Rongeurs
Modélisation et caractérisation de modèles murins précliniques d’infection par les virus Influenza de type A : étude des mécanismes physiopathologiques et évaluation de candidats thérapeutiques
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Troubles immunitaires
- Troubles respiratoires
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
- Système respiratoire
3 600 souris vont être utilisées, toutes tuées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, infectées par des virus Influenza A avec, pour une partie, une co-infection au SARS-CoV-2. Les animaux peuvent développer perte de poids, détresse respiratoire et fièvre, avant d'être mis à mort pour le prélèvement des organes. Le protocole prévoit de ne leur administrer aucun anti-inflammatoire, pour ne pas altérer la réponse immunitaire étudiée. Le RNT décrit par ailleurs un projet garantissant "le meilleur niveau possible de bien-être animal".
Objectifs
Ce projet a pour objectif de mieux comprendre comment les virus Influenza de type A responsables de la grippe provoquent la maladie, et de tester de nouvelles façons de la prévenir ou de la traiter. Pour cela, nous utiliserons des modèles de souris qui permettent de reproduire certains aspects de la maladie observés chez l’être humain. L’étude s’intéressera d’abord à la manière dont le virus se multiplie et se propage dans le corps, puis à la façon dont l’organisme réagit pour se défendre. Le système immunitaire peut être comparé à une armée de défense : il est constitué de cellules et de molécules qui reconnaissent le virus et essaient de l’éliminer. Cependant, si cette réponse est trop forte ou mal contrôlée, elle peut provoquer une inflammation importante et abîmer certains organes. Comprendre cet équilibre est essentiel pour savoir pourquoi certaines personnes guérissent facilement, alors que d’autres développent des formes plus graves ou durables de la maladie. Différentes stratégies thérapeutiques seront testées notamment des molécules capables de réguler la réponse immunitaire afin de limiter la multiplication du virus, réduire les symptômes et prévenir les complications. Pour anticiper les conséquences d'une potentielle co-circulation saisonnière du virus Influenza de type A et du SARS-CoV-2, nous réaliserons des doubles infections séquentielles chez l'animal. Cette approche déterminera si la primo-infection exerce un effet protecteur ou aggravant sur la pathologie consécutive au second challenge viral. Ce projet respectera strictement le principe des 3R, qui sont au cœur de la recherche animale responsable : - Remplacer : Utiliser des méthodes alternatives chaque fois que cela est possible, telles que la culture cellulaire ou encore la modélisation informatique. - Réduire : Limiter le nombre d’animaux utilisés en ne réalisant que les expériences indispensables. - Raffiner : Adapter les techniques et assurer un suivi attentif des animaux pour réduire au maximum leur douleur, stress et inconfort. L’objectif global est d’améliorer la compréhension de la maladie afin de développer plus rapidement des traitements sûrs et efficaces pour l’être humain, tout en garantisant le meilleur niveau possible de bien-être animal.
Bénéfices attendus
L’objectif de ce projet est de mettre au point de nouveaux modèles de souris pour mieux comprendre comment la grippe causée par les virus Influenza de type A se développe et évolue. Ces modèles permettront aussi de savoir pourquoi certains modèles de souris, et par corrélation certaines personnes tombent plus gravement malades que d’autres. Une fois ces modèles établis, ils serviront à tester de nouvelles stratégies de prévention et de traitement, comme des vaccins, des anticorps ou des médicaments destinés à bloquer le virus ou à aider le corps à mieux se défendre. Les résultats attendus permettront d’améliorer les étapes de recherche avant les essais chez l’humain et de favoriser le développement de traitements plus sûrs et plus efficaces contre la grippe. A terme, ce projet contribuera à mieux protéger la santé humaine tout en respectant le bien-être animal.
Procédures
Les souris recevront différents traitements selon le protocole étudié et la nature des molécules testées. Les produits pourront être administrés par différentes voies : - Par la bouche : Une à deux fois par jour pendant quelques jours - Par injection dans le ventre : Une à plusieurs reprises selon le calendrier prévu - Par injection sous la peau : Une à plusieurs reprises selon le calendrier prévu - Par le muscle : Réalisée avec précaution par du personnel spécialement formé. - Par le nez : Réalisée avec précaution par du personnel spécialement formé. - Par voie intraveineuse : Réalisée avec précaution par du personnel spécialement formé. L’état général des animaux sera observé attentivement avant et après chaque manipulation afin de s’assurer de leur bon rétablissement. Des prélèvements sanguins pourront être effectués à différentes étapes (avant et après infection) afin de suivre la réponse de l’organisme. Les fonctions respiratoires seront mesurées à l’aide d’un appareil permettant d’enregistrer la respiration de la souris sans la contraindre : l’animal reste éveillé et peut bouger à l’intérieur de la chambre. Une observation clinique sera réalisée avant et après chaque mesure pour vérifier qu’il n’y a pas de signe d’inconfort. Certaines procédures nécessiteront une anesthésie, réalisée avec des produits adaptés au poids de l’animal. Dans certains cas, un antidouleur (buprénorphine) sera administré avant l’anesthésie afin d’éviter toute douleur. En fin d’étude, une anesthésie profonde sera pratiquée avant la perfusion terminale, qui consiste à faire circuler une solution dans les organes pour pouvoir ensuite les prélever et les analyser. Cette étape est effectuée uniquement lorsque l’animal est totalement endormi et insensible.
Impact sur les animaux
A la suite de l’infection des animaux par les virus Influenza de type A, plusieurs effets indésirables peuvent être observés. Les principaux signes attendus incluent une perte de poids, des altérations comportementales (ex. baisse d’activité), ainsi que des signes de détresse respiratoire (respiration rapide, irrégulière ou superficielle). Des réactions locales peuvent également survenir au niveau des sites d’injection, se manifestant par une irritation, une légère inflammation ou un saignement transitoire. Les prélèvements sanguins peuvent provoquer une gêne légère et passagère au point de ponction, rapidement résolue après compression locale. Les manipulations répétées, telles que les mesures de fonction respiratoire ou les anesthésies, peuvent induire un stress léger à modéré lié à la restriction de mouvement et à l’isolement temporaire. La récupération post-anesthésie chimique est plutôt lente s’accompagnant d’une baisse d’activité temporaire, de frissions, d’une diminution de l’appétit et plus rarement d’une respiration ralentie. Chez les animaux génétiquement modifiés, les réponses inflammatoires ou les troubles respiratoires peuvent être plus marqués ou durer plus longtemps. Un épisode de fièvre est possible ; en l’absence de mesure directe, un soutien thermique est assuré par l’enrichissement des cages (ajout de coton) au moment de l’anesthésie et de l’infection. L’état des animaux sera évalué quotidiennement à l’aide d’une grille de suivi qui inclue l’état respiratoire, l’apparence générale, des yeux et des poils ainsi que des comportements spontanés. Tout changement significatif sera consigné et les individus présentant des signes d’alerte feront l’objet d’une surveillance accrue assurée conjointement par le personnel animalier et les ingénieurs responsables des protocoles expérimentaux.
Devenir
Pour toutes les procédures prévues dans ce projet, les animaux sélectionnés seront sacrifiés par euthanasie conformément aux recommandations réglementaires, afin de permettre le prélèvement des organes et leur analyse.
Remplacement
À l’heure actuelle, aucune approche in vitro ne permet de reproduire de manière satisfaisante l’ensemble des phénomènes impliqués dans l’initiation des réponses immunitaires lors d’une infection naturelle ou après une vaccination. En effet, les modèles in vitro ne parviennent pas à capturer la complexité des interactions entre les différents types cellulaires, les tissus et les mécanismes systémiques qui se produisent dans un organisme vivant. C’est pourquoi il est indispensable de recourir à des modèles animaux, qui permettent une étude plus fidèle des réponses immunitaires dans un contexte biologique complet et dynamique. Ces modèles animaux offrent une plateforme essentielle pour mieux comprendre les mécanismes de défense de l’organisme et pour tester l’efficacité des traitements et des vaccins avant toute application clinique.
Réduction
Le nombre d'animaux utilisés pour chaque type de procédure sera précisé dans le protocole. Les effectifs sont déterminés sur la base d’expériences antérieures et/ou de calculs de puissance statistique, afin d’obtenir des résultats fiables tout en limitant le nombre d’animaux utilisés. Nous utiliserons des animaux des deux sexes, âgés de 6 à 20 semaines et répartis en groupes homogènes pour garantir des analyses statistiques pertinentes. Lorsque possible un même groupe témoin sera partagé entre plusieurs expériences afin de réduire encore le nombre d’animaux.
Raffinement
Les souris sont élevées dans des conditions optimales, avec un soin ainsi qu’un respect constant, et sont exposées à divers éléments d'enrichissement pour favoriser leur bien-être. Elles seront hébergées en groupes de 2 à 5 souris afin de prévenir le stress lié à l'isolement. Les cages seront systématiquement enrichies par l'ajout d'éléments comme un dôme en carton, offrant aux animaux un abri, et de la nourriture hydratée, qui sera fournie dès que nécessaire pour pallier toute perte de poids ou déshydratation durant leur hébergement. Les souris en expérimentation feront l'objet d'une surveillance quotidienne par du personnel qualifié et formé pour mener ces expérimentations. L'utilisation d'une grille de score spécifique et un suivi pondéral quotidien permettront de détecter rapidement tout signe de souffrance. Des mesures appropriées, y compris la mise à mort lorsque nécessaire, seront mises en œuvre sans délai afin d’éviter toute aggravation de l’état des animaux. Etant donné que notre étude porte sur la réponse immunitaire, il est impératif de ne pas administrer d’anti-inflammatoires aux souris. En effet, ces molécules pourraient interférer avec nos résultats en altérant l’expression de marqueurs d’intérêt ce qui pourrait fausser l’interprétation des réponses immunitaires observées.
Choix des espèces
Nous avons choisi d’utiliser le modèle murin (la souris) car c’est un mammifère dont 99% des gènes sont similaires à ceux de l’Homme. La souris un animal de petite taille, se reproduisant rapidement et facile à élever. De plus, son anatomie, sa physiologie et sa biologie sont aujourd’hui très bien connues, ce qui en fait un modèle de référence pour la recherche scientifique. La souris est particulièrement adaptée à l’étude du système immunitaire grâce aux nombreuses connaissances déjà acquises et aux outils largement disponibles pour ce modèle. Pour nos expérimentations nous utiliserons des souris adultes âgées de 6 à 12 semaines. Ce critère garantit que les animaux possèdent un système immunitaire pleinement développé, ce qui permet de limiter les variations naturelles qui ne seraient pas liées à l’étude elle-même.
Rôle d’un métabolite (D-sérine) produit par l’intestin et le microbiote dans le dialogue intestin–cerveau au cours des maladies inflammatoires chroniques de l’intestin
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
Soumises à une inflammation intestinale induite, à un gavage quotidien et à une distension colorectale répétée, 1 320 souris vont être utilisées, toutes tuées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Le RNT classe le test de la nage forcée comme sévère et décrit une inflammation pouvant provoquer perte de poids, diarrhée et présence de sang dans les selles. Ce travail de recherche fondamentale explore le rôle d'un métabolite dans le dialogue intestin-cerveau, les perspectives thérapeutiques étant repoussées au "long terme". Toutes les souris sont mises à mort pour le prélèvement de tissus.
