress lié à l'anesthésie
Devenir
Juste après la dernière cinétique, les animaux seront mis à mort afin de récupérer le sang et les organes impliqués dans le métabolisme des lipides et en particulier dans la régulation de la lipémie postprandiale (foie, intestin, muscle, tissus adipeux). Si les animaux surnuméraires ne sont pas utilisés, ils seront recyclés dans la mesure du possible, vers les autres protocoles de l’animalerie .
Remplacement
La lipémie postprandiale est le résultat de plusieurs processus physiologiques impliquant la digestion, l'absorption, l'hydrolyse et la captation tissulaire. Il n'existe aucune méthode alternative (in silico ou in vitro) permettant de rendre compte de la complexité des mécanismes physiologiques impliqués dans la réponse postprandiale. Son évaluation exige donc une expérimentation in vivo.
Réduction
Afin de limiter le nombre d'animaux utilisés dans cette étude, nous avons prévu la réutilisation des animaux avec des périodes de Wash-out de minimum une semaine. En effet dans notre étude nous avons trois groupes correspondant chacun à une fraction lipidique. En théorie, il aurait fallu 54 animaux, au total, pour avoir 9 animaux/groupe/cycle d'expérience, alors que nous prévoyons seulement 24 hamsters pour la totalité de l'étude, soit une réduction de plus de 50%.
Raffinement
L'hébergement respecte les recommandations en vigueur chez les animaux de l'étude. L'enrichissement du milieu de vie est régulièrement amélioré (mise à disposition de carrés de coton, des tunnels, des morceaux de bois, du Sizzle dry Kraft pour occuper chaque individu dans la cage). Un suivi régulier des animaux est assuré par le personnel animalier (observation quotidienne de l’état général et du comportement, pesées hebdomadaires). Les protocoles expérimentaux pour chaque procédure sont optimisés afin d’obtenir le maximum d’informations et des résultats fiables. Les procédures utilisées étant de sévérité légère, nous utilisons des points limites adaptés qui consistent essentiellement à surveiller le poids des animaux, un animal ayant perdu du poids ne sera pas utilisé après la période de wash- out.
Choix des espèces
Le hamster syrien doré (Mesocricetus auratus) est un rongeur qui exprime la CETP (Cholesterol Ester Transfer Protein), ce qui en fait un modèle adapté à l'étude du métabolisme des lipides. En effet grâce à cette protéine de transfert, le hamster se caractérise par un profil lipoprotéique proche de l'Homme avec une répartition du cholestérol dans les LDL (Low Density Lipoprotein) et les HDL, contrairement à la souris ou au rat où l'essentiel du cholestérol est porté par les HDL. De manière similaire à l'homme, chez le hamster la production d'apolipoprotéine B est tissus-spécifique (intestinale pour la B48 et hépatique pour la l'apoB100) contrairement au rat et à la souris caractérisés par l'absence de cette spécificité. Ces caractéristiques seront tout à fait avantageuses pour l'étude de la lipémie postprandiale compte tenu du rôle de ces lipoprotéines dans la formation des chylomicrons et des VLDL. Les animaux commandés seront âgés de 8 semaines, soit à l'âge adulte. Pour une étude pilote sur la lipémie postprandiale, nous avons choisi de faire nos tests sur des mâles. En effet des études cliniques montrent que les hommes présentent une lipémie postprandiale plus élevée que les femmes en réponse aux mêmes repas. Si les résultats montrent une réponse postprandiale différente en fonction des fractions lipidiques ingérées, il serait intéressant d’envisager l'expérience sur des femelles.
Mise en place de formations en vue d’une qualification initiale aux prélèvements sanguins et administrations de produits sur les animaux utilisés dans le développement pré-clinique des médicaments
- Formation professionnelle
Rats : 150
Cochons d'Inde : 45
Hamsters dorés : 45
Lapins : 45
Chiens : 45
480 animaux non-humains vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, 150 tués à l'issue, 310 réutilisés et 20 chiens proposés à l'adoption. Souris, rats, cobayes, hamsters, lapins et chiens subissent des prélèvements sanguins et des administrations répétées par de multiples voies, non pour produire des connaissances mais pour entraîner le personnel aux gestes techniques des études précliniques de médicaments. Le porteur reconnaît que ces gestes peuvent provoquer douleur, stress, perte de poids et mobilité réduite. Il présente la réutilisation comme un moyen de réduire le nombre d'animaux et indique qu'un apprentissage sur mannequins précède le passage à l'animal vivant.
