Procédures légères

Non pour la recherche mais pour former des étudiants aux métiers de l'expérimentation animale, 170 souris vont être utilisées dans des travaux pratiques d'un niveau de souffrance léger. Elles reçoivent par injection un anxiolytique ou un psychostimulant, puis passent deux tests de comportement, l'opération étant répétée à sept jours d'intervalle. Elles ne sont pas tuées mais réutilisées dans un autre travail pratique peu invasif. Le porteur décrit ces séances comme un moyen de rendre ses étudiants aptes à candidater dans les organismes publics ou privés d'expérimentation.

Objectifs

Cette séance de travaux pratiques (TP) chez la souris est destinée à des étudiants dont la formation peut conduire à des métiers en lien avec le domaine de l’expérimentation animale. Dans ce contexte, les étudiants doivent acquérir un savoir-faire pour participer aux essais chez l’animal vigile et être en mesure de réaliser entre autres les traitements et les observations cliniques des animaux afin de pouvoir candidater sur les postes proposés par les organismes publics ou privés de recherche et par les industriels. Cet enseignement pratique participe à une meilleure orientation de nos étudiants par la découverte concrète des exigences et responsabilités liées à l’utilisation de l’animal. Les objectifs pédagogiques de ces travaux pratiques sont de plusieurs ordres : - Mettre en pratique l’enseignement théorique d’un point vue pharmacologique concernant les effets des médicaments anxiolytiques et d'une substance psychostimulante. - Mettre en pratique l'enseignement éthique vis-à-vis de l’utilisation de l’animal en expérimentation. - Savoir mettre en application un protocole expérimental de pharmacologie comme demandé dans le programme pédagogique et réaliser un tableau de recueil de données approprié au déroulement de ce protocole pour garantir la traçabilité des données brutes expérimentales. - Utiliser deux tests de comportement chez l’animal, prédictifs d’une activité anxiolytique/anxiogénique de molécules afin d’observer la différence de comportement des animaux des différents lots et quantifier les effets des substances étudiées. - Apprendre à réaliser des expériences en aveugle (sans savoir quelle classe pharmacologique est utilisée), prendre conscience des biais pouvant être induits par l’attente de certains effets chez les animaux traités. - Sensibiliser les étudiants à la variabilité des mesures dépendante de l’expérimentateur et des paramètres extérieurs lors d’un test comportemental. - Consolider la manipulation de la souris vigile. -Comparer deux voies d'administration dans le but de prévoir le remplacement éventuel de la voie ip

Bénéfices attendus

Ce projet a pour but d’apprendre aux étudiants de notre formation à réaliser des expérimentations in vivo de pharmacologie. En effet, ce diplôme est réglementé au niveau national et le contenu des enseignements est défini selon un programme pédagogique national. Les étudiants doivent acquérir 5 compétences durant leur formation, et notamment la compétence « Mener des études à l’échelle du vivant ». En deuxième année, la validation de cette compétence implique la réalisation d'un travail portant sur « Etudier l’effet de xénobiotiques (= molécules étrangères à l'organisme) en pharmacologie ». Lors de ce travail les étudiants doivent notamment : - Rechercher des informations sur le ou les xénobiotiques sujets de l’étude, les procédures expérimentales nécessaires à mettre en place pour évaluer son effet sur un organisme vivant ainsi que la réglementation mise en jeu, en particulier concernant l’expérimentation animale - Mettre en oeuvre le protocole expérimental - Rendre compte des résultats. Il est également précisé que ce travail doit participer à la validation de l’apprentissage « Expérimenter dans le cadre d’études pré-cliniques en évaluant l’effet de xénobiotiques en pharmacologie notamment sur animal de laboratoire ». Ainsi ce TP s’inscrit parfaitement dans ce cadre, participe à la bonne formation de nos étudiants dans le domaine de l'expérimentation animale et favorise donc à mettre sur le marché du travail des personnes avec des compétences solides dans ce domaine. De plus, ce TP nous permmettra de comparer deux voies d'administration dans le but de prévoir le remplacement éventuel de la voie ip

Procédures

Les animaux recevront une administration par voie intrapéritonéale ou orale de sérum physiologique, d'un anxiolytique ou d'un psychostimulant. Cette administration durera quelques secondes. Les animaux réaliseront ensuite deux tests comportementaux de 5 minutes chacun.Les animaux recevront deux injections et réaliseront deux fois les deux tests de comportement, avec un intervalle de 7 jours entre les deux sessions.

Impact sur les animaux

Les injections intrapéritonéales peuvent engendrer une légère douleur au niveau du site d’injection. La contention peut être source de stress pour les souris ainsi que la réalisation des tests comportementaux.

Devenir

Tous les animaux seront gardés en vie et réutilisés dans un autre protocole de travaux pratiques peu invasif, avec un écart d'au moins 7 jours entre les deux protocoles.. Cette réutilisation a reçu un avis favorable de notre Structure Chargée du Bien-être des Animaux (SBEA) ainsi que du vétérinaire référent

Remplacement

Dans la formation de nos étudiants en tant que techniciens supérieurs, le programme pédagogique national prévoit, en pharmacologie, l’évaluation in vivo des effets de molécules de référence par la mise en œuvre de protocoles expérimentaux. Il n’existe à l’heure actuelle aucune méthode de remplacement permettant une formation appropriée de nos étudiants sur le plan technique (manipulation de l’animal vigile, administration des substances chez l’animal vigile…). Les médicaments agissant sur le système nerveux central (anxiolytique, psychostimulant) sont des molécules de référence et leur étude se fait via la réalisation de tests comportementaux. Il est donc nécessaire que les étudiants puissent réaliser certains de ces tests lors de leur formation.

Réduction

Ce TP aura lieu sur 4 séances réparties sur deux semaines et concernera 12 à 14 étudiants par séance (52 étudiants maximum par année). Pour chaque séance, chaque étudiant prendra en charge une souris. Afin de diminuer le nombre d’animaux utilisés, chaque souris participera à deux séances de TP espacées de 7 jours, en prenant soin d’alterner le traitement reçu (chaque souris sera incluse dans un groupe différent lors de la seconde séance de TP). De plus, les étudiants travailleront sur les résultats groupés obtenus par toute la promotion, ce qui permettra la réalisation de tests statistiques sans augmenter le nombre d’animaux par étudiant. Ainsi 26 souris seront nécessaires pour 52 étudiants, auxquels s’ajoutent 4 souris surnuméraires (1 par séance de TP) prévues en cas de problème de santé d’un animal ne permettant pas son inclusion dans l’étude. Les étudiants ayant déjà réalisé des IP sur souris, aucun animal de démonstration ne sera inclus à cet effet. Ainsi 26+4=30 souris seront nécessaires par an pour 52 étudiants et 150 souris sur 5 ans pour 260 étudiants. Un effectif de 20 souris supplémentaires est prévu, sur toute la durée de la validation de la saisine, afin de mettre au point les protocoles et également d'effectuer si besoin des améliorations ou des évolutions des protocoles en fonction de l'évolution du programme pédagogique. 170 souris au total pourront donc être utilisées pour ce TP sur 5 ans. Ce chiffre sera bien entendu indexé sur le nombre réel d’étudiants présents dans la formation chaque année. Enfin, afin de réduire le nombre d'animaux utilisés au sein de notre établissement ces animaux seront réutilisés dans un autre protocole de TP peu invasif lors duquel ils recevront des injections de sérum physiologique.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en présence de deux ou trois éléments d’enrichissement (papier absorbant, sizzle nest, tunnel, boîtz à oeufs...). Pendant la semaine précédant les séances de TP, les animaux seront habitués à la manipulation par le personnel afin de limiter leur stress lors de leur utilisation par les étudiants. Concrètement, ils seront uniquement pris en préhension par les mains (cuillère) et recevront des caresses (« caressing »), et pourront se promener librement sur les mains des expérimentateurs. En fin de semaine, la contention sera ajoutée de façon progressive. Après chaque manipulation, les animaux seront récompensés à l'aide de récompenses alimentaires (fruits secs, vers de farine, graines...). Les récompenses seront également poursuivies en TP après la pesée et la réalisation des tests comportementaux. Les étudiants prendront également les souris en préhension dans leurs mains en coupe pour le transfert de cage, la pesée et la préparation des injections. Afin de diminuer leur stress, la répartition des souris dans leur cage d’hébergement sera conservée à l’issue du TP. Les étudiants sont sensibilisés au bien-être des animaux lors de cours théoriques mais également en TP. Ainsi ils seront invités à parler doucement et à limiter les bruits afin de ne pas stresser les animaux.

