Rongeurs

338 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils subissent une chirurgie de quatre heures, une privation de sommeil de dix-huit heures et une épreuve d'endurance respiratoire sous contention, pour étudier le lien entre manque de sommeil et fatigue des muscles respiratoires. Le porteur relie ce travail au sevrage de la ventilation en réanimation, une retombée située dans le futur. Il affirme qu'aucune méthode substitutive comme la culture cellulaire ne peut remplacer l'étude du comportement veille-sommeil chez l'animal.

Objectifs

L’un des enjeux majeurs pour les patients en service de réanimation est le sevrage de l’aide artificielle à la respiration (ventilation mécanique). En effet, les patients en échec de sevrage chez qui il est nécessaire de maintenir la ventilation mécanique ont plus de risques de décéder au cours de leur hospitalisation en réanimation. L’endurance des muscles respiratoires joue un rôle essentiel lors du sevrage de la ventilation mécanique, puisqu’elle doit être suffisante pour permettre une respiration spontanée non assistée. Il a été proposé que le manque de sommeil puisse diminuer cette endurance inspiratoire, les patients en réanimation ayant un sommeil diminué et fragmenté. Des études ont effectivement montré chez l’être humain une diminution de l’endurance inspiratoire après une privation d’une nuit de sommeil. Une étude précédemment menée au laboratoire a démontré qu’il existe un lien entre la privation de sommeil et l’endurance inspiratoire chez le rat. Les objectifs de ce projet sont 1) de comprendre les mécanismes cérébraux à l'origine de la fatigue des muscles respiratoires suite à une privation de sommeil et 2) de tenter de limiter la fatigue musculaire en administrant des médicaments qui sont connus pour avoir un effet "éveillant"

Bénéfices attendus

Ce projet va permettre une meilleure compréhension du fonctionnement du lien entre endurance inspiratoire et sommeil. Le projet devrait aussi permettre dans le futur de proposer de nouveaux médicaments pour faciliter le sevrage à la ventilation assistée pour les patients en réanimation. D'un point de plus large, ce projet ouvre la voie à des pistes thérapeutiques pour soulager les patients atteints de maladies respiratoires chroniques très souvent associées à des troubles du sommeil.

Procédures

chirurgie (4h), injection intrapéritonéale de molécules (moins de 1 min), enregistrement de l'activité de l'animal +/- privation de sommeil (18h), épreuve d'endurance respritoire (1h)

Impact sur les animaux

Stress lié à l'isolement des animaux en post chirurgie, à la privation de sommeil et à la contention lors de l'épreuve d'endurance respiratoire

Devenir

A la fin de chaque procédure, les animaux seront mis à mort afin de prélever leur cerveau pour les analyses post-mortem.

Remplacement

Ces approches nécessitant des expériences comportementales avec interaction entre différents organes (système respiratoire et système nerveux) et ce en fonction de deux états très différents de l’organisme (la veille et le sommeil), il n’est pas envisageable d’utiliser des méthodes substitutives à l’expérimentation animale telles que la culture cellulaire ou les analyses informatiques.

Réduction

Des études statistiques préalables nous ont permis de définir les effectifs nécessaires à la réalisation de ce projet de façon à mettre en évidence des différences significatives tout en limitant au maximum le nombre d’animaux utilisés. Un calcul de puissance statistique a été utilisé pour minimiser le nombre d’animaux nécessaires pour obtenir des données significatives. Pour satisfaire à ces critères, ceci implique d'utiliser des groupes expérimentaux composés de 13 rats. De plus, le nombre d'animaux contrôles sera réduit en utilisant un même lot contrôle pour plusieurs molécules médicaments ayant le même solvant, il a été possible de réduire le nombre d’animaux pour ces groupes contrôles. Des tests statistiques seront utilisés pour l’analyse des résultats.

Raffinement

Nous avons planifié ce projet en gardant à l'esprit la nécessité de réduire, sinon de soulager l'inconfort, la douleur, la détresse ou l'angoisse des animaux, et dans le but d'obtenir plus d'informations pertinentes à moindre coût en termes de "mal être" animal. L’évaluation et la prise en charge de la douleur, la souffrance et l’angoisse seront effectuées lors du suivi quotidien des animaux. Des critères de points limites gradés précis sont définis dans une grille de suivi (perte de poids, apparence, comportement de l’animal…). Un animal atteignant un des points limites définis nécessitant une intervention est pris en charge sans délai. Le bien-être des animaux est pris en compte à chaque étape, une pesée 2 fois par semaine, l’apport d’enrichissement spécifique aux rongeurs dans le milieu et le recours à l’anesthésie générale, additionnée d’une anesthésie locale en présence d’antalgiques ainsi que d’un maintien de la température et d’une hydratation régulière des tissus lors des procédures de chirurgie. Les animaux sont hébergés en groupe de deux avec accès à la nourriture et à l’eau à volonté et à un enrichissement (bâton de peuplier et baguette de papier compressé) pour assouvir leur besoin naturel de ronger. Le stress lié à la nouveauté sera diminué par l’habituation de l’animal aux différents appareils (non fonctionnels). Les expérimentateurs sont compétents en chirurgie.

Choix des espèces

L’espèce animale utilisée est le rat (Rattus norvegicus) de souche Sprague-Dawley. Il s’agit de l’espèce la plus pertinente pour l’étude combinée du sommeil et de la fonction respiratoire. La lignée Sprague-Dawley a été choisie en raison d’une variabilité inter-individuelle faible et des données déjà disponibles. Âge adulte (8 semaines à 12 semaines) pour s’approcher au mieux des données de la littérature et des résultats obtenus par le laboratoire

288 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent une chirurgie créant des plaies dorsales maintenues ouvertes par une attelle, puis l'infection de ces plaies par un staphylocoque et des prises de sang répétées, pour mettre au point un modèle de plaie chronique infectée. Le porteur décrit une gêne au réveil et des symptômes d'infection comme une rougeur, un gonflement ou une apathie. Il affirme qu'il n'existe pas d'alternative in vitro pour évaluer la cicatrisation d'une plaie infectée.

