Rongeurs

1 250 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une inoculation sous anesthésie déclenche une infection urinaire aiguë ou chronique, suivie de prélèvements d'urine et de sang, de séances d'imagerie jusqu'à trois fois par semaine et d'administrations répétées de composés, pour tester de nouveaux anti-infectieux face à l'antibiorésistance. Le porteur signale une hématurie, de la léthargie et une perte de poids possibles pendant l'infection. Il affirme qu'aucun modèle in vitro ne reproduit la colonisation des voies urinaires et conclut que le recours à la souris reste "indispensable".

Objectifs

Les infections du tractus urinaire (ITU) représentent un enjeu majeur de santé publique, en raison de leur fréquence élevée, de leur tendance à la récidive, en particulier chez les patientes, et de l’augmentation préoccupante de la résistance aux antibiotiques. Dans ce contexte, le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques anti-infectieuses constitue un besoin médical prioritaire. L’objectif principal de ce projet est d’évaluer l’efficacité de nouveaux traitements anti-infectieux dans des modèles murins d’infections urinaires aiguës et chroniques. Ces modèles, largement décrits dans la littérature scientifique, permettent de reproduire de manière contrôlée les différentes phases de l’infection et d’étudier la dynamique bactérienne ainsi que la réponse aux traitements.

Bénéfices attendus

Ce projet vise à caractériser l’évolution de l’infection urinaire dans des conditions aiguës (jusqu’à 6 jours) et chroniques (jusqu’à 4 semaines) après inoculation bactérienne et évaluer l’efficacité thérapeutique de composés candidats administrés par différentes voies (orale, sous-cutanée, intra-péritonéale ou intra-veineuse), en mesurant leur capacité à réduire la charge bactérienne. Les procédure permettront de suivre longitudinalement la progression de l’infection chez l’animal vivant grâce à une approche d’imagerie non invasive basée sur la bioluminescence bactérienne, permettant une évaluation quantitative et répétée. Une analyse de la distribution bactérienne et l’impact des traitements au niveau des organes cibles (vessie, urètre, reins) en fin d’étude sera effectuée. Ce projet permettra ainsi de générer des données précliniques essentielles pour identifier et caractériser de nouvelles molécules à potentiel thérapeutique contre les infections urinaires, contribuant à répondre à la problématique croissante de l’antibiorésistance.

Procédures

Les animaux seront soumis à une inoculation urinaire réalisée sous anesthésie inhalatoire, comprenant deux administrations rapprochées effectuées lors d’une même séance (environ 10 minutes au total par administration). Cette intervention a lieu une seule fois par animal, dans les deux procédures. Des prélèvements d’urine seront réalisés sur animaux vigiles : 2 à 3 prélèvements sur une durée maximale de 6 jours pour le modèle aigu, et un prélèvement par semaine pendant 4 semaines pour le modèle chronique. Chaque prélèvement dure environ une minute et consiste en une collecte non invasive lors d’une miction spontanée. Les traitements expérimentaux seront administrés selon la voie choisie (orale, parentérale, topique ou intraveineuse), avec une fréquence maximale quotidienne ou biquotidienne selon la voie. Chaque administration dure quelques secondes à une minute. Une imagerie in vivo pourra être réalisée afin de suivre l’évolution de l’infection de manière non invasive. Cette procédure dure environ 5 à 10 minutes sous anesthésie et pourra être effectuée jusqu’à trois fois par semaine. Les animaux seront observés quotidiennement (une à deux fois par jour selon le modèle), avec une durée d’observation inférieure à une minute, afin d’assurer leur suivi clinique et leur bien-être. En fin d’étude, chaque animal sera soumis à une procédure terminale sous anesthésie profonde, suivie d’une euthanasie réglementaire et de prélèvements d’organes. Cette intervention dure environ 5 à 10 minutes. Un prélèvement sanguin sera effectué une fois par semaine sous anésthésie et l'intervention durera 5 à 10 minutes.

Impact sur les animaux

Les procédures mises en œuvre dans ce projet peuvent entraîner des nuisances ou effets indésirables, principalement liés à l’induction de l’infection et aux administrations de traitements. L’instillation transurétrale, réalisée sous anesthésie, peut provoquer une irritation locale de l’urètre et de la vessie, ainsi qu’un inconfort transitoire au réveil. Ces risques sont limités par l’utilisation de matériel adapté et par du personnel formé. Dans le modèle aigu, une inflammation locale, une hématurie modérée et une altération transitoire de l’état général (léthargie, baisse d’activité) peuvent être observées. Dans le modèle chronique, les signes sont généralement plus modérés, avec une gêne persistante et une inflammation de bas grade. Une perte de poids modérée peut survenir, en particulier en phase initiale. Les anesthésies répétées à l’isoflurane peuvent induire un stress léger et transitoire. Les prélèvements urinaires et sanguins peuvent également générer une gêne ponctuelle liée à la contention ou à la ponction. L’administration des traitements (gavage, injections) peut entraîner un stress ou un inconfort léger selon la voie utilisée. Des mesures seront appliquées afin de limiter l’intensité et la durée de ces effets.

Devenir

À la fin des procédures, tous les animaux seront mis à mort de manière rapide et indolore, sous anesthésie, afin de pouvoir prélever les tissus nécessaires aux analyses. Ces analyses ne peuvent pas être réalisées sur des animaux vivants et sont essentielles pour atteindre les objectifs scientifiques du projet.

Remplacement

À l’heure actuelle, il n’existe pas de modèle in vitro ou ex vivo permettant de reproduire de manière fiable l’ensemble des aspects physiopathologiques impliqués dans les infections urinaires, en particulier la colonisation des voies urinaires, les réponses immunitaires locales, la persistance bactérienne et la pharmacocinétique des traitements. Les modèles cellulaires ou organoïdes ne permettent pas d’évaluer l’efficacité de traitements dans un contexte d’infection systémique ou tissulaire, ni d’intégrer les paramètres pharmaco-dynamiques in vivo. Par conséquent, le recours au modèle murin reste indispensable pour atteindre les objectifs scientifiques du projet.

