Souris

Vingt prélèvements sanguins, un par semaine pendant vingt semaines, et jusqu'à quatre séries d'injections dans les deux muscles des pattes pour chaque souris. 1 840 souris vont être utilisées dans des procédures classées à un niveau de souffrance léger, toutes tuées pour prélever leurs organes et y doser les vecteurs. Ces vecteurs synthétiques doivent transporter des ARN messagers codant des anticorps, avec l'idée de faire produire le traitement par l'organisme lui-même. Le porteur annonce un "tournant majeur dans la lutte contre les épidémies et les pandémies", alors que le projet en est à comparer l'efficacité de formulations chez la souris.

Objectifs

La prévention et le traitement des maladies infectieuses ainsi que le développement d’alternatives au antiviraux chimiques limités pourraient voir le jour sur la base de la production d’anticorps neutralisant directement par l’organisme ouvrant ainsi un nouveau paradigme en biothérapie. Le développement d'une plateforme universelle d’ARNm codant pour ces anticorps permettrai de concevoir rapidement des traitements antiviraux, et ainsi d'offrir des solutions thérapeutiques plus confortables et plus efficaces pour les patients et à moindre coût. Cette approche pourrait être un tournant majeur dans la lutte contre les épidémies et les pandémies. Dans ce cadre, l’utilisation de vecteurs synthétiques est un élément indispensable à son succès car les molécules d’ARN sont incapables de franchir la membrane cellulaire, étape pourtant indispensable pour la production de la protéine correspondante. Les avancées récentes dans la chimie des vecteurs synthétiques ont permis le développement de vecteurs composés de polymères ou lipides, et qui possèdent des caractéristiques permettant d’envisager le transfert d’acides nucléiques (ARNm) avec des efficacités similaires à celles obtenues avec des vecteurs d’origine virale. Cela permet d’envisager simplement l’utilisation de ce type de vecteur à des fins de vaccinations, ou afin d’induire la production de protéines thérapeutiques in vivo. Les objectifs de ce projet sont de poursuivre l’optimisation de vecteurs synthétiques existants et la découverte de nouveaux, d’optimiser leur développement en évaluant l’efficacité (par dosage dans le sang et les tissus) des vecteurs pour le développement de traitements antiviraux à base d’anticorps produits directement dans l’organisme.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus de ce projet se mesurent sur plusieurs niveaux : - Court terme : chaque protocole, permettra de poursuivre la caractérisation et l’identification des vecteurs synthétiques de nouvelles générations efficaces, simples et non-toxiques. Également, cela permettra d’évaluer l’efficacité de ces vecteurs synthétiques dans le cadre du développement d’alternatives aux anti-viraux chimiques pour lutter contre les maladies infectieuses. - Long terme : en cas de succès de la preuve de concept chez la souris, la voie sera ouverte pour i) le développement de nouveaux traitements innovants des maladies infectieuses ou toute maladie nécessitant la production d’un anticorps thérapeutique, présentant une meilleure efficacité et moins d’effets indésirables et ii) le développement de méthodes de prévention d’infection non chimiques qui présenteraient moins d’effets secondaires et seraient mieux tolérées que les traitements actuels tout en préservant l’environnement de l’accumulation de métabolites chimiques dans l’environnement et (iii) limiter l’utilisation d’antibiotiques qui induisent des résistances. L’impact du succès de ce projet serait de proposer une approche ARNm universelle, immédiatement disponible pour toutes les indications thérapeutiques, offrant une réponse biologique robuste et facilement industrialisable grâce à un outil standardisé et unique quel que soit le produit