Objectifs

L’objectif est à la fois d’optimiser les technologies plasmas existantes et de développer de nouvelles technologies pour éliminer les bactéries résistantes responsables d’infections nosocomiales. Le projet se déroule en trois étapes et feront l’objet de plusieurs demandes d’autorisation de projet. Cette DAP concerne uniquement sur le deuxième objectif, qui est de créer un modèle murin de plaie chronique infectée pour démontrer l'efficacité des plasmas froids pour désinfecter et favoriser la cicatrisation. Il est attendu de la première partie du projet une amélioration de la cicatrisation des plaies chroniques suite à l’utilisation du plasma. Si cela est confirmé, la suite logique des évènements sera de transposer l’utilisation de ce traitement à des plaies chroniques infectées, en commençant par la validation d’un modèle murin de plaie chronique infectée par S. aureus. Une fois la plaie obtenue, elle sera infectée par S. aureus et suivie pendant 7 jours pour évaluer le devenir de l’infection. Cette seconde étape est également une mise au point puisque deux souches de S. aureus à deux concentrations différentes seront testées : une concentration dite faible proche d’une infection nosocomiale et une concentration dite élevée, comparable à ce qui est décrit dans la littéraure.

Bénéfices attendus

Au sein du projet global, il est attendu que l’utilisation du plasma froid avec un nouveau mélange de gaz soit efficace pour lutter contre l’infection par des bactéries résistantes aux antibiotiques ou pas et pour améliorer la cicatrisation des plaies présentant un déficit cicatriciel. A plus long terme, cela pourrait permettre de généraliser l’utilisation de divers dispositifs à plasma à l'être humain, chez des patients souffrant de troubles de la cicatrisation (diabète, immunodépression, etc.) ; mais aussi de lutter contre l’antibiorésistance s’installant notamment sur ces plaies dans le cas d’infections nosocomiales. Cela pourrait également offrir des opportunités de traitement dans divers domaines (chirurgie, ophtalmologie, oncologie, etc.). La généralisation de l’utilisation de cette technologie pour entièrement décontaminer du matériel médical en milieu hospitalier pourrait être envisagée.

Procédures

Des puces d’identification dorsales seront injectées en sous-cutané à tous les animaux (5 minutes par animal). Les animaux seront soumis à une anesthésie générale et à la chirurgie visant à créer les plaies chroniques (biopsy punch et pose de l’attelle avec points de suture, 20 minutes par animal). 5 prises de sang à la veine submandibulaire seront effectuées sur chaque animal tout au long de l’expérience à l’aide d’une aiguille. Tous les animaux seront vigiles (2 minutes par animal). Pendant 3 jours après la chirurgie, tous les animaux recevront des injections d’analgésiques en sous-cutané pour gérer la douleur au maximum (2 minutes par animal). Les plaies des animaux seront infectées par Staphylococcus aureus (dépôt de solution non invasif, 5 minutes par animal). Des prélèvements seront effectués à la surface des plaies de chaque animal à l’aide d’un coton-tige (10 secondes par animal).

Impact sur les animaux

Une légère douleur localisée et un léger mal-être pendant quelques secondes après l’injection de la puce d’identification pourrait être observés. Suite à la création des deux plaies dorsales, une douleur et une gêne possible dans les déplacements sont attendues au reveil de l’animal sans analgésie. Si les souris se grattent ou se mordent, des blessures pourraient apparaitre sur le dos ou les flancs. Une légère douleur localisée et un léger mal-être pendant quelques secondes après la prise de sang pourrait être observés. Des symptômes de l’infection pourraient être observés après l’inoculation de S. aureus (rougeur et gonflement au niveau de la ou des plaies, diarrhée, troubles locomoteurs, hyperthermie, apathie, isolement).

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort soit les 288 souris. Des prélèvements de tissus seront effectués post-mortem pour la partie histologie (zone de biospsie et rate) pour l'analyse biologique de la reconstruction de l'épiderme cutané, ainsi que des prélèvements de la surface de la plaie pour analyses bactériologiques. La décision est prise par les responsables scientifiques et concepteurs.

Remplacement

Il n’existe pas d’alternative non animale pour cette partie du projet, puisque l’objectif est d’évaluer l’efficacité des plasmas à gaz sur l'infection et la cicatrisation d’une plaie en vue d’une standardisation de son utilisation chez l’être humain. Ainsi, il n’est pas possible de remplacer les animaux par un modèle in vitro. Cependant, en fonction des résultats des expériences précédentes. Il sera possible de réduire le nombre d’animaux en sélectionnant la lignée de souris permettant d’obtenir les résultats les plus pertinents.

Réduction

Les volumes de sang à prélever par animal et leur fréquence étant contraints, les volumes prélevés à chaque prise de sang seront « poolés » par 2 (toujours les mêmes). Le nombre d’animaux est calculé au plus juste à l’aide d’outils statistiques garantissant une puissance de test de 80% minimum en s’appuyant sur les données de la littérature et l’expérience des différents partenaires de ce projet. Les analyses sont faites sur les animaux du même groupe et de même sexe pour limiter la variabilité.

Raffinement

Dès l'arrivée des animaux à l’animalerie, une semaine d’acclimatation sera effectuée pour limiter au maximum les perturbations liées à un nouvel environnement. Les animaux seront surveillés 2 fois par jour (télémétrie, signes cliniques tels que le poids, l’apparence et le comportement général). Les souris bénéficient d'un enrichissement social et physique (objets en cellulose pour faire un nid ou à ronger). Les souris sont hébergées en portoirs ventilés confinés. La pose des puces est faite sous anesthésie générale. Pour la partie chirurgie et le suivi post-opératoire : Période préopératoire : injection pré-opératoire d’analgésique au moins 20 minutes avant le début de la chirurgie Période opératoire : anesthésie gazeuse. Période postopératoire : injection post-opératoire immédiate d’anti-inflammatoire suivie d’une injection d’analgésique (même dose) le soir. Injection d’anti-inflammatoire le matin pendant 48h. Injection d’analgésique (même dose) à la demande matin et soir pendant 72h en fonction du résultat de l'évaluation de la douleur, si elle n'est pas contrôlée par l’anti-inflammatoire. Visite animalier matin et soir. Installation d’un matelas chauffant sous la cage de réveil, et installation des souris sous une lampe chauffante n’émettant pas de lumière en cas d’hypothermie. Les souris bénéficient d'un enrichissement social et physique (objets en cellulose pour faire un nid et objet à ronger). Les souris sont hébergées 4 par cage en portoirs ventilés. Après chaque prise de sang, une récompense positive alimentaire de type bouchés fruitées ou des rondelles de bananes sèches ou popcorn sera réalisée.

