Souris
Modèle expérimental in vivo : utilisation de rongeurs pour l’infection d’Anophèles par des parasites Plasmodium murins et entretien de colonies de moustiques Anopheles.
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
Rats : 55
Lapins : 20
Anesthésiées chaque semaine pendant deux mois pour servir de repas de sang à des moustiques anophèles, des souris sont ensuite tuées, comme toutes celles que l'équipe infecte avec des parasites Plasmodium de rongeurs. Au total, 2 670 animaux non-humains, soit 2 595 souris, 55 rats et 20 lapins, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Les rongeurs sont tous tués, et les 20 lapins, anesthésiés chaque semaine pendant six mois pour nourrir les moustiques, sont ensuite placés à l'adoption. Le projet fournit des colonies de moustiques et des stocks de parasites à d'autres équipes, et prend des souris dès trois semaines parce que leur "système de défense est encore immature". Le porteur écrit que ces procédures "n'apportent pas de résultats qui devront être soumis à des tests statistiques", sans dire comment se répartit l'effectif de 2 595 souris.
Objectifs
Le paludisme reste une maladie grave et mortelle, qui touche surtout l’Afrique subsaharienne et cause chaque année plusieurs centaines de milliers de décès, principalement chez les enfants de moins de cinq ans. Après des années de recul, le nombre de cas repart à la hausse, en raison de la résistance du parasite aux traitements, de la résistance des moustiques aux insecticides et des effets du changement climatique. Le parasite responsable de cette maladie se transmet à l’homme par la piqûre de moustiques infectés. Son cycle de vie est complexe : il comporte un passage dans le moustique, puis une phase chez l’hôte, avec des étapes dans le foie et dans le sang, avant de revenir dans un moustique. Le projet vise à mieux comprendre ce cycle, en fournissant à la communauté scientifique des ressources biologiques, des colonies de moustiques vecteurs et un modèle animal. Plus concrètement, il s’agit d’élever et de maintenir des colonies de moustiques vecteurs, de cultiver les différentes formes du parasite dans des conditions contrôlées, et de reproduire l’infection chez un rongeur. Ces modèles permettront de vérifier que les moustiques peuvent bien transmettre le parasite, d’étudier le développement du parasite chez l’hôte et chez le moustique et d’explorer les interactions entre le parasite et le microbiote du moustique. Ce projet permettra également de produire différentes colonies de moustiques femelles du genre Anopheles pour l’étude des interactions Plasmodium-Anopheles. Selon les questions scientifiques, il s’agira soit de colonies bien établies, soit de nouvelles lignées récemment établies voire à établir à partir de populations sauvages. L’utilisation d’animaux vivants est ainsi indispensable pour obtenir des outils biologiques afin de faire progresser la recherche sur le paludisme.
Bénéfices attendus
Ce projet permet de maintenir différentes colonies d’anophèles de notre plate-forme couvrant une partie significative des zones d’endémies du paludisme, de conserver des stocks de différents parasites Plasmodium contrôlés afin de pouvoir réaliser l’évaluation de leur infectiosité mais aussi de la qualité des moustiques, en vérifiant leur capacité à être infectés par ces parasites de rongeur et leur aptitude à permettre leur développement chez l’anophèle. Ces contrôles garantissent la fiabilité des moustiques fournis aux équipes de recherche et assurent la reproductibilité de leurs expériences.
Procédures
Les animaux utilisés dans ce projet seront soumis à des interventions légères et modérées, conçues pour minimiser leur inconfort et respecter leur bien-être. Voici les principales interventions prévues : 1. Prélèvements sanguins : o Des micro-prélèvements de sang (quelques gouttes) seront effectués sur des souris et des rats éveillés, à l’extrémité de la queue. Ces prélèvements dureront quelques secondes par animal et seront réalisés une fois par jour pendant 3 à 5 jours consécutifs, selon les besoins de suivi. Cette intervention permet de surveiller l’évolution de l’infection sans causer de douleur significative. 2. Injections : o Des injections seront pratiquées sur des souris et des rats éveillés, soit dans la cavité abdominale (injection intrapéritonéale), soit dans une veine de la queue (injection intraveineuse). Ces injections dureront quelques secondes et seront réalisées une fois par animal, sauf dans le cas de tests spécifiques nécessitant des répétitions limitées. Elles permettent d’administrer des substances ou des agents infectieux de manière précise et contrôlée. 3. Anesthésie pour gorgement de moustiques : o Des souris et des lapins seront anesthésiés pour servir de source de sang à des moustiques femelles. L’anesthésie durera environ 20 à 30 minutes par animal et sera réalisée une fois par semaine pendant une période maximale de 2 mois pour les souris et 6 mois pour les lapins. Pendant cette intervention, les animaux seront endormis et insensibles à la douleur, puis surveillés jusqu’à leur réveil complet. Une crème apaisante sera appliquée sur la peau des lapins après chaque exposition pour limiter les irritations. 4. Suivi de l’infection : o Les souris et les rats infectés seront observés quotidiennement pour détecter tout signe de malaise ou de maladie. Cette surveillance durera quelques minutes par animal et par jour, pendant toute la durée de l’infection (généralement 3 à 7 jours). 5. Mise à mort : o À la fin des procédures, les animaux seront mis à mort de manière rapide et indolore. Cette intervention durera quelques secondes.
Impact sur les animaux
Les animaux vigiles ne subiront qu’un inconfort passager lié aux injections (dans le ventre, dans la peau ou dans une veine) ainsi qu’aux prélèvements d’une goutte de sang au niveau de la queue. Chaque animal bénéficiera d’aiguilles à usage unique et d’un matériel de taille adaptée. Les animaux peuvent présenter les premiers effets indésirables de la maladie, qui se manifestent progressivement : poils hérissés, mouvements ralentis ou prostration, pâleur de la peau témoin d’une anémie. Cela correspond au premier niveau d’une grille d’évaluation de la douleur, du stress et de l’inconfort.
Devenir
À la fin des différentes étapes de ce projet, les animaux sont soit placés en adoption, soit euthanasiés de manière rapide et indolore, selon les besoins scientifiques et le bien-être animal. Pour les lapins, utilisés comme source de nourriture pour les moustiques, leur adoption est organisée après six mois d’utilisation. Ce choix s’explique par le fait que ces animaux ne développent pas de maladie grave et conservent un bon état de santé général. Leur placement en adoption permet de leur offrir une seconde vie dans un environnement adapté, tout en évitant une euthanasie inutile. En revanche, les souris et les rats sont systématiquement euthanasiés à la fin de chaque procédure. Cette décision est motivée par plusieurs raisons. D’abord, ces animaux sont exposés à des parasites spécifiques, qui, bien que non dangereux pour l’homme, peuvent provoquer des symptômes graves chez eux si l’infection n’est pas maîtrisée. Ensuite, les procédures réalisées (comme les prélèvements sanguins ou les infections contrôlées) peuvent entraîner un stress ou une fatigue physiologique, même si tout est fait pour limiter leur inconfort. Enfin, leur réutilisation pour d’autres expériences n’est pas possible, car cela risquerait de fausser les résultats scientifiques en raison des modifications physiologiques induites par les premières manipulations. Pour les souris utilisées dans les procédures de nourrissage des moustiques, leur euthanasie est réalisée après une période d’utilisation de deux mois maximum. Cette durée est choisie pour éviter tout risque de développement de complications liées aux piqûres répétées, tout en garantissant que les moustiques reçoivent une alimentation de qualité. Les souris infectées par des parasites sont également euthanasiées dès que leur taux d’infection atteint un niveau prédéterminé, afin d’éviter toute souffrance liée à l’évolution de la maladie. Dans tous les cas, les méthodes d’euthanasie utilisées sont validées par les autorités compétentes et garantissent une mort rapide et sans douleur. Elles sont appliquées par du personnel formé, qui veille à respecter les protocoles en vigueur pour assurer le bien-être des animaux jusqu’à leur dernier instant. Cette approche permet de concilier les impératifs scientifiques avec les principes éthiques de l’expérimentation animale, en limitant au maximum les souffrances et en offrant une fin de vie digne aux animaux concernés.
Remplacement
Le choix de nourrir les moustiques sur animaux est guidé par la difficulté de lignées à prendre un repas de sang artificiel sur membrane et l’impact potentiel d’altérer la reproduction chez certaines d’entre elles. En effet le comportement et la physiologie du moustique sont très sensibles à l’origine du sang, aux odeurs émises par les animaux et au mode de piqûre. Les parasites étudiés dans ce projet suivent un cycle de vie complexe, nécessitant deux types d’hôtes : un mammifère (rongeur) et un insecte vecteur (moustique). À chaque étape, le parasite se transforme et se multiplie sous différentes formes, chacune jouant un rôle clé dans sa transmission et son développement. À ce jour, il n’existe pas de méthode permettant de reproduire intégralement ce cycle en laboratoire, sans recourir aux animaux. Les moustiques et les rongeurs sont indispensables pour obtenir les formes parasitaires infectieuses transmises lors de la piqûre, ainsi que pour étudier les mécanismes de l’infection. En effet, certaines étapes du développement du parasite, notamment sa multiplication dans les globules rouges, ne peuvent être simulées en culture cellulaire. Les expériences prévues ne nécessitent pas d’atteindre un niveau élevé d’infection chez les animaux, limitant ainsi les risques de complications. Par ailleurs, les interactions entre le parasite et son hôte au début de l’infection sont extrêmement complexes. Elles impliquent de multiples types de cellules et d’organes (peau, ganglions, vaisseaux sanguins, foie, rate), dont les dynamiques ne peuvent être reproduites dans leur globalité en dehors d’un organisme vivant. Ces modèles animaux, utilisés depuis des décennies, ont permis des avancées majeures dans la compréhension de la maladie et le développement de stratégies préventives ou thérapeutiques, comme les vaccins ou les médicaments antipaludiques. Certaines analyses, comme l’étude du phénotype des parasites, peuvent être réalisées en laboratoire sur des cellules isolées. Cependant, ces approches ne reflètent pas toujours fidèlement les mécanismes observés chez l’animal et ensuite chez l’Homme. Il est donc nécessaire de valider ces résultats dans un modèle vivant pour garantir leur pertinence et leur fiabilité.
Réduction
Nous avons optimisé nos protocoles pour réduire au strict nécessaire le nombre d’individus utilisés, tout en garantissant la fiabilité des résultats. Optimisation des protocoles d’infection Fort de plus de vingt-cinq années d’expérience dans ce domaine, nous avons affiné nos méthodes pour standardiser chaque étape de production des parasites. Cela inclut l’utilisation de doses d’infection précises, des contrôles qualité systématiques et des techniques de quantification rigoureuses. Ces améliorations permettent de minimiser les variations expérimentales et, par conséquent, le nombre d’animaux nécessaires pour obtenir des résultats reproductibles. Adaptation des modèles animaux Pour le maintien des colonies d’anophèles, un même lapin est utilisé jusqu’à 6 mois, période au-delà de laquelle résulterait une production réduite de moustiques incompatible avec les objectifs scientifiques du fait de l’apparition d’un taux trop élevé d’anticorps anti-salive de moustiques ayant pour conséquence une perte de qualité des repas sanguin pour les moustiques et donc une perte en nombre de descendants moustique. Quand la lignée de moustiques le permet, ce repas sanguin se fera sur souris saine voire sur membrane quand c’est possible afin de réduire le nombre d’animaux utilisés. Pour l’obtention de sang parasité, nous privilégions l’utilisation de rats plutôt que de souris lorsque c’est nécessaire car leur volume sanguin plus important permet de réduire le nombre total d’animaux. Cette approche, combinée à une planification rigoureuse des expériences, limite les répétitions inutiles et évite le gaspillage de ressources biologiques. Collaboration avec des expert·e·s en statistiques Les procédures de ce projet n’apportent pas de résultats qui devront être soumis à des tests statistiques mais cependant il est revu par des spécialistes en biostatistique pour s’assurer de déterminer le nombre minimal d’animaux requis. Amélioration continue des méthodes Nous explorons en permanence des pistes pour diminuer davantage le recours aux animaux, notamment en développant des techniques d’imagerie non invasives. Ces innovations permettent de diminuer le nombre d’animaux à utiliser. Enfin, ce projet s’inscrit dans une logique de mutualisation des ressources : en centralisant la production de parasites et en fournissant des outils standardisés à d’autres équipes de recherche, nous évitons la duplication d’expériences préliminaires, réduisant ainsi l’impact global sur les animaux.
Raffinement
Les cages sont enrichies avec des éléments favorisant le confort des animaux (matériaux de nidification, cachettes, accessoires stimulants). L’alimentation et l’hydratation sont assurées en continu. Les rongeurs sont utilisés pour nourrir et infecter des moustiques et produire des parasites, en limitant strictement leur nombre au minimum nécessaire. Les mesures appliquées visent à prévenir toute souffrance évitable et à garantir le respect des principes éthiques en expérimentation animale. Lors des expérimentations, les rats et souris sont exposés à un agent infectieux spécifique aux rongeurs, administré par des méthodes rapides et maîtrisées. Leur état de santé est suivi quotidiennement à partir du troisième jour, en s’appuyant sur des critères objectifs (aspect du pelage, activité, signes de fatigue ou d’anémie). Si des signes de détérioration apparaissent, des mesures correctives sont immédiatement mises en place : amélioration des conditions d’hébergement (chauffage, enrichissement supplémentaire), adaptation de l’alimentation (compléments nutritionnels) ou, en dernier recours, mise à mort avant l’apparition de symptômes sévères. Cette dernière est réalisée selon un protocole validé, garantissant une mort rapide et sans souffrance. Pour certaines manipulations, une anesthésie est pratiquée afin d’éviter toute douleur ou stress inutile. Par exemple, lorsque les animaux servent de source de nourriture pour infecter des moustiques, ils sont endormis avant la procédure et les animaux infectés sont euthanasiés sans réveil, conformément aux protocoles approuvés.
