Procédures légères

80 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, la moitié des petits naissant aveugles, un phénotype que le porteur qualifie lui-même de "dommageable". Les animaux testés subissent trois chirurgies du crâne sous anesthésie, avec incision au-dessus des bulbes olfactifs pour de l'imagerie optique, répétées à un mois d'intervalle, puis sont tués à la dernière séance. Quinze reproducteurs voyants n'ayant subi aucune chirurgie sont réutilisés dans un autre projet, les souris aveugles ne pouvant l'être. Le projet vise à comprendre la plasticité de l'odorat après une cécité précoce, le porteur affirmant que cette imagerie ne peut s'envisager sur modèle in vitro.

Objectifs

À l’échelle mondiale, environ 2,2 milliards de personnes présentent une déficience visuelle, touchant aussi bien les nouveau-nés prématurés que les personnes de plus de 50 ans (OMS). La théorie du «darwinisme neuronal» stipule que l'absence d'une modalité sensorielle, comme la vision, induit une plasticité cérébrale permettant la potentialisation des autres sens afin d’aider l’individu à s’adapter à son environnement. Si ce phénomène de potentialisation sensorielle a été largement décrit, son évolution au cours du développement et ses mécanismes font encore l’objet de nombreuses questions. Ainsi, une des questions principales est d’étudier comment se met en place au cours du temps cette plasticité chez un individu privé de la vision, à la fois du point de vue comportemental, mais également au niveau des processus cérébraux sous-jacents. À ce jour, l’impact de la cécité sur la fonction olfactive, qui est un sens invisible mais critique dans notre quotidien, reste peu étudié, en particulier au niveau des mécanismes de réorganisation sensorielle cérébrale. L’objectif de ce projet est donc d’étudier le développement et la plasticité fonctionnelle du système olfactif induite par l’absence de système visuel périphérique au cours du développement. Nous avons choisi d’aborder cette question chez les rongeurs, des macrosmates qui utilisent principalement leur sens olfactif pour la perception de leur environnement (interactions sociales, recherche de nourriture, détection des prédateurs). Nous allons ainsi utiliser un modèle murin de cécité congénitale afin d’appréhender les mécanismes liés au développement et à la plasticité des systèmes sensoriels. Grace à la combinaison de plusieurs approches expérimentales, nous allons chercher à quel niveau et avec quel décours temporel interviennent les mécanismes de plasticité cérébrale afin d’apporter de nouvelles données pour mieux comprendre comment cette plasticité se met en place chez l’humain privé d’un sens.

Bénéfices attendus

Ce projet innovant répond à l’un des enjeux clés des neurosciences : la compréhension des mécanismes de plasticité cérébrale. Il est bien établi que la cécité précoce entraîne une amélioration des modalités sensorielles résiduelles non visuelles qui est accompagnée d'une plasticité cérébrale fonctionnelle et anatomique. Alors que les fonctions auditives et tactiles ont été largement étudiées, les données concernant les fonctions olfactives sont moins documentées et les résultats moins cohérents. Le but de la présente étude est d’évaluer, sur un modèle de souris présentant une cécité congénitale, les performances olfactives et de corréler les changements observés à l’activité des aires cérébrales impliquées dans la perception des odeurs. Cette étude sera menée à différents stades de développement afin d’évaluer comment ces modifications se mettent en place au cours du temps. Étant donné que les données concernant les fonctions olfactives chez les humains aveugles sont controversées, ce modèle murin nous permettra d’approfondir nos connaissances de la plasticité du système olfactif et de clarifier, avec des approches de pointe, l’effet de la cécité sur les fonctions olfactives. De nombreuses études ont montré qu’il était possible d’éduquer notre fonction olfactive comme l’illustre parfaitement l’exemple des parfumeurs, mais également de la rééduquer après une perte olfactive. Ce projet, en étudiant comment la plasticité se met en place au cours du développement, pourra fournir des données sur les périodes critiques au cours desquelles on pourrait proposer une éducation olfactive chez les enfants aveugles congénitaux visant à améliorer encore leur perception du monde qui les entoure.

Procédures

La procédure 1 concerne la mise en reproduction des souris et il n’y a donc aucune intervention sur ces dernières. La procédure 2 comprend deux session expérimentale. La première vise à enregistrer la respiration des souris dans un pléthysmographe corps entier. Afin de limiter le stress des animaux lié au changement d’environnement par rapport à leur cage d’hébergement, ils seront habitués à l’appareil pendant 10 minutes les deux jours précédant cette session. La durée totale de cette session sera de 30 minutes. La deuxième session expérimentale a lieu de lendemain de la première. Les animaux seront anesthésiés et analgésiés puis placés dans un cadre stéréotaxique. Suite à un traitement anesthésique local, la peau du crâne sera incisée au niveau des bulbes olfactifs (ouverture de 0,5 cm environ). Une session d’imagerie optique sera alors réalisée pendant 30 minutes et en présentant différentes odeurs. L’anesthésie et l’analgésie seront maintenues tout au long de la procédure. La peau du crâne sera ensuite recousue et l’animal replacé dans sa cage d’hébergement. La durée de cette session n’excédera pas 60 minutes. Cette procédure sera répétée 3 fois pour chaque animal à 9/11 jours post-natal (P9/11) à P30 et à P60. Après chaque session expérimentale, les souris (en particulier les plus jeunes à P9) seront replacés le plus rapidement possible avec leur mère ou leurs congénères. A la suite de la dernière session d’imagerie (P60), les animaux seront mis à mort.