Objectifs
L’acquisition de compétences techniques par le personnel appelé à utiliser des animaux dans un cadre expérimental est nécessaire pour la bonne réalisation des études de sécurité et d’efficacité pré-clinique de médicaments ainsi qu’au maintien du bien-être animal, notamment l’administration de médicaments sous surveillance vétérinaire. Cette acquisition ne peut se faire que par le suivi d’un programme de formation réalisé dans le cadre d’une qualification initiale du personnel aux actes techniques les plus courants qu’il sera amené à appliquer dans les projets de recherche autorisés par le ministère. Ce projet s’inscrit directement dans le cadre de ce programme de formation et s’adresse au personnel ayant la certification en expérimentation animale (ou en cours d’obtention). Il en constituera la dernière étape. Il sera précédé par l’utilisation de susbtituts aux animaux vivants (manequins, tissus articificiels, etc) lorsqu’ils seront disponibles, et débutera par une période d’observation des gestes effectués par un utilisateur expérimenté, afin qu’aucun geste ne soit pratiqué pour la 1ère fois sur un animal vivant. Le passage à l’utilisation d’animaux vivants ne se fera que lorsque les collaborateurs en formation auront démontré une aptitude suffisante lors du travail sur des systèmes de simulation lorsque ceux-ci sont disponibles. Un encadrement des collaborateurs en formation par des tuteurs expérimentés, le service vétérinaire, le service formation, et la structure en charge du bien-être animal (SBEA) permettra d’évaluer en permanence l’évolution des aptitudes de ces collaborateurs ainsi que le maintien en bonne santé des animaux utilisés dans le cadre de la formation.
Bénéfices attendus
Ce projet conclura la formation du personnel concepteur et/ou réalisateur de procédures expérimentales afin de garantir une maitrise parfaite des principaux gestes techniques (prélèvements sanguins et administration par voie orale, veineuse, sous-cutanée, intranasale, intrarectale ou encore intrapéritonéale) nécessaires à la conduite des projets d’études pré-cliniques. Ce projet permettra ainsi au personnel formé de débuter une étude dans le cadre d’une procédure autorisée en garantissant une maîtrise parfaite des gestes techniques réalisés. La qualité des données expérimentales ainsi obtenues sera ainsi optimale, tout en réduisant l’impact négatif sur le bien-être des animaux en conséquence de gestes non maitrisés et mal réalisés. De plus, ce projet permettra, pour des utilisateurs expérimentés, de maintenir leur niveau de compétence technique dans la cadre de gestes effectués à intervalle de temps long.
Procédures
Les animaux seront soumis à des prélèvements de sang vigile et anesthésie dont le nombre et la fréquence suivent les recommandations EFPIA (European Federation of Pharmaceutical Industries Associations), ECVAM (European Center for the Validation of Alternative Methods), et de l’International Consortium for Innovation and Quality in Pharmaceutical Development.
Impact sur les animaux
La formation à certains gestes techniques, bien que faiblement invasifs, peut constituer un risque pour la santé des animaux utilisés. En fonction du type de geste, des douleurs dans la zone où le geste est pratiqué,une augmentation du stress, une perte de poids, ou encore une réduction de la mobitilité pourront être observés. Cependant, il n’est pas attendu que ces effets persistent dans le temps, ni qu’ils soient systématiques en raison du strict encadrement par des tuteurs expérimentés. Avant chaque réalisation du geste technique, le collaborateur en formation et le tuteur s’assureront du bon état de santé de l’animal. De plus, les animaux identifiés pour la formation feront l'objet d'une surveillance accrue par les vétérinaires du centre.
Devenir
La procédure de ce projet est une procédure légère au cours de laquelle il n’est pas attendu d’effets indésirables particuliers chez les animaux. Ainsi, si un vétérinaire rend un avis favorable, la plupart des animaux de ce projet pourront être réutilisés dans un autre projet autorisé, y compris le projet présent. Le vétérinaire prendra en compte l’effet cumulatif pour chaque animal (ou lot d’animaux pour les rongeurs) dans sa décision. Pour les animaux naïfs avant de commencer ce projet, il sera possible de les réutiliser dans des procédures légères ou modérées. Pour les animaux non naïfs au début de ce projet (c’est-à-dire ayant déjà été inclus dans au moins une autre procédure expérimentale), il sera privilégié la réutilisation dans des procédures sans réveil, bien qu’une utilisation dans des procédures légères ou modérées soient aussi possible. Enfin, la mise à l’adoption d’une partie des chiens est envisagée, après avis vétérinaire et de la SBEA.