Objectifs
La finalité de ce projet est de mieux comprendre les mécanismes impliqués dans l’inflammation intestinale et les douleurs abdominales associées, dans le cadre de l’axe reliant le microbiote intestinal et le fonctionnement de l’organisme. Ce travail relève de la recherche fondamentale. Il vise à identifier comment certaines bactéries intestinales et certaines molécules naturellement présentes dans le corps peuvent influencer l’inflammation et la sensibilité de l’intestin. À court terme, le projet permettra d’améliorer les connaissances sur les mécanismes biologiques impliqués dans l’apparition et le maintien de l’inflammation intestinale et des douleurs associées. À moyen terme, il permettra d’évaluer le potentiel de certaines bactéries dites « probiotiques » pour moduler l’inflammation et limiter les douleurs dans un modèle expérimental. À long terme, ces résultats pourraient contribuer au développement de nouvelles stratégies thérapeutiques ciblant le microbiote intestinal afin d’améliorer la prise en charge des maladies inflammatoires intestinales et des douleurs abdominales chroniques.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d’améliorer les connaissances fondamentales sur les mécanismes de communication entre le microbiote intestinal, l’intestin et le cerveau, en identifiant le rôle spécifique du métabolisme de la D-sérine et des acides aminés de configuration D dans les troubles inflammatoires intestinaux. Les résultats attendus contribueront à une meilleure compréhension des liens entre inflammation intestinale, dysbiose du microbiote et altérations des fonctions cérébrales associées (comportements anxio-dépressifs et troubles cognitifs). Ce projet fournira également des données translationales originales issues de modèles animaux et d’échantillons de patients, susceptibles d’identifier de nouveaux biomarqueurs liés au métabolisme de la D-sérine dans les maladies inflammatoires chroniques de l’intestin. Enfin, l’évaluation de stratégies innovantes de modulation du métabolisme intestinal de la D-sérine, notamment via l’utilisation de probiotiques ciblés, ouvrira des perspectives thérapeutiques nouvelles pour la prise en charge des troubles intestinaux et de leurs comorbidités neuropsychiques.
Procédures
Les animaux peuvent être soumis aux interventions suivantes : Administration d’une substance dans l’eau de boisson afin d’induire une inflammation intestinale temporaire. Administration quotidienne par gavage oral d’une préparation probiotique pendant 7 jours. Réalisation de tests comportementaux (test de la nage forcée et test du labyrinthe en croix surélevé). Mesure de la sensibilité intestinale par distension colorectale. Prélèvements de selles. Mise à mort réglementaire en fin de procédure suivie du prélèvement d’organes.
Impact sur les animaux
Inflammation intestinale induite : nuisance modérée, pouvant entraîner perte de poids, diarrhée et présence de sang dans les selles pendant quelques jours (durée limitée à la période d’exposition). Gavage oral quotidien : nuisance légère à modérée, correspondant à un stress transitoire lié à la manipulation (quelques minutes par jour pendant 7 jours). Test du labyrinthe en croix surélevé : nuisance modérée, liée à un stress et une anxiété transitoires (durée du test : quelques minutes). Test de la nage forcée : procédure classée sévère, induisant un stress aigu lors de l’exposition à l’eau (durée limitée au temps du test). Distension colorectale : nuisance modérée à sévère, correspondant à un inconfort intestinal bref et répété (quelques secondes à quelques minutes lors de la mesure). Prélèvements de selles : nuisance faible, car réalisés sans geste invasif.
Devenir
A l'issue de toutes les procédures, tous les animaux seront mis à mort afin de réaliser différents prélèvements de tissus.
Remplacement
Les mécanismes étudiés impliquent des interactions complexes entre l’intestin, le microbiote et l’organisme entier. À ce jour, il n’existe pas de méthode alternative permettant de reproduire l’ensemble de ces interactions dans un modèle in vitro ou informatique. L’utilisation d’un modèle animal est donc nécessaire pour répondre aux objectifs scientifiques.
Réduction
Le nombre d’animaux a été déterminé afin d’obtenir des résultats statistiquement interprétables tout en limitant leur utilisation au strict nécessaire. Les différentes analyses sont réalisées sur les mêmes animaux afin d’éviter la constitution de cohortes supplémentaires.
Raffinement
Les procédures ont été conçues pour limiter le stress et l’inconfort. Les animaux bénéficient d’une période d’acclimatation, d’un suivi clinique régulier et de points limites prédictifs permettant l’arrêt immédiat de la procédure si nécessaire. Les manipulations sont réalisées par du personnel formé et expérimenté.
Choix des espèces
La souris est une espèce de référence en nutrition, toxicologie, cancérologie et immunologie et un modèle d’étude très largement utilisé dans le cadre de l’étude de pathologies humaines. Les souris mâles et femelles seront utilisées à l’âge adulte (8-12 semaines) afin d’être mature sexuellement. Cela permettra d’étudier les impacts d’une exposition à l’âge adulte sur le développement des fonctions intestinale et métabolique et immunitaire
Nouvelles thérapies antitumorales médiées par le système immunitaire
- Recherche fondamentale
- Oncologie
3 920 souris vont être utilisées, toutes tuées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, chacune recevant une greffe sous-cutanée de cellules tumorales puis jusqu'à huit injections et un suivi de la tumeur au pied à coulisse deux à trois fois par semaine. Les tumeurs peuvent provoquer douleurs locales, perte d'appétit et baisse de température corporelle. Le projet vise à confirmer in vivo des composés déjà repérés in vitro pour activer une réponse immunitaire antitumorale. Les bénéfices pour les patients, des chimiothérapies "plus efficaces", sont annoncés à long terme, quand la mise à mort des 3 920 souris pour analyse post-mortem, elle, est certaine.
Objectifs
La chimiothérapie est aujourd’hui le traitement de référence pour la majorité des cancers. Un certain nombre limité d’agents tels que les anthracyclines (Mitoxantrone) ont la capacité de déclencher des signaux de stress qui induisent la mort cellulaire immunogène (MCI). Cette dernière permet le recrutement des cellules dendritiques, qui va induire la stimulation d’une réponse immunitaire antitumorale immédiate, et créer une protection à long terme. Nous avons donc réalisé, in vitro, des tests sur un grand nombre de molécules afin de mettre en lumière de nouveaux composés capable d’induire cette MCI. A présent, nous souhaitons vérifier in vivo que ces molécules ont un effet antitumorale, que cet effet est bien lié au système immunitaire et que cette protection anti-cancéreuse est conservée sur le long terme.
Bénéfices attendus
A court terme, ce projet permettra de mettre en lumière de nouveaux composés antitumoraux activateur du système immunitaire. A long terme, il permettra ainsi de proposer de nouvelles chimiothérapies plus efficaces pour les patients.
Procédures
Les animaux recevront une injection sous anesthésie générale (2min) puis deux à 8 injections sous anesthésie locale (vigile,
Impact sur les animaux
Les nuisances découleront des interventions et greffes suite à une injection sous-cutanée de cellules tumorales sous anesthésie, des injections de traitements par injection, par contention de l’animal avec anesthésie locale, des suivis de croissance tumorale à l'aide d'un pied à coulisse 2 à 3 fois par semaine (tous les trois jours). Ces différentes manipulations pouvant entraîner du stress chez l’animal. Les croissances tumorales en sous-cutanées peuvent entraîner des douleurs locales et légères, et un eperte d'appétit modérée. Les traitements médicamenteux peuvent entraîner une perte d’appétit modérée ou des diarrhées et donc une perte de poids chez la souris. Il est aussi possible d’observer une baisse de la température corporelle de l’animal.
Devenir
Toutes les souris seront euthanasiées pour analyse post-mortem des tumeurs et du système immunitaire.
Remplacement
Nous avons besoin de réaliser des expériences in vivo chez la souris afin de pouvoir confirmer nos données obtenues in vitro. Cette étude sur la souris est nécessaire car il n’y a pas de modèles alternatifs pour l’étude de l’activation du système immunitaire et son effet sur la croissance tumorale.
Réduction
La première procédure nous permettant de voir quels composés (et à quelle concentration) induisent une baisse de la croissance tumorale et si la combinaison avec du Cisplatine peut la potentialiser, nous le strict minimum de souris par groupe (procédure go/no go). Et nous ne réaliserons les combinaisons de traintements que sur les conditions qui induisent une baisse de la croissance tumorale. Puis, pour les autres procédures, une analyse statistique nous a permis de déterminer un nombre minimum de souris par groupe. Pour prendre en compte de possibles exclusions, une souris supplémentaire a été ajoutée au calcul par groupe (cause possible d'exclusion. Nous chercherons à regrouper les expérimentations dans le but de réduire le nombre d’animaux contrôles. L’étude sera arrêtée si l’expérience initiale ne conforte pas l’hypothèse de travail. Nous réaliserons toutes les expériences avec des mâles et des femelles car il a été prouvé que le sexe influence l’immunité adaptative et innée.
Raffinement
Le milieu est enrichi à l’aide de sizzlenests, tunnels, maisons. Les manipulations seront réalisées dans le souci constant de réduire au maximum l’inconfort et la souffrance des animaux (points limites surveillés, utilisation de cages préchauffées et de lampes chauffantes. Les injections seront réalisées après anesthésie locale. La mise en place d’une grille de suivi stricte des points limites permettra d’éviter au maximum le stress et/ou la douleur au cours de l’expérimentation, des critères d'arrêt précoces de souffrance ont été définis et seront strictement appliqués. Les animaux seront observés quotidiennement afin de détecter tout changement.
Choix des espèces
Le choix de la souris pour la réalisation des expériences envisagées se justifie par plusieurs raisons. Tout d’abord, la souris est l’animal dont la génétique est la mieux connue. Par ailleurs, il s’agit d’un animal très utilisé en oncologie, de nombreuses données sont déjà accessibles et utilisables ce qui permet de réduire le nombre d’animaux nécessaire. Enfin, la méthodologie envisagée est d’une mise en place relativement aisée sur ce type d’animal et nous avons acquis une pratique expérimentale sur cette espèce. Les animaux seront utilisés au stade adulte (7 semaines) afin de disposer d’un organisme avec un processus de développement terminé et un sytème immunitaire mature.
Analyse, chez la souris, d’un gène responsable de maladie auto-immune chez l’Homme 1/2
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système immunitaire
Pour analyser un gène associé à une maladie auto-immune humaine, 360 souris vont être utilisées, toutes tuées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Elles reçoivent prélèvements sanguins, injections et vaccinations, et passent sept jours isolées en cage métabolique, une contrainte que le RNT classe lui-même comme stress modéré. Les retombées thérapeutiques sont renvoyées à un éventuel "à terme", l'objectif immédiat restant l'avancée de connaissances fondamentales. Toutes les souris sont mises à mort pour le prélèvement des tissus.
Objectifs
Nous avons identifié chez des patients des mutations d’un gène associé à l’actine, une protéine majeure de la structure et de l’activité cellulaire. Ces patients présentent des manifestations pathologies immunitaires précoces et sévères. Les mécanismes sont complexes et les pistes thérapeutiques sont limitées. Dans un modèle de délétion génétiques de ce gène chez la souris nous souhaitons mieux comprendre les mécanismes de ces pathologies afin d’identifier des cibles thérapeutiques potentielles efficaces.Ce projet est multisite et se déroulera dans deux EU.
Bénéfices attendus
L’analyse de ce modèle de souris permettra d’étudier le rôle de la délétion d'un gène impliqué dans des maladies métaboliques et immunitaires. Ce projet permettra l'avancée des connaissances fondamentales. Et, à terme ce projet pourrait permettre l’identification de nouvelles cibles thérapeutiques pour les patients porteurs de mutation ou présentant des maladies similaires.
Procédures
Prélèvement de sang (de 6 à 10 x 30secondes), Injections (de 3 à 5 x 30 secondes), vaccinations (4x 1 minute), prélèvement urinaire et fèces en cage métabolique (pendant 7 jours).