Impact sur les animaux

La procédure 1, qui concerne la reproduction des animaux, va engendrer la naissance (la moitié de la portée) de souris aveugles qui est un phénotype dommageable. La procédure 2 comprend deux sessions expérimentales sur chaque animal. La première, qui concerne l’enregistrement dans la cage de pléthysmographie peut potentiellement générer un léger stress pour le jeune animal séparé de sa mère. La deuxième nécessite une chirurgie de gravité modérée réalisée sous anesthésie qui consiste en l’incision de peau au-dessus des bulbes olfactifs puis a la suture de celle-ci. Cette intervention peut engendrer une douleur post-opératoire. Cette intervention sera répétée à 30 jours d’intervalle.

Devenir

Procédure 1 : les souris reproducteurs et reproductrices voyantes (soit 15 souris) n’ayant subies aucune chirurgie ni geste invasif pourront, comme leur progéniture excédentaire, être réutilisés dans un autre projet de recherche. Il est difficile d’envisager la réutilisation des souris de phénotype aveugle dans une autre procédure, la plupart de celles-ci nécessitant un animal « voyant ». Si nous avons des pertes des juvéniles lors de la procédures 2, nous pourrons considérer utiliser ces animaux pour nos enregistrements chez l’adulte. Procédures 2: les animaux ayant subis 3 chirurgies au cours de leur développement et ayant été testé avec des odeurs dans le pléthysmographe ne pourront pas être réutilisés. Ils seront donc mis à mort à la fin de la procédure après la 3ème et dernière session d’imagerie.

Remplacement

L’étude de l’activité fonctionnelle du bulbe olfactif et du cerveau ainsi que des fonctions respiratoires et olfactives nécessitent l’utilisation d’animaux vivants et ne peut s’envisager sur modèles strictement in vitro. Les enregistrements optiques, s’ils ne sont pas invasifs au niveau cérébral, nécessitent la réalisation d’une fenêtre dans l’os du crane et rendent donc ces expériences non envisageables chez le sujet humain.

Réduction

Pour mener ce projet, nous aurons besoin d’utiliser 80 souris pendant la durée du projet. Le nombre d’animaux a été réduit au minimum et choisi en fonction 1) du calcul de la puissance statistique (avec alpha =0.05 et puissance statistique de 0.8) et 2) de nos travaux antérieurs et des données bibliographiques d’autres groupes. Les tests statistiques seront basés sur des ANOVA factorielles (aveugle VS voyant) (comparaison des fréquence respiratoires, surface des aires activées en imagerie optique) et des ANOVA à mesures répétées (test d’habituation/cross habituation). De plus et de façon critique, les approches expérimentales choisies (pléthysmographie et imagerie optique) permettent une approche longitudinale sur les mêmes animaux au cours du développement, réduisant ainsi le nombre total d’animaux utilisés. De plus, nous allons utiliser les mêmes animaux pour les mesures physiologiques (mesure de la respiration) et l’imagerie optique dans la procédure 2. Pour limiter tout effet de portée, seules 2 souris par phénotype seront testées à l'intérieur de la même portée, soit 2 souris aveugles (1 femelle et 1 mâle) et 2 souris voyantes (1 femelle et 1 mâle) pour un total de 4. Les animaux surnuméraires seront proposés pour être réutilisés dans d’autres procédures au sein de l’établissement. Si ce nombre idéal n’est pas possible dans une portée (par exemple une femelle aveugle et 2 mâles, 1 aveugle, 1 voyant), nous inclurons ces animaux dans notre procédure et inclurons 1 animal supplémentaire d’une autre portée pour compléter notre groupe).

Raffinement

Nous avons choisi d’enregistrer la respiration de façon non-invasive en utilisant une cage de pléthysmographie. Cette technique permet d’étudier très finement un ensemble de paramètres respiratoires comme la fréquence et les volumes inspiratoires et expiratoires de manière spontanée ou en présence d’une stimulation odorante. Ces enregistrements ont lieu sans aucune contrainte chez l’animal comme c’est le cas, par exemple, avec l’utilisation d’une ceinture placée autour de la cage thoracique. L’animal est libre de ses mouvements. Pour les expériences d’imagerie optique, l’anesthésie et l’analgésie seront maintenues tout au long de la chirurgie ou de l’enregistrement. La douleur post-opératoire sera quantifiée et une couverture analgésique sera mise en place. Étant donné que la moitié des souris présentera un phénotype dommageable dû à l’absence de perception visuelle, un milieu d’hébergement ultra-enrichi est préconisé. Le matériel utilisé sera le suivant : une grande cage, hébergement en groupe, la nourriture est mélangée avec la litière, un tunnel et une roulette / cage, et du matériel de nidification. Cette souche de souris, en offrant la possibilité d’avoir nos deux phénotypes d’intérêt au sein d’une même portée, permet de ne réaliser qu’un seul élevage.