Remplacement
Avant d’être formé aux gestes techniques sur un animal vivant, le personnel en formation effectuera un apprentissage des ces gestes sur des systèmes de substitution (mannequins, tissus artificiels, etc). Ces systèmes de substitutions seront mis en place de manière progressive au cours de la durée de ce projet.
Réduction
L’utilisation de système de substitutions (mannequins, tissus artificiels, etc) d’une part, et l’évaluation des compétences par un personnel qualifié avant passage à l’animal d’autre part permet de réduire le nombre d’animaux. Ces systèmes de substitution seront mis en place progressivement au cours de ce projet afin d’identifier et tester les plus adaptés aux gestes techniques et aux espèces utilisées dans les études de sécurité et d’efficacité pré-clinique de candidat médicament. Ils seront mis à jour régulièrement selon l’avancée des connaissances techniques et scientifiques. De plus, dans la plupart des cas, les animaux utilisés dans le cadre de la formation sont des animaux ayant participé à des procédures expérimentales d’un niveau de gravité réelle légère ou modérée. Ceci permettra d’éviter le plus possible l’utilisation d’animaux naïfs uniquement dans un but démonstratif et éducatif. De même, des animaux ayant participés à la formation à des gestes techniques faiblement invasifs pourront être ensuite inclus dans d’autres projets, après consultation du servicevétérinaire et de la SBEA. Cette ré-utilisation permet de réduire jusqu’à 50% le nombre d’animaux utilisés uniquement pour la formation.
Raffinement
Les animaux utilisés en formation font l’objet d’une surveillance accrue de la part des animaliers, du service vétérinaire et de la Structure chargée du Bien-Etre des Animaux, faisant a minima un point trimestriel sur le suivi des animaux en formation. Avant chaque pratique d’un geste technique. L’utilisation de grille de score comportemental et de bien-être permet de s’assurer du bon état de santé des animaux, et si besoin d’exclure de la formation ceux présentant des signes cliniques ou un comportement anormal et mettre en place un traitement adpaté si nécessaire. Chaque animal utilisé pour la formation à des gestes techniques possède une fiche individuelle sur laquelle est documentés, à chaque utilisation, le(s) type(s) de gestes techniques pratiqué(s) ( en précisant les volumes d’admistration et de prélèvement, les produits administrés, etc), ainsi que l’identification du collaborateur en formation et du tuteur présent lors de la session. Ces fiches individuelles sont consultables par le service vétériniare et la SBEA dans le cadre du suivi de l'utilisation des animaux en formation. Les volumes prélevés et adminitrés aux animaux de formation respectent les lignes directrices EFPIA (European Federation of Pharmaceutical Industries Associations), ECVAM (European Center for the Validation of Alternative Methods), et de l’International Consortium for Innovation and Quality in Pharmaceutical Development afin de réduire le stress des animaux. Lorsque cela est possible (c’est-à-dire après un avis vétérinaire et de la SBEA), la ré-utilisation d’animaux issus d’autres procédures expérimentales permet d’avoir, pour la formation, des animaux habitués à la contention et à la réalisation des gestes techniques faiblement invasifs. Cela participe à la diminution du stress de l’animal et du collaborateur en formation. Enfin, le passage à la réalisation d’un geste technique sur l’animal vivant pourra se faire d’abord sous anesthésie afin de réduire le stress de la contention tant pour l’animal que le collaborateur en formation, et ce même si le geste est praticable sur un animal vigile.
Choix des espèces
Les études de sécurité et d’efficacité pré-clinique sont des études réglementaires (ICH M3(R2) et ICH S3A) in vivo qui nécessitent l’utilisation d’au moins deux espèces différentes. Les rongeurs, les lapins et les chiens sont trois types d’espèces fréquemment utilisés, il est donc important que le personnel soit formé sur ce type d’espèces. De plus, l’apprentissage de gestes techniques sur ces espèces permet ensuite de transposer les compétences acquises à d’autres espèces comme les primates non humains qui sont essentiels dans la recherche biomédicale mais dont l’utilisation dans un cadre de formation uniquement n’est pas règlementaire. L’âge des animaux utilisés dans la formation sera proche de l’âge des animaux lors des études. Pour les Rongeurs et Lapins, à partir de 8 semaines, et pour les chiens à partir de 6 mois.