Procédures

Les animaux subiront des injections intramusculaires des vecteurs sous anesthésie gazeuse de l'animal, placé sur tapis chauffant. La procédure durera moins de 5 min. Au maximum 4 séries d'injections intramusculaires dans les 2 muscles par souris espacées d’au moins 3 jours. Des prélèvements de sang seront également effectués sur animal anesthésié. Des prélèvements sanguins sont prévus avant l'injection puis 1 fois par semaine pendant toute la durée de l’étude pour un durée totale de 20 semaines, soit 20 prélèvements sanguins en tout. Chaque prélèvement durera moins de 5 min.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables susceptibles d’être observés sont principalement dus à l’injection ou aux prélèvements de sang. Plus précisément, nous surveillerons quotidiennement l’apparition d’effets délétères qui pourraient survenir, comme un comportement anormal de l’animal, une perte de poids, un gonflement ou une inflammation au site de prélèvement sanguin, une léthargie…. Les nuisances attendues sur les animaux sont : 1) Inflammation transitoire au niveau du site d’injection; 2) Traumatisme et douleur transitoire au niveau du site de prélèvement de sang; 3)- Risque infectieux lié à la réalisation du geste invasif (injection et prélèvement).

Devenir

A l’issue de chaque procédure tous les animaux seront euthanasiés et les organes d'intérêts seront prélevés. Les prélèvements sanguins seront utilisés pour doser le vecteur et/ou évaluer sa toxicité et/ou évaluer les modifications induites par son administration. Les organes seront également utilisés pour doser les vecteurs, évaluer leur efficacité, et / ou réaliser des analyses histologiques.

Remplacement

De manière systématique, les vecteurs évalués in vivo ont fait l’objet de tests préliminaires in vitro mais le passage chez l’animal reste indispensable afin d’évaluer de potentielles interactions avec l’organisme. En effet, les tests in vitro actuels permettent de prévoir le devenir des vecteurs testés, mais ne renseignent pas sur leurs effets sur l’ensemble des organes/tissus d’un organisme. Aucune méthode alternative ne permet donc actuellement de reproduire tous les paramètres physiologiques qui sont liés à un individu dans sa globalité. De plus, la meilleure efficacité de transfection étudiée ici correspond aux conditions où le plus de protéine codée par l’ARN messager issu du vecteur est exprimée dans le tissu dans lequel a été injecté le vecteur, donc seule l’approche in vivo sera considérée pour évaluer leur efficacité. En outre, les vecteurs utilisés dans notre étude sont de nature polymérique et ne sont pas capables de délivrer des ARN dans des cellules en culture, ni même des organoïdes. L'utilisation d'animaux est donc indispensable pour atteindre les objectifs de ce projet. C’est d’ailleurs par cette approche que cette nouvelle classe de vecteurs a été récemment validée et qui a fait l’objet d’un développement préclinique réglementaire dont le plan d’étude a été validé par l’ANSM et les résultats présentés également à l’ANSM démontrant aucune toxicité ni mortalité.

Réduction

Le nombre d’animaux a été limité autant que possible tout en garantissant l’obtention de résultats interprétables, afin d’éviter la nécessité d’une étude supplémentaire. Un premier criblage in vitro a permis de ne retenir que les vecteurs les plus efficaces. En tenant compte de la variabilité attendue des réponses, un maximum de 10 animaux par groupe a été prévu. Ce seuil permet d'assurer la pertinence des analyses et la fiabilité des comparaisons, tout en respectant le bien-être animal. Le nombre a été déterminé à partir de données historiques et d’une approche statistique, et l'utilisation de chaque animal a été optimisée grâce à des mesures longitudinales et à des études pilotes. L’effectif sera revu à la baisse si les résultats préliminaires d’efficacité le permettent, en visant des données cohérentes et reproductibles entre les individus.