Impact sur les animaux
Le transfert des animaux entre les deux EU peut entrainer un léger stress. Les injections causent un stress et une douleur légère de courte durée. Les prélèvements de sang causent un stress et une douleur légère de courte durée. Les vaccinations sont une source de stress modéré chez la souris avec une douleur légère de courte durée. L’isolation des souris en cage métabolique pendant 7 jours est la source d’un stress modéré chez les souris.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort pour permettre le prélèvement des tissus d'intérêt.
Remplacement
Le recours à l’expérimentation animale est justifié par l’impossibilité de modéliser la complexité du système immunitaire, du métabolisme énergétique et des comportements associées. Il est nécessaire de comprendre l’organisation et la coopération de différents tissus métaboliquement actifs.
Réduction
Les paramètres expérimentaux ont été définis selon des études déjà publiées. Le nombre de souris par groupe a été déterminé pour permettre de détecter des différences statistiquement significatives.
Raffinement
Les animaux seront élevés en cages enrichies et surveillés au cours des expériences pour repérer l’éventuelle apparition de signes cliniques pouvant indiquer une souffrance ou un mal-être. Des grilles de score et des points limites strict et spécifiques au projet ont été établis, permettant d'intervenir pour soulager les animaux en cas de souffrance. Les gestes décrits dans les procédures se font sous anesthésie générale.
Choix des espèces
Les mécanismes immunitaires et métaboliques sont similaires entre l'homme et la souris, qui représente donc un modèle pertinent pour mimer ce qui survient chez des patients présentant des maladies avec des effets sur le métabolisme. Nous utiliserons des animaux jeunes adultes, à partir de 6-8 semaines pour lesquelles le système immunitaire est mature.
Étude d’un modèle murin d’infection à Tropheryma whipplei et du rôle du facteur de transcription FoxP1 dans la réponse immunitaire
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Pour comprendre pourquoi certaines personnes développent la maladie de Whipple, 60 souris porteuses d'une mutation d'un gène immunitaire sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Elles sont infectées par voie orale par la bactérie Tropheryma whipplei, après un prélèvement de sang et une habituation à boire une solution sucrée à la micropipette. Le porteur attend des effets modérés et transitoires, perte de poids et baisse d'activité, sans mortalité liée à l'infection. Toutes les souris sont tuées pour prélever fluides et organes, l'étude comparant des animaux mutés à des témoins.
Objectifs
Tropheryma whipplei est l’agent responsable de la maladie de Whipple, une maladie chronique rare pouvant être grave en l’absence de traitement. Bien que cette bactérie soit relativement fréquente dans la population générale et souvent portée sans symptôme, seule une minorité de personnes développe la maladie. Cela suggère l’existence de facteurs individuels de susceptibilité. Des études récentes ont mis en évidence l’implication possible d’un gène, FOXP1, qui joue un rôle dans le fonctionnement du système immunitaire, notamment dans certaines cellules impliquées dans la défense contre les infections. Toutefois, son rôle précis dans la réponse immunitaire contre Tropheryma whipplei reste encore mal compris. Nous faisons l’hypothèse qu’une altération de ce gène pourrait perturber la réponse immunitaire et favoriser l’installation ou la persistance de l’infection. L’objectif de ce projet est d’étudier l’impact de cette altération génétique sur les mécanismes de défense de l’organisme à l’aide d’un modèle expérimental d’infection. Cette approche repose sur l’identification de variations rares de ce gène chez des patients atteints de la maladie de Whipple. Nous analyserons le développement de l’infection, son évolution dans le temps ainsi que les différentes étapes de la réponse immunitaire, en comparant des modèles porteurs de cette altération génétique à des modèles témoins. L’utilisation de ce type de modèle est essentielle pour étudier de manière intégrée la complexité des interactions immunitaires et la dynamique de l’infection à l’échelle de l’organisme, ce qui ne peut être reproduit par des systèmes simplifiés. Ce projet vise ainsi à mieux comprendre le rôle de FOXP1 dans l’immunité contre Tropheryma whipplei et à éclairer les mécanismes expliquant la susceptibilité à la maladie de Whipple.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de mieux comprendre la mise en place et la physiopathologie de la maladie de Whipple. Il permettra également de développer des outils diagnostiques et de prise en charge des patients atteints de maladie de Whipple. Les résultats de ce projet permettront d’améliorer la compréhension des mécanismes immunitaires impliqués dans l’infection à T. whipplei et du rôle de FoxP1 dans la régulation de la réponse immunitaire. Ces données pourraient contribuer à une meilleure compréhension des mécanismes physiopathologiques associés aux infections chroniques et aux dysfonctionnements de la réponse immunitaire.
Procédures
Un prélèvement sub mandibulaire sera effectué une seule fois avant l’infection sur souris vigile à l'aide d'une lancette (Golden Rod4MM). Quelques gouttes (100 microlitres environ) de sang sera prélevé sans dépasser le rapport volume/ poids réglementaire. D'autres prélèvements seront réalisés sur animaux morts. La durée de ce geste par le personnel formé et expérimenté n’excèdera pas 1 minute. Le gavage et le MDA font partis des nuisances possibles bien que nous ne pratiquerons le gavage qu’en cas de problème d’habituation à la méthode MDA « Micropipette-guided Drug Administration ». L’habituation au MDA consiste à présenter la solution sucrée à la souris (500microL) le jour 1 en état de contention. La durée de la prise de ce petit volume et la mise sous contention (maintien par le cou) ne devrait pas excéder 1 minute. Le deuxième jour, la souris est légèrement immobilisée en lui maintenant la queue et en lui présentant la boisson. La durée peut être légèrement variable d’un animal à l’autre. L’estimation est de 1 à 2 minutes maximum. A J3, d’après les auteurs de ce processus, la souris boit sans contrainte la boisson. La durée dépendra de chaque souris comme précédemment mais ne devrait pas excéder 2 minutes. Chaque souris se verra proposer seulement le jour de l’infection, cette eau de boisson avec soit du PBS soit la bactérie T. whipplei.
Impact sur les animaux
L’infection orogastrique par T. whipplei est susceptible d’induire des effets indésirables faibles à modérés chez les animaux. Les effets attendus incluent principalement une altération transitoire de l’état général, une légère perte de poids ou un ralentissement de la prise de poids, ainsi qu’une baisse temporaire de l’activité. Des effets digestifs légers, tels qu’une modification transitoire du transit, peuvent également être observés. Ces effets sont généralement modérés, transitoires et réversibles. Aucun effet indésirable sévère n’est attendu, notamment en termes de douleur intense, de détresse respiratoire, de signes neurologiques ou de mortalité liée à l’infection. Les animaux feront l’objet d’une surveillance régulière afin de détecter précocement tout signe de souffrance et de mettre en œuvre, si nécessaire, des mesures adaptées. En cas de signes de douleur, de souffrance ou d’angoisse suite à l’infection, un analgésique (buprenorphine) sera injecté en sous-cutané, à raison de 0.2 mg/kg de poids corporel.
Devenir
Euthanasie de tous les animaux pour prélèvements de fluides et organes.
Remplacement
Il est nécessaire de tester nos observations dans un modèle murin afin de se rapprocher des conditions physiopathologiques de l’infection par T. whipplei et de comprendre les mécanismes immunitaires sous-jacents, dans le but de fournir des pistes diagnostiques et thérapeutiques pour la prise en charge des patients. En particulier, ce modèle permet d’évaluer l’impact d’une perte de fonction hétérozygote de Foxp1 sur l’installation de l’infection, sa persistance et la qualité de la réponse immunitaire au niveau de l’organisme entier. À ce jour, aucune lignée cellulaire ni modèle in vitro ne permet de reproduire la complexité des interactions entre T. whipplei et les différentes populations immunitaires, notamment les cellules T CD4+ et les macrophages, ni leur coordination dans le contrôle de l’infection. Les approches in vitro ne permettent pas non plus d’étudier la cinétique de l’infection, sa dissémination tissulaire, ni les mécanismes intégrés impliquant plusieurs organes et compartiments immunitaires. De plus, FOXP1 étant un facteur de transcription impliqué dans la régulation de multiples types cellulaires, son rôle ne peut être pleinement compris qu’à l’échelle d’un organisme intact. Le modèle murin constitue donc une approche indispensable et complémentaire aux études génétiques humaines ayant identifié FOXP1 comme gène de susceptibilité à la maladie de Whipple. Il permet de valider fonctionnellement ces observations, d’établir un lien de causalité entre le déficit en Foxp1 et l’altération de l’immunité anti-T. whipplei, et d’identifier les mécanismes impliqués. Ces données sont essentielles pour améliorer l’identification des individus à risque et orienter le développement de nouvelles stratégies diagnostiques et thérapeutiques.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisé est réduit grâce à la mutualisation des techniques et analyses sur un même animal. De plus, du fait de notre expérience (effets modérés de l’infection à T. whipplei), nous avons déterminé que 10 animaux/groupe/temps sont nécessaires à notre étude pour observer une différence statistique significative entre les groupes (p < 0.05) avec une puissance au moins supérieure à 80%.
Raffinement
La mise au point de procédures rigoureuses, la formation du personnel ainsi que le suivi quotidien de l’état de santé des animaux permettront le raffinement de ce projet. Ainsi, les animaux seront hébergés en respectant le nombre maximum d’individus par cage, dans des cages équipées afin d’offrir un environnement enrichi et approprié. Tout au long de l’étude, les animaux seront surveillés quotidiennement, ce qui nous permettra d’intervenir immédiatement dès le moindre signe de souffrance en envisageant l’utilisation d’antalgiques. Dès lors qu’un animal aura atteint un point limite, la souris sera euthanasiée dans le but de réduire toute douleur, souffrance et angoisse.
Choix des espèces
La souris est le modèle animal de choix pour l’étude du système immunitaire.L’étude de l’infection à Tropheryma whipplei implique des interactions complexes entre l’agent infectieux, le système immunitaire et différents tissus, qui ne peuvent pas être reproduites de manière fiable par des méthodes alternatives in vitro ou in silico. Le recours à un modèle animal est indispensable pour étudier la dynamique de l’infection, la dissémination bactérienne et la réponse immunitaire dans un organisme entier. La souris a été choisie en raison : • de la disponibilité de modèles génétiques pertinents, notamment les souris porteuses d’une mutation hétérozygote perte de fonction du gène FoxP1, • de la bonne caractérisation de son système immunitaire, • de l’existence de données bibliographiques soutenant son utilisation dans l’étude des infections bactériennes. Afin de limiter les variations dues à des différences d’âge, des souris adultes de 6 à 8 semaines seront utilisées.
Caractérisation d’un modèle humanisé de myopathie myotubulaire liée à l’X
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Les souris mâles malades atteignent un point limite entre sept et huit semaines, marqué par une paralysie des membres postérieurs et une forte perte de poids. 94 souris sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère, toutes tuées à l'issue. Elles subissent des mesures hebdomadaires de force, puis un test contractile final sous anesthésie sans réveil, pour caractériser un nouveau modèle humanisé de myopathie myotubulaire. Le porteur reconnaît que les animaux issus du croisement pourraient présenter un phénotype encore inconnu, traité par précaution comme dommageable.
Objectifs
La myopathie myotubulaire liée à l’X (XLMTM) appartient à un groupe de maladies génétiques appelées les myopathies centronucléaires (CNM), caractérisées par une altération sévère de la fonction des muscles squelettiques, touchant exclusivement les individus de sexe masculin. Cette pathologie entraîne une atteinte sévère de la qualité de vie des patients, avec un décès prématuré avant l’âge de 18 mois dans environ la moitié des cas, ou plus tardivement au cours de la petite enfance. À ce jour, aucune thérapie curative n’est disponible. Des travaux antérieurs ont mis en évidence deux variations génétiques susceptibles d’être ciblées, présentes chez près de 70 % des patients atteints de myopathies centronucléaires, dont la myopathie myotubulaire. L’objectif de ce projet est de générer un nouveau modèle murin humanisé de la myopathie XLMTM, porteur de ces variations génétiques humaines, afin de permettre le développement ultérieur d’une stratégie thérapeutique applicable chez l’homme. Ce modèle constituerait un outil pertinent pour l’évaluation préclinique de thérapies géniques dans un contexte de souris humanisée présentant la pathologie.