Formation du personnel à des gestes techniques
- Formation professionnelle
Rats : 100
Cochons d'Inde : 100
Hamsters dorés : 100
Gerbilles de Mongolie : 100
Lapins : 25
1 675 animaux non-humains de six espèces, souris, rats, cobayes, hamsters, gerbilles et lapins, vont être utilisés pour entraîner le personnel à des gestes techniques, une partie étant réutilisée ou adoptée et le reste tué. Selon le geste appris, ils subissent contentions, administrations et prélèvements, certains terminaux comme la ponction de liquide céphalo-rachidien ou la biopsie de peau sous anesthésie, jusqu'à l'euthanasie par dislocation cervicale ou décapitation. Le porteur décrit un stress lié à la contention et une douleur aux points d'injection, et indique privilégier d'abord la formation sans animaux, sur mannequins ou cadavres. Le projet ne produit pas de connaissances, les animaux étant utilisés pour l'entraînement à des gestes prévus dans d'autres protocoles.
Objectifs
Ce projet est un support à la formation du personnel de l’établissement utilisateur à la mise en œuvre des procédures expérimentales des projets de recherche autorisés.
Bénéfices attendus
Ce projet permet de consolider et valider la formation du personnel afin que les personnes impliquées dans la réalisation des procédures expérimentales des projets de recherche répondent au mieux aux exigences règlementaires en terme de respect du bien-être de l’animal.
Procédures
Les gestes techniques considérés dans cette procédure peuvent être : Préhension, contention Administration : per os, sous cutanée, intrapéritonéale, intramusculaire, intraveineuse, intradermique sur animal vigil ou anesthésié Prélèvement de sang sur animal vigil ou anesthésié Prélèvement terminal de liquide céphalo-rachidien Biopsie de peau sur animal anesthésié(exsanguination) Prélèvements terminaux de sang et tissus sur animal anesthésié.Préparation à la chirurgie : intubation, dispositif supra-glottique sur animal anesthésié. Euthanasie : dislocation cervicale, décapitation selon l’espèce Le nombre et la durée seront définis en fonction du niveau de formation des personnes aux gestes techniques. La durée des interventions par animal n’excèdera pas une heure.
Impact sur les animaux
Stress et inconfort lié à la contention. Douleur au point d’administration ou de prélèvement. Risque lié à l’anesthésie.
Devenir
Préhension, contention : Réutilisation ou adoption possible selon espèce Administration : Réutilisation ou adoption possible selon espèce Prélèvement de sang sur animal vigil ou anesthésié : Réutilisation ou adoption possible selon espèce, euthanasie en cas de réaction exagérée Prélèvement de liquide céphalo-rachidien : Euthanasie Biopsie de peau sur animal anesthésié : Euthanasie Prélèvements terminaux de sang et tissus sur animal anesthésié : Euthanasie Préparation à la chirurgie : intubation, dispositif supra-glottique sur animal anesthésié : Réutilisation ou adoption possible selon espèce Euthanasie : Pas de réutilisation ou autre
Remplacement
Chaque fois que cela est possible, les formations sont réalisées dans un premier temps sans avoir recours à l’animal (e-learning, animaux morts, mannequins ou matériaux synthétiques).
Réduction
Lorsque le type de technique apprise le permet, les animaux seront gardés en vie à la fin de chaque session de formation, observés attentivement puis feront l’objet d’un examen vétérinaire afin de pouvoir à nouveau être utilisés.
Raffinement
En fonction du geste technique considéré (ex : administration, prélèvement, mise à mort, préparation à la chirurgie), la formation se fera dans un premier temps sur animal anesthésié. Un protocole analgésique sera également mis en place chaque fois que cela est nécessaire.
Choix des espèces
Le choix de l’espèce est fonction des besoins de formation en prévision d’études réalisées dans le cadre d’autres projets autorisés. Pour le personnel amené à réaliser des procédures expérimentales sur animaux, il est indispensable d’acquérir et de maîtriser les gestes spécifiquement pour les espèces concernées afin de garantir la meilleure technicité au moment de leur réalisation. Animaux adultes ou animaux juvéniles sevrés (rongeurs, lagomorphes). Les stades de développement des animaux utilisés sont fonction des besoins des chercheurs.
