
Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 28/05/2026
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-453179)
Toutes tuées pour prélever leur tissu nerveux à plusieurs stades de la maladie, 1 095 souris vont être utilisées dans des procédures d’un niveau de souffrance modéré. Ces souris porteuses d’une mutation liée à l’ataxie de Friedreich subissent des chirurgies cérébrales de 45 minutes à 3 heures, pose de fenêtre crânienne ou injections virales, puis des séances d’imagerie tête immobilisée de 30 à 45 minutes et des tests de coordination motrice, de marche et de force. Le projet prolonge un travail antérieur sur le même modèle et vise à explorer les circuits cérébelleux et à tester des thérapies géniques. Le porteur qualifie d' »indispensable » le suivi des protéines d’intérêt à plusieurs temps, ce qui justifie la mise à mort échelonnée des animaux.
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
L’ataxie de Friedreich (AF) est une maladie neurodégénérative rare et héréditaire qui provoque une perte progressive de la coordination motrice. Elle est causée par une perte de fonction de la frataxine, protéine clé du métabolisme du fer mitochondrial. Récemment, un nouveau modèle murin porteur d’une mutation ponctuelle dans le gène FXN (Fxn G127V KI/KI) a été généré (Fil et al., 2020). Cette mutation ayant été identifiée pour la première fois chez des patients atteints d’AF, ce modèle représente un outil préclinique particulièrement pertinent pour l’étude des mécanismes pathologiques et le développement de nouvelles approches thérapeutiques. Dans ce projet, nous visons à caractériser de manière approfondie les altérations du circuit cérébelleux aux stades pré-symptomatique et symptomatique, en utilisant l’imagerie in vivo. Cette approche constitue le seul moyen d’évaluer dynamiquement l’activité neuronale en tenant compte des interactions synaptiques, mais également d’explorer la fonction mitochondriale et les interactions neurones–glie au sein du cortex cérébelleux. Sur la base de ces données, nous mettrons en place des stratégies de modulation du circuit cérébelleux par des approches chimiogénétiques et de thérapie génique ciblée, afin d’évaluer leur potentiel pour restaurer les déficits comportementaux. Enfin, l’étude des modifications moléculaires associées permettra d’identifier des mécanismes d’intérêt pour le développement de futures thérapies chez les patients atteints d’AF. Ce projet prolonge et complète le projet déjà approuvé consacré à la première caractérisation du modèle G127V KI/KI, en apportant une analyse plus fine des dysfonctionnements mitochondriaux, des interactions cellulaires et des altérations des circuits cérébelleux. ous chercherons à comprendre comment l’activité et le métabolisme des neurones et des cellules gliales fonctionnent à la fois chez les animaux contrôles et G127V. L’accent sera mis sur les interactions neurones–glie et sur le partage de voies métaboliques essentielles, dont la perturbation pourrait contribuer aux dysfonctionnements observés dans l’AF. Les approches de modulation et de protéomique offriront l’opportunité d’identifier les voies clés nécessaires au maintien de l’activité neuronale, de l’homéostasie gliale et d’un état métabolique correct, et permettront de mieux comprendre les altérations propres à l’AF.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Ce projet contribuera à caractériser l’activité neuronale et gliale ainsi que la dynamique mitochondriale au sein du circuit cérébelleux dans un modèle préclinique de l’ataxie de Friedreich. Il fournira de nouvelles connaissances sur le rôle de la frataxine et les conséquences de sa perte de fonction, tout en permettant d’évaluer, d’un point de vue comportemental et moléculaire, la réintroduction de la frataxine dans des populations neuronales spécifiques affectées par la maladie. De plus, les voies ciblées identifiées mettront en évidence de nouvelles voies potentielles pour le développement d’interventions thérapeutiques chez les patients.