Rongeurs

6 300 souris et rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour le compte de clients de l'industrie pharmaceutique. Selon les cas, ils reçoivent des injections deux fois par jour pendant jusqu'à trois mois, sont des lignées génétiquement modifiées ou ont été opérés, avant d'être mis à mort par décapitation ou perfusion intracardiaque sous anesthésie pour prélèvement de tissus nerveux. L'objet est de mesurer ex vivo l'effet de molécules candidates sur le système nerveux. Le porteur affirme que des réseaux neuronaux "plus physiologiques" sont nécessaires et qu'aucune reproduction in silico n'est possible.

Objectifs

Les grands groupes pharmaceutiques et les sociétés biotechnologiques souhaitent avoir de plus en plus tôt (phases de Recherche et Développement) des informations pharmacologiques fonctionnelles sur leurs molécules en développement pour traiter des maladies du système nerveux central ou pour traiter la douleur. D’autre part, pour une meilleur appréhension (ou prédictibilité) d’éventuels effets secondaires, les agences réglementaires exigent une connaissance complète des cibles et des mécanismes d’action associés à ces nouvelles molécules qui sont soumises à une demande d’autorisation de mise sur le marché. En phase de Recherche et Développement (avant les phases précliniques réglementaires), il n’est pas possible de tester les effets des molécules sur de grande quantité d’animaux, à la fois pour des questions de quantité disponible des molécules (quelques milligrammes le plus souvent) et pour des questions éthiques (aucune idée sur les effets éventuels qui pourraient être observés). A l’importance de mise au point de nouvelle molécule, il faut ajouter le developpement de modèle rongeur génétiquement modifé (GM). Ces modèles permettent de mimer des pathologies humaines, leur utilisation est alors un avantage certain pour l’evaluation de l’efficacité de molécule d’intérêt. Il faut pour cela que ceux-ci soit électrophyisiologiquement caractérisés. L'utilisation de tranche et/ ou de cellulles nerveuses de système nerveux central (SNC) de rongeurs permet une étude sur l'activité du composé dans le SNC et une information sur ses mécanismes d’action dans le modèle rongeur GM. Pour ce faire, nos laboratoires utilisent deux types de technique le Multi-Electrode Array (MEA) = enregistrements extracellulaires multipoints avec « array » d’électrodes (circuit imprimé) et le PATCH = un enregistrement à l'echelle du neurone. Le projet vise à déterminer, ex vivo, les effets pharmacologiques et/ou toxiques de nouvelles entités chimiques (composés « LEADS ») en développement préclinique afin de permettre à nos clients d’évaluer les propriétés de leur(s) molécule(s) - et/ou les propriétés d’une famille de molécule, le cas échéant - afin de pouvoir déterminer si une molécule à des propriétés suffisamment pertinentes pour entrer ou non en développement préclinique réglementaire. Notre direction scientifique valide une stratégie d’étude, comportant plusieurs conditions, en se basant sur des données bibliographiques.

Bénéfices attendus

Notre projet permet de mieux caractériser, évaluer et comprendre les effets de futurs candidats médicaments pour traiter les pathologies du SNC. Nos techniques mises en œuvre dans ce projet, pour l’évaluation ex vivo des effets pharmacologiques fonctionnels et/ou toxiques sur des explants de tissus vivants, exposés de façon chronique ou de façon aigüe, constitue la meilleure approche car elle permet: - de limiter le nombre d’animaux à tester par l’utilisation de tissus (mesures multipoints sur le même tissu séparé en petits échantillons); - de faire, dans un premier temps, une analyse pharmacologique/toxicologique précise à l’échelle du tissu et/ou du neurone et/ou de la protéine tout en s’affranchissant des problèmes de passage de la barrière hémato-encéphallique et des problèmes de pharmacocinétique. Ce projet permet ainsi d’affiner la sélection et l’orientation du développment de futurs médicaments avant de lancer les premières étapes précliniques couteuses de leur mise sur le marché.

Procédures

Procédure 1, par étude, 60 animaux vigiles seront injectés deux fois par jour. Ces injections seront réalisées par du personnel entrainé, qualifié et du matériel adapté. Ces injections pourront durer trois mois, mais durent en moyenne un mois. L’animal sera habitué à la contention, limitant le stress lors des gestes à venir. La plus grande vigilance de suivi sera portée pour éviter les problèmes dus aux injections répétées. 2700 animaux maximum entreront dans les 5 ans du projet. La Procédure 2 permettra de phénotyper 60 animaux génétiquement modifiés par étude, 2700 animaux sur 5 ans. Nous travaillerons sur des animaux asymptomatiques. Nos critères de surveillance seront ceux associés aux animaux symptomatiques. Procédure 3 : 900 animaux subirront une chirurgie par notre partenaire, 15 jours avant leur envoi. Avant réception dans nos locaux, les animaux auront pleinement récuperer leur état de santé. En fonction de l’opération subie, les animaux devront être isolés depuis leur intervention jusqu’à leur MAM et donc être isolés 3 semaines. Tous ces animaux seront mis à mort par deux techniques: *- en fonction de leur âge, l’animal sortira de la zone d’hébergement par décapitation rapide sous anesthésie gazeuse; *- certains animaux sevrés seront mise à mort par perfusion intracardiaque sous anesthéise gazeuse.

Impact sur les animaux

Nous avons des procédures qui peuvent amener à des effets indésirables: La procédure 1 peut par : *-la manipulation régulière d’un animal, générer du stress. Nous habituerons les animaux concernés à ces manipulations avant leur entrée dans le projet; *-l’injection régulière, provoquer des effets indésirables au site d’injection. Pour éviter, par exemple, les inflammations génerées, nous varierons les sites d’injection autant que possible et assurerons une surveillance précise des animaux pour limiter la persistance d’effets indésirables provoqués en suivant nos règles de point limites. Nous utiliserons, aussi, le matériel d’administration adapté à l’espèce, au poids et l’âge des animaux ; *- La mise à mort par perfusion intracardiaque sous anesthésie gazeuse peut amener un stress premortem important. Elle sera réalisée par du personnel dûment formé et quanlifié régulièrement avec utilisation d’un analgésique ; La procédure 2 peut par : *-La nature des animaux GMs, créer des douleurs auxquelles les animaux ne peuvent s’échapper. Nous ne travaillerons qu’avec des animaux asymptômatiques. Nous adapterons, tout de même, notre surveillance et nos points limites en fonction des symptômes possibles pout anticiper toute apparition précoce de douleur, qui ne devraient pas se declencher avant leur mise à mort et nos enrigistrements dans ce projet ; La procédure 3 peut par : *-la nature des opérations faites sur les animaux reçus et opérés par notre partenaire, induire des problèmes de type post-opératoire. Nous contrôlerons avec notre partenaire que les animaux opérés sont stables et aptes à être transportés, deux semaines après leur chirurgie. De plus, les conditions d’hébergement ainsi que les points de surveillance spécifique enrichieront nos points limites et nos points de surveillance au cours des 3 semaines d’hébergement des animaux. .

Devenir

A l’issue de la procédure 1, tous les animaux seront mis à mort pour mesurer l’efficacité du traitement par la molécule à tester. Tous les animaux génétiquement modifiés de la procédure2 et tous les animaux opérés de la procédure 3 sont mises à mort pour enregistrement électrophysiologique, ex vivo. Ces mis à mort seront nécessaires pour assurer l’évaluation d’efficacité et la détermination des mécanismes d’action de futurs candidats médicament, grâce aux modèles d’animaux mimant les pathologies neurodégéneratives et nos protocoles d’enregistrement d’activité électrique cérébrale que nous maitrisons.