Production d’antigènes de parasite permettant de fabriquer des tests de diagnostic
- Production de routine
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Tests réglementaires
6 000 hamsters dorés vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures classées en souffrance légère. Chaque animal est infesté par des larves de schistosome qui pénètrent sa peau lors d'un pataugeage, laissé porter le parasite pendant 49 jours au maximum, puis saigné à mort sous anesthésie pour récolter les vers adultes. Le porteur revendique une infestation indolore et arrête la maturation avant l'apparition des symptômes, mais l'objet du projet reste la production en série d'antigènes pour des tests de diagnostic commercialisés. Il affirme le recours à l'animal comme obligatoire, aucune culture in vitro ne maintenant le cycle du parasite.
Objectifs
La Bilharziose ou schistosomose est une maladie parasitaire humaine, classée seconde après le paludisme. Environ 600 Millions de personnes vivent en zone d’endémie et 200 millions de personnes sont infectés. Le cycle biologique comprend deux hôtes obligatoires : un hôte vertébré et un hôte mollusque vecteur. Les passages entre les hôtes se font grâce à des larves nageantes qui pénètrent par la peau de l’hôte cible. Comme toutes les maladies infectieuses le diagnostic est un élément clef dans le contrôle de l’infection. Dans les pays du Nord les diagnostics directs qui identifient la présence active du parasite prennent peu à peu la place des diagnostics indirects qu’ils soient sérologiques ou parasitologiques. Dans les pays du sud, le développement d’outils de diagnostics direct ne sont pas encore développés et les diagnostics indirects sérologiques sont largement majoritaires. Les diagnostics sérologiques détectent les anticorps présents dans le sang du patient lorsqu’il a été contaminé. Pour ce faire, ces tests incluent des protéines appelés antigènes provenant du parasite, qui vont réagir en présence des anticorps contenus dans le sérum des personnes infectées. Aujourd’hui, il n’existe aucune méthode permettant de maintenir le cycle du parasite in vitro. De plus, les schistosomes sont des organismes trop complexes en termes de diversité antigénique pour être « simplifiés » par un seul antigène synthétique ou même par un cocktail d’antigène synthétique. Dans ce contexte, il est nécessaire de produire des antigènes provenant des deux espèces majeures qui infectent l’être humain, Schistosoma mansoni et Schistosoma haematobium. Les vers adultes ou les œufs du parasite sont extraits à partir de hamsters infectés par des larves de ces pathogènes. Par la suite, des extractions sont effectuées pour isoler les antigènes et les intégrer dans les tests sérologiques.
Bénéfices attendus
Ce projet permet de récupérer des vers adultes et des œufs des parasites du genre Schistosoma sp. qui permettront de produire des antigènes natifs du parasite. Ces antigènes sont indispensables dans la fabrication de kit de diagnostics médicaux humains.
Procédures
Les rongeurs sont soumis à la phase d'infestation qui se fait de manière naturelle, par pataugeage dans un petit volume d'eau contenant les larves du parasite. Cette étape se fait en une fois et dure une heure. Une fois sous anesthésie les animaux sont soumis à un prélévement sanguin qui conduira à la mort de l'animal.
Impact sur les animaux
L’infestation par les schistosomes provoque une nuisance chronique chez le rongeur par accumulation des œufs notamment dans le foie et les intestins. Les symptômes visuels attendus sur les rongeurs peuvent survenir à partir de deux mois. C’est pourquoi le délai de maturation au cours de ce projet est de 49 jours maximum, afin que les animaux ne subissent pas les symptômes de la parasitose.
Devenir
Le but du projet est de produire des parasites du genre Schistosoma. A la fin du projet, les animaux sont euthanasiés afin de récupérer les parasites adultes.
Remplacement
Le passage par l'animal de laboratoire est obligatoire car on ne peut pas réaliser le cycle in vitro. En effet, le parasite a besoin d’un hôte vertébré et les rongeurs sont connus pour être des animaux réservoirs chez toutes les espèces de schistosomes. De plus, dans les tests sérologiques il n’est pas possible de remplacer la complexité/diversité des protéines natives par une ou plusieurs protéines recombinantes.
Réduction
Expérimentalement les schistosomes infestent : la souris, le hamster et le cobaye. Le hamster est le meilleur hôte, c’est-à-dire celui qui permet de recueillir le plus grand nombre de parasites avec l’utilisation minimale d’individus, sans ressentir aucune souffrance ou mortalité précoce de l’animal. Les schistosomes sont de petits organismes et la quantité nécessaire de vers pour fabriquer les tests de diagnostic justifie l’utilisation de 1200 hamsters par an.
