Rongeurs

Pour mettre au point un modèle de migraine déclenchée par le stress, 400 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Elles passent deux heures par jour immobilisées dans un tube, trois jours de suite, puis reçoivent sous la peau une injection d'une molécule qui déclenche la crise. La douleur de la tête est mesurée en piquant le visage avec des filaments semi-rigides, deux fois par semaine jusqu'à ce que la sensibilité revienne à la normale, et jusqu'à cinq prélèvements de sang sont faits à la queue sur animal éveillé. Le porteur qualifie ce stress de "modéré et temporaire, soigneusement contrôlé dans le temps", et prévoit de tuer l'animal en dernier recours si un antalgique ne suffit pas.

Objectifs

L’objectif de ce projet est de développer et valider un modèle chez la souris permettant de mieux comprendre la migraine. Ce modèle cherche à reproduire un phénomène observé chez les patients : après un épisode de stress ou une première crise, le système nerveux devient plus sensible, ce qui peut favoriser le déclenchement de nouvelles crises, même en réponse à des stimuli habituellement sans effet. Plus précisément, ce projet vise à déterminer si un stress modéré mais répété peut entraîner cette augmentation durable de la sensibilité, et si l’administration ultérieure d’une faible dose d’une molécule impliquée dans la migraine, peut déclencher des signes caractéristiques d’une crise. L’étude permettra également d’évaluer les effets du stress sur la sensibilité à la douleur au niveau de la tête ainsi que sur certains comportements liés à l’anxiété. Le développement de ce modèle constitue une étape importante pour mieux comprendre les mécanismes de la migraine et, à terme, identifier de nouvelles pistes pour améliorer la prise en charge des patients.

Bénéfices attendus

À court terme, ce projet permettra de développer et valider un modèle expérimental chez la souris, plus proche de ce qui est observé chez les patients migraineux. Ce modèle aidera à mieux comprendre comment un stress modéré peut rendre le système nerveux plus sensible et favoriser l’apparition de crises de migraine. À moyen terme, ce modèle constituera un outil important pour étudier les mécanismes biologiques impliqués dans la migraine, ainsi que les circuits du cerveau impliqués dans la perception et la modulation de la douleur. À plus long terme, une meilleure compréhension de ces mécanismes pourrait contribuer au développement de nouvelles approches thérapeutiques et à l’identification de nouvelles cibles pour le traitement, afin de proposer des alternatives aux patients qui ne répondent pas aux traitements actuels.

Procédures

Les différents gestes techniques utilisés lors de ce projet sont au nombre de 5 : Stress modéré : les animaux seront placés dans des tubes adaptés qui leur permettent de respirer normalement et d’éviter toute blessure. Chaque séance durera 2 heures et sera répétée pendant trois jours consécutifs. Mesure de la sensibilité à la douleur au niveau de la tête : cette évaluation sera réalisée avant le stress, après chaque séance, le lendemain, puis deux fois par semaine jusqu’à ce que la sensibilité revienne à la normale. Chaque mesure dure environ 30 minutes. Injection sous-cutanée d’une molécule capable de déclencher une crise de migraine ou d’une solution contrôle : chaque injection prend moins de 2 minutes. Prélèvements sanguins : réalisés au niveau de la veine de la queue, ces prélèvements permettent de prélever le sang plusieurs fois (jusqu’à 5 fois) sur des animaux vigiles, mis en contention dans des tubes adaptés. Prélèvement vaginal : sera réalisé le jour de l'injection de la molécule déclenchant une migraine. Il se fera sous anesthésie gazeuse, et durera moins de 2 minutes.

Impact sur les animaux

Nous utilisons un modèle de migraine qui provoque une douleur modérée chez l’animal. Cette douleur survient après l’injection mais n’empêche pas l’animal de se déplacer normalement. Lors des tests de sensibilité avec des filaments semi rigides, l’animal retire sa tête ou son visage, ce qui indique une douleur modérée. L’animal peut éviter cette stimulation car il n’est pas immobilisé, et chaque stimulation dure moins de 3 secondes. Le protocole de stress induit un stress modéré et temporaire, soigneusement contrôlé dans le temps. Cette procédure est courte et conçue pour minimiser au maximum l’inconfort des animaux.

Devenir

A l’issue de toutes les expériences, les animaux ne seront pas gardés du fait des techniques/procédures subies et seront de ce fait mis à mort.

Remplacement

Ce projet nécessite l’utilisation de souris afin de développer et valider un modèle réaliste de migraine. Les mécanismes étudiés, notamment la façon dont le cerveau devient plus sensible après un stress et comment certaines molécules peuvent déclencher des crises, ne peuvent pas être reproduits avec des modèles informatiques ou des cellules en culture. L’étude in vivo est donc indispensable pour obtenir des résultats fiables et pertinents.

Réduction

Le nombre de souris dans chaque groupe a été déterminé grâce à des calculs statistiques afin d’obtenir des résultats fiables, tout en utilisant le moins d’animaux possible. Ces calculs tiennent compte du niveau de certitude souhaité pour les résultats et s’appuient aussi sur nos expériences précédentes et sur la variabilité habituellement observée dans ce type d’étude. L’étude sera réalisée sur des souris mâles et femelles. Chez les femelles, les différentes phases du cycle hormonal seront prises en compte pour vérifier si elles influencent les résultats. Si l’on observe que les résultats sont similaires entre mâles et femelles et que le cycle hormonal n’a pas d’effet, les données pourront être regroupées. Cela permettra de réduire le nombre total d’animaux nécessaires.

Raffinement

À leur arrivée, les souris seront hébergées dans des cages enrichies avec des matériaux pour faire leur nid, par petits groupes de cinq. Elles auront accès librement à la nourriture et à l’eau. Les cages seront maintenues dans une animalerie où la température et l’humidité sont contrôlées, et la litière sera changée une fois par semaine. Si une souris devient agressive envers les autres, elle sera placée seule pour éviter les blessures. Les animaux seront surveillés régulièrement afin de vérifier leur état général et leur comportement (par exemple l’aspect du pelage, la posture ou une éventuelle agitation). Une attention particulière sera portée à l’apparition de signes inhabituels afin de détecter rapidement toute atteinte au bien-être des animaux et d’adapter leur prise en charge si nécessaire. Si un animal présente des signes de douleur pendant l’expérience, un médicament antalgique sera administré pour la soulager. Si son état ne s’améliore pas, la vétérinaire responsable sera consultée. En dernier recours, si l’état de l’animal ne s’améliore pas malgré les soins, il sera mis à mort selon une procédure adaptée afin d’éviter toute souffrance prolongée.