Raffinement

Les animaux seront stabulés en groupes sociaux dans des locaux adaptés permettant leur maintien dans un environnement adéquat, n'induisant pas de stress. Nous mettrons en place des mesures spécifiques et adaptées aux douleurs éventuelles occasionnées par les différents traitements pour éviter toute souffrance inutile et prolongée : les conditions d’hébergement seront optimisées (litière spécifique, augmentation de l’enrichissement - tube, frisotis, dôme, facilité d’accès à l’alimentation), nous utiliserons un analgésique local lors des prélèvements sanguins. Dans le cas de l'observation d'un inconfort liée aux injections intramusculaires, une injection de buprénorphine sera effectuée. Un suivi quotidien des animaux sera effectué et un suivi approfondi avec prise de poids et observations sera effectué une fois par semaine. Nous maintiendrons les animaux le minimum de temps dans une situation d’inconfort et de douleur (lors des prises de sang), et les injections seront réalisées sous anesthésie et les animaux positionnés sur tapis chauffant.

Choix des espèces

La souris a été choisie pour ce projet car les vecteurs que nous utiliserons à titre de comparaison ont été validés in vivo sur la souris. De plus, cette espèce mammifère (à l’identique du rat) présente des caractéristiques physiopathologiques et réponses tissulaires proches de celles observables chez l'homme. La souris, étant fréquemment utilisée à des fins de recherche, l’étude des effets des vecteurs chez cet animal de laboratoire, permet de transposer assez facilement les résultats à l'homme, par simples approches/méthodes statistiques. Par ailleurs, un volume suffisant et analysable de liquides biologiques peut parfaitement être récupéré à partir de cet animal de laboratoire. Enfin, les données obtenues chez ce rongeur permettent de calculer facilement les doses administrables à l’homme prévues dans le cadre des premiers essais cliniques nécessaires au développement de nouveaux médicaments. Le stade de développement des animaux sera défini avant chaque protocole et sera adapté à aux vecteurs étudiés mais concernera quasi exclusivement des souris adultes d’environ 8 à 10 semaines pour des raisons de maturité du développement squelettique et nerveux.

Des femelles gestantes reçoivent une dose unique de tamoxifène par pipette, sous contention de vingt à trente secondes, pour désactiver trois gènes chez leurs embryons. 214 souris vont être utilisées dans des procédures classées à un niveau de souffrance léger, toutes tuées à l'issue. Le projet cherche à comprendre comment ces gènes commandent la formation du rein fœtal, sans perspective thérapeutique annoncée au-delà de la connaissance elle-même. Le porteur écrit que le tamoxifène "ne cause aucun effet secondaire" et fonde ses calculs sur 20 embryons, sans expliquer comment on passe de ce chiffre aux 214 souris déclarées.

Objectifs

Certaines malformations du rein et de l’appareil urinaire font partie des anomalies les plus graves que l’on peut détecter à la naissance. Dans les cas les plus sévères, elles peuvent entraîner la mort du nouveau-né. Dans d’autres cas, ces malformations peuvent causer des maladies rénales chroniques qui apparaissent plus tard, à l’adolescence ou à l’âge adulte. Ces maladies sont souvent liées à d’autres problèmes de santé, comme le diabète ou l’hypertension (pression artérielle trop élevée), qui sont les principales causes de mortalité chez les personnes atteintes. Depuis 1990, le nombre de cas de maladies rénales chroniques a augmenté de 29 %. Malgré l’ampleur du problème, il n’existe aujourd’hui aucun traitement permettant de guérir ces maladies. Dans notre laboratoire, nous cherchons à mieux comprendre comment se forment les reins. Pour cela, nous étudions un groupe de gènes qui pourraient jouer un rôle clé dans ce processus. Nous étudions les embryons parce que les reins se forment pendant la grossesse. Pour comprendre l’origine des malformations, il faut observer le développement dès le début, pas une fois que l’organe est déjà formé. Le tamoxifène est un médicament que l’on utilise comme un “interrupteur” pour activer un changement dans les gènes, de manière très ciblée, chez les souris de laboratoire. Dans notre modèle, certaines souris ont été génétiquement modifiées pour posséder un gène qui peut être désactivé (ou "supprimé") à un moment précis de leur vie. Mais ce gène ne se désactive pas tout seul : il faut un signal pour déclencher cette suppression. Ce signal, c’est le tamoxifène. Quand on administre le tamoxifène à ces souris, il agit comme une clé qui active une enzyme spéciale déjà présente dans leur organisme (appelée Cre recombinase, une sorte de petit outil moléculaire). Cette enzyme est inactive tant que le tamoxifène n’est pas là. Une fois activée, cette enzyme va repérer des "balises" spéciales placées autour du gène ciblé et va alors le couper ou le désactiver, comme si on retirait une pièce d’un circuit électrique. Ce mécanisme permet aux chercheurs d’étudier l’effet de la disparition de ce gène, à un moment précis et dans un tissu particulier, sans affecter tout l’organisme.