Remplacement

Nos évaluations ou caractérisations nécessitent de pouvoir réaliser des observations sur des réseaux neuronaux natifs et connectés, « donc plus physiologiques ».Il n’est pas envisageable de réaliser sur l’Homme ces tests que nous proposons. Nous devrons, en effet, tester des molécules avec des effets potentiellement inconnus, en les administrant à un organisme vivant. De plus, nous utilisons des tissus fraichement prélevés, car il n’est pas possible, in silico, de reproduire la complexité de ces connexions et/ou la particularité d’un neurone spécialisé.

Réduction

Notre capacité à utiliser un même animal pour plusieurs mesures et plusieurs conditions d’exposition diminue le besoin en nombre d’animaux et nous permet de faire, dans un premier temps, une analyse pharmacologique/toxicologique précise à l’échelle du tissu et/ou du neurone et/ou de la protéine tout en s’affranchissant des problèmes de passage de la barrière hémato encephalique (BHE) et des problèmes de pharmacocinétique. Grâce à notre expérience et nos connaissances scientifiques sur des tests que nous maitrisons, nous avons pu établir un nombre d’animaux par condition d’étude soit 6 animaux contrôles et 6 animaux d’intérêt, nous permettant d’obtenir une bonne sgnificativité, réduisant considérablement le besoin en animaux.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en groupe sociaux (4 souris adultes et 2 rats adultes/cage). Ils béneficent d’enrichissement adaptés deux types différents par cage (système permettant la création de nid soit tunnel ou soit pièce de bois à ronger par exemple). Cet enrichissement est validé par le founisseur ou le partenaire. Pour les animaux opérés, ils seront adaptés au mieux et l’information est conservée et partagée dans les documents de renseignement de la lignée. Les animaux utilisés en Procédure 1 seront habitués aux différentes contentions utiles pour les voies d’administration des composés à tester. Nous diminuerons les futurs stress dus à ces manipulations. Ces administrations seront réalisées par du personnel compétent et formé en respectant les recommandations vétérinaire. Les solutions injectées seront contrôlées pour s’assurer de leur inoccuité. Les animaux seront surveillés deux foix par jour et pesés. Pour la procédure 2, les animaux génétiquement modifiés auront une semaine d’acclimatation et un mois de temps d’hébergement, maximum. Il se fera en groupes sociaux de 4 animaux en mélangeant les génotypes pour assurer la meilleure expression de phénotypes normaux. Chaque lignée modifiée, aura une documentation de suivi spécifique répertoriant les symptômes possibles. Les animaux seront asymptomatiques. Les points limites seront tout de même adaptés aux symptomes possibles et nous adapterons notre surveillance. Nous mélangerons les génotypes pour que les animaux mutés puissent exprimer la plus large palette de comportements naturels. Toute perte de poids en deça de la limite préetablie entrainera une sortie du test et des soins en accord avec le responsable de projet et le vétérinaire. Pour les animaux opérés (Procédure3), les conditions d’hébergement seront transmises par notre partenaire. Les animaux seront reçus après une complète récuperation de la chirurgie. Toutefois, un contrôle de l’apparition d’infection ou d’inflammation sera exercé. Si un animal infecté apparait, il sera sorti temporairement du projet et le vétérinaire sera consulté pour un traitement adapté jusqu’à récupération.

Choix des espèces

La grande quantité d’informations scientifiques disponible sur le fonctionnement du SNC des rongeurs, ajoutée à la maîtrise de leurs élevages, de leur génétique, de leur relative petite taille et au développement de technique d’enregistrements électrophysiologiques sur explants vivants font de ces espèces un modèle de choix pour l’évaluation pharmacologique de molécules. Ponctuellement, nous utilisons d’autres lignées de ces espèces, après discussion de la pertinence du modèle espèce-lignée-lignée génétiquement modifiée-protocole avec notre client. Toute demande de caractérisation de lignée modifiée ou opérée (Procédure 2 et Procédure 3) fera l’objet d’une analyse bibliographique et circonstanciée en amont. L’impact du phénotype devra être décrit. Nous ne travaillerons qu’avec des animaux asymptomatiques ou ayant pleinement récupérés de leur chirurgie. Toutefois, la connaissance des phénotypes et chirurgies ayant des impacts possibles sur le bien-être de l’animal, cela entrainera la mise en place de conditions d’hébergement spécifiques et une validation des points limite modifiés pour palier à des symptômes qui ne devraient pas apparaitre dans ce projet. L’âge des animaux testés est déterminé en fonction du type de test et d’une analyse bibliographique. Nous pouvons travailler aussi bien avec des animaux nouveaux nés, juvéniles, adultes ou âgés en fonction des cibles fonctionnelles à observer et de l’évolution de la pathologie considérée (maladies neurodégénératives le plus souvent). Les choix de l’espèce, de la lignée et de l’âge sont validés en collaboration avec le client. En effet, l’expression phénotypique de la pathologie et/ou d’un déficit et/ou d’une lésion est souvent déterminante pour le choix de l’âge d’utilisation des animaux. Les animaux, des procédures 1 et 3, seront exclusivement des animaux post sevrage. L’âge des animaux de la procédure 2 dépendra de l’âge de l’apparition des symptômes de la maladie.

576 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent une greffe de cellules tumorales dans le foie par chirurgie ou sous la peau, parfois un traitement par injection ou par plasma froid, un suivi par imagerie sous anesthésie, puis sont euthanasiées pour prélèvements. Le projet cherche à évaluer de nouvelles thérapies contre le carcinome hépatocellulaire et le cholangiocarcinome. Le porteur affirme qu'on ne peut recréer in vitro la complexité d'un "organisme entier" et retient des souris immunocompétentes pour préserver le microenvironnement immunitaire.

Objectifs

Les cancers primitifs du foie (carcinome hépatocellulaire et cholangiocarcinome) représentent 7000 et 2000 nouveaux cas par an en France. Ce sont deux tumeurs de très mauvais pronostic. Les traitements curatifs (ablation de la tumeur, transplantation du foie) ne peuvent être proposés qu'à un nombre restreint de patients (40%). Cependant, l'efficacité des traitements curatifs est grevée par la récidive tumorale liée à la dissémination métastatique ou à l’émergence d’une nouvelle tumeur si le foie malade cirrhotique est laissé en place. Il n'existe pas de traitement de prévention de la récidive. Les patients ayant un CHC non opérable bénéficient depuis 2008 d'un traitement systémique palliatif, le sorafenib, mais son efficacité est limitée et l'émergence de résistances est rapidement objectivée. Aucun traitement palliatif montrant un bénéfice sur la survie ne peut être proposé aux patients ayant un cholangiocarcinome non opérable. Dans ce contexte, la recherche que nous menons a pour objectif de caractériser et quantifier l’activité de nouvelles thérapies (médicaments, traitement physique) pour le traitement des tumeurs hépatiques et de poursuivre les études dans des modèles précliniques. La preuve d’activité/efficacité anti-tumorale des nouvelles thérapies sera faite au préalable in vitro sur des lignées humaines de carcinome hépatocellulaire ou de cholangiocarcinome. Des évaluations seront ensuite conduites in vivo dans un nouveau modèle que nous souhaitons développer (fait l’objet de la présente demande), greffes syngéniques (orthotopique) et ectopiques (sous la peau). Cependant, certaines thérapies pourraient s'avérer aussi efficaces pour limiter la dissémination métastatique et le modèle de xénogreffe sous-cutanée ou orthotopique chez la souris immunodéprimée ne permet d'étudier cet aspect car la composante immunitaire est essentielle à la progression tumorale et conditionne la réponse aux traitements. Dans ces modèles, nous étudierons les traitements pour lesquels nous aurons montré au préalable in vitro un effet sur les capacités proliférative/migratoires et invasives des cellules cancéreuses. Afin que le bien-être animal soit au mieux respecté, des critères précis d’interruption du protocole seront définis.