Réduction

Le projet intègre plusieurs mesures concrètes visant à limiter le nombre d’animaux utilisés, conformément au principe de réduction des 3R. Le nombre d’animaux a été estimé sur la base de calculs de puissance statistique à partir de données préliminaires internes et de la littérature, afin de garantir que seuls les effectifs strictement nécessaires seront mobilisés pour répondre aux objectifs scientifiques. L’utilisation d’une technologie d’imagerie bioluminescente permet un suivi non invasif et longitudinal de l’infection sur un même animal, réduisant ainsi le recours à des euthanasies inter-médiaires pour le recueil de données. Cette approche limite significativement le nombre total d’animaux requis pour l’analyse cinétique de la réponse au traitement. Les groupes de contrôle (témoin négatif et témoin positif) seront mutualisés entre plusieurs ex-périmentations lorsque cela est possible, notamment lors du criblage de différents composés, afin d’éviter la duplication de lots témoins. L’exploitation complète des animaux en fin d’expérimentation est prévue, avec prélèvements de plusieurs organes (vessie, urètre, reins) pour différentes analyses (microbiologie, histologie, biologie moléculaire), optimisant ainsi les données obtenues par individu. Une phase pilote, menée sur un effectif réduit, permettra de valider et d’ajuster les protocoles d’infection et de traitement avant les séries expérimentales principales, afin d’éviter des essais non concluants. Les tissus prélevés sont partagés pour analyses complémentaires validées afin de réduire le nombre d’animaux supplémentaires. Les analyses statistiques seront effectuées afin de limiter le nombre d'animaux à utiliser tout en assurant la robustesse des résultats.

Raffinement

Toutes les procédures ont été conçues pour minimiser la douleur, le stress et l’inconfort des animaux. L’injection intra-urétrale de l’inoculum bactérien est réalisée sous anesthésie générale par isoflurane, avec une contention douce et un matériel adapté (cathéter à petit calibre). Pour limiter l’inconfort lors de l’instillation transurétrale, un lubrifiant stérile et un analgésique local (lidocaïne) seront appliqués sur la sonde. Ces mesures de raffinement visent à réduire la douleur et l’irritation sans interférer avec l’infection ou les traitements testés. Les animaux feront l’objet d’un suivi clinique quotidien incluant l’observation du comportement ainsi que la prise de poids. Des critères d’arrêt seront appliqués si un animal présente des signes cliniques dépassant les seuils définis. L’utilisation d’un suivi par imagerie bioluminescente limite les interventions répétées, les prélèvements invasifs, ainsi que le stress induit par des manipulations fréquentes. Les prélèvements d’urine sont réalisés sur animal vigile, sans ponction, par simple recueil de mictions spontanées au moment de la contention. Des mesures de raffinement sont également adaptées à chaque voie d’administration afin de limiter le stress et l’inconfort. Pour le gavage, l’utilisation de sondes adaptées, de volumes contrôlés et d’un personnel expérimenté permet de réduire les risques (fausse route, lésions). Une habituation à la contention est recommandée. Pour les injections sous-cutanées et intrapéritonéales, l’emploi d’aiguilles fines, de volumes adaptés et l’alternance des sites limitent la douleur et les réactions locales. La voie intraveineuse nécessite un personnel formé afin de réduire les échecs et les lésions. Pour la voie topique, l’utilisation de formulations non irritantes est privilégiée. La voie la moins invasive sera choisie lorsque possible, avec une surveillance des sites d’administration afin de détecter toute réaction et d’adapter les pratiques si nécessaire. En cas de douleur, les animaux recevront un traitement analgésique. La mise à mort sera réalisée sous anesthésie par isoflurane suivie d’une méthode physique validée (dislocation cervicale). Enfin, tous les personnels intervenant sur le projet sont formés à la manipulation des animaux, aux procédures d’anesthésie, d’injection et de suivi clinique, conformément aux exigences règlementaires.

Choix des espèces

L’espèce choisie pour ce projet est la souris, qui constitue le modèle de référence pour l’étude des infections urinaires bactériennes. Ce modèle est largement documenté dans la littérature scientifique et présente une très bonne reproductibilité des infections. La physiopathologie de l’infection urinaire chez la souris reproduit de manière fiable les principales étapes observées chez l’Homme, notamment la colonisation de la vessie, l’ascension vers les reins et la réponse inflammatoire locale. La souris permet en outre de combiner des approches d’imagerie in vivo, des analyses moléculaires fines et des évaluations quantitatives de la charge bactérienne. Elle constitue donc un modèle robuste, validé et pertinent pour répondre aux objectifs de ce projet, en particulier pour tester l’efficacité de nouveaux traitements anti-infectieux dans des conditions expérimentales proches de la physiologie humaine. Les animaux utilisés dans ce projet seront des souris adultes, âgées de 6 à 12 semaines au moment de l’inoculation bactérienne. Ce stade de développement correspond à des animaux immunologiquement matures, physiologiquement stables, et adaptés à l’établissement reproductible du modèle d’infection urinaire utilisé dans cette étude.

Pour mettre en place trois modèles de métastase dans un ganglion, 1 338 souris sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Chaque animal subit une chirurgie d'injection de cellules cancéreuses dans le ganglion inguinal, puis pour certains deux injections d'immunothérapie dont les effets indésirables reproduisent l'inflammation et l'auto-immunité observées chez l'humain. Le développement tumoral peut lui-même causer des douleurs. Les souris sont tuées pour des prélèvements de tumeurs et d'organes, ces trois modèles devant servir de base à un projet ultérieur sur l'immunothérapie des ganglions métastatiques.

Objectifs

Les traitements par l’immunothérapie anti-cancéreuses ont révolutionné le traitement des cancers. Cependant aujourd’hui, l’effet de ces traitements sur les métastases au ganglion n’est pas encore bien décrit. Nous souhaitons étudier l’effet des traitements d’immunothérapie dans un ganglion métastatique, et étudier l’environnement vasculaire et immunitaire de celui-ci. Pour réaliser notre étude, nous avons besoin de 3 modèles reproductibles et robustes de ganglion métastatique. L’objectif de ce projet est de mettre en place nos modèles de ganglion métastatique, puis dans un second temps de mettre en place le schéma thérapeutique d’immunothérapie utilisé actuellement en clinique.