Choix des espèces

La souris est une des principales espèces utilisées en recherche et notamment en pharmacologie. Il est donc nécessaire que nos étudiants en tant que futurs techniciens supérieurs soient formés à la manipulation et à l’observation de celle-ci. Stade adulte (de 25 à 45 grammes) correspondant au stade d’utilisation classique de ces animaux lors des essais de pharmacologie précliniques.

Porteuses d'une anomalie reproduisant la dégénérescence des neurones observée dans certaines maladies humaines, 130 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance léger. Elles reçoivent un tatouage, une biopsie de la queue et une injection quotidienne dans l'abdomen pendant dix jours, avant des tests d'apprentissage spatial. À partir de neuf mois, elles développent une faiblesse musculaire des pattes. Elles sont tuées pour prélèvement du cerveau, l'espoir d'un traitement contre la protéine Tau restant à démontrer.

Objectifs

Dans certaines maladies du cerveau, la mort des neurones est due à la toxicité d’une protéine appelée Tau qui s’agrège en amas et empêche les neurones de fonctionner correctement jusqu’à conduire à leur mort. À ce jour, il n’existe pas encore de traitement de ces maladies. L’objectif de notre projet est d’évaluer l’efficacité de la molécule d’intérêt, nommée SP, contre la toxicité de Tau. Nous disposons au laboratoire de souris qui présentent certaines anomalies observées dans la pathologie Tau humaine. Ces souris sont utilisées pour étudier les effets de la molécule SP sur des neurones isolés du cerveau maintenus en culture et sur des coupes de cerveau de souris. Nous étudions aussi les effets de cette molécule SP sur la capacité des souris à apprendre et retenir certaines tâches comme l’orientation dans l’espace.

Bénéfices attendus

Notre projet permettra de savoir si la molécule SP est capable de diminuer efficacement la toxicité de la protéine Tau. À ce jour, il n’existe aucun traitement dans lesquelles les neurones dégénèrent. Nous proposons un nouveau traitement qui pourrait ralentir la progression de certaines d’entre-elles, en s’attaquant à plusieurs aspects néfastes de la maladie. Avant une utilisation chez L’Homme, il est nécessaire de développer et utiliser d’autres molécules apparentées à SP qui soient à la fois efficaces sur la maladie et dénués d’autres effets.

Procédures

Le tatouage à la phalange et le prélèvement de queue (10 sec) et l'injection dans l'abdomen (10 sec).

Impact sur les animaux

Le tatouage et la biopsie de queue sont des gestes bien maîtrisés mais qui génèrent une douleur légère et un stress de courte durée chez le souriceau. Les souris adultes sont habituées avant les expériences à être immobilisées, mais cette contention pendant les quelques secondes que dure l’injection de la molécule d’intérêt, quotidiennement pendant 10 jours, peut provoquer un inconfort transitoire. À partir de 9 mois, les souris présentent des difficultés de locomotion dues à une faiblesse musculaire des pattes.

Devenir

Ils sont euthanasiés pour des prélèvements de cerveaux permettant de réaliser des analyses moléculaires.

Remplacement

Des cultures de neurones de cerveau sont utilisées pour étudier les effets de la molécule d’intérêt sur la toxicité de la protéine Tau et comprendre comment elle agit. Cependant, aucun système cellulaire ne peut mimer les processus qui permettent l’apprentissage des informations. Il est donc indispensable d’utiliser un organisme entier mammifère, comme la souris, pour tester l’efficacité de la molécule d’intérêt sur la capacité à s’orienter dans l’espace en retenant des indices de l’environnement.

Réduction

L’effectif a été calculé en utilisant un logiciel statistique permettant d’observer une différence entre les groupes traités par la molécule d’intérêt et les groupes témoins non-traités, en se basant sur les données existantes dans la littérature et notre expérience, en prenant en compte la variabilité des tests. Pour les expériences sur les neurones en culture, 7 souriceaux par groupes (4 groupes) sont étudiés. Pour les études d’apprentissage, 12 souris par groupes (5 groupes) sont nécessaires en réutilisant 14 souris de la première expérience dans la deuxième expérience.

Raffinement

Dans notre recherche, nous prenons en considération des animaux pour éviter le phénotype trop sévère, tels que des troubles de la locomotion survenant à partir de 9 mois. Nous mettons en place une période d’habituation des animaux à l’expérimentateur avec préhension dans les mains en coupelle afin de diminuer la réactivité (fuite, saut) et le stress. Nous procédons à un examen régulier de l’abdomen et de la posture de l’animal pendant toute la durée du traitement par la molécule.

Choix des espèces

La souris est l’animal le plus utilisé en recherche biomédicale. Nous étudions un modèle de souris qui reproduit en partie les maladies humaines dans lesquelles les neurones dégénèrent. La souris est un bon modèle l’efficacité des molécules. Nous utilisons des souris de 2 à 7 mois, matures sexuellement pour la reproduction. Les souris utilisées pour les expériences sont âgées de 5-6 mois. Les souriceaux sont prélevés au stade embryonnaire E16-E17.

Pour comparer le bien-être de rats hébergés en cage standard ou dans un enclos semi-naturel, 72 rats vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance léger. Aucun n'est tué à l'issue, fait rare dans ce corpus, 38 étant réutilisés, 24 remis en élevage et 10 proposés à l'adoption. Ils subissent une batterie de tests comportementaux mesurant motricité, mémoire, anxiété et sociabilité. Pour évaluer ce bien-être, le protocole soumet un groupe de rats inconnus à un stress sans possibilité de fuite et anticipe des blessures lors de bagarres.

Objectifs

L'objectif de cette étude est de comparer l'impact de deux types d'hébergement (standard et semi-naturel) sur le bien-être chez le rat au travers d'une batterie de tests ( dosages d'indicateurs de stress dans les féces, tests comportementaux : capacités motrices, capacités cognitives, anxiété et comportement social). Une analyse de l'activité exploratoire et des interactions sociales spontanées sera effectuée dans l'environnement semi-naturel au moyen d'outils d'estimation de posture et d'un système de suivi individuel de l'activité locomotrice basé sur la technologie de puces implantées pouvant identifier et localiser les animaux. Cet environnement pourra être proposé aux différentes équipes scientifiques du laboratoire pour remplacer l'hébergement standard.

Bénéfices attendus

Les rats hébergés dans un enclos aussi grand auront la possibilité de se déplacer et de grimper sur de longues distances. Les interactions sociales seront favorisées par le nombre d'animaux plus importants que dans un environnement standard. Par rapport aux cages d'hébergement conventionnelles, cet environnement devrait avoir un impact bénéfique majeur sur le bien-être des rats. Nous prévoyons que les rats élevés dans ces nouvelles conditions d'hébergement présenteront des niveaux de stress réduits et des améliorations non seulement au niveau de leurs capacités motrices, mais aussi au niveau de leurs fonctions cognitives supérieures. Cette étude nous permettra de développer une expertise dans ce nouvel environnement et ainsi en faire bénéficier nos équipes ainsi que d'autres laboratoires.