Bénéfices attendus

Le carcinome hépatocellulaire et le cholangiocarcinome sont des tumeurs primitives du foie de mauvais pronostic pour lesquelles il n’existe que très peu d’options thérapeutiques systémiques et locales. Ce projet a pour objectif d’améliorer les thérapies existantes et d’identifier de nouvelles cibles thérapeutiques dans le traitement des tumeurs hépatiques.

Procédures

Au cours de ce projet les animaux seront soumis à différents gestes techniques liés à la mise en place des modèles de carcinome hépatocellulaire et le cholangiocarcinome et à leurs traitements. Pour cela, les animaux seront soumis dans un premier temps à une greffe de cellules tumorales orthotopique (cellule transplanté au niveau de l’organe cible par chirurgie sous anesthésie et analgésie) ou ectopique (injection sous-cutanée sur animal vigile). Une partie des animaux sera ensuite impliquée dans différents traitements seul ou en combinaison : injection intra-péritonéale ou plasma froid atmosphérique sous anesthésie. Les animaux seront suivis de manière longitudinale par imagerie non invasive effectuée sous anesthésie générale pour suivre la croissance tumorale. Enfin, les animaux seront euthanasiés en vue des différents prélèvements nécessaires aux analyses Tout au long du projet, les animaux seront suivis quotidiennement afin de détecter toute anomalie où point limites. Les mesures appropriées seront mises en œuvre selon les observations réalisées et la SBEA et/ou le vétérinaire pourront être sollicité, le cas échéant.

Impact sur les animaux

La principale contrainte concerne le développement tumoral intrinsèquement lié à la question scientifique du présent projet. Les traitements devraient quant à eux réduire les effets liés au développement tumoral avec de possible effets secondaires mais qui restent très limité. Toutefois, afin de limiter les effets indésirables, les animaux seront suivis quotidiennement afin de détecter toute anomalie. Des points limites ont été établis sur la base de précédentes études sur ce type de modèles expérimentaux. Les mesures appropriées seront mises en œuvre selon les observations réalisées (analgésique, soins, etc.) et la SBEA et/ou le vétérinaire pourront être sollicité, le cas échéant.

Devenir

L’ensemble des animaux impliqués dans ce projet (n=576) seront euthanasiés à la fin de la période de maintien prévu ou plus tôt en cas d’atteinte de points limites afin de réaliser les différents prélèvements nécessaires aux analyses ultérieures.

Remplacement

Dans la mise en œuvre de ce projet, un système vivant est nécessaire pour étudier les acteurs mis en jeu dans le développement et l’évaluation de thérapies innovantes anti-cancers. Il n’est pas possible de recréer in vitro la complexité d’un organisme entier avec tous les acteurs cellulaires rentrant en jeu. Nous travaillons avec des souris immunocompétentes afin de préserver le microenvironnement immunitaire et car ces animaux constituent des modèles validés pour l’étude de la progression tumorale et tester de nouveaux traitements. Nous souhaitons pour nos études développer un modèle de greffe syngénique (de même espèce, c.-à-d. injection de cellules de souris tumorales chez des souris immunocompétentes) i/ orthotopique (dans le foie) et ii/ ectopique (sous la peau). L’utilisation d’un modèle murin de greffes de cellules cancéreuses du foie de souris (même espèce) se justifie à double titre : tout d’abord, il permet de recréer au plus près l’environnement dans lequel prolifèrent les cellules tumorales, en particulier le microenvironnement immunitaire. Deuxièmement (concerne le modèle orthotopique), il permet d’analyser la capacité des cellules tumorales à métastaser et d’étudier l’efficacité des thérapies sur la dissémination métastatique.

Réduction

Nous limitons au maximum le nombre d’animaux par groupe de façon à obtenir des résultats statistiquement fiables. A cause des variabilités inter-animales et intergroupes, un nombre trop restreint d’animaux engendrerait des résultats trop variables et non valides. Compte tenu des données de la littérature (variabilité attendue) et des effets espérés, un test de puissance statistique a été utilisé pour déterminer le nombre minimum d’animaux nécessaire pour cette étude. Les procédures expérimentales ont été affinées pour éviter l'utilisation inutile de souris. Un nombre de 12 souris par groupe est prévu afin de pouvoir réaliser des statistiques. Un total de 576 souris sera nécessaire pour la mise en œuvre de ce projet. Nous adapterons chaque test statistique en fonction du type de résultats et d’analyse à effectuer.

Raffinement

Dans la réalisation de ce projet, l’ensemble des procédures ont été mise au point afin de permettre une interprétation fiable dans le respect du bien-être animal, en limitant la douleur et le stress (anesthésie, analgésie, etc.). Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation, les animaux disposent de nourriture et d’eau ad libitum. Le milieu est enrichi à l’aide de coton de nidification ou de maison de type igloo. Nous nous efforçons à chaque instant de raffiner nos procédures afin de garantir le bien-être des animaux en cours de procédure grâce à une surveillance attentive (point limite) et des soins adaptés (anesthésie, analgésie, etc.).

Choix des espèces

Justification de l’espèce : Nous travaillons avec des souris immunocompétentes afin de préserver le microenvironnement immunitaire et car ces animaux constituent des modèles validés pour l’étude de la progression tumorale et tester de nouveaux traitements. Description du ou des modèle(s) : Les lignées murines de cancer du foie dont sont issues de tumeurs de souris C57BL/6j. Nous utiliserons donc des souris de même fond génétique commerciales ou transgéniques pour nos gènes d’intérêt. Justification des stades/sexe : Des animaux de sexe femelle ou mâle seront utilisés entre 6 et 8 semaines d’âge. A cet âge, les souris sont jeunes et la croissance tumorale est optimale, et ce quel que soit le sexe. Dans le cadre de ce projet nous utiliserons indifféremment des femelles ou des males afin d’avoir une représentation du genre dans nos expériences. Quel que soit le sexe, la croissance tumorale est similaire.

1 200 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Un immunomodulateur appliqué chaque jour sur le dos et les oreilles provoque des lésions de psoriasis, puis des molécules candidates sont administrées avant une mise à mort par ponction intracardiaque et dislocation cervicale. Le porteur indique que l'induction s'accompagne d'une perte de poids pouvant atteindre 15 pour cent, d'excoriations et de plaies liées au léchage et au grattage, avec une mise à mort au-delà de 20 pour cent de perte de poids. Il affirme qu'il est "indispensable" de tester ces molécules sur ce modèle, aucun système in vitro ne remplaçant selon lui complètement la peau.

Objectifs

Ce projet est nécessaire pour l’évaluation de l’efficacité de molécules thérapeutiques ayant une activité sur le psoriasis. Ces tests sont requis pour permettre le choix des meilleures molécules ou traitements thérapeutiques avant essai chez l’homme (tests cliniques).