Bénéfices attendus

Ce projet nous permettra d’obtenir 3 modèles différents de métastases au ganglion, permettant d’étudier différents types de cancer et les effets des traitements d’immunothérapie sur ceux-ci. Par la suite, nous approfondirons l’étude avec un projet nécessitant ces modèles pour étudier les interactions entre les systèmes immunitaires et vasculaires des ganglions métastatiques au cours du traitement d’immunothérapie.

Procédures

Tous les animaux de ce projet auront une chirurgie au niveau du ganglion inguinal pour l’injection de cellules cancéreuses (10 minutes) sous anesthésie générale avec un analgésique générale et une crème anesthésiante sera appliquée sur la zone d’injection. Par la suite, certains animaux recevront deux injections en vigile (environ 10 secondes par injection) de traitement d’immunothérapie.

Impact sur les animaux

L’anesthésie et l’injection de cellules tumorales peut induire une douleur modérée et du stress chez les animaux, ainsi qu’une dégradation de l’état des animaux (perte de poids, lenteur dans les mouvements). Le développement tumoral peut causer des douleurs chez l’animal. Les traitements d’immunothérapie peuvent avoir des effets indésirables identiques à ceux observés chez l’homme avec une inflammation et une autoimmunité.

Devenir

L’ensemble des animaux est mis à mort pour des prélèvements post-mortem de tumeurs ou organes.

Remplacement

Les procédures réalisées sur l’animal ne peuvent pas être remplacées par des méthodes expérimentales alternatives. A ce jour, il n’est pas possible d’étudier le système immunitaire et son interaction avec le développement tumoral et le système vasculaire in vitro. La mise en place de métastases nécessite un organisme complexe pour étudier les interactions et paramètres mis en jeux. De plus, les cellules des vaisseaux sanguins auxquelles nous nous intéresserons dans la suite de ce projet sont très plastiques et ne conservent leur phénotype que dans un environnement particulier in vivo.

Réduction

Nous souhaitons mettre en place des modèles de tumeur métastatique dans le ganglion inguinal. Pour la robustesse de nos résultats, nous avons besoin de plusieurs modèles cellulaires. Le nombre d’animaux utilisé pour chaque expérience est suffisant pour mettre en évidence que les modèles sont robustes et écarter de façon certaines ceux qui ne le sont pas. Ce projet est conçu avec une hiérarchie entre les deux procédures, où la réalisation d’une procédure ultérieure n’est possible que si les résultats des procédures précédentes le justifient.

Raffinement

Pour l’injection des cellules ainsi que pour l’imagerie, les souris sont maintenues sur tapis chauffant. Les conditions d’anesthésie, avec une analgésie générale et locale, sont réalisées pour une meilleure prise en compte de la douleur. La colle chirurgicale permettra d’une part de diminuer les traumatismes induits à la peau causés par des points de suture et d’autre part d’augmenter la rapidité d’action et de diminuer ainsi le temps d’anesthésie. Le suivi des animaux sera réalisé tous les jours par les expérimentateurs et les soigneurs, tous ayant connaissance des points limites suffisamment prédictifs et spécifiques du projet.

Choix des espèces

La souris est un organisme modèle génétiquement proche de l’être humain, ce qui en fait un modèle préclinique de choix très utilisé dans les domaines de la cancérologie et de l’immunologie. Les ganglions lymphatiques étant apparus tardivement au cours de l’évolution, un modèle mammifère est nécessaire pour l’étude présentée ici, centrée sur les métastases dans ces ganglions lymphatiques. Les souris sont âgées entre 6 à 12 semaines, et présentent à ce stade un système immunitaire mature.

Infectées par le virus de la fièvre jaune dans un modèle décrit comme "à forte morbidité", 400 souris sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Ces souris génétiquement modifiées ont des défenses immunitaires désactivées pour devenir sensibles au virus et développer la maladie. La liste des signes attendus comprend perte de poids, prostration, difficultés respiratoires, tremblements et convulsions, encadrés par des points limites. Le classement en souffrance seulement "modérée" contraste avec un tableau clinique aussi lourd et une visée assumée de forte morbidité.

Objectifs

Le virus de la fièvre jaune est responsable d’une maladie grave qui reste une menace dans certaines régions du monde, malgré l’existence d’un vaccin. Il n’existe actuellement aucun traitement spécifique permettant de réduire la quantité de virus ou d’améliorer l’état des personnes infectées. Le développement de nouveaux traitements est donc un enjeu important. Ce projet a pour objectif de mettre en place et de caractériser des modèles d’infection murin au virus de la fièvre jaune dans le but, de tester secondairement l’efficacité de candidats antiviraux contre le virus de la fièvre jaune dans ces modèles. L’objectif est d’identifier les molécules les plus prometteuses afin de préparer, à terme, leur évaluation chez l’être humain.

Bénéfices attendus

Ce projet a pour objectif d’évaluer l’efficacité de nouveaux traitements antiviraux contre l’infection par le virus de la fièvre jaune. À terme, le bénéfice attendu est de contribuer au développement de futurs médicaments qui pourraient être mis sur le marché pour améliorer la prise en charge de cette maladie.

Procédures

Les animaux seront infectés en dose unique. Les animaux traités recevront le traitement à tester soit en une seule dose, soit en plusieurs doses, tout en respectant les volumes d’injection recommandés. En cas d’administration répétée, un maximum de 6 injections par animal pourra être réalisé. Chez les animaux non anesthésiés, une injection dure seulement quelques secondes (moins d’une minute). Sous anesthésie, la procédure dure environ 5 minutes. Des prélèvements sanguins pourront être effectués sous anesthésie, au maximum deux fois par semaine (jusqu’à 8 prélèvements au total). Chaque prélèvement dure en moyenne 1 à 2 minutes.

