Procédures légères

Pour constituer les dossiers réglementaires d'homologation de substances phytosanitaires, à raison d'une cinquantaine d'études par an sur cinq ans, 17 280 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, 3 456 dans des procédures d'un niveau de souffrance léger et 13 824 dans des procédures d'un niveau modéré. Tous subissent une chirurgie d'environ une heure pour implanter un cathéter dans une veine jugulaire, puis reçoivent les substances par la bouche jusqu'à trois fois par jour pendant quatorze jours, par injection, sur la peau ou par inhalation pendant une à quatre heures. Certains passent jusqu'à vingt-trois heures en cage à métabolisme et jusqu'à quatre heures en chambre d'inhalation, parfois sous anesthésie. Le porteur écrit qu'"aucune altération de l'état de santé des animaux n'est attendue avec les procédures prévues", après avoir classé 13 824 d'entre eux en souffrance modérée.

Objectifs

Ce projet vise à mieux comprendre comment certains produits utilisés pour protéger les plantes (comme les pesticides ou produits phytosanitaires) se comportent dans le corps d’un humain. Ce projet cherche à savoir comment ces substances peuvent entrer dans l’organisme de l’homme (par ingestion, contact avec la peau ou inhalation), combien de temps elles y restent, et comment elles sont transformées. L’objectif est d’estimer de manière réaliste l’exposition humaine, que ce soit par l’alimentation (via des résidus dans les aliments) ou dans un cadre professionnel (par exemple pour les personnes qui manipulent ces produits). Avant d’être étudiées chez le rat, les substances sont d’abord testées et sélectionnées en laboratoire (sans animal). Seules celles qui respectent les exigences réglementaires en matière de sécurité pour l’humain et l’environnement sont ensuite retenues. Le projet prévoit environ 50 études par an. Sur une durée de cinq ans, cela représentera environ 17 280 rats, répartis entre trois types de procédures expérimentales.

Bénéfices attendus

À court terme, ces études permettent de mesurer de façon réaliste la quantité de ces substances à laquelle les humains peuvent être exposés, que ce soit par l’alimentation ou par contact avec la peau ou l’air. Elles servent aussi à fixer des limites de sécurité, par exemple la quantité maximale de résidus autorisée dans les aliments, avec une large marge de sécurité pour protéger la santé. Ces travaux permettent également d’identifier les substances ou leurs dérivés qui pourraient être dangereux, notamment ceux qui s’accumulent dans le corps ou restent longtemps dans l’environnement. Cela aide à éviter d’autoriser des produits pouvant provoquer des maladies graves comme des cancers ou des troubles du système nerveux

Procédures

Dans ce projet, les gestes réalisés sur les rats sont simples et de courte durée. Les animaux sont régulièrement pesés, ce qui prend seulement quelques secondes, afin de suivre leur état de santé. Les substances étudiées peuvent être administrées de différentes façons : • par la bouche (comme prendre un médicament), soit une seule fois ou de façon répétée avec un maximum de 3 fois par jour pendant 14 jours. La manipulation dure 30s. • par injection dans la circulation sanguine, soit une seule fois ou de façon répétée avec un maximum de 6 fois par jour sur 24h ou au plus 3 fois par jour pendant 3 jours. La manipulation dure au maximum 2 min. • par application sur la peau, soit une seule fois ou de façon répétée avec un maximum de 6 fois par jour sur 24h ou au plus 3 fois par jour pendant 3 jours. La manipulation dure au maximum 30s • par application sous la peau, en une seule fois. La manipulation dure 30s • par inhalation sous forme d’air ou de fines gouttelettes en une seule fois. La manipulation peut durer entre une heure sur un animal vigile et quatre heures sur un animal anesthésié. Tous les rats subiront une chirurgie d’environ 60 min pour implanter un cathéter dans une des veines jugulaires sous une anesthésie à base d’un produit anesthésiant halogéné afin soit de réaliser des administrations répétées par voies intraveineuses ou des prélèvements de sang répétés lorsque les animaux ont été administrés par la bouche, par la peau ou par inhalation. La température corporelle sera contrôlée et ajustée tout au long de la chirurgie. La durée des études va de deux à quatre semaines. Des prélèvements de sang nécessitent une manipulation courte sur un animal vigile d’environ 2 min. Le sang collecté permet d’analyser comment le produit s’absorbe, circule et se distribue dans l’organisme ou les organes. Ces prélèvements sont réalisés en petites quantités, avec des limites strictes pour prévenir toute anémie et privilégier un temps de récupération entre chaque prélèvement. Certains prélèvements sont réalisés sous anesthésie en fin d’étude. Les urines et les selles peuvent aussi être collectées ponctuellement sur 23h après administration dans des cages adaptées pour compléter les analyses.

Impact sur les animaux

Aucune altération de l’état de santé des animaux n’est attendue avec les procédures prévues. Toutefois, en raison du caractère exploratoire des études, des effets imprévus peuvent survenir (perte de poids, variations de la température corporelle, modifications du comportement). Certains animaux pourront être hébergés temporairement en cage à métabolisme (au maximum 23h) ou dans une chambre à inhalation (au maximum 4h), ce qui peut générer un stress léger ou un inconfort transitoire. Les animaux dans la chambre à inhalation pourront être anesthésiés le temps du traitement. Les animaux feront l’objet d’un suivi clinique régulier à l’aide d’une grille de scoring. Des points limites humanitaires sont définis afin d’interrompre l’expérimentation et de mettre en œuvre une prise en charge adaptée, y compris l’euthanasie si nécessaire, afin d’éviter toute souffrance inutile.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à l'issue des procédures afin de pouvoir collecter les matrices biologiques ou organes pour évaluer la distribution dans un organisme vivant des substances actives phytosanitaires.

Remplacement

Des tests sur cellules permettent de faire un premier tri des substances, en étudiant leur absorption et leur transformation. Cependant, ces méthodes ne suffisent pas à comprendre entièrement leur comportement dans un organisme vivant et ne sont pas encore pleinement reconnues pour les produits phytosanitaires. À ce jour, l’étude chez l’animal reste nécessaire pour évaluer de manière globale leur devenir dans l’organisme et s’assurer de leur sécurité pour l’humain, les animaux et l’environnement, conformément à la réglementation européenne.

Réduction

Les substances sont d’abord largement testées en laboratoire (sur ordinateur et sur cellules) pour prévoir leur comportement dans l’organisme. Cela permet de ne garder que les plus pertinentes et de réduire fortement le nombre d’animaux utilisés. Grâce à des techniques d’analyse très sensibles, de très petites quantités de sang sont suffisantes. On peut ainsi effectuer plusieurs prélèvements sur un même animal et obtenir toutes les informations nécessaires, tout en limitant leur nombre. Le nombre d’animaux est donc réduit au strict minimum nécessaire pour obtenir des résultats fiables : en général au minimum 3 animaux pour les études de base et au maximum 8 pour certaines analyses spécifiques. Le nombre d’animaux utilisés sur cinq ans est estimé à 17280.