Choix des espèces
Le choix des lapins et souris pour élever des moustiques anophèles repose sur la qualité du sang fourni, certaines lignées ne se gorgeant pas suffisamment via une membrane, ce qui réduit la taille des progénitures. L’usage du lapin pourrait être réévalué au profit des souris. Les rongeurs (souris, rats) sont largement utilisés en recherche sur le paludisme, car les parasites étudiés infectent naturellement des rongeurs africains. Adaptés depuis des décennies aux modèles de laboratoire, ils offrent un système fiable pour étudier la maladie. Ces modèles permettent d’analyser des aspects clés du paludisme humain, comme la réponse immunitaire ou l’efficacité des vaccins, avec une pertinence scientifique reconnue. Les avancées obtenues chez la souris, notamment en vaccinologie, ont souvent été confirmées chez l’Homme, validant leur utilité pour accélérer la recherche tout en limitant les essais cliniques. Leur usage s’inscrit dans une démarche éthique et scientifique rigoureuse. Les animaux seront utilisés à différents stades de leur développement, choisis en fonction des besoins spécifiques de chaque étape expérimentale, afin d’optimiser les conditions d’étude tout en limitant les contraintes physiologiques ou immunitaires susceptibles d’influencer les résultats. Pour la reproduction des lignées d’anophèles, seront utilisés des souris âgées de 1 mois à 3 mois ou un lapin adulte jeune pour plus de faciliter à être «piqué» par les anophèles et avec un poids modéré facilitant leur manipulation. Les hôtes naturels des parasites de rongeurs sont les thamnomys et gramnomys, espèces sauvages de rongeurs africains. L'utilisation de souris et de rats de laboratoires est moins efficace, c’est pourquoi pour l’établissement de modèles d’infection, des animaux jeunes à partir de 3 semaines seront sélectionnés. Ce choix repose sur des observations montrant que leur système de défense est encore immature, ce qui facilite l’installation du pathogène étudié et permet d’obtenir des résultats reproductibles. Cette approche est couramment utilisée dans ce type d’études pour garantir une infection efficace et homogène. Ces critères de sélection, fondés sur des pratiques reconnues et adaptées aux objectifs scientifiques, visent à concilier pertinence des résultats, bien-être animal et conformité aux exigences éthiques et réglementaires.
Atteintes vasculaires et déficits visuels dans les modèles murins d’atrophie optique liée à OPA1 : vers une compréhension intégrée des mécanismes pathologiques
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
Injectées de tamoxifène cinq jours de suite pour supprimer un gène lié à l'atrophie optique dominante, 900 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, au risque d'une baisse de leur acuité visuelle. Le projet cherche à savoir si l'absence du gène OPA1 dans les seules cellules des vaisseaux sanguins suffit à altérer la vue, mesurée par un test optomoteur. Certaines sont tuées à l'issue de la procédure, les autres gardées en vie jusqu'à 18 mois puis tuées à leur tour. Sur le remplacement, le porteur se contente d'écrire qu'il "n'existe pas de méthode de remplacement d'étude de l'acuité visuelle".
Objectifs
Objectif 1 : Vérifier si l’absence du gène dans les cellules des vaisseaux sanguins affecte la vision. Le but est de savoir si la suppression d’un gène dans les cellules qui tapissent les vaisseaux sanguins (les cellules endothéliales) peut entraîner une baisse de la vision. En effet, même si les vaisseaux sanguins présentent des anomalies, cela ne signifie pas forcément que la fonction visuelle est touchée. Pour répondre à cette question, l’acuité visuelle de différentes souris sera comparée. Si les souris dépourvues de ce gène dans leurs cellules endothéliales présentent une vision altérée, cela suggérerait qu’un dysfonctionnement des vaisseaux sanguins pourrait contribuer à une atteinte du nerf optique. Objectif 2 : Étudier les vaisseaux sanguins de la rétine. Le second objectif consiste à analyser en détail la structure des vaisseaux sanguins de la rétine afin de comprendre l’origine des anomalies observées dans l’atrophie optique dominante, une maladie liée à un gène particullier. Trois groupes de souris seront comparés des souris normales (contrôles) ; des souris possédant une anomalie du gène d'intérêt dans toutes les cellules ; des souris présentant cette anomalie uniquement dans les cellules endothéliales des vaisseaux sanguins. La densité, l’organisation et la qualité du réseau de petits vaisseaux sanguins de la rétine seront analysées grâce à des analyses microscopiques. Ces observations permettront de détecter d’éventuels défauts de circulation sanguine ou des anomalies de la structure vasculaire. La réalisation d’images en trois dimensions de la vascularisation apporterait des informations complémentaires précieuses. Une analyse du flux sanguin rétinien pourrait également être réalisée. Retombées attendues : Ces travaux permettront de déterminer si un dysfonctionnement des cellules endothéliales est suffisant pour altérer la vision. Ils aideront également à comprendre si les atteintes observées dans l’atrophie optique dominante sont principalement dues à des anomalies des vaisseaux sanguins, des cellules nerveuses, ou à une combinaison des deux. À terme, cette étude contribuera à mieux comprendre les mécanismes qui relient les troubles vasculaires aux maladies du nerf optique.
Bénéfices attendus
L’atrophie optique dominante est une maladie génétique qui provoque une détérioration progressive du nerf optique, le câble qui transmet les informations visuelles de l’œil au cerveau. Chez les personnes atteintes, les médecins observent souvent une modification de l’aspect du nerf optique ainsi qu’une diminution des petits vaisseaux sanguins autour de celui-ci. Ces observations laissent penser que les vaisseaux sanguins pourraient jouer un rôle important dans la maladie. Pour mieux comprendre ce phénomène, des chercheurs utilisent des modèles de souris présentant des anomalies d'un gène d'intérêt, impliqué dans cette maladie. Ces souris développent progressivement des troubles de la vision, généralement à partir de l’âge d’un an. Elles présentent également des anomalies du réseau de petits vaisseaux sanguins de la rétine, ainsi qu’une disparition accrue de certains capillaires. De plus, ces souris montrent des problèmes plus généraux de fonctionnement des vaisseaux sanguins. Cela suggère que la perte de fonction du gène dans les cellules qui tapissent les vaisseaux (les cellules endothéliales) pourrait perturber la circulation sanguine dans la rétine et contribuer aux atteintes oculaires. Cependant, plusieurs questions restent sans réponse. On ne sait pas encore si ces anomalies vasculaires sont directement responsables de la baisse de vision observée chez les souris. Il n’est pas non plus établi si les altérations de la circulation rétinienne sont les mêmes lorsque le gène est affecté uniquement dans les cellules des vaisseaux sanguins ou dans l’ensemble des cellules de l’organisme. En résumé, le rôle exact des vaisseaux sanguins dans la perte de vision liée à l’atrophie optique dominante n’est pas encore clairement démontré. Cette étude vise à déterminer si un dysfonctionnement des cellules endothéliales peut, à lui seul, provoquer des troubles visuels et contribuer à la dégénérescence du nerf optique.
Procédures
Les animaux seront soumis à des injections de tamoxifène dilué dans l'huile de maïs neutre 5 jours consécutifs pour induire la délétion du gène. L'injection dure quelques secondes. La mesure de l'acuité visuelle serait effectuée 4 semaines après, avec 5-10 minutes d'habituation, puis 10-15 minutes de mesure.
Impact sur les animaux
La délétion pourrait provoquer chez les animaux un défaut d'acuité visuelle. Les injections administrées 5 jours consécutifs peuvent être stressantes et engendrer un léger inconfort au point de piqure. La réalisation du test optomoteur peut induire un stress minimal du au changement d'environnement.
Devenir
A l'issue de la procédure certains animaux seront mis à mort, d'autres seront maintenus en vie jusqu'à l'âge de viellissement maximum de 18 mois où ils seront mis à mort.
Remplacement
Il n'existe pas de méthode de remplacement d'étude de l'acuité visuelle.
Réduction
Le nombre d'animaux est calculé sur la base d'un plan expérimental stéréotypé permettant d'obtenir la puissance statistique nécessaire à l'obtention de conclusions biologiquement pertinentes. Le calcul des effectifs nécessaires a été fait et donnait 13 animaux par groupe requis 2 animaux par groupe sont prévus en plus pour pallier aux risques du modèle expérimental (vieillissement). Nous réalisons des expériences in vivo puis ex vivo sur les mêmes animaux et nous prélevons l'ensemble des organes d'intérêts afin de limiter le nombre d'animaux.
Raffinement
Les animaux seront élevés et hebergés en respectant les conditions réglementaires d'hébergement. Les cages sont enrichies et surveillées au cours des procédures pour repérer l'eventuelle apparition de signes cliniques pouvant indiquer une souffrance ou un mal -être. En cas de cécité partielle avérée, des tétines plus longues facilitant l'accès à l'eau de boisson seront mises en place et des croquettes pourront être disposées dans la cage.
Choix des espèces
Ces animaux présentent une délétion reproduisant une maladie rare qui est l'atrophie optique dominante. Les animaux seront utilisés à 3 mois, 6 mois, 9 mois, 12 mois et 18 mois pour mesurer l'évolution lente de la maladie.
Elevage de souris avec un phénotype dommageable : les souris diabétiques non obèses
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
1 661 souris d'une lignée qui développe spontanément un diabète de type 1 vont naître dans ce projet d'élevage, classé à un niveau de souffrance léger, et environ la moitié devient diabétique vers 30 semaines. Elles n'ont pas d'intervention prévue, hors une prise de sang sans anesthésie sur deux générations en cas de croisement, mais la maladie provoque une polyurie et peut conduire à long terme à une perte de poids et à des lésions vasculaires. Dans les 48 heures suivant le diagnostic, chaque souris diabétique est tuée ou transférée vers une procédure. Les reproductrices et reproducteurs sont tués à 8 mois au plus, quand leur fertilité décline, et les autres versés dans d'autres projets, alors que le champ structuré du devenir ne signale aucune souris gardée en vie.
Objectifs
Ce projet consiste à élever une lignée murine qui développe spontanément un Diabète de Type 1, similaire à celui observé chez l’homme, afin de générer les animaux nécessaires à la réalisation de plusieurs projets scientifiques. L’autre intérêt de cette lignée murine est l’expression d’une molécule verte fluorescente, permettant d’identifier certaines cellules du système immunitaire d’intérêts dans nos projets. Ces animaux seront donc générés et élevés au sein de l'animalerie d'élevage à partir de plusieurs accouplements composés d’un mâle et d'une femelle. Ils seront transférés et inclus en protocole à l’animalerie où se déroulent nos protocoles entre 4 et 60 semaines d’âge.
Bénéfices attendus
L’utilisation de ce modèle de souris développant spontanément un Diabète de Type 1 va permettre de mieux comprendre l’immunologie de cette pathologie, qui touche environ 300.000 personnes en France et plus de 9 millions de personnes à travers le monde. Ce modèle est particulièrement intéressant pour l’étude de certaines cellules du système immunitaire qui sont facilement analysables chez ces souris car elles sont fluorescentes. Une meilleure compréhension de ces cellules immunitaires pourrait donc servir à mieux comprendre les maladies auto-immunes chez l’homme et donc à pouvoir proposer des thérapies en clinique.
Procédures
Les animaux ne seront pas soumis à une intervention mais il s'agit d'un projet d'élevage dont le phénotype des animaux est considéré comme dommageable. Les animaux peuvent développer un diabète de type 1 avec polyurie à partir de 10-12 semaines de vie nécessitant une surveillance accrue des zootechniciens qui pourrait provoquer un léger stress chez les animaux (test urinaire sur bandelette, change plus fréquent de la litière). Si toutefois la survenue du diabète diminue au fil des générations, nos animaux seront croisés avec des animaux du commerce ne possédant pas de cellules immunitaires fluorescentes. Ces croisements nécessiteront donc sur deux générations un prélèvement sanguin unique pour sélectionner et valider nos animaux d’intérêt pour la continuité de l’élevage. Ce prélèvement est effectué sur animal vigil et ne dure pas plus de 30 secondes.
Impact sur les animaux
Les animaux commencent à développer un diabète spontané à partir de 10-12 semaines d’âge. Cette pathologie a pour conséquence une polyurie, facilement détectable dans la cage par le constat d’une litière plus vite souillée que la moyenne. Le diabète peut conduire au long terme à des nuisances plus graves comme la perte de poids ou des lésions vasculaires. Cependant, dès l’apparition de la maladie, les animaux sont euthanasiés ou transférés pour être inclus en procédure dans les 48h. En cas de croisement avec des animaux du commerce, la descendance devra subir sur 2 générations un prélèvement sanguin unique pouvant provoquer une douleur de courte durée ainsi qu’un risque d’hématome et de saignement modéré.
Devenir
Les animaux reproducteurs seront euthanasiés à l'âge de 8 mois maximum car leur fertilité décline à partir de cet âge. De plus la gestation peut accélérer l'apparition du diabète de type 1 chez les femelles. Les autres animaux seront inclus dans d'autres projets autorisés dans le cadre d'une utilisation continue entre 4 et 60 semaines d'âge. On peut noter que le diabète peut apparaitre à 10-12 semaines d’âge et que l’incidence du diabète est en général de 50 pourcent à 30 semaines d’âge. L’apparition du diabète conduit dans les 48h maximum après validation du diagnostic à un export pour l’introduction en procédure ou à l’euthanasie.
Remplacement
Le modèle animal est indispensable pour étudier le rôle du système immunitaire dans un contexte de maladie auto-immune, ici le diabète de type 1. Dans la mesure du possible, un maximum des questions scientifiques de nos projets font appel à des expériences in-vitro. Cependant, les organes et les réponses immunitaires étudiés sont complexes et il n’est pas possible de recréer in vitro la complexité d’un organisme entier avec tous les acteurs cellulaires entrant en jeu.
Réduction
1661 animaux seront utilisés dans le cadre de ce projet d'élevage en comptant 5 pourcent de marge de manœuvre pour palier à la variabilité de production des accouplements. Nous devons renouveler les accouplements tous les 6 mois. Les animaux produits seront 1) dédiés à la reproduction pour maintenir la lignée 2) inclus dans des futurs projets expérimentaux préalablement autorisés. Pour ce projet d'élevage, il n'y aura pas de tests statistiques effectués. En revanche nous nous basons sur les données de notre logiciel de gestion.