Impact sur les animaux

Les animaux seront manipulés régulièrement pour différentes procédures, avec ou sans anesthésie (infection, pesées, suivi clinique, administration du traitement, prélèvements sanguins…). Ces manipulations peuvent entraîner un certain stress. En lien avec l’objectif du projet — qui comprend d’une part la mise en place d’un modèle d’infection à forte morbidité par le virus de la fièvre jaune et, d’autre part, l’évaluation de nouveaux traitements — les animaux peuvent présenter différents signes liés à la maladie : perte de poids, variations de température, baisse d’activité, prostration, déshydratation, difficultés respiratoires, tremblements, convulsions, diarrhée ou modifications des paramètres sanguins (comme une baisse de la proportion de certaines cellules). Des points limites précoces et adaptés seront définis afin d’assurer une prise en charge rapide et appropriée des animaux présentant des signes cliniques. L’intensité et la durée de ces signes pourront varier selon les groupes, en fonction du modèle utilisé et de l’efficacité des traitements testés.

Devenir

Le projet ayant pour but, dans un premier temps, la caractérisation de nouveaux modèles murins d’infection au virus de la fièvre jaune puis dans un second temps l’utilisation de ces modèles pour l’évaluation de l’efficacité de traitements curatifs ou prophylaxiques, l’euthanasie des animaux est nécessaire pour récupérer des organes en vue de la réalisation de différentes analyses (dosage de la charge virale, évaluation de l’état inflammatoire, etc).

Remplacement

Actuellement, il n’existe pas de méthode alternative capable de reproduire la complexité d’un organisme vivant. Pour évaluer l’efficacité d’un traitement contre le virus de la fièvre jaune, il est nécessaire d’observer l’infection dans son ensemble : la façon dont le virus se multiplie, comment l’organisme réagit, et comment le traitement agit sur les fonctions essentielles du corps. À ce jour, seul un modèle animal permet de reproduire l’infection complète et les signes cliniques caractéristiques de la fièvre jaune. L’utilisation d’animaux est donc indispensable pour comprendre l’effet du traitement dans un organisme vivant et vérifier son efficacité globale.

Réduction

Pour obtenir des résultats fiables et interprétables, il est nécessaire d’inclure au minimum six animaux par groupe. Dans le cadre de l’étude d’efficacité, un groupe infecté et non traité sera systématiquement inclus afin de servir de référence pour évaluer l’effet du traitement. Par ailleurs, chaque animal servira de contrôle pour lui même grâce aux mesures réalisées avant l’infection, ce qui évite de recourir à un groupe contrôle non infecté supplémentaire et permet ainsi de réduire le nombre total d’animaux nécessaires.

Raffinement

Une période d’acclimatation d’au moins 5 jours sera respectée avant le début du projet, portée à 7 jours en cas de transport aérien. Les animaux seront hébergés ensemble en cages tout au long de l’étude, avec un enrichissement adapté pour favoriser leur bien être. Ils feront l’objet d’une observation quotidienne afin de détecter rapidement tout signe anormal et mettre en place les mesures nécessaires : soins de soutien (désinfection de plaies, isolement, réchauffement…), ou, si leur état l’exige, une euthanasie. Après l’infection, le poids des animaux sera suivi au minimum une fois par jour. Un scoring clinique sera également réalisé à partir d’une grille d’évaluation simple. Celui ci prendra en compte l’état général (activité, aspect du pelage, écoulements nasales et/ou oculaires…) ainsi que d’éventuels signes plus spécifiques (difficultés respiratoires, troubles neurologiques…). L’ensemble permettra d’obtenir un score global reflétant leur état de santé et d’orienter les décisions de prise en charge. Des examens cliniques plus approfondis pourront être réalisés si nécessaire, et toute anomalie sera signalée au vétérinaire responsable. Lors des anesthésies, des mesures seront prises pour éviter toute hypothermie, notamment l’utilisation d’un tapis chauffant ou d’une lampe chauffante pendant toute la procédure.

Choix des espèces

Les souris constituent un modèle préclinique de référence pour l’étude du virus de la fièvre jaune, car elles permettent d’observer la maladie dans un organisme vivant et de tester de nouveaux traitements. Ce modèle est bien établi, largement utilisé et reconnu par la communauté scientifique. Cependant, les souris classiques ne développent que très peu de symptômes lorsqu’elles sont exposées au virus. Pour pouvoir étudier réellement la maladie, des souris génétiquement modifiées dont certaines défenses immunitaires ont été désactivées sont donc utilisées. Ces animaux deviennent alors sensibles au virus et présentent des signes de la maladie similaires à ceux observés chez l’être humain, ce qui permet d’évaluer plus efficacement les mécanismes de l’infection et les traitements potentiels. Grâce à leur âge, leur sexe et leur état sanitaire standardisés, les souris offrent des conditions très homogènes. Cela permet d’obtenir des résultats fiables et comparables entre les animaux, notamment pour suivre l’évolution de l’infection, la réponse du système immunitaire et l’effet du traitement testé. Ce modèle permet également de mesurer de manière précise différents paramètres importants, comme la quantité de virus, les signes cliniques, l’état général ou la survie, tout en maintenant un bon équilibre entre les aspects scientifiques, éthiques et pratiques. Leur taille et leurs caractéristiques biologiques sont adaptées aux volumes de traitement et aux prélèvements nécessaires pour ce type d’étude. Dans ce projet, des souris âgées d’au moins 6 semaines (stade jeune adulte/adulte) seront utilisées afin d’éviter la phase de forte croissance et de travailler avec des animaux d’environ 20 g, ce qui assure une meilleure stabilité des mesures.

Immunodéprimées pour accepter des cellules pulmonaires humaines, 169 souris sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Un emphysème est d'abord provoqué par instillation d'élastase dans la trachée, avant la greffe de cellules alvéolaires humaines par inhalation sous anesthésie. L'atteinte pulmonaire peut entraîner des difficultés respiratoires et une perte de poids. Les poumons sont prélevés après la mise à mort pour évaluer si les cellules greffées réparent les alvéoles détruites, une preuve de concept en vue d'une éventuelle thérapie cellulaire humaine.