Choix des espèces

Il n’existe pas d’alternative non animale puisque l’objectif est d’évaluer l’efficacité des plasmas à gaz sur l'infection et la cicatrisation d’une plaie en vue d’une standardisation de son utilisation chez l’être humain. Ainsi, il n’est pas possible de remplacer les animaux par un modèle in vitro qui permettrait de représenter au mieux un cas clinique. La souris est une espèce adaptée pour ce type de mise au point en expérimentation animale. Les souris utilisées seront âgées de 6-7 semaines, elles doivent être de jeunes adultes pour pouvoir faire les biopsies (décrits dans les modèles publiés) et avoir un système immunitaire mature.

600 souris, dont des souris au foie humanisé, vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent des injections de virus des hépatites B et C, des plasmides et des composés par gavage jusqu'à deux fois par jour, puis des prélèvements sanguins répétés, pour tester des candidats médicaments. Le porteur indique que ces gestes peuvent provoquer douleur, perte de poids et difficultés à se déplacer. Il affirme que les modèles murins constituent une approche "indispensable" quand la culture in vitro ne recrée pas les interactions d'un organe fonctionnel.

Objectifs

Bien qu’un vaccin et des traitements anti-viraux existent contre le virus de l’hépatite B et de l’hépatite C, plus de 250 millions de personnes dans le monde vivent avec une infection chronique, ce qui les exposent à un risque grave de cirrhose voire de cancer. La recherche de nouveaux traitements pour ces maladies est donc essentielle. Par ce projet, nous souhaitons développer un modèle d'étude de l'hépatite B et de l’hépatite C, en inoculant le virus à des souris, en particulier des souches possédant un foie humanisé. Ce modèle sera utilisé, non seulement pour la compréhension de cette pathologie, mais aussi pour le développement de candidats médicaments.

Bénéfices attendus

En utilisant des souris au foie humanisé, nous mettons à disposition des chercheurs un modèle permettant d'étudier l'hépatite B et l’hépatite C et d'évaluer les effets toxicologiques et thérapeutiques de candidats médicaments déstiné à lutter contre cette pathologie avec davantage de spécifité de l'espèce cible de ces recherches : l'Homme.

Procédures

Injection intraveineuse d’adénovirus, injection hydrodynamique de plasmides, injection intraveineuse de surnageant. Chacune de ces injections sera d’une durée de 10 à 15 secondes. Prélèvements sanguins : la fréquence et les volumes d'administration seront déterminés sur base du poids de la souris. A titre d’exemple, le volume maximum prélevé sera de 100 μL par semaine pour une souris de 25 gr. La durée des prélèvements est de 10 à 15 secondes. L’administration de composés de recherche : réalisée par voie entérale (gavage, incorporation dans l’alimentation) ou parentérale (veineuse, intrapéritonéale, sous-cutanée ou intra-musculaire). Les volumes à administrer seront préétablis par le vétérinaire d’établissement et le comité de bien-être. A titre d’exemple, pour une souris de 20 g, la limite d’administration sera de 400 μL per os; 200 μL par voie sous-cutanée; 200 μL par voie intrapéritonéale; 50 μL par voie intramusculaire et 200 μL par voie intraveineuse. La durée des administrations est de 10 à 15 secondes. Le nombre de gavage maximal autorisé sera de 2 par jour.

Impact sur les animaux

De la douleur peut être induite par : l'inoculation virale intraveineuse, l'injection hydrodynamique intraveineuse de plasmides, les prélèvements sanguins et l'injection et les effets potentiellement toxiques de composés à visées thérapeutiques dans un contexte préclinique. Cette douleur peut se manifester, entres autres, par une perte de poids, une hypo- ou une hyperactivité, une prostration ou des difficultés à se déplacer.

Devenir

Les animaux étant infectés par des virus humains, ils seront euthanasiés.

Remplacement

Les tests in vitro seront envisagés si ceux-ci sont appropriés. Néanmoins, lorsqu’il n’est pas possible de recréer in vitro les interactions complexes qui peuvent exister entre un organe fonctionnel, une pathologie et les effets thérapeutiques et toxicologiques de composés médicamenteux les impliquant, les modèles murins constituent une approche scientifiquement valide, robuste et indispensable au développement et à la mise à disposition de thérapies innovantes pour les patients.

Réduction

Un total de 600 animaux est demandé pour la réalisation de ce projet permettant de réaliser 20 études de 4 groupes (contrôle négatif, contrôlé positif, plusieurs doses ou traitements à comparer) avec 5 à 10 animaux par groupe sur une durée de 5 ans. Le nombre d’animaux utilisés dans chaque étude sera réduit au maximum en se basant sur des tests statistiques adaptés aux effets attendus de la série.

Raffinement

Les souris seront hébergées en cages ventilées, par groupe social stable. La nourriture et l’eau de boisson seront fournies ad libitum. La cage contiendra une couche de litière permettant aux souris de creuser, de se cacher et de réaliser un nid, élément essentiel à leur bien-être. Six morceaux de bois permettant aux souris d’exprimer leur comportement de rongeur, ainsi qu’un nid en carton seront également disposés. À leur entrée dans le projet, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation et seront habituées à la présence de l’expérimentateur qui les manipulera régulièrement. Les pièces d’hébergement disposeront d’un cycle lumière-obscurité (12h – 12h), d’une température (20 - 24°C) et d’une hygrométrie (45 - 65%) contrôlés en permanence. Les souris seront monitorées tous les jours pour vérifier l’absence de souffrance. Celle-ci sera objectivée par une échelle de score adaptée aux études en infectiologie. Le vétérinaire aura pleine autorité pour envisager un traitement anti-douleur ou une euthanasie de la souris pour raison éthique s’il le juge nécessaire.

Choix des espèces

Deux modèles murins d’infection par le virus de l’hépatite B sont décrits dans la littérature et ont démontré leur efficacité pour prédire l’activité thérapeutique de candidats médicaments. De plus, nous maîtrisons l'humanisation du foie chez les souris. Poursuivre sur cette espèce est donc indiqué. La procédure expérimentale requiert des animaux adultes utilisés à l’âge de 7-8 semaines pour les animaux non- humanisés et 15 à 18 semaines pour les animaux humanisés.