Bénéfices attendus
La progéniture de ce croisement permettra d’évaluer une preuve de concept thérapeutique ciblant les variations génétiques humaines chez plus de 70 % des patients atteints de CNM, notamment les formes sévères. Ce modèle permettra de valider une approche applicable à diverses formes de CNM.
Procédures
Le projet est divisé en 2 groupes d’animaux : (Groupe 1) : Évaluation de la surexpression d’un gène d’intérêt sur la survie des souris. Un suivi non invasif des souris sera mis en place avec la mesure de la force du corps durant 3 fois 1 minute réalisé une fois par semaine, un test de mesure de la force des pattes durant 3 fois 1 minute réalisé une fois par semaines et une pesée régulière, une fois par semaine de 2 à 4 semaines d’âge, tous les 2 à 3 jours à partir de 4 semaines d’âge et tous les 1 à 2 jours à partir de 6 semaines. Ensuite, (Groupe 2) Évaluation de la surexpression d’un gène d’intérêt sur la force des souris : Chaque semaine, deux tests seront effectués : un test non invasif de la force du corps et un test non invasif de la force des pattes. Ces tests dureront 3 fois 1 minute et seront répétés une fois par semaine, de la 4ᵉ à la 7ᵉ semaine. Chaque semaine, une mesure de la coordination motrice sera répétée de la 4e à la 7e semaine. Pour finir, un test de mesure contractile du muscle, réalisé une fois sous anesthésie générale à la fin de l’étude, durant au maximum 1 heure. Une pesée régulière sera mise en place une fois par semaine, de 2 à 4 semaines d’âge, puis tous les 2 à 3 jours à partir de 4 semaines d’âge, et tous les 1 à 2 jours à partir de 6 semaines d’âge. Le test de mesure de la force contractile est une procédure chirurgicale sans réveil, au terme de laquelle les animaux seront mis à mort.
Impact sur les animaux
Les souris transgéniques humanisée utilisées pour ce croisement ne présentent pas de phénotype dommageable. En revanche, les souris mâles atteintes du modèle de la maladie développent une atteinte locomotrice progressive à partir de 4 à 5 semaines de vie et atteignent généralement un point limite entre 7 et 8 semaines. Cette atteinte se traduit notamment par une paralysie des membres postérieurs et une perte de poids importante. Les souris issues du nouveau croisement pourraient présenter un phénotype encore inconnu. Par précaution, ces animaux seront considérés comme potentiellement dommageables dans l’attente des premières données expérimentales et feront l’objet du même protocole de surveillance et des mêmes critères de point limite que les souris malades du modèle. Les nuisances associées aux tests phénotypiques pourront inclure la peur de la chute lors du test de mesure de la force du corps, le stress lié à la contention ainsi qu’une douleur potentielle lors des injections nécessaires à certaines mesures expérimentales (mesure de la force des pattes et de la coordination motrice). Les souris malades présentent des difficultés locomotrices à partir de 4 semaines, entraînant une paralysie des membres postérieurs et une perte de poids vers 7 à 8 semaines. Il n’est pas exclu que les animaux puissent ressentir de la douleur liée à des problèmes musculaires (comme des crampes). Les nuisances liées aux tests incluent du stress lors des différents tests pour évaluer le phénotype musculaire, et lors de la contention durant les injections, ainsi qu’une douleur lors de l’insertion de l’aiguille.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort afin de prélever les muscles et organes nécessaires aux études histologiques et moléculaires.
Remplacement
Le modèle murin est physiologiquement et structurellement proche de l’Homme, ce qui nous permettra d’étudier, d’une part, la physiopathologie. De plus, une étude exclusivement réalisée sur des cellules ne suffirait pas à elle seule, car les effets sur l’ensemble de l’organisme et l’évaluation de la force musculaire seraient impossibles à mesurer.
Réduction
Le nombre d’animaux a été choisi sur la base des données de la littérature, afin de détecter une différence statistiquement significative entre les différents groupes d’animaux (malades, sains, etc.). Lorsque cela est possible, des animaux de la procédure 2 pourront être utilisés pour réduire le nombre nécessaire à la procédure 3. Les tests de mesure de la force du corps, de la force des pattes et de la coordination motrice sont non invasifs ; ils permettent de réutiliser les mêmes animaux à chaque point dans le temps, et un même animal pourra donc produire des données de force globale et contractile, ainsi que des données histologiques et moléculaires.
Raffinement
Pour prévenir toute malnutrition qui pourrait être due à des difficultés locomotrices, de la nourriture hydratée en gelée sera placée dans la cage dès l’apparition des premiers symptômes à 4 semaines. Lors du test sous anesthésie générale, la température corporelle de l’animal sera maintenue à l’aide d’une plaque chauffante. Pour les nouveau-nés, leur capacité à se mouvoir et le comportement maternel seront observés quotidiennement durant la première semaine de vie À partir de l’âge de 2 semaines, les animaux seront pesés de manière hebdomadaire. La fréquence de pesée sera augmentée à tous les 2 à 3 jours dès l’âge de 4 semaines, correspondant au début d’apparition du phénotype, puis à tous les 1 à 2 jours à partir de 6 semaines en raison de l’aggravation progressive du phénotype. En cas d'infection importante, à la suite d’une bagarre par exemple, les animaux seront euthanasiés sur avis vétérinaire.
Choix des espèces
Le modèle de souris récapitule fidèlement le phénotype locomoteur et histologique présent chez les patients, et constitue donc un bon modèle pour l’étude des mécanismes pathologiques et l’évaluation de thérapies. La maladie affectant les hommes, seuls les animaux mâles seront étudiés. Les défauts locomoteurs apparaissent à 4 semaines et progressent jusqu’à 8 semaines. Le suivi longitudinal de force globale sera donc effectué à partir de 4 semaines, avec un test contractile final à 7 semaines, précédant la paralysie des membres postérieurs, dans le cas du groupe 2. Pour les études de survie (groupe 1), le suivi de la force est prolongé jusqu'à atteinte d'un point limite. Tous les animaux sont pesés régulièrement dès 2 semaines d'âge pour détecter toute détresse animale au plus vite
Modulation thérapeutique de l’architecture nucléaire par AAV dans un modèle murin de myopathie centronucléaire et wild type
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Atteintes d'une forme grave de myopathie qui les tue spontanément vers six ou sept semaines, une partie des 224 souris de ce projet développe faiblesse musculaire et perte de poids indépendamment du traitement. Le niveau de souffrance déclaré va de modéré à sévère, et toutes les souris, malades comme témoins, sont tuées en fin d'expérience pour analyse des muscles. Elles reçoivent une injection unique de thérapie génique par virus sous anesthésie légère, puis des tests de force et de marche. Seuls des mâles sont utilisés, la maladie étant liée au chromosome X.
Objectifs
Ce projet a pour but de tester si l’injection d’un traitement génétique peut améliorer le phénotype musculaire de souris atteintes d’une forme grave de myopathie rare. Cette maladie ne dispose actuellement d’aucun traitement curatif. Pour cela, on utilisera des virus inoffensifs capables de transporter soit de petites molécules destinées à bloquer certains gènes susceptibles d’aggraver la maladie, soit des copies complètes de ces mêmes gènes, afin d’en étudier les effets dans des souris contrôles et dans des souris malades. Le traitement sera administré après la naissance afin de corriger le fonctionnement des muscles altérés ou d’analyser les conséquences de cette modulation génétique dans un contexte musculaire sain et pathologique. En complément de ces approches, une étude pilote sera réalisée à l’aide d’une autre méthode de blocage génétique. Cette technique vise à bloquer spécifiquement une molécule d’ARN soupçonnée de jouer un rôle dans la maladie. Ce traitement sera injecté localement dans le muscle afin d’en évaluer l’efficacité.
Bénéfices attendus
Ce projet pourrait démontrer qu’il est possible de corriger certains défauts musculaires en ciblant des gènes spécifiques, ou que l’augmentation de l’expression de certains gènes a un effet positif ou négatif sur la fonction musculaire. À terme, cela pourrait contribuer au développement de nouveaux traitements pour des maladies musculaires génétiques sévères qui ne disposent aujourd’hui d’aucun traitement curatif. Ce projet permettra aussi d’identifier des gènes à privilégier ou à éviter dans une approche thérapeutique.
Procédures
Les animaux recevront une injection unique par voie systémique ou intramusculaire sous anesthésie légère. L’injection durera moins de cinq minutes par animal. Aucun geste chirurgical lourd ne sera réalisé. Des tests fonctionnels non invasifs (force de préhension, analyse de la démarche, test d’endurance) seront effectués pour évaluer l’effet des traitements. À la fin de l’expérience, après anesthésie et euthanasie, des prélèvements musculaires seront réalisés pour analyses histologiques et moléculaires.
Impact sur les animaux
Les injections peuvent entraîner un léger inconfort transitoire au point d’injection (rougeur, légère inflammation) ou un stress momentané lié à la manipulation. Chez les souris malades, des signes cliniques sévères sont attendus indépendamment du traitement, en lien avec la maladie : perte de poids progressive, faiblesse musculaire marquée, réduction de la mobilité, difficultés d’alimentation et mortalité spontanée entre 6 et 7 semaines d’âge. Chez les animaux sains comme chez les animaux malades, la diminution ou l’augmentation de l’expression de certains gènes candidats pourrait entraîner une faiblesse musculaire, une baisse d’activité, une altération de la marche ou une aggravation du phénotype musculaire. Ces effets, difficiles à prédire, feront l’objet d’une surveillance attentive.
Devenir
Les animaux seront euthanasiés à la fin de l’expérience afin de permettre l’analyse détaillée des muscles et d’autres organes aux niveaux histologique, cellulaire et moléculaire. Ces analyses post-mortem sont indispensables pour évaluer précisément l’effet des traitements et comprendre les mécanismes biologiques impliqués. L’euthanasie sera réalisée sous anesthésie profonde afin d’éviter toute souffrance.
Remplacement
Il n’est pas possible d’utiliser uniquement des cellules en culture à la place des souris, car les phénomènes étudiés (comme la position des noyaux, la force musculaire ou les effets généraux d’une modification de l’expression de certains gènes) nécessitent un organisme entier pour être correctement observés.
Réduction
Le nombre de souris utilisées a été soigneusement calculé pour être le plus faible possible tout en permettant d’obtenir des résultats fiables. Des méthodes statistiques seront utilisées pour s’assurer que ce nombre est suffisant, y compris pour les groupes recevant une augmentation de l’expression de certains gènes. Des tests fonctionnels complémentaires (force de préhension, tapis roulant, analyse de la démarche et évaluation de la fonction musculaire) contribueront également à l’évaluation globale des effets du traitement.
Raffinement
Les procédures susceptibles de provoquer de la douleur ou du stress sont réalisées sous anesthésie afin de limiter au maximum la souffrance. Les cages sont enrichies (abris, nourriture en gel facilement accessible) et les animaux sont surveillés régulièrement. Des critères précis ont été définis pour repérer rapidement tout signe de souffrance. Si nécessaire, la procédure est interrompue et l’animal est euthanasié sans délai afin d’éviter toute souffrance excessive.