Procédures

Les animaux seront soumis à divers tests comportementaux : test de l'open field pendant 15 minutes/test du rotarod pendant 3 essais consécutifs de 5 minutes maximum/test du labyrinthe surélevé pendant 5 minutes /test de reconnaissance spatiale : 7 sessions de 6 minutes/test d'interaction pendant 2 sessions de 5 minutes.

Impact sur les animaux

Les nuisances seront celles inhérentes aux tests comportementaux pouvant induire une anxiété transitoire. Le groupe de rats inconnus sera soumis à un stress inévitable, sans possibilité de fuite. Des blessures pourraient survenir lors de bagarres dans l'environnement semi-naturel.

Devenir

Les animaux seront gardés en vie à la fin de la procédure 1 et à la fin de la procédure 2, ils seront soit replacés, soit adoptés, soit mis à mort. Nous pourrons replacer un certain nombre d'animaux dans d'autres études au sein du laboratoire : ceux hébergés en condition standard et ceux hébergés dans l’environnement semi-naturel dans la mesure où un tel environnement n’induise pas des différences notables par rapport aux études antérieures. Nous attendons la validation de notre protocole de sociabilisation par l'inspecteur vétérinaire pour pouvoir faire adopter nos animaux. Nous pourrons replacer un certain nombre d'animaux dans d'autres études au sein du laboratoire.

Remplacement

Cette étude a pour but d’évaluer le bien-être et les capacités tant motrices que cognitives des rats, ainsi l’étude in vivo est obligatoire.

Réduction

L'effectif de 8 rats a été choisi à partir d'études similaires sur la comparaison entre 2 groupes de rats hébergés dans différents milieux ainsi que dans des tests comportementaux similaires.

Raffinement

L'environnement semi-naturel est un raffinement en lui-même car il va permettre une liberté de mouvements aux animaux ainsi qu’une augmentation d’interactions sociales. Les animaux hébergés par deux en hébergement standard seront manipulés quotidiennement après une semaine d’acclimatation

Choix des espèces

Le rat est largement utilisé en tant que modèle animal en neurosciences .Les normes actuelles d'hébergement de cet animal s'avèrent contraignantes en limitant les interactions sociales par le faible effectif par cages ainsi qu'en limitant les mouvements en trois dimensions (redressement limité, cage avec un seul niveau). Il est donc intéressant d'étudier cet environnement en semi-liberté pour pouvoir le proposer aux différentes équipes scientifiques. Ces animaux seront âgés de 3 mois, ce qui correspond à de jeunes adultes car nous voulons étudier l'effet de l'hébergement sur des animaux matures et non en voie de développement.

Tous tués à l'issue pour prélèvement d'organes, 155 poussins vont être utilisés dès l'âge de sept jours dans des procédures d'un niveau de souffrance léger. Ils reçoivent la salmonelle par voie orale, puis leurs fientes sont prélevées, parfois par pression abdominale, avant la mise à mort. Le porteur décrit une colonisation asymptomatique et présente la poule comme la source principale de contamination humaine par cette bactérie. Les bénéfices annoncés, pour la santé publique et pour la réduction des pertes en élevage, restent formulés comme des perspectives.

Objectifs

Salmonella Typhimurium est un pathogène intracellulaire majeur, responsable d’infections chez l’humain et l’animal. Des travaux récents ont identifié et caractérisé in vitro un système de détoxification d’un composé oxydant chez cette bactérie. Ces résultats suggèrent un rôle clé de ces gènes dans la survie et la persistance de salmonelle dans des environnements riches en stress oxydatif, comme ceux rencontrés lors de l’infection d’un hôte. Les objectifs de ce projet sont de valider la pertinence physiologique de ce système de détoxification de Salmonella dans un modèle in vivo d’infection chez le poussin en caractérisant son impact sur l’infection, la colonisation et la persistance de salmonelle dans ce modèle. Ce modèle est particulièrement adapté en raison du métabolisme spécifique de l’acide urique chez les volailles.

Bénéfices attendus

De manière générale, ce projet éclairera les mécanismes moléculaires par lesquels Salmonella résiste au stress oxydatif in vivo, en particulier via ce système de détoxification d’un composé oxydant, sous-étudié dans le contexte infectieux. Santé animale : Une meilleure compréhension des mécanismes de persistance de Salmonella chez les volailles pourrait conduire au développement de stratégies pour réduire l’infection asymptomatique chez cet animal, limitant ainsi la transmission aux humains via la chaîne alimentaire. Santé publique : En ciblant le système de détoxification étudié, ce projet pourrait identifier de nouvelles cibles pour des vaccins ou des traitements antibactériens, contribuant à la lutte contre les infections à Salmonella, un enjeu majeur de santé publique (ex. toxi-infections alimentaires collectives). Économie et environnement : Réduire la prévalence de Salmonella dans les élevages limiterait les pertes économiques liées aux épidémies et diminuerait l’usage d’antibiotiques, en alignement avec les objectifs de l’Organisation Mondiale de la Santé et de l’Union Européenne pour lutter contre l’antibiorésistance.

Procédures

- Administration de salmonelles par voie orale sur animal vigile : 155 animaux, 1 fois pendant 15 secondes par animal - Prélèvement de fientes sur animal vigile 1 fois avant euthanasie (par défécation naturelle en isolant l’animal préférentiellement et sinon par pression abdominale) : 100 animaux, durée variable si défécation naturelle et moins de 5 secondes si pression abdominale - Prélèvements de fientes sur animal vigile 5 fois (par défécation naturelle en isolant l’animal préférentiellement et sinon par pression abdominale) : 55 animaux, durée variable si défécation naturelle et moins de 5 secondes si pression abdominale - Euthanasie : 155 animaux

Impact sur les animaux

La colonisation de la poule domestique par Salmonella est asymptomatique. Les nuisances sont liées à l’expérimentation : hébergement en isolateur, inoculation par voie orale et prélèvement de fientes.

Devenir

Pour l’unique procédure de ce projet, tous les animaux seront euthanasiés afin de pouvoir prélever différents organes et de pouvoir analyser la charge bactérienne contenue dans ces différents prélèvements.

Remplacement

L’étude de l’infection asymptomatique d’une bactérie telle que Salmonella ne peut se faire que par le biais d’une étude in vivo sur animaux cibles. Il n’existe actuellement aucun modèle reproduisant à la fois les environnements rencontrés in vivo par la bactérie dans les différents organes du poulet et la réponse de l’hôte à la présence de cette bactérie.

Réduction

Le système de détoxification a fait l’objet d’une caractérisation poussée in vitro avant de réaliser une étude in vivo. Le nombre d’animaux par lot a été calculé afin d’utiliser le minimum d’individus permettant d’avoir une puissance statistique suffisante (80%) pour démontrer une différence significative de charge bactérienne entre les lots testés.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en groupes, dans des isolateurs dont la température est régulée avec aliment et eau ad libitum ainsi qu’un éclairage 12h/24h. Ils bénéficieront également d’un enrichissement environnemental et matériel : L'espace de vie sera enrichi par la suspension de rubans ainsi qu’un tapis à gratter permettant d'occuper les poussins et de diminuer le piquage entre animaux. Il n’y a pas de souffrance liée à l’hébergement en isolateur. La surface d'hébergement étant limitée, une attention particulière est portée sur la densité des animaux en fonction de leur poids pour qu’elle ne dépasse pas celle prévue dans la règlementation.

Choix des espèces

La poule est utilisée ici (1) pour sa pertinence en santé humaine car elle est la source principale de contamination humaine par salmonelle dû au fait qu’elle peut être porteuse asymptomatique et (2) parce que la poule a un métabolisme particulier de l’acide urique par rapport aux mammifières, qui est pertinent pour l’étude de ce système de détoxification. L’expérimentation est menée sur des poussins juvéniles (à partir de 7 jours d’âge) car c’est à cette période de leur vie qu’ils sont les plus sensibles à une colonisation par salmonelle.