Objectifs

L’emphysème pulmonaire est une maladie fréquente et potentiellement grave pouvant évoluer vers une insuffisance respiratoire. Il est principalement lié à l’exposition à la fumée de cigarette et se caractérise par la destruction progressive des alvéoles pulmonaires. Cette altération résulte d’un défaut de régénération alvéolaire dont les mécanismes restent encore mal connus. À ce jour, aucun traitement ne permet de former de nouvelles alvéoles ni d’améliorer durablement la fonction alvéolaire chez les patients atteints de formes sévères. Des avancées récentes suggèrent que les cellules épithéliales alvéolaires (CEA) peuvent se greffer dans le poumon de souris endommagées par une autre pathologie, la fibrose pulmonaire, et contribuer à une amélioration de leur état de santé. Il a également été montré que le vieillissement cellulaire, appelé sénescence, peut limiter l’efficacité de ces greffes. L’hypothèse de ce projet est que la transplantation de CEA, en particulier de cellules non sénescentes, dans un modèle murin d’emphysème induit par instillation d’élastase, permettrait de réparer les alvéoles lésées. Il sera également étudié si l’association avec des fibroblastes peut renforcer l’efficacité de la greffe. Le premier objectif de ce projet est de mettre en place un modèle d’emphysème chez des souris immunodéprimées en déterminant la concentration d’élastase nécessaire pour induire l’atteinte pulmonaire. Le second objectif va consister à greffer des CEA humaines obtenues à partir de poumons humains transplantés dans les poumons emphysémateux murins (xénogreffe) afin d’évaluer leur capacité de réparation. Les CEA humaines seront greffées seules, avec ou sans élimination des cellules sénescentes et avec ou sans des cellules de support (fibroblastes) et les fibroblastes primaires humains obtenus de poumons de patients emphysémateux et non emphysémateux ayant subi une chirurgie thoracique carcinologique ou une transplantation. Les cellules sénescentes et non sénescentes seront isolées grâce à des sondes fluorescentes puis transplantées dans le modèle murin. Le recours au modèle animal est justifié par sa pertinence pour l’étude des thérapies cellulaires, contrairement aux cultures in vitro.

Bénéfices attendus

Si les résultats sont positifs, ils constitueront une première preuve de concept concernant : 1) la capacité des CEA à s’implanter avec succès dans le poumon emphysémateux avec l’aide ou non des fibroblastes. Cela permettrait d’envisager la transplantation de cellules dans cette maladie chez l’homme. 2) la sélection de cellules non sénescentes comme outil important pour augmenter la capacité des CEA à s’implanter dans le poumon emphysémateux et d’augmenter leur capacité de réparation Dans l’ensemble, ces résultats ouvriraient un nouvel axe de recherche pour l’équipe, fondé sur l’optimisation de la thérapie cellulaire à base de cellules CEA dans l’emphysème.

Procédures

Injection dans l'abdomen sur animal vigile. Durée de la procédure : 30 sec Instillation dans la trachée. Durée de la procédure : 5 min Xénogreffe par inhalation sous anesthésie générale. Durée de la procédure : 1 à 2 min Prélèvement des poumons sous anesthésie générale profonde. Durée de la procédure : 3 à 4 min. L’instillation d’élastase est une instillation unique, de même que l’instillation des cellules épithéliales alvéolaires humaines (à différents temps en fonction des groupes).

Impact sur les animaux

L’instillation endotrachéale peut générer une douleur légère au moment de l’anesthésie. Elles peuvent potentiellement générer du stress chez l'animal, notamment lors de la manipulation au cours des pesées, de la préhension de l'animal, ou encore lors des déplacements de cage. De plus, ces différentes manipulations sont effectuées durant la journée, moment au cours duquel les souris sont en phase de sommeil. Le développement de l’emphysème dû à l’instillation de l’élastase conduit à des dommages du poumon qui peuvent entraîner des difficultés respiratoires (dyspnée) et potentiellement une perte de poids.

Devenir

Les animaux seront mis à mort à l’issue de leurs procédures respectives afin de prélever et d’étudier leurs poumons.

Remplacement

Les modèles de culture cellulaire, qu’ils soient en 2D ou en 3D, ne permettent pas de reproduire l’emphysème. Ils ne permettent pas non plus d’appréhender la faisabilité et les effets d’une greffe de CEA dans le poumon ou d’évaluer l’efficacité de traitements visant à atténuer cette pathologie. À l’inverse, le modèle murin d’emphysème induit par l’élastase est un modèle largement utilisé et validé pour l’étude de l’emphysème. Il permet d’évaluer l’effet thérapeutique de la greffe de CEA dans un contexte physiologique de lésion pulmonaire. De plus, si ce modèle permet de réparer le poumon lésé chez la souris grâce aux cellules implantées, cela suggérera que ces cellules d’intérêt jouent un rôle clé dans la régénération pulmonaire. L’identification et la caractérisation des cellules greffées capables de restaurer la fonction pulmonaire permettront ainsi de les définir comme des cibles thérapeutiques potentielles.

Réduction

Le nombre d’animaux prévu pour ce projet est limité à 169. Cela correspond au minimum pour obtenir des résultats pour une expérience pilote. Des expériences dans le laboratoire ont démontré que des groupes de n=8 d’animaux par groupe expérimental sont nécessaires pour les analyses histologiques, moléculaires et fonctionnelles compte tenu de la variabilité biologique inter-individuelle dans nos modèles d’emphysème.