Raffinement
Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation, les animaux sont stabulés en portoirs ventilés avec un système d'abreuvement automatique et un accès ad libitum à la nourriture. Les conditions de température et d'hygrométrie sont contrôlées et monitorées. Le cycle d'éclairage est de 12h par jour (6h-18h). Les animaux sont hébergés avec leurs congénères (5 par cage maximum) et l'isolement est évité au maximum. Le milieu est enrichi avec 2 enrichissements : un pour la nidification et changé toutes les semaines et un bâton de bois pour la mastication. Les animaux sont observés tous les jours par les membres qualifiés de l’animalerie afin de garantir un monitoring sanitaire régulier et tout comportement anormal ou diagnostique de diabète qui est directement communiqué à la personne responsable du projet. L’état sanitaire des animaux est aussi contrôlé trimestriellement afin de garantir l’absence de pathogènes. Des points limites suffisamment prédictifs ont été établis.
Choix des espèces
La souris est un modèle validé en immunologie et particulièrement pour les études de développement de nouvelles immunothérapies. Le modèle de diabète de type 1 (DT1) y est très bien caractérisé. Nous pourrons facilement implémenter ce modèle et ainsi minimiser le nombre de souris nécessaires pour l’établissement de nos études ou de nos immunothérapies. Par ailleurs, ce modèle souris offre l’avantage de pouvoir utiliser des outils immunologiques puissants permettant de suivre ou isoler les cellules d’intérêt. Du fait de l’utilisation de ces modèles très spécifiques, le projet tel qu’il est ne pourrait pas être réalisé dans une autre espèce animale. Les animaux utilisés pour les accouplements pourront être mis en duo à partir de 8 semaines d’âge, âge de bonne maturité sexuelle. Les accouplements seront renouvelés au maximum tous les 6 mois, soit lorsque les animaux seront âgés de 8 mois. Les animaux issus des accouplements seront inclus dans des projets de recherche entre 4 et 60 semaines d’âge.
Étude de l’implication des différentes populations de neutrophiles dans la susceptibilité aux infections pulmonaires dans un modèle murin d’obésité et de dyslipidémie.
- Recherche appliquée
- Troubles cardiaques
- Troubles respiratoires
Une partie des souris de ce projet est nourrie d'un régime riche en gras pour reproduire obésité et dyslipidémie, avant des infections pulmonaires bactériennes ou virales. 3 264 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, de l'âge de 8 semaines à environ 8 mois. Toutes subissent sept prises de sang par incision au bout de la queue, et jusqu'à quatre administrations par voie respiratoire, le porteur annonçant sous régime gras des "effets négatifs plus marqués" qu'il ne détaille pas. Toutes sont tuées à la fin de chaque procédure pour prélever leurs organes.
Objectifs
L’obésité et la dyslipidémie (c’est-à-dire un taux de lipides inhabituellement élevé dans le sang) sont décrits comme des facteurs de risque de développement de maladies cardiovasculaires. Ils sont également associés avec une sensibilité accrue aux infections bactériennes ou virales, et une augmentation des risques de maladies inflammatoires. Ils sont aussi décrits comme des facteurs de risque pour des formes sévères d’infections pulmonaires virales, notamment liées au virus de la grippe. Nous souhaitons approfondir la compréhension des mécanismes impliqués lors d’une infection pulmonaire dans un contexte de dyslipidémie et d’obésité. Au cours de nos précédentes recherches, nous avons mis en évidence l’augmentation d’une population de cellules immunitaires, les neutrophiles, dans les poumons de souris nourries avec un régime riche en gras par rapport à des souris sous régime alimentaire normal. Un apport plus important de lipides dans l’alimentation entrainerait donc une inflammation globale, même sans infection bactérienne. Lors d’une pneumonie, l’augmentation de la population de neutrophiles est encore plus marquée, surtout lors des premières phases de l’infection. L’objectif de notre projet est de déterminer l’origine de cette population de neutrophiles, et leur rôle dans les infections pulmonaires dans un contexte d’obésité et de dyslipidémie.
Bénéfices attendus
Notre projet permettra de comprendre comment la dyslipidémie influence la réponse immunitaire des poumons pendant la pneumonie et le rôle des neutrophiles dans ce contexte spécifique, ce qui contribuera à améliorer les soins aux patients souffrant d’obésité et d'infections respiratoires. En caractérisant les réponses immunitaires, il mettra en lumière les interactions complexes entre les troubles métaboliques et les infections pulmonaires, ce qui pourrait permettre d'identifier de nouvelles cibles thérapeutiques.
Procédures
Tous les animaux de ce projet seront soumis à 7 prélèvements de sang après anesthésie locale. Un lot de souris recevra 3 injections, réalisées sur animaux vigiles. Un autre lot recevra 6 injections sur animaux vigiles puis sous anesthésie générale : 1 injection et 1 administration par voie respiratoire. Pour tous les animaux restants, les gestes seront réalisés sous anesthésie générale. Une partie des animaux recevra une à plusieurs administrations par voie respiratoire (4 au maximum), le reste des animaux recevront une à plusieurs injections (4 au maximum) et une à plusieurs administrations par voie respiratoire (4 au maximum). Tous les gestes sont de courte durée (au maximum 1 minute) et les souris sont anesthésiées pendant 1 à 5 minutes maximum. En fonction de l’état général des souris et si nécessaire, une ou plusieurs administrations d’analgésiques peuvent être réalisées.
Impact sur les animaux
Les modèles d’inflammation respiratoire aigüe induisent des effets indésirables transitoires 2-3 jours après une infection bactérienne ou 8-9 jours après une infection virale, dans le cadre d’un régime normal. Des effets négatifs plus marqués peuvent être observés dans le cadre d’un régime riche en gras. Les différentes administrations peuvent entraîner une légère gêne aux animaux. Une petite douleur peut survenir lors des prélèvements de sang, suite à l’incision minime à l’extrémité de la queue. Le geste de contention peut entrainer un léger stress aux animaux.
Devenir
Tous les animaux utilisés dans cette étude seront mis à mort à la fin de chaque procédure pour prélèvement d’organes et analyse des modifications cardiovasculaire et immunologiques.
Remplacement
Dans ce projet, l'utilisation de modèles animaux est essentielle car les paramètres étudiés ne peuvent pas être remplacés efficacement par des procédures in vitro. Les interactions complexes entre la réponse immunitaire pulmonaire pendant et après la pneumonie et l'obésité nécessitent une approche globale que seul un modèle animal peut fournir. Les modèles animaux sont donc indispensables à une compréhension approfondie de ces phénomènes.
Réduction
Le nombre de souris a été réduit au minimum afin de permettre une analyse statistique fiable des résultats. Le nombre indiqué est un nombre maximum de souris et toutes ne seront pas forcément utilisées. Une partie des analyses sera conditionnée aux résultats obtenus sur l’étape d’avant.
Raffinement
Les souris sont hébergées en groupe sociaux harmonieux dans des cages de taille normalisée, enrichies en frisottis, avec un tunnel et un dôme, et en carrés de cellulose suivant leur nombre. Le nombre de souris par cage est adapté à leur poids, et les souris isolées sont évitées autant que possible. Dans l’éventualité où une souris est seule, sa cage sera placée au milieu des autres cages de façon à lui permettre de voir et d’entendre ses congénères. Sauf mention contraire, l’état général des souris est évalué quotidiennement, et un tableau d’évaluation par scoring des points limites adapté aux modèles a été mis en place. En fonction des scores obtenus, une ou plusieurs injections d’analgésiants seront réalisées. De façon à limiter les gênes consécutives aux administrations et aux prélèvements de sang, des analgésiques locaux seront utilisés. Dans ces conditions, les gestes réalisés n’entrainent pas de douleur résiduelle.
Choix des espèces
Les modèles murins d’infections sont des modèles fiables et reproductibles. Les résultats issus de ces modèles peuvent être transposés à l’homme avec une très bonne correspondance des résultats trouvés à la fois en médecine humaine et en expérimentation animale pour les données déjà générées dans ce projet de recherche. De plus, le modèle murin est le modèle de choix et utilisé de longue date pour caractériser les mécanismes impliqués dans la régulation du métabolisme des lipides et des maladies cardiovasculaires. Les animaux seront utilisés à l'âge adulte : ils auront 8 semaines au début des procédures et environ 8 mois à la fin. À ce stade, les paramètres cardiovasculaires sont stables et le système immunitaire est mâture. Ceci nous permet de réduire les variations individuelles et ainsi le nombre d'animaux requis en expérimentation animale.
Etude des circuits cérébraux impliqués dans la reproduction et le métabolisme et leurs réponses aux informations périphériques (EU2/2)
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système nerveux
Injections de vecteurs viraux dans le cerveau, ablation des gonades, chirurgie intracrânienne de deux à quatre heures pour poser des dispositifs d'enregistrement, régimes gras de trois à douze mois, jeûnes de 24 heures et expositions répétées à 4 °C : 14 020 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère, toutes tuées à l'issue pour prélever organes et tissus. Le projet étudie les cellules de l'hypothalamus qui relient métabolisme et reproduction, dont le porteur espère qu'elles "pourraient un jour servir de cible" à des traitements. Le suivi du comportement sur huit semaines ne précise aucun test. Le choix des espèces évoque aussi le rat pour les cultures de cellules, sans qu'aucun rat figure dans les effectifs déclarés.
Objectifs
Notre laboratoire cherche à mieux comprendre comment le cerveau contrôle des fonctions essentielles du corps, comme l’alimentation, le poids, la dépense d’énergie et la reproduction. Nous étudions en particulier les circuits du cerveau qui pilotent ces fonctions, ainsi que leur manière de recevoir et d’interpréter les informations venant du reste du corps. Nos travaux visent à comprendre : - quels mécanismes permettent aux cellules de communiquer entre elles dans ces processus ; - comment certaines cellules participent à la formation et au bon fonctionnement des réseaux de neurones qui contrôlent le comportement et le fonctionnement du corps ; - comment des facteurs comme l’alimentation, la lumière ou la température peuvent influencer certaines fonctions du cerveau liées au métabolisme et à la reproduction ; - comment ces cellules peuvent aussi jouer un rôle dans le vieillissement du cerveau et dans les fonctions qu’il coordonne. Pour répondre à ces questions, nous travaillons principalement sur des rongeurs, car cela permet d’étudier le cerveau et ses réseaux de manière précise, dans des conditions contrôlées. Ce projet se déroulera sur deux établissements utilisateurs EU 1/2 et EU 2/2 et le transfert des animaux entre les établissements sera limité au maximum.
Bénéfices attendus
Les maladies métaboliques, comme l’obésité et le diabète, posent aujourd’hui un vrai problème de santé publique. Elles ont un coût important pour la société et peuvent aussi empêcher de vieillir en bonne santé. Elles peuvent également perturber la fertilité, qui est devenue un enjeu important en France et en Europe. Nos recherches s’intéressent à certaines cellules d’une zone du cerveau appelée hypothalamus. Cette région joue un rôle essentiel dans l’équilibre entre le métabolisme, comme le poids corporel et la régulation du sucre, et la reproduction. Nous cherchons à comprendre comment ces cellules participent à ces fonctions et si elles pourraient un jour servir de cible pour de nouveaux traitements. L’un de nos objectifs est aussi de trouver des moyens d’agir sur le cerveau de manière plus sûre, sans avoir à forcer le passage à travers sa barrière naturelle de protection (la barrière hématoencéphalique), ce qui peut présenter des risques. À terme, ces travaux pourraient aider à mieux traiter certaines maladies métaboliques et troubles de la reproduction, tout en contribuant à préserver la santé du cerveau au cours de la vie.
Procédures
Les interventions décrites ici auront lieu dans les 2 établissements utilisateurs. Les animaux recevront différents traitements (vecteurs viraux ou molécules pharmacologiques), soit directement dans le cerveau (durée d’intervention : 30 minutes à 1h maximum), ou intracérébrale (durée d’intervention : 30 minutes à 1h maximum), soit en périphérie (20 minutes maximum). Ces traitements permettront d’étudier leurs effets sur plusieurs fonctions importantes, comme la reproduction, le métabolisme, le comportement et l’activité du cerveau. Les animaux seront suivis pendant plusieurs semaines au cours d’un suivi longitudinal afin d’observer l’évolution de ces effets dans le temps sur plusieurs fonctions importantes : - la reproduction (8 semaines), - le métabolisme (4 à 20 semaines), - le comportement (8 semaines), l’activité du cerveau (8 semaines maximum). La durée totale de ce suivi sera de 2 à 38 semaines avec des temps de récupération allant de 6 à 30 semaines pour les procédures nécessitant plusieurs gestes chirurgicaux. Au cours de ces procédures, des anesthésiques et des antidouleurs seront utilisés chaque fois que nécessaire pour limiter l’inconfort. Les anesthésies seront réalisées par injection intrapéritonéale ou inhalation et l’analgésie en injection sous-cutanée, intrapéritonéale ou en spray. Selon les besoins du protocole, les traitements pourront être administrés aux animaux par différentes voies : eau de boisson ou gavage, injection intrapéritonéale, injection intraveineuse, injection sous cutanée ou implants. Des prélevements sanguins pourront également être réalisés de manière unique ou répétées (veine mandibulaire, caudale, ou latérale) selon les volumes et fréquences maximales recommandées pour le bien être de l’animal et dans le respect de la réglementation en vigueur (durée des interventions 5 à 20 minutes). Dans certains groupes, des interventions chirurgicales seront nécessaires, comme l’ablation des gonades dans les études sur la reproduction (Durée intervention : 15-20 min. Durée anesthésie maximum 1h). Une intervention chirurgicale intracranienne sera pratiquée pour la mise en place de dispositifs permettant d’enregistrer l’activité cérébrale (durée de l’intervention 2 à 4h). Pour les études sur le métabolisme, les animaux pourront recevoir des régimes particuliers, tels que des régimes hyperlipidémiques (riche en graisses, durant 3 à 12 mois), une restriction alimentaire (10 jours maximum), ou une mise à jeun (durée maximale 24h).