Choix des espèces

Les rongeurs et en particulier les souris sont un modèle de choix pour l’étude du système olfactif en général et pour cette étude en particulier pour plusieurs raisons : (1) Les souris nouveau-nées naissent sans entrées auditives et visuelles (jusqu'aux jours 9 et 14-15, respectivement); Elles sont donc d'abord guidées par la chimioréception; (2) Le système olfactif de la souris fonctionne avant la naissance, contribuant ainsi très tôt à l'induction expérientielle de phénotypes comportementaux ; (3) Après la naissance et à l’âge adulte, les souris utilisent de façon critique les indices olfactifs pour guider leur comportement ; (4) Des tests comportementaux standardisés sont conçus pour évaluer les fonctions cérébrales et le comportement chez les souris adultes et en développement ; (5) L'accès à de nombreux génotypes obtenus par mutation ou par manipulation génétique permettent de disséquer de nombreuses fonctions cérébrales et notamment la plasticité. Pour répondre à la question des effets de la cécité sur la plasticité cérébrale et les performances sensorielles non visuelles, nous avons choisi d'utiliser une souche de souris mutante (la souche de souris ZRDBA). Lors de la reproduction, cette souche permet d’obtenir, au sein d’une même portée, une moitié de congénères aveugles et l'autre moitié voyants normalement. C’est un critère majeur lorsque l’on étudie le développement puisque l’on peut comparer des animaux de phénotypes différents issus d’une même portée. Ces animaux ont donc reçu les mêmes soins maternels et ont été exposés aux mêmes stimuli lors de leur développement. L’objectif est de tester l’impact de l’absence du système visuel périphérique sur l’activité du système olfactif au cours du développement. Nous utiliserons donc des souris à 3 stades développementaux différents : avant qu’elles n’ouvrent les yeux à un âge post-natal compris entre P9 et P11, quand elles ont ouvert les yeux et sont séparées de leur mère entre P30 et P32 et à l’âge adulte (>P60).

16 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, réparties entre un niveau de souffrance léger et modéré. Elles reçoivent un candidat vaccin à pseudo-particules virales de SARS-CoV-2 par voie sous-cutanée ou nasale à trois reprises, avec quatre prélèvements sanguins à la veine sub-mandibulaire, avant mise à mort pour prélever les organes lymphoïdes. Le porteur indique n'avoir jamais observé de signe clinique avec des protocoles similaires. Il affirme qu'aucune méthode de substitution ne mime la complexité de la réponse immunitaire des mammifères.

Objectifs

La disponibilité d'un vaccin efficace et permettant une cross-protection contre les variants de SARS-CoV-2 reste une urgence. Les pseudo-particules virales (virus-like particles ou VLPs)ont montré dans de nombreux modèles d'infection leur grande qualité d'antigène vaccinal. Le vaccin candidat composé de ces VLPs doit permettre de générer une réponse immunitaire humorale et cellulaire contre l'ensemble des protéines de structure du coronavirus (protéines S, E, M, N) contrairement aux vaccins actuellement disponibles ne contenant que l'antigène ou des séquences codant la protéine SPIKE à l'exception des vaccins basés sur des virus inactivés. Pour cela, notre équipe a développé des pseudo-particules virales de SARS-COV2 contenant la protéine S du variant delta ainsi que les protéines M, N et E de la souche originelle de Wuhan. En effet, ces trois dernières protéines structurales sont beaucoup moins sujettes à l'apparition de mutations et peuvent donc induire des protections croisées. Notre objectif est d'évaluer l'immunogénicité humorale et cellulaire de ce candidat vaccin de seconde génération en évaluant deux voies d'administration : sous-cutanée et nasale.

Bénéfices attendus

En cette période de pandémie de COVID-19 , la disponibilité d'un vaccin efficace et permettant une cross-protection contre les variants de SARS-CoV-2 reste une urgence. Ce projet va permettre de valider l'immunogénicité de notre candidat vaccin basé sur des pseudo-particules virales (virus-like particles ou VLPs) selon deux voies d'administration, l'une classique, la voie sous cutannée et l'autre plus adaptée à des pathogènes respiratoire, la voie nasale.