Jusqu'à six à huit instillations oculaires par jour pendant six semaines: 3 120 souris et rats vont être utilisés, dans des procédures classées de souffrance légère. Une myopie est induite sur un œil par un dispositif optique ou par des injections, avec des examens répétés sous anesthésie légère. Le projet développe un modèle de myopie chez le rongeur pour tester des traitements de la progression du défaut visuel. Environ 2 421 animaux sont mis à mort pour l'analyse des tissus oculaires, près de 699 souris et rats, surtout des mères, étant réutilisés dans d'autres protocoles.

Objectifs

L?objectif principal de ce projet est de d?velopper un mod?le exp?rimental de myopie chez le rongeur afin d??tudier les m?canismes cellulaires et mol?culaires impliqu?s dans la progression du d?faut r?fractif et de l?allongement axial. La myopie est une pathologie fr?quente et en forte augmentation mondiale, pouvant conduire ? des complications s?v?res lorsqu?elle devient ?volutive ou forte, notamment des alt?rations r?tiniennes, scl?rales ou choro?diennes. Les mod?les exp?rimentaux d?velopp?s permettent d?induire de mani?re contr?l?e une myopisation, reproduisant les modifications structurelles de l??il observ?es chez l?humain, telles que le remodelage scl?ral, les perturbations de la choro?de, les modifications de l??pith?lium r?tinien ou l?activation de voies m?canosensibles. Ces mod?les facilitent l?analyse des r?ponses cellulaires et mol?culaires associ?es, incluant les variations d?expression de g?nes impliqu?s dans la croissance oculaire, les voies de signalisation r?gulant la scl?re, ainsi que les processus inflammatoires et de stress oxydatif pouvant contribuer ? la progression de la myopie. Ils constituent ?galement une plateforme pertinente pour ?valuer l?efficacit? de strat?gies th?rapeutiques visant ? limiter l?allongement axial, moduler la signalisation scl?rale ou pr?venir les complications li?es ? la myopie forte, avant leur ?valuation clinique. En r?sum?, ces mod?les repr?sentent un outil essentiel pour approfondir la compr?hension de la physiopathologie de la myopie et identifier de nouvelles cibles th?rapeutiques.

Bénéfices attendus

Le principal b?n?fice attendu de ce projet est la mise au point de mod?les exp?rimentaux robustes permettant d??valuer l?efficacit? de nouvelles approches th?rapeutiques visant ? limiter la progression de la myopie ou ? pr?venir ses complications structurelles. La myopie, en particulier dans ses formes ?volutives ou fortes, constitue une pathologie ? fort impact clinique, associ?e ? un risque accru de r?tinopathies, de d?collement r?tinien et de d?g?n?rescence maculaire. Les options th?rapeutiques permettant d?en contr?ler l??volution restent encore limit?es, d?o? la n?cessit? de disposer de mod?les fiables reproduisant les m?canismes physiopathologiques observ?s chez l?humain. Ces mod?les permettront de simuler les modifications caract?ristiques de l??il myopique, telles que l?allongement axial, le remodelage scl?ral, les perturbations choro?diennes et les alt?rations de la signalisation r?tinienne. Ils offriront la possibilit? d??valuer avec pr?cision l?effet des traitements sur la modulation de la croissance oculaire, la r?gulation des voies m?canosensibles, l?int?grit? scl?rale ou la fonction r?tinienne. Ces ?tudes contribueront ? identifier les mol?cules ou strat?gies les plus prometteuses, ? optimiser les sch?mas th?rapeutiques et ? approfondir la compr?hension de leurs m?canismes d?action, tout en garantissant une approche ?thique conforme aux exigences r?glementaires.

Procédures

Les animaux inclus dans ce projet seront soumis ? diff?rentes interventions r?parties sur une p?riode allant de 1 ? 6 semaines, en fonction des objectifs et des r?sultats obtenus avec les traitements ?valu?s. Ces interventions comprennent : 1. Induction par dispositif optique : Cette proc?dure, r?alis?e une seule fois en d?but d??tude sous anesth?sie g?n?rale, consiste ? appliquer un dispositif optique sur un seul ?il. Elle dure au maximum cinq minutes. Un ajustement ou un repositionnement pourra ?tre n?cessaire si le dispositif se d?place. 2. Induction par administration d?un principe actif : Cette m?thode repose soit sur : ? des instillations quotidiennes (3 ? 4 fois par jour) pendant toute la dur?e de l??tude, ? soit des injections effectu?es 1 ? 2 fois par semaine. Les instillations sont tr?s rapides (quelques secondes) et ne n?cessitent qu?une simple contention. Les injections, en revanche, exigent une anesth?sie et durent environ 2 ? 3 minutes. 3. Examens ophtalmologiques ? Observation ? la lampe ? fente : r?alis?e en baseline, puis tous les jours apr?s induction. Chaque examen dure moins de cinq minutes. ? L?imagerie in vivo : effectu?e avant induction puis une fois par semaine. Ces examens n?cessitent une anesth?sie l?g?re pour immobiliser l?animal et garantir des images interpr?tables. Elle ne dure pas plus de 5 ? 10 minutes. 4. Administrations de traitements ? Instillations topiques (collyres) : d?une dur?e de 1 ? 2 minutes par application, sur animal vigile, ? raison de trois fois par jour en moyenne (jusqu?? 6?8 fois/jour maximum) pendant 1 ? 6 semaines. ? Injections intra- ou p?ri-oculaires : r?alis?es sous anesth?sie locale ou g?n?rale, durant quelques minutes. Elles peuvent ?tre quotidiennes mais sont le plus souvent hebdomadaires. ? Injections syst?miques : administr?es sur animal vigile, r?parties sur 1 ? 6 semaines. Elles peuvent ?tre quotidiennes et ne durent pas plus de 2 minutes. 5. Pr?l?vements sanguins effectu?s en g?n?ral une fois par semaine sur animal vigile, leur fr?quence d?pend du volume pr?lev? et du temps de r?cup?ration requis. Chaque pr?l?vement veineux est rapide, durant 1 ? 2 minutes

Impact sur les animaux

Dans le cadre des mod?les d?induction de la myopie et des proc?dures associ?es (pose des dispositifs, anesth?sies r?p?t?es, examens in vivo), plusieurs nuisances ou effets ind?sirables peuvent ?tre observ?s. Bien que ces mod?les soient globalement peu invasifs et bien tol?r?s, il est n?cessaire d?anticiper les points suivants : 1. Les anesth?sies g?n?rales l?g?res, utilis?es pour la pose des dispositifs et les examens OCT hebdomadaires ou l?administration de produits, peuvent entra?ner des effets transitoires fr?quents comme une hypothermie durant et apr?s l?anesth?sie (risque compens? par tapis chauffant), une s?cheresse corn?enne. 2. La pose ou le port des dispositifs (lentilles) peuvent entrainer une irritation cutan?e locale autour du dispositif (colle, sutures, bandeau), une conjonctivite m?canique, des s?cr?tions oculaires augment?es, sans infection associ?e, un d?placement ou perte du dispositif, n?cessitant une remise en place, et bien s?r un flou visuel permanent plus important sur l??il induit, pouvant modifier le comportement exploratoire de l?animal (transitoire et attendu dans le mod?le), un comportement de frottement, surtout les premiers jours, li? ? la g?ne du dispositif. Dans les deux mod?les, il s?agit de nuisances attendues, habituellement mod?r?es et r?versibles, qui diminuent apr?s les premiers jours d?adaptation. 3. Les effets ind?sirables li?s aux manipulations, administrations et examens r?p?t?s pouvant conduire ? un stress l?ger et transitoire, un risque mineur de perte de poids et des irritations locales.