Impact sur les animaux
Toute manipulation des animaux peut provoquer du stress, de la fatigue et de l’inconfort et des mesures de raffinement seront mises en place pour les limiter au maximum. Les manipulations sont effectuées par du personnel formé, et les animaux sont habitués aux manipulations afin de limiter le stress. Les procédures de chirurgie, d’injections ou de prélèvements de sang peuvent provoquer des douleurs à court-terme qui seront limitées par l’utilisation d’analgésiques pendant et après la procédure si nécessaire. Dans le cadre des études métaboliques ou comportementales, les animaux seront soumis à des conditions d’hébergement dérogeant aux standards réglementés. En effet les animaux pourront être privés de leur congénères (sans isolement visuel et olfactif) pendant des durées allant de 24h à 2 semaines et pouvant être répétées. Les animaux pourront être restreints en quantité de nourriture (maximum 10 jours) et/ou être exposés à des jeûnes allant jusqu’à maximum 24h. Enfin, pour évaluer la thermogénèse adaptative, les conditions standards de température d’hébergement pourront également modifiées dans les tests d’exposition au froid (maximum 24h d’exposition à 4°C, 4 expositions au maximum espacées d’au minimum 72h) ou de thermoneutralité (48h à 29-30°C > 4-8h à 4°C > 64-68h à 29-30°C > 6-8h à 4°C). Les différentes contraintes sont cependant appliquées de manière séquentielle avec des périodes de récupération permettant la stabilisation physiologique entre étapes et les animaux disposent d’un enrichissement compatible avec les mesures (litière et matériel de nidification).
Devenir
A l’issue des procédures, les animaux seront mis à mort, puis certains organes et tissus seront prélevés pour être analysés postmortem.
Remplacement
A chaque fois que cela sera possible, nous utiliserons des méthodes alternatives (cellules souches pluripotentes induites (IPS), organoïdes, cultures cellulaires, …). La dernière procédure consiste à prélever des tissus chez des animaux sans intervention lourde, afin de créer des cultures de cellules sur lesquelles nous pourrons tester des molécules directement en laboratoire (in vitro). Cela nous aidera à réduire le nombre de molécules et de doses à tester chez l’animal (in vivo), et donc à diminuer le nombre total d’animaux utilisés, en accord avec le principe des « 3R » (Remplacer, Réduire, Raffiner). Cependant, pour comprendre finement le fonctionnement normal et les dérèglements du système nerveux et des hormones (neuroendocrinologie), il est aujourd’hui encore indispensable d’avoir recours à des modèles animaux. Des méthodes alternatives permettant d’étudier, en laboratoire, des interactions très complexes entre cellules et tissus sont en cours de développement dans notre équipe, mais elles ne sont pas encore suffisamment avancées pour remplacer complètement les animaux. Notre recherche porte sur de grandes fonctions du corps, comme la reproduction, la régulation du poids et de l’équilibre énergétique, ou encore certaines fonctions liées à la mémoire. Ces fonctions sont trop complexes pour être entièrement étudiées uniquement avec des cellules en culture. En revanche, les travaux réalisés dans le cadre de ce projet permettront de produire de nouvelles connaissances et de nouvelles méthodes qui, à terme, aideront à mieux modéliser certains aspects de ces phénomènes in silico et ainsi, progressivement, à limiter davantage l’utilisation d’animaux.
Réduction
Le nombre d’animaux prévu dans ce projet est limité au strict minimum pour obtenir des résultats fiables sur le plan scientifique. La taille de chaque groupe a été calculée à l’aide d’un outil de planification expérimentale, afin d’éviter tout animal surnuméraire tout en garantissant la solidité des résultats. Par ailleurs, comme indiqué dans les procédures, certaines expériences ne seront réalisées que si les résultats des étapes précédentes le justifient. Nous présentons donc ici un nombre maximal d’animaux, qui ne sera en pratique pas atteint dans de nombreux cas.
Raffinement
Les animaux sont hébergés dans des conditions strictement contrôlées, avec un haut niveau de protection sanitaire. Ils ont accès à l’eau et à la nourriture en continu, et leur environnement est enrichi, par exemple avec des cylindres de coton, pour favoriser leurs comportements naturels, réduire le stress et les aider à maintenir leur température corporelle. Les périodes d’isolement sont limitées au minimum nécessaire et toujours justifiées. Les manipulations sont réalisées par du personnel formé, et les animaux sont progressivement habitués à ces manipulations pour diminuer au maximum leur stress. Une attention particulière est portée au principe de raffinement, qui consiste à adapter les procédures pour réduire au mieux la peur, l’anxiété et la douleur. Cela inclut, par exemple, le regroupement des animaux, l’enrichissement de leur environnement, ainsi que des soins attentifs avant, pendant et après les interventions (asepsie, anesthésie, analgésie). Toutes les procédures pouvant être douloureuses ou invasives sont effectuées sous anesthésie appropriée, avec une prise en charge de la douleur avant et après l’intervention lorsque c’est nécessaire. Après chaque anesthésie, les animaux sont surveillés en continu jusqu’à leur réveil complet. Par la suite, leur état général est contrôlé chaque jour : activité, posture, aspect du pelage, alimentation, hydratation et poids sont évalués à l’aide d’une grille de suivi. Des critères d’arrêt précis sont définis. Si un animal présente des signes de souffrance, de détresse prolongée, une perte de poids importante ou une dégradation de son état général, il est immédiatement retiré de l’étude et, si besoin, euthanasié afin d’éviter toute souffrance supplémentaire. Dans le cas où cela s’avèrerait vraiment nécessaire, les animaux seront transportés dans un véhicule climatisé dans des cages de transport agréées sous condition d’autorisation pour le statut sanitaire (distance 11,1 km ; statuts sanitaires équivalents) entre les établissements utilisateurs. Les animaux seront acclimatés pour une période de 7 jours sur le site d’accueil avant toute manipulation.
Choix des espèces
Nos projets de recherche en physiologie intégrée visent à comprendre le lien entre le cerveau et la périphérie afin d’identifier de nouvelles thérapies pour des pathologies telles que le diabète, l’obésité, l’infertilité et les maladies neurodégénératives. Le recours aux animaux est strictement limité aux situations où aucune méthode alternative ne permet d’obtenir un niveau d’information équivalent. Les espèces utilisées ont été choisies afin de maximiser la pertinence scientifique tout en minimisant la douleur, la souffrance et le nombre d’animaux. La souris est privilégiée en raison de la disponibilité d’outils génétiques et viraux permettant de cibler précisément des populations cellulaires, réduisant ainsi le nombre d’animaux nécessaires et la variabilité expérimentale. Le rat est utilisé uniquement lorsque la quantité de tissu requise ou la robustesse cellulaire ne peuvent être obtenues chez la souris, notamment pour l’établissement de cultures primaires. Pour les étapes principales (procédures 1 à 8), nous utiliserons des souris adultes, dès l’âge de 6 semaines, jusqu’à des animaux plus âgés (plus de 24 mois).
Méthode invasive de génotypage de lignées murines
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
Ce projet sert la gestion d'élevage d'une plateforme : 30 000 souriceaux âgés de 7 jours vont subir, sans anesthésie, une coupe de tissu pour déterminer leur génotype, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Le geste peut provoquer une douleur brève et un saignement, et le porteur justifie l'absence d'anesthésie par l'âge des souriceaux, tout en décrivant ce prélèvement comme "indispensable et non remplaçable". Les souriceaux au génotype non recherché ou "surnuméraire", 20 à 30 % en moyenne selon les lignées, sont tués, les autres gardés en vie pour d'autres projets, l'entretien des colonies ou des formations aux gestes techniques. Le champ structuré du devenir, vide, n'en signale aucun gardé en vie.
Objectifs
Ce projet a pour objectif de mettre en place des procédures de prélèvement de tissus pour le génotypage, spécifiquement dans le cadre de lignées à phénotype non dommageable. L’enjeu est d’assurer un suivi rigoureux des différentes lignées à phénotype non dommageable élevées au sein de la plateforme. L’objectif final est d’assurer une gestion optimale de l’ensemble des colonies animales à phénotype non dommageable élevées, en garantissant à la fois la qualité scientifique du génotypage et le respect du bien-être animal.
Bénéfices attendus
Le génotypage permet d’identifier avant sevrage les animaux possédant le génotype d’intérêt utilisés dans les projets expérimentaux de l’EU.
Procédures
Une seule intervention sur les animaux vigiles aura lieu : un prélèvement tissulaire pour génotypage. Cette intervention est réalisée en moins de 5 minutes sur chaque animal.
Impact sur les animaux
Ces gestes techniques peuvent provoquer une douleur brève, généralement légère et transitoire. Le stress lié à la contention est également une nuisance potentielle chez les jeunes animaux. Dans le cas de la coupe de tissus, un léger saignement peut survenir, mais il est en général limité et cesse spontanément. Enfin, des modifications comportementales transitoires peuvent être observées après la manipulation, telles qu’une réduction temporaire de l’activité ou un comportement d’évitement, mais elles disparaissent. L’ensemble de ces effets est limité par l’utilisation de méthodes validées, le raffinement des techniques, et la formation spécifique du personnel zootechnique chargé des interventions.
Devenir
Les animaux ne présentant pas le génotype recherché ou surnuméraire seront mis à mort (en moyenne 20 à 30% selon les lignées). Les animaux dont le génotype correspond aux besoins expérimentaux seront gardés en vie pour une utilisation dans d’autres projets de l’EU ou pour réaliser du maintien de colonies. Certains animaux non utilisés dans les projets expérimentaux de l’EU, pourront être utilisés dans des projets de prélèvements hors DAP ou pour les formations aux gestes techniques.
Remplacement
Le prélèvement tissulaire pour génotypage est indispensable et non remplaçable pour la gestion des lignées génétiquement modifiées à phénotype non dommageable utilisées dans les projets expérimentaux autorisés au sein de l’EU.
Réduction
Le nombre d’individus est calculé en fonction des besoins d’élevage de la plateforme et est optimisé aux besoins essentiels des expérimentateurs. Une gestion rigoureuse des individus notamment grâce au génotypage permet d’éviter l’élevage des individus surnuméraires et avec un phénotype non recherché.
Raffinement
Afin de garantir le bien-être animal, ces gestes techniques sont réalisés par un personnel qualifié, formé à des manipulations rapides et précises, permettant de minimiser le stress et l’inconfort pour l’animal. L’anesthésie n’est pas utilisée car elle est réalisée sur des individus âgés de 7 jours. L’environnement est enrichi par la mise à disposition de matériaux de nidification (coton, sizzle pad) de maisonnettes et de tunnels afin de favoriser les comportements naturels. Les manipulations sont effectuées de manière à limiter le stress, en privilégiant l’utilisation de tunnels ou la prise au creux de la main. L’état de santé et de bien-être des animaux fait l’objet d’un suivi quotidien.
Choix des espèces
L’espèce murine est l’espèce la plus utilisée au sein de la plateforme et le génotypage des lignées transgéniques est obligatoire pour la réalisation des projets expérimentaux. Les animaux concernés par ce projet ont 7 jours.
Étude de la maturation neuroendocrinienne et des conséquences fonctionnelles de perturbations précoces du développement chez la souris EU 2/2
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système nerveux
Les souris gestantes ou allaitantes reçoivent des molécules actives ou un régime gras, puis leurs souriceaux sont identifiés par un prélèvement à l'oreille ou à la queue et, pour certains, injectés de molécules ou de vecteurs viraux. Viennent ensuite, selon les groupes, jusqu'à douze mois de régime gras, dix jours de restriction alimentaire, des jeûnes de 24 heures, des isolements de 24 heures à deux semaines, quatre expositions de 24 heures à 4 °C, et des chirurgies de deux à quatre heures pour enregistrer l'activité cérébrale. 12 134 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, et les tests de comportement prévus vers huit semaines ne sont pas nommés. La narration annonce la mise à mort des souris à l'issue des procédures, alors que le champ structuré en compte 500 réutilisées.
Objectifs
Les premiers mois de vie constituent une période essentielle pour le développement du cerveau et de l’organisme. Durant cette phase, des facteurs tels qu’une naissance prématurée, une alimentation maternelle déséquilibrée, des variations hormonales ou certaines maladies génétiques peuvent influencer durablement la santé. Ces perturbations précoces peuvent augmenter, à long terme, le risque de développer des troubles métaboliques (comme l’obésité ou le diabète), des problèmes de fertilité (par exemple le syndrome des ovaires polykystiques), ainsi que des difficultés cognitives. Ce projet a pour objectif de mieux comprendre comment l’environnement précoce influence le développement du cerveau, en particulier les circuits neuronaux qui contrôlent des fonctions essentielles comme l’alimentation, l’équilibre énergétique et la reproduction. Plus précisément, ce projet vise à : - explorer l’impact des perturbations précoces sur le développement du cerveau et sur certaines fonctions essentielles tout au long de la vie, de la naissance à l’âge adulte ; - comprendre les mécanismes biologiques impliqués dans ces processus ; - identifier de nouvelles pistes thérapeutiques pour prévenir ou corriger certaines maladies, comme l’obésité, le diabète ou les troubles de la fertilité (par exemple le syndrome des ovaires polykystiques). Ce projet se déroulera sur deux établissements utilisateurs EU 1/2 et EU 2/2 et le transfert des animaux entre les établissements sera limité au maximum.
Bénéfices attendus
Les premiers mois de vie sont une période cruciale pour le développement du cerveau. Des perturbations durant cette phase, comme une naissance prématurée, des déséquilibres hormonaux ou une alimentation maternelle inadaptée, peuvent avoir des conséquences durables sur la santé de la descendance. Elles augmentent notamment le risque de troubles métaboliques (comme l’obésité, le diabète ou certaines maladies cardiovasculaires), de difficultés reproductives, ainsi que de troubles du développement cognitif à l’âge adulte. Les résultats de ce projet présentent un double intérêt. D’une part, ils permettront d’acquérir de nouvelles connaissances sur les mécanismes cellulaires et neuronaux impliqués dans le développement postnatal des circuits cérébraux qui régulent ces fonctions essentielles. D’autre part, ils pourraient contribuer à la santé publique en ouvrant la voie à de nouvelles stratégies de prévention ou de prise en charge des maladies métaboliques et reproductives. Enfin, ces travaux participeront au développement de modèles expérimentaux plus fiables et mieux adaptés pour la recherche en endocrinologie, en neurodéveloppement et en reproduction.