Raffinement
Nous avons fixé le nombre optimal de parasites proposés lors de l’infestation afin d'assurer la production optimale de vers sans engendrer de mortalité prématurée de l’animal. Nous avons donc établi i) la meilleure espèce hôte, ii) la meilleure dose de parasite et iii) le temps de développement optimal pour minimiser le nombre d’animaux à utiliser et éviter la souffrance. Le protocole a été établi pour éviter tout signe de souffrance ou de stress. L’infestation par pataugeage est la forme d’infestation naturelle chez les rongeurs dans le milieu naturel, elle est indolore. Pendant le développement du parasite dans l’animal, une surveillance quotidienne par les zootechniciens est effectuée. Les animaux bénéficient d’enrichissements de milieu permettant qu’ils aient des activités ludiques et sociales. Les animaux ne sont jamais seuls dans leurs cages. La mortalité ne survient quasiment jamais à l’issue de l’infestation. Cependant, durant cette période, tout rongeur retrouvé en souffrance, c’est-à-dire ayant atteint les points limites pourra-t-être euthanasié par un personnel habilité.
Choix des espèces
Le hamster a été choisi car cette espèce permet de recueillir le plus grand nombre de parasites avec l’utilisation minimale d’individus, sans ressentir aucune souffrance ou mortalité précoce de l’animal. Les animaux utilisé sont de jeunes adultes de 6-semaines d’âge pour éviter les mortalité lors de l’infestation
Évaluation d’un système de prélèvements sanguins chez le rat et le hamster
- Recherche appliquée
- Bien-être animal
Hamsters dorés : 24
48 rats et hamsters dorés vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Présenté comme un projet de raffinement destiné à améliorer le bien-être des animaux non-humains lors des prélèvements, il compare la ponction sous contention à un dispositif implanté chirurgicalement, le "Vascular Access Button", en imposant gavages, tests de tolérance au glucose et prélèvements sanguins hebdomadaires jusqu'à obturation du dispositif. Le porteur indique n'attendre "normalement" aucun effet indésirable tout en anticipant la perte de quelques animaux par complication chirurgicale, une nécropsie clôturant l'étude. L'amélioration annoncée du confort des animaux sert d'abord à valider un outil pour les futurs projets de recherche de la société.
Objectifs
La règle des 3R (remplacer, réduire, raffiner) est un des piliers majeurs du bien-être animal et il est aujourd’hui encore impossible de se passer totalement du modèle in-vivo pour certains projets de recherche. Quand cela est possible, l’utilisation d’animaux peut être remplacée, par des modèles in vitro (culture cellulaire, enzymologie …), des modèles non régi par l’expérimentation animale (drosophile, c elegan …) ou encore en ayant recours à de la modélisation informatique (in silico). Nos projets de recherche en développement nécessitent d’avoir recours à des prélèvements répétés de sang chez les rongeurs vigiles. Ces prélèvements en plus d’être chronophages, peuvent induire un stress aigu notamment à cause de la contention de l’animal ce qui peut participer à la variabilité des résultats. Pour répondre à cette problématique et dans un contexte de raffinement, l’objectif de ce projet de comparer deux techniques de prélèvement sanguin chez le rat et le hamster vigile. La première méthode est une des méthodes de référence pour obtenir un échantillonnage de sang via une contention de l’animal et une ponction au niveau de la veine gingivale (hamster) et de la veine caudale (rat). La seconde méthode de prélèvement nécessite d’avoir recours à une légère chirurgie pour permettre l’implantation du système « Vascular Access Button ». Ce bouton transcutané comporte un port externe avec un septum pour un accès rapide, propre et répété au cathéter implanté sur l’animal. Les applications incluent le dosage bolus ou continu, le prélèvement sanguin et l’auto-administration IV. Pour un accès intermittent, il est possible d’utiliser une seringue équipée d'un injecteur PinPort™ sans aiguille ; et pour un accès continu depuis l'extérieur de la cage, il est possible d’utiliser une attache d'accouplement. Ce système permettrait : - D’améliorer les prélèvements en contrôlant mieux le volume, la zone et la « propreté » du prélèvement (raffiner). - De diminuer le stress des animaux au moment du prélèvement (aucune contention n’est nécessaire) - D’améliorer le confort manipulateur
Bénéfices attendus
Si les résultats de ce projet sont concluants, le VAB pourra être utilisé sur hamsters ou rats sur notre plateforme de recherche. Le système de prélèvement VAB permettrait de pouvoir réaliser des échantillonnages sanguins sans avoir recours à la contention de l’animal ou sans introduction multiples d’aiguilles, notamment dans le cadre de cinétiques sanguines (type OGTT, PK).