Choix des espèces

Nous utilisons des souris, une espèce largement utilisée en neurosciences et dans les études sur la douleur. Leur cerveau et leurs circuits nerveux sont suffisamment similaires à ceux des humains pour permettre l’étude de la vulnérabilité aux crises de migraine. Cette souche peut également être modifiée par des techniques génétiques ou virales, ce qui est utile pour notre projet. Les animaux auront entre 7 et 12 semaines, un âge correspondant à l’état adulte chez la souris.

Un lot de souris femelles est privé de ses ovaires par chirurgie et reçoit un implant hormonal, pour les rendre réceptives et servir de partenaires aux tests de comportement sexuel des mâles. 2 916 souris au total vont être utilisées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une partie subit une chirurgie du cerveau de trente à quarante-cinq minutes, les mâles sont hébergés seuls avant les tests d'accouplement qui durent neuf heures, et le porteur relève lui-même le stress lié à cet isolement. La majorité est tuée pour prélever le cerveau, une petite partie est tuée sans aucun prélèvement, parce que ces femelles ne servent plus une fois leur implant hormonal périmé.

Objectifs

L’infertilité est aujourd’hui un enjeu majeur de santé publique dont les causes et les mécanismes d’action demeurent mal compris. La fertilité repose sur une régulation adéquate par le cerveau des régions impliquées dans les fonctions de reproduction. L'organisation de ces structures cérébrales, en particulier dans l’hypothalamus, est contrôlée par les hormones stéroïdes sexuelles, testostérone et estradiol, pendant des périodes critiques de développement, de la naissance à la puberté. Le but de ce projet de recherche est de comprendre le rôle de l’œstradiol au cours du développement pubertaire dans les changements de plasticité de l’hypothalamus. Des souris seront utilisées afin d’investiguer les mécanismes d’action de l’œstradiol dans l’organisation pubertaire des réseaux neuraux sous-jacents la régulation des fonctions de reproduction. Les données issues de ce projet aideront à mieux comprendre les troubles pubertaires et contribueront à élucider les mécanismes d’actions impliquées dans le contrôle des fonctions de reproduction mâle et femelle. Cela pourrait ainsi conduire à développer des stratégies thérapeutiques spécifiques au sexe et à l’âge pour remédier aux troubles de la fertilité.

Bénéfices attendus

La puberté est une période critique de la vie qui permet d’atteindre la maturité sexuelle et ainsi permettre la reproduction. C’est une période cruciale de transition entre l’enfance et l’âge adulte qui, en plus de l’apparition des caractères sexuels secondaires, s’accompagne d’importants changements psychiques et comportementaux. Néanmoins de manière surprenante les mécanismes cérébraux sous-tendant ces changements sont aujourd’hui encore mal compris. Les données obtenues dans ce projet contribueront à déterminer les mécanismes d’action qui contrôlent l’organisation pubertaire du cerveau par les hormones stéroïdes sexuelles. Ceci est particulièrement pertinent si nous voulons développer de meilleurs traitements pour les troubles de la puberté mais également pour les troubles psychiatriques et comportementaux qui se manifestent souvent pendant cette période.

Procédures

Une partie des souris mâles et femelles subira une chirurgie au niveau du cerveau sous anesthésie générale et avec une analgésie pré et post-opératoire. La chirurgie durera entre 30 et 45 minutes maximum. Un lot de souris femelles subira un acte de chirurgie afin d’induire la réceptivité par retrait chirurgical des ovaires et pose d’un implant hormonal. La chirurgie durera maximum 10 minutes sur animaux anesthésiés et recevant une analgésie pré et post-opératoire. Ces femelles subiront également 2 injections d’hormones avant les tests de comportement sexuels. Le comportement des mâles et femelles sera analysé à l’âge adulte : - comportement spontané d’accouplement (2 tests séparés de 15 jours, d’une durée 9h pour les mâles ; 3 tests séparés de 10 jours d’un durée de 30 minutes pour les femelles, sur animaux vigiles). - test d’activité locomotrice spontanée (durée de 120 minutes sur animaux vigiles) et test d’anxiété spontanée (durée de 9 minutes sur animaux vigiles). Une partie des animaux subiront une chirurgie terminale sous anesthésie et analgésique d’une durée de 20 minutes maximum. Les animaux restants seront anesthésiés profondément et euthanasiés. A l’issue de cet acte terminal les prélèvements sont réalisés pour analyse.

Impact sur les animaux

Les chirurgies au niveau du cerveau des souris se feront sous anesthésie. Les éventuels nuisances et effets indésirables à court et à long terme liés à cette chirurgie sont une hypothermie, un arrêt cardio-respiratoire liée à l’anesthésie, une douleur post-opératoire se traduisant par une apparence, une position et des comportements anormaux ainsi qu’une perte de poids rapide. Les injections d’anesthésiques et d’antalgiques peuvent générer une douleur légère au point de piqure. Un léger inconfort peut être généré par la première introduction des souris dans les dispositifs liés aux tests comportementaux. Un stress peut être lié à l’hébergement individuel des mâles avant les tests de comportements. L’anesthésie effectuée pour les ovariectomies est également associée à certains risques (hypothermie, arrêt cardio-respiratoire…). De plus, un stress peut être lié à la chirurgie effectuée chez les femelles. Cette chirurgie peut également entrainer des douleurs.

Devenir

La majorité des animaux seront euthanasiées afin de prélever les cerveaux nécessaires à la réalisation des analyses histologiques et fonctionnelles. Une faible partie des animaux seront euthanasiés sans prélèvement à la fin des expériences de comportement car ces souris femelles ne peuvent être réutilisées au-delà de la période de validité des implants délivrant des hormones pour étudier le comportement sexuel des mâles.

Remplacement

L'étude du rôle de l’œstradiol dans la neuroplasticité de l’hypothalamus au cours du développement pubertaire nécessite des modèles animaux pour pouvoir étudier le réseau neuronal complexe au sein de l’organisme entier. Des animaux vivants seront donc nécessaires pour ce projet. Ce projet comporte des analyses neuroanatomiques et neuroendocrines. Il n'est donc pas possible de le développer par des méthodes alternatives et/ou substitutives.