40 souris génétiquement modifiées vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles sont soumises à un régime obésogène induisant une obésité, à des gavages de glucose, à des prélèvements sanguins répétés et à un isolement, pour étudier le rôle d'un récepteur lingual dans la préférence pour le gras. Le bénéfice annoncé à court terme se limite à la mise à disposition d'une nouvelle souche de souris. Le porteur indique avoir déjà testé les molécules sur des lignées cellulaires, sans effet toxique, avant de recourir aux souris.

Objectifs

Des études récentes chez l’homme comme chez la souris indiquent que l'obésité est associée à une altération du goût avec une préférence élevée pour les corps gras. Les bourgeons du goût localisés dans les papilles gustatives linguales représentent le siège de la perception gustative. Chaque bourgeon est constitué par un amas cellulaire constitué de 4 types cellulaires. C’est plus précisément grâce aux récepteurs gustatifs (taste receptors TR), présents sur ces cellules que les saveurs sont détectées. Il existe des récépteur aux acides gras, dont l'un est appelé CD36. Il est impliqué dans la détection des lipides (acides gras) alimentaires et par conséquent la préférence pour les aliments gras. Le but de cette étude est de démontrer l’implication in vivo, du CD36 situé au niveau de la langue dans l’action de nos molécules « faux lipides ». Pour mener à bien les objectifs, nous utiliserons des souris génétiquement modifiées.

Bénéfices attendus

A court terme, ce projet permettra la description et l’utilisation ultérieure d’une nouvelle souche génétiquement modifiée, qui pourra donc servir de modèle animal pour de nouvelles questions sur CD36 et le « gout du gras ».

Procédures

L’ensemble des souris subira une mise sous régime (obésogène ou standard), une pesée hebdomadaire, une glycémie toutes les deux semaines (prélèvement d’une goutte de sang sous anesthésie locale, nécéssitant une contention inférieure à une minute), une mesure en echoMRI toutes les deux semaines (technique de mesure non invasive nécessitant une simple contention pendant 2 minutes). A la fin du régime, les organes seront prélevés, après mise à mort. Les souris seront individualisées pendant 5J pour réaliser des doubles choix. Les mesures de dépenses énergétiques nécessiteront également une individualisation pendant 5J dans les cages de mesures. Les souris seront soumises à un test de tolérance au glucose nécessitant un gavage au glucose (contention de quelques secondes) et 5 prélèvements sanguins de faible volume seront réalisés sous anesthésie locale (prélèvement d’une goutte de sang sous anesthésie locale, nécéssitant une contention inférieure à une minute).

Impact sur les animaux

Cette étude à un impact sur les souris puisqu’on induit une obésité, ce qui implique un certain inconfort et de potentielles complications liées à l’obésité. De même, les animaux peuvent subir un stress, lors des prélèvements répétés ou encore des suites d’individualisation (pour les tests double-choix). Les animaux disposeront d’un enrichissement supplémentaire dans leur cage de vie afin de minimiser le stress induit.

Devenir

Les animaux seront mis à mort pour réaliser des prélévements d’organes.

Remplacement

Les études physiologiques et les relation inter-organes nécessitent l’utilisation d’animaux pour cette étude. De plus, nous avons déjà étudié les mécanismes sur des lignées cellulaires in vitro, et ces tests n’ont montré aucun effet toxique, tératogénique ni mutagénique jusqu’à la concentration de 100µM.

Réduction

L’utilisation de lignées cellulaires in vitro nous a permis de réduire le nombre d’animaux dont nous aurions initialement eu besoin pour les études mécanistiques. Le nombre d’animaux nécessaire à cette étude correspondra au nombre minimum permettant une étude statistique valable avec un test non paramétrique adapté aux petits échantillons. Ainsi, la taille minimale des groupes est de 10 animaux.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en groupes dans les conditions habituelles de l’animalerie et le calme sera maintenu tant que possible dans la salle d’hébergement. Pour le bien être des souris, du matériel d’enrichissement permettant la construction de nid sera fourni en permanence avec un accès libre à la nourriture et la boisson. Lorsque les souris seront isolées, un enrichissement supplémentaire sera apporté. Lors de prélèvements, comme la glycémie ou le prélèvement de sang, les souris seront sous anesthésie locale à la lidocaïne afin de minimiser la douleur. Enfin, les animaux étant observés quotidiennement, si un signe clinique fait apparaître un mal-être ou une douleur, ils seront euthanasiés par asphyxie au CO2.

Choix des espèces

Du point de vue scientifique, la souris reste le modèle de choix dans l’étude de l’obésité car c’est un modèle qui est assez documenté conduisant à l’apparition de syndrome métabolique comme chez l’homme. De même, la durée d’induction de l’obésité à partir de 6 semaines chez la souris est relativement courte, ce qui permet la création des groupes expérimentaux dans des délais raisonnables. D’un point de vue technique, la disponibilité des outils (Anticorps, kits de dosage etc …) contribue au choix de modèle de souris. De plus, l’élevage et l’induction du KO étant plus facile sur les souris, cette espèce est un modèle de choix quant à notre étude. Des souris mâles de 8 semaines seront mises sous régime obésogène pour maitriser l’induction de l’obésité.

96 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Un peptide amyloïde est injecté dans leur cerveau pour reproduire une perte de mémoire, puis elles reçoivent un composé pendant sept jours et passent des tests de mémoire, dont un test d'évitement où elles reçoivent un choc électrique. Les retombées attendues, l'arrivée en clinique d'un traitement contre des maladies rares, sont renvoyées au long terme. Le porteur affirme que le recours à un modèle murin de la maladie d'Alzheimer est "indispensable".

Objectifs

L’objectif de ce projet de recherche est de déterminer les effets neuroprotecteurs d'un composé. Ce produit à visée thérapeutique cible un mécanisme de neuroprotection novateur et peut permettre le développement de candidats-médicaments pour le traitement de maladies rares.

Bénéfices attendus

Le projet a pour but de mettre en avant une preuve de concept d'efficacité d'un composé sur notre modèle de toxicité amyloïde. Le bénéfice attendu est à terme d'amener en clinique ce composé à visée thérapeutiques pour des pathologies rares / orphelines pour lesquelles il n'y a actuellement pas de traitement.