Bénéfices attendus

Ce projet de recherche fondamentale va permettre de comprendre comment le dysfonctionnement d'un groupe de 3 gènes altère la formation du rein fœtal. Ces malformations peuvent aboutir à une mortalité précoce ou à des maladies rénales chroniques pour lesquels à ce jour, à part la dialyse ou la greffe d’organe, la médecine n’a aucun autre recours. Les éléments de réponse à cette question permettront d’approfondir notre connaissance dans ce domaine.

Procédures

Chaque animal sera nourri par une dose unique de tamoxifène. Temps de contention de l’animal : 20 à 30 secondes.

Impact sur les animaux

Dans ce projet d’expérimentation, nous envisageons une seule procédure qui consiste à administrer à des femelles gestantes du tamoxifène par voie orale, il ne s’agit pas de gavage mais par la méthode pipet feeding (alimentation par pipette) qui est moins invasive. Le tamoxifène ne cause aucun effet secondaire.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés selon la réglementation, car il n’est pas possible de les maintenir en vie après l’expérimentation en raisons de contraintes éthiques et sanitaires.

Remplacement

Une des étapes de ce projet nécessite une quantité très importante des cellules progénitrices du rein. Afin de remplacer l’animal nous avons mis au point, dans notre laboratoire, un protocole qui nous nous permet d’obtenir des cellules progénitrices du rein en quantité suffisante sans avoir recours à l’animal. Afin d’étudier d'autres aspects du fonctionnement de ces gènes, nous aurons besoin d'invalider les trois gènes à la fois, ce qui n'est possible que sur le rein des embryons mutants.

Réduction

Selon nos calculs basés sur des tests statistiques, nous nous basons sur 20 embryons mais si nous constatons des variations moins grandes que prévues, nous reverrons le nombre d’embryons à la baisse.

Raffinement

Des points limites seront appliqués : perte de poids >15 %, signes de suffocation, altération persistante de l’état général (prostration, perte de mobilité, difficulté d’alimentation/hydratation), ou douleur manifeste non contrôlée. Tout animal présentant un de ces critères sera immédiatement retiré de l’étude et mis à mort (décrit selon 3.3.3) Une surveillance régulière, adaptée aux périodes critiques, sera appliquée.

Choix des espèces

Nous avons choisi d’utiliser la souris comme modèle de recherche, car elle partage de nombreuses ressemblances génétiques et biologiques avec l’être humain. De plus, son patrimoine génétique peut être facilement modifié et étudié en laboratoire. Cela nous permet de créer des souris porteuses de maladies rénales semblables à celles que l’on observe chez l’humain. Nous utiliserons des femelles adultes âgées d’environ 8 semaines, car c’est à cet âge qu’elles sont le plus fertiles.

La grande majorité de ces souris quitte le projet pour d'autres protocoles déjà autorisés, les autres, celles dont le génotype ne convient pas et les anciens reproducteurs, sont tuées. 4 428 souris porteuses d'une mutation provoquant une myopathie progressive vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Chacune subit, jeune et éveillée, une biopsie de la queue pour identifier son génotype, geste répété au pavillon de l'oreille aux ciseaux fins quand l'analyse échoue. Le projet n'a d'autre objet que d'entretenir la lignée et de produire les lots d'animaux des projets de recherche, et le porteur ne justifie le chiffre de 4 428 que par le contrôle du nombre d'accouplements.