Procédures

Les animaux seront soumis à des : 1/ Prélèvements sanguins à J0 , J14, J28 et J45 à la veine sub-mandibulaire avec un volume cible de 200 μL 2/ Injections sous-cutanées du candidat vaccin sous un volume de 200 μl à J0, J7 et J28 3/ Instillations nasales du candidat vaccin sous un volume de 20 μl (10 μl par naseau) à J0, J7 et J28

Impact sur les animaux

Des protocoles similaires que ce soit d'immunisation sous-cutanée ou nasale ont été mis en oeuvre au sein de notre laboratoire et n’ont jamais montré de signes cliniques ou de changement de comportement suite à la vaccination. Les animaux seront tout de même surveillés de manière quotidienne pour détecter toute nécrose au point d'injection (groupe recevant les immunogènes par voie sous cutanée), tout inconfort respiratoire (groupe recevant les immunogènes par voie nasale). Tout animal présentant un de ces signes cliniques sera euthanasié. Toutes les procédures sont effectuées sous le controle d'un expérimentateur/concepteur expérimenté qui saura limiter ou le cas échéant évaluer le stress et/ou la douleur engendrée par la procédure.

Devenir

A J42, fin de la procédure, les animaux seront mis à mort afin de prélever les organes lymphoïdes secondaires.

Remplacement

Pour ce projet, il n’existe pas de méthode de substitution pour mimer la complexité de la réponse immunitaire chez les mammifères.

Réduction

Le nombre d’animaux est calculé au plus juste à l’aide d’outils statistiques garantissant une puissance de test de 80% minimum en s’appuyant sur les données de la littérature et de notre expérience.

Raffinement

Les souris sont hébergées en accord avec les directives en vigueur et bénéficient d'un enrichissement social (3 animaux /cage) et physique (maisonnette en plexiglas, papier absorbant, boîte à oeuf en carton) dans la zone d'hébergement définie par la SBEA de l’établissement. Un suivi quotidien de l’état de santé des animaux sera réalisé avec une surveillance systématique de points limites (prostration des animaux, poils hérissés). Tout traitement pouvant interférer avec la réponse immunitaire est proscrit. Des critères d’arrêt en lien avec les points limites sont prévus dans le projet afin de prendre en compte d’éventuels effets inattendus.

Choix des espèces

La souris Balb/c est la souris la plus utilisée pour valider l'immunogénicité d'un candidat vaccin. De plus, tous les outils immunologiques sont disponibles pour étudier la réponse immunitaire humorale et cellulaire chez la souris. Ce modèle murin permettra de faire la preuve concept de l’induction d’une réponse immunitaire avant de passer sur un modèle d’infection comme la souris K18-hACE2 et le hamster. 7 semaines incluant une semaine d’acclimatation. Stade physiologique : croissance

480 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dont 444 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent selon les groupes une greffe de peau sous anesthésie, des traitements immunosuppresseurs répétés et jusqu'à douze prélèvements sanguins, pour tester une stratégie vaccinale par thérapie cellulaire chez des patients immunodéprimés. Le porteur indique que l'immunosuppresseur employé peut provoquer une toxicité rénale, suivie par la perte de poids. Il affirme que la production d'anticorps ne peut avoir lieu qu'au sein d'un ganglion ou de la rate, impossible à reproduire in vitro.

Objectifs

Afin d'éviter les rejets de greffe, les patients transplantés sont traités avec des immunosuppresseurs. Malheureusement, ces traitements affaiblissent l'ensemble du système immunitaire, les patients sont plus sujets aux infection et cancers et ils répondent moins éfficacement aux vaccinations. L'objectif de ce projet est de mettre en place une nouvelle statégie vaccinale par thérapie cellulaire. Il est prévu de vacciner les animaux avec des schéma vaccinaux classiques (injection sous cutanée de l’antigène avec adjuvant), ou par l’injection de cellules T vaccinales modifiées par voie intraveineuse après anesthésie. Différentes souches de souris, présentant des défauts plus ou moins importants du système immunitaire seront utilisées. Ces modèles de souris permettront de répondre sur les interactions entre différentes populations immunitaires, présentes ou non dans ces modèles. Afin d’évaluer les doses d’immunosuppresseurs optimales, une expérience de greffe de peau sera réalisée. La greffe de peau a été choisi dans un premier temps comme modèle de transplantation car elle est beaucoup moins invasive que le greffe d’organe tel que cœur ou rein. La production d’anticorps ainsi que les différentes populations immunitaires seront étudiées chez les souris receveuses., c’est-à-dire ayant recu les cellules vaccinales.

Bénéfices attendus

Cette nouvelle approche vaccinale par thérapie cellulaire permettrait de surmonter les effets délétères des immunosuppressions chez les patients transplantés mais aussi de manière plus générale chez les patients présentant des défauts de réponse immunitaire, et qui ne répondent pas aux stratégies de vaccnations conventionnelles.