Procédures

Les animaux auront au cours de leur vie des injections IP (30 minutes avant) et sous cutanée 10 min avant l' inoculation du peptide amyloide 25-35 dans le ventricule cérébral droit sous anesthésie (en moins d'une minute). Ensuite durant 7 jours les animaux recevront une injection intrapéritonéale du traitement combinatoire mis en place (durée de l'injection maximum 1 minute). Suite à ce traitement les performances mnésiques des animaux seront testées, avec 3 tests de mémoire d'une durée de 5 à 8 minutes maximum plus le test d'enfouissement d'une durée de 30 minutes pour tester l'anxiété des souris

Impact sur les animaux

Un certain stress lié aux injections pourra être engendré. Une perte mnésique voulue, et dûe à la diffusion du peptide amyloide dans le cerveau sera également observée. Les tests de comportement peuvent engendrer un léger stress et pour le test d'évitement passif, les animaux recevront un choc électrique léger, (0.3 mA pendant 3 sec) afin d'évaluer leur performance mnésique.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés à la fin de la procédure afin de récupérer le cerveau et procéder à des tests biochimiques post-mortem.

Remplacement

L’utilisation de modèles murins de la MA pour ce projet est indispensable car ces modèles sont le seul recours « in vivo » autre que l’humain à présenter les symptômes pathologiques de la MA dans une fenêtre de temps relativement courte permettant l'élaboration d'un traitement curatif plus rapidement.

Réduction

Les analyses statistiques adaptées aux données générées permettront de limiter le nombre d'animaux par groupe (12 souris/groupe). Ce nombre de 12 souris par groupe fait également références aux études antérieurs réalisées au laboratoire. Une veille bibliographique sera également prise en compte durant l'année du projet. Plusieurs structures du cerveau seront prélevées dans cette étude afin de concentrer un maximum d’échantillons et éviter ainsi de relancer des expérimentations.

Raffinement

Nous procéderons à l’enrichissement du milieu avec un accès à des maisons en cartons et des carrés de coton afin de créer un environnement sécurisant permettant la création d'un nid. Les animaux seront aussi manipulés tous les jours afin de créer une habituation diminuant ainsi le stress quotidien que peut représenter la présence de l'expérimentateur. L’état des animaux sera suivi régulièrement avec une surveillance journalière en suivant la courbe de poids des animaux. Après les tests comportementaux les animaux sont directement remis dans la cage d’origine à l’écart du test de comportement afin de retrouver leur environnement sécurisant. Dans le cas où le traitement pharmacologique serait à l’origine de douleur visible ou de détresse le traitement serait interrompu et si nécessaire la mise à mort de l’animal serait anticipée. Ce sera le cas lorsque l'animal perdra plus de 20% de son poids de départ ou lorsque celui-ci présentera des lésions cutanées signe d’un stress ou d'une agressivité vis à vis de ses congénères.

Choix des espèces

Afin de mimer rapidement les symptômes de la maladie d'Alzheimer en vue d'un traitement curatif, la souris reste à ce jour le modèle se rapprochant au plus près de l'homme. Les animaux seront utilisés à l'âge adulte soit à partir de 6 semaines.

924 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent par voie intraveineuse des vecteurs viraux codant des molécules immunothérapeutiques puis des prélèvements sanguins, avant d'être tuées pour analyse de leurs organes, afin de comparer des candidats contre l'immunosuppression qui suit un sepsis. Le porteur indique n'attendre aucune toxicité des produits testés. Il affirme qu'il n'existe pas de méthode alternative capable d'apporter le même niveau d'information.

Objectifs

Nous nous interessons au développement de molécules agissant sur le système immunitaire exprimées par des vecteurs viraux notamment pour traiter l’immunosuppression post-sepsis. De nombreuses molécules existent sous forme de protéines recombinantes dont certaines d’entre elles sont déjà en développement clinique dans le traitement de l’immunosuppression post-sepsis. L’expression d’une ou plusieurs de ces molécules via un vecteur viral pourrait permettre une expression prolongée, une distribution différente dans l’organisme, voire engendrer une activité biologique différente de celle de la forme soluble et ainsi avoir une efficacité accrue. Des études précédentes ont permis d’obtenir une preuve de concept pour un candidat basé sur un vecteur viral codant pour une molecule agissant sur l’immunité adaptative, administré par voie intraveineuse. Dans le but d’optimiser ce 1er candidat, nous voulons évaluer dans une étude préclinique exploratoire, la possibilité de co-exprimer dans ce vecteur, une molécule agissant sur l’immunité innée avec la molécule agissant sur l’immunité adaptative déjà validée, chez la souris naïve puis dans un modèle murin de souris spécifique de l’immunosuppression induite par le sepsis. Agir à la fois sur la réponse immunitaire innée et adaptative pourrait permettre une meilleure restauration du système immunitaire et ainsi diminuer le temps d’hospitalisation, le taux d’infection secondaire et in fine le taux de mortalité post-première infection et/ou seconde infection. Plusieurs candidats ont été développés : un pour chacune des molécules seules et un pour les deux ensembles. L’objectif final est de démonter l’intérêt de co-exprimer deux molécules agissant sur les deux pans du système immunitaire pour traiter l’immunosuppression induite par le sepsis, dans un même vecteur. Cependant, le modèle murin de sepsis utilisé étant classé sévère, il est primordial de vérifier l’efficacité des produits dans des souris naïves au préalable. En effet, si le(s) produit(s) n’avai(en)t pas l’effet escompté sur le système immunitaire, ou que l’ajout de la seconde cytokine s’avérait délétère pour l’activité déjà connue du produit, il ne serait alors pas testé dans le modèle sepsis.

Bénéfices attendus

Ce projet rentre dans une thématique de recherche plus large dont l’objectif global est de développer de nouveaux traitements pour traiter l’immunosuppression induite notamment par le sepsis en restaurant le système immunitaire des patients et ainsi prévenir les infections secondaires pouvant leur être fatales. L’objectif à court terme de ce projet de recherche est de permettre l’avancement des connaissances scientifiques sur les différents produits d’immunothérapie injectés par voie intraveineuse chez la souris naïve. Les objectifs à long terme sont de tester ces produits d’immunothérapie dans un ou plusieurs modèles de souris immunodéprimées à la suite d’une infection (sepsis). Si un/plusieurs de ces produits permettent de restaurer l’immunosuppression induite chez la souris, ils pourraient faire l’objet d’un développement clinique afin d’espérer obtenir une autorisation de mise sur le marché afin de soigner l’immunosuppression chez l’homme dans l’indication du sepsis.