Objectifs

Nous cherchons à mieux comprendre les mécanismes d’une maladie génétique du muscle conduisant à une atteinte musculaire (myopathie) et nous développons également des approches thérapeutiques pour cette maladie. Dans ce contexte nous utilisons un modèle de souris génétiquement modifiée porteur de la mutation la plus fréquente chez l’homme qui récapitule en grande partie la pathologie humaine. Ces souris développent une faiblesse musculaire lentement progressive mesurable sur certains muscles par un perte de force. Il n y’a pas d’atteinte cardiaque ou respiratoire. Une biopsie sera nécessaire afin de génotyper les animaux. L’objectif est donc l'entretien de la lignée afin de générer les lots de souris du génotype d'intérêt pour nos études, indispensables pour mener à bien les projets de recherche. Cette lignée est essentielle pour comprendre les mécanismes pathologiques conduisant au développement de la maladie et pour pouvoir évaluer nos stratégies thérapeutiques.

Bénéfices attendus

Les souris générées dans ce projet permettront de réaliser des projets d’étude centrés sur les mécanismes physiopathologiques d'une myopathie rare et invalidante (moins de 1 cas pour 100 000 naissances) et permettront le développement et la validation de traitements qui, à ce jour, n’existent pas pour les patients atteints de cette maladie. Les données générées pourront être extrapolées à d’autres pathologies caractérisées par des défauts similaires, ouvrant ainsi de nouvelles perspectives thérapeutiques pour d’autres maladies neuromusculaires.

Procédures

Un génotypage est nécessaire. Celui-ci sera effectué à partir d’une petite biopsie caudale réalisée sur un animal juvénile et vigile. Ce prélèvement aura lieu une seule fois au cours de la vie de l'animal et dure quelques secondes. Exceptionnellement, s’il y a un problème de génotypage une nouvelle biopsie pour vérification sera réalisée, dans ce cas une petite biopsie tissulaire au niveau du pavillon de l’oreille sera réalisée en quelques secondes avec des ciseaux fins aiguisés

Impact sur les animaux

Les prélèvements pour le génotypage permettant l’identification génétique pourront induire une douleur légère et un léger stress de courte durée chez l'animal. Il peut également y avoir un risque minime d'infection au site de prélèvement. La manipulation des animaux pourra engendrer un stress. Le phénotype des animaux induit une myopathie progressive qui peut entrainer une fatigue musculaire ainsi que des douleurs musculaires pouvant réduire la mobilité des animaux dans de rares cas.

Devenir

La grande majorité des animaux sera transférée pour expérimentation et affectée à d’autres projets préalablement autorisés utilisant des animaux à des fins scientifiques (utilisation continue). Les animaux qui n'ont pas le génotype d'intérêt pour les projets de recherche et les anciens reproducteurs seront euthanasié.

Remplacement

Il n’est pas possible de recréer in vitro la complexité d’un organisme entier avec tous les acteurs cellulaires et moléculaire participant au développement de la pathologie musculaire. De la même manière, pour le développement de stratégies thérapeutiques seul une administration dans organisme entier permet de vérifier l’efficacité e la potentielle toxicité d’un traitement ainsi que sa bonne dispersion aux organes cibles (ici les muscles) en fonction de son mode d’administration. Un modèle animal est donc nécessaire pour une bonne compréhension de la physiopathologie et comme modèle préclinique pour tester des approches thérapeutiques.