Réduction

Le nombre total d'animaux utilisé est de 2916, ce qui permet une analyse combinée des mâles et des femelles et cela à différents stades du développement pubertaire. Des protocoles biologiques différents ne permettent pas d’effectuer toutes les analyses sur les mêmes échantillons. L’expertise scientifique de l’équipe dans l’étude neuroanatomique des fonctions de reproduction permet de connaitre le nombre d’animaux nécessaire par groupe afin d’obtenir des résultats fiables. Dans un souci de réduction du nombre d’animaux, nous déterminerons avec une première cohorte d’animaux les meilleures conditions d’injection des vecteurs viraux. Les effectifs utilisés ont été calculés au plus juste grâce à un calcul de puissance. Des analyses statistiques seront effectuées afin de réaliser une interprétation fiable des résultats. Afin de réduire le nombre d'animaux, les organes non utilisés dans ce projet (hypophyse, ovaire, dents, squelette...) seront proposés aux collaborateurs de l'équipe comme cela est fait habituellement. Par ailleurs, les résultats obtenus au fil de la réalisation de ce projet nous permettront d’affiner nos besoins et donc de réduire le nombre d’animaux nécessaires. En effet, nous envisageons de sélectionner les conditions induisant une perturbation du comportement sexuel à l’âge adulte, lors des premières expérimentations, afin de conserver uniquement celles-ci dans les expérimentations suivantes. Le nombre d’animaux indiqué dans cette demande correspond donc au nombre maximal d’animaux pouvant être utilisés dans cette étude.

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans une animalerie, sous la supervision de soigneurs et d’un vétérinaire qualifié. L'hébergement des animaux sera réalisé conformément à la directive européenne 2010/63/UE en termes d'espace et d'environnement. Les souris seront soumises à un cycle lumière- obscurité de 12h dans un environnement à température contrôlée avec un accès ad libitum à la nourriture et à l'eau. Les cages complètes seront changées chaque semaine. Pour l'enrichissement, un nid sera placé dans la cage. Avant chaque procédure chirurgicale, une analgésie sera effectuée par l’injection d’un analgésique 20 minutes avant la procédure. Les souris seront surveillées et pesées quotidiennement en post-opératoire, puis hebdomadairement afin de s'assurer que toute souris présentant un ou plusieurs points limites sera euthanasiée. La douleur post-opératoire sera prise en charge par injection d’un analgésique durant les 3 jours suivant les chirurgies. Toutes les euthanasies des animaux seront effectuées sous anesthésie générale. L'anesthésie profonde de l'animal est vérifiée par le pincement de la patte arrière et l'absence du réflexe de clignement de paupière suite à une stimulation de l'œil. Une analgésie sera effectuée 20 minutes avant la chirurgie terminale.

Choix des espèces

La souris est l'un des modèles les mieux caractérisés pour ces études neuroendocrines et neuroanatomiques grâce à la disponibilité d'outils biotechniques (anticorps, lignées transgéniques...), et de données dans la littérature permettant d'une part de comparer les résultats obtenus avec ceux des autres laboratoires et d'autre part d'implémenter les connaissances sur cette thématique. Des souris mâles et femelles adultes seront utilisées. De plus, des souris mâles et femelles seront utilisées à différents âges prépubertaires et pubertaires. Ce projet vise à étudier la neuroplasticité de l’hypothalamus au cours du développement pubertaire, l’utilisation de ces différents âges permettra d’étudier le plus précisément possible les mécanismes d’action de l’estradiol lors du développement pubertaire.

Ce projet fonctionne comme un criblage in vivo de conjugués anticorps-médicament et de nanoparticules lipidiques censés contrer l'épuisement des lymphocytes CAR-T. 2 200 souris immunodéficientes y sont utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune reçoit une greffe de tumeur, deux à six injections de cellules ou d'agents pharmacologiques, jusqu'à dix séances d'imagerie par bioluminescence et jusqu'à six prélèvements de sang. Le porteur décrit une leucémie disséminée, une anémie, un risque d'ulcération de la tumeur, une gêne respiratoire progressive et une maladie du greffon contre l'hôte, puis conclut que seul un criblage in vivo permet d'identifier des cibles de façon fiable.

Objectifs

Les thérapies cellulaires adoptives, notamment les lymphocytes T exprimant un récepteur antigénique chimérique (CAR-T), représentent une avancée thérapeutique majeure en oncologie. Leur efficacité reste cependant limitée, en particulier dans les tumeurs solides, principalement en raison du phénomène d'épuisement fonctionnel des lymphocytes T. Cet état se caractérise par une perte progressive des fonctions effectrices, une diminution de la capacité d'auto-renouvellement et une persistance réduite dans un microenvironnement tumoral immunosuppresseur, souvent associé à la surexpression de récepteurs inhibiteurs. Ce projet vise à évaluer des stratégies pharmacologiques innovantes et complémentaires pour contrer cet épuisement et potentialiser les thérapies cellulaires, en ciblant deux classes d'agents : des conjugués anticorps-médicament permettant de délivrer spécifiquement un agent cytotoxique ou immunomodulateur aux cellules T exprimant un récepteur de surface ; ou des • nanoparticules lipidiques ciblées pour l'inhibition in vivo de gènes clés de l'épuisement. Ce projet intègre également l'évaluation de lymphocytes T humains génétiquement modifiés par édition du génome. Ces stratégies visent à produire des cellules T dotées d'une résistance accrue à l'épuisement, à la suppression immunologique et au rejet allogénique.

Bénéfices attendus

Court terme : identification des stratégies pharmacologiques et des modifications génétiques les plus efficaces pour limiter ou reverser l'épuisement des CAR-T ; mise en évidence de combinaisons thérapeutiques plus efficaces contre des tumeurs hématologiques et solides réfractaires. Moyen terme : génération de données mécanistiques permettant de comprendre les bases biologiques des effets observés ; définition de fenêtres thérapeutiques sûres pour chaque agent ; validation de la stratégie d'édition génomique pour produire des cellules T améliorées. Long terme : développement d'essais cliniques combinant thérapies cellulaires génétiquement optimisées et modulateurs pharmacologiques ciblés, avec amélioration attendue du pronostic de patients pour lesquels les options thérapeutiques actuelles sont limitées.