Raffinement

Les animaux sont hébergés en groupe dans des cages adaptées, avec des éléments d’enrichissement pour leur confort et leur permettre de faire leur nid. Ils sont observés chaque jour pour vérifier leur état de santé. L’environnement et les animaux sont régulièrement contrôlés pour garantir de bonnes conditions sanitaires par des analyses ciblées et appropriées. Si un animal présente un problème, il reçoit des soins adaptés ou est euthanasié si nécessaire, selon des règles précises. Des mesures sont aussi prévues pour réagir rapidement en cas d’événement inattendu. Des critères d’arrêt anticipé sont définis ainsi pour éviter toute souffrance inutile. Tous les gestes pouvant être douloureux ou les situations très contraignantes pour l’animal sont réalisés sous anesthésie, et les manipulations sont limitées au strict nécessaire. Pour limiter les risques, en cas de dose potentiellement toxique, un seul animal est testé en premier. Si des effets indésirables apparaissent, les autres animaux ne sont pas exposés. Enfin, toutes les procédures sont réalisées par du personnel qualifié et formé, avec des formations régulières pour améliorer les pratiques et le bien-être des animaux.

Choix des espèces

Le rat (Rattus norvegicus) a été retenu comme espèce d’étude pour les investigations de pharmacocinétique des composés agrochimiques en raison de sa forte acceptabilité réglementaire et de sa pertinence scientifique. Il constitue l’espèce de référence recommandée par les lignes directrices internationales, notamment celles de l’OCDE, pour les études de toxicocinétique, et est largement utilisé dans les études de toxicité réglementaires. Ce choix garantit la cohérence entre les données pharmacocinétiques et toxicologiques du dossier. Sur le plan scientifique, le rat présente une physiologie et un métabolisme bien caractérisés, permettant une évaluation fiable de l’absorption, de la distribution, du métabolisme et de l’excrétion. Il permet également l’identification des métabolites majeurs circulants et l’établissement de relations robustes entre dose administrée et exposition systémique. Les données obtenues sont largement utilisées pour l’extrapolation inter-espèces et la modélisation pharmacocinétique dans le cadre de l’évaluation du risque humain. D’un point de vue technique et éthique, le rat est adapté aux prélèvements sériés et aux études de bilan de masse, tout en permettant l’optimisation des designs expérimentaux conformément au principe des 3R. Il assure ainsi la production de données fiables et exploitables sur le plan réglementaire. Le stade adulte (à partir de 7 semaines) est utilisé par défaut pour déterminer les paramètres pharmacocinétiques. Toutefois, des animaux plus jeunes (15 jours) peuvent être utilisés afin d’évaluer l’exposition spécifique chez le nouveau-né.

Les souris de ce projet reçoivent des cellules modifiées en laboratoire qui déclenchent chez elles une maladie de la moelle osseuse, avec anémie, grosse rate, baisse d'activité et perte de poids progressive. 2 190 souris vont être exploitées, 930 dans des procédures d'un niveau de souffrance léger et 1 260 dans des procédures d'un niveau modéré. Une irradiation prépare la prise de greffe, un morceau d'oreille est prélevé pour le génotypage, un prélèvement sanguin suit l'évolution de la maladie, et les animaux immunodéprimés sont maintenus en cages individuelles ventilées. Sur le remplacement, le porteur affirme que l'étude de cette maladie du sang exige un "organisme entier", et toutes les souris sont tuées au terme du projet, une partie seulement après avoir servi à ses étapes ultérieures.

Objectifs

La myélofibrose (MF) est une maladie chronique de la moelle osseuse caractérisée par une cicatrisation progressive de la moelle, un dysfonctionnement des cellules souches sanguines et une prolifération anormale de certains types de cellules sanguines. Cette étude utilise un modèle murin de MF afin de mieux comprendre les mécanismes cellulaires impliqués dans la maladie. Nous nous intéressons en particulier à l’influence de certaines protéines liées à l’inflammation sur le développement de la MF. Les résultats de cette recherche pourraient permettre d’identifier de nouvelles stratégies thérapeutiques pour ralentir l’évolution de la maladie et améliorer la prise en charge des patients.

Bénéfices attendus

La myélofibrose (MF) est une maladie grave de la moelle osseuse qui réduit fortement l’espérance de vie des patients. Les traitements actuels ne permettent pas de stopper complètement la progression de la maladie ni de restaurer la production normale de cellules sanguines, et certains patients peuvent développer une leucémie incurable. Ce projet vise à mieux comprendre les mécanismes qui participent à la progression de la MF en ciblant plus particulièrement l’inflammation et un déséquilibre dans le métabolisme des protéines, l’objectif étant de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques pour améliorer la production de cellules sanguines normales. Les bénéfices attendus de ce projet sont donc de limiter la progression de la MF, améliorer les symptômes des patients, et ouvrir la voie à des traitements plus efficaces, voire potentiellement curatifs.

Procédures

Les souris recevront une irradiation unique de courte durée, d’intensité modérée, afin de permettre la prise de greffe des cellules transplantées. Elles recevront ensuite une injection unique de cellules. Un prélèvement sanguin sera réalisé au cours de l’expérimentation afin d’évaluer l’évolution de la maladie.Prélèvement de sang : 5 s

Impact sur les animaux

Dans le cadre de ce projet, plusieurs nuisances ou effets indésirables peuvent être observés chez les animaux. Les principaux effets attendus sont les suivants : • Stress léger et douleur mineure liés aux manipulations : la contention, les injections et les prélèvements sanguins peuvent entraîner un stress transitoire et une gêne modérée et de courte durée. • Gêne locale liée au prélèvement de biopsie pour génotypage : un petit prélèvement de tissu (oreille) réalisé afin de déterminer le profil génétique des animaux peut occasionner une douleur légère et transitoire ainsi qu’un stress bref. • Développement progressif d’une maladie expérimentale du sang: les souris recevant des cellules modifiées en laboratoire peuvent présenter une altération de l’état général, une splénomégalie, une diminution des globules rouges (anémie), une réduction de l’activité ou une perte de poids progressive, caractéristiques de ce modèle expérimental.

Devenir

À l’issue de la première étape du projet, une partie des animaux sera maintenue en vie afin de poursuivre les travaux expérimentaux ultérieurs. Les autres animaux seront mis à mort conformément à la réglementation en vigueur. À la fin des étapes suivantes du projet, les animaux seront mis à mort afin de permettre l’analyse des organes et des cellules nécessaires à l’étude de la maladie sanguine modélisée dans ce projet.

Remplacement

Remplacer: certaines expériences préliminaires ont été réalisées sur des cellules en culture lorsque cela était possible. Cependant, l’étude de cette maladie du sang nécessite un organisme entier afin de comprendre son évolution et ses effets sur différents organes.

Réduction

Réduire: le nombre d’animaux a été strictement calculé afin d’obtenir des résultats fiables tout en évitant l’utilisation d’animaux supplémentaires. Lorsque cela est possible, plusieurs analyses seront réalisées à partir des mêmes animaux.