Procédures
Les interventions décrites ici pourront avoir lieu dans les 2 établissements utilisateurs. Les interventions d’une même procédure auront lieu soit intégralement dans l’EU1/2 soit intégralement dans l’EU2/2. Aucun transport d’animaux n’aura lieu en cours de procédure. Les animaux dont le modèle aura été créé dans l’EU2/2 seront transportés vers l’EU1/2 pour l’évaluation métabolique et comportementale. Chez les mères: Des femelles gestantes et/ou allaitantes recevront des molécules actives (par voie orale ou par injection) ou feront l’objet d’interventions nutritionnelles (régime enrichi en graisses). Les effets de ces traitements seront évalués chez les souriceaux dès la naissance, au cours d’un suivi longitudinal à moyen et long terme. Ce suivi comprendra différentes procédures d’évaluation de la reproduction (à partir de 8 semaines), du métabolisme (entre 4 et 20 sem.), du comportement (vers 8 sem.) et de l’activité cérébrale (jusqu’à 8 sem.). Chez la descendance: Tous les animaux issus des mères gestantes seront identifiés et prélevés au niveau de l’oreille ou de la queue. Des souriceaux (mâles et femelles) recevront, à des âges définis, des injections de molécules ou de vecteurs viraux. Ils feront ensuite l’objet d’un suivi longitudinal similaire, incluant des analyses de la reproduction, du métabolisme, du comportement et de l’activité cérébrale. Types d’interventions et durée : Les animaux pourront recevoir différents types de traitements par voie orale, par injections ou implantation de dispositifs. Des prélèvements sanguins seront réalisés (veines mandibulaire, caudale ou latérale), en respectant les volumes et fréquences maximaux autorisés. La durée de ces interventions est généralement comprise entre 5 et 20 minutes. Certains groupes seront soumis à des interventions chirurgicales dans le but d’évaluer la reproduction (anesthésie: 1h; intervention: 15 à 20 minutes) ou de réaliser un enregistrement de l’activité cérébrale (anesthésie et intervention: 2 à 4 h). Au cours de ces procédures, des anesthésiques et des analgésiques seront utilisés chaque fois que nécessaire. Les anesthésies seront réalisées par injection ou par inhalation et l’analgésie sera administrée par injection ou par application locale. Les animaux impliqués dans l’étude du métabolisme pourront recevoir des régimes spéciaux (régime enrichi en graisses pendant 3 à 12 mois), une restriction alimentaire (jusqu’à 10 jours) ou des périodes de jeûne (durée maximale de 24 heures).
Impact sur les animaux
Les manipulations réalisées sur les animaux peuvent entraîner du stress, de la fatigue et un certain inconfort. Certaines procédures, telles que les interventions chirurgicales, les injections ou les prélèvements sanguins, peuvent provoquer des douleurs légères de courte durée pouvant être répétées. Dans le cadre des études métaboliques ou comportementales, les animaux seront soumis à des conditions d’hébergement dérogeant aux standards réglementés. En effet les animaux pourront être privés de leur congénères (sans isolement visuel et olfactif) pendant des durées allant de 24h à 2 semaines et pouvant être répétées. Les animaux pourront être restreints en quantité de nourriture (maximum 10 jours) et/ou être exposés à des jeûnes allant jusqu’à maximum 24h. Enfin, pour évaluer la réponse aux changements de température, les conditions standards de température d’hébergement pourront également modifiées (maximum 24h d’exposition à 4°C, 4 expositions au maximum espacées d’au minimum 72h OU 24-72h à 30°C).
Devenir
À l’issue des procédures, les animaux sont mis à mort selon des méthodes réglementaires et encadrées, afin de permettre le prélèvement des tissus nécessaires aux analyses scientifiques. Ces prélèvements sont indispensables pour comprendre en détail les mécanismes étudiés et ne peuvent pas être réalisés autrement.
Remplacement
Pour évaluer l’impact de l’environnement périnatal sur le développement des systèmes neuroendocriniens, il n’existe actuellement pas d’alternative à l’expérimentation animale. La complexité des phénomènes étudiés, notamment l’influence de l’environnement maternel sur le développement de l’organisme, implique des interactions étroites entre plusieurs organes (cerveau, tissus périphériques, systèmes hormonaux) qui ne peuvent pas être reproduites de manière fiable par des modèles informatiques. Les animaux invertébrés ne peuvent pas être utilisés dans ce contexte, car leur organisation biologique est très différente de celle des mammifères. Ils ne possèdent pas les mêmes structures cérébrales ni les mêmes systèmes hormonaux, ce qui ne permet pas d’étudier les mécanismes neuroendocriniens pertinents pour la santé humaine. Par ailleurs, les modèles in vitro, tels que les organoïdes ou les cellules souches, bien qu’utiles pour certaines questions spécifiques, ne permettent pas de reproduire la complexité des interactions entre les organes ni les réponses physiologiques intégrées de l’organisme entier. Or, ces interactions sont essentielles pour répondre aux objectifs de nos recherches en physiologie intégrée.
Réduction
Le nombre d’animaux nécessaires a été déterminé à l’aide de calculs de puissance statistique, afin de garantir l’obtention de données fiables tout en limitant leur utilisation au strict minimum. La taille de chaque groupe expérimental a été définie à l’aide d’outils de planification adaptés, permettant d’éviter l’utilisation d’animaux en excès tout en assurant la robustesse des résultats. Par ailleurs, certaines expériences ne seront entreprises que si les résultats des étapes précédentes le justifient, ce qui permet d’éviter des expérimentations inutiles. Enfin, les protocoles expérimentaux ont été conçus pour optimiser l’utilisation de chaque animal. Lorsque cela est possible, plusieurs types d’analyses seront réalisés sur un même individu (par exemple, des évaluations physiologiques et des analyses moléculaires sur différents organes), réduisant ainsi le nombre total d’animaux nécessaires.
Raffinement
Les animaux sont hébergés dans des conditions strictement contrôlées, garantissant leur bien-être et un bon état de santé. Ils ont accès en permanence à l’eau et à la nourriture, et leur environnement est enrichi (par exemple avec des matériaux pour construire un nid), afin de leur permettre d’exprimer des comportements naturels et de réduire le stress. Les manipulations sont réalisées par du personnel formé et les animaux sont progressivement habitués à être manipulés afin de diminuer leur stress. Une attention particulière est portée à la réduction de toute douleur, peur ou inconfort. Lorsque des interventions sont nécessaires, elles sont réalisées sous anesthésie adaptée et des traitements contre la douleur sont administrés si besoin, avant et après les procédures. Après chaque intervention, les animaux sont surveillés attentivement jusqu’à leur réveil complet, puis leur état de santé est suivi quotidiennement (activité, alimentation, poids, comportement) avec le moins de perturbations possibles. Une attention particulière sera apportée afin de prévenir tout transfert d‘odeurs étrangères à la cage qui pourraient compromettre le lien entre la mère et ses petits. Des critères précis sont définis pour intervenir rapidement en cas de problème. Si un animal montre des signes de souffrance ou de détresse, il est immédiatement pris en charge et, si nécessaire, retiré de l’étude afin d’éviter toute souffrance prolongée. Dans le cadre des études métaboliques ou comportementales, les différentes contraintes sont appliquées de manière séquentielle avec des périodes de récupération permettant la stabilisation physiologique entre étapes et les animaux disposent d’un enrichissement compatible avec les mesures (litière et matériel de nidification). Lors du déplacement des animaux de l’EU2/2 vers l’EU1/2, les animaux seront transportés dans un véhicule climatisé dans des cages de transport agréées sous condition d’autorisation pour le statut sanitaire (distance 11,1 km ; statuts sanitaires équivalents) entre les EU. Les animaux seront acclimatés pour une période de 7 jours sur le site d’accueil avant toute manipulation. Des points limites ont été définis et seront appliqués. Tout animal présentant des signes s’approchant ou atteignant l’un d’entre eux seront retirés de l’étude et si nécessaire, mis à mort.
Choix des espèces
Nos projets de recherche en physiologie intégrée visent à comprendre les interactions entre le corps et le cerveau afin d’identifier de nouvelles approches thérapeutiques pour des pathologies telles que le diabète, l’obésité et l’infertilité. Nous étudierons des souris de la naissance à l’âge adulte afin de couvrir l’ensemble des étapes clés du développement et de la maturation des systèmes biologiques. La période néonatale correspond à une phase critique de mise en place et d’organisation des structures, notamment au niveau neuroanatomique et neuroendocrinien, tandis que l’âge adulte reflète un état fonctionnel stabilisé de ces systèmes. Cette approche permet d’appréhender la dynamique des mécanismes physiologiques au cours du temps et d’identifier d’éventuelles origines développementales aux altérations observées à l’âge adulte. Le recours aux animaux est strictement limité aux situations dans lesquelles aucune méthode alternative ne permet d’obtenir un niveau d’information équivalent. L’espèce utilisée a été choisie de manière à maximiser la pertinence scientifique tout en minimisant la douleur, la souffrance et le nombre d’animaux utilisés. La souris est privilégiée car des données essentielles à l’interprétation des résultats ne sont disponibles que dans cette espèce, ce qui contribue également à réduire la variabilité expérimentale et, par conséquent, le nombre d’animaux nécessaires. De plus, les études physiologiques en neuroendocrinologie ainsi que les recherches sur l’obésité et l’infertilité ont historiquement été menées chez la souris, facilitant la comparaison avec les données existantes. Enfin, certaines expériences proposées nécessitent l’utilisation d’animaux génétiquement modifiés pour lesquels la souris constitue de loin le modèle expérimental le plus pertinent et le mieux caractérisé.
Modèles précliniques pour l’étude des maladies hépatiques liées à l’alcool
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
- Troubles gastrointestinaux
Soumises à des régimes enrichis en éthanol et à des administrations orales d'éthanol jusqu'à douze semaines, avec un effet sédatif et une "potentielle perte de conscience transitoire", 3 225 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Certaines reçoivent aussi un régime gras qui les rend obèses et limite leurs mouvements, pour tester des traitements des maladies du foie liées à l'alcool au fil de 45 projets. La description des procédures annonce 15 jours de cage individuelle pour le régime liquide, celle des effets néfastes en compte 25. Toutes sont tuées à la fin pour prélever leur foie et d'autres organes.
Objectifs
Les maladies hépatiques liées à l’alcool constituent un problème majeur de santé publique à l’échelle mondiale. Elles représentent l’une des principales causes de cirrhose, d’insuffisance hépatique et de cancer du foie, entraînant une morbidité et une mortalité importantes. Selon l’Organisation mondiale de la Santé, la consommation nocive d’alcool est responsable de plusieurs millions de décès chaque année dans le monde et contribue de manière significative à la charge globale des maladies chroniques. En outre, l’augmentation de la prévalence de l’obésité, du diabète de type 2 et du syndrome métabolique a conduit à l’émergence d’un nouveau profil de maladie hépatique. Cette maladie associe une consommation d’alcool excessive associée à une disfonction du foie lié à des problèmes métaboliques, souvent observée chez les patients souffrant d’obésité. Dans ce contexte, le développement de nouvelles approches thérapeutiques visant à prévenir ou limiter les lésions hépatiques induites par l’alcool constitue un enjeu médical majeur. L’objectif de ce projet est d’évaluer l’efficacité de nouvelles thérapies dans deux modèles murins de consommation excessive d’alcool afin de proposer de nouvelles thérapies pour les patients (nous réaliserons 45 projets sur 5 ans) .
Bénéfices attendus
L'intérêt de ce projet est la maîtrise des deux modèles de maladies hépatiques liées à l’alcool. Ils permettront de mieux comprendre les mécanismes impliqués dans le développement de ces maladies métaboliques associée à la consommation excessive d’alcool et ainsi de tester et valider de nouvelles thérapies qui pourront être utilisés pour traiter les maladies hépatiques chez l'homme. Cette étude aura ainsi des bénéfices pour l'homme à long terme en extrapolant les résultats.
Procédures
Pour induire des complications hépatiques liées à l’alcool, des régimes enrichis en éthanol et une administration orale d’éthanol seront appliquées aux animaux pendant toute la durée du projet (jusqu’à 12 semaines). Les composés à tester/de référence seront administrés une à deux fois par jour par toutes voies possibles (1 minute sur animal vigile et 5 minutes sur animal anesthésié). Jusqu’à 6 prélèvements de sang seront réalisés au cours de la vie de l’animal afin de suivre des paramètres biologiques ou l’élimination des produits testés. Un prélèvement de sang dure environ 2 minutes par animal. Dans le cas de prélèvements de sang visant à quantifier des paramètres métaboliques, les animaux seront mis à jeun 6h maximum avant le prélèvement (retrait de l’aliment mais libre accès à l’eau). Dans le cadre du modèle sous régime liquide, nous hébergerons les animaux en cage individuelle avec un sur-enrichissement pendant 15 jours.
Impact sur les animaux
- L’administration d’éthanol par voie orale induit des effets similaires à une alcoolisation chez l’homme, avec un effet sédatif et une potentielle perte de conscience transitoire. - Obésité induite par l’ingestion d’un régime gras : Le maintien de l’animal sous régime gras favorise sa prise de poids et limite ses capacités de mouvements. - Les prélèvements de sang réalisés et les traitements : aucun effet douloureux n’est attendu après ces mesures cependant, il peut arriver qu’un animal soit stressé par certains gestes techniques (contentions pour administration ou prélèvement). - L’utilisation du régime liquide nécessite un hébergement individuel pendant 25 jours ( jusqu'à 10 jours d'acclimatation, 5 jours d’habituation au régime liquide et 10 jours avec l’ajout de l’éthanol au régime). Cela peut induire un stress. - La mise à jeun de 6h peut induire un stress léger.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort pour prélever les organes cibles (le foie notamment).
Remplacement
Les complications hépatiques liées à l’alcool et l’obésité sont des dérèglements multi organes, qui se passent de façon séquentielle dans un ordre bien précis lors du développement de la maladie. Pour trouver un traitement efficace ciblant les comorbidités, l'utilisation d'un modèle animal est nécessaire pour mimer à la fois l'atteinte multi-organe et l'évolution de la pathologie au cours du temps.