Procédures

Une injection de greffe tumorale par animal. Durée : 5–10 minutes par intervention (incluant contention, anesthésie et réveil). Toujours réalisées sous anesthésie générale. • Injections de thérapies cellulaires et d’agents pharmacologiques 2 à 6 injections par animal au total (incluant les injections de cellules et des agents pharmacologiques, réparties sur la durée de l’étude). Durée : 5 minutes par séance d’injection (induction anesthésie + injection + réveil). Toutes les injections sont réalisées sous anesthésie générale . • Imagerie in vivo par bioluminescence pour suivi de la charge tumorale et de la persistance des cellules thérapeutiques. 3 à 10 séances au maximum selon le modèle tumoral et la survie des animaux. Durée : 10–20 minutes par séance (incluant anesthésie générale, injection de substrat si nécessaire, acquisition des images et réveil). • Prélèvements sanguins : 2 à 6 prélèvements par animal sur l’ensemble de l’étude. Durée : 5 minutes par prélèvement, animaux anesthésiés lors des procédures les plus invasives.

Impact sur les animaux

Pour certains animaux, les nuisances sont liées à la dissémination leucémique progressive (altération modérée de l'état général) et aux cytopénies secondaires, notamment une anémie modérée bien tolérée dans les délais de l'expérience. Les injections répétées induisent un stress ponctuel limité par l'anesthésie systématique. Pour d'autres animaux, les nuisances sont liées à la croissance tumorale au flanc (gêne mécanique, risque d'ulcération) et aux injections répétées sous anesthésie. Pour le modèle orthotopique pulmonaire, les nuisances spécifiques sont liées à l'atteinte fonctionnelle pulmonaire progressive (dyspnée, diminution modérée de la capacité respiratoire). Pour d'autres animaux (modèle humanisé) : Les nuisances incluent la croissance tumorale, les injections répétées sous anesthésie, et le risque de maladie du greffon contre l'hôte — nuisance spécifique modérée. D'autres animaux pourront avoir des nuisances liées à la croissance tumorale (gène mécanique, diminution d'apétit modérées).

Devenir

À l’issue des procédures expérimentales, tous les animaux seront euthanasiés pour des analyses immunologiques, histologiques, moléculaires et multi-omiques approfondies. Ces analyses nécessitent la mise à mort des animaux.

Remplacement

À l’heure actuelle, il n’existe pas d’alternative pertinente à l’utilisation de modèles in vivo pour atteindre les objectifs de ce projet. Ni les modélisations mathématiques, ni les systèmes in vitro ne permettent de reproduire l’environnement immunosuppresseur complexe auquel est soumis le système immunitaire in vivo. Le système immunitaire est fortement compartimenté entre les organes lymphoïdes et les tissus, avec une régulation fine des flux cellulaires et des signaux (cytokines, chimiokines) entre ces compartiments. Seule une approche de criblage in vivo permet de prendre en compte ces interactions dynamiques entre cellules tumorales, cellules immunitaires et agents pharmacologiques, et ainsi d’identifier de manière fiable des cibles présentant un potentiel thérapeutique majeur.

Réduction

L’ensemble du plan expérimental a été conçu pour utiliser le nombre minimal d’animaux compatible avec la robustesse scientifique des résultats. L’imagerie longitudinale non invasive permet de suivre l’évolution tumorale chez un même animal au cours du temps, chaque individu servant en partie de son propre contrôle, ce qui réduit le nombre total de souris nécessaires. Les tailles de groupes ont été déterminées à partir de calculs de puissance statistique, en tenant compte de la variabilité attendue du modèle, afin de limiter le nombre d’animaux tout en garantissant la détection des effets biologiquement pertinents. Les analyses de croissance tumorale ainsi que l'évolution des maladies seront réalisées par tests statistiques adaptés.

Raffinement

Les animaux en procédure auront un examen clinique quotidien. Toutes les procédures invasives, y compris l’imagerie, seront réalisées sous anesthésie générale appropriée, associée à une analgésie systématique et préemptive lorsque cela est indiqué, afin de minimiser douleur, stress et inconfort. Les animaux seront hébergés dans un environnement enrichi (abris, matériaux de nidification, objets d’exploration) et manipulés par du personnel formé aux bonnes pratiques visant à réduire le stress. Un suivi clinique quotidien sera assuré à l’aide d’une grille de score standardisée (poids, aspect du pelage, posture, activité, prise alimentaire, taille et aspect de la tumeur, etc.) et des points limites précocesseront strictement appliqués.

Choix des espèces

La souris est le modèle préclinique standard en immuno-oncologie. Les lignées immunodéficientes utilisée permettent la xénogreffe de tumeurs humaines et l'injection de cellules immunitaires humaines en créant un microenvironnement tumoral et immunitaire proche de la situation clinique. Aucune espèce alternative ne permet de réunir ces propriétés. L'ensemble des animaux est utilisé au stade adulte, entre 6 et 12 semaines (jusqu’à 16 semaines pour les suivis prolongés). Ce stade est le seul pertinent pour les objectifs du projet : les études d'efficacité antitumorale et d'immunothérapie nécessitent un système immunitaire mature et fonctionnel, une capacité de greffe tumorale établie.

Mises en reproduction, nourries pour une partie d'un aliment enrichi en sucre du lait humain, les femelles sont tuées au dix-neuvième jour de gestation pour une hystérectomie. Les nouveau-nés extraits sont imprégnés de l'urine d'une femelle adoptante puis glissés dans sa portée, avec de la nourriture au fond de la cage pour limiter le cannibalisme. À 28 et 38 jours ils reçoivent une injection d'allergène dans l'abdomen, à 45 jours un gavage du même allergène déclenche la réaction, température rectale et symptômes relevés pendant trente minutes. 144 souris sont utilisées ainsi, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, et toutes sont tuées. Les reproductrices à l'hystérectomie, les adoptantes après le sevrage, la descendance le jour où l'allergie est provoquée.