Raffinement

Raffiner: les animaux feront l’objet d’un suivi quotidien par du personnel qualifié. Des mesures de soutien seront mises en place si nécessaire (hydratation complémentaire, enrichissement alimentaire). Des critères d’arrêt précis permettront d’éviter toute souffrance prolongée, et les animaux seront hébergés dans des conditions adaptées à leurs besoins physiologiques et comportementaux.Les animaux immunodéprimés seront hébergés dans des cages individuelles ventilées, permettant de maintenir un environnement contrôlé et filtré. Ce système limite leur exposition aux agents pathogènes présents dans l’environnement et contribue ainsi à leur protection et à leur bien-être tout au long de l’étude.

Choix des espèces

Nous avons choisi d’utiliser la souris car sa similitude génétique et physiologique avec l’Homme permet, dans la mesure du possible, d’extrapoler les résultats et d’en tirer des conclusions pertinentes pour la santé humaine. De plus, de nombreux outils expérimentaux, comme les anticorps ou les techniques d’imagerie, sont disponibles pour travailler avec les souris. Le modèle de souris que nous utilisons est bien caractérisé dans la littérature ainsi que dans notre centre de recherche. Il est particulièrement adapté à l’étude de la myélofibrose, car il reproduit de manière fiable les principales caractéristiques de la maladie, comme la fibrose de la moelle osseuse, les anomalies de la production sanguine et l’inflammation. Les souris mâles et femelles seront utilisées à partir de 12 semaines, soit l’âge adulte, lorsque leur système immunitaire est pleinement développé.

Treize anesthésies générales par animal, dont neuf pour nettoyer un dispositif optique posé sur l'œil : 320 souris albinos génétiquement modifiées vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance léger pour la moitié et modéré pour l'autre. Une partie subit une chirurgie de quarante-cinq minutes installant ce système destiné à provoquer une myopie, puis des contentions manuelles répétées chaque semaine pendant six semaines. Le porteur signale des pertes de poids, des infections, des douleurs postopératoires, un assèchement oculaire lié au port prolongé du cadre à lunettes, et des détresses sociales pour les animaux hébergés seuls. L'enjeu déclaré consiste à comprendre pourquoi certaines personnes atteintes d'albinisme deviennent myopes et d'autres hypermétropes, et toutes les souris sont tuées pour récupérer leurs yeux, le porteur indiquant que leur modification génétique interdit toute réutilisation.

Objectifs

L’albinisme oculocutané (OCA) est une maladie d’origine génétique caractérisée par une perte des capacités visuelles. Les personnes atteintes d’OCA développent de nombreuses altérations visuelles handicapantes incluant différentes formes d’amétropies (atteinte de la géométrie de l’œil, causant un déplacement anormal du point focal) et d’intensité variable : l’astigmatisme (jusqu'à 90 pourcent des patients), l’hypermétropie (variable entre 36 et 77 pourcent des patients), et plus rare, la myopie. Cependant, les raisons précises pour lesquelles certains patients atteints d’OCA vont développer une hypermétropie ou une myopie malgré des causes génétiques similaires restent inconnues. Ce projet aura donc pour but d’étudier les différentes formes d’amétropies et leurs mécanismes biologiques associés, dans le modèle murin.

Bénéfices attendus

Le bénéfice attendu de ce projet est d’aboutir à une meilleure caractérisation de la survenue de soit l’une ou l’autre forme d’amétropie (myopie ou hypermétropie) au cours d’un albinisme oculocutané. Définir l’existence de ces deux différentes formes d’amétropies dans le modèle souris est un prérequis important pour le développement de futures études mécanistiques et thérapeutiques. A terme, une meilleure compréhension de ces mécanismes pourrait permettre une meilleure prise en charge des patients, plus précoce et personnalisée, et améliorer leur confort visuel.

Procédures

Certains animaux auront des mesures de myopie (d’une durée de 10 minutes par animal) induisant une contention manuelle régulière et répétée une fois par semaine pendant au maximum 6 semaines, soit 7 fois au total. Tous les animaux auront 3 examens d’imagerie au total (d’une durée de 30 minutes), nécessitant une anesthésie générale de l’animal. Les procédures de chirurgie se feront sous anesthésie générale associée à un protocole analgésique en pré-, per- et post-opératoire (plusieurs injections). Certains animaux subiront une chirurgie permettant d’installer un système optique afin d’induire la myopie. Cette technique nécessite une anesthésie générale (d’une durée de 45 minutes). Par la suite ces animaux auront jusqu’à 3 anesthésies par semaine (d’une durée de 5 minutes par animal) pendant 3 semaines pour le nettoyage de ce système et des yeux des animaux, soit 9 anesthésies générales. Ces animaux subiront donc au total 13 anesthésies générales (1 de chirurgie, 9 de nettoyage et 3 d’examens d’imagerie). A la fin des procédures, tous les animaux seront euthanasiés par une méthode réglementaire.

Impact sur les animaux

Les animaux seront soumis à des contentions manuelles répétées et relativement longues pouvant entrainer un stress chez l’animal. Certains des animaux seront soumis à de la chirurgie. Les techniques chirurgicales peuvent mener à des pertes de poids, des infections, douleurs post-opératoire, perte de sang. Ces mêmes animaux subiront des anesthésies générales répétées par pouvant causer un risque léger d’hypothermie, d’insuffisance respiratoire et arrêt cardiaque. Port du cadre à lunettes : le port prolongé de l’appareil peut induire une gêne et un assèchement oculaire. Certains animaux seront placés en hébergement individuel, ce qui peut entraîner des détresses sociales.

Devenir

Les animaux seront tous euthanasiés par une méthode réglementaire car il s'agit d'animaux génétiquement modifiés ne pouvant être réutilisés pour d'autres projets ou pour l'accouplement. De plus les yeux des animaux seront récupérés pour analyses post-mortem.

Remplacement

L’induction et l’étude de la myopie ainsi que la caractérisation phénotypique nécessite un œil complet, en 3D, avec sa rétine et ses tissus environnant (Choroïde, Sclère) ainsi qu’un trajet optique complet (cornée, lentille, cristallin, iris, humeur aqueuse). Aucune méthode alternative ex vivo ne permet d’obtenir ce matériel.

Réduction

Afin de générer le moins d’animaux possible, nous avons réduit au maximum le nombre d’animaux nécessaires pour le projet en nous basant sur les données de la littérature scientifique. Certaines procédures nécessitent l’utilisation d’imagerie sur différents temps, qui sera réalisé de manière longitudinale de sorte de réduire le nombre d’animaux utilisés. Aucune étude n’a montré d’influence claire du sexe sur l’albinisme et la myopie, les animaux mâles et femelles seront donc utilisés indistinctement. Nous utiliserons comme témoins des animaux contrôles hétérozygotes pour le gène d’intérêt. Le nombre d’animaux indiqué dans chaque procédure a été estimé sur la base d’expériences similaires effectuées dans notre équipe et en tenant compte des contraintes statistiques (nombre d’échantillon par groupe), des contraintes techniques, des contraintes de contrôles. Nombre total d’animaux nécessaires : 320 animaux

Raffinement

Les animaux utilisés dans ce projet seront sevrés à 21 jours après la naissance, puis placés dans des cages (5 maximum/cage) avec de l’enrichissement. Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation en vigueur pour l’espèce concernée. Les animaux auront accès à l’eau et à la nourriture ad libitum. De la gelée post-opératoire sera mise à disposition si nécessaire, notamment en post-opératoire. Seul le personnel qualifié sera habilité à gérer l’hébergement des animaux. Des points limites précoces et prédictifs ont été définis et les animaux seront examinés quotidiennement par le personnel qualifié de l’animalerie et par l’expérimentateur habilité. Un système d’étiquettes assurera le suivi du bien-être des animaux, et les informations concernant les animaux seront mutualisées sur le logiciel de gestion de l’animalerie. Pour éviter toute souffrance, les procédures de chirurgie se feront sous anesthésie générale associée à un protocole analgésique en pré-, per- et post-opératoire. La durée et dose des traitements seront réalisées par du personnel habilité selon les protocoles préétablis, validés par la Structure chargée du Bien-Etre Animal et maitrisés par l’équipe.