Procédures

IV : intraveineux/ SC : sous-cutané / IP : intrapéritonéal Procédure 1 : injection IV de cellules à des souris anesthésiées puis 1 seul prelevement sanguin avec anésthésique local en fin de procédure. Durée 24-48h. Procédure 2 : les souris subiront 2 injections SC et 5 prelevements sanguins (avec anésthésique local) sur une durée 42 jours. Procédure 3 : greffe de peau sous anesthésie gazeuse + analgésie morphinique, traitements immunosuppresseurs 2 à 3 fois par semaine par injection IP sous isoflurane, 7 prelevements sanguins (avec anésthésique local) sur une durée 42 jours. Procédure 4 : les souris seront sous traitements immunosuppresseurs (ou contrôle placebo) (2 à 3 fois par semaine par injection IP) et vaccinées par 2 injections SC à 28 jours d’intervalle. 10 prelevements sanguins (avec anésthésique local) sur une durée 98 jours. Procédure 5 : injection de cellules par voie IV sous anesthésie gazeuse et 10 prelevements sanguins (avec anésthésique local) sur une durée de 42 jours. Un groupe sera en plus sous traitements immunosuppresseurs (2 à 3 fois par semaine par injection IP) Procédure 6 : les souris seront vaccinées soit par 2 injections SC à 28 jours d’intervalle soit par injection de cellules par voie IV sous anesthésie gazeuse. Un groupe sera en plus sous traitements immunosuppresseurs (2 à 3 fois par semaine par injection IP). Au total, 12 prelevements sanguins (avec anésthésique local) sur une durée de 102 jours. Prélèvement sang total sous anesthésie générale à la fin de plusieurs procédures, juste avant mise à mort. Les injections durent moins d'1 minute, la greffe de peau environ 20 minutes, un prelevement de l'ordre de 30 Secondes (contention comprise).

Impact sur les animaux

Les doses d’immunosuppresseurs utilisées dans ce projet sont décrites dans la littérature. L’immunosuppresseur (appelé tacrolimus ou FK506) que nous utiliserons peut engendrer une toxicité rénale chez les patients. Nous avons pu montrer au laboratoire que, chez la souris, la perte de poids est un bon indicateur de cette toxicité rénale, les pesées sont donc adaptées dans les procédures ad hoc. Nous n’attendons pas d’effets indésirables dus aux injections : intrapéritonéales, sous cutanées ou intraveineuses) ni lors prélèvements repetés au niveau du sinus retro-orbital ou par voie submandibulaire. La greffe de peau est un geste bien documenté, les potentiels effets indésirables sont associés la plupart du temps à des soucis d’anesthésie lors de la chirurgie (non reveil de l'animal malgré des doses d'analgésie et anésthésie adaptées). De manière générale, les procédures ne doivent pas donner lieu à des troubles des fonctions corporelles ou de l’état général des animaux (hormis la greffe de peau). Les points cliniques généraux (aspect du poil, comportement, pesée) seront observés selon une fréquence déterminée pour chaque procédure ou étape au sein d’une même procédure. Des points limites propres à chaque procédure ont été définis pour éviter toute souffrance.

Devenir

Les souris de la procédure 1 seront mises à mort avec une méthode reglementaire en fin de procédure pour récupération des organes lymphoïdes Les souris des 5 autres procédures seront anesthésiées pour un prélèvement de sang maximum puis mises à mort avec une méthode reglementaire pour récupération des organes lymphoïdes. Ces prélèvements d’organes et de sang sont nécessaires aux analyses biochimiques/biologiques. Toutes les souris ayant atteint un point limite seront mises à mort avec une méthode reglementaire.

Remplacement

Ce projet ne peut être mené sans l’utilisation d’animaux car le système immunitaire est un système biologique extrêmement complexe, et les interactions cellulaires qui aboutissent à la production d’anticorps ne peuvent avoir lieu qu’au sein de l’architecture d’un ganglion ou de la rate, ce qui est impossible à reproduire in vitro.

Réduction

Des expériences préliminaires seront réalisées pour établir les paramètres optimaux, le nombre de cellules, ou encore les doses d’immunosuppresseurs. Des calculs d’effectifs ont permis d’établir le nombre minimal d’animaux par groupe pour que les résultats soient significatifs. Les procédures dites « pilotes » permettront d’établir les conditions / protocoles optimaux pour les procédures suivantes, afin de réduire égaiement le nombre de groupe. Les groupes controles comporteront 3 animaux alors que les groupes experimentaux seront de 5 ou 10 selon les procédures. (10 animaux pour les groupes d’interet, 5 pour les groupes controles). Nous prévoyons des duplicats experimentaux pour valider la reproductibilité des transferts de cellules, cellules qui sont au préalable modifiées, ce qui peut augmenter la variabilité des transferts adoptifs de cellules thérapeutiques. Au total, le nombre d’animaux nécessaires à ce projet est de 480 souris (mus musculus). Les analyses statistiques se feront par un test non paramétrique de mann -whitney.