Raffinement

Les animaux importés de fournisseurs agréés pour les besoins expérimentaux sont laissés en acclimatation une semaine avant toute manipulation. L'état de santé des animaux sera surveillé quotidiennement par du personnel compétent présent à l’animalerie ainsi que par les porteurs de ce projet. Une surveillance accrue de notre part sera faite durant les 24h suivant l’instillation d’élastase. Les souris seront hébergées en groupe de 5 par cage dans des portoirs ventilés avec un environnement enrichi par des maisons ou tube en carton, du papier craft et du coton. Les zootechniciens et les porteurs du projet seront en communication concernant le bien-être, la santé des animaux et le respect des points limites. Le poids des animaux sera mesuré chaque semaine. Si nous sommes amenés à avoir un mâle isolé, nous réduirons au maximum l’impact de cet isolement par une augmentation de l’enrichissement de son environnement et par le maintien de stimulations sociales indirectes (contacts visuels à travers la cage, contacts olfactifs en ajoutant de la litière provenant de la cage d’où il provient).

Choix des espèces

La souris est un animal très utilisé dans la recherche translationnelle et son développement pulmonaire et cérébral est proche de celui de l'homme. Les possibilités d’analyse avec des anticorps sont importantes et la mise au point de modèles génétiquement modifiés est bien développée. Également, le modèle d’emphysème induit par l’élastase permet par une unique instillation d’obtenir un emphysème important chez la souris et ce modèle est très utilisé dans la littérature. Les animaux ne seront pas utilisés avant l’âge de 2 mois, pour attendre la fin du développement total de l’appareil respiratoire chez la souris. Les souris seront utilisées quand elles pèseront au moins 25 g.

540 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Un accident vasculaire cérébral est provoqué par un caillot bouchant une artère du cerveau, suivi d'une chirurgie sous anesthésie, d'observations au microscope jusqu'à deux heures et de tests moteurs, l'AVC pouvant laisser douleurs et déficits de mouvement. L'étude teste des nanoparticules censées mieux dégrader les caillots résistants sans provoquer de saignement, un bénéfice pour de futurs patients formulé au conditionnel. Le résumé insiste à plusieurs reprises sur le "confort", le "bien-être" et la douleur prise en charge, autour d'un protocole qui déclenche délibérément un AVC.

Objectifs

Les accidents vasculaires cérébraux, ou AVC, sont un problème de santé majeur dans le monde. Chaque année, ils touchent plus de 13 millions de personnes. Ils sont l’une des principales causes de décès et la première cause de handicap chez l’adulte. Un AVC se produit lorsque le cerveau ne reçoit plus suffisamment de sang. Dans la majorité des cas, cela arrive lorsqu’un vaisseau sanguin cérébral est bouché par un caillot de sang : on parle alors d’AVC ischémique. Pour traiter ces AVC, les médecins disposent d’un médicament visant à dissoudre ce caillot pour rétablir la circulation du sang. Cependant ce traitement n’est pas toujours efficace et il peut parfois provoquer des saignements dans le cerveau. Des recherches récentes ont montré que les caillots résistants au traitement contiennent des structures ressemblants à des filets et produits par des cellules sanguines. L’objectif de ce projet est de faciliter la dégradation des caillots résistants, tout en réduisant les risques de saignements liés au traitement actuel. Pour cela, nous proposons d’utiliser une enzyme capable de détruire les filets et fixée sur de très petites particules ayant elles-mêmes un effet protecteur sur les vaisseaux sanguins. Des études sur l’animal sont nécessaires pour comprendre comment ces caillots se forment dans le cerveau puis tester l’efficacité et la sécurité de ce nouveau traitement. Nous étudierons notamment son effet sur la circulation du sang et sur les handicaps après l’AVC. Ce projet pourrait, à terme, permettre de développer un traitement plus efficace et plus sûr pour les personnes souffrant d’un AVC. Tout au long de ces recherches, le bien-être animal est une priorité. L’utilisation d’animaux est strictement nécessaire, leur nombre est limité au minimum, et toutes les procédures sont réalisées par du personnel formé, avec une prise en charge de la douleur adaptée.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de déterminer si l’utilisation de petites particules protectrices des vaisseaux modifiées avec une enzyme capable de dégrader les structures responsables de la résistance des caillots permet d’améliorer la circulation du sang et donc l’état des patients après un AVC.

Procédures

Les animaux participeront à différentes étapes au cours de l’étude, toutes réalisées avec une attention particulière portée à leur confort et à leur bien-être. Pour soulager la douleur, les animaux recevront deux à quatre administrations de médicaments antidouleur, selon les besoins de chaque procédure. Ces produits seront injectés, sur des animaux éveillés, et chaque injection durera environ une trentaine de secondes. Une injection de glucose pourra être réalisée si les résultats de la première procédure de l’étude le rendent nécessaire. Cette injection sera effectuée sur des animaux éveillés et durera une dizaine de secondes. Une intervention chirurgicale sera réalisée sous anesthésie générale, après l’administration de médicaments contre la douleur. L’ensemble de l’anesthésie et de la chirurgie durera environ une heure. Pour certaines observations, une nouvelle anesthésie générale sera nécessaire. Elle permettra d’observer la circulation du sang en temps réel à l’aide d’un microscope spécifique. Cette phase pourra durer jusqu’à deux heures. Avant ces observations, un produit fluorescent sera injecté sous anesthésie générale afin de mieux visualiser les vaisseaux sanguins. Quatre heures après le début de l’AVC, deux traitements seront administrés à des animaux anesthésiés. Le premier, contenant nos petites particules modifiées (ou une solution de contrôle), sera injecté en environ une minute. Le second traitement, utilisé pour dissoudre les caillots, sera administré lentement sur une durée totale d’environ trente minutes afin de garantir la sécurité des animaux. À la fin de l’étude, les animaux seront placés sous anesthésie générale profonde, après prise en charge de la douleur, afin de permettre le prélèvement des tissus sans souffrance. Après certaines interventions, une ou deux injections de solution hydratante, réchauffée à la température du corps, seront administrées pour favoriser une bonne récupération. Chaque injection durera environ trente secondes.