Procédures
Évaluation de la composition corporelle : 1 fois en début d'étude et 1 fois au moment du test de tolérance au glucose. Cet examen implique une légère contention inférieure à 1 min par animal. Test de tolérance au glucose : 1 fois (composé d'un gavage d'une solution sucrée puis de 5 prélèvements sanguins). Ce test dure 2h et inclus 1 gavage durant moins de 30 secondes et 4 contentions durant chacune moins de 1 min. Mise à jeun de 5h : 1 fois avant l'OGTT. Prélèvements de sang hors OGTT : 1 fois par semaine jusqu'à obturation du dispositif (fin de la procédure). Nécessite une contention inférieure à 1 min. Chirurgie d'implantation d'un système de prélèvement sanguin : 1 fois. L’anesthésie, la chirurgie et le réveil de l’animal sont réalisés entre 30 et 45 min par animal. Chacun de ces actes sont réalisés par des personnes formées et expérimentées.
Impact sur les animaux
L’objectif étant de mettre en place un système de prélèvement permettant d'améliorer le bien-être animal lors de prélèvements répétés, aucun effet indésirable sur les animaux n'est normalement attendu. S’agissant cependant d’un projet de mise au point passant par la pose d’un VAB par technique chirurgicale, des complications liées à cette pose se traduisant par perte d’un nombre restreint d’animaux dans le temps chirurgicale pourrait apparaitre en début de projet.
Devenir
Une nécropsie de fin d'étude sera nécessaire pour évaluer le site d'implantation des dispositifs. Les animaux ne pourront pas être réutilisés ou replacés.
Remplacement
Le prélèvement sanguin est un acte in vivo par définition. L’utilisation d’animaux est donc indispensable. D’autres techniques de prélèvement sur animaux vigiles sans recours à la chirurgie préalable existent, mais ils sont moins adaptés que la pose d’un cathéter lorsqu’il s’agit de recourir à des prélèvements répétés.
Réduction
La taille des groupes est choisie de manière à obtenir une puissance statistique minimale, mais suffisante pour les paramètres clés (évaluation de la perméabilité des capteurs dans le temps et glycémie lors de la cinétique OGTT). Les valeurs seront présentées comme la moyenne ± SEM. Les différences seront considérées comme statistiquement significatives à p
Raffinement
Tous les animaux de ce projet suivront une période d’habituation d’au moins une semaine avant de commencer les procédures, ils seront hébergés dans un environnement contrôlé et adapté (cages ventilées, 22°C, 30-70% d’humidité, cycle J/N 12 :12). Les cages seront enrichies à l’aide de matériel de nidification et d’un tube rouge permettant aux animaux de se cacher et aux techniciens de les manipuler. Un contrôle quotidien sera réalisé pour permettre de relever et documenter l’apparition de signes cliniques. Un traitement analgésique sera mis en place en péri-opératoire. La chirurgie sera réalisée sur animaux anesthésiés sous isoflurane 2.5% durant la procédure. Un traitement analgésique sera mis en place en péri-opératoire. Enfin des points limites sont déterminés et appliqués pour chaque procédure.
Choix des espèces
Les animaux utilisés dans ces projets correspondent aux espèces et souches utilisées dans nos différents projets de recherche et developpement. Il est nécessaire de valider le dispositif dans les conditions expérimentales de son utilisation ultérieure. Les animaux utilisés pour ce projet seront âgés de 8 semaines à la réception et suivront une chirurgie à 10 semaines. À cet âge un poids de 100/110g pour le hamster et de 300/350g pour le rat est attendu et correspond à un stade de développement de jeune adulte. Cet âge et ce poids sont compatibles avec l’acte chirurgical à réaliser et correspondent à l’âge et au poids d’utilisation des animaux dans les différents projets de développement de la société.
Formation du personnel
- Formation professionnelle
Rats : 140
Cochons d'Inde : 180
Hamsters dorés : 200
Gerbilles de Mongolie : 80
Chats : 225
Chiens : 210
Furets : 130
1 765 animaux non-humains vont être utilisés pour former le personnel, dont des souris, rats, cobayes, hamsters, gerbilles, chats, chiens et furets, une partie tuée, une partie réutilisée ou adoptée. Ils servent à s'exercer à la manipulation, la contention, l'administration de substances et les prélèvements, mais aussi à l'anesthésie et à l'euthanasie. Le porteur indique que les gestes mal assurés peuvent causer inconfort et stress, et que les rongeurs sans réutilisation possible sont tués à l'issue. Il justifie l'ensemble par la qualité des gestes, présentée comme garante du "bien-être" des animaux non-humains, et décrit la formation comme un prérequis "obligatoire".