Réduction
Toutes les procédures nécessaires à la caractérisation de la pathologie, de ses comorbidités ou sa résolution, le cas échéant, seront réalisées sur le même animal afin de réduire le nombre d'animaux inclus dans l'étude. Quand plusieurs groupes de traitement sont étudiés, des tests statistiques sont réalisés.
Raffinement
L’état physique des souris est observé quotidiennement, des changements significatifs dans le comportement des animaux peuvent être annonciateurs de douleur : une démarche altérée ou une posture recroquevillée ou une déshydratation/perte d’appétit ou les yeux mi-clos ou une absence de selles ou une absence de comportement de toilettage, entraineront un examen clinique poussé. Si l’état clinique de l’animal venait à se dégrader et atteindre les points limites, ce dernier serait mis à mort. En cas de déshydratation, une injection sous cutanée de solution de réhydratation est réalisée. En cas d’hypothermie, l’animal sera placé en armoire chauffante. Pour limiter le stress lié à l’hébergement individuel dans le premier modèle, les cages étant transparentes et les unes à côté des autres, les animaux peuvent voir leur congénère à proximité. De plus nous ajouterons du sur-enrichissement (tunnel suspendu, igloo, cocoon...). Une habituation au régime liquide sera réalisée pendant 5 jours. Une habituation progressive à la contention sera prévue avant le début des traitements et/ou les prélèvements de sang (2 à 5 sessions). Enfin, en cas d'apparition de plaies en cours d’étude, des soins seront réalisés. L'utilisation des antibiotiques sera validé avec le vétérinaire désigné. Les prélèvements terminaux seront réalisés sous couverture anesthésique et analgésique adaptée.
Choix des espèces
Les deux modèles de souris utilisés dans le présent projet sont connus pour l'étude des complications hépatiques liées à l’alcool car suffisamment caractérisés et publiés. En conséquence la connaissance acquise sur ces deux modèles permet de limiter le nombre d'animaux utilisé. Les souris sont utilisées à partir de 10 semaines d’âge en référence à des publications qui recommandent de ne pas utiliser des souris plus jeunes car plus sensibles à l’éthanol.
Mise au point d’un modèle de souris pour mieux comprendre les effets de la dystrophie myotonique de type 1 sur le système nerveux
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Les souris de ce projet sont génétiquement modifiées pour déclencher à volonté les mécanismes de la dystrophie myotonique de type 1, l'induction se faisant dès le premier jour de vie pour une partie d'entre elles. 3 672 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour analyser leur cerveau, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent une injection sous anesthésie ou une chirurgie de trente minutes, deux mois de régime mou pour certaines, et le porteur cite parmi les symptômes attendus l'apathie, la myotonie "ou encore mort subite". Les deux tests d'anxiété prévus ne sont pas nommés.
Objectifs
La dystrophie myotonique de type 1 (DM1) est une maladie rare et multisystémique, avec un large éventail de symptômes cliniques affectant des patients de tous âges et des deux sexes. La DM1 est l'une des formes les plus courantes de dystrophie musculaire. Bien qu'elle ait été initialement caractérisée par des symptômes musculaires tels que la faiblesse musculaire, la myotonie, les défauts de conduction cardiaque; elle est hautement multisystémique. Les manifestations neuropsychologiques sont très invalidantes et particulièrement prononcées dans les formes précoces de la DM1. Ce projet vise à comprendre le rôle des différents types de cellules du cerveau (neurones, astrocytes et oligodendrocytes) dans les atteintes cérébrales observées dans la DM1, ainsi qu'à déterminer si ces atteintes sont réversibles et à quel moment la mise en place d'un traitement serait le plus efficace.
Bénéfices attendus
La dystrophie myotonique de type 1 (DM1) est la forme la plus fréquente de dystrophie musculaire chez l'adulte. Sa prévalence mondiale est estimée à 1 personne sur 8000, avec des variations selon les régions. Une étude récente suggère une prévalence globale pouvant atteindre 1 cas sur 2400 individus. La DM1 est une maladie chronique, évolutive et multisystémique, ainsi la prise en charge mobilise de nombreuses ressources médicales, sociales et familiales. Les soins de santé actuels se concentrent sur la réduction des incapacités grâce à des approches médicales multidisciplinaires, entraînant des coûts substantiels atteignant en moyenne 50 000 euros par patient par an. Ces dépenses peuvent s’élever à 1,5 million d’euros au cours des deux premières années de vie dans les cas congénitaux les plus sévères. Par conséquent, la recherche de traitements efficaces n’est pas seulement une nécessité médicale, mais également un impératif socio-économique essentiel pour améliorer la qualité de vie des patients, favoriser leur intégration socio-économique et réduire les coûts des soins de santé. Les efforts de recherche et de thérapie sur la DM1 se sont principalement concentrés sur les symptômes musculaires, tandis que la recherche sur la physiopathologie cérébrale a commencé plus tard et reste non résolue. Ce projet permettra de valider un nouveau modèle de souris unique, conçu pour reproduire plus fidèlement les atteintes cérébrales de la dystrophie myotonique de type 1 (DM1). Une fois ce modèle validé, il sera utilisé pour mieux comprendre le rôle des différents types de cellules du cerveau et il permettra également d'évaluer si ces troubles peuvent être corrigés lorsque l'expression des ARN toxiques est arrêtée, ce qui reproduit l'effet attendu de futures approches thérapeutiques ciblant le système nerveux central.
Procédures
En début de procédure, les animaux seront soumis à une injection sous anesthésie générale (1 minute) ou une chirurgie sous analgésie et anesthésie générale et locale (30 minutes). Les animaux suivront ensuite deux tests comportementaux pour tester l'anxiété (animal vigile, 30 minutes maximum par test). Quelques groupes d'animaux seront mis sous un régime alimentaire spécial en cours de procédure (animal vigile, 2 mois maximum). Enfin, un prélèvement sanguin sera réalisé en fin de procédure (animal sous anesthésie générale, 1 minute) suivi d'une euthanasie réglementaire (animal sous anesthésie générale pour certains groupes avec un acte de 1 minute et animal sous anesthésie générale et analgésie pour les groupes avec chirurgie terminale de 15 minutes).
Impact sur les animaux
Dans le cadre de ce projet, les animaux seront exposés à plusieurs nuisances : les injections pourront provoquer une douleur légère et de courte durée au niveau du site d'injection. Certaines injections et prélèvements sanguins pourraient engendrer un hématome ou une hémorragie dans de rares cas. Les actes chirurgicaux peuvent entrainer des douleurs modérées ainsi que des difficultés de récupération et de cicatrisation. Certains actes seront réalisés sous anesthésie ce qui pourrait provoquer une hypothermie et dans de rares cas une détresse cardiorespiratoire. Les tests comportementaux peuvent engendrer un stress chez l'animal. Les incisives pourraient connaitre une pousse excessive avec la mise en place d'une alimentation spéciale molle. Enfin, les animaux pourraient développer des symptômes de la dystrophie musculaire après l'induction via administration : apathie, somnolence, myotonie ou encore mort subite.
Devenir
En fin de procédure, les animaux seront euthanasiés afin de pouvoir réaliser toutes les analyses nécessaires au projet : différents prélèvements seront réalisés afin d'analyser les effets de la maladie sur le cerveau. Ces analyses permettront d'étudier le fonctionnement de certains gènes, d'observer la présence des marqueurs caractéristiques de la maladie, d'évaluer l'état des cellules du cerveau, de mesurer le poids du cerveau et de rechercher d'éventuels signes d'inflammation ou d'altérations des tissus.
Remplacement
Le projet se concentre sur une maladie humaine rare : la dystrophie myotonique de type 1 (DM1). Des études préliminaires ont validé la stratégie en culture cellulaire, où le système d'activation-réversion a démontré son efficacité. Ces travaux ont été réalisés sur des neurones primaires et seront étendus aux astrocytes et aux oligodendrocytes. Toutefois, si les modèles de culture cellulaire permettent d'étudier certains mécanismes à l'échelle d'une cellule ou d'un type cellulaire, ils ne reproduisent pas la complexité d'un organisme entier. L'utilisation de souris génétiquement modifiées est donc indispensable pour étudier les interactions entre les différents tissus et cellules, ainsi que les effets de la stratégie thérapeutique dans un contexte physiologique complet.
Réduction
3672 animaux seront utilisés dans ce projet. Afin de réduire et d’optimiser le nombre d’animaux, la stratégie a d'abord été validée in vitro, ensuite, tous les animaux issus des croisements (sans distinction de sexe) seront utilisés et les souris n’ayant pas le génotype d’intérêt seront utilisées comme contrôles, enfin nous utiliserons les mêmes groupes contrôles pour chaque expérience. La procédure a été établie de manière à ce que chaque animal testé permette d’obtenir le plus de résultats possibles (physiologie, biologie moléculaire, histologie...). Nos études précédentes, nous ont permis de déterminer le nombre minimum de souris à utiliser afin de nous permettre de réaliser des analyses statistiques fiables.
Raffinement
Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation. Les animaux sont hébergés avec leurs congénères (l’hébergement individuel est limité au maximum) en portoirs ventilés avec un système d’abreuvement automatique et un accès ad libitum à la nourriture et l’eau. Le milieu est enrichi avec deux enrichissements minimum (nidification et mastication) et les animaux sont vérifiés quotidiennement. Les animaux sont déjà acclimatés à l'environnement car l'élevage est dans l'établissement. Le projet a été mis au point afin de permettre une interprétation fiable des résultats dans le respect du bien-être animal. Une anesthésie associée à une analgésie est mise en place dès que nécessaire (injections, chirurgie, prélèvements). Des précautions sont prises pour éviter le rejet par la mère dès que des souriceaux sont manipulés. Un gel ophtalmique est placé sur les yeux des souris adultes endormies afin d’éviter une sécheresse oculaire. Quand les animaux sont sous anesthésie, ils sont placés sur tapis chauffant pour limiter l’hypothermie. Pour les tests comportementaux les animaux seront manipulés dans une pièce dédiée au calme. Si les régimes alimentaires particuliers sont mous, un bâton à ronger en bois sera ajouté dans la cage. Ainsi, la douleur et le stress sont limitées en apportant des soins adaptés ainsi qu’une surveillance attentive accompagnée de points limites suffisamment prédictifs et précoces.
Choix des espèces
Nous utilisons un modèle de souris spécialement développé pour cette étude, qui permet de déclencher de manière contrôlée les mécanismes de la dystrophie myotonique de type 1. Ce modèle est particulièrement adapté pour comprendre comment la maladie affecte le cerveau et pour évaluer l'efficacité de nouvelles approches thérapeutiques dans des conditions proches de celles observées chez les patients. Deux âges sont utilisés : la naissance (1 jour de vie), pour reproduire une atteinte d'origine périnatale (formes congénitale et pédiatrique), et l'âge adulte (60 jours de vie), pour reproduire une atteinte d'origine tardive. Les analyses sont conduites jusqu'à un âge maximal de 6 mois. Ce choix permet de valider l'induction et l'extinction du système à des âges d'apparition représentatifs de l'hétérogénéité clinique de la maladie.
Évaluation du potentiel thérapeutique de candidats médicaments en oncologie sur des modèles murins développés par xénogreffe et allogreffe de cellules cancéreuses
- Recherche appliquée
- Cancers
Des cellules cancéreuses injectées dans la peau, les muscles, les os, les articulations, la prostate, les glandes mammaires, le cerveau ou le cœur, puis jusqu'à quatorze semaines de traitements expérimentaux : 1 800 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, toutes tuées puis autopsiées à l'issue. Le projet teste des candidats anticancéreux au fil de dix études, dont les effets indésirables sont discutés "avec les clients" avant chaque protocole. Certaines souris ont un système immunitaire inactif. Pour l'ostéosarcome, un cancer des os, le porteur prévoit d'injecter des souris âgées de 4 à 5 semaines.
Objectifs
Ce projet vise à tester de nouveaux traitements contre le cancer, en utilisant des modèles de tumeurs créés par injection de cellules cancéreuses chez la souris. Pour 5 ans de projet, le nombre maximal d’animaux utilisés sera de 1800 souris. Le nombre d’études/protocoles prévisionnel sur les 5 ans de projet est de 10 études/protocoles. Certain(e)s études/protocoles pourront nécessiter environ 10 à 20 animaux, tandis que d’autres pourront nécessiter jusqu’à 360 animaux maximum. L’effectif de chaque étude sera adapté aux besoins scientifiques et expérimentaux. Le nombre de 10 études/protocoles constitue alors une estimation prévisionnelle et pourra évoluer en fonction des besoins scientifiques, sans que le nombre total de souris utilisées puisse dépasser 1 800 sur la durée du projet. Les modèles de tumeurs créés chez la souris ont de nombreux avantages en recherche préclinique, notamment : (i) mimer et pouvoir étudier les mécanismes biologiques impliqués dans le développement et la récidive des cancers; (ii) permettre l’étude des interactions entre les cellules cancéreuses et ce qui les entourent ; (iii) permettre d’analyser la/les réponse(s) des cellules cancéreuses aux traitements en cours de développement ; (iv) permettre d’étudier les voies d’administration et le devenir des molécules à l’étude dans l’organisme, tout en analysant leurs toxicités ; et (v) pouvoir prédire les applications de ces potentiels traitements chez l’homme. Suivant le type de cellules cancéreuses utilisées et le site d’implantation choisi pour celles-ci, il est possible de créer différents modèles tumoraux chez la souris, tels que le cancer du sein ou encore de la prostate.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus de ce projet sont principalement de nature scientifique et translationnelle (la recherche translationnelle vise à transformer les découvertes scientifiques en applications concrètes pour les patients). À court terme, ce projet permettra d’évaluer, dans des systèmes vivants intégratifs pertinents, l’efficacité et la tolérance d’anticancéreux potentiels. Il fournira des données sur la biodisponibilité (portion et vitesse de passage dans la circulation sanguine) et le métabolisme (transformation chimique) des molécules, leurs capacités à inhiber le développement des tumeurs et leurs éventuels effets toxiques. L’ensemble des résultats pourra être extrapolé à ce qui pourrait être observé chez l’homme, ce qui permettra d’identifier les traitements les plus prometteurs et d’orienter les décisions de poursuite ou d’arrêt de leur développement. À moyen terme, les données générées contribueront à améliorer la compréhension des mécanismes liés au développement des cancers. Elles permettront également d’approfondir les connaissances sur les mécanismes d’action des familles chimiques des molécules étudiées. De plus, les résultats obtenus permettront d’affiner la méthodologie de développement des modèles précliniques tumoraux. Grâce aux retours d’expériences, le développement des futurs candidats médicaments en oncologie sera mieux orienté. À plus long terme, ce projet vise à contribuer à la sélection rationnelle de candidats médicaments destinés aux essais cliniques. Les résultats obtenus permettront ainsi de réduire les incertitudes liées à l’extrapolation des données expérimentales à l’humain, tout en améliorant la pertinence des choix faits lors de la phase de développement préclinique des futurs médicaments anti-cancéreux.