Réduction

4428 animaux seront entretenus dans ce projet. Les protocoles expérimentaux des projets seront rigoureusement élaborés et réfléchis en avance pour que les expériences soient interprétables et pour éviter de les répéter. Afin de réduire le nombre d'animaux générés dans cet élevage, nous contrôlons le nombre d'accouplement afin de ne pas générer d'excédent de stock en fonction des projets en cours autorisés. Nous avons aussi optimisé notre stratégie de croisement afin d'obtenir des portées avec le bon génotype. Les accouplements seront échelonnés dans le temps afin d’obtenir des portées tout au long de l’année et d’arrêter les croisements si un nombre suffisant d’animaux est obtenu. Si les lots produits sont suffisants pour assurer les expériences dans le cadre des projets actuels et futurs, les accouplements seront arrêtés et une cryopreservation sera envisagée.

Raffinement

Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation. Les animaux sont hébergés avec leurs congénères (l’hébergement individuel est limité au maximum) en portoirs ventilés avec un système d’abreuvement automatique et un accès ad libitum à la nourriture et l’eau. Le milieu est enrichi avec deux enrichissements minimum et les animaux sont vérifiés quotidiennement. Le projet a été mis au point afin de permettre une interprétation fiable des résultats dans le respect du bien-être animal. Les animaux ne développent habituellement pas de phénotype conduisant à une diminution de leur locomotion mais le cas échéant, de la nourriture hydratée sera disposée au fond de la cage pour améliorer la prise alimentaire. Tout animal blessé ou montrant des situations d'inconfort sera euthanasié. Une surveillance accrue sera réalisée lors des prélèvements de tissu pour génotypage : une compression de la zone d'incision sera effectuée pour stopper les petits saignements, le regroupement et la prise en charge des souriceaux par la mère seront vérifiés. Ainsi, la douleur et le stress sont limitées en apportant des soins adaptés ainsi qu’une surveillance attentive accompagnée de points limites suffisamment prédictifs et précoces.

Choix des espèces

Des animaux sont indispensables pour étudier le muscle in vivo dans un système pathologique. Le modèle le plus commun utilisé dans les études précliniques dans le domaine musculaire est la souris pour laquelle de nombreux outils analytiques sont disponibles. Le modèle utilisé est reconnu et validé par la communauté scientifique, permettant des comparaisons directes avec les données. Enfin, une nos stratégies thérapeutiques pour laquelle nous avons fait la preuve de concept est un outil génétique qui cible spécifiquement la mutation du gène portée par ce modèle. Les souris utilisées pour les accouplements auront entre 2 et 8 mois d'âge afin conserver une bonne productivité des accouplements. Les accouplements seront échelonnés dans le temps afin d’obtenir des portées tout au long de l’année et si les lots produits sont suffisants pour assurer les expériences dans le cadre des projets actuels et futurs, les accouplements seront arrêtés et une cryopréservation sera envisagée. Les animaux pour l’élevage sont utilisés à partir de 7 jours pour les biopsies et jusqu'à 8 mois de vie pour les reproducteurs. Les animaux seront utilisés dans le cadre de projets autorisés, entre 3 semaines et 8 mois. Cela permet d’étudier le développement de la maladie en physiopathologie et aussi de pouvoir intervenir avant l’apparition des symptômes (avant 3 semaines) ou bien sur un phénotype plus installé (après 3 mois) lors d’évaluation de l’efficacité des traitements à prévenir ou reverter la maladie.

Vérifier que des lots d'un vaccin contre la fièvre de Lassa gardent leur pouvoir immunisant malgré des écarts de fabrication, telle est la finalité de ce projet. 48 souris immunodéficientes de lignée S129 IFNAR vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Marquées par des encoches pratiquées dans les oreilles, réparties en quatre groupes de douze, elles reçoivent une ou deux injections à un mois d'intervalle et un prélèvement de sang. La moitié est tuée au quinzième jour, l'autre au quarante-cinquième, pour prélever les organes servant à mesurer la réponse vaccinale.

Objectifs

L’objectif de ce projet est de confirmer qu’un vaccin contre la fièvre de Lassa conserve ses propriétés immunogéniques indépendamment de certaines caractéristiques variables du vaccin qui peuvent être mesurées lors de sa production. Ces résultats sont essentiels pour le développement clinique de ce candidat vaccin.