Choix des espèces
Le modèle choisi reproduit de manière pertinente la maladie humaine étudiée (une forme grave de myopathie) : les souris présentent des noyaux mal positionnés dans leurs muscles (au centre plutôt qu’en périphérie), une faiblesse musculaire et une mort précoce, ce qui permet d’étudier la maladie dans des conditions réalistes. Seuls les mâles seront utilisés car cette maladie génétique touche principalement les mâles (elle est liée au chromosome X). L’utilisation de femelles n’aurait donc pas d’intérêt scientifique dans cette étude. Les souris seront traitées entre 2 et 5 semaines d’âge, ce qui correspond à une période où les muscles sont encore en cours de développement. Cela permet une bonne efficacité du traitement. Les souris malades ne vivent généralement que jusqu’à 6 ou 7 semaines ; il est donc important d’intervenir tôt pour évaluer les effets du traitement avant que la maladie ne soit trop avancée. Les souris contrôles (WT), y compris celles recevant des vecteurs de surexpression, suivront le même protocole d’injection afin que les groupes soient comparables.
Prévention de l’épilepsie dans un modèle de souris. MODIFICATION
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Biopsie de la queue sur les souriceaux, injections répétées, chirurgie de quarante-cinq minutes sur des femelles gestantes, injection sur les embryons, puis induction de crises d'épilepsie : 4 084 souris sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance allant de léger à sévère, 672 en gravité sévère. Le test d'induction de l'épilepsie provoque une détresse chez l'animal, et la biopsie une douleur modérée. Une partie des souris est gardée vivante pour la reproduction, dont cinquante-deux femelles réengagées dans une autre procédure, le reste étant tué pour prélèvement. Le projet teste une protéine censée réduire la sévérité de l'épilepsie, avec des objectifs décrits en deux phrases très brèves.
Objectifs
Le projet a pour objectif de mieux comprendre l’influence d’une population neuronale transitoire sur le développement de crise d’épilepsies. Nous voulons également tester un nouveau traitement potentiel pour protéger des crises d’épilepsie.
Bénéfices attendus
Le principal bénéfice attendu du projet est de tester un nouveau traitement contre l’épilepsie et d’étendre nos connaissances sur le rôle de nos cellules neuronales d’intérêt sur leur survenance. En outre la modification apportée à cette demande vise à tester une protéine en particulier dans sa capacité à rèduire la sévérité de l'épilepsie.
Procédures
- Les souriceaux, immobilisés pendant quelques secondes, subiront une biopsie à la queue (moins d'une seconde). - Les femelles gestantes subiront une injection d’une durée de 5 secondes une fois par jour pendant 3 jours et une intervention chirurgicale de 45 minutes sous anesthésie générale. - Les embryons subiront une injection d'une durée de 5 secondes. - Des animaux subiront une anesthésie générale suivie d'une injection pendant 20 minutes. - Des animaux subiront une intervention chirurgicale de 1 heure sous anesthésie générale et des points de sutures. - Des animaux subiront une injection (1x10 sec). Des animaux subiront 7 injections intrapéritonéales pendant 2 semaines (7 x 10sec).
Impact sur les animaux
- La biopsie à la queue provoque une douleur modérée. - Les injections peuvent induire une douleur légére et brève. - Les étapes d’anesthésie et de contention peuvent également provoquer un stress chez l’animal. - Le test d’induction de l’épilepsie peut provoquer une détresse chez l’animal.
Devenir
Les animaux de la procédure 1 sont gardés en vie pour des accouplements ultérieurs et 52 femelles subiront la Procédure4. Les animaux des autres procédures seront mis à mort pour prélèvement.
Remplacement
Les questions abordées dans ce projet nécessitent un modèle animal. Le développement cérébral et l’épilepsie ne peuvent être étudiés qu’à l’échelle de l’organisme car aucun modèle cellulaire ne reproduit la complexité des interactions entre les types cellulaires du cerveau.
Réduction
Les effectifs ont été déterminés par une approche statistique, ainsi que par des expériences antérieures sur ce type d’études de modèles animaux. Ce nombre a été réduit au minimum nécessaire pour atteindre des résultats statistiquement significatifs. L’analyse statistique sera réalisée par un test statistique adéquat.
Raffinement
Tous les animaux vivent en groupes familiaux ou sociaux dans un environnement enrichi avec eau et nourriture illimitées. Lors des chirurgies, les souris placées sur une plaque chauffante sont anesthésiées et reçoivent des injections d'antidouleurs avant et après l'opération. Un gel ophtalmique est également utilisé pour éviter un dessèchement des yeux. Après l'opération, la surveillance des animaux est quotidienne afin de détecter des signes de souffrance. Une grille d'évaluation de la santé des animaux est mise en place. L’application stricte des points limites spécifiques aux expériences réalisées conduira à une prise en charge de la souffrance éventuelle des animaux.
Choix des espèces
La souris représente un organisme modèle de choix pour mener ces études sur le développement et le fonctionnement du système nerveux, principalement en raison de sa similarité avec l’Homme. Pour la biopsie, les souriceaux ont entre 4 et 7 jours ce qui permet de connaitre leur génotype avant le sevrage et le traitement commençant au 10ème jour. Les femelles gestantes sont des adultes de 2 à 6 mois. Les expérimentations sont menées sur des animaux aux stades de développement embryonnaire et postnataux où interviennent les phénomènes étudiés.
Etude de la modulation des circuits du cortex piriforme et des performances olfactives par les projections du télencéphale basal
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Opérées du crâne sous anesthésie pendant une à deux heures pour recevoir une injection virale, 1 410 souris génétiquement modifiées sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, quarante d'entre elles tuées sans réveil. Un dispositif est implanté sur le crâne, puis les animaux réalisent une tâche olfactive jusqu'à trois heures par jour pendant six à sept semaines. Pour les motiver, le porteur impose une restriction d'accès à l'eau pouvant entraîner une déshydratation modérée et une perte de poids. Toutes les souris sont tuées à l'issue pour prélèvement, l'étude portant sur le filtrage des odeurs par le cerveau.
Objectifs
Notre cerveau est capable de détecter des milliers d’odeurs, mais il ne traite pas toutes ces informations de la même façon. Par exemple, quand nous avons faim, l’odeur d’un plat cuisiné devient bien plus attrayante que lorsque nous sortons d’un bon repas. Un autre exemple est celui de certaines odeurs que nous ne "sentons" pas mais qui deviennent détectables si nous y prêtons attention. Comment le cerveau fait-il pour "mettre en avant" certaines odeurs plutôt que d’autres ? Nous pensons qu’une région cérébrale appelée télencéphale basal joue un rôle clé dans ce processus. Elle envoie des signaux chimiques vers une autre zone, le cortex piriforme, qui est le "centre de traitement" des odeurs. Ces signaux agiraient comme un filtre : ils renforcent la perception des odeurs importantes dans un contexte donné (comme la faim ou l’attention) et atténuent celle des autres. Pour vérifier cette hypothèse nous allons utiliser des souris génétiquement modifiées. Grâce à des techniques de pointe, nous pourrons activer ou désactiver spécifiquement les neurones du télencéphale basal et observer comment cela influence la perception des odeurs. Nous enregistrerons aussi l’activité cérébrale des souris pendant qu’elles réalisent des tâches olfactives, pour comprendre l’impact de ces signaux sur le fonctionnement de leur cerveau. L’ensemble de notre projet sera mis en œuvre dans l’application des 3 Rs et le nombre d’animaux utilisé sera le plus faible possible.
Bénéfices attendus
Notre projet permettra de mieux comprendre l'organisation et la fonction des interactions entre deux régions du cerveau, le télencéphale basal et le cortex olfactif. Il nous permettra aussi de mieux comprendre quand et comment le télencéphale basal est mis en jeux et communique avec le cortex olfactif pour moduler la perception des odeurs. Par ailleurs, ce projet examine pour la première fois deux voies issues du télencéphale basal. Elles utilisent des messagers chimiques différents mais pourraient agir ensemble pour moduler notre odorat. Comprendre les interactions entre ces deux voies permettrait d’éclairer les mécanismes cérébraux de l’attention. Chez l’humain, la récente épidémie de Covid nous a rappelé combien les troubles de l'olfaction peuvent affecter notre vie quotidienne. Ces troubles sont aussi parmi les premiers symptômes de la maladie d’Alzheimer et d'autres neuropathologies dégénératives. Pourtant, le lien entre odorat et ces pathologies n’est pas clairement établi. Il y a en revanche un consensus sur le fait que les voies issues du télencéphale basal qui modulensont parmi les premières touchées dans les maladies neurodégénératives comme Alzheimer. En étudiant ces voies chez l’animal, nous pourrions mieux détecter et comprendre l'origine des troubles de l'olfaction chez l’humain.
Procédures
Les animaux subiront une intervention chirurgicale (durée 1 à 2 heures) réalisée sous anesthésie générale et analgésie profonde. Certains animaux réaliseront une tâche comportementale de détection olfactive 3 semaines après la chirurgie. Cette tâche dure au maximum 3h/jour pendant au maximum 6 à 7 semaines.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables généralement observés sont principalement liés aux chirurgies réalisées sous anesthésie. Les chirurgies peuvent induire des douleurs aigües, inflammations, hypothermies, sécheresses oculaires et déshydratations. De faibles pertes de poids peuvent survenir les jours suivants la chirurgie. Les souris auront un dispositif implanté sur le crâne pendant qu'elles réalisent un test comportemental. Cela n’est pas douloureux mais peut être une source de stress pour l’animal et nécessite une phase d’habituation au dispositif. Afin de garantir une motivation comportementale indispensable à l’apprentissage des tests olfactifs, les animaux concernés subiront des périodes de restriction hydrique. Une déshydratation modérée peut survenir et avoir un léger impact sur la prise alimentaire et entrainer une perte de poids.
Devenir
Mise à mort pour prélèvement
Remplacement
Notre étude porte sur des circuits cérébraux complexes impliqués dans la perception des odeurs. Malheureusement, il n’existe aujourd’hui aucune alternative (comme des cultures cellulaires ou des modèles informatiques) capable de reproduire fidèlement ces mécanismes et ces circuits. Notre projet inclut aussi des tests comportementaux (comme la réaction des souris à des odeurs dans différents contextes). Ces expériences ne peuvent être réalisées que sur des animaux vigiles et actifs, afin d’étudier leurs performances olfactives et comment leur cerveau traite les informations olfactives en temps réel. Les souris sont le meilleur modèle pour notre recherche, car les outils d’ingénierie génétique y sont les plus avancés, ce qui nous permet de cibler précisément les circuits cérébraux à étudier. De plus, les découvertes faites chez la souris ont déjà démontré leur pertinence pour comprendre des mécanismes similaires chez l’humain, notamment en neurosciences.
Réduction
Même si nous ne pouvons pas remplacer totalement les souris par des modèles artificiels, nous faisons tout pour réduire leur nombre au maximum. Dans notre projet, le nombre d’animaux utilisés a été soigneusement déterminé pour concilier rigueur scientifique, validité statistique et respect du bien-être animal. Ce nombre d’animaux a été estimé à partir de protocoles similaires déjà validés dans nos travaux antérieurs, de façon à atteindre des résultats statistiquement fiables, sans excès. Nous utilisons des individus mâles et femelles pour limiter la production globale d’animaux tout en tenant compte des variations biologiques. Comme nous explorons des circuits cérébraux qui n’ont jamais été décrits, le nombre exact d’expériences dépendra des résultats obtenus. Nous ne pouvons pas prédire statistiquement ces découvertes, mais les expériences seront arrêtées dès qu’un résultat significatif et original est obtenu, pour éviter d’utiliser des animaux inutiles. Nous utiliserons des tests statistiques adaptés pour confirmer que nos résultats sont fiables. Enfin, grâce à des techniques de pointe qui nous permettent de manipuler uniquement les neurones et circuits cérébraux d’intérêt, nous réduisons de moitié le nombre d’animaux nécessaires par rapport à des méthodes classiques qui stimulent à l’aveugle.