Devenir

? l?issue de la proc?dure exp?rimentale d?induction de la myopie et des examens associ?s, l?ensemble des animaux ayant suivi la totalit? du protocole seront euthanasi?s de mani?re ?thique et conforme ? la r?glementation, afin de permettre les analyses ex vivo n?cessaires. Ces analyses comprendront notamment : des ?tudes histologiques des structures oculaires (r?tine, choro?de, scl?re), des dosages biochimiques ou mol?culaires, ainsi que des ?valuations morphologiques compl?mentaires indispensables ? la validation scientifique des r?sultats. En revanche, les m?res et les animaux non inclus dans l?int?gralit? de la proc?dure, estim?s ? environ 10 % (hors exclusions pour atteinte d?un point limite), pourront ?tre r?utilis?s dans d?autres protocoles compatibles, sous r?serve de l?avis favorable du v?t?rinaire responsable. Ces animaux sont g?n?ralement retir?s avant l?induction car les examens de baseline peuvent r?v?ler : une anomalie anatomique ou physiologique, un d?faut oculaire pr?existant, ou un crit?re rendant l?induction de la myopie non pertinente ou non fiable. Ces individus n?auront subi ni induction, ni administration de traitement exp?rimental. Ils n?auront ?t? expos?s qu?? des examens non invalidants, parfois r?alis?s sous anesth?sie l?g?re (lampe ? fente, OCT, biom?trie), sans cons?quences durables. Dans ces conditions, leur r?utilisation ?ventuelle s?inscrit pleinement dans les principes des 3R, en permettant une r?duction du nombre total d?animaux utilis?s tout en garantissant la protection du bien??tre animal et le respect des exigences scientifiques du projet.

Remplacement

L??il est un organe sensoriel d?une grande complexit?, constitu? de structures anatomiques et physiologiques vari?es (corn?e, cristallin, r?tine, choro?de, scl?re, nerf optique?) interagissant de mani?re dynamique avec leur environnement local et syst?mique. Son fonctionnement est influenc? en permanence par des variations m?caniques, physicochimiques et biologiques, essentielles ? la r?gulation de la croissance oculaire et de la r?fraction. Bien que des m?thodes alternatives telles que les cultures cellulaires, les organo?des ou les mod?lisations in silico aient connu des avanc?es importantes ces derni?res ann?es, ces approches restent limit?es pour reproduire l?ensemble des interactions fonctionnelles, m?caniques et pharmacocin?tiques observ?es dans un ?il vivant. En particulier, elles ne permettent pas de simuler de mani?re fiable la progression de la myopie, l?allongement axial, les modifications tridimensionnelles de la scl?re, ni les r?ponses r?tiniennes et choro?diennes complexes impliqu?es dans la r?gulation de la croissance oculaire. Dans ce contexte, le recours ? un mod?le animal demeure actuellement indispensable pour atteindre les objectifs scientifiques du projet, notamment pour : 1. Reproduire fid?lement les conditions pathologiques associ?es au d?veloppement et ? la progression de la myopie, incluant l?allongement axial, le remodelage scl?ral et les perturbations choro?diennes. 2. ?valuer l?efficacit? et la tol?rance de nouvelles strat?gies th?rapeutiques visant ? ralentir la croissance oculaire ou ? pr?venir les complications de la myopie forte, au sein d?un organisme vivant int?grant vascularisation, innervation et r?gulations m?canosensorielles. 3. ?tudier les effets ? long terme sur les tissus oculaires, en particulier la scl?re, la r?tine et la choro?de, dans un environnement physiologique complet impossible ? reproduire in vitro ou in silico.

Réduction

Le nombre d?animaux par groupe a ?t? volontairement limit? afin de respecter les principes ?thiques encadrant l?exp?rimentation animale, tout en maintenant une puissance statistique suffisante pour garantir la fiabilit? et la reproductibilit? des r?sultats. Une analyse de puissance sera r?alis?e syst?matiquement avant chaque s?rie exp?rimentale afin de d?terminer l?effectif optimal permettant de d?tecter un effet significatif. Ce calcul permettra, lorsque possible, de r?duire l?effectif n?cessaire sans compromettre la validit? scientifique du projet. Dans une d?marche active de r?duction du nombre d?animaux utilis?s, plusieurs approches compl?mentaires seront mises en ?uvre. L?utilisation de m?thodes non invasives pour le suivi de la myopie ? notamment l?imagerie oculaire (OCT pour la choro?de et la r?tine, biom?trie optique pour la mesure de la longueur axiale...) ? permettra d?effectuer des suivis longitudinaux chez les m?mes individus, ?vitant ainsi les sacrifices ? diff?rents points temporels. Lorsque cela est scientifiquement pertinent, les deux yeux d?un m?me animal pourront ?tre analys?s. On aura ainsi pour un m?me animal un oeil induit et un oeil contr?le, ce qui permettra d'avoir des yeux contr?les sans augmenter l?effectif. De plus, l?optimisation des protocoles exp?rimentaux (standardisation des conditions d?induction de la myopie, contr?le pr?cis des param?tres d??clairement, de l?environnement visuel et des variables biologiques) contribuera ? limiter la variabilit? interindividuelle et ? renforcer la robustesse des r?sultats. Enfin, une attention particuli?re sera port?e ? la formation des exp?rimentateurs et ? la qualit? des soins apport?s aux animaux afin de garantir leur bien??tre tout au long de l??tude.

Raffinement

Un suivi quotidien rigoureux des animaux sera assur? afin de d?tecter rapidement tout signe de stress, d?inconfort ou d?effet ind?sirable li? aux proc?dures exp?rimentales. Cette surveillance permettra une intervention rapide selon des points limites pr?d?finis, adapt?s au mod?le de myopie et visant ? r?duire toute souffrance potentielle. Les animaux seront h?berg?s en groupe dans des cages enrichies, avec acc?s ad libitum ? la nourriture et ? l?eau. L?environnement sera optimis? par des abris, des mat?riaux ? ronger et des ?l?ments favorisant l?exploration, afin d?assurer leur bien??tre psychologique et comportemental. Dans le cadre du projet, une anesth?sie g?n?rale sera n?cessaire pour les proc?dures d?induction de la myopie (ex. mise en place de dispositifs optiques). Elle pourra ?tre compl?t?e par une anesth?sie locale. Une analg?sie pr??op?ratoire sera administr?e, et une antibioprophylaxie locale pourra ?tre appliqu?e en cas de risque infectieux. Les examens de suivi seront principalement non invasifs, tels que la biom?trie optique pour la longueur axiale et l?imagerie comme l'OCT par exemple pour l?analyse r?tino?choro?dienne. Ces techniques permettront des suivis longitudinaux chez les m?mes individus, r?duisant ainsi le nombre d?animaux n?cessaires. Lorsque l?immobilit? est requise, une anesth?sie l?g?re et courte pourra ?tre administr?e. Apr?s chaque anesth?sie, les animaux seront plac?s sur un support chauffant pour pr?venir l?hypothermie, et une hydratation oculaire sera maintenue jusqu?au r?veil. Ils seront ensuite replac?s dans leur environnement habituel pour limiter le stress post?manipulation. Le projet a ?t? valid? par un comit? d??thique et sera suivi par la structure en charge du bien??tre animal.