Objectifs

Les allergies alimentaires peuvent apparaitre tôt dans la vie, car elles sont liées à des anomalies du système immunitaire, du microbiote et de la barrière intestinale dès la naissance. L’alimentation maternelle peut influencer la maturation de ces systèmes et donc le risque d’allergie. Les sucres du lait humain ont la capacité de renforcer la barrière intestinale, favoriser les bactéries bénéfiques pour la santé et d’induire la tolérance immunitaire. Nous avons démontré qu’une supplémentation en sucre du lait maternel pendant la grossesse protégeait la descendance de l’allergie alimentaire chez la souris, grâce à la présence d’une empreinte immune chez le fœtus et microbienne associé à la protection de la descendance. Chez la souris, nous avons démontré que la naissance par césarienne, supprimant l’empreinte microbienne, ne permettait plus la protection des descendants à l’allergie alimentaire par la supplémentation en sucre du lait maternel pendant la grossesse, malgré la présence de l’empreinte immune chez la descendance. Ces résultats permettent de dire que le transfert microbien à la naissance semble nécessaire à la prévention de l’allergie alimentaire. Dans ce projet, nous souhaitons comprendre si ce transfert à la naissance suffit à prévenir l’allergie alimentaire chez la descendance à lui seul, ou si l’empreinte immune et le transfert microbien sont tous deux nécessaires. L’objectif de ce projet est de ne pas induire l’empreinte immune liée à la supplémentation en sucre du lait maternel chez le fœtus, mais de coloniser des souriceaux nés par césarienne par un transfert de bactéries fécales de mères supplémentées en sucre du lait maternel. Nous pourrons alors évaluer si l’effet préventif de la supplémentation en sucre du lait maternel sur l’allergie alimentaire chez la descendance est toujours présent.

Bénéfices attendus

Nous avons déjà démontré chez la souris qu’une supplémentation prénatale en sucre du lait maternel pendant la grossesse protégeait de la survenue de l’allergie alimentaire chez la descendance. Nous avons également caractérisé les transferts immuns entre la mère et son foetus ainsi que l’empreinte microbienne spécifique transmise de la mère au souriceau. Nous avons démontré que le transfert microbien à la naissance est nécessaire à la prévention de l’allergie alimentaire chez la descendance et que l’empreinte immune n’est pas suffisante pour prévenir l’allergie. Au cours de ce projet, nous souhaitons définir si le transfert du microbiote à la naissance, issus de femelles gestantes supplémentées ou non avec le sucre du lait maternel, peut à lui seul permettre la protection de la descendance, ou si l’empreinte immune associée au transfert microbien à la naissance sont nécessaires à la prévention de l’allergie chez la descendance.

Procédures

Des pesées (1-2 minutes) seront réalisées pouvant induire du stress chez la souris, réduit par l’utilisation de tube de transport pour éviter de prendre la souris en main. Une partie des femelles reproductrices sera exposée à un aliment enrichi en un oligosaccharide du lait maternel, dès leur arrivée à l’animalerie et ceci jusqu’à leur mise à mort au 19ème jour de gestation. Des fèces seront récoltées chez les femelles gestantes au jour 18 de gestation (fin de gestation) et la descendance au jour 22 et 44 de vie. L’animal sera placé dans une cage propre sous un poste de sécurité microbiologique pendant quelques minutes, le temps de récupérer les fèces. Une injection intrapéritonéale sera effectuée sur les descendants à 28 et 38 jours de vie afin de les sensibilisées à l’allergène. Lors de l’injection, la souris sera prise en contention pendant quelques secondes afin de réaliser une injection sûre avec une douleur minime. L'adjuvant présent dans la solution de sensibilisation peut enrainer de léger maux de vantre, entrainnant une surveillance des animaux le jour de la sensibilisation. A 45 jour de vie, un challenge oral par gavage de l’allergène sera réalisé sur la descendance. Lors du gavage, la souris sera prise en contention pendant quelques secondes afin de réaliser un gavage oral sûr sans douleur. La température rectale et corporelle et les symptômes cliniques de l'allergie seront suivis les 30 minutes suivants le challenge oral.

Impact sur les animaux

La reproduction ainsi que les pesées, pour confirmer la gestation, peut occasionner un stress chez la souris par la répétition des gestes et la sortie des cages. Un stress sera induit aux femelles adoptantes lors de l’échange de portée. Lors de l’injection intrapéritonéale de l’allergène, une petite lésion au niveau de l’introduction de l’aiguille peut avoir lieu. L’Alhydrogel, un adjuvant présent dans la solution de sensibilisation, peut induire des maux de ventres aux souris. Lors du gavage oral, les symptômes de l’allergie sont provoqués chez les souris (baisse de température, irritation bouche/oreille, isolement/diminution de l’activité). Lors de la prise de température rectale pour mesurer la chute de température induite par la réaction allergique, une irritation du colon peut avoir lieu.

Devenir

A la fin de ce projet, la totalité des animaux seront mis à mort. Les femelles reproductrices seront mises à mort à 19 jours de gestation afin de réaliser les hystérectomies. Les femelles adoptantes seront mises à mort après le sexage et la fin du sevrage. La descendance sera mise à mort à la suite du protocole de sensibilisation et du challenge oral dans le cadre de l'allergie alimentaire.

Remplacement

Il est impossible de reproduire efficacement les systèmes biologiques très complexes que sont le microbiote et le système immunitaire intestinaux in vitro ou in silico, et ce, notamment dans le cadre d’interactions complexes comme ici avec des HMO et leur influence au cours de la période prénatale.

Réduction

Ce modèle animal utilisé a été conçu pour permettre de réduire un maximum le nombre d’animaux grâce à notre connaissance sur l’efficacité des reproductions sur 12h, les taux de cannibalismes et d’adoption après hystérectomie, et du nécessaire pour obtenir une différence des paramètres observés statistiquement différent entre les groupes (Annexe 2 et 3). Des outils statistiques ont été utilisés afin de réduire au maximum le nombre de souris par groupe pour être statistiquement relevant sur le paramètre principal de l’étude : la présence ou non de symptômes de l’allergie. Nous avons prix en compte le taux de mortalité lors des hystérectomies mais aussi lors des adoptions. Les souris de la procédure 1 qui n’auront été utilisées que pour la récolte de fèces seront utilisées pour augmenter le n de notre précédent protocole. Les souris surnuméraires ou non utilisées seront mises à mort ou utilisées pour des protocoles in vitro.