Choix des espèces

Nous utilisons le modèle souris car nous avons besoin de modèles génétiques particuliers pour l’albinisme qui n’existent que dans cette espèce. De plus, la myopie et les méthodes d’induction de myopie sur cette espèce sont bien renseignées et validées par la communauté scientifique. Pour étudier le développement de l’œil, certaines mesures effectuées ne commencent à être fiables qu’à partir de 3 semaines d’âge, lorsque l’animal est sevré ; avant cela, l’œil est trop petit. En général, le développement réfractaire des souris se termine autour de 6 semaines. Pour nous assurer d’avoir dépassé la période critique du développement, nous poursuivrons la mesure jusqu’à 9 semaines d’âge. L’induction de la myopie est plus efficace si elle débute entre 3 et 4 semaines d’âge car l’œil y est encore en phase de croissance critique.

Gavées quotidiennement pendant sept jours, injectées dans l'abdomen, soumises à un test de force d'agrippement, 360 souris privées de micro-ARN dans leurs fibres musculaires vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance léger pour 240 d'entre elles et modéré pour 120. Le porteur conclut que ces interventions restent "transitoires et réversibles, sans conséquence durable sur la santé des animaux", tout en indiquant que ces souris présentent une faiblesse musculaire et qu'une alimentation en gel sera ajoutée dans la cage de celles qui n'accèdent plus normalement à la nourriture. Deux traitements aux glucocorticoïdes, prednisone par gavage et dexaméthasone par injection, servent à mesurer la part de l'inflammation dans les atteintes musculaires. Toutes sont tuées à l'issue, pour prélever leurs muscles et d'autres tissus.

Objectifs

Les micro-ARN (ou miARN) sont de très petites molécules présentes dans nos cellules, qui jouent un rôle important pour contrôler le fonctionnement des gènes. Ils agissent un peu comme des interrupteurs qui ajustent la production de protéines selon les besoins de la cellule. On sait déjà qu’ils sont essentiels pour la formation des muscles pendant le développement de l’embryon, mais on connaît encore mal leur rôle une fois que le muscle est formé, notamment chez l’adulte. Dans ce projet, nous utilisons un modèle de souris dans lequel les micro-ARN sont supprimés uniquement dans les fibres musculaires, grâce à la désactivation d’un gène appelé Dicer, nécessaire à leur fabrication. Cela nous permettra d’observer comment les muscles réagissent lorsqu’ils ne peuvent plus produire ces petites molécules : leur structure, leur force, et leur capacité à bien fonctionner au quotidien. L’objectif est de mieux comprendre comment les micro-ARN participent à l’équilibre et à la santé du muscle. À plus long terme, ces recherches pourraient aider à développer de nouvelles pistes pour prévenir ou traiter certaines maladies qui provoquent la faiblesse ou la dégénérescence musculaire.

Bénéfices attendus

Ce projet cherche à mieux comprendre le rôle des micro-ARN, de petites molécules qui aident les cellules à fonctionner correctement, dans la santé du muscle après la naissance. Nous nous intéressons plus particulièrement à leur influence sur la structure des fibres musculaires et sur la régulation de l’inflammation au sein du muscle. Pour cela, nous étudierons des souris chez lesquelles ces micro-ARN sont absents dans les fibres musculaires. En observant ces souris à différents âges (4 semaines, 2 mois et 8 mois), nous pourrons suivre l’évolution des éventuelles altérations du muscle et identifier les périodes où ces petites molécules jouent un rôle clé. Grâce à des analyses précises des tissus et des protéines musculaires, nous chercherons à comprendre quels mécanismes sont touchés par la perte des micro-ARN. Nous testerons également deux traitements anti-inflammatoires à base de glucocorticoïdes (prednisone par gavage et dexaméthasone par injection intrapéritonéale) afin d’évaluer dans quelle mesure l’inflammation contribue aux altérations musculaires observées. En résumé, ce projet permettra de mieux comprendre comment le muscle adulte garde son équilibre et se protège au fil du temps. Ces connaissances pourraient, à terme, aider à développer de nouvelles stratégies pour prévenir ou traiter certaines maladies musculaires liées à la dégénérescence ou à une inflammation chronique.

Procédures

1) Gavage oral : administration quotidienne pendant 7 jours consécutifs et habituation pendant 3 jours en amont (environ 30 secondes à 1 minute par souri). 2) Injection intrapéritonéale (IP) : administration quotidienne pendant 7 jours consécutifs (selon le groupe, 30 secondes maximum par souris). 3) Prélèvement sanguin : effectué une seule fois par animal, au moment prévu après le GRIP test et avant l'euthanasie (environ 30 secondes à 1 minute par souri). 4) GRIP test : réalisé une seule fois par animal, conformément au calendrier expérimental (environ 20 seconds par souris). 5) Contention : utilisée pendant les manipulations nécessaires (gavage, IP, prélèvement sanguin, GRIP test) uniquement pour la durée de l’intervention (environ 10 à 20 secondes par souris).

Impact sur les animaux

Dans le cadre de ce projet, les différentes interventions expérimentales peuvent entraîner des effets indésirables ou des gênes temporaires pour les animaux. Le gavage oral, peut provoquer un léger stress transitoire, une gêne liée à la contention, ainsi que de petites irritations de l’œsophage et, plus rarement, de brèves complications respiratoires. Une légère perte de poids ou des variations temporaires du comportement alimentaire peuvent également survenir. L’injection intrapéritonéale peut provoquer un inconfort local au point d’injection et un stress léger lors de la manipulation, ainsi que, très rarement, une irritation ou inflammation locale. Le prélèvement sanguin nécessite une immobilisation brève, pouvant entraîner un stress léger et passager, et une gêne locale mineure au point de ponction, sans douleur durable ni lésion significative. Le GRIP test implique également une courte contention et une mobilisation des membres, ce qui peut occasionner un stress transitoire et une fatigue musculaire passagère. Dans l’ensemble, toutes ces interventions entraînent un niveau de contrainte modéré, avec des effets transitoires et réversibles, sans conséquence durable sur la santé des animaux.