Impact sur les animaux

Le modèle d’accident vasculaire cérébral utilisé dans cette étude peut entraîner une douleur au réveil de l’anesthésie ainsi que des difficultés de mouvement ou de sensibilité. Ces effets sont considérés comme modérés. Après l’intervention, certains animaux peuvent également présenter une perte de poids ou une déshydratation, en particulier lorsqu’ils sont suivis pendant 24 heures. Là encore, ces effets sont modérés. Un stress lié à l’anesthésie ainsi qu’un inconfort temporaire dû aux injections peuvent survenir lors des différentes manipulations. Ces désagréments sont légers et de courte durée. Enfin, les tests de comportement réalisés dans le cadre de l’étude peuvent provoquer un léger stress ou une anxiété passagère chez les animaux, sans effet durable.

Devenir

La mise à mort est nécessaire pour récupérer du sang, le caillot et les tissus.

Remplacement

Des expériences réalisées en laboratoire, sur des cellules, ont permis de concevoir et de vérifier le fonctionnement des petites particules protectrices utilisées dans cette étude. Ces tests sont indispensables, mais ils ne suffisent pas à reproduire ce qui se passe réellement dans le cerveau lors d’un AVC, un phénomène complexe qui fait intervenir de nombreux mécanismes différents. L’utilisation de souris est donc nécessaire pour étudier l’efficacité de ces petites particules dans des conditions proches de la réalité. Le modèle expérimental utilisé consiste à provoquer la formation d’un caillot qui bouche une artère du cerveau. Il permet de reproduire les situations dans lesquelles le traitement utilisé par les médecins est moins efficace et/ou entraîne des effets indésirables lors de la dissolution du caillot. Il permet de mieux comprendre ses limites et de tester des solutions pour le rendre plus sûr et plus efficace.

Réduction

Afin d’utiliser le moins d’animaux possible tout en obtenant des résultats fiables, les groupes d’étude ont été préparés avec beaucoup de soin. Le nombre d’animaux nécessaires a été calculé à l’aide d’un outil informatique spécialisé, qui permet de déterminer précisément le minimum requis pour que les résultats soient interprétables. Cette organisation permet de limiter strictement le nombre de souris utilisées, tout en garantissant que l’étude puisse répondre correctement aux questions scientifiques posées.

Raffinement

Le bien-être des animaux est une priorité tout au long de cette étude. Avant et pendant les expériences, les animaux vivent en groupe, dans des cages adaptées et enrichies, afin de favoriser leur confort et leurs comportements naturels. Pour éviter toute douleur, des médicaments contre la douleur sont systématiquement administrés avant et après les interventions. Avant la chirurgie, une anesthésie locale est appliquée sur la zone concernée afin de limiter toute sensation désagréable. L’intervention elle-même est réalisée sous une anesthésie générale adaptée, permettant aux animaux de ne rien ressentir pendant l’opération. Après la chirurgie, les animaux sont étroitement surveillés jusqu’à leur réveil complet. Un suivi régulier de leur état de santé est ensuite assuré à l’aide de critères précis permettant de détecter rapidement toute gêne ou souffrance. Si un animal présente des signes de douleur ou de mal-être, des mesures immédiates sont mises en place pour le soulager. Lorsque cela s’avère nécessaire, et afin d’éviter toute souffrance prolongée, l’animal peut être mise à mort conformément à la réglementation en vigueur.

Choix des espèces

Des recherches précédentes ont montré que les études menées chez la souris sont adaptées pour mieux comprendre les maladies qui touchent les vaisseaux du cerveau. Le modèle utilisé dans ce projet consiste à provoquer la formation d’un caillot qui bouche une artère du cerveau. Il reproduit de façon proche ce qui se passe chez l’être humain lors d’un accident vasculaire cérébral (AVC). Ce modèle permet également d’étudier l’effet du traitement actuellement utilisé pour dissoudre les caillots et d’en évaluer les limites. L’utilisation de ce modèle chez l’animal est indispensable pour tester l’efficacité des petites particules protectrices, utilisées seules ou en association avec le traitement de référence. Elle permet d’observer leur impact sur la reprise de la circulation du sang dans le cerveau ainsi que sur les troubles neurologiques liés à l’AVC. L’AVC est un phénomène complexe qui fait intervenir de nombreux mécanismes agissant en même temps. Ces interactions ne peuvent pas être entièrement reproduites en laboratoire sur des cellules seules, ce qui rend l’expérimentation animale nécessaire pour répondre aux objectifs de cette étude.

Chaque souris subit une injection intracérébrale de deux heures puis l'implantation d'une canule optique de trois heures sous anesthésie, avant des séances de stimulation par ultrasons. 187 souris sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue par perfusion intracardiaque. Le porteur qualifie pourtant la neurostimulation ultrasonore d'"indolore et non invasive", cette description ne portant que sur l'émission des ultrasons et laissant de côté la chirurgie cérébrale préalable. Les animaux sont tués pour vérifier au microscope l'expression du gène injecté et la position des canules.

Objectifs

Ce projet porte sur la neurostimulation ultrasonore. Cette technique permet théoriquement d’activer des zones du cerveau à travers le crâne de manière indolore et non invasive, offrant donc un espoir pour de nouvelles thérapies pour certains troubles neuropsychiatriques sévères. L’objectif de ce projet sera de caractériser les paramètres physiques et expérimentaux permettant une neurostimulation fiable et optimale de plusieurs zones du cerveau qui sont connues pour jouer un rôle important dans ces troubles. Cette caractérisation sera réalisée chez la souris avec une méthode de photométrie par fibre. Celle-ci permet de visualiser l’activité neuronale par imagerie chez la souris, laquelle sera soumise à différents types d’émissions d’ondes ultrasonores. La mesure de l’activité des neurones sera permise par (1) l’expression d’un gène spécial (dont la protéine dégage de la fluorescence en fonction de l’activité des neurones) qui devra être injecté (= transfecté) dans la zone du cerveau que l’on souhaite stimuler et imager, et (2) par une canule optique implantée dans la zone cérébrale dont on veut suivre l’activité neuronale, laquelle pourra être reliée par fibre optique à l’appareil de photométrie lors des mesures et des stimulations ultrasonores transcrâniennes. Le projet comprendra 2 phases : (1) une phase de développement permettant de déterminer l’expression optimale du gène transfecté pour des zone du cerveau superficiel ou profond (40 souris maximum). (2) une phase de caractérisation des effets de neurostimulation par les ultrasons dans différentes zones cibles en fonction des différents paramètres physiques et expérimentaux suivants : fréquence (2 niveaux 0.5 et 1.5 MHz), pression acoustique (10 niveaux de 0 à 500 kPa), distance de la cible (3 niveaux : rayon de 0 – 0.5 – 1 cm), niveau d’anesthésie (3 niveaux de 0.5% – 1% – 1.5% d’isoflurane). La deuxième phase nécessitera 21 souris par zone sur les 7 zones cibles donc un total de 147 souris.