Procédures

Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : -Injection d’un tampon par injection intraveineuse sous brève anesthésie générale gazeuse (1 fois/souris et 2 à 3 min/animaux) après anesthésie locale (15 secondes/souris) pour 14% des animaux -Injection d’un produit d’immunothérapie, parmi les 4 produits à visée thérapeutique à tester, par injection intraveineuse sous brève anesthésie générale gazeuse (1 fois/souris et 2 à 3 min/animaux) après anesthésie locale (15 secondes/souris) pour 86% des animaux -Prélèvement de sang sous anesthésie locale (30secondes/souris) pour 100% des animaux

Impact sur les animaux

Aucune toxicité des produits testés n’est attendue. Les animaux subiront en plus de l’injection des produits d’immunothérapie des prélèvements sanguins après anesthésie locale.

Devenir

Tous les animaux inclus dans les procédures sont mis à mort puis le sang et/ou organes sont prélevés nous permettant d’évaluer l’efficacité de notre produit d’immunothérapie. Aucune souris restante à la fin des deux procédures.

Remplacement

Les objectifs de ce projet sont d’évaluer la durée et le taux d’expression de plusieurs produits d’immunothérapie chez l’animal et de mesurer les activités immunologiques sur différents types cellulaire provenant de différents organes. Il n’existe pas de méthode alternative à l’utilisation d’animaux vivants et susceptible d’apporter le même niveau d’information pour répondre à ces objectifs.

Réduction

Tout au long du projet, nous essayerons de réduire le nombre de souris sans toutefois compromettre la fiabilité des résultats. Le sang de 3 souris/groupe/temps sera prélevé pour la réalisation de la pharmacocinétique (nombre d’animaux suffisant, basé sur les résultats des procédures précédemment réalisées dans le cadre du projet global), pour limiter le nombre d’animaux. Six souris/groupe sont prévues pour couvrir l’éventuelle variabilité des tests immunologiques (variabilité plus importante pour ces tests immunologiques déjà observée au préalable) et permettre l’analyse statistique. Ce type d’expérience ayant déjà été réalisé au cours du projet global, le nombre d’animaux proposé ici pour chacun des types de tests est le minimum requis pour obtenir un résultat fiable. Dans ce projet, pour chaque procédure nous prélèverons post mortern la plupart des organes cibles de notre candidat afin de répondre à un maximum de question dans un seul protocole.

Raffinement

Mise en place du raffinement dans nos procédure : Toutes les injections sont réalisées sur animaux sous anesthésie générale gazeuse après application d’un anesthésique local. Les prélèvements sanguins se font sur animaux vigiles après application d’un anesthésique local quelques minutes avant. Les points limites ont été définis de manière suffisamment prédictive et précoce pour éviter toute souffrance de l'animal de la naissance à la mort. Tout au long des procédures nos animaux sont surveillés au moins 5 fois par semaine avec une observation accrue après injection de nos candidats (2h et 6h post injection) même s’il n’est pas attendu d’effet délétère de nos produits sur l’état général des animaux. Néanmoins, en cas d’apparition de signes cliniques (pelage ébouriffé, terne), une surveillance accrue avec suivi de la température sera effectuée. En cas de fièvre (température > 39°C), du paracétamol sera donné dans l’eau de boisson (0.6mL/mL). Si persistance de la fièvre (> 2 jours) ou de tout autre signe clinique (immobilité, prostration, apathie) pouvant traduire une douleur/détérioration de l’état général, ce sera un critère de point limite et il y aura mise à mort de l’animal. En cas d’apparition de lésion, les yeux seront nettoyés au sérum physiologique afin de mieux évaluer les dommages. Si une infection bactérienne et/ou une dégradation de l’œil sont observées, l’animal sera mis à mort.

Choix des espèces

Le modèle murin est un bon modèle animal pour étudier la réponse immunitaire car le système immunitaire de la souris est bien décrit et les réactifs nécessaires sont largement disponibles. D’autre part, ayant déjà validé l’efficacité d’un des candidats dans ce modèle murin, il nous semble pertinent de valider les autres candidats dans le même modèle, puisqu’une comparaison entre ces différents produits sera réalisée ici. Ces produits d’immunothérapies sont développés pour être utilisés chez l’homme et ils devraient cibler des patients adultes. Pour réaliser les tests préliminaires chez la souris naïves, nous utiliserons des souris avec un système immunitaire fonctionnel. Nous utiliserons donc des animaux d’au moins sept semaines pour ces études précliniques.

646 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils subissent une contention forcée de deux heures, une chirurgie d'implantation d'une fibre optique dans le cerveau, des enregistrements électrophysiologiques de trois heures et, pour les femelles, des frottis vaginaux répétés, afin d'observer l'activité de circuits neuronaux après un stress aigu. Les retombées annoncées pour les troubles psychiatriques humains restent renvoyées au conditionnel et au long terme. Le porteur affirme que ce type d'étude ne peut être mené que sur un animal vivant et conclut qu'il n'est pas envisageable de recourir à des méthodes de substitution à l'"animal entier".

Objectifs

Ce projet a comme but principal de mettre en évidence, après un stress, des changements de l’activité des neurones dans un réseau de structures cérébrales qui participe au fonctionnement de la perception corporelle, émotionnelle et motivationnelle. En particulier, nous étudierons les altérations, induites par un stress, de l’activité des neurones dans le cortex insulaire (ou insula), une structure cérébrale impliquée dans la perception des changements corporels et une de ses cibles, le noyau accumbens, qui joue un rôle important dans l’intégration des informations émotionnelles et motivationnelles. Il est connu que l’insula et le noyau accumbens sont dérégulés dans de nombreuses maladies psychiatriques liées au stress comme l’anxiété et la dépression. Le stress est un facteur de risque important pour le développement de troubles psychiatriques. Afin de développer de nouveaux traitements pour ces troubles liés au stress, il est nécessaire de comprendre les adaptations des neurones induites par un stress. De plus, les hommes et les femmes ont tendance à réagir différemment au stress, à la fois psychologiquement et biologiquement, et des différences entre les sexes sont observées dans de nombreux troubles psychiatriques. C’est pourquoi l’étude chez des rats mâles et femelles est nécessaire à ce projet. Dans ce projet, nous étudierons l’impact d’un stress aigu sur les structures cérébrales d’intérêt immédiatement et un jour après un stress par contention. Ce projet permettra une meilleure compréhension des mécanismes sous-jacents à l’exposition à un stress et pourra avoir un impact sur la prise en charge des maladies psychiatriques chez l'Homme.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus de ce projet sont premièrement une meilleure compréhension des mécanismes sous-jacents à l’exposition à un stress aigu. En effet, le stress étant un facteur important dans le développement de maladies psychiatriques, il est important de comprendre ces mécanismes de dérégulation suite à un stress afin de pouvoir agir sur le développement de ces pathologies. Ce projet nous permettra de mettre en avant des différences inter-sexe, avec un aspect temporel et potentiellement un retour à la normal de l’activité plastique de cette voie 24h après le stress.