Raffinement

Le bien-être des animaux sera analysé et pris en compte tout au long du protocole avec un suivi adapté en termes de fréquence et de détermination des points limites (poids, comportement aspect general). Les douleurs attendues dans ce protocole sont anticipées et devront etre évitées grâce à l’administration d’analgésiques lors des gestes tels que greffe de peau ou prélèvements, les points limites ont tout de même été définis afin d’intervenir en cas de nécessité. Différents traitements seront administrés : anesthésie gazeuse pour l’injection intraveineuse des cellules et la greffe de peau et pour le suivi du greffon . Analgésie (morphinique) pour la greffe de peau, local pour les prélèvements sanguins. Pesée hebdomadaire, et fréquence augmentée à 2 fois par semaine si perte de poids > 10%. La taille du greffon cutané, couleur, necrose seront des indicateurs de la perte de greffe et l’infection éventuelle du greffon sera considéré comme point limite. Les animaux seront maintenus en groupes sociaux pour éviter le stress lié à l'isolement (Si un animal prend pour habitude de retirer les bandages de ces congenères, alors cet animal sera isolé, de meme s'il présente des signes d'agressivité sur les autres souris.)

Choix des espèces

Du fait de leur similarité avec l’homme en termes de génétique, d’anatomie et de physiologie, la souris représente un modèle expérimental privilégié pour l’étude de la réponse immunitaire allogénique, c’est-à-dire entre souris de fond génétique différent. Notre projet nécessite le recours à des animaux génétiquement modifiés précédemment développés et disponibles présentant des défauts immunitaires plus ou moins importants. De tels modèles n'existent que dans l'espèce souris. Des souris âgées de plus de 8 semaines seront utilisées, afin qu'elles aient un système immunitaire mature capable de répondre aux vaccinations. Il n'y a pas de variabilité liée au sexe attendue dans ces protocoles. Mais pour éviter les rejets liés à l’antigène mineur d'histocompatibilité sexuel (HY), toutes les souris donneuses utilisées seront des femelles. Les receveuses pourront être des mâles ou des femelles.

142 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dont 132 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent des injections sous la rétine ou dans le vitré des deux yeux sous anesthésie, une imagerie rétinienne répétée et des prélèvements sanguins, avant une ponction intracardiaque terminale, pour tester une édition génique CRISPR-Cas9 contre la maladie de Stargardt. Le porteur indique aussi que le projet sert à mettre au point des gestes techniques et à valider les compétences des personnels. Il affirme qu'il est impossible de reconstituer la rétine in vitro.

Objectifs

Parmi les vecteurs viraux, ceux qui dérivent du parvovirus humain Adéno-Associé (AAV) sont aujourd’hui considérés comme les plates-formes les plus performantes pour le traitement par thérapie génique des maladies génétiques. Parmi les différents sérotypes d’AAV connu, le sérotype AAV2/8 avec les ITRs d’AAV2 encapsidés dans la capside d’AAV8 montre une grande efficacité en termes de tropisme et de niveau d’expression dans les photorécepteurs de la rétine. Par ailleurs, les vecteurs AAV pouvant donner lieu à une réponse immunitaire suite à une pré-exposition au virus, nous souhaitons également tester les nanoparticules lipidiques (LNP) afin de délivrer la nucléase Cas9. L’objectif de ce projet repose sur le potentiel d’une stratégie d’édition génique en ciblant l’intégration d’un minigène correctif dans un site de coupure d’ADN double-brin induit par la nucléase Cas9. Ce minigène permet la correction des mutations du gène ABCA4 qui impactent le fonctionnement de la protéine ABCA4, transporteur essentiel pour le métabolisme des rétinoïdes dans les photorécepteurs, les cellules photosensibles de la rétine. Avec une preuve de concept déjà établie in vitro et avec des résultats préliminaires in vivo, la valeur thérapeutique de cette approche est réalisable. L’utilisation d’une stratégie d’édition génique est en essai clinique pour une autre dystrophie rétinienne et donne l’espoir pour le futur développement de thérapies basées sur CRISPR/Cas9 pour la cécité. Pour cela, les praticiens et concepteurs en recherche sur la cécité doivent acquérir les compétences nécessaires à la réalisation de leurs projets de recherche impliquant des animaux selon la Directive Européenne (arrêté du 1er février 2013 relatif à l’acquisition et à la validation des compétences des personnels des établissements utilisateurs, éleveurs et fournisseurs d’animaux utilisés à des fins scientifiques). C’est dans ce cadre que nous souhaitons mettre au point les techniques d’injections sous rétinienne et intravitréenne sur le modèle rat. Pour l’étude de certaines pathologies de la rétine et pour des études de recherches fondamentales nous serons amenés à travailler sur le modèle rat avant de pouvoir passer à une plus grosse espèce.