Raffinement
Les animaux sont hébergés dans des animaleries dont le fonctionnement a été conçu pour maximiser le confort et limiter la souffrance des animaux. En particulier, les souris sont hébergées en cohorte, elles font l’objet d’observations quotidiennes et l'enrichissement des cages est systématique (avec bâton à ronger, matériaux de nidification, tube de change). Pour chaque procédure chirurgicale, les souris sont maintenues sur des tapis chauffants, leurs yeux sont protégés avec du gel, et les conditions d’anesthésie générale avec analgésiques sont réalisées pour une meilleure prise en compte de la douleur. Après les chirurgies, les animaux retourneront dans leur cage avec leurs congénères sauf dérogation pour les animaux destinés aux tests comportementaux. En phase post-opératoire, de la nourriture sous forme de gel est placée dans les cages afin de minimiser les efforts des animaux pour se nourrir et accélérer leur convalescence. L’état de santé des animaux est surveillé quotidiennement et estimé selon une grille de score pondérée qui évalue l'apparence générale de l'animal, l'apparence de la plaie, le comportement spontané, le comportement provoqué et le poids. Des points limites ont été établis pour chaque item permettant de soustraire l’animal à la souffrance. En cas de nécessité des décisions seront prises en accord avec la vétérinaire, la Structure chargée du Bien-Être des Animaux (SBEA) et/ou le personnel zootechnique de l’institut pour une prise en charge adaptée des animaux. Les animaux devant effectuer une tâche comportementale ont des phases de récupération de minimum 3 semaines après la chirurgie. Ils sont progressivement habitués à être manipulés par l’expérimentateur, à la pièce et au dispositif expérimental. Cette phase d’habituation vise à minimiser la peur et les réactions émotionnelles des animaux. La restriction à l’accès à l’eau, avec habituation progressive, n’affectera pas leur santé ou leur bien-être, car les animaux auront accès à l’eau deux fois dans la journée (pendant les tests, puis après les tests pendant 1-2h) pour compenser leurs besoins.
Choix des espèces
La diversité neuronale est telle dans le cerveau que les souris transgéniques sont nécessaires pour identifier et manipuler des populations neuronales spécifiques. Les lignées de souris qui seront utilisées dans ce projet permettent ces expériences sur des populations de neurones déterminées. L'utilisation de ces modèles transgéniques simplifie l'interprétation des résultats et permet in fine de réduire le nombre d'animaux utilisés. Les animaux utilisés dans ce projet entreront en procédure à un âge minimum de 2 mois et maximum de 4 mois. A cet âge le développement est terminé et la souris est considérée comme adulte. La fin de la procédure sera au maximum à 6-7 mois.
Évaluation de trois inhibiteurs chez des souris sauvages et modèles de myopathie constitutionnelle : analyse fonctionnelle, électrophysiologique et histologique du muscle squelettique (3-7 semaines).
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
80 souris, la moitié atteintes d'une myopathie congénitale, sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré à sévère, toutes tuées à l'issue. Elles reçoivent une injection hebdomadaire de l'âge de trois à sept semaines, subissent des tests de force et de démarche, puis une mesure de force musculaire sous anesthésie profonde d'une heure suivie de la mise à mort. Les souris myopathiques, plus vulnérables, peuvent développer une faiblesse progressive et des complications respiratoires. Le porteur qualifie ce protocole de conforme aux 3R et destiné à minimiser la souffrance, alors qu'il programme la mise à mort de quarante animaux en gravité sévère.
Objectifs
Les objectifs de ce projet sont d’évaluer de manière préclinique l’effet de trois inhibiteurs d’une cible protéique clé de la dynamique membranaire sur le phénotype neuromusculaire de souris sauvages et de souris présentant une myopathie congénitale de type X, dans un schéma de traitement précoce débutant au sevrage, et de caractériser l’impact de ces molécules sur la fonction locomotrice, la force musculaire, l'activité électrique des muscles, la structure microscopique, du muscle tibial antérieur afin d’identifier des candidats thérapeutiques prometteurs pour les myopathies congénitales associées à cette voie moléculaire. Il s’agit également de définir un protocole expérimental standardisé, reproductible et conforme aux principes des 3R, qui pourra servir de base à des études ultérieures, tout en produisant des données scientifiques robustes sur l’efficacité et la tolérance de ces inhibiteurs, tout en minimisant la souffrance animale et en garantissant la qualité méthodologique des résultats.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d’approfondir la compréhension du rôle d’une cible protéique clé de la dynamique membranaire dans la physiopathologie des myopathies congénitales de type X, ainsi que des mécanismes par lesquels son inhibition peut moduler la fonction neuromusculaire et la structure musculaire. Il vise également à identifier, parmi les trois inhibiteurs testés, ceux qui présentent un effet bénéfique sur la fonction locomotrice, la force musculaire, l’électrophysiologie et l’architecture histologique du muscle tibial antérieur, en vue de leur éventuelle valorisation comme candidats thérapeutiques. Le projet contribuera à définir un protocole expérimental standardisé, reproductible et conforme aux principes des 3R, qui pourra servir de référence pour des études futures, tout en minimisant la souffrance animale. Les données produites pourront alimenter des publications scientifiques, des collaborations avec d’autres laboratoires ou des partenariats avec l’industrie pharmaceutique, dans une logique de transfert de connaissances et de technologies. À plus long terme, ce projet pourra contribuer à l’amélioration des perspectives thérapeutiques pour les patients atteints de myopathies congénitales, en apportant des preuves précliniques solides sur l’efficacité et la tolérance de nouvelles approches pharmacologiques.
Procédures
Chaque animal sera pesé et une fois par semaine de 3 à 7 semaines. Les animaux recevront une injection intrapéritonéale hebdomadaire de l'âge de 3 semaines jusqu'à l'âge de 7 semaines. L’analyse de la démarche sera réalisée à 3, 5 et 7 semaines, avec une séance de marche d’environ 1 minute par animal. Le test de la grille retournée sera effectué à 3, 5 et 7 semaines, avec 3 essais de 60 secondes maximum chacun, espacés de 15 minutes de repos entre essais. L'enregistrement de l’activité musculaire sera réalisé une fois à 7 semaines, sous anesthésie, avec une durée maximale d’environ 15 minutes par animal. La mesure de force musculaire sera réalisée à 7 semaines sous anesthésie générale profonde, avec une durée totale de procédure d’environ 1 heure par animal, suivie d’une mise à mort.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables prévus sur les animaux sont principalement liés aux manipulations, aux injections et aux procédures fonctionnelles. Les prises en main répétées, les pesées et les tests comportementaux peuvent induire un stress modéré transitoire, limité par une acclimatation préalable et des conditions de travail standardisées. Les injections intrapéritonéales peuvent provoquer une douleur ou un inconfort local minime, ainsi qu’un stress lié à la contention, mais ces effets sont limités par l’utilisation d’aiguilles fines, de volumes faibles et d’un geste rapide. Les tests fonctionnels sont non invasifs ou peu invasifs mais peuvent entraîner une fatigue ou un stress modéré transitoire, en particulier chez les souris présentant une myopathie congénitale de type X, plus vulnérables. Ces tests commencent au sevrage à 3 semaines d’âge et se répètent jusqu’à 7 semaines pour la démarche et le test de la grille retournée et à 7 semaines pour la mesure de force musculaire. La mesure de force musculaire sous anesthésie générale profonde comporte des risques de dépression respiratoire et d’hypothermie, limités par un monitoring et une gestion adaptée réalisé à 7 semaines.
Devenir
Le protocole prévoit des prélèvements terminaux de tissus musculaires (tibial antérieur) et, le cas échéant, d’autres organes, nécessaires pour des analyses histologiques, biochimiques et moléculaires. Ces prélèvements entraînent la mise à mort de l’animal, réalisée sous anesthésie profonde immédiatement après la dernière procédure fonctionnelle à 7 semaines. Cette approche permet de limiter la durée de souffrance potentielle et d’éviter toute détérioration clinique ultérieure, en particulier chez les souris myopathiques susceptibles de développer une faiblesse progressive et des complications respiratoires. La collecte terminale de muscles et d’organes est indispensable pour corréler le phénotype fonctionnel avec les analyses moléculaires et histologiques, et pour évaluer l’impact bénéfique potentiel des traitements sur le phénotype musculaire. Les prélèvements étant réalisés après la mise à mort, ils ne s’accompagnent d’aucune douleur supplémentaire pour l’animal.
Remplacement
Les tests précliniques in vitro et in cellulo (culture cellulaire, modèles cellulaires de myotubes) ont été utilisés en amont pour identifier les trois molécules testées, réduisant ainsi le nombre d’animaux nécessaires à la phase de criblage. Les analyses histologiques, moléculaires et ultrastructurales seront réalisées sur un même lot de tissus musculaires (tibial antérieur), permettant de répondre à plusieurs questions scientifiques avec un même prélèvement et d’éviter des expérimentations supplémentaires sur de nouveaux animaux. Le recours à un modèle animal est justifié par l’objectif de tester l’effet des molécules sur un organisme entier, afin d’évaluer la biodistribution, la tolérance systémique, l’impact sur la fonction musculaire globale et les interactions entre tissus, ce que les modèles in vitro ou in silico ne permettent pas d’appréhender de manière satisfaisante. Des approches alternatives (cultures cellulaires, modèles bio‑informatiques) sont utilisées en amont ou en parallèle lorsque cela est pertinent, mais ne remplacent pas la nécessité d’un modèle murin vivant pour l’étude de la myopathie congénitale et de l’effet des traitements.
Réduction
Les procédures de phénotypage non invasif (pesée, mesure de la longueur corporelle, analyse de la démarche sur Digigait, test de la grille retournée) et les mesures de force musculaire in situ sont regroupées autant que possible sur les mêmes animaux, afin d’obtenir un maximum d’informations fonctionnelles par individu. Les prélèvements terminaux de muscles et d’organes sont réalisés sur chaque animal à la fin de la période de traitement ou de survie, ce qui permet de corréler données fonctionnelles et analyses moléculaires/histologiques sans multiplier les cohortes. Le nombre d’animaux est calculé de façon statistique afin d’obtenir des résultats scientifiquement robustes avec le minimum d’individus nécessaires, en évitant les répétitions inutiles. Les mêmes animaux servent pour l’ensemble des tests fonctionnels et pour les prélèvements terminaux, ce qui maximise l’information obtenue par animal et limite le recours à de nouvelles expérimentations. Les analyses histologiques, moléculaires et ultrastructurales seront réalisées sur un même lot de tissus musculaires Tibialis Antérior (TA), permettant de répondre à plusieurs questions scientifiques avec un même prélèvement et d’éviter des expérimentations supplémentaires sur de nouveaux animaux.