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Des tests comportementaux non invasifs seront réalisés afin d’évaluer la coordination motrice, la marche et la force musculaire. Chaque test dure entre 30 secondes et 5 minutes, pour un maximum de 15 minutes par session et par animal. Avant le début des tests, les animaux seront habitués à l’expérimentateur pendant 7 jours (10 à 20 minutes par jour et par animal) par des manipulations douces et progressives, afin de réduire le stress et d’assurer la fiabilité des observations. Au total, 120 animaux seront concernés par ces tests. Des interventions chirurgicales seront réalisées afin d’implanter des fenêtres ou des lentilles permettant l’observation directe du cerveau, ou pour injecter des vecteurs rendant certaines cellules visibles. Toutes les chirurgies seront effectuées sous anesthésie générale, avec une prise en charge adaptée de la douleur pendant et après l’intervention. La durée des interventions varie de 45 minutes (injections dans le cerveau) à 3 heures (implantation de fenêtre crânienne). Après la chirurgie, une période de récupération avec surveillance rapprochée et soins adaptés est prévue. Lorsque nécessaire pour garantir la sécurité des animaux et une récupération optimale, ceux-ci pourront être hébergés individuellement pendant la phase postopératoire. Après la phase de récupération, certains animaux participeront à des séances d’imagerie afin d’enregistrer l’activité cérébrale à l’état éveillé, au repos ou lors de tâches comportementales. Lors de ces sessions, la tête de l’animal est maintenue stable pendant 30 à 45 minutes. Une habituation progressive de 7 à 10 jours est mise en place, avec une augmentation graduelle de la durée, afin de limiter le stress et l’inconfort. Ces procédures concernent 720 animaux. Des injections ciblées dans le cerveau seront également réalisées pour moduler l’activité des cellules nerveuses ou de soutien, parfois en combinaison avec l’imagerie. Ces interventions concernent 160 animaux. Enfin, des analyses après le décès des animaux seront effectuées pour des études moléculaires et protéomiques, concernant 45 animaux. L’ensemble de ces interventions est conçu pour limiter le nombre total d’animaux utilisés, tout en assurant un suivi attentif et continu de leur bien-être.
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Les données recueillies par notre laboratoire et par nos collaborateurs montrent que le modèle de souris utilisé pour l’ataxie de Friedreich ne présente pas de troubles moteurs marqués avant l’âge de 9 mois. Des signes légers de manque de coordination peuvent toutefois apparaître dès l’âge de 4 à 5 mois. Les tests de comportement réalisés chez les animaux sont non invasifs et n’entraînent pas de douleur. Ils peuvent cependant provoquer un stress léger et de courte durée, lié à la manipulation des animaux et à leur exposition à un environnement nouveau. Les séances d’imagerie nécessitent une immobilisation temporaire de l’animal, ce qui peut également générer un inconfort ou un stress transitoire, sans effet durable attendu. La chirurgie d’injection dans le cerveau et la pose d’une fenêtre crânienne constituent une intervention importante. Elles peuvent provoquer une douleur au moment de l’intervention ainsi qu’une gêne dans les jours suivants. Comme pour toute chirurgie, des complications post-opératoires telles qu’un saignement, une infection ou un gonflement peuvent survenir, mais elles restent rares et font l’objet d’une surveillance attentive afin de limiter l’inconfort des animaux.
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
Tous les animaux du projet seront mis à mort pour prélever des tissus. Ces prélèvements seront utilisés pour plusieurs types d’analyses moléculaires et histologiques. Il est en effet indispensable de déterminer l’évolution du taux des protéines d’intérêt à plusieurs temps lors de l’étude.
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
Ce projet comprenant un axe d’études comportementales, il n’est pas possible de se passer du modèle animal. De plus, il n’est pas possible à l’heure actuelle de reproduire en culture des réseaux neuronaux complexes comme ceux que nous allons étudier. Des projets de culture cellulaire ont toutefois débuté dans l’équipe à partir de ce modèle pour répondre à d’autres questions biologiques.