Bénéfices attendus

L’immunogénicité de la protéine Cas9 a été décrite dans quelques études. Il est cependant à noter qu’en transfert de gène, plusieurs facteurs peuvent influencer l’initiation d’une réponse immune ; parmi eux, la dose de vecteur, la nature du transgène ou encore la voie d’administration. Dans cette étude, le but est d’étudier la présence d’une réponse immune après transfert de gène dans l’œil qui est un site décrit comme immunoprivilégié et ce, à une dose cliniquement pertinente. Concernant la détection d’une réponse immune dirigée contre la protéine Cas9, les techniques d’analyse décrites dans la littérature ne sont pas standardisées et aucun kit n’est, à ce jour, commercialisé. Notre étude permettra d’établir un protocole adéquat pour la détection de la réponse immune anti-Cas9. De plus, l’utilisation d’une stratégie d’édition génique est en essai clinique pour une autre dystrophie rétinienne et donne l’espoir pour le futur développement de thérapies basées sur CRISPR/Cas9 pour la cécité. L’évaluation in vivo de notre stratégie d’édition génique nous permettra de statuer sur la faisabilité et les bénéfices d’une telle approche chez les patients. En effet, l’utilisation d’un minigène codant plusieurs exons à la fois, si efficace, permettra de corriger une large partie du gène, ce qui sera utile pour de nombreux patients, même avec des mutations différentes. Enfin si notre approche se révèle efficace, elle pourrait être utilisée pour soigner les pathologies liées à d’autres gènes de la famille ABCA.

Procédures

Phases 1 et 2 : (i) Injection sous-rétinienne ou intravitréenne : Geste réalisé sous anesthésie générale, 1 à 3 µL injectés dans les 2 yeux des animaux, durée de la chirurgie 30 minutes maximum. (ii) Imagerie rétinienne (FO-OCT) : Geste réalisé sous anesthésie générale, 1 fois avant l’injection dans l’œil puis une fois par mois, soit au maximum 4 fois pour les animaux gardés 3 mois. Durée de l’examen 20 minutes maximum. (iii) Imagerie rétinienne (ERG) : Geste réalisé sous anesthésie générale, 1 fois avant l’injection dans l’œil puis avant l’euthanasie de l’animal, soit 2 fois au total. Durée de l’examen 30 minutes maximum. (iv) Prélèvements sanguins (Phase 2) : Geste réalisé sous anesthésie générale, un volume sanguin correspondant à 7,5% maximum du volume sanguin circulant de l'animal sera prélevé au niveau de la veine jugulaire ou de la veine caudale après anesthésie gazeuse de l'animal. En pré-injection puis toutes les deux semaines post-injection, soit au maximum 7 fois pour les animaux gardés 3 mois. Durée de l’anesthésie 10 minutes maximum. Phase 3 (v) Injection sous cutanée de 50μg de protéine et de l’adjuvant incomplet de Freund : Geste réalisé sous anesthésie générale, durée de l’anesthésie 15 minutes maximum. (vi) Injections en intramusculaire : 1 semaine après l’injection SC. Geste réalisé sous anesthésie générale, 200μL de vecteur en 4 sites d’injection, durée de l’anesthésie 15 minutes maximum. (vii) Prélèvements sanguins : Geste réalisé sous anesthésie générale, un volume sanguin correspondant à 7,5% maximum du volume sanguin circulant de l'animal sera prélevé au niveau de la veine jugulaire ou de la veine caudale après anesthésie gazeuse de l'animal. En pré-injection SC, soit une fois. Durée de l’anesthésie 10 minutes maximum. (viii) Ponction intracardiaque terminale : Geste réalisé sous anesthésie générale avec renforcement analgésique. Ce prélèvement précèdera l’euthanasie des animaux.

Impact sur les animaux

(i) Injection sous-rétinienne ou intravitréenne : A ce jour, l’administration sous rétinienne de vecteurs AAV chez le rat n’a pas d’effet délétère notable sur la morphologie et la fonction rétinienne ni sur l’état de santé général de l’animal. Nous nous attendons donc à une douleur minime liée à l’injection. Une pommade ophtalmique composée de dexaméthasone et d’oxytétracycline est appliquée à la suite de l’intervention pour minimiser l’irritation de la cornée. Cette douleur ne devrait pas dépasser les 12 heures post chirurgical. (ii) Imagerie rétinienne (FO-OCT et ERG) : Aucune douleur n’est attendue lors des examens d’imagerie (non invasifs). En effet, afin que l’animal soit immobilisé, cet examen est fait sous anesthésie générale n’entrainant pas de stress ou de douleur que pourrait entrainer une contention physique de l’animal et permettant ainsi d'assurer une qualité optimale d'acquisition des images. (iii) Prélèvements sanguins : un volume sanguin correspondant à 7,5% maximum du volume sanguin circulant de l'animal sera prélevé au niveau de la veine jugulaire ou de la veine caudale après anesthésie gazeuse de l'animal. (iv) Injection sous cutanée de protéine et de l’adjuvant incomplet de Freund et injections en intramusculaire : afin de limiter le stress de ces injections et que l’asepsie soit optimale, ces gestes seront réalisés sous anesthésie général de l’animal. Aucune douleur n’est attendue suite à ces injections. (v) Ponction intracardiaque terminale : Une ponction intracardiaque terminale sera réalisée sous anesthésie générale renforcée par une analgésie ce qui limitera une éventuelle douleur liée au geste invasif. Ce prélèvement précèdera l’euthanasie des animaux. De plus, les anesthésies répétées seront espacées d’au moins une semaine et les animaux seront surveillés au moins une heure après leur réveil par l’expérimentateur, la récupération devrait être rapide car les animaux seront soit sous anesthésie gazeuse ou recevront un réversif pour accélérer le réveil et la récupération de l’animal.