Objectifs
Toute personne entrant dans un établissement utilisateur doit suivre un programme de formation pour travailler sur les animaux puis doit faire l’objet d’une formation continue. Elle doit également être formée et qualifiée avant de mettre en pratique toute nouvelle technique sur animaux. De plus, pour certaines nouvelles procédures ou après une période longue sans pratique de la technique, une formation est nécessaire. Ce pré-requis est obligatoire pour garantir la qualité des gestes réalisés et donc le bien-être animal.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus sont en lien avec les 3R : - Raffinement : diminution du stress, de l’inconfort et de la durée des manipulations. - Réduction : Bien faire du premier coup pour ne pas refaire d’étude et donc réduire le nombre d’animaux utilisés. Ils seront matérialisés par la qualification du personnel en charge des gestes techniques sur animaux et assureront des résultats fiables et répétables dans les études.
Procédures
Dans le cadre de la formation du personnel, les animaux seront utilisés pour l'apprentissage, la manipulation, la contention, l'administrations de substances par différentes voies (sous-cutanée, orale...), et les prélèvements (sanguins, urinaires, écouvillons). Le personnel se formera également à l'anesthésie et à l'euthanasie des animaux.
Impact sur les animaux
Aucun effet indésirable n’est attendu lors des formations. Cependant, lors de l’apprentissage, un geste technique mal assuré peut entraîner de l’inconfort chez l’animal qui pourrait alors exprimer un stress ou un comportement anormal. Dans ce cas, le formateur pourra à tout moment interrompre la séance s’il le juge nécessaire.
Devenir
Mise à mort: - lorsqu’il y a des risques de dommages persistants chez l’animal. - rongeurs : lorsqu’il n’y a pas de réutilisation possible des animaux après les séances de formation. Réutilisation: Une fois le prélèvement effectué, les animaux réveillés sont replacés dans leurs locaux usuels d’hébergement. Placement: dans tous les autres cas lorsque le placement répond aux conditions décrites dans le décret
Remplacement
La formation commencera toujours par la prise de connaissance des documents internes en vigueur (instructions) permettant de réaliser le geste technique à apprendre. Ensuite des formations théoriques, plus spécifiques relatives à l’anatomie, la physiologie, aux points limites avec reconnaissance des signes de douleur et de stress, à l’observation quotidienne des animaux et à la maîtrise de l’environnement sont réalisées. Enfin une observation sur le terrain d’une personne qualifiée sera mise en place avant toute pratique sur animaux.
Réduction
Les animaux peuvent être réceptionnés spécifiquement pour la formation des personnes, mais la préférence sera toujours à la réutilisation des animaux chaque fois que cela est possible. Les formations seront mutualisées pour limiter le nombre d’animaux utilisés. Seul le strict minimum d’animaux sera utilisé pour la formation.
Raffinement
Tous les animaux utilisés sont hébergés dans un environnement enrichi afin de leur permettre d'exprimer un maximum de leurs comportements naturels. Des points limites spécifiques et précis sont mis en place afin d'arrêter toute procédure qui engendrerait une souffrance inutile dans l'atteinte des objectifs de formation. Dans tous les cas, si le geste technique peut provoquer de la douleur chez l’animal, il sera réalisé sous anesthésie. Chez les carnivores domestiques, le renforcement positif est systématiquement appliqué après une manipulation, une récompense est distribuée et des gestes d’affection sont réalisés (ex: caresses, prise dans les bras…). Afin de limiter le stress des animaux, une période d'habituation à la contention et aux gestes techniques est mise en place (si nécessaire) avant le début de la formation. Dans le cas de formation à une technique d’administration de produit, l’apprentissage du geste technique sera réalisé avec un produit neutre type sérum physiologique. Lors de la formation, d’autres produits pourront être utilisés, par exemple injection d’un anesthésique puis vérification de l’endormissement de l’animal.
Choix des espèces
Il s'agit de toutes les espèces notées dans l'agrément et utilisées au sein de l'unité animale Animaux sevrés et adultes peuvent être utilisés car représentés dans les études. Il est utile de se former sur de jeunes animaux sevrés, car les techniques de prélèvement, notamment, peuvent être plus difficiles à réaliser du fait du petit format des animaux