Devenir

À l’issue des différentes procédures expérimentales, tous les animaux seront euthanasiés de manière conforme aux recommandations réglementaires (arrêté du 1er février 2013, annexe IV de la directive 2010/63/UE). Cette étape est nécessaire afin de prélever les muscles et autres tissus d’intérêt pour réaliser les analyses moléculaires, histologiques et biochimiques prévues dans le protocole.

Remplacement

Pour comprendre le rôle des micro-ARN dans le bon fonctionnement et l’équilibre du muscle, il est nécessaire d’étudier un organisme vivant dans son ensemble. En effet, le muscle ne fonctionne pas isolément : il dépend de nombreux types de cellules, ainsi que de facteurs hormonaux et physiologiques qui agissent ensemble pour maintenir sa structure et sa force. Aujourd’hui, il n’existe aucun modèle en laboratoire (in vitro) capable de reproduire fidèlement ces interactions complexes entre les cellules du muscle et leur environnement. C’est pourquoi l’utilisation d’un modèle vivant (in vivo) est indispensable pour obtenir des résultats fiables et représentatifs du fonctionnement réel du muscle. La souris est l’espèce la plus adaptée pour ce type d’étude, car son organisation musculaire et sa fonction contractile sont très similaires à celles de l’être humain. Cela permet de mieux comprendre les mécanismes en jeu chez l’Homme et, à terme, de favoriser le développement de nouvelles approches thérapeutiques contre les maladies musculaires.

Réduction

Les recherches précédentes menées dans notre laboratoire ont permis d’acquérir une solide expérience du modèle utilisé et de la méthodologie expérimentale. Cela nous permet aujourd’hui de réaliser des expériences précises, bien contrôlées et de qualité, tout en limitant au maximum le nombre d’animaux nécessaires. Chaque expérience sera menée sur un nombre réduit de souris, défini pour garantir à la fois la fiabilité scientifique et le respect du bien-être animal. Pour chaque animal, une patte servira aux analyses moléculaires et l’autre aux observations histologiques, ce qui évite de multiplier les animaux pour différentes analyses. Ce choix garantit donc une utilisation raisonnée et éthique des animaux.

Raffinement

Les animaux seront observés quotidiennement afin de vérifier leur état général. Bien que les souris utilisées dans ce projet puissent présenter une légère faiblesse musculaire, les études précédentes ont montré qu’elles conservent une bonne mobilité et peuvent se nourrir et s’hydrater normalement. Leur déplacement sera toutefois surveillé régulièrement pour repérer tout signe de difficulté (ralentissement, boitement ou absence de mouvement). Avant le début des traitements, les animaux seront habitués au GRIP test et au gavage pendant une semaine, afin de réduire le stress et faciliter la tolérance à ces manipulations. En cas de gêne, des mesures rapides seront prises pour éviter toute souffrance inutile. Si un animal montre des signes de faiblesse empêchant un accès normal à la nourriture, une alimentation en gel sera ajoutée directement dans la cage pour faciliter la prise alimentaire. En cas de perte de poids ou si un point limite de souffrance est atteint, l’animal sera immédiatement euthanasié de manière rapide et indolore, conformément aux recommandations éthiques. Le traitement médicamenteux administré est habituellement bien toléré et ne provoque pas d’effets indésirables significatifs. Le prélèvement sanguin, réalisé sur une petite veine de la tête, représentera un volume très minime de sang et sera effectué au moment de l’euthanasie afin d’éviter tout stress ou inconfort supplémentaire.

Choix des espèces

Les études réalisées uniquement sur des cellules en culture ne permettent pas de comprendre le rôle des micro-ARN dans la structure et le bon fonctionnement du muscle, ni d’observer les interactions naturelles entre les différentes cellules qui composent le tissu musculaire. Les modèles de muscles reconstitués en laboratoire (appelés muscle-on-chip ou organoïdes) sont encore en développement et ne reproduisent pas fidèlement le comportement des micro-ARN ni la complexité des échanges cellulaires observés dans un organisme vivant. Ces limites rendent difficile l’étude précise des mécanismes biologiques impliqués dans la régulation du muscle. C’est pourquoi nous avons choisi d’utiliser la souris, un modèle reconnu et bien documenté, pour lequel tous les outils génétiques et moléculaires nécessaires à cette étude sont disponibles. La sélection de différents stades – 4 semaines, 2 mois et 8 mois – permet d’observer l’évolution des altérations musculaires au fil du temps : 4 semaines correspond à l’âge post-sevrage, où les premières modifications du muscle peuvent être détectées ; 2 mois représente l’âge jeune adulte, période où la fonction musculaire est stabilisée ; et 8 mois correspond à un âge adulte intermédiaire, permettant d’évaluer l’impact à plus long terme de l’absence de micro-ARN sur la structure et la physiologie du muscle. De plus, la grande similarité entre la souris et l’être humain (environ 99 % des gènes sont communs) permet d’obtenir des résultats pertinents et transposables à la compréhension des maladies musculaires humaines.

Cent-dix études réglementaires en trois ans, exigées avant tout essai clinique ou toute mise sur le marché : 2 000 macaques à longue queue vont être utilisés, 1 568 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, 432 en gravité légère. Ils reçoivent des produits par voie orale ou par injection, parfois placés jusqu'à deux heures sur une chaise de contention, isolés en cage individuelle jusqu'à 72 heures pour la collecte d'urine, équipés d'un gilet portant une pompe, d'électrodes, de cathéters permanents ou d'implants de télémétrie posés sous anesthésie. La plupart sont tués pour l'examen des organes exigé par la réglementation, 150 sont réutilisés dans d'autres études, six retournent en élevage et trois sont placés. Le porteur rappelle que la réglementation réserve les primates aux pathologies humaines invalidantes ou mortelles et aux cas sans autre espèce possible, tout en couvrant par ce seul projet médicaments et dispositifs médicaux de commanditaires variés.

Objectifs

L’objectif de ce projet est la réalisation des études réglementaires de toxicologie générale ou de pharmacologie de sécurité ou de tolérance locale ou des études préliminaires (recherche de doses, dose maximale tolérée, étude de pharmacocinétique, pharmacologie et pharmacodynamie) ou des études d’immunogénicité chez le primate non humain. Ces études consistent en l’administration unique ou répétée du produit à tester (médicament ou dispositif médical) suivie par des observations régulières des animaux, pesées corporelles, suivi de la consommation alimentaire, examen ophtalmologique, évaluation des effets sur la tolérance locale (si applicable), évaluation des effets sur les paramètres sanguins ou urinaires, évaluation des effets neurocomportementaux ou sur les fonctions respiratoires, cardiovasculaires et immunologiques, analyse macroscopique et/ou histopathologique, évaluation de la pharmacocinétique et pharmacodynamie du produit. Ces études permettront d’accéder aux essais cliniques afin de confirmer la sécurité et l’efficacité du produit chez l’Homme avant sa mise sur le marché ou d’obtenir l’autorisation de mise sur le marché (dispositif médical). Le nombre d’études pouvant être réalisées au total sur ce projet est de 110 sur 3 ans.