Raffinement

Seul le personnel expérimenté et qualifié effectuera les expérimentations animales, pour assurer les soins appropriés afin de minimiser la souffrance des animaux, avec un suivi quotidien des animaux. Les souris seront hébergées dans des cages dans un portoir ventilé avec un cycle jour/nuit de 12h (température, humidité) à 2 (femelles reproductrices), 1 (mâle reproducteur) et 4 (descendance) par cage selon les groupes dans un environnement avec au moins 2 enrichissements (dôme, tube, coton). Nous avons observé que les mâles entrés en reproduction deviennent plus agressifs envers leurs congénères du même sexe. Les mâles reproducteurs seront hébergés à 5 par cage avant la première reproduction puis 1 par cage par la suite. Une demande de dérogation pour l’hébergement des mâles a été ajouté à ce projet. Pour limiter le stress des pesées, les souris seront déplacées avec un tube en plastique, présent dans la cage, lui permettant de s’y glisser. Pour limiter cannibalisme ou rejet pendant les adoptions, les nouveau-nés seront imprégnés de l’odeur de la femelle adoptante par l’urine de la femelle et par la litière avant de placer les nouveau-nés dans la cage. L’échange des petits sera rapide sans déplacer le nid. Les femelles adoptantes seront le moins touchées possible. Les adoptions auront lieu dans une salle où seul deux expérimentateurs pourront entrer. De la nourriture sera placée dans le fond de la cage pour limiter le risque de cannibalisme. En cas de rejet, les petits seront séparés de la femelle adoptante pour être placés dans une autre portée, ou euthanasiés si des signes de souffrances ou des blessures sont observés. Pour obtenir le matériel fécal nécessaire à la procédure 2, nous avons besoin de femelles gestantes CT et 2’-FL. Afin d’optimiser l’utilisation de ces animaux, nous allons les utilisés pour augmenter le nombre de groupe d’un projet précédent. La sensibilisation et l’induction de l’allergie alimentaire peut induire un mal-être chez l’animal (Annexe 2). Une surveillance plus élevée des animaux est réalisée au cours de la journée des sensibilisations. Au cours des 30 minutes suivants le gavage oral, un suivi des symptômes cliniques (Annexe 2) et de la température rectale nous permettra de statuer sur l'état de la souris. En cas d'une chute de température supérieur à 5°C ou d'un mal-être trop important chez l'animal, nous prendrons la décision de mettre à mort l'animal avant la fin des 30 minutes.

Choix des espèces

Nous avons démontré chez la souris qu'une supplémentation durant la grossesse en prébiotiques et en sucre du lait maternel protégeaient la descendance de la survenue de l’allergie alimentaire. Afin de rester cohérent dans nos études, nous devons rester sur la même espèce. Les souris mâles et femelles reproducteurs seront âgées respectivement de 10 et de 6 semaines à leur arrivée. Les souris seront mises en reproduction à 11 et 7 semaines de vie, l’âge où elles sont mâtures sexuellement. Les souris gestantes seront mises à mort au 19ème jour de gestation afin de réaliser les hystérectomies. Si la reproduction sous 12h n’a pas été efficace, les souris non-gestantes seront de nouveau accouplées avec d’autres mâles la semaine suivante et ceci, jusqu’à ce que le nombre de descendants nécessaire soit atteint. Les souris certifiées gestantes seront utilisées pour l’adoption des nouveau-nés venus au monde par hystérectomie. Après le sevrage des petits à 21 jours de vie, les adoptantes seront mises à mort. La descendance sera sensibilisée à l'allergie à partir de 4 semaines de vie puis provoquée avec le même allergène, puis mise à mort le jour de la provocation de l'allergie à 6 semaines de vie afin d’étudier les cellules immunes dans divers organes.

Le muscle tibial antérieur d'une patte est retiré et remplacé par une matrice artificielle, puis enrichi par injection de cellules humaines. 120 souris immunodéficientes vont être utilisées ainsi, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, avec six séances d'imagerie sous anesthésie et un transport à pied entre deux établissements. Le porteur ramène ces atteintes à des douleurs modérées et à un risque d'infection lié à l'immunodéficience, et prévoit que chaque souris serve de témoin à elle-même par comparaison de ses deux pattes. Toutes sont tuées à l'issue pour prélever et analyser les muscles.

Objectifs

Ce projet vise à tester une nouvelle approche pour remplacer un muscle endommagé. Aujourd’hui, lorsqu’un muscle est perdu à cause d’une maladie ou d’un accident, il ne peut pas être remplacé. Nous développons une structure artificielle qui imite un muscle et qui peut être implantée à la place du muscle manquant. Cette structure est ensuite enrichie avec des cellules capables de former du tissu musculaire. L’objectif est de vérifier si cette approche permet de recréer un muscle fonctionnel dans un organisme vivant.

Bénéfices attendus

La perte d’un muscle, liée à une maladie ou à un accident, est aujourd’hui irréversible car il n’est pas possible de transplanter un muscle entre humains en raison des réactions du système immunitaire. Pourtant, ce type de handicap pourrait concerner des centaines de millions de personnes dans le monde. En effet, les maladies musculaires touchent une personne sur 3000 en Europe et la prise en charge actuelle varie entre 100 000 et 150 000 euros par patient et par an pour les formes les plus avancées. Ce projet propose une nouvelle approche pour répondre à ce besoin : remplacer le muscle manquant par une structure artificielle qui imite un muscle naturel. Une fois implantée, cette structure est enrichie avec différents types de cellules humaines capables de reconstruire un tissu musculaire. L’objectif est de démontrer que cette solution peut permettre de recréer un muscle fonctionnel. À terme, cette approche pourrait ouvrir la voie à de nouveaux traitements pour les personnes ayant perdu la fonctionnalité d'un muscle.

Procédures

Au cours du projet, les animaux auront une chirurgie sous anesthésie et analgésie (1 fois, durée : 15 minutes) et une injection de cellules sous anesthésie (1 fois, 5 minutes). Les animaux seront transportés d'un établissement 1 vers un établissement 2 (animaux vigiles, 10 minutes). Enfin, les animaux seront suivis par imagerie sous anesthésie (6 fois, durée : 15 minutes).

Impact sur les animaux

Dans le cadre de ce projet, les animaux sont immunodéprimés ce qui les exposent à un risque accru aux infections. Plusieurs actes seront réalisés sous anesthésie (chirurgie, injection, imagerie), elle pourra engendrer une baisse de la thermorégulation et dans de rares cas une détresse cardio-respiratoire. L’intervention chirurgicale pourra engendrer des douleurs modérées et des risques d’infections. Les injections pourront induire une douleur légère de courte durée. Le transport entre les deux établissements pour la mise en oeuvre du projet et les imageries pourront engendrer un léger stress.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés par une méthode réglementaire à la fin de la procédure afin de prélever et analyser les muscles.