2. Réduction
Pour limiter le nombre d’animaux utilisés dans ce projet, plusieurs mesures ont été mises en place. Tout d’abord, les mêmes animaux sont utilisés pour différentes expériences lorsqu’il est possible, en combinant des analyses comportementales, de microscopie in vivo, et des études histologiques ou moléculaires. Cela permet de réduire le nombre total de sujets nécessaires tout en conservant la pertinence scientifique des données. Les effectifs ont été calculés pour garantir une puissance statistique adéquate, en tenant compte de la variabilité attendue entre individus. Pour chaque groupe expérimental, des mâles et des femelles sont utilisés afin de tenir compte des différences sexuelles potentielles dans les phénotypes et les réponses aux interventions, avec un équilibre idéal de 50 % de chaque sexe. De plus, les animaux non utilisés pour certaines analyses sont réservés pour des expériences complémentaires ou des validations ultérieures, évitant ainsi la répétition inutile d’expériences. Les tissus collectés lors des interventions chirurgicales ou des euthanasies sont également exploités de manière optimale pour plusieurs types d’analyses (histologie, biologie moléculaire, protéomique), réduisant le besoin d’animaux supplémentaires. Enfin, des stratégies alternatives, telles que l’utilisation d’animaux transgéniques combinées à des injections virales ciblées, permettent de limiter le recours à des croisements complexes ou à de grandes cohortes d’animaux, tout en obtenant des résultats comparables. Ces approches contribuent à une utilisation plus efficace des animaux et à une réduction significative du nombre total de sujets nécessaires pour ce projet, tout en garantissant la représentativité des deux sexes.
3. Raffinement
Les animaux seront habitués à l’expérimentateur avant le début des manipulations afin de réduire leur stress. Des méthodes de manipulation douces et peu stressantes seront utilisées, comme l’utilisation de tunnels ou la prise des souris dans la main, plutôt que par la queue. La prise en charge de la douleur pendant et après l’intervention chirurgicale repose sur un protocole antidouleur complet, mis en place en collaboration avec la vétérinaire référente de la structure. Après la chirurgie, les animaux pourront être hébergés individuellement lorsque cela est nécessaire pour assurer leur sécurité et une surveillance adaptée durant la période de récupération. Pendant cette période, un enrichissement supplémentaire de l’environnement sera fourni (matériel de nidification, éléments à explorer) afin de limiter le stress et de prévenir l’apparition de comportements anormaux. Un suivi vétérinaire quotidien sera réalisé pendant 10 jours à l’aide d’une grille d’évaluation permettant de détecter rapidement tout signe d’inconfort ou de douleur. Plusieurs traitements antidouleur sont disponibles et pourront être ajustés si nécessaire. Des critères d’arrêt adaptés à cette chirurgie ont été définis afin de prévenir toute souffrance inutile. Ils incluent notamment l’observation de la prise de nourriture et d’eau, de l’état général, du toilettage et des déplacements de chaque animal. Les traitements seront administrés via l’eau de boisson, légèrement sucrée pour en faciliter la prise, ce qui permet d’éviter toute manipulation supplémentaire et limite le stress des animaux.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
Le projet utilise exclusivement des souris-modèles génétiquement altérées présentant une diminution de la frataxine, ainsi que des animaux témoins de type naturel. Ce modèle reproduit de manière fidèle les déficits cellulaires et comportementaux observés chez les patients atteints d’ataxie de Friedreich, tout en permettant l’étude in vivo de l’activité cérébrale et de la progression de la maladie. Les stades de développement ont été choisis en fonction des objectifs expérimentaux : 40 à 50 jours post-natal (jeunes adultes pré-symptomatiques) : étude des altérations précoces de l’activité cérébelleuse, avant l’apparition des symptômes moteurs. 70 à 150 jours post-natal (stades précoce à symptomatique) : suivi de la progression de la maladie à travers l’analyse de l’activité cérébrale et des premiers signes d’incoordination. 180 à 270 jours post-natal (adultes symptomatiques) : évaluation de l’effet des approches thérapeutiques et étude des circuits cérébraux à un stade avancé de la maladie. L’utilisation de ces différents stades permet une couverture complète de l’évolution de la pathologie, de la phase présymptomatique à la phase symptomatique, tout en optimisant le nombre d’animaux grâce à la réalisation de plusieurs analyses sur les mêmes individus.