Bénéfices attendus

Les études de toxicologie générale ou de pharmacologie de sécurité ou de tolérance locale sont réglementairement requises par les lignes directrices Européennes et Internationales et représentent une étape essentielle avant de réaliser des essais cliniques sur un médicament humain (sur des volontaires sains à court terme et sur les patients à moyen et long terme), ou pour l’obtention d’une autorisation de mise sur le marché pour les dispositifs médicaux. Elles visent à définir le profil de toxicité ou de tolérabilité des produits à tester et donc rendre les essais cliniques plus sûrs pour les patients ou volontaires participant à l'essai. Elles permettent aussi de définir la dose qui sera testée (avec une marge de sécurité) pour la première administration à l’Homme. Ce projet permettra donc d’avancer dans le développement des solutions thérapeutiques, prophylactiques (préventives) ou diagnostiques innovantes pour le traitement de certaines maladies chez l’Homme.

Procédures

Les animaux pourront être soumis à des prélèvements sanguins, sur animal vigile, en accord avec les recommandations du comité d’éthique et de la structure du bien-être animal. Des récoltes d’urines et de fécès pourront être réalisées en plaçant les animaux dans des cages spécifiques. Les animaux recevront les produits à tester par différentes voies, orale ou injections, avec si nécessaire mise sur siège à contention pour des administrations intraveineuses lentes ou des voies orales sur animaux matures. Les animaux pourront être équipés d’un gilet contenant une pompe ou avec des capteurs pour enregistrer les paramètres ECG. Les animaux pourront être anesthésiés pour tout acte nécessitant une immobilisation de l’animal pour une durée limitée à quelques minutes, comme les examens ophtalmologiques ou les examens physiques détaillés. Pour des examens plus longs ou pour des prélèvements (tels que la moelle ossseuse, liquide céphalorachidien ou biopsies diverses) ou pour des chirurgies telles que les implantations de cathéter ou d’implant de télémétrie, l’anesthésie sera plus longue et plus profonde avec un protocole adapté. Le nombre d’anesthésies et de prélèvements sera réduit au maximum de ce qui est nécessaire pour diminuer au maximum l’inconfort des animaux. Les animaux pourront être isolés pendant 24h en post-opératoire des chirurgies de cathétérisme intrathécal pour éviter que les congénères touchent la plaie et qu'on ait des infections. - La fréquence de ces administrations varie en fonction du produit (par exemple 1 fois par jour, 1 fois par semaine) - La durée des administrations est généralement rapide quelques secondes à quelques minutes pour les voies orale et administrations, sous-cutanée, intraveineuse ou intramusculaire. Les administrations par perfusion continue peuvent durer de plusieurs heures par jour ou être en continu. - Des prélèvements seront réalisés pour évaluer les effets sur les paramètres sanguins et urinaires ; généralement 2 à 4 fois par étude. L'évaluation de la pharmacocinétique/pharmacodynamique et mesure des biomarqueurs dans le sang sont réalisés plusieurs fois par étude (généralement 2 à 6 occasions). - Le nombre et la durée des interventions sont adaptés en fonction de l'utilisation clinique, de la durée d'étude, de la cinétique d'exposition, des effets attendus et sont définis dans le plan d'étude.

Impact sur les animaux

Les nuisances pour les animaux peuvent être les suivantes : - Stress, inconfort ou douleur brève, n’excédant pas quelques minutes, lors des procédures d’administration et de prélèvement de sang. Dans le cas d’administration intraveineuse lente la procédure d’administration peut être plus longue (maximum 2h) avec placement de l’animal en chaise à contention. Pour des prélèvements sanguins, l’animal peut être isolé (maximum 1h) dans un compartiment individuel. - Hébergement dans une cage individuelle pour collecte d’urines pendant 72h maximum - Anesthésie de quelques minutes et réveil d’anesthésie avec éventuellement désorientation/perte d’équilibre ou hypothermie lors des examens physiques détaillés ou des examens ophtalmologiques ou tout autre acte nécessitant une sédation légère. - Anesthésie et douleur légère à modérée en post-opératoire (quelques jours) pour la pose des cathéters ou d’implants de capteurs collectant des données physiologiques. - Stress, inconfort lié au port d’un gilet avec une pompe pour les animaux implantés avec un cathéter en permanence depuis la chirurgie jusqu’à la fin de période de traitement. - Stress, inconfort lors de la mise en place d’électrodes ou d’un brassard avec mise en siège à contention pour une évaluation des fonctions vitales telles que ECG ou pression artérielle, pour une durée maximale telle que décrite pour les administrations. - Pour des cas exceptionnels, stress, inconfort lié à la mise à jeun avec isolement dans un compartiment individuel pour une durée maximum de 16h pour recueil d’urines/feces. - Modification ponctuelle et de courte durée du cycle nycthémèral lorsque des actes d’études (prise de sang pour de la bioanalyse, par exemple) devant se faire pendant la période nocturne. - Effets toxicologiques ou pharmacologiques ou effets locaux (sites d’administration) légers à modérés dus à l’administration des médicaments à tester (perte de poids, léthargie, excitation, baisse de la consommation de nourriture, tremblements, irritation ou inflammation locale au site d’administration…).

Devenir

En accord avec le plan d’étude utilisé les animaux pourrons être 1) euthanasiés en fin d’expérimentation en vue d’examens et de prélèvements d’organes ou tissus (examens macroscopiques et/ou microscopiques) tels que requis par la réglementation pour la détermination des organes cibles ; 2) gardés en vie et retourner en zone d’hébergement hors étude suite à l’avis du vétérinaire avec l’évaluation de la gravité réelle des procédures subies ; 3) replacés en accord avec la structure en charge du bien-être animal et les vétérinaires ; 4) hébergés en attente d’inclusion en étude, conditionnée par un examen vétérinaire favorable.

Remplacement

Actuellement, il n’existe pas encore d’alternatives à l’utilisation d’animaux pour évaluer la toxicité de substances dans leur globalité sur un corps entier avec une connectitivé de tous les organes et tissus. Pour le moment, les approches alternatives (NAMs) ne permettent pas elles seules de déterminer la toxicité de substances suite à une expoxition systémique. Dans ces études, un relevé des signes cliniques et des paramètres sanguins des animaux est requis, ainsi qu’une évaluation macroscopique et microscopique des organes nécessitant d’avoir accès à l’animal dans son entièreté, pour évaluer l’ensemble des paramètres demandés par les lignes directrices.