Bénéfices attendus

Ce projet pourra permettre de caractériser les paramètres optimaux de neurostimulation par ultrasons. Ceci est essentiel pour une meilleure évaluation des potentialités thérapeutiques de cette méthode pour de nombreux troubles neuropsychiatriques (comme l’autisme, la dépression et les troubles anxieux)

Procédures

Dans la procédure 1 : Chaque animal sera soumis à une injection intracérébrale sous anesthésie générale (1 seule fois, durée 2h), puis à une implantation intracérébrale de canule optique sous anesthésie générale (1 seule fois, durée 3h), et enfin à une perfusion intracardiaque terminale létale (20 minutes) initiée soit sous anesthésie générale sans réveil (kétamine/xylazine) soit après injection létale (pentobarbital/xylazine). Dans la procédure 2 : Chaque animal sera soumis à une injection intracérébrale sous anesthésie générale (1 seule fois, durée 2h), à une implantation intracérébrale de canule optique sous anesthésie générale (1 seule fois, durée 3h), à 6 séances de stimulations transcrâniennes ultrasonores (6 séances de 30 minutes) et enfin à une perfusion intracardiaque terminale létale (20 minutes) initiée soit sous anesthésie générale sans réveil (kétamine/xylazine) soit après injection létale (pentobarbital/xylazine).

Impact sur les animaux

La chirurgie permettant l’injection du vecteur viral puis l’implantation de la fibre optique pour la photométrie a un impact modéré et limité dans le temps (quelques heures ou jours) sur le bien-être animal, les animaux récupérant rapidement de ce type de chirurgie, et l’encombrement et le poids de l’implant (canule, et fibre pendant les enregistrements) étant très faibles (< 0,1 g) : de nombreux laboratoires ont déjà utilisé ce type d’approche sur l’animal mobile et éveillé sans impact majeur sur le bien-être. La stimulation ultrasonore transcrânienne est une approche non invasive et indolore. L’animal sera installé sur le dispositif (permettant de calculer des coordonnées stéréotaxiques) et testé lors de chaque session à la suite d’une anesthésie gazeuse, limitant ainsi tout stress de manipulation et associé à l’installation dans le dispositif.

Devenir

Procédure 1 : Tous les animaux sont euthanasiés à l’issue de cette procédure Procédure 2 : Tous les animaux sont euthanasiés à l’issue de cette procédure. Lors des 2 procédures, cette étape de mise à mort est nécessaire pour la caractérisation histologique de l’expression du transgène et du placement des canules optiques.

Remplacement

Aucune méthode alternative in vitro n’est disponible à ce jour pour répondre à la problématique posée. Le stress chez l’animal, comme modèle de pathologie psychiatrique humaine, repose sur l’observation du comportement de l’animal vivant. L’étude de la réponse cérébrale et comportementale à la stimulation ultrasonore transcrânienne nécessite l’utilisation d’animaux.

Réduction

Les effectifs ont été calculés afin de permettre une réduction des effectifs optimisée permettant de suivre les recommandations éthiques en maintenant une puissance statistique d’au moins 0.8 pour une taille d’effet f de Cohen égale à 0.25 à un seuil de significativité de 0.05.

Raffinement

Les conditions d’élevage des animaux seront optimales au regard des normes en vigueur avec enrichissement du milieu (cabanes plexiglass et cartons, tubes). Les animaux recevront un traitement analgésique (Buprecare, Metacam) avant, juste après et 24 à 48h suivant l’intervention, puis si nécessaire un traitement antibiotique. Chaque animal est placé sur un matelas chauffant pour éviter toute hypothermie. Les cornées sont protégées de la déshydratation. L’anesthésie gazeuse est ici privilégiée pour mieux contrôler la profondeur d’anesthésie et pour une meilleure récupération post-opératoire. Une surveillance post-opératoire d’une semaine est réalisée pour suivre chaque souris et intervenir si nécessaire.

Choix des espèces

Aucune méthode alternative in vitro n’est disponible à ce jour pour répondre à la problématique posée. Le stress chez l’animal, comme modèle de pathologie psychiatrique humaine, repose sur l’observation du comportement de l’animal vivant. L’étude de la réponse cérébrale et comportementale à la stimulation ultrasonore transcrânienne nécessite l’utilisation d’animaux. Les animaux seront adultes (âgés d’environ 8 semaines ou plus) au début de l’étude. Justification : il s’agit de comprendre ces phénomènes dans un cerveau adulte (8 semaines correspondant au début de l’âge adulte chez la souris.

Étude commandée par un "client" pour préparer un dossier réglementaire avant essais chez l'humain, elle utilise 46 souris rendues obèses par un régime gras, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Chaque animal reçoit vingt et une administrations par gavage, subit dix prélèvements sanguins et une prise de température rectale, et vit isolé jusqu'à trente-cinq jours alors que l'espèce est sociale. Le but est de mesurer comment deux candidats médicaments contre l'obésité circulent et s'éliminent dans l'organisme. Le porteur présente l'étude in vivo comme une "étape réglementaire incontournable" pour passer aux études cliniques.

Objectifs

L’obésité est une maladie fréquente qui représente un problème majeur de santé publique dans le monde. Malgré l’existence de traitements efficaces, certains peuvent entraîner des effets indésirables, comme une perte de masse musculaire, qui peut aggraver l’état de santé des personnes obèses. Ce projet de recherche