Raffinement
Au sevrage vers 3–4 semaines, les animaux sont pesés une fois par semaine afin de surveiller leur état général ; en cas de perte de poids, la pesée est effectuée quotidiennement pour suivre l’évolution et adapter rapidement la prise en charge. En cas de difficultés de locomotion ou de prise alimentaire, de la nourriture en gel est ajoutée dans les cages pour faciliter l’accès à la nourriture, améliorer l’hydratation et prévenir la dénutrition. Les animaux sont progressivement habitués aux manipulations et aux tests comportementaux non invasifs (pesée, mesure, Digigait, grille retournée) au cours des semaines précédant l'expérience, afin de minimiser le stress et d'améliorer la fiabilité des mesures. Les procédures de phénotypage comportemental et locomoteur (grille retournée, analyse de la démarche) et l’enregistrement de l’EMG sont non invasifs ou peu invasifs et réalisés chez l’animal vigile ou sous anesthésie, avec une durée de test strictement limitée et une fréquence régulée pour éviter la fatigue et le stress cumulatif. Les mesures de force musculaire in situ sont réalisées sous anesthésie générale profonde et anti‑douleur, avec une durée d’anesthésie minimale, une surveillance respiratoire continue et un maintien de la température corporelle afin de préserver le bien‑être de l’animal. Pour l'électromyographie (EMG) et la mesure in situ de la force musculaire, un gel ophtalmique est appliqué sur les yeux afin de prévenir le dessèchement cornéen pendant l’anesthésie. Les injections intrapéritonéales (anesthésie et traitement) sont réalisées avec une contention douce et une manipulation rapide. Enfin, la mise à mort en fin de procédure, suivie de prélèvements terminaux, évite la poursuite de l’expérience au‑delà d’un stade où la progression de la myopathie pourrait entraîner une détérioration importante de l’état des animaux. Des points limites clairs ont été définis et seront strictement appliqués afin d'assurer le bien-être animal conformément aux principes des 3R.
Choix des espèces
La souris est choisie comme espèce car elle constitue le modèle mammifère de référence pour l’étude des myopathies génétiques, avec une physiologie musculaire, une organisation du système neuromusculaire et une génétique très proche de celles de l’Homme, ce qui permet d’extrapoler les données fonctionnelles et moléculaires aux patients. Les animaux sont utilisés du sevrage (3–4 semaines) jusqu’à 7 semaines, stade correspondant à la jeune souris adulte où le phénotype musculaire est suffisamment exprimé pour permettre l’évaluation de la myopathie et de l’effet des traitements. Cet intervalle couvre la période où la progression de la myopathie est mesurable par tests comportementaux et locomoteurs (grille retournée, analyse de la démarche, électromyographie (EMG) ) et où les prélèvements terminaux de muscles et d’organes fournissent des tissus de qualité pour les analyses histologiques et moléculaires. Ce choix d’espèce et de stade de développement est considéré comme le plus raffiné et pertinent pour atteindre les objectifs du projet : tester des molécules sur un organisme entier, corréler phénotype fonctionnel et analyses moléculaires, et minimiser le nombre d’animaux tout en garantissant la robustesse des données.
Développement de nouvelles approches thérapeutiques contre le virus de la Dengue
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
Les souris qui perdent plus de 20 % de leur poids ou présentent des troubles neurologiques sont tuées. 7 800 souris sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance léger à modéré, toutes mises à mort à l'issue. Infectées par le virus de la dengue, certaines très sensibles faute de défenses immunitaires, elles peuvent développer fièvre, paralysie ou tremblements avant l'atteinte du point limite. Le prélèvement final se fait par ponction intracardiaque sous anesthésie, pour tester de nouveaux composés antiviraux.
Objectifs
La dengue reste aujourd’hui un problème majeur de santé publique. Chaque année, plus de 400 millions de personnes sont infectées par ce virus transmis principalement par le moustique Aedes aegypti. Environ 100 millions développent des symptômes : fièvre, douleurs, fatigue, et parfois des formes graves comme la dengue hémorragique ou le choc dengue, qui peuvent être mortels. Le virus de la dengue existe sous cinq formes différentes (appelées sérotypes). Cette diversité complique la protection à long terme : être infecté une première fois ne protège pas toujours des infections suivantes (surtout des sérotypes différents), qui peuvent même être plus sévères. Un vaccin est disponible mais son utilisation est limitée. Il fonctionne seulement chez les personnes ayant déjà été exposées au virus et pourrait augmenter les risques chez celles qui ne l’ont jamais été. Par ailleurs, il n’existe actuellement aucun traitement antiviral spécifique contre la dengue. Les médecins peuvent seulement traiter les symptômes et surveiller les complications. Dans ce projet, nous souhaitons tester de nouveaux composés capables d’empêcher le virus de progresser. Nous chercherons à bloquer différentes étapes clés : l’entrée du virus dans les cellules, sa capacité à reproduire son matériel génétique, ou encore d’autres mécanismes essentiels à son cycle infectieux. Nous étudierons également la réponse immunitaire déclenchée par la dengue et vérifierons si des composés thérapeutiques peuvent aider l’organisme à éliminer le virus plus rapidement et plus efficacement. L’objectif final est d’identifier des pistes prometteuses pour le développement de futurs traitements contre la dengue, afin de mieux protéger les populations exposées.
Bénéfices attendus
À court terme, ce projet permettra de tester l’efficacité de nouveaux traitements susceptibles de bloquer le virus de la dengue ou de renforcer les défenses immunitaires chez l’homme. Pour cela, nous utiliseront différents types de souris, car chacune réagit au virus d’une manière particulière. Certaines sont très sensibles et aident à comprendre les formes les plus graves de la maladie, d’autres permettent surtout d’observer la façon dont le virus se multiplie et comment l’organisme réagit. Enfin, des souris possédant un système immunitaire complet donnent des indications précieuses sur la production d’anticorps et l’activation des cellules immunitaires. En combinant ces modèles, le projet offrira une vision plus complète de ce qui se passe lors d’une infection : l’évolution du virus, les réactions immunitaires et les effets sur l’organisme. Cette approche permettra de repérer les candidats thérapeutiques les plus prometteurs et d’évaluer leur action, que ce soit en prévention ou en traitement. À long terme, ce projet contribuera à accélérer le développement de nouvelles stratégies contre la dengue. L’utilisation de modèles variés, allant de souris très sensibles au virus à d’autres possédant un système immunitaire entièrement fonctionnel, aidera à mieux comprendre les interactions entre le virus et l’hôte. Elle permettra également d’identifier les mécanismes qui protègent l’organisme ainsi que les raisons pour lesquelles certains patients développent des formes graves. Les connaissances obtenues serviront de base pour créer des traitements plus précis et plus efficaces. À terme, ces avancées pourraient améliorer considérablement la prise en charge de la dengue et réduire son impact sur les populations exposées, en diminuant la gravité des infections et la charge que représente cette maladie dans les régions touchées.
Procédures
Selon les procédures appliquées : - Infection des souris par le virus de la Dengue : Injection rétro-orbitale : anesthésie générale, 1 fois par animal, 2 minutes OU Injection Sous cutanée : anesthésie générale, 1 fois par animal, 2 minutes OU Injection Intradermique : anesthésie générale, 1 fois par animal, 2 minutes OU Injection intrapéritonéale : anesthésie générale, 1 fois par animal, 2 minutes - Administration de composés thérapeutiques sur une durée max de 8 jours. Par voie orale, vigile, 1 à 3 fois par jour par animal, 1 minute OU Par voie sous-cutanée : anesthésie générale, 1 fois par jour maximum, durée 1 minute OU par voie intramusculaire : anesthésie générale, 1 fois par patte arrière et par semaine, soit 2 fois par animal max, durée 1 minute OU par voie intrapéritonéale : vigile, 1 fois par jour maximum, durée 1minute (pendant 8 jours max) - Suivi clinique et pondéral : Pesée et bilan clinique tous les jours par animal sur la durée de l’étude (30 jours), sur animal vigile. La périodicité sera adaptée en fonction des signes cliniques et des recommandations du vétérinaire. - Prélèvement sanguin : A la veine submandibulaire (1x/2semaines) ou à la queue (50uL max/jour), vigile, pendant 2 semaines maximum tout du long de l’étude ; pendant 30 jours max Prélèvement terminal sous anesthésie profonde, par ponction intracardiaque, durée 2 minutes, sur tous les animaux du projet
Impact sur les animaux
Lorsqu’on infecte les souches de souris utilisées avec le virus de la dengue, certains effets sur leur santé peuvent apparaître. Ces souris sont très sensibles au virus parce qu’elles n’ont pas certains types de défenses immunitaires. Elles peuvent donc perdre du poids, parfois plus de 10 %, avoir de la fièvre ou au contraire une baisse de température, et montrer des changements de comportement comme une diminution de l’activité ou un état de fatigue marqué. Dans certains cas particuliers, surtout quand l’infection touche directement le cerveau, des signes neurologiques peuvent apparaître, comme des problèmes d’équilibre, des tremblements ou une paralysie. Des effets indésirables peuvent aussi apparaître selon les produits testés, en fonction de leur nature et de leur éventuelle toxicité. Pour protéger au mieux les animaux, des critères stricts sont établis afin d’arrêter l’expérience si leur état se dégrade trop fortement : par exemple une perte de poids supérieure à 20 %, l’apparition de troubles neurologiques importants ou une altération générale de leur état de santé. Une surveillance quotidienne permet de repérer rapidement tout signe inquiétant et d’intervenir si nécessaire.
Devenir
Tous les animaux dans cette procédure sont euthanasiés en fin d’étude en raison des prélèvements de fin d'études nécessaires, et pour des raisons de sécurité biologique.
Remplacement
À ce jour, il n’existe pas de méthode entièrement alternative qui permettrait d’éviter totalement l’utilisation d’animaux pour les expériences prévues, car les exigences scientifiques et réglementaires nécessitent encore des études en organisme vivant. Les méthodes In Vitro (sur cellules cultivées en laboratoire) sont utiles pour comprendre certaines étapes du cycle du virus et tester des pistes de traitements. Toutefois, elles restent limitées : elles ne reproduisent pas toute la complexité du corps humain, par exemple la réponse immunitaire complète, les réactions entre différents organes ou encore la structure 3D d’un organisme vivant. C’est pourquoi des études In Vivo, réalisées chez l’animal, restent indispensables pour comprendre comment l’infection se développe, comment le virus se propage, comment le système immunitaire réagit, et pour évaluer la toxicité et l’efficacité de nouveaux traitements dans un organisme complet.
Réduction
Le schéma expérimental du projet repose sur des données bibliographiques robustes préalables permettant de définir le nombre minimal d’animaux nécessaire pour obtenir des résultats fiables. Seuls les modèles et conditions présentant un intérêt scientifique clairement démontré seront retenus. Les études In Vitro réalisées en amont permettront de réduire le nombre de molécules ou approches à tester In Vivo, limitant ainsi l’utilisation d’animaux aux candidats les plus prometteurs. Le nombre d’animaux sera strictement limité grâce à plusieurs critères. Les différents modèles murins disponibles seront utilisés de manière complémentaire, permettant de sélectionner pour chaque question scientifique le modèle le plus pertinent, évitant toute expérimentation redondante. Par ailleurs, chaque animal contribuera à plusieurs types d’analyses (virologie, immunologie, histologie), maximisant l'information obtenue par individu et réduisant le recours à de nouvelles cohortes.
Raffinement
Enfin, en ce qui concerne le Raffinement pour les expériences : A. Raffinement des manipulations pour limiter le stress des animaux : les expérimentateurs sont formés afin d’appliquer les méthodes dans les conditions les moins contraignantes pour les animaux (préhension adaptée). Toute manipulation considérée comme invasive et/ou stressante pour l’animal sera faite sous anesthésie. B. Les signes cliniques seront observés quotidiennement : perte de poids, érection des poils et altération de la posture, isolement, vocalisation lors de la manipulation, positionnement des vibrisses, température. Si les animaux présentent une perte de poids jusqu’à 10% par rapport à leur poids initial, une observation renforcée sera faite et un gel nutritif sera mis dans la cage afin de faciliter l’ingestion de liquides et nutriments. Si les animaux présentent différents signes cliniques, ou une perte de poids jusqu’à 20%, l’animal sera sacrifié en accord avec les points limites définis en amont de chaque procédure.