Réduction

Le nombre d’animaux pour les études réglementaires est défini dans les lignes directrices internationales applicables (notamment ICH) et adapté en fonction du nombre de doses testées, du nombre de produits testés et de la présence ou non d’une période de réversibilité. Pour les études préliminaires, le nombre d’animaux par lot est établi au plus juste afin d’obtenir des résultats exploitables et en tenant compte des objectifs de l’étude, du nombre de doses testées et du nombre de produits ; il est précisé dans le plan d’étude. Le plan d’étude est évalué par le comité d’éthique avant le démarrage de l’étude. Dans la mesure du possible, notamment pour les études préliminaires, il n’est pas nécessaire d’avoir un lot contrôle puisque l’on dispose de données prétest ou de données historiques relevantes pour les interprétations. Le développement d’études avec un Virtual Control Groupe (basé sur une banque de données des paramètres principaux de toxicologie obtenue à partir d’études avec le même design et sur le même modèle animal) permettra de limiter également l’utilisation d’animaux contrôles, y compris dans les études réglementaires. Dans les études de télémétrie, le design est en carré latin, l'animal est son propre contrôle et recoit chaque dose produit à tester tour à tour. Ce type de design permet de réduire le nombre d'animaux utilisés. Dès que cela est possible, les paramètres de pharmacologie de sécurité sont évalués dans les études de toxicologie ce qui évite la réalisation d'études de pharmacologie de sécurité standalone et réduit le nombre d’animaux utilisés. Lors que cela est possible, les animaux contrôles réverses peuvent retourner en stock au sein de l’établissement utilisateur, après accord vétérinaire. Lorsqu’aucun effet du genre de l’animal n’est attendu, un seul sexe pourra être utilisé dans l’étude.

Raffinement

Pour améliorer leur bien-être, les animaux seront hébergés en groupes sociaux dans la mesure du possible et auront au moins 15 jours d’acclimatation dans la salle d’étude avant la première administration. Pour limiter le stress des animaux, des séances d'habituation au transfert en compartiment de procédure seront réalisées avec la distribution de récompenses. Les animaux bénéficient également de divers enrichissements tels que des jouets (en rotation sur la semaine), des bâtonnets de bois à ronger, des graines de tournesol/raisins secs, des tunnels en carton et de fruits et légumes en plus de l’alimentation classique. L’hébergement en volière sera privilégié (au moins pour les primates juvéniles) car il comporte des tubes en PVC, des perchoirs, des barrières visuelles et des balançoires. La musique sera présente dans l’ensemble des hébergements. Des récompenses alimentaires seront distribuées après les actes contraignants. Les animaux seront progressivement habitués aux administrations orales, au placement sur siège lors d'administration IV longue, ... Les techniques engendrant le moins de stress ou d’inconfort sur une durée la plus courte possible pour l’animal seront privilégiées. Les actes pouvant engendrer du stress ou de l’inconfort seront réduits au minimum nécessaire (nombre et durée) et seront réalisés sous anesthésie avec un protocole analgésique adapté le cas échéant. Les animaux sont observés au moins 1 fois par jour (incluant le week-end) afin de permettre la détection rapide de signes cliniques et d’agir au plus vite pour limiter toute souffrance ou douleur inutile. En cas de signes cliniques ayant des répercussions sur le bien-être animal, des mesures rapides et appropriées seront prises par le vétérinaire (mise en place d’un traitement médical, interruption des administrations, réduction de la dose testée par exemple). Pour les études préliminaires de recherche de doses, le choix de la dose ultérieure est raffiné et adapté en fonction des effets cliniques observés à la dose précédente, sous supervision éthique. Les procédures chirurgicales seront réalisées sous anesthésie avec un protocole d’analgésie adapté (cf section anesthésie/analgésie de chaque procédure). Pour les candidats médicaments biologiques, un prétraitement pourra être réalisé avec des anti-histaminiques ou corticoïdes pour limiter le risque de réaction immunogène.

Choix des espèces

L’utilisation du primate non humain se justifie d’un point de vue réglementaire car c’est une des espèces non-rongeurs acceptée pour la réalisation d’études précliniques. Le choix du primate non humain est basé sur la réglementation qui réserve l’utilisation de primates non humains aux études précliniques sur des candidats médicaments destinés à traiter des pathologies humaines invalidantes ou mortelles et sous réserve qu’il existe des éléments scientifiques indiquant que la finalité de la procédure ne peut pas être atteinte en utilisant d’autres espèces. Ces données scientifiques peuvent être des données pharmacocinétiques, de métabolisme et de pharmacodynamie et/ou des analogies entre l'Homme et l'animal. L’âge des animaux sera déterminé en fonction du type d’étude et de la population ou des animaux cibles du produit, cela peut varier de l’âge juvénile jusqu’à l’âge adulte, correspondant à la maturité sexuelle. Ce choix est fait en prenant en considération l’ensemble des études réglementaires précliniques qui pourraient être nécessaires pour les essais cliniques chez l’Homme et l’autorisation de mise sur le marché d’un nouveau médicament.

Environ quinze études par an, commandées au fil de l'eau pour valider des candidats médicaments avant le passage à l'être humain : 4 500 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Injectées jusqu'à quatre fois par semaine pendant quinze semaines, elles développent une réaction immunitaire dirigée contre leur propre organisme, imitant le diabète de type 1, la maladie cœliaque ou le lupus, et subissent en plus des prélèvements sanguins, des mesures de glycémie et, pour certaines, des endoscopies sous anesthésie. Le porteur annonce perte de poids, déshydratation, lésions cutanées et diarrhées sanglantes comme effets attendus de ces maladies induites. Sur le remplacement, il affirme que les cultures cellulaires et les simulations informatiques ne reproduisent pas la complexité d'un "organisme entier", et qualifie ces modèles de "cruciaux".

Objectifs

Les maladies auto-immunes sont des maladies dans lesquelles le système immunitaire, qui normalement protège le corps contre les infections, se retourne par erreur contre les propres cellules et tissus de l'organisme. Parmi les maladies concernées, on trouve le diabète de type 1, la maladie cœliaque (intolérance au gluten), ou encore le lupus. Pour mieux comprendre ces maladies, les chercheurs utilisent des modèles animaux, principalement des souris. Ces modèles permettent d'observer comment la maladie se développe, quelles cellules du système immunitaire sont impliquées, et comment les dommages sur les organes se produisent ou peuvent être limités. Dans ce projet, des souris sont utilisées pour reproduire en conditions contrôlées certains mécanismes de ces maladies. Pour cela, les animaux reçoivent des substances qui déclenchent ou amplifient une réaction immunitaire dirigée contre leur propre organisme. Cela permet d'étudier comment cette réaction se met en place et comment elle pourrait être freinée ou corrigée. L'objectif général est de mieux comprendre ces mécanismes, dans le respect des règles éthiques en vigueur, afin d'ouvrir la voie à de nouveaux traitements pour les patients. Environ 15 études sont prévues par an dans le cadre de ce projet.

Bénéfices attendus

Ce projet de recherche est susceptible d'apporter plusieurs bénéfices importants, tant pour la compréhension des maladies que pour le développement de futurs traitements : - Mieux comprendre comment le système immunitaire s'emballe : les chercheurs pourront observer comment certaines substances du corps déclenchent une réaction immunitaire anormale, et identifier les cellules responsables de cette réaction. - Étudier la réponse des cellules immunitaires : en particulier les globules blancs appelés lymphocytes T, qui jouent un rôle central dans les maladies auto-immunes. - Mesurer la production d'anticorps : les anticorps sont des protéines produites par le système immunitaire. Ce projet permettra d'évaluer si certaines substances sont capables de déclencher la production d'anticorps spécifiques, ce qui est important pour comprendre la maladie. - Tester des stratégies pour moduler la réponse immunitaire : c'est-à-dire explorer des approches pour calmer ou réorienter le système immunitaire lorsqu'il attaque le corps. - Valider des candidats médicaments : ce projet permettra d'obtenir une première preuve que certaines molécules thérapeutiques sont efficaces et faisables, avant d'envisager des essais chez l'humain. À terme, ces travaux contribuent à améliorer la prise en charge des patients atteints de maladies auto-immunes, en ouvrant la voie à des traitements plus ciblés et plus efficaces.