Remplacement

Avant toute utilisation chez l’animal, les différentes cellules sont étudiées en laboratoire grâce à des modèles in vitro. Ces tests permettent de vérifier leur bon fonctionnement et leur capacité à former des structures proches de celles observées dans l’organisme. Concrètement, certaines cellules sont sélectionnées pour leur capacité à former des fibres musculaires capables de se contracter, d’autres pour leur aptitude à former des vaisseaux sanguins, et d’autres encore pour leur rôle dans la production de composants essentiels du tissu. Ces propriétés sont évaluées à l’aide d’observations au microscope, de manière qualitative. Cette étape permet de s’assurer que les cellules présentent les caractéristiques attendues avant leur utilisation dans un organisme vivant. Cependant, à ce jour, il n’existe pas de méthode alternative permettant de reproduire l’ensemble des mécanismes impliqués dans la formation d’un muscle complet. Les interactions complexes entre les différents types de cellules, les vaisseaux sanguins et les tissus ne peuvent pas être modélisées de manière fiable uniquement en laboratoire. C’est pourquoi une approche in vivo reste nécessaire pour répondre aux objectifs de ce projet.

Réduction

Le nombre d’animaux a été défini de manière à obtenir des résultats fiables tout en respectant la règle des 3R. Au total, jusqu’à 120 animaux seront utilisés dans le cadre du projet. Afin de réduire le nombre d’animaux nécessaires, chaque souris servira de contrôle pour elle-même lorsque cela est pertinent, notamment en comparant les deux muscles de l’animal. Cette approche permet d’augmenter la puissance des analyses sans augmenter le nombre d’animaux. Les données seront comparées entre groupes à l’aide d’analyses statistiques adaptées, afin de garantir la robustesse et la fiabilité des résultats.

Raffinement

Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation. Les animaux sont hébergés avec leurs congénères (l’hébergement individuel est limité au maximum) en portoirs ventilés avec un système d’abreuvement automatique et un accès ad libitum à la nourriture et l’eau. Le milieu est enrichi avec deux enrichissements minimum et les animaux sont vérifiés quotidiennement. Le projet a été mis au point afin de permettre une interprétation fiable des résultats dans le respect du bien-être animal. Pour limiter les risques d'infections liés au phénotype, les animaux auront de la nourriture, de la litière et des enrichissements stérilisés et l'eau de boisson sera purifiée. Les animaux seront également manipulés avec des gants sous hotte et hébergés en cages ventilées. L'ensemble des actes seront réalisés sous anesthésie générale et avec analgésie pour la chirurgie. Pendant l'anesthésie, les animaux sont placés sur tapis chauffant afin de maintenir leur température corporelle et un gel ophtalmique est appliqué pour prévenir le dessèchement des yeux. Avant et après la chirurgie, un gel nutritif sera introduit dans la cage ainsi que des croquttes au sol pour faciliter la prise hydrique et alimentaire. Pour le transfert entre les deux établissements, les animaux seront placés dans une boite de transport avec litière, croquettes et enrichissement. La boite sera placée dans un sac opaque pour préserver les animaux de la lumière extérieure. Le transport de l’établissement 1 à l’établissement 2 est de 10 minutes maximum à pied. Les examens seront réalisés après une semaine d’acclimatation. Ainsi, la douleur et le stress sont limitées en apportant des soins adaptés ainsi qu’une surveillance attentive accompagnée de points limites suffisamment prédictifs et précoces.

Choix des espèces

L’utilisation de souris immunodéficientes est indispensable pour ce projet, car elle permet d’évaluer la greffe de cellules humaines dans un organisme vivant. Ces animaux présentent une déficience du système immunitaire ce qui limite fortement le rejet des cellules humaines injectées. Cette caractéristique est essentielle pour permettre la survie, l’intégration et l’étude des cellules humaines dans le tissu musculaire. Le modèle murin est largement utilisé en recherche biomédicale pour l’étude de la régénération musculaire, en raison de sa pertinence biologique et de la disponibilité de modèles adaptés. Ainsi, l’utilisation de cette lignée permet d’obtenir des résultats fiables et pertinents au regard des objectifs du projet. Les animaux seront utilisés à un stade adulte (entre 2 et 8 mois), ce qui correspond à un organisme mature et permet d’étudier la régénération musculaire dans des conditions proches de celles observées chez l’humain adulte. Ce choix est particulièrement pertinent pour évaluer l’intégration de la matrice et la formation d’un tissu musculaire fonctionnel dans un environnement physiologique stabilisé.

Ascite et œdèmes attendus après l'injection du sérum néphrotoxique, au point que les animaux prennent du poids au lieu d'en perdre. 1 140 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour prélever les organes. Une chimiothérapie ou un sérum néphrotoxique leur est injecté sous anesthésie pour provoquer deux formes de maladie rénale, des minipompes osmotiques sont implantées chirurgicalement, et quatre prélèvements d'urine sont pratiqués au fil du protocole. Le porteur cherche à savoir si deux protéines protègent le rein et espère à terme un essai clinique chez des patients que les traitements actuels n'aident pas. Il retient la souris pour la simplicité de son hébergement, la maîtrise du modèle par son équipe et l'abondance de données déjà produites sur cette espèce, et note que les protocoles sont assez courts pour qu'aucune insuffisance rénale terminale ne devrait apparaître.

Objectifs

La maladie rénale chronique (MRC) représente un enjeu majeur de la santé publique, affectant environ dix pourcents de la population mondiale. Parmi les MRC, les glomérulonéphrites (GN) constituent une cause importante d’insuffisance rénale terminale, pour lesquelles aucun traitement curatif n’est disponible à ce jour. Les traitements actuels présentent de nombreux effets secondaires ce qui complique la prise en charge de ces maladies. Des données récentes suggèrent le rôle protecteur de deux protéines dans le rein. Ainsi, notre étude vise à explorer le potentiel thérapeutique de ces protéines dans les maladies rénales. Deux modèles de maladies rénales seront utilisés qui présentent des lésions similaires à celles retrouvées chez les patients. L’utilisation de ces deux modèles permettra de : 1. Caractériser le rôle de ces deux protéines dans des maladies rénales. 2. Etudier les limites et effets secondaires des traitements actuels de ces protéines. 3. Etudier l’effet d’un traitement actuel pour la GN sur l’expression des protéines. 4. Tester l’activation pharmacologique d'une des protéines. Ces travaux pourraient ouvrir la voie à de nouvelles stratégies pour le traitement des GN

Bénéfices attendus

La maladie rénale chronique (MRC) est un problème majeur de santé publique socio-économique affectant 10 pourcents de la population mondiale. Elle est la cause d’insuffisance rénale (IR) terminale nécessitant dialyse et transplantation, en raison d’absence de traitement curatif. L’IR est associée à une mortalité très élevée, même avant le stade de l’IR terminale. Les traitements utilisés ont des effets secondaires néfastes importants pour les patients. Le développement de nouvelles thérapies est primordial, c’est pour cela que ce projet a l'ambition de proposer de nouvelles stratégies thérapeutiques. Des études antérieures réalisées par notre groupe et d’autres équipes de recherches ont pu démontrer le potentiel protecteur de deux protéines dans le rein mais leur rôle dans les MRC et particulièrement dans les glomérulonéphrites n’a pas été étudié. Nous souhaitons ici étudier le rôle de ces deux protéines dans la MRC, identifier leur rôle et à quel moment ces protéines sont induites et exprimées afin de pouvoir établir le moment propice pour les cibler en thérapeutique. Ce projet, pourraient déboucher sur un essai clinique chez l’homme, en particulier chez des patients pour lesquels les traitements actuels n’ont aucun bénéfice, voire ont des effets secondaires néfastes.