Choix des espèces

Les esp?ces retenues pour ce projet, le rat et la souris, pr?sentent des caract?ristiques anatomiques, physiologiques et m?taboliques bien d?crites dans la litt?rature, facilitant l?extrapolation des r?sultats vers l?humain, notamment dans l??tude de la croissance oculaire et des m?canismes impliqu?s dans la myopie. Ces deux esp?ces sont couramment utilis?es dans des mod?les valid?s de myopie exp?rimentale, en particulier pour l??tude de l?allongement axial, du remodelage scl?ral et des r?ponses r?tiniennes. Leur utilisation offre une grande flexibilit? exp?rimentale, notamment pour les suivis longitudinaux, la biom?trie optique, l?imagerie et l?analyse de marqueurs mol?culaires. L?exp?rience accumul?e avec ces mod?les garantit la reproductibilit? des r?sultats, leur comparabilit? avec d?autres ?tudes pr?cliniques et leur pertinence pour le d?veloppement de nouvelles strat?gies th?rapeutiques. Le choix de ces esp?ces s?inscrit dans une d?marche scientifique rigoureuse, ?thique et translatoire, visant ? maximiser la qualit? des donn?es tout en respectant les principes de l?exp?rimentation animale. Les animaux seront inclus ? un stade juv?nile, correspondant ? la phase de croissance oculaire active, condition indispensable pour induire de mani?re fiable la myopie et mesurer l?allongement axial. Pour les souris, induction g?n?ralement entre P14 et P28, avec un suivi sur 2 ? 6 semaines selon le protocole et pour les rats, induction g?n?ralement entre P21 et P35, avec un suivi de dur?e comparable, adapt? au cin?tique de croissance propre ? l?esp?ce. ? ces ?ges, la r?tine, la choro?de et la scl?re sont suffisamment matures pour r?pondre aux manipulations optiques, tout en conservant une plasticit? ?lev?e de la croissance oculaire. Ce choix garantit une r?ponse coh?rente et reproductible aux protocoles d?induction (lentilles n?gatives ou d?privation de forme), tout en limitant les biais li?s ? la s?nescence ou, ? l?inverse, ? la croissance trop rapide des toutes premi?res semaines de vie. ? cet ?ge, la pr?sence de la m?re est indispensable. Il sera donc n?cessaire soit de recevoir des femelles gestantes, avec une mise bas pr?vue directement dans notre ?tablissement, soit de commander ? l??leveur des port?es reconstitu?es incluant la m?re et ses petits. Une fois que l??ge des souriceaux ou des ratons le permettra, les m?res seront s?par?es de leur port?e et pourront ?tre r?utilis?es dans un autre projet.

1 932 souris vont être utilisées, toutes mises à mort à l'issue, dans des procédures classées de souffrance légère. Chaque animal est mis à jeun une nuit, gavé jusqu'à quatre fois et reçoit jusqu'à huit injections dans l'abdomen, avant d'être tué pour le prélèvement de tissus. Le projet étudie des facteurs de virulence d'Escherichia coli résistants aux antibiotiques et vise à terme de nouvelles cibles thérapeutiques. Le porteur retient la souris parce qu'elle est "permissive" à l'infection sans manipulation génétique et s'appuie sur une littérature abondante pour limiter le nombre d'animaux.

Objectifs

Certains facteurs de virulence des bact?ries Escherichia coli (E. coli) sont impliqu?s dans l?invasion de l??pith?lium intestinal et ou la colonisation du tractus digestif. Une telle capacit? a r?cemment ?t? associ?e ? l??tablissement de populations dites persisters, r?sistantes aux antibiotiques et capables de faciliter des ?changes de g?nes de r?sistance. Le r?le de certaines toxines et facteurs d?adh?rence bact?riens dans l?internalisation des bact?ries par les cellules a ?t? montr? in vitro. Ce projet nous permettra de v?rifier leur implication in vivo chez la souris et de mettre en ?vidence leur r?le dans la colonisation et formation de r?servoirs infectieux dans le tractus digestif. Ce projet comprend l??tude de souches multi-r?sistantes aux antibiotiques. Les r?sultats acquis permettront de comprendre comment certains facteurs de virulence ? l??tude permettent ? plusieurs souche d?E. coli d?entrer en comp?tition pour coloniser le tractus digestif de l?h?te. Nous testerons sur la capacit? de colonisation des souches une petite mol?cule chimique capable de bloquer la croissance intracellulaire des bact?ries. Au final, un tel projet doit permettre d?identifier de nouvelles pistes de ciblage th?rapeutique pour le traitement des infections ? E. coli r?sistants aux antibiotiques.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra une meilleure compr?hension des m?canismes de colonisation bact?rienne de l?intestin par des souches d?Escherichia coli pathog?nes opportunistes. Nous testerons une approche th?rapeutique innovante ? l?interface bact?rie-h?te ciblant des E. coli multi-r?sistantes aux antibiotiques et des E. coli ?tablissant des r?servoirs intratissulaires, qui sont souvent r?fractaires aux antibiotiques. A terme, nous pourrions identifier une nouvelle strat?gie th?rapeutique cibl?e sur l?h?te pour combattre les infections bact?riennes en ?radiquant le portage asymptomatique de ces souches dans le microbiote intestinal.

Procédures

Les souris seront mises ? jeun sur une nuit (1 fois par souris, moins de 16h) ce qui peut induire un stress d? ? l?absence de nourriture pendant cette p?riode. Elles pourront d?velopper une irritation oesophagienne due ? la r?p?tition d?administrations par gavage (4 par souris, dur?e de l?acte inf?rieure ? 30 s). Certaines souris recevront un traitement par injection qui peut provoquer une douleur l?g?re, r?versible et de courte dur?e (maximum 8 par souris, dur?e de l?acte inf?rieure ? 30 s). Les souris seront mises ? mort par une m?thode r?glementaire en fin de proc?dure.

Impact sur les animaux

Les souris seront mises ? jeun sur une nuit (1 fois par souris, moins de 16h) ce qui peut induire un stress d? ? l?absence de nourriture pendant cette p?riode. Elles pourront d?velopper une irritation ?sophagienne due ? la r?p?tition d?administrations par gavage (4 par souris, dur?e de l?acte inf?rieure ? 30 s). Les souris peuvent ressentir une douleur l?g?re de courte dur?e ponctuelle et r?versible lors des injections intrap?riton?ales (7-8 par souris, dur?e de l?acte inf?rieure ? 30 s).

Devenir

Tous les animaux seront mis ? mort pour r?cup?rer des tissus pour des ?tudes mol?culaires et histologiques post-mortem.

Remplacement

Des ?tudes in vitro pr?liminaires sur cellules et organo?des ont permis de mettre en ?vidence l?int?r?t du facteur de virulence bact?rien ?tudi? dans ce projet. Cependant, pour confirmer le r?le de ce facteur dans la capacit? de diff?rentes souches bact?riennes ? coloniser l?intestin, un mod?le animal est n?cessaire pour mimer la complexit? des interactions complexes entre la bact?rie d?int?r?t, le microbiote intestinal et l'Homme.

Réduction

Le nombre de souris utilis?es (7 souris par groupe, pour un total de 1932 souris) sera toujours limit? au minimum n?cessaire pour fournir des donn?es biologiquement et statistiquement significatives. Ce nombre de souris par groupe a ?t? d?termin? sur la base d?exp?riences ant?rieures du laboratoire. Des tests non param?triques seront utilis?s pour comparer les diff?rents groupes. Plusieurs ?chantillons seront pr?lev?s (intestin, colon, ganglions m?sent?riques?) sur toutes les souris utilis?es dans ce projet afin de collecter un maximum d??chantillons et d??viter de relancer des exp?rimentations additionnelles.

Raffinement

Avant de d?buter le projet, les souris seront acclimat?es pendant une semaine en conditions standard d?animalerie avec un acc?s sans restriction ? l?eau et ? la nourriture avec un environnement enrichi (coton). Nous utilisons des sondes de gavage flexibles am?liorant le bien-?tre animal en facilitant le passage dans l??sophage. Pour les souris recevant plusieurs injections intrap?riton?ales, nous veillerons ? alterner les points d?injection pour ne pas injecter deux fois de suite dans la m?me zone. Des crit?res d?arr?t ou points limites ont ?t? d?termin?s pour chaque proc?dure exp?rimentale.