Devenir

L'euthanasie de tous les animaux est nécessaire pour obtenir les prélèvements (sang, yeux, foie, rate, nerf optique, cerveau) sur lesquels s'appuieront les analyses moléculaires, biochimiques, immunologiques et histologiques réalisées.

Remplacement

La rétine est une structure complexe composée de multiples couches de neurones et de cellules nourricières. Il n’est pas possible de reconstituer parfaitement cet organe complexe in vitro. L’utilisation de modèles animaux est donc la seule option pour étudier la physiopathologie et le transfert de gènes dans la rétine avant de commencer des études cliniques chez l’homme.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés sera réduit au minimum nécessaire, nous utiliserons au maximum des animaux de réforme pour la phase 1. Nous avons calculé nos estimations sur les séances précédentes d’injections sous rétiniennes. D'après une revue des publications d'études similaires ainsi que l’expérience du laboratoire notamment sur la reproductibilité des ERG, 8 animaux par groupe seront suffisants pour réaliser des analyses statistiques pertinentes (comparaison des groupes à l’aide d’un test non paramétrique ‘one-way ANOVA’). Après l’expérience, nous nous attendons à obtenir des variables (liées à nos données) ordinales. Nous ne pouvons pas raisonnablement supposer que les données seront normalement distribuées, par conséquent, nous pensons essentiellement utiliser des tests statistiques de type Mann-Whitney U pour analyser les données générées par l’expérience. Pour réduire le nombre d’animaux au minimum nous avons mis en place des mesures pour limiter la variabilité des données, y compris l’effet de la lumière. La luminosité est normalisée entre toutes les cages (mesurée par luxmètre chaque semaine). La détermination du nombre d’animaux pour l’évaluation de l’immunogénicité de Cas9 a été réalisée par approche statistique et sur la base de l'expérience d'études similaires en thérapie génique des maladies de la vision. Une analyse de puissance été effectuée avec le logiciel R et le package pwr en utilisant l'écart-type que nous observons dans les mesures d’ERG chez nos rats WT. De là, nous avons sélectionné une taille d’échantillon n=8 animaux/lot comme maximum.

Raffinement

Les études antérieures de notre équipe ont été faites sur d’autres modèles pour des études précliniques. Pour l’étude de certaines pathologies de la rétine et pour des études de recherches fondamentales nous serons amenés à travailler sur le modèle rat avant de pouvoir passer à une plus grosse espèce. Toutes les interventions sur animaux se feront sous anesthésie générale et locale renforcée si nécessaire par des compléments analgésiques et anti-inflammatoires appropriés, pour réduire la contrainte imposée aux animaux. Les animaux sont observés quotidiennement et le vétérinaire de l’installation sera alerté dès l’apparition de signes cliniques afin d’adapter le suivi et les soins aux animaux. Pour leur bien-être, les animaux sont hébergés à plusieurs par cage (dans la limite réglementaire) dans un milieu enrichi comprenant des frisottis de papier, buchettes de bois et tunnels. L’enrichissement serait renforcé si un animal se retrouvait en hébergement seul. Les animaux auront accès à la nourriture et à l’eau ad libitum L'application de critères d'arrêts nous permettra d'intervenir immédiatement dès le moindre signe de souffrance en utilisant des traitements antalgiques appropriés ou de décider d'une euthanasie

Choix des espèces

Le modèle rat est un très bon modèle préclinique pour l’évaluation d’un traitement par thérapie génique. De plus, les modèles utilisés ici sont des rats transgéniques pour la maladie de Stargardt : la lignée, issue de rats Sprague Dawley, que nous utilisons ici, a été créée par la technologie de CRISPR/Cas9. Cette technologie nous a permis de produire, lors du même projet de transgénèse, des rats « knock-out » pour ABCR4 (ABCR-/-). Nous avons validé que ce modèle montre le phénotype attendu avec des défauts métaboliques des rétinoïdes dans la rétine. L'augmentation du niveau de bis-rétinoïdes est mis en évidence dès l'âge de 3 mois et augmente avec l'âge comme le montrent nos résultats préliminaires par HPLC et spectrométrie de masse. Il semble donc pertinent de commencer le traitement entre l'âge de 2 et 3 mois : à cet âge le risque de décollement de la rétine est faible et on se situe dans la fenêtre thérapeutique. Pour l’évaluation de la réponse immunitaire, nous souhaitons évaluer celle-ci sur des animaux ayant un système immunitaire mature, donc sur des rats adultes de 3 mois.