Procédures

(1) Une partie des animaux recevra une injection de sérum physiologique ou d’une chimiothérapie pour induire un modèle de maladie rénale qui entraine une atteinte des podocytes. Environ 5 minutes par souris sous anesthésie générale. (2) D’autres animaux recevront une injection de sérum physiologique ou d’un sérum induisant une maladie rénale qui touche les glomérules. Environ 5 minutes par souris sous anesthésie générale. (3) Les traitement thérapeutiques seront administrés chirurgicalement avec implantation de minipompes osmotiques. Environ 5 minutes par souris sous anesthésie générale et analgésie. (4) L'ensemble des souris auront à subir un prélèvement d'urines quatre fois tout au long du protocole. Environ 1 minute par souris, sur animal vigile. (5) Prélèvement de sang sous anesthésie générale et analgésie, 1 minute environ par souris ; suivi de l'euthanasie par une méthode règlementaire en vue des différents prélèvements et analyses nécessaires.

Impact sur les animaux

Le stress et la douleur peuvent être générés par : 1. Douleur locale suite aux injections. Les injections seront de courte durée mais les animaux peuvent développer une inflammation locale et un stress lors de la contention. 2. Stress en raison de manipulations des souris, les pesées et le recueil des urines qui se feront chaque 3 ou 5 jours. 3. Les complications associées au modèle murin. Suite à l'injection du sérum néphrotoxique, les animaux peuvent prendre du poids en raison de l'ascite et des œdèmes développés lors de la mise en place des lésions rénales. 4. Complications liées à l'anesthésie au moment de l'euthanasie (détresse respiratoire, arrêt cardio respiratoire, stress thermique). Les protocoles mis en place dans le projet sont relativement courts, nous ne devrions pas observer de complications associées à l'insuffisance rénale terminale (perte de poids, baisse de la température corporelle).

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés en fin de procédure, par une méthode réglementaire sous anesthésie générale et analgésique par une personne expérimentée afin de réaliser les différents prélèvements nécessaires pour les analyses.

Remplacement

En raison notamment de la complexité du tissu rénal qui comporte des dizaines de types cellulaires et au vu de l’état encore embryonnaire de la recherche sur les organoïdes, l’étude des maladies rénales requiert l’obtention de tissu rénal prélevé sur l’animal d’expérience ou l’homme. Il n’existe pas de méthode alternative in vitro pour analyser l’évolution de défaillance chronique progressive d’organes. De plus, l'un des critères majeurs est la fonction rénale, qui doit être mesurée par le dosage de la concentration plasmatique, de créatinine et d'urée.

Réduction

Des expériences préliminaires ont permis d’évaluer l’hétérogénéité inter-individuelle du phénotype étudié (lésions tissulaires rénales) dans les deux modèles. Un effectif de 10 à 15 animaux par groupe a été déterminé sur la base d’un calcul de puissance statistique réalisé à priori, permettant de détecter les différences phénotypiques entre les groupes d’animaux, et s’assurer de la reproductibilité de ces résultats d’une série à l’autre. Chaque procédure sera effectuée deux fois sur des lots indépendants. Le nombre total d'animaux est de 1140 souris

Raffinement

Les nuisances pour les animaux seront réduites au maximum grâce à l’application de mesures de raffinement appropriées. Avant le début de la procédure, les animaux seront acclimatés dans l’animalerie pendant au moins une semaine afin de les préparer à leur environnement. Leur bien-être sera assuré par un enrichissement optimal de leur environnement, comprenant une litière à base de cellulose composée de plusieurs éléments de tailles différentes. Cette litière, initialement compacte, sera décompactée par les animaux eux-mêmes. Des morceaux de bois à ronger et un dôme refuge en cellulose seront fournis dans chaque cage, offrant aux animaux des éléments pour explorer et se cacher, contribuant ainsi à leur confort. La gestion de la douleur sera une priorité, avec l’utilisation de méthodes d’analgésie et d’anesthésie adaptées pour minimiser toute souffrance. Des points limites ont été définis pour assurer une surveillance stricte du bien-être des animaux tout au long de l’expérience. Afin de garantir leur état de santé optimal, une surveillance quotidienne de leur aspect physique et du poids des animaux sera effectuée par le personnel qualifié de l'animalerie ou les responsables du projet. Les animaux seront hébergés dans des conditions strictement conformes à la réglementation en vigueur. Chaque cage contiendra un maximum de cinq animaux, et l’animalerie respectera des conditions de température, d’humidité et de renouvellement de l’air rigoureuses. Des mesures de soins seront prises pour limiter l’inconfort des animaux suite aux injections en intraveineuse (nécessaire pour l’induction du modèle).

Choix des espèces

-Pertinence du modèle souris en tant que mammifère grâces aux conditions simples à mettre en place pour son hébergement, tout en respectant les principes éthiques liés à l’expérimentation animale. -Modèle bien maitrisé dans cette espèce par le personnel du laboratoire -Nombreuses données relatives au projet déjà disponibles dans la littérature scientifique, et ont été obtenues grâces à cette espèce. -Lignée de souris génétiquement modifiées déjà générée et sans phénotype dommageable. Les procédures seront réalisées sur des souris livrées à l’âge de 8 semaines. Après une semaine d’acclimatation, les animaux seront soumis aux procédures à l’âge de 9 semaines (correspondant à un stade adulte jeune où la fonction rénale est mature sans présenter des lésions de vieillissement). Les souris génétiquement modifiées produites au laboratoire seront utilisées au même âge.