Bénéfices attendus

Ce projet s’effectuera chez la souris (Mus musculus). Dans cette espèce, l’administration topique d’un immuno-modulateur comme l’imiquimod permet d’induire très rapidement en moins d’une semaine des lésions de psoriasis similaires à celles observées chez l’homme: érythème, desquamation et épaississement de la peau. Ce projet utilisera donc cette molécule, l’imiquimod, sous forme de crème, comme agent inducteur du psoriasis qui sera appliqué quotidiennement sur le dos et l’oreille des animaux sur une période de 7 jours. Les symptômes de psoriasis seront évalués cliniquement par enregistrement du score d’érythème, de désquamation, d'excoriations et d’épaississement de la peau du dos et des oreilles au pied à coulisse. Un suivi longitudinal par imagerie non invasive optique (Tomographie par Cohérence Optique ou OCT) permettra une évaluation supplémentaire des symptômes liés à la pathologie. Suite à l’induction, mais aussi lors de l’induction, des traitements thérapeutiques seront administrés, par voie orale, topique, intrapéritonéale ou intraveineuse, aux animaux afin d’en évaluer leur efficacité thérapeutique ou prophylactique. Cette efficacité sera évaluée cliniquement par suivi quotidien du score d’érythème, de désquamation, d'excoriations et d’épaississement de la peau du dos et des oreilles au pied à coulisse, ainsi que par un suivi longitudinal par imagerie non invasive optique (Tomographie par Cohérence Optique ou OCT). Lorsque les procédures sont terminées, tous les animaux sont mis à mort et des échantillons de tissus sont prélevés pour analyses complémentaires (dosages de cytokines inflammatoires dans le plasma, histologie...).

Procédures

Les animaux seront administrés topiquement sur la peau du dos et des oreilles avec un immunomodulateur afin d'induire des lésions de psoriasis. Cette administration sera effectuée une fois par jour, pendant 7 jours. Des traitements seront administés quotidiennement aux animaux par voie orale, topique, intrapéritonéale ou intraveineuse afin d'évaluer leur efficacité dans le cadre du psoriasis. Une évaluation clinique des sympômes de psoriasis sera effectuée quotidiennement : scoring (erythème, desquamation, excoriations) et mesures de l'épaisseur de la peau du dos et des oreilles au pied à coulisse. Un suivi par imagerie non invasive OCT sous anesthésie sera réalisé. Le sang des animaux sera prélevé une fois en cours d'étude à la veine mandibulaire à l'aide de lancettes dédiées à ce type de prélèvement. Ces prélèvements se feront sous anesthésie à l'isoflurane. Le volume maximal deprélèvment sanguin est de 0.1mL. En fin de procédure un prélèvement sanguin total sera réalisé sous anesthésie générale (isoflurane).

Impact sur les animaux

Les effests indésirables observés sur les animaux sont souvent liés à l'induction de la pathologie chez les animaux. Nous observons généralement une forte perte de poids (jusqu'à -15% ) ainsi qu'une légère déshydratration des animaux pendant les 3 premiers jours. Les animaux présentent des symptomes du psoriasis (érythème, desquamation, excoriation) pouvant entrainer l'apparition de plaies suite à du léchage ou grattage intensif. Les autres effets indésirables observés peuvent etre attribués à l'administration des molécules thérapeutiques : mauvaise tolérance, irritation en cas d'application topique...

Devenir

A l'issu des procédures tous les animaux seront mis à mort selon la méthode de ponction intracardiaque suivie d'une dislocation cervicale le tout sous anesthésie générale (isoflurane).

Remplacement

Afin d’évaluer l’efficacité de nouvelles molécules thérapeutiques, il est indispensable de tester ces molécules dans ce modèle pour plusieurs raisons : - Il n’existe pas de modèle in vitro de psoriasis pouvant remplacer complètement la peau en tant que tissu biologique vivant. Il existe cependant des modèles in vitro qui permettent d’effectuer un premier criblage d’efficacité de molécules, mais cette efficacité doit ensuite être confirmée chez l’animal. - Ces modèles in vitro ne permettent pas de tester des produits thérapeutiques ou des dispositifs médicaux appliqués directement sur la peau en application externe (voie dermique / topique). - L’efficacité ne pouvant être complètement testée in vitro, des premières preuves d’efficacité in vivo doivent être apportées avant de passer au stade clinique de développement de ces molécules (tests cliniques chez l’homme). Ce projet s’effectuera chez la souris (Mus musculus).

Réduction

La stratégie d'expérimentation sera une expérimentation en mesures répétées (étude longitudinale) par observation répétée avec ou sans procédure d'imagerie. Cette approche expérimentale permet d'appliquer un modèle statistique pour un plan en mesures répétées (ANAOVA; seuil de significativité alpha de 5% dont le critère principal sera l'épaisseur de la peau du dos et des oreilles en fonction du temps) et permet d'avoir une puissance de test importante car chaque animal est observé à différents temps et devient son propre contrôle car une observation est réalisée avant d'initier les phases de traitement. Le nombre d'animaux sera de 8 par groupe (groupe d'animaux traités avec excipient de la molécule à tester, la molécule à tester ou le traitement thérapeutique de référence commercialisé type bétaméthasone). Ce nombre est le minimum pour avoir une significativité acceptable avec une variation de 15%, une puissance de 70% et une différence à souligner de 20% entre groupes témoins et tersts comparativement à l'approche classique. Cette approche permet donc de réduire le nombre d'animaux de 50% au moins. Des analyses post mortem sur les tissus seront réalisées (histologie/ immunohistologie/ PCR/ cytométrie et approches "omiques") afin d'obtenir le plus d'informations possibles relatives à l'efficacité des molécules administrées sur les animaux.

Raffinement

Les animaux seront observés quotidiennement par l’expérimentateur afin de s'assurer de leur bien-être (alimentation, boisson...). Plusieurs sources d’enrichissement dans la cage (tunnel, igloo, cotons, bâtonnets de bois) permettront d'améliorer leur environnement et leur confort d'hébergement. Leur poids sera évalué au minimum tous les 2 jours, cette mesure aidera à déceler une quelconque souffrance et/ou détresse. De la nourriture humidifiée ou du gel diététique sera ajouté dans leur cage. Au moindre signe de déshydratation, les animaux recevront une injection intra-péritonéale de sérum physiologique (20mL/kg). Afin de minimiser le potentiel de souffrance et/ou de détresse chez les animaux, les points limites établis sont les suivants : - Défaut d'alimentation et/ou de boisson sur une période de 24 à 48h se traduisant par un amaigrissement et une déshydratation ; - Perte de poids >20 % du poids normal maintenue sur 72h ; - Hypothermie persistante, décelée par un animal froid au toucher et réticent à bouger ; - Difficulté respiratoire, avec augmentation du rythme respiratoire ; - Plaie nécrosée, purulente ou exsudative ; En cas de dépassement, les animaux seront euthanasiés selon la méthode prévue. (anesthésie à l'isoflurane, prélèvement sanguin terminal et dislocation cervicale).

Choix des espèces

Les espèces animales utilisées dans ce projet (souris immunocompétentes type CD1, C57Bl6 ou Balb/c) sont d'excellents modèles de psoriasis. Il existe de nombreuses références bibliographiques scientifiques relatives à l'évaluation du psoriasis induit dans ces espèces. Ces animaux développent des symptomes de psoriasis très semblables à ceux observés chez l'humain. De plus, ces modèles présentent certains intérêts pratiques indéniables : faibles coûts, cycles de reproduction courts, croissance rapide, facilité de transport, facilité de manipulation et une très bonne adaptation aux conditions expérimentales. Les animaux seront utilisés au stade de jeunes adultes (8-12 semaines) car il s'agit du stade auquel ils sont les plus susceptibles de fournir des résultats satisfaisants. Tous les animaux auront le même âge. Les résultats publiés avec ce modèle utilisent des animaux de cet âge.