Bénéfices attendus

L’efficacité d’un vaccin contre la fièvre de Lassa a déjà été démontrée chez le primate non humain. Des lots cliniques de ce vaccin sont actuellement en production. Ce projet nous permettra de vérifier que certaines caractéristiques mesurées sur les lots produits n’impactent pas l’immunogénicité du vaccin, permettant ainsi le développement du vaccin vers des essais cliniques.

Procédures

Après répartition en 4 groupes de 12 animaux (6 mâles + 6 femelles par groupe, 3 vaccins testés selon différens protocoles vaccinaux), les 48 animaux subiront les interventions suivantes : - Identification au sein d’un même groupe par encoches au niveau des oreilles. - Une ou deux injections de vaccins à un mois d’intervalle sur animaux vigiles - Un prélèvement de sang sur animaux vigiles. - Une mise à mort. Chacun des gestes effectués sur les animaux ne durera pas plus de 2 à 3 minutes.

Impact sur les animaux

Ce type de vaccin a déjà été utilisé chez le rongeur et n’a pas causé d’effets secondaires chez les animaux. Les injections et les prélèvements sanguins peuvent provoquer un stress, une douleur et un inconfort de sévérité légère de courte durée.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure expérimentale afin de prélever les organes qui seront utilisés pour déterminer les réponses à la vaccination.

Remplacement

Il est impossible à l’heure actuelle de déterminer par des expérimentations in vitro l’induction de réponses immunitaires humorales et cellulaires spécifiques que peut conférer une solution vaccinale. Le recours à des organismes entiers reste indispensable pour tester l’immunogénicité des candidats vaccins.

Réduction

Dans ce projet, 4 groupes de 12 animaux seront constitués. Chaque groupe de 12 souris est constitué de 6 animaux mâles et 6 animaux femelles. Dans chaque groupe, les animaux recevront une injection de milieu ou une injection de vaccin. La moitié des animaux de chaque groupe sera mise à mort à J15 pour des prélèvements qui permettront de déterminer les réponses à la vaccination. L’autre moitié des animaux recevra une seconde injection à J30 et sera mise à mort à J45 pour prélèvements qui permettront de déterminer les réponses après une seconde vaccination. La mise à mort de douze animaux par groupe constitue un minimum nécessaire pour évaluer la reproductibilité des observations d’un animal à l’autre et réaliser des tests statistiques robustes de comparaison de groupes. La réduction du nombre d’individus dans chaque groupe pourrait altérer de façon significative la qualité de l’analyse des données, compromettant ainsi l’ensemble de la procédure et l’intérêt du recours à cet effectif animal pour comparer l’immunogénicité de ces vaccins.

Raffinement

Les animaux, du fait de leur immunodéficience, seront hébergés dans des conditions sanitaires strictes avec des cages autoclavées avec nourriture et boisson stériles pour éviter tout risque de contamination microbienne indésirable. Chaque geste technique (injections, prélèvements) sera réalisé sous poste de sécurité microbiologique et une désinfection avant et après de la zone à injecter/prélever sera réalisée par application de désinfectant. Un enrichissement de l’environnement, une réhydratation des animaux à l’aide de sérum physiologique, l’ajout de gel hydrique peuvent être appliqués ainsi qu’un réchauffement si besoin. Des points limites sont établis et les mesures adaptées mises en place pour réduire la douleur pendant les procédures expérimentales.

Choix des espèces

La lignée de souris utilisée est un modèle largement utilisé pour analyser les réponses immunes induites par des vecteurs vaccinaux et que nous avons déjà utilisé. Les animaux utilisés seront des adultes (à partir de 2 mois). Il est nécessaire que le développement de leur système immunitaire soit mature pour évaluer au mieux la réponse immune mise en place suite à la vaccination.