Procédures

323 animaux, seront soumis au stress par contention, 1 fois pendant 2 heures. Toutes les femelles (323 animaux) seront soumises à un frottis vaginal avant le début des enregistrements électrophysiologiques (1 seul frottis, 304 femelles) ou après chaque enregistrements en photométrie par fibre optique (3 frottis vaginaux, 19 femelles) (2 secondes par acte). Tous les rats de l’approche éléctrophysiologique (608 animaux) seront enregistrés électrophysiologiquement (3h). Tous les rats de l’approche de photométrie par fibre optique (38 animaux) subiront une chirurgie pour l’injection d’un vecteur viral non pathogène et l’implantation à demeure d’une fibre optique (2h), puis 5 sessions d’apprentissage d’auto-administration d’eau sucrée et enfin 3 sessions de test d’auto-administration d’eau sucrée en enregistrement en photométrie par fibre optique. (1 heure pour chaque session d’auto-administration).

Impact sur les animaux

Les nuisances attendues pour cette procédure sont : - stress par contention : peut entrainer une augmentation du rythme respiratoire, attendue dans les premières minutes du test. - frottis vaginal chez les femelles en conditions vigiles : gêne occasionnée. - Casque en ciment dentaire maintenant la fibre optique : gêne occasionnée. - isolement des animaux afin que les animaux ne détériorent pas le système de fixation de la fibre optique. - légère restriction de l’accès à l’eau sera effectuée pour les animaux qui seront enregistré en photométrie chez qui les biberons d’eau seront retirés 3h avant leurs sessions d’auto-administration d’eau sucrée et replacés par la suite.

Devenir

Tous les animaux, à l’issue des enregistrements seront mis à mort afin de procéder à des analyses moléculaires, histologiques et/ou d’expression de protéines.

Remplacement

Ce type de recherche, visant à comprendre les bases d'un processus psychobiologique, peut-être uniquement mené sur un animal vivant. En effet, Nous étudions les bases comportementales et neurobiologiques impliquées dans les émotions et les troubles associés à l’exposition à un stress. L’étude de ce processus nécessite la présence de réseaux neuronaux intacts et fonctionnels qui sont uniquement accessibles dans des modèles d’animaux intègres et donc vivants. Il n’est donc pas envisageable d’utiliser des méthodes de substitution à l’animal entier.

Réduction

Des études statistiques préalables nous ont permis de définir les effectifs nécessaires à la réalisation de ce projet de façon à mettre en évidence des différences significatives tout en limitant au maximum le nombre d’animaux utilisés. Nous minimiserons le nombre d'animaux utilisés par des méthodes expérimentales validées et reproductibles et en ayant recours à des analyses statistiques qui permettent de calculer le nombre d'animaux nécessaires pour obtenir des résultats statistiquement significatifs. Nous estimons un ajout de 2 animaux par lot dus à la complexité du geste chirurgical et aux possibles mauvais placements des électrodes d’enregistrement et/ou de stimulation. Ainsi 19 animaux par lots, seront nécessaires à notre étude. 34 lots seront nécessaires pour le projet, soit 646 animaux maximum.

Raffinement

Nous avons planifié ce projet en gardant à l'esprit la nécessité de réduire, sinon de soulager l'inconfort, la douleur, la détresse ou l'angoisse des animaux, et dans le but d'obtenir plus d'informations pertinentes à moindre coût en terme de "mal être" animal. Le bien-être des animaux est pris en compte à chaque étape par une surveillance régulière des animaux selon une grille de suivi de bien-être animal qui aide dans le suivi de points limites et des critères d’intervention et d’arrêt ; l’apport d’enrichissement spécifique aux rongeurs dans le milieu (tunnels, stick en papier) et le recours à l’anesthésie générale, additionnée d’une anesthésie locale en présence d’antalgiques, pendant laquelle l’animal sera placé sur un tapis chauffant pour assurer le maintien de sa température corporelle. A leur arrivée à l’animalerie, les animaux auront une période d’habituation à l’animalerie de 5 jours minimum avant toutes manipulations, ils seront d’abord hébergés à deux par cage puis ils seront hébergés individuellement pour éviter l’amplification du stress (304 rats, pendant 24h) et la détérioration du système de fibre optique (38 rats, pendant 5 semaines maximum). Les animaux seront hébergés en conditions normales (température et humidité contrôlées, cages ventilées) et accès à l’eau et à la nourriture ad libitum. Les animaux auront une période d’habituation aux cages d’auto-administration lors des sessions d’auto-administration d’eau sucrée pendant 5 jours avant les tests enregistrés en photométrie par fibre optique.

Choix des espèces

Le rat est, avec la souris, l’animal le plus utilisé pour l’étude de la motivation dans les modèles animaux, car ses réponses neuronales sont proches des réponses neuronales observées chez l'Homme. Nous utiliserons des rats de la lignée « Sprague-Dawley ». Il s’agit de rats « outbred », c’est à dire avec un niveau de consanguinité limité ce qui permet une variabilité génétique majeure entre les individus. Dans cette étude, nous utiliserons des rats adultes de 8 semaines ce qui est en conformité avec la majorité des expériences de comportement animal et la littérature, et ce qui limite les risques de variabilité qui pourrait être lié à l’utilisation de rats en phase d’adolescence (juvéniles).