Pour savoir si le récepteur CB1, un récepteur aux cannabinoïdes, règle la peur et la prise alimentaire à travers les neurones à POMC de l'hypothalamus, 1 984 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. 792 d'entre elles reçoivent sous anesthésie une injection de virus dans le cerveau, et certaines une lentille implantée pour suivre l'activité des neurones. Chaque souris passe au plus deux tests anxiogènes, dont un conditionnement à la peur qui "augmente le niveau de stress chez les souris" selon le porteur, sans qu'il nomme les autres tests ni dise comment la peur est provoquée. Toutes sont tuées à l'issue, par dislocation cervicale ou par perfusion intracardiaque sur cœur battant sous dose létale de pentobarbital, et le porteur justifie l'effectif par "12 à 29 animaux par groupe", sans dire combien de groupes il prévoit.

Objectifs

Notre organisme répond à la peur en mobilisant des réserves énergétiques et en ajustant notre physiologie pour faire face à cette situation. Les processus par lesquels la peur affecte notre cerveau prennent naissance à différents niveaux cellulaires, ce qui a pour effet d'affecter nos réactions émotionnelles et comportementales. La peur peut entraîner des changements inadaptés, par exemple une consommation compulsive de nourriture. Dans le cerveau, la principale région qui contrôle la prise alimentaire est appelée l'hypothalamus. Parmi les neurones participant à ce contrôle, les neurones à POMC sont chargés de diminuer la prise alimentaire. D'un point de vue moléculaire, le récepteur cannabinoïdes de type 1 (CB1) régule la réponse à la peur mais également la prise alimentaire. L'objectif principal de ce projet est de comprendre si ce récepteur peut réguler la réponse à la peur et la prise alimentaire dans les neurones à POMC. Pour répondre à cette question, nous allons travailler sur deux sous-objectifs différents : 1) Étudier si CB1 module l'activité des neurones à POMC dans une situation où les souris ont peur. Etant donné que les neurones à POMC de l'hypothalamus sont activés pendant un test de peur conditionnée, nous allons également 2) Etudier si le CB1 présent au niveau des neurones à POMC régule le comportement alimentaire pendant la peur conditionnée.

Bénéfices attendus

Nous souhaitons souligner la nouveauté de ce projet, puisque le rôle de la POMC dans la réponse à la peur n'a jamais encore été étudié auparavant. Les neurones à POMC ont été largement explorés dans le domaine du comportement alimentaire, mais leur rôle dans la régulation de l'anxiété et celui de la peur n'a pas encore été étudié. Il est admis que le stress ou l'anxiété altère le comportement alimentaire, ce qui peut entraîner des troubles du comportement alimentaire et l'obésité. Cependant, les mécanismes moléculaires reliant ces deux phénomènes ne sont toujours pas clairs. Dans ce contexte, les neurones à POMC et le récepteur CB1, par leur capacité à réguler à la fois l'alimentation et la réponse au stress, semblent être de bons candidats pour expliquer l’interaction entre alimentation et comportement de peur.

Procédures

Au cours de ce projet, nous réaliserons des opérations chirurgicales sur des souris afin d'injecter des particules virales dans le cerveau. Les souris subiront une seule injection de virus, certaines d'entre-elles recevront une lentille qui nous permettra d'étudier l'activité neuronale en temps réel. Ces procédures, qui durent de l’ordre de 45 minutes, sont réalisées sous anesthésie générale. Afin de prévenir toute souffrance nous réalisons également une anesthésie locale au niveau du site d'incision et les souris reçoivent un traitement analgésique pré et post-opératoire. Ce qui permet d'assurer une bonne récupération après la procédure. L'état général des souris, ainsi que le poids corporel, seront évalués les jours suivant la chirurgie. Des points limites suffisamment précoces ont été mis en place pour chacune des procédures afin d'éviter toute souffrance. Cette procédure sera effectuée sur un total de 792 souris, et seulement une seule fois par animal.

Impact sur les animaux

Pour les procédures chirurgicales, afin d'éviter toute douleur, nous utilisons des analgésiques en pre-opératoires et réalisons une anesthésie locale de la peau avant l'incision. Après la chirurgie, un traitement analgésique est administré pendant 48h, nous suivons le poids corporel quotidiennement et nous évaluons les animaux selon les points limites. Pour les tests anxiogènes, nous laisserons un intervalle de 7 jours entre les tests effectués sur les mêmes animaux pour leur permettre de récupérer. Nous effectuerons toujours le test le moins anxiogène en premier et avec un maximum de 2 tests chez les mêmes souris. Le test de conditionnement à la peur augmente le niveau de stress chez les souris. Les animaux ayant subi une peur conditionnée ne seront pas réutilisés pour ce même test ou pour un test anxiogène.

Devenir

Toutes les souris utilisées dans ce projet seront sacrifiées à la fin de l'expérience pour récupérer les tissus et réaliser des études moléculaires. Nous sacrifierons les souris de deux manières différentes : la dislocation cervicale pour le prélèvement de tissus frais et la perfusion intracardiaque sur cœur battant afin de fixer le cerveau pour les études histologiques. La persufion intracardiaque se fait à l'aide d'une dose létale de pentobarbital mélangée avec un anesthésique local, la lidocaïne.

Remplacement

Pour évaluer l'implication des neurones à POMC et du système endocannabinoïde dans la régulation de la peur et du comportement alimentaire, il n'existe aucune alternative à l'heure actuelle que l'expérimentation animale. L'utilisation d'invertébrés ayant un système nerveux complètement ne serait pas approprié. Le niveau de complexité de l'étude que nous proposons de réaliser est tel qu’aucun modèle informatique ne pourrait remplacer l’animal.

Réduction

Nous avons déterminé, en utilisant un calcul de puissance statistique, que nous avons besoin de 12 à 29 animaux par groupe pour obtenir des données exploitables.

Raffinement

De manière générale, les animaux arriveront dans la pièce d’hébergement à l’âge de 3 semaines, en cages collectives, et seront manipulés de façon bi-hebdomadaire pendant au minimum une semaine avant le début des expériences. Ces manipulations permettront d’habituer les animaux aux expérimentateurs et de réduire le stress. Les animaux auront une période de récupération d’au moins une semaine entre chaque expérience afin de limiter le stress et l’angoisse. Les animaux soumis à un test de peur conditionnée ne seront pas utilisés pour un autre test stressant ou anxiogène, ils seront sacrifiés après le test. L’enrichissement se compose de carrés de cellulose pour nidifier, de bâtonnet en bois pour ronger et de tunnel en carton pour se cacher/manipuler les animaux. Une radio est installée dans la pièce d’hébergement afin d’atténuer l'impact des bruits extérieurs qui pourraient se produire accidentellement. Les souris seront hébergées en cages collectives, sauf lorsqu'elles auront à subir une chirurgie, et que la consommation de nourriture devra être consignée.

Choix des espèces

La peur et le comportement alimentaire sont depuis longtemps évalués chez la souris, qui représente une espèce pertinente pour ce type d’étude. La grande majorité des études portant sur les circuits cérébraux et les mécanismes de réponse à la peur, ainsi que l'étude du système endocannabinoïde sont réalisées chez la souris. L'organisation de base des circuits neuronaux est préservée chez les mammifères, ce qui implique que les résultats obtenus chez le rongeur seront transposable à l'humain, ce qui aura pour conséquence de faire avancer les connaissances dans ce domaine et à plus long terme de trouver de nouvelles voies thérapeutiques. Par ailleurs, les modèles génétiques dont nous avons besoin pour répondre à nos questions ne sont disponibles que chez la souris. Les expériences ne commenceront que lorsque les souris seront adultes (8 semaines). Mâles et femelles seront utilisés dans cette étude, car il a été montré que le système endocannabinoïde du cerveau de souris femelles est différent de celui des mâles, à la fois dans les conditions basales et lorsque les souris sont dans une situation de stress.