Procédures

Les animaux utilisés dans ce projet sont soumis à différents types d'interventions, toutes réalisées dans des conditions encadrées et par du personnel formé : - Administrations et injections : les souris reçoivent des substances par différentes voies. Ces gestes sont réalisés sur l'animal éveillé ou anesthésié, durent environ 10 secondes chacun, et peuvent être répétés jusqu'à 4 fois par semaine, sur une durée maximale de 15 semaines. - Prélèvements sanguins : de petites quantités de sang sont prélevées sur l'animal éveillé, en 15 à 20 secondes, au maximum une fois toutes les deux semaines. - Pour certains modèles, Mesure du taux de sucre dans le sang : une petite goutte de sang est prélevée 1 à 2 fois par semaine sur l'animal éveillé, en environ 15 secondes. Un test de tolérance au glucose (qui consiste à mesurer la glycémie à plusieurs reprises sur 2 heures) est réalisé 6 fois de suite, et répété 2 fois au cours de l'étude. - Pour d’autres modèles, analyse urinaire par miction spontanée ou massage abdominale ne durant que quelques secondes. Très rarement pour un modèle particulier de l’endoscopie peut être réalisée sur quelques animaux. Ils sont alors anesthésiés quelques minutes.

Impact sur les animaux

L'utilisation de ces modèles animaux peut entraîner certains effets indésirables, directement liés aux maladies étudiées et non aux traitements expérimentaux eux-mêmes : - Perte de poids - Baisse de l'activité et de la mobilité, souvent liée à la fatigue causée par la maladie - Déshydratation, notamment dans les modèles de diabète ou de maladie cœliaque - Atteintes cutanées (lésions ou irritations de la peau) - Diarrhées avec parfois présence de sang dans les selles Ces effets sont étroitement surveillés tout au long des études. Des mesures de prise en charge sont mises en place dès l'apparition des premiers signes, afin de limiter l'inconfort des animaux et d'intervenir rapidement si nécessaire

Devenir

Les animaux sont euthanasiés pour les prélèvements d’organes nécessaires à l’atteinte des objectifs de l’étude.

Remplacement

LL'utilisation de modèles d’immunisation est cruciale pour le développement et l'évaluation de nouvelles thérapies. Ces modèles permettent d'étudier les réponses immunitaires dans un environnement contrôlé, offrant une approche unique pour comprendre les interactions cellulaires et les mécanismes pathologiques spécifiques. Ils surmontent les limitations des systèmes in vitro (sur des cellules en laboratoire) et in silico(sur ordinateur), qui ne peuvent reproduire la complexité d'un organisme entier. Les simulations informatiques identifient des cibles pertinentes à valider expérimentalement. Les tests in vitro étudient certaines réponses cellulaires et testent des molécules immunomodulatrices, mais ne simulent pas les interactions dynamiques entre organes. Les modèles animaux, eux, offrent des avantages uniques : - Complexité physiologique : Ils permettent d'étudier les interactions entre le système immunitaire et d'autres organes, impossible à reproduire in vitro ou in silico. - Progression de la maladie : Ces modèles permettent d'observer l'évolution de la pathologie sur une longue période, crucial pour comprendre la maladie et évaluer l'efficacité des traitements. - Biomarqueurs et diagnostic : Ils facilitent l'identification de nouveaux biomarqueurs pour le diagnostic précoce et le suivi de la progression de la pathologie. - Évaluation de la sécurité : Essentiels pour tester la sécurité des nouvelles thérapies avant les essais cliniques humains. - Étude des complications : Ils permettent d'étudier les complications à long terme, comme les problèmes cardiovasculaires, cutanés, etc. - Personnalisation des traitements : Ces modèles aident à identifier des sous-groupes de patients répondant différemment aux traitements.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisé est préalablement basé sur les publications scientifiques. Ensuite, sur la base des données expérimentales, un biostatisticien est consulté pour optimiser le nombre d’animaux à utiliser selon le type de mesures effectuées. Seules les molécules ayant montré en amont une activité anti-inflammatoire in vitro sont testées sur les animaux (in vivo). L’utilisation de techniques précises de pointes comme l’examen permettant la caractérisation des types cellulaires, l’analyse de biomarqueurs et l’étude des tissus d’intérêt permettront d’obtenir des données détaillées à partir de petits échantillons. Les modèles décrits dans ce projet sont choisis pour leur pertinence clinique, réduisant ainsi le besoin de tests supplémentaires sur d’autres animaux.

Raffinement

De nombreuses mesures sont prises pour assurer le confort et le bien-être des animaux tout au long du projet : - Conditions d'hébergement optimales : les souris sont hébergées dans des environnements à conditions sanitaires strictement contrôlées (absence de pathogènes), en petits groupes de 5 animaux maximum par cage. Elles disposent d'une litière douce et d'éléments d'enrichissement favorisant leurs comportements naturels (abris, matériaux pour nicher, zones d'enfouissement). - Soins adaptés aux animaux malades : pour les souris développant des symptômes (comme le diabète ou la maladie cœliaque), un protocole de soins spécifique est mis en place dès les premiers signes : changement de litière trois fois par semaine, surveillance renforcée de la consommation d'eau, et apport de compléments nutritifs (gels hydratants et énergétiques). - Manipulation douce : les soigneurs utilisent des techniques de manipulation adaptées (tunnels, préhension dans le creux de la main) pour réduire le stress des animaux lors des interventions. - Surveillance continue 24h/24 : les animaux peuvent être hébergés dans des cages connectées qui détectent automatiquement toute anomalie de comportement (inactivité, agitation, litière humide), permettant une intervention vétérinaire rapide. - Grille de score et les points limites spécifiques à chaque modèle sont appliqués : un système d'évaluation régulière de l'état de santé des animaux est utilisé. Il permet de définir des seuils d'intervention clairs pour agir de manière anticipée et éviter toute souffrance inutile. - Mesures spécifiques pour les souris immunodéficientes : ces animaux, plus vulnérables aux infections, sont hébergés dans des équipements ventilés et manipulés sous hotte de protection.

Choix des espèces

La souris est le modèle de choix en pharmacologie. Elles partagent une grande partie de leur génome avec les humains, permettant de modéliser les maladies humaines et d'étudier les effets des médicaments. Leur petite taille et leur cycle de reproduction rapide facilitent les études à long terme. Les souris, étant des mammifères, ont des systèmes biologiques comparables à ceux des humains, rendant les résultats plus pertinents. Les souris adultes (à partir de 8 semaines d’âge) sont utilisées dans ce projet pour mimer la pathologie chez les patients adultes car l’immunité varie fortement en fonction de l’âge. De plus le système immunitaire est complètement mature à partir de 6 semaines d’âge chez la souris.