Procédures
Les études prévoient une injection unique de cellules cancéreuses par différentes voies d'administration (au niveau de la peau, des muscles, du tissu osseux, des articulations, de la prostate, des glandes mammaires, du cerveau, du cœur ou par voie intraveineuse). La voie d’administration dépendra du cancer à modéliser. Cette injection sera réalisée sous anesthésie générale, avec une prise en charge adaptée de la douleur. La durée de l’injection variera de 1 à 30 minutes selon la voie d'administration utilisée, et une radiographie pourra être réalisée pendant la procédure (5 à 10 minutes). Le volume injecté dépend de la voie d'administration et est défini à partir de critères physiologiques propres à la souris, dans le respect du bien-être animal et conformément aux recommandations des guides de bonnes pratiques. Les traitements expérimentaux pourront être administrés avant et/ou après l'injection des cellules cancéreuses, jusqu'à 14 semaines après celle-ci, par différentes voies (orale, sous-cutanée, intraveineuse, intrapéritonéale, intramusculaire ou intra-articulaire). Les administrations dureront de 1 à 8 minutes et pourront être répétées selon le protocole expérimental. Les volumes administrés dépendront de la voie d'administration, et ils sont définis à partir de plusieurs critères physiologiques propres à la souris, en tenant compte du respect du bien-être animal, et des conseils rassemblés dans les guides de bonnes pratiques. Les fréquences des administrations dépendront de la voie d'administration et de la nature des traitements expérimentaux. Les fréquences d’administration sont définies à partir de plusieurs critères physiologiques propres à la souris, en tenant compte du respect du bien-être animal, et des conseils rassemblés dans les guides de bonnes pratiques. Au cours des études, des prélèvements sanguins, des collectes d'urine et, en fin d'étude, des prélèvements de liquide synovial (liquide présent dans les articulations) pourront être réalisés. Les prélèvements sanguins seront effectués sur des animaux vigiles, en moins de 5 minutes, dans le respect des limites réglementaires en termes de volume et de fréquence des prélèvements. Les prélèvements de liquide synovial seront réalisés sous anesthésie générale avant la mise à mort.
Impact sur les animaux
Une observation quotidienne de l’état général des animaux, ainsi qu’une évaluation clinique détaillée à minima 2 fois par semaine du comportement, du poids, et des volumes tumoraux seront réalisées tout au long de l’étude afin d’identifier et circonscrire ou éliminer le plus rapidement et efficacement possible toute nuisance ou effet indésirables éventuels sur les animaux. Des nuisances ou effets indésirables liés à l’induction du/des modèles oncologiques murins (injection des cellules cancéreuses sur les souris) et au développement tumoral sont attendus dans ce projet. Plus précisément, nous surveillerons l'état général et clinique des animaux pour déceler tout éventuel traumatisme et inflammation au niveau des sites d’injections des cellules cancéreuses, ainsi que tout mal-être en lien avec le développement de la/des tumeur(s). Des nuisances ou effets indésirables liés aux traitements à tester peuvent être observés lors de leurs administrations ou plus tardivement (exemple : perte de poids). Les nuisances et effets indésirables susceptibles d’être observés seront abordés avec les clients avant toute mise en œuvre de l’étude / du protocole. Ils seront également anticipés grâce aux informations obtenues au cours d’études / de protocoles préalablement réalisés et à une veille bibliographique inhérente au(x) traitement(s) à administrer.
Devenir
À l’issue de chaque étude/protocole, les animaux seront anesthésiés, mis à mort puis autopsiés, et les organes d’intérêt seront prélevés. Les échantillons sanguins, urinaires et de liquide synovial (liquide présent dans les articulations) seront analysés afin de déterminer les concentrations des molécules testées dans ces compartiments, d’évaluer leurs toxicités et la réponse biologique aux traitements. Les organes prélevés pourront également faire l’objet d’analyses diverses afin d’évaluer la distribution des molécules dans l’organisme, d’étudier leurs éventuelles toxicités et d’analyser les éventuelles modifications tissulaires suite aux traitements (tissus sains et tissus cancéreux).
Remplacement
De manière générale, les traitements que nous évaluons sur des modèles animaux ont fait l’objet de tests préliminaires mais le passage chez l’animal reste indispensable afin d’identifier et analyser les interactions des molécules à l’étude avec l’organisme. En effet, les tests préliminaires actuels permettent d’anticiper les comportements des molécules testées, mais ne fournissent pas d’informations fiables sur leurs effets généraux sur l’organisme. Aucune méthode alternative ne permet actuellement de reproduire tous les paramètres physiologiques qui sont liés à un individu dans sa globalité. De plus, dans le cadre des études en cancérologie, il est pour le moment impossible de reproduire artificiellement les mécanismes et la complexité de la pathologie.
Réduction
Le nombre d’animaux par groupe sera réduit au minimum tout en s’assurant de pouvoir obtenir des résultats fiables et ainsi permettre une interprétation robuste des données et éviter toutes répétitions du protocole/de l’étude. Le nombre d’animaux par groupe sera de 10 maximum. Ce nombre a été déterminé grâce à nos données historiques et à des calculs. Cet effectif pourra être revu à la baisse après analyse de résultats préliminaires et dans le cas où le(s) traitement évalué(s) est/sont connu(s) (exemple : traitement(s) de référence). Le nombre de groupe sera de 10 maximum, par temps d’analyse expérimental (3 temps expérimentaux d’analyse maximum par étude / protocole). De plus, les groupes seront optimisés pour éviter toute redondance. En cas de risque d’exclusion d’animaux identifié (exemple : animaux de nature agressive), il sera possible d’ajouter des animaux de réserve. Le nombre d’animaux de réserve ne dépassera pas 20% de l’effectif total ou 1 animal par groupe par temps expérimental d’analyse.
Raffinement
Une phase d’acclimatation, de minimum 7 jours, sera respectée. Les animaux seront stabulés en groupes sociaux dans des locaux adaptés (pièces sous atmosphère contrôlée, cages ventilées, accès ad libitum à l’eau et à la nourriture, enrichissement (tunnel) permettant leur maintien dans un environnement adéquat, n'induisant pas de mal être. Un hébergement individuel temporaire pourra-être mise en place par exemple en cas de complications post-opératoires nécessitant un isolement (réouverture d’un site opératoire, etc.) ou encore en cas d’agressivité. Dans ce cas, l’enrichissement sera augmenté. Un suivi quotidien et un suivi clinique plus approfondi, à minima 2 fois par semaine, seront réalisés, avec prise de poids, mesure du volume des tumeurs et observations des caractéristiques spécifiques aux modèles tumoraux (exemple : observation des signes de boiterie pour le modèle ostéosarcome (cancer des os)). Les animaux seront maintenus un minimum de temps en situation d’inconfort lors de leur manipulation (ex : au moment de leur pesée et de la mesure du volume de la tumeur, ou au moment des prélèvements sanguins). Nous mettrons en place des mesures adaptées et spécifiques pour réduire au maximum/éliminer le mal être éventuel occasionné par les manipulations, le développement tumoral et les différents traitements : les conditions d’hébergement seront optimisées (litière spécifique, augmentation de l’enrichissement, facilité d’accès à l’alimentation/ à l’eau et ajout de nourriture appétente), nous utiliserons des traitements antalgiques dès l’apparition de signes cliniques de douleur ou pour éviter l’apparition de ceux-ci. Tout animal ayant atteint un ou plusieurs points limites, repérés le plus précocement possible grâce à un suivi clinique précis, sera mis à mort.
Choix des espèces
La souris est un modèle animal largement utilisé dans les études précliniques en raison de la proximité de nombreuses caractéristiques biologiques et physiopathologiques avec celles observées chez l’homme. Il s’agit d’un modèle très bien caractérisé, pour lequel il existe un important recul scientifique ainsi que de nombreuses données de référence. De plus, sa taille et ses caractéristiques physiologiques permettent le prélèvement de volumes suffisants de liquides biologiques (sang, liquide synovial, etc.) afin de réaliser l’ensemble des analyses requises dans le cadre des projets scientifiques. Ainsi, la souris constitue un modèle pertinent pour étudier les mécanismes pathologiques, évaluer l’efficacité et la tolérance des médicaments en développement, et générer des données utiles à la préparation des essais cliniques chez l’homme. Selon les questions scientifiques initialement posées dans les études/protocoles, des souris ayant une système immunitaire inactif ou actif pourront être utilisées. Le choix du sexe et de l’âge au démarrage des études/protocoles des souris sera également défini en fonction des questions scientifiques auxquelles souhaitent répondre les études/protocoles. Les cancers peuvent toucher les patients à n’importe quel âge, mais il est recommandé d’effectuer les injections de cellules cancéreuses sur des souris âgées de 4 à 10 semaines. Pour modéliser des cancers pédiatriques, tel que l’ostéosarcome, il est recommandé, par exemple, d’injecter les cellules cancéreuses sur des souris jeunes âgées de 4 à 5 semaines, pour que le modèle soit pertinent. Les modèles de cancer peuvent être induits sur des souris femelles ou mâles. Cependant, suivant le cancer à modéliser, le choix du sexe des souris doit être pertinent. Par exemple, la modélisation du cancer du sein se fait majoritairement sur des souris femelles.
Évaluation des effets comportementaux et physiologiques de différentes substances pharmacologiques chez le rongeur
- Recherche appliquée
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
Rats : 1400
Jusqu'à 200 souris et 200 rats pourront être gardés en vie puis éventuellement réutilisés, à condition qu'aucun prélèvement post-mortem ne soit prévu pour eux, les autres étant tués pour prélever sang et organes. Au total, 2 800 rongeurs, 1 400 souris et 1 400 rats, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, pour mesurer la tolérance de dix substances pharmacologiques. Ils reçoivent jusqu'à quatorze jours d'administrations quotidiennes par gavage ou injection, une batterie d'observations fonctionnelles pouvant durer 24 heures, et pour certains un test de force de préhension ou un test de Von Frey, où une stimulation mécanique est appliquée jusqu'au retrait de la patte. Le choix de l'espèce tient en deux phrases, qui décrivent les rongeurs comme des "modèles fréquemment décrits".
Objectifs
L’objectif de ce projet est d’évaluer les effets comportementaux et physiologiques de différentes substances pharmacologiques chez le rongeur afin d’identifier des conditions d’administration bien tolérées. Jusqu’à 10 études pourront être réalisées sur la durée du projet, correspondant chacune à l’évaluation d’une substance d’intérêt. Selon les résultats obtenus, certaines études pourront comporter des évaluations complémentaires de la sensibilité mécanique, de la force de préhension ou des paramètres biologiques.
Bénéfices attendus
Ce projet contribuera à une meilleure compréhension des effets comportementaux et physiologiques de substances d’intérêt pharmacologique. Les résultats pourront orienter la sélection de molécules candidates pour un développement ultérieur, tout en améliorant la prédiction préclinique de leurs effets secondaires potentiels.
Procédures
Les animaux recevront soit une administration unique, soit des administrations quotidiennes pendant une durée maximale de 14 jours, selon la substance évaluée et l’objectif expérimental. Sur l’ensemble du projet, un maximum de 2800 animaux pourra être utilisé. Certains animaux, dans la limite de 400 maximum, pourront faire l’objet de prélèvements sanguins sous anesthésie gazeuse. En fin de procédure, une mise à mort pourra être réalisée lorsqu’un prélèvement de sang ou d’organes/tissus post-mortem est nécessaire.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables attendus sont principalement un stress lié aux manipulations et aux administrations répétées, un inconfort lors des gavages, une douleur ou gêne transitoire lors des injections intrapéritonéales ou intraveineuses, ainsi qu’un stress lors des observations comportementales. Le test de Von Frey peut également induire une douleur ou un inconfort transitoire, la stimulation mécanique étant appliquée jusqu’au seuil de retrait de la patte.
Devenir
Les animaux pour lesquels des prélèvements sanguins ou d’organes/tissus post-mortem sont nécessaires seront mis à mort à la fin de la procédure. Un nombre estimé maximal de 400 animaux, soit jusqu’à 200 souris et 200 rats, pourra être maintenu en vie et éventuellement réutilisé, sous réserve qu’aucun prélèvement post-mortem ne soit nécessaire, qu’aucun point limite n’ait été atteint et qu’aucun effet résiduel de la substance ne soit observé. Leur éligibilité à une réutilisation sera évaluée conformément à la réglementation. Aucun replacement ni aucune adoption ne sont prévus.
Remplacement
Dans la mesure du possible, les substances étudiées sont préalablement évaluées à l’aide de méthodes in vitro, notamment afin d’identifier et d’écarter les molécules présentant une toxicité incompatible. Cette étape permet de limiter le recours à l’animal aux substances pour lesquelles une évaluation intégrée à l’échelle de l’organisme reste nécessaire. Toutefois, les méthodes expérimentales in vitro ou in silico ne permettent pas de reproduire l’ensemble des interactions complexes entre les systèmes nerveux, cardiovasculaire, endocrinien et métabolique impliqués dans la réponse globale d’un organisme à une substance pharmacologique. Elles ne permettent notamment pas d’évaluer de manière complète les effets neurocomportementaux complexes. Le recours au modèle animal reste donc nécessaire pour atteindre les objectifs du projet.