240 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Des souris juvéniles et adultes reçoivent par gavage une souche hyper-virulente de streptocoque du groupe B puis un marqueur fluorescent, avant une prise de sang et la mise à mort, pour étudier le franchissement de la barrière intestinale par la bactérie. Le porteur indique que les souris peuvent développer une méningite dès douze heures après le gavage, et évoque un risque de fausse route ou de perforation de l'œsophage lors du gavage. Il affirme que la complexité de la barrière intestinale n'est "pas modélisable in vitro" et que seule l'expérience sur l'animal permet cette étude.

Objectifs

Le Streptocoque du groupe B (SGB) est une bactérie appartenant à la flore vaginale et digestive, présente chez 15 à 30% des individus. Cette bactérie est inoffensive pour l’adulte en bonne santé, mais elle est la première cause d’infection bactérienne néonatale dans les pays industrialisés. La première étape dans l’infection par SGB est le franchissement des muqueuses et notamment de la muqueuse digestive pour atteindre la circulation sanguine. Les infections néonatales à SGB sont rares (300 cas par an en France), mais sont associées à un taux de mortalité important et à des séquelles significatives, notamment sur le plan neurologique. Les souches de SGB retrouvées dans 70% des méningites appartiennent à un clone hyper-virulent CC17. Ce projet vise à étudier les mécanismes de virulence de SGB, et notamment de comprendre comment cette bactérie peut franchir la barrière intestinale. La complexité de la barrière intestinale n’est pas modélisable in vitro à l’heure actuelle. De même les modèles in vitro ne permettent pas de reproduire la complexité des interactions hôte/pathogène à différents stades de développement (nouveau-né/jeune, adulte). Ainsi, seule l’expérience chez l’animal permettra d’étudier les mécanismes permettant à SGB de franchir la barrière intestinale. La souris est un modèle animal pertinent et validé pour l’étude des infections à SGB et l’animal de choix pour étudier le franchissement de la barrière intestinale par le SGB. Nous effectuerons une étude préliminaire (avec 120 souris) afin de déterminer si le sexe de la souris influe sur la réponse à l’infection bactérienne et nous testerons 2 doses différentes de bactéries ainsi que 2 souches de souris (Balb/c et C57Bl/6). Ensuite, des souris balb/c ou C57BL/6 (en fonction des résultats de l’expérience préliminaire) jeunes (3-4 semaines) ou adultes (8 semaines) seront infectées par voie orale avec une souche de SGB appartenant au clone CC17. Le franchissement de la barrière intestinale par la bactérie sera étudié par dénombrement des bactéries dans différents tissus (intestin, ganglion, sang, rate) et l’étude de l’intégrité de la barrière (perméabilité, inflammation) sera réalisée sur différents segments gastrointestinaux. Le nombre de souris utilisées sera de 120. Ce projet permettra d’identifier des mécanismes responsables du franchissement de la barrière intestinale par le SGB et utilisera au total 240 souris.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra d’identifier des mécanismes responsables du franchissement de la barrière intestinale par le SGB. C’est une 1ère étude et selon les résultats attendus, nous pourrons adapter nos prochaines expériences (âge, durée d’infection par ex).

Procédures

Les animaux seront gavées 2 fois. Une 1ère fois pour le gavage de la bactérie (ou du PBS ; 100 µl) et une 2nde fois avec le marqueur fluorescent (120 µl de solution) pour la mesure de la perméabilité intestinale in vivo. Chaque gavage durera quelques secondes. Nous réaliserons un prélèvement sanguin (max 500 µl) sous anesthésie à l’isoflurane et juste avant la mise à mort et ce geste durera max 30 secondes.

Impact sur les animaux

Ces expériences seront très courtes, 24h maximum. Dans la littérature, il est décrit la possibilité de développer une méningite 12h après l’infection par gavage chez des souris Balb/c tandis que les souris C57Bl/6 sont moins sensibles à cette souche bactérienne. Nous avons décidé de réaliser une étude préliminaire pour comparer les effets sur ces 2 souches en utilisant 2 doses. Nous espérons que nos souris ne développeront pas de méningite trop rapidement. Néanmoins, une attention particulière sera portée sur nos animaux tout au long de l’expérimentation. Les gavages (bactéries ou marqueur fluorescent) seront réalisés par une personne expérimentée en vue de réduire et/ou identifier un risque de fausse route ou de perforation de l’œsophage.

Devenir

Les animaux seront mis à mort à la fin de chaque procédure afin de collecter différents organes pour des études ex vivo : étude de perméabilité, analyses des protéines et ARN, immunohistochimie, études bactériennes, …

Remplacement

Les modèles in vitro ne peuvent restituer ni la complexité des barrières physiologiques, ni l’intégralité du processus infectieux allant de la colonisation digestive jusqu’à la méningite, ni les interactions bactéries-hôte mises en jeu lors de l’infection. Ainsi, seule l’expérience chez l’animal permettra de déterminer l’impact de l’infection bactérienne sur la perméabilité intestinale et le Système Nerveux Entérique. La souris est un modèle animal pertinent et validé pour l’étude des infections à SGB et l’animal de choix pour étudier le franchissement de la barrière intestinale.

Réduction

Compte-tenu de la littérature existante, le nombre d’animaux est réduit au minimum (5/groupe pour les tests préliminaires et 10/groupe/temps et par âge pour l’étude finale).

Raffinement

Les souris seront conservées dans des cages de taille suffisante, avec un accès libre à l'eau et à la nourriture. Un enrichissement sera apporté par l’ajout de frisottis. Le bien-être des souris sera surveillé tout au long de l’étude (24h max). Des points limites (décrits en annexes) seront mis en place pour évaluer le mal-être des animaux (douleur, stress, souffrance). En cas d'éventuels signes de souffrance les animaux seront euthanasiés par une personne compétente ou une analgésie sera envisagée si l’on considère que cela sera nécessaire et suffisant. Si la douleur peut être traitée localement, nous administrerons un analgésique local (50 µl, toutes les 6h en s.c sur le site de la blessure ou du point douloureux), sinon, nous traiterons avec un anti-inflammatoire non stéroïdien (50 µl en s.c. d’une solution à 2 mg/ml une fois/jour pendant 48 à 72h maximum).

Choix des espèces

La souris est un modèle animal pertinent et validé pour l’étude des infections à SGB et l’animal de choix pour étudier le franchissement de la barrière intestinale. Nous utiliserons des souris juvéniles de 3-4 semaines et des souris adultes de 8 semaines. Pour ce projet, nous avons besoin de comparer les effets entre des souris jeunes et adultes.