Choix des espèces
L’utilisation de la souris constitue l’option la plus appropriée pour étudier l’infection par le virus de la dengue (DENV), car elle offre un modèle fiable, bien caractérisé et largement validé dans la littérature. Les lignées transgéniques présentent des niveaux contrôlés et prédictibles de sensibilité au DENV, permettant d’explorer de manière progressive la dissémination virale, la réponse antivirale précoce et les atteintes systémiques, tout en limitant l’exposition à des procédures plus invasives. Les lignées immunocompétentes, permettent d’analyser la réponse immunitaire dans un cadre physiologique. Le recours à ces modèles établis maximise la pertinence scientifique des résultats tout en réduisant le nombre d’animaux nécessaires. Les procédures sont conçues pour minimiser la douleur, le stress et tout dommage durable, conformément aux exigences réglementaires, en privilégiant les conditions expérimentales les moins contraignantes compatibles avec les objectifs de recherche.
Étude des mécanismes de contrôle des tumeurs dans le cadre d’immunothérapies innovantes
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système immunitaire
6 612 souris vont être utilisées dans ce projet sur les cellules CAR T, chacune recevant d'abord une greffe de cellules tumorales. Le niveau de souffrance déclaré est modéré, et toutes sont tuées en fin de protocole, sans réutilisation ni adoption possibles puisqu'elles portent une tumeur. Une partie subit la pose chirurgicale d'une fenêtre d'observation, puis des séances d'imagerie sous anesthésie de deux à huit heures. Le porteur présente l'imagerie sur animal vivant comme un moyen de réduire les effectifs, argument qui coexiste avec un total de plus de six mille souris.
Objectifs
Le cancer est une maladie qui touche de nombreuses personnes et dont certains types restent très difficiles à traiter. Ces dernières années, un nouveau type de traitement a été développé : les immunothérapies. Plutôt que d’agir uniquement sur la tumeur, ces traitements aident le système immunitaire du patient à reconnaître et à éliminer les cellules cancéreuses. Parmi ces traitements, les cellules CAR T sont une approche prometteuse. Il s’agit de cellules du système immunitaire du patient, modifiées en laboratoire pour mieux cibler la tumeur. Elles ont déjà permis de soigner certains cancers du sang, mais leur efficacité est encore limitée. L’objectif de notre projet est donc de mieux comprendre comment ces cellules CAR T agissent et pourquoi elles ne fonctionnent pas toujours de manière optimale. Pour ce faire, nous comparerons l’efficacité des cellules CAR T dans des modèles de tumeurs liquides répondant à ce traitement, par rapport à celle obtenue dans des modèles de tumeur solides. En particulier, nous allons étudier : - Par quels mécanismes ces cellules CAR T impactent-elles la croissance des tumeurs ? - Quels sont les obstacles qui empêchent les cellules CAR T d’éliminer efficacement les cellules cancéreuses ? - Comment optimiser ces traitements en favorisant une coopération des cellules CAR T et le système immunitaire du patient Pour répondre à ces questions, nous devons observer en temps réel ce qui se passe dans la tumeur lorsque l’on administre le traitement, et comment le système immunitaire est recruté au site tumoral. Comme c’est impossible chez l’humain, nous utilisons des modèles animaux, en particulier la souris, dont le système immunitaire fonctionne de manière très similaire au nôtre. Nous avons recours à des techniques d’imagerie avancée qui nous permettent de suivre le comportement des cellules dans la durée en minimisant les perturbations pour l’animal et en diminuant le nombre de souris nécessaires aux expériences. En comprenant mieux ces mécanismes, notre objectif est d’améliorer ces thérapies, en les rendant plus efficaces et plus accessibles aux patients, tout en respectant au maximum le bien-être animal, et en limitant l’utilisation d’animaux aux expériences strictement nécessaires.
Bénéfices attendus
Le développement des immunothérapies a profondément transformé la prise en charge du cancer, offrant de nouvelles perspectives aux patients pour lesquels les traitements conventionnels sont inefficaces. Cependant, malgré des succès notables, ces thérapies présentent encore des limites, en particulier dans le traitement des tumeurs solides. Notre projet vise à lever ces freins en approfondissant la compréhension des mécanismes d’action de certaines cellules et en explorant des stratégies pour améliorer leur efficacité. Les bénéfices scientifiques et médicaux attendus sont multiples : 1. Améliorer la compréhension des mécanismes par lesquels ces cellules limitent la progression tumorale : en étudiant à la fois leur capacité à détruire les cellules cancéreuses et leur potentiel à stopper la croissance tumorale, nous pourrons mieux anticiper les mécanismes de résistance et identifier des leviers pour renforcer l’action thérapeutique de ces cellules. 2. Développer des stratégies innovantes pour mobiliser le système immunitaire naturel : nous chercherons à exploiter la capacité de ces cellules à recruter et activer d’autres cellules immunitaires pour amplifier leur efficacité. 3. Identifier des biomarqueurs prédictifs de réponse au traitement : en mettant en lumière de nouveaux mécanismes de contrôle tumoraux et en précisant leur contribution relative, nous pourrons identifier de nouveaux biomarqueurs prédictifs de l’efficacité de ces cellules. Sur le plan clinique, ces avancées pourraient contribuer à accélérer l’intégration des nouvelles immunothérapies en clinique, en fournissant des données précises sur leur fonctionnement et en optimisant leur utilisation pour un plus grand nombre de patients. En outre, notre étude vise à proposer de nouvelles alternatives thérapeutiques basées sur le mode d’action des cellules que nous allons explorer. À terme, il pourrait ouvrir la voie à des thérapies plus efficaces, mieux tolérées et accessibles pour un plus large éventail de patients atteints de cancers résistants aux traitements actuels. .
Procédures
Les animaux recevront au début du protocole une injection de quelques secondes pour implanter la tumeur. Ils seront ensuite manipulés trois fois par semaine pendant moins de cinq minutes pour mesurer la taille de la tumeur dans le cas des tumeurs solides. Les animaux seront observés tous les jours pour évaluer leur état général. Certains animaux recevront une injection de traitement d’une durée de quelques secondes, réalisée une à plusieurs fois selon le protocole. Pour les études nécessitant une observation en temps réel, certains animaux subiront une intervention chirurgicale d’environ 30 minutes à 1 heure afin de poser une fenêtre d’observation. Les animaux concernés par les séances d’imagerie seront anesthésiés puis maintenus endormis entre deux et huit heures selon la durée d’acquisition. Cette séance d’imagerie sera sans réveil pour la plupart des animaux hormis ceux ayant une fenêtre d’observation. Dans les études de tumeurs liquides, certains animaux recevront une injection intraveineuse ou intrapéritonéale de quelques secondes pour transférer les cellules tumorales ou les cellules thérapeutiques ou les autres thérapies. Ces animaux seront ensuite manipulés brièvement une à deux fois par semaine pour un suivi clinique. En fin de protocole, tous les animaux feront l’objet d’une euthanasie d’une durée de quelques minutes pour permettre les analyses cellulaires, protéiques ou génomiques prévues.
Impact sur les animaux
Dans le cadre de ce projet, les animaux pourront être exposés à divers effets indésirables liés aux tumeurs, aux traitements administrés et aux procédures expérimentales. Si on se base sur la définition des libertés individuelles de l’animal, les effets indésirables pourraient être les suivants : Faim, soif, malnutrition : certaines tumeurs solides peuvent induire une perte de poids progressive lors d’un développement tumoral avancé, et la fatigue des animaux peut occasionner des difficultés d’accès à la nourriture. Peur, détresse : les manipulations, la contention, constituent des sources potentielles de stress et de détresse. Douleur, lésions, maladie : la croissance tumorale peut être à l’origine de douleurs, notamment en cas de rupture
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de chaque procédure car ils ne peuvent être ni réutilisés, ni replacés, ni adoptés car ils auront reçu initialement des cellules tumorales.
Remplacement
Les hypothèses seront validées préalablement sur des modèles in vitro avant toute expérimentation animale. En outre, les différentes doses de traitement seront testées in vitro afin de déterminer la dose optimale de la thérapie. Nous utiliserons la littérature scientifique et les bases de données existantes pour optimiser la conception des expériences et réduire la nécessité d’expérimentations in vivo. Néanmoins, les tests in vitro ne permettent pas de récapituler la complexité des réponses immunitaires ayant lieu in vivo. Par exemple, la composition du microenvironnement de chaque organe est très différente et peut difficilement être reproduit in vitro. C’est la raison pour laquelle nous avons recours aux animaux afin de décortiquer le mécanisme d’action de certaines thérapies.
Réduction
L'utilisation de l'imagerie sur l'animal vivant permet de réduire le nombre d'animaux utilisés car l'observation en temps réel permet d'acquérir plusieurs données à partir d’un même animal, en observant les cellules immunitaires avant traitement, puis dans les heures qui suivent l'administration des traitements. Dès que possible, plusieurs analyses seront effectuées sur les mêmes animaux. D'après notre expertise issue des projets précédents et notre collaboration avec le département de statistiques, nous avons déterminé le nombre d'animaux par groupe qui nous permettront de tirer des conclusions scientifiques robustes pouvant directement bénéficier le développement thérapeutique en clinique. Selon les procédures, les paramètres évalués seront variables avec des effets attendus plus ou moins forts. En fonction de notre question le nombre de groupes peut être variables. Ils sont optimisés et réduits au maximum tout en conservant une forte puissance statistique. Nous pourrons donc obtenir des résultats significatifs tout en limitant le nombre d’animaux utilisés. Les animaux de ce projet ne seront pas réutilisés car ils ont reçu de la tumeur.
Raffinement
Des points limites précoces seront appliqués afin de détecter rapidement toute altération de l’état général (baisse d’activité, début de déshydratation, diminution de prise alimentaire, taille de la tumeur). Dès l’apparition de ces signes, des mesures de soutien simples seront mises en place : - Mise à disposition précoce de gel hydrique et de nourriture humide, pour faciliter l’hydratation et l’alimentation des animaux. - Regroupement des manipulations pour réduire la fréquence de contention et limiter le stress associé. - Réhydratation par injection lors des anesthésies profondes prolongées, notamment lors des procédures d’imagerie intravitale - Maintien thermique systématique lors des anesthésies et des procédures d’imagerie pour éviter les variations de température. - Litière douce et soins si ulcération des tumeurs Ces mesures permettront de limiter la douleur et l’inconfort et d’améliorer la qualité de vie des animaux tout au long du protocole.
Choix des espèces
La souris est le modèle le plus adapté à notre étude, car son système immunitaire est proche de l’humain et permet d’évaluer l’efficacité des cellules étudiées dans un environnement tumoral réaliste. Par ailleurs, c’est un modèle très utilisé ce qui permet d’avoir une bibliographie importante. Contrairement aux modèles in vitro, le modèle murin permet d’analyser les dynamiques cellulaires en temps réel. Les interactions entre cellules évoluent au fil du temps, et ces changements ne peuvent pas être reproduits en culture. De plus, nous étudions le recrutement du système immunitaire par certaines cellules, un processus impliquant de nombreuses cellules et signaux provenant d'autres organes qui ne peuvent pas être reproduit en dehors d’un organisme vivant. Enfin, le modèle murin permet d’utiliser des techniques d’imagerie intravitale, qui offrent une observation directe, précise et longitudinale, ce qui réduit ainsi le nombre d’animaux nécessaires en maximisant les données obtenues par individu. Toutes les souris utilisées seront d’âge adulte entre 6 et 16 semaines afin d’étudier un système immunitaire mature et proche de la réponse immunitaire humaine.