Réduction
Le nombre d’animaux sera limité au strict nécessaire. En général, la variabilité des réponses aux effets d’un traitement administré chez le rongeur justifie une taille minimale de groupe de 10 animaux par condition expérimentale. La variabilité élevée en comportement et physiologie justifie cette taille minimale. Un effectif inférieur peut exposer à un risque de devoir reproduire les procédures pour valider statistiquement la solidité des résultats obtenus par une analyse de la variance (ANOVA). En cas de résultat significatif, les différences entre chaque groupe et le groupe contrôle seront explorées à l’aide d’un test de comparaisons multiples adapté (Dunnett ou Tukey). Afin de limiter le nombre d’animaux, la procédure 1 constitue une étape de criblage initial. Les procédures 2 et 3 ne seront déclenchées qu’en seconde intention, uniquement si le test FOB met respectivement en évidence une modification de la sensibilité mécanique ou de la force de préhension. Les effectifs prévus pour ces procédures correspondent donc à un maximum théorique et ne seront pas utilisés en l’absence de signal lors de la procédure 1. Lorsque la cinétique d’action de la substance, l’état clinique des animaux et l’absence d’interférence entre tests le permettront, les évaluations complémentaires seront réalisées sur les mêmes animaux. Une nouvelle cohorte ne sera utilisée que lorsque la durée d’observation du FOB, pouvant aller jusqu’à 24 h, ou les contraintes temporelles des mesures rendent l’utilisation des mêmes animaux scientifiquement non pertinente.
Raffinement
Les animaux seront hébergés en groupe afin de maintenir leur socialisation et dans des cages enrichies. Les substances évaluées sont sélectionnées sur la base d’une analyse préalable approfondie de la littérature scientifique et des données disponibles concernant notamment leur pharmacologie, leur pharmacocinétique et leur profil de tolérance. Les doses et voies d’administration retenues sont ainsi définies à partir de données existantes, lorsque celles-ci sont disponibles, afin de limiter le risque d’effets indésirables non anticipés. Les administrations seront effectuées sur des animaux vigiles par du personnel expérimenté. Les administrations par voie orale seront réalisées à l’aide de sondes souples afin de limiter les irritations. Le cas échéant, les prélèvements sanguins seront réalisés sous anesthésie afin de réduire l’inconfort et le stress des animaux. L’état clinique des animaux sera évalué quotidiennement selon les points limites définis dans les procédures. Tout animal atteignant un point limite sera pris en charge conformément aux critères établis, avec mise à mort si nécessaire, afin de limiter au maximum la douleur, la souffrance et l’angoisse.
Choix des espèces
Après une étude de la littérature scientifique, les rongeurs sont des modèles fréquemment décrits pour l’étude de la tolérance d’un produit pharmacologique. Les animaux utilisés seront adultes conformément à la littérature.
Évaluation de protéines modifiées pour le développement d’une thérapie génique contre la Dystrophie Myotonique de type 1 chez la souris
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
Pour tester des outils de thérapie génique contre la dystrophie myotonique de type 1, 2 600 souris issues de deux lignées modifiées pour présenter des signes de la maladie vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune reçoit une injection unique d'un vecteur viral sous anesthésie, certaines passent un test d'agrippement et un électrocardiogramme, et une partie est opérée pour mesurer la contraction du muscle sous stimulation électrique du nerf, avant d'être tuée sans réveil pour prélever muscles, diaphragme et cœur. Le porteur affirme que ces phénotypes "ne compromettent pas le bien-être des animaux". Il prévoit pourtant de déposer la nourriture au fond de la cage en cas de "faiblesse musculaire importante".
Objectifs
La dystrophie myotonique de type 1 est une maladie fréquente chez l’adulte qui touche principalement les muscles, mais aussi le cœur et certains aspects du fonctionnement du système nerveux. Elle entraîne une faiblesse musculaire, une diminution de la masse musculaire, des difficultés de relâchement des muscles après contraction, ainsi que des troubles cardiaques pouvant être graves. L’importance des symptômes varie fortement d’une personne à l’autre. Cette variabilité dépend notamment de caractéristiques génétiques propres à la maladie, ce qui rend son évolution difficile à prévoir et à prendre en charge. Au cours du temps, la maladie a tendance à s’aggraver progressivement, ce qui contribue à la détérioration de l’état des patients. À l’heure actuelle, il n’existe pas de traitement permettant de guérir cette maladie. Il est donc nécessaire de mieux comprendre ses mécanismes et de développer de nouvelles approches thérapeutiques. Pour cela, l’utilisation de modèles animaux est indispensable. Certains modèles de souris reproduisent une partie des anomalies observées chez les patients, tandis que des modèles plus récents présentent des atteintes plus proches de la maladie humaine, notamment au niveau des muscles et du cœur. Dans ce contexte, ce projet a pour objectif de tester de nouvelles stratégies thérapeutiques basées sur l’utilisation de vecteurs viraux permettant d’introduire du matériel thérapeutique dans les cellules. Ces approches visent à corriger les dysfonctionnements observés dans les cellules malades. L’objectif est d’améliorer ces outils afin d’identifier les plus efficaces et les plus adaptés à une utilisation future. Le projet comprend plusieurs étapes : (i) tester différentes versions de ces outils chez la souris ; (ii) évaluer des éléments permettant d’en améliorer le fonctionnement ; (iii) comparer plusieurs stratégies issues de cette optimisation ; (iv) analyser les effets à court et à long terme des approches les plus prometteuses après leur administration.
Bénéfices attendus
La dystrophie myotonique de type 1 (DM1) est la maladie musculaire la plus fréquente chez l’adulte (1 personne sur 8000 en moyenne au niveau mondial) et est très invalidante. Il n’y a encore aucun médicament pour cette maladie. L’attente des patients pour un traitement ciblé est donc très forte. L’objectif principal de ce projet est la validation de composés thérapeutiques innovants, développés dans notre laboratoire, qui permettraient une amélioration des symptômes spécifiques à la maladie dans le modèle murin, pour ensuite passer à des essais chez l’homme et avoir un médicament spécifique. Les composés évalués dans ce projet pourraient à terme bénéficier, en théorie, à tous les patients atteints de DM1.
Procédures
Les animaux recevront une injection unique d’un outil thérapeutique transporté par un vecteur viral permettant l’introduction d’un matériel thérapeutique dans les cellules. Cette administration pourra être réalisée soit localement (intramusculaire), soit de manière systémique (dans la circulation sanguine). L’injection est réalisée sous anesthésie générale et dure moins de 2 minutes par animal. Elle n’est pas répétée. Seuls les animaux recevant une injection systémique feront l’objet d’un prélèvement sanguin initial avant administration. Ce prélèvement dure moins de 2 minutes. Les animaux recevant une injection systémique pourront également faire l’objet d’évaluations fonctionnelles non invasives comprenant un test de force musculaire par agrippement (grip test ; durée d’environ 10 minutes par animal) ainsi qu’un électrocardiogramme (ECG ; durée d’environ 5 à 10 minutes par animal sous anesthésie générale légère). Ces examens ne provoquent pas de douleur. Les animaux recevant une injection intramusculaire ou systémique pourront faire l’objet d’une évaluation terminale de la fonction musculaire in situ nécessitant une intervention chirurgicale d’environ 15 à 20 minutes. Cette procédure est réalisée sous anesthésie générale profonde associée à une analgésie adaptée. Elle permet de mesurer les paramètres de contractilité musculaire en réponse à une stimulation électrique du nerf moteur. À l’issue de cette évaluation, les animaux recevant une injection systémique feront l’objet d’un prélèvement sanguin terminal d’une durée inférieure à 2 minutes, réalisé sous anesthésie générale profonde. Les animaux sont ensuite euthanasiés avant leur réveil afin d’éviter toute douleur, souffrance ou gêne post-opératoire.
Impact sur les animaux
Les études précédentes indiquent que l’administration de ces outils thérapeutiques n’entraîne pas de douleur ni d’effets nocifs détectables chez les animaux. Le modèle de souris utilisé dans ce projet présente des caractéristiques proches de la maladie humaine, avec notamment une faiblesse musculaire et des difficultés de relaxation musculaire. Ces manifestations n’ont pas été associées à des signes de douleur, même après plusieurs mois d’évolution. Les effets indésirables attendus sont principalement liés à cet état pathologique ainsi qu’aux différentes manipulations expérimentales. Les manipulations courantes (pesée, injections, anesthésie) peuvent provoquer un stress léger et de courte durée. Les prélèvements sanguins peuvent entraîner une douleur brève, ainsi qu’un faible risque d’hématome ou de saignement au point de prélèvement. Les outils utilisés dans ce projet, ou des approches similaires, ont déjà été testés chez la souris sans effets secondaires notables. Une légère sensibilité locale peut néanmoins apparaître au point d’injection, notamment lors des administrations dans le muscle.
Devenir
Tous les animaux qui entreront dans ce projet (soit un maximum de 2600 souris) seront euthanasiés à la fin de la procédure à laquelle ils seront associés. En effet, dans le cadre de l'évaluation d'approches thérapeutiques comme celles décrites dans ce projet, nous devons vérifier la correction des symptômes moléculaires au niveau des organes atteints. Dans le cas des modèles murins de la maladie que nous étudions (Dystrophie myotonique de type 1), nous devons vérifier l'efficacité de notre traitement au niveau des muscles, du diaphragme et du coeur, ce qui rend strictement nécessaire l’euthanasie en fin de procédure afin de prélever ces organes. Ces marqueurs moléculaires sont très spécifiques à la maladie et corrèlent très bien avec l'état de sévérité et donc également avec l'efficacité du traitement. Ces études d'efficacité seront complétées par l'analyses de marqueurs sanguins pour déceler une éventuelle toxicité.
Remplacement
Dans un objectif de remplacement, les composés thérapeutiques seront d’abord testés sur des cellules en laboratoire, avant toute utilisation chez l’animal. Cependant, ces modèles cellulaires ne reproduisent pas totalement le fonctionnement des muscles adultes. Les fibres musculaires sont des cellules complexes et très spécialisées, difficiles à reproduire en dehors de l’organisme. Il est donc nécessaire d’évaluer ces approches chez l’animal afin de vérifier leur efficacité dans un organisme entier. Pour cela, des modèles de souris reproduisant la maladie humaine seront utilisés. Ces modèles permettent d’étudier les effets des traitements à la fois au niveau biologique et au niveau fonctionnel (muscles, cœur). Seuls les composés ayant montré une bonne efficacité en laboratoire et l’absence d’effets indésirables seront testés chez la souris. Ces composés seront administrés soit localement dans le muscle, soit par voie générale (dans la circulation). Deux modèles de souris seront utilisés, présentant des formes de maladie différentes, afin de mieux refléter la diversité observée chez les patients.
Réduction
Le nombre d’animaux a été limité au strict minimum nécessaire afin de répondre aux objectifs scientifiques du projet. Tous les animaux issus des croisements seront utilisés, sans distinction de sexe. Les animaux ne présentant pas les caractéristiques attendues seront utilisés comme groupes de comparaison, ce qui permet d’éviter d’en utiliser davantage. Le protocole a également été conçu pour tirer le maximum d’informations de chaque animal. Plusieurs types d’analyses seront réalisés sur les mêmes individus et sur différents tissus, afin de limiter le nombre total d’animaux utilisés. Le projet est organisé en plusieurs étapes successives. La poursuite des étapes suivantes dépendra des résultats obtenus aux étapes précédentes. Cette approche permet d’éviter des expérimentations inutiles et de réduire le nombre d’animaux utilisés. Le nombre total d’animaux nécessaires a été déterminé à l’aide d’un calcul préalable, permettant de s’assurer que les résultats obtenus seront fiables tout en utilisant le moins d’animaux possible. Les résultats seront analysés à l’aide de méthodes statistiques adaptées, afin de garantir une interprétation rigoureuse des données. Au total, un maximum de 2600 animaux sera utilisé dans ce projet.
Raffinement
Afin de limiter au maximum le stress et la souffrance animale, toutes les mesures nécessaires seront mises en œuvre tout au long du protocole. Les animaux seront pris en charge par du personnel qualifié. Leur bien‑être sera assuré grâce à un environnement adapté, comprenant des éléments d’enrichissement (matériaux à ronger, abris). Les souris seront hébergées en groupe (jusqu’à six individus), avec un accès libre à l’eau et à la nourriture, et dans des conditions contrôlées de température, d’humidité et de lumière (alternance jour/nuit). L’hébergement individuel sera évité autant que possible. Si cela est nécessaire, des enrichissements supplémentaires seront fournis et une attention particulière sera portée à leurs conditions de vie. Une surveillance quotidienne des animaux sera assurée. Des critères précis permettront de détecter toute altération de l’état général (perte de poids, signes de souffrance). Si nécessaire, les animaux seront euthanasiés afin d’éviter toute souffrance prolongée. Lors des procédures expérimentales, une anesthésie sera utilisée lorsque nécessaire, ainsi qu’un traitement adapté visant à prévenir la douleur. Une surveillance renforcée sera mise en place pendant une à deux heures après chaque intervention. Les manipulations seront réalisées avec précaution afin de limiter le stress et l’inconfort des animaux, notamment lors des manipulations pouvant déclencher des contractions musculaires. En cas de faiblesse musculaire importante, la nourriture sera placée au fond de la cage afin de faciliter l’accès.
Choix des espèces
Différents modèles animaux de cette maladie ont été développés, mais les modèles murins sont les seuls à reproduire de manière fiable les principaux signes observés chez les patients. Dans ce projet, deux modèles de souris présentant des formes différentes de la maladie seront utilisés. Ils reproduisent les principales caractéristiques de la pathologie, notamment des anomalies du fonctionnement musculaire, une faiblesse musculaire ainsi que des atteintes cardiaques. Ces modèles sont donc particulièrement adaptés pour évaluer l’efficacité de nouvelles approches thérapeutiques. Aucun de ces modèles ne présente d’altération majeure de l’état général des animaux. Les animaux seront utilisés au stade adulte (à partir de 8 semaines d’âge), lorsque leur croissance et leur développement sont terminés. Les phénotypes observés dans ces modèles restent compatibles avec un bon état général et ne compromettent pas le bien-être des animaux.