160 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Rendues obèses par un régime riche en lipides, elles subissent des gavages et des prélèvements sanguins répétés à la queue, à la mandibule et en rétro-orbital, avant d'être mises à mort pour prélèvement des tissus. L'objectif est de mesurer l'absorption des vitamines liposolubles chez la souris obèse. Le porteur affirme que le modèle animal demeure la "meilleure approche", les modèles in vitro ne reproduisant pas selon lui la complexité du tube digestif.

Objectifs

Les personnes obèses présentent souvent des taux circulants en vitamines liposolubles et en caroténoïdes effondrés par rapports aux personnes minces. Les taux de vitamines liposolubles circulants pourraient être partiellement diminués à cause d’un stockage accru de vitamines liposolubles dans le tissu adipeux. Cependant, des études chez le rongeur ont montré que les régimes à forte teneur en lipides induisaient des modifications de l’expression de transporteurs intestinaux de lipides, qui sont également impliqués dans l’absorption des vitamines liposolubles. Il est donc possible que l’absorption des vitamines liposolubles soit altérée chez les sujets obèses. Il est également possible la clairance ou l’excrétion des micronutriments soit modifiées. L’objectif de ce projet est d’évaluer l’effet de l’obésité sur l’absorption des vitamines liposolubles et des caroténoïdes chez la souris. Le nombre d’animaux par groupe sera de 10 et le nombre total d’animaux dans l’étude sera de 160.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de mieux comprendre le métabolisme des micronutriments lipidiques chez le sujet obèse, afin de proposer des supplémentations adéquates aux patients.

Procédures

Les animaux seront soumis à des prélèvement sanguins à la mandibule, à la queue ou rétro-orbitaux 4 fois pendant la procédure, un prélèvement retro-orbitaux à jeun une semaine avant la procédure. La durée de chaque prélèvement sanguin est calculée autour de 5 minutes. Le gavage sera réalisé avec les animaux en état de vigile car on veut observer la clairance á 5 temps avant l’euthanasie des animaux pour prélever les organes. La procédure de gavage est estimé à 2 minutes hors la préparation de la seringue.

Impact sur les animaux

Afin de limiter le stress lié à la manipulation pendant les prélèvements, les animaux seront habitués à être manipulés lors des pesées hebdomadaires et lors des changements de litière. Une crème anesthésique (lidocaïne/prilocaïne 5%) sera appliquée localement avant incision et prélèvement de sang à la queue. Les prélèvements sanguins au niveau de la queue, mandibulaire ou retro-orbitaux peuvent stresser l’animal. A noter qu’il est nécessaire d’alterner les sites de prélèvement. Le premier sera fait à la queue, puis au niveau mandibulaire et enfin en retro-orbital sous anesthésie au sévoflurane (6% sévoflurane et débit d'oxygène = 1L/min, 5 min).

Devenir

Les animaux de cette procédure seront mis a mort afin de prélever les tissus d'intérêt qui seront ensuite étudiés (expression génique, histologie, dosages protéiques et en micronutriments) pour évaluer les effets de l’obésité sur l’absorption des micronutriments lipidiques.

Remplacement

Les modèles in vitro (culture cellulaire, chambre d’Ussing) ne reproduisent pas la complexité biologique du tube digestif (mucus, mouvement, échange entre organes, présence d’un microbiote). Le recours au modèle animal demeure la meilleure approche pour étudier l’absorption intestinale des micronutriments liposolubles puisque seul un modèle animal permet d’avoir une approche intégrée du phénomène d’absorption-efflux.

Réduction

Ce projet est constitué de 16 conditions maximums. Ce nombre est choisi en se basant sur les résultats préliminaires physicochimiques qui ont permis d’éliminer les conditions non pertinentes et donc de réduire drastiquement le nombre d’individus. Pour chacune de ces conditions, et compte tenu de la variabilité interindividuelle existant chez la souris et de la difficulté de la mise en place du protocole, des groupes de 10 individus sont nécessaires pour assurer la validité statistique du phénomène observé. En effet, notre expérience sur l’induction de l’obésité chez la souris montre, par exemple, qu’un minimum de 10 souris par lot est nécessaire pour mettre en évidence une prise de poids significative. Lors d’un protocole de ce type, les souris contrôles (alimentation standard) pesaient à la fin de l’expérimentation en moyenne 33,9 ± 0,7 g contre 40 ± 1,2 g pour les animaux nourris avec un régime riche en lipides ce qui représente une différence significative avec une p-value associée de 0.005. Il s’agit d’une obésité modeste. Un nombre plus restreint d’animaux ne permettrait pas une finesse suffisante des résultats pour répondre à nos objectifs de recherche.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en cage de 3 ou 4, et l'environnement sera enrichi par la présence d'un igloo en plastique et de matériel de nidification (bandelettes de papier kraft). Le début des régimes aura lieu après 7 jours d’adaptation dans l’animalerie. Les animaux seront manipulés régulièrement pour les habituer à notre contact et ainsi limiter leur stress. Une crème anesthésique (lidocaïne/prilocaïne 5%) sera appliquée localement avant incision pour les prélèvements de sang à la queue. Des conflits entre animaux au sein d’une même cage pourraient se produire et engendrer des blessures. Dans ce cas, l’animal blessé sera soigné et placé dans une cage individuelle permettant de garder des contacts visuels, olfactifs et auditifs avec ses congénères jusqu’à la fin du protocole. Les animaux seront manipulés régulièrement afin de réduire leur stress. Une phase d'habituation au gavage sera réalisée pendant 3 jours avant le début de l'étude. Toutes les procédures invasives (prélèvement sanguins retro-orbitaux, dislocation cervicale) seront réalisées sous anesthésie générale (6% sévoflurane et débit d'oxygène = 1L/min, 5 min). Les animaux auront accès à l’eau et nourriture jusqu’à 12h avant le début de l’expérimentation postprandiale et l’eau jusqu’à la fin de l’expérimentation.

Choix des espèces

Dans la littérature, les expériences de biodisponibilité des micronutriments sont le plus souvent réalisées chez la souris, dont le système de digestion et d’absorption est anatomiquement proche de celui de l’homme. De plus, le modèle de souris offre des avantages comme la facilité de la mise en œuvre et le faible coût. Les animaux seront âgés de 6 semaines à l’achat et d’environ 7 semaines lors du début du protocole. Ces animaux correspondent donc à de jeunes adultes, afin de ne pas faire intervenir de paramètres confondants tels que le vieillissement.

360 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Répartis en trois groupes, ils reçoivent des injections destinées à provoquer une pancréatite, une inflammation pulmonaire ou une inflammation rénale, puis un agent de contraste avant un passage à l'IRM, et sont euthanasiés sans réveil pour prélèvement des organes. Le porteur indique que ces modèles inflammatoires peuvent atteindre la respiration, la mobilité et l'alimentation, avec une mise à mort déclenchée dès une perte de poids de 15 pour cent. Il conclut qu'il est "indispensable" de recourir aux animaux, ces pathologies n'étant pas selon lui reproductibles in vitro.

Objectifs

Ce projet ouvre une nouvelle voie en Imagerie par Résonance Magnétique (IRM) en initiant le concept d’« imagerie enzymatique » in vivo pour une meilleure compréhension de la physiologie humaine, la détection précoce et le pronostic des maladies, et le suivi de traitements thérapeutiques. L'objectif principal est de dépasser les frontières actuelles en permettant de visualiser directement l'activité d'une enzyme dans un tissu pathologique.

Bénéfices attendus

1-De nouveaux agents de contraste possédant une forte spécificité d’action au niveau tumoral, seront développés et permettront de suivre l’activité enzymatique tumorale 2- Ceci permettra la détection de façon précoce de maladies inflammatoires chroniques pulmonaires : en effet par exemple actuellement les pathologies chroniques pulmonaires ne sont détectées que lorsque les destructions du tissu pulmonaire sont irréversibles (Bronchopneumopathie chronique obstructive (COPD), mucoviscidose). Pour les pancréatites chroniques, aucun test n’est fiable pour le moment. 3- Ce projet permettra aussi de valider l'utilité de l'IRM à champ terrestre, en termes de coût, de facilité de transport et de consommation énergétique.

Procédures

Toutes les procédures décrites dans ce document seront réalisées sous anesthésie générale. Cent vingt animaux recevront 10 injections (une par heure) d'une modécule pro-inlfammatoire pour créer une inflammation du pancréas (pancréatite) puis une injection d'agents de contraste avant leur passage à l'IRM, puis, sans réveil préalable, seront euthanasiés. Cent vingt animaux recevront une injection de membranes bactériennes pour créer une inflammation pulmonaire puis une injection d’un agent de contraste avant leur passage à l'IRM, puis, sans réveil préalable, seront euthanasiés. Cent vingt animaux recevront une injection d'une molécule pro-inflammatoire pour créer une inflammation rénale puis une injection d'un agent de contraste avant leur passage à l'IRM, puis, sans réveil préalable, seront euthanasiés.

Impact sur les animaux

Des nouveaux agents de contrastes seront injectés dans les animaux. Du fait de leur haute spécificité d’action au niveau tumoral, ceux-ci ne devraient pas entrainer de nuisance ou d'effets secondaires. Cependant, en théorie une baisse de tension est possible due à leur présence. Selon notre expérience elle n’entraine jamais de séquelle ou de perte d’animaux. Cependant, les modèles inflammatoires peuvent atteindre le bien-être animal en terme de respiration, mobilité, alimentation. Il est important de noter que l’examen IRM n’a jamais montré de nuisance.

Devenir

Cette euthanasie est nécessaire pour extraire les organes et réaliser des coupes histologiques pour détecter la présence des neutrophiles dans les sites inflammatoires et ainsi corréler avec le signal IRM obtenu.

Remplacement

Nous avons déjà réalisé des tests de validation de la méthode in vitro où seulement l’enzyme et l’agent de contraste étaient présents. Il est désormais indispensable d’utiliser des animaux, car nous souhaitons détecter une activité enzymatique, liée à une inflammation ou une pancréatite, dans un système complexe. Ces pathologies ne sont pas reproductibles in vitro car elles nécessitent soit un système immunitaire complet soit un organe fonctionnel dans lequel une situation pathologique doit être provoquée. De plus, nous souhaitons évaluer l’efficacité de détection de nouveaux agents de contraste, qui dépend de leur bio-distribution, du temps de demi-vie dans le sang, de la localisation de l’inflammation, de la voie d’injection, etc.. Ceci ne peut être évalué qu’en condition in vivo. Cette étude ne peut pas être réalisée chez l’homme car la technologie nécessaire à la fabrication d’une IRM à champs terrestre n’existe pas pour des études humaines. De plus, les agents de contrastes sont encore expérimentaux et donc ne peuvent pas être injectés directement chez l’homme.

Réduction

Afin de limiter le nombre d'animaux à utiliser pour ce projet, des expérimentations in vitro ont été réalisées en amont, pour étudier l'effet des agents de contraste sur des neutrophiles en culture. De plus la méthode a été déjà évaluée à 0.2 tesla. Le nombre d'animaux a été évalué à 10 rats par agent de contraste, afin d'avoir un nombre suffisant pour obtenir des résultats significatifs. Ces résultats seront analysés avec des tests statistiques adaptés.

Raffinement

Les animaux sont hébergés dans un environnement enrichi par des objets (bâtonnets de bois à ronger, matériaux de construction de nid, coton, maisonnette, tubes en carton) contenant de la paille, de la nourriture et de l’eau à volonté. L'utilisation d'anesthésie gazeuse, la présence d'un tapis chauffant permettant de maintenir la température interne des animaux et un ballonnet pour le contrôle de la respiration pendant les procédures permettent d'assurer un réveil rapide des animaux et donc de pratiquer plusieurs anesthésies par animal. Du gel olphtalmique sera appliqué sur les yeux afin de compenser la sécheresse oculaire lors des anesthésies. Pour limiter la souffrance des animaux développant les modèles inflammatoires, ils seront euthanasiés dès que l’examen IRM sera terminé, sans réveil préalable. Entre la mise en place des modèles inflammatoires et l’examen IRM, des points limites terminaux ont été instaurés pour surveiller la santé et le bien-être des animaux : modification de la respiration (respiration orale/abdominale, respiration difficile/pénible et de forte amplitude), atteinte de la mobilité (marche sur la pointe des pieds, titubation, léthargie), gonflement abdominal, perte de poids de plus de 15% en 2-3 jours (pour le modèle inflammatoire rénal). Pour cela, les animaux seront pesés tous les jours. De la nourriture sous forme de gel sera déposée dans la cage si les animaux sont affaiblis ou si une perte de poids de 10% en 2-3 jours est constatée (pour les modèles inflammatoires rénaux). Lors du développement de la pancréatite, les animaux seront pris en charge par un analgésique (en pré- et post-injection), et ce, jusqu’à la fin du protocole. Pour les autres pathologies, dès les premiers signes de souffrance détectée par des signes cliniques (poil hérissé, prostration, difficulté respiratoire..), les animaux recevront un analgésique. Si les signes perdurent plus de 12h dans le cas de l’inflammation pulmonaire ou 2 jours pour l’inflammation rénale, les animaux seront immédiatement transférés pour un examen IRM avant leur euthanasie. Les animaux seront surveillés au minimum 1 fois par jour par le porteur du projet, ou le zootechnicien ou les doctorants et post-doctorants formés.

Choix des espèces

Nous débuterons le projet sur des rats car leur taille est plus importante que les souris et permet donc d'obtenir plus de signal. L’IRM à champs terrestre est en effet beaucoup moins sensible que l’IRM à hauts champs. De plus, le développement instrumental est moins difficile pour des rats que pour des souris. De plus, de nombreuses pathologies bien connues dans la littérature inflammatoires pourront y être développées. Les rats seront utilisés à l’âge adulte (à partir de 8 semaines), car le développement des organes est terminé. De plus, plus les animaux sont gros, plus la sensibilité de l’IRM augmente. Cependant, les rats ne seront utilisés que jusqu’à 4 mois (environ 300g), car ensuite ils deviennent trop imposants pour rentrer dans l’antenne sans être trop serrés et le vieillissement pourrait interférer avec les résultats.

640 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Des douleurs inflammatoires, post-chirurgicales ou neuropathiques leur sont provoquées, par injection de carragénine ou d'adjuvant dans la patte, incision chirurgicale ou pose d'un manchon autour du nerf sciatique, puis mesurées par des tests nociceptifs répétés. Le porteur précise que ces douleurs sont recherchées car c'est le but de l'étude, et que les tests s'arrêtent au retrait de la patte. Il justifie le recours à cette lignée transgénique par le fait que la caractérisation de la douleur exige l'observation d'un animal vivant.

Objectifs

Les neurones communiquent en sécrétant des messagers chimiques appelés neurotransmetteurs. Ces messagers sont stockés à l’intérieur de la cellule dans des vésicules spécialisées qui, en fusionnant avec la périphérie cellulaire, libèrent les neurotransmetteurs au bon moment et au bon endroit. Ce processus, appelé exocytose, est à la base de la neurotransmission (transmission d’un message entre 2 neurones). Bien que de nombreuses données aient été générées quant aux protéines impliquées, le rôle de ces protéines sur les comportements nociceptifs et douloureux, ainsi que sur l'initiation et/ou le développement de douleurs chroniques ne sont que très peu étudiés. Aujourd’hui, nous disposons d’une lignée de souris génétiquement modifiées pour la synapsine II (Syn II), une protéine synaptique, pour laquelle ces comportements douloureux pourraient être altérés (ces animaux semblent présenter une hyposensibilité à la douleur). Nous voulons donc étudier l’impact de l’absence de cette protéine Syn II sur les comportements nociceptifs et douloureux, ainsi que sur l'initiation et/ou le développement de douleurs chroniques. Le projet nécessitera 640 animaux et sera conduit en respectant la règle des 3R visant à réduire le nombre d’animaux ainsi qu’à optimiser les procédures. Les souris mâles et femelles seront étudiées en proportions équitables dans le cadre de ce projet.

Bénéfices attendus

A terme, ces données permettront de mettre en évidence, pour la première fois, l’importance des protéines synaptiques dans les circuits de transmission de la douleur et dans la physiopathologie des douleurs chroniques et ainsi trouver de nouvelles cibles thérapeutiques.

Procédures

Un lot d'animaux subiront deux tests nociceptifs d’une durée de 10 min environ par jour pendant 10 jours puis ils recevront une injection sous anesthésie gazeuse d’agent inflammatoire dans une patte postérieure avant de réaliser les mêmes tests nociceptifs qu’avant l’injection. Un second lot d'animaux subiront un test nociceptif d’une durée de 10 min environ par jour pendant 10 jours puis ils recevront une injection sous anesthésie gazeuse d’agent inflammatoire dans une patte postérieure avant de réaliser les mêmes tests nociceptifs qu’avant l’injection, à raison de 3 tests maximum (espacés de 2h minium) par jour, pendant 22 jours maximum. Un autre lot d'animaux subiront un test nociceptif d’une durée de 10 min environ par jour pendant 10 jours puis ils subiront une chirurgie sous anesthésie générale avec incision de la patte avant de réaliser les mêmes tests nociceptifs, à raison de 3 tests maximum (espacés de 2h minium) par jour, pendant 28 jours maximum. Un dernier lot d'animaux subiront un test nociceptif d’une durée de 10 min environ par jour pendant 10 jours puis ils subiront une chirurgie de la patte droite avant de réaliser les mêmes tests nociceptifs, à raison de 3 tests maximum (espacés de 2h minium) par jour, pendant 39 jours maximum.

Impact sur les animaux

Les tests comportementaux inclus dans ce projet induisent une douleur sur laquelle l'animal garde le contrôle: le retrait de la patte ou de la queue de l'animal met fin au test, ou l'animal change de compartiment pour un compartiment plus "confortable". Ces tests sont systématiquement arrêtés au seuil nociceptif, le cas échéant il est arrêté au point limité spécifique de chaque test (décrit dans chaque procédure). Dans les cas de modèle de douleur, les animaux vont développer des douleurs inflammatoires, post-chirurgicales ou neuropathiques selon la procédure car c'est le but de l'étude. Le développement de douleurs inflammatoires s'accompagne d'un développement d'un oedème au site d'injection de l'agent inflammatoire (patte). Cet oedème persistera maximum 5 jours avec la carragénine et 12 jours avec le CFA. De plus, l'utilisation d'antidouleurs de type anti-inflammatoire non stéroïdien ou opiacés n'est pas possible en post-chirurgical dans notres cas car cela interfèrerait avec la mise en place de la douleur que nous étudions. Néanmoins des échelles d'évaluation des points limites spécifiques à chaque modèle de douleur (grille de scoring) sont établie pour chaque animal.

Devenir

Etude sur les animaux naïfs puis étude sur les animaux après injection de carragénine dans la patte (développement d'une douleur inflammatoire): mise à mort à l'issue de la procédure - Etude sur les animaux après injection de CFA (complete freund's adjuvant) dans la patte (développement d'une douleur inflammatoire chronique): mise à mort à l'issue de la procédure. - Etude sur les animaux après une incision de la patte (développement d'une douleur post-chirurgicale): mise à mort à l'issue de la procédure. - Etude sur les animaux après la pose d'un manchon (Cuff) autour du nerf sciatique (développement d'une douleur neuropathique): mise à mort à l'issue de la procédure.

Remplacement

Au vu de notre objectif d’étude, il nous est malheureusement impossible de remplacer notre modèle in vivo par un modèle in vitro ou in silico. En effet, la caractérisation de la douleur nécessite une observation comportementale, uniquement possible chez l’animal vivant et vigile.

Réduction

Les expériences seront réalisées avec la volonté de réduire autant que faire se peut le nombre d’animaux par condition expérimentale, mais toujours dans l’optique d’obtenir le maximum d’information scientifique par test. Ainsi, au regard des données de la littérature et de la variabilité phénotypique individuelle, en se basant sur notre power analysis, chaque étude de base comporte un groupe témoin et un groupe transgénique, de chaque sexe, de 20 sujets chacun soit 80 animaux. Les animaux n'étant pas consanguins, la variabilité phénotypique est considérablement augmentée. Un calcul statistique "power analysis" a également été réalisé pour s'assurer que les résultats obtenus sont valides sur le plan statistique. Le groupe transgénique est constitué d'animaux issus de la même souche que les sujets non modifiés génétiquement. Toujours dans l’idée de diminuer au maximum le nombre d’animaux utilisés, chaque étude de base regroupe un ensemble de tests comportementaux dont l'enchaînement est compatible avec le bien-être de l'animal, ce qui permet de réduire grandement l’effectif.

Raffinement

Les animaux sont hébergés dans des animaleries dont le fonctionnement a été conçu pour maximiser le confort et limiter la souffrance des animaux. En particulier, les souris sont hébergées en cohorte, elles font l’objet d’observations régulières tout au long de l'expérience, l'enrichissement est systématiquement appliqué à toutes les cages. Les animaux seront observés tous les jours et leur comportement sera suivi afin de déceler tout signe d’inconfort ou de stress. Des points limites spécifiques à chaque geste ont été établis. L’induction de modèle de douleur est réalisée sous anesthésie. En cas de nécessité des décisions seront prises en accord avec le vétérinaire, la Structure chargée du Bien-Etre des Animaux (SBEA) et/ou le personnel zootechnique de l’institut pour stopper tout signe de mal-être de l’animal. Remarque : l'utilisation d'antidouleur de type anti-inflammatoires non stéroïdiens (AINS) et opiacés n'est pas possible en post-chirurgie dans notre cas. Les AINS tout comme les opiacés interfèrent avec les processus inflammatoires nécessaires au développement et au maintien de la douleur neuropathique.

Choix des espèces

Le but est ici de réaliser une étude sur différents paramètres nociceptifs et différents modèles de douleur afin de caractériser la lignée de souris transgéniques SynII (Synapsine 2). Nous ne pouvons pas utiliser un autre modèle que la souris car ce sont des souris transgéniques dont nous voulons connaître les caractéristiques nociceptives physiologiques et/ou éventuellement physiopathologiques. Des animaux adultes âgés d'au minimum 6 semaines (souris dont les poids est supérieur à 20g) seront utilisés car cette étude nécessite des systèmes neurobiologiques totalement matures.