Choix des espèces

La souris est une esp?ce de choix pour l'?tude des facteurs de virulence de E. coli car elle est permissive ? l'infection par ce pathog?ne opportuniste sans n?cessit? de manipulation g?n?tique ou de modification du statut immunitaire des animaux. De plus, la litt?rature concernant ces infections est abondante et les mod?les exp?rimentaux bien ?tablis, ce qui permettra d'obtenir des r?sultats fiables en limitant le nombre d'animaux utilis?s. Enfin, l'exp?rience de l'exp?rimentation animale sur cette esp?ce au laboratoire permettra de limiter au maximum la souffrance des animaux lors de l'?tude. Les souris seront utilis?es au stade de jeunes adultes (environ 9-10 semaines). Il s?agit du stade le plus largement d?crit et valid? dans les publications. A cet ?ge, nous limitons les biais li?s ? l?utilisation de souris vieillissantes. De plus, leur taille est suffisante pour une manipulation ais?e.

Issues de la réforme d'un sélectionneur ou achetées jeunes, 144 poules pondeuses vont être utilisées, toutes mises à mort à l'issue, dans des procédures classées de souffrance légère. Chaque animal subit entre une et six prises de sang au sinus occipital, réparties de la vingtième à la cent-trentième semaine d'âge. Le porteur décrit une "montre biologique" épigénétique censée mesurer l'âge réel des poules à partir de leur ADN. La finalité affichée relève de la sélection en filière œuf, relier l'âge biologique à la ponte et à la solidité de la coquille, les poules étant tuées pour le prélèvement du foie.

Objectifs

Le présent projet entre dans un projet plus large visant à mieux comprendre comment les poules pondeuses vieillissent mais pas juste en comptant les semaines de vie mais en regardant l’ADN des tissus. Pour ça, on utilise une sorte de "montre biologique" appelée horloge épigénétique. La 1ère étape consiste à identifier les marques chimiques dans l’ADN permettant de prédire/estimer l’âge biologique des poules, ceci en utilisant une cohorte de poules d’âges variés dont la mise en place fait l’objet de ce présent projet. En effet ces marques appelées méthylations sont connues pour s’accumuler avec l’âge. La 2nde étape consiste à analyser ces marques sur des poules d’un âge donnée et de comparer leur âge biologique avec leur âge réel. On peut alors identifier des poules qui vieillissent "plus vite" que prévu ou "plus lentement". Enfin, la 3ème étape est d’évaluer si ces écarts entre âge biologique et âge réel peuvent prédire des écarts de performances pour des caractères d’intérêt tels que le taux de ponte, poids ou qualité des œufs, présence d’ascites, …. De telles prédictions ont été déjà obtenues chez l’humain pour différentes maladies. Concernant l’étape 1, différentes horloges épigénétiques ont été développées chez des espèces variées comme le poulet de chair mais jamais encore chez la poule pondeuse. Aussi ce projet a pour objectif de créer 2 horloges pour ce type de poules : une qui regarde l’ADN des cellules du sang (collecte non invasive), et l’autre qui regarde l’ADN des cellules d’un tissu métabolique, le foie, fortement impliqué dans la production d’œufs et maladies métaboliques. Par ailleurs, on souhaite qu’elles fonctionnent que les poules vivent en cage ou au sol. Aussi on prendra des poules issues des 2 systèmes avant leur entrée où elles seront toutes mises au sol.

Bénéfices attendus

Comme indiqué plus haut, grâce aux 2 horloges épigénétiques ‘sang’ et ‘foie’ développées dans le présent projet (étape 1), nous pourrons alors analyser les différences entre âge réel et âge biologique de centaines de poules (étape 2) pour lesquelles nous avons déjà les données de méthylation sang et foie. nous pourrons alors évaluer le pouvoir prédicteur de ces différences pour des phénotypes d’intérêt majeur en filière œuf comme le taux de ponte et la solidité de la coquille qui diminuent avec l’âge (étape 3). Autrement dit, y-a-t-il des poules à 70 ou 90 semaines qui ont vieilli moins vite que d’autres et si oui ont-elles tendance à avoir des performances meilleures ? ». De tels travaux pourraient alors déboucher sur de nouveaux marqueurs à prendre en compte dans la sélection des animaux.

Procédures

Les prélèvements sanguins seront effectués au sinus occipital entre 1 et 6 fois aux âges indiqués ci-dessous: 1) 12 poules seront prélevées 6 fois entre 70 et 130 semaines d'âge avec un délai minimum de 5 semaines entre prélèvements. 2) 24 poules seront prélevées 2 fois entre 70 et 112 semaines d’âge 3) 7x12 poules soit 84 poules seront prélevées 1 fois entre 20 et 112 semaines d'âge en fonction des lots 4) 12 poules seront prélevées 5 fois entre 20 et 71 semaines d'âge avec un délai minimum de 11 semaines entre prélèvements. 5) 12 poules seront prélevées 4 fois entre 20 et 57 semaines d'âge avec un délai minimum de 10 semaines entre prélèvements. Le prélèvement sera réalisé en quelques secondes.

Impact sur les animaux

La contention lors des prises de sang engendre du stress pour l’animal, une légère douleur au niveau du site de prélèvement et un éventuel hématome.

Devenir

Suite à la procédure des prises de sang ultimes, les 144 animaux seront mis à mort pour réaliser les prélèvements des foies.

Remplacement

Les deux horloges épigénétiques seront ainsi utilisées dans le cadre de l’étude de la longévité fonctionnelle. Il est inenvisageable d'utiliser un autre modèle pour analyser les différences entre âge chronologique et âge épigénétique et évaluer leur pouvoir prédicteur pour différents phénotypes d’intérêt chez la poule pondeuse à un âge avancé.

Réduction

Ainsi, trois lots de poules vont entrer à la station expérimentale : 1) un premier lot de 48 poules dites « vieilles » arrivera à l’âge de 68 semaines en mai 2025. Nous profitons ainsi de la réforme des poules d’un sélectionneur. Ces poules seront alors prélévées aux âges de 70 , 90, 107, 114, 119 et 130 semaines d’âge 2) un second lot de 48 poules dites « jeunes » arrivera en septembre 2025, sera alors etudié aux âges de 20, 36, 49, 60 et 70 semaines d’âge. 3) un troisième lot de 48 poules dites « jeunes » arrivera en janvier 2026, sera alors etudié aux âges de 20, 35, 45 et 57 semaines d’âge

Raffinement

Les animaux seront élevés dans un bâtiment d’élevage standard, au sol sur litière avec copeaux de bois dans des parquets où ils resteront en groupe. La taille du parquet est suffisante (3 m²) pour permettre aux poules pondeuses de se déplacer avec une zone de repos significative en plus de l’espace mangeoire, abreuvement et nid. Les animaux auront à disposition plusieurs enrichissements leur permettant de grimper et de se cacher. Toute manifestation de symptômes persistants définis par un point limite entraînera le retrait de l’animal de l’expérimentation. Les prises de sang seront effectuées dans un lieu différent des espaces d’hébergement.

Choix des espèces

La poule pondeuse a été choisie comme modèle, car il s’agit de l’espèce agronomique cible du projet. Concernant les différents âges retenus (20, 30, 50, 70, 90, 110 et 130 semaines), ils ont été choisis de manière à inclure les âges de 70 et 90 semaines, pour lesquels des données sont déjà disponibles par ailleurs et seront ici re-analysées sous l’angle de l’horloge épigénétique. Autour de ces deux âges clés, nous avons intégré au moins deux autres classes d’âge espacées d’environ 20 semaines en amont et en aval, pour la raison suivante : ces differents ages permettent, par exemple, de détecter d’éventuelles poules âgées de 70 semaines qui seraient plus jeunes biologiquement avec un âge biologique non pas de 70 sem. mais de 50 voire 30 semaines ; Ou encore des poules de 90 semaines qui seraient, au contraire, biologiquement plus âgée jusqu’à 20 à 40 semaines de plus par rapport à leur âge réel. Grâce à cet étalement progressif de 20 à 130 semaines, l’horloge épigénétique que nous développons pourra ainsi capter finement les écarts entre âge biologique et âge réel.

Tous mis à mort à l'issue, 80 rats vont être utilisés sur cinq ans dans des travaux pratiques, dans des procédures classées de souffrance légère. Sur chaque animal, des enseignants réalisent des démonstrations de castration et de cathétérisme de la carotide, ainsi qu'un test de labyrinthe, devant des étudiants de troisième année de licence. Les seize rats passés des travaux pratiques de comportement à ceux de chirurgie sont mis à mort en fin de séance par l'enseignant. Le porteur affirme qu'aucune méthode alternative ne remplace cette initiation, dont la finalité est pédagogique et non la production de connaissances.

Objectifs

Ce projet éducatif a pour objectif d'acquérir des connaissances concernant la réglementation et l’éthique en matière d’expérimentation animale mais également d'observer de multiples techniques d’exploration de la physiologie et du comportement chez l’animal. Cet enseignement s'inscrit dans le cadre de l'unité d'enseignement dispensée sous forme d'enseignement optionnelle en 3ème année de Licence. Cette UE n'est constituée que de travaux dirigés (TD) et de travaux pratiques (TP) : - Au cours des TD, sont abordés la réglementation, l’éthique et la pratique en matière d’expérimentation animale et en particulier en Neurosciences. Ces enseignements théoriques abordent également la physiologie animale par les notions d'asepsie, d'anesthésie, d'analgésie et soins péri-opératoires sur animaux de laboratoire. Un enseignement théorique (vidéos) sur l'étude du comportement et du bien-être animal est également dispensé afin de préparer les démonstrations qui seront réalisées lors des travaux pratiques. Ces TD permettent également de manipuler les outils statistiques appliqués à l'expérimentation animale. - Au cours des TP, des démonstrations sur des rats sont réalisées par des enseignants-chercheurs expérimentés dans le domaine de l'expérimentation animale. Ces TP permettent de mettre en œuvre des techniques en physiologie et comportement animal. Pour cela, 2 séances de formation pratique sous forme de démonstration par l'enseignant-chercheur sont réalisées avec, d'une part une étude du comportement sous vidéo-tracking et d'une autre part, une étude de la physiologie animale par des techniques de chirurgie. L’ensemble des animaux utilisés dans ce projet proviendront du projet du DU d'expérimentation animale niveau praticien. Par ailleurs au cours de ce projet, les animaux utilisés pour la première séance de TP (TP comportement) seront ensuite utilisés lors de la deuxième séance de TP (chirurgie) et seront mise à mort dans des conditions éthiques à la fin de la séance.

Bénéfices attendus

Dans cette UE optionnelle, ce projet permettra aux étudiants volontaires et motivés qui envisagent de poursuivre leurs études dans le domaine de l'expérimentation animale, de mobiliser les concepts fondamentaux et les technologies de la physiologie animale et des sciences du comportement pour traiter une problématique du domaine, d'analyser et synthétiser des données en vue de leur exploitation pour développer une argumentation avec esprit critique. Mais surtout ce projet permettra de sensibiliser les étudiants au respect des principes d’éthique, de déontologie et de responsabilité en matière d’expérimentation avec des animaux vivants.

Procédures

Manipulation des animaux lors du TP d'étude du comportement : un seul test de comportement (labyrinthe en croix surélevé). Actes chirurgicaux : deux interventions (castration et cathétérisme).

Impact sur les animaux

Stress lié à la manipulation des animaux lors du TP d'étude du comportement. Douleurs liées à la piqûre lors de la préparation de l’animal à la chirurgie lors du deuxième TP. Risques inhérents à la procédure chirurgicale : perte de sang modérée lors de la pose du cathéter au niveau de la carotide.

Devenir

A la fin de ce projet, les 80 rats constituants les 2 lots expérimentaux (TP comportement et TP chirurgie) sur les 5 années seront mis à mort. Les 16 rats provenant de la séance de TP de comportement et inclus dans la séance de TP chirurgie seront mis à mort à la fin de la séance par l'enseignant dans une salle réservée à cet effet.

Remplacement

Cette UE optionnelle de 3ème année de Licence est l’UE de référence conseillée aux étudiants désirant poursuivre leurs études dans les domaines de la recherche scientifique en Biologie ayant recours à l’expérimentation animale (Master Recherche par exemple). Il s’agit de la seule UE permettant aux étudiants volontaires de s'initier à l'expérimentation animale au cours de leur formation initiale en se formant à des pratiques couramment utilisées lors de procédures expérimentales (contention, anesthésie, asepsie et chirurgie) et à l'utilisation d’animaux dans une étude transversale physiologie/comportement. Cette UE leur permettra de visualiser concrètement par l'intermédiaire d'une démonstration assurée par l'enseignant-chercheur les notions réglementaires et éthiques enseignées en travaux dirigés. Ainsi le remplacement par une méthode alternative n’est pas possible dans ce contexte de formation.

Réduction

Les animaux utilisés dans ce projet proviendront d'un autre projet qui est l’UE du DU d'expérimentation animale niveau praticien. Par ailleurs au cours de ce projet, les animaux utilisés pour la première séance de TP (TP comportement) seront ensuite utilisés lors de la deuxième séance de TP (chirurgie). Cela dépend des années mais cette UE optionnelle comporte au maximum 4 groupes de TP. Pour assurer le bon déroulement du TP et afin de mieux faire respecter le bien-être animal, chaque groupe de TP et divisé en deux (n = 8 étudiants). Donc au maximum 8 demi-groupes d'étudiants seront concernés par ce projet. Lors du premier TP (TP comportement), 2 animaux seront utilisés par demi-groupe d'étudiants, soit un total de 16 rats au maximum pour l'année universitaire. Lors du deuxième TP (TP chirurgie) les 2 animaux utilisés lors de la séance de TP de comportement seront réutilisés par demi-groupe d'étudiants, soit 16 rats au maximum. Donc ce projet utilisera au maximum 16 animaux par année Universitaire (soit 80 animaux pour les 5 ans) qui proviendront d'un autre projet d'enseignement.

Raffinement

Pendant toute la durée du projet, les animaux seront traités selon la réglementation par le personnel compétent, ils seront surveillés quotidiennement par les expérimentateurs (enseignants intervenant dans l'UE) ou le zootechnicien de façon à évaluer leur état physiologique et leur comportement. Les animaux seront hébergés avec un accès à la nourriture et à la boisson à volonté, en cycle de lumière normal (non-inversé), dans une animalerie dotée d'un contrôle de tous les paramètres nécessaires (température, hygrométrie, portoir ventilé, filtration de l’air, …) à leur bien-être. Un enrichissement des conditions d'hébergement est prévu avec buchettes de bois pour satisfaire leur besoin de ronger et des tunnels en carton pour leur permettre de sa cacher et d'explorer leur environnement. Une procédure spécifique à l’estimation de l’inconfort et la douleur sera mise en place avec une surveillance quotidienne. Les points limites sont fixés en accord avec notre vétérinaire référent selon des critères telles que l’isolement, les yeux fermés, le dos voûté, les poils hérissés, l’immobilité et une perte de poids de plus de 20% du poids corporel total ou de 15% entre deux pesées consécutives. Toutes les mesures de diminution de la douleur pendant les actes chirurgicaux sont prises en accord avec notre vétérinaire référent.

Choix des espèces

Pour les travaux pratiques de Physiologie Animale, le rat est utilisé pour ses caractéristiques physiologiques et comportementales. Sa taille et son coût en entretien font que cette espèce est largement utilisée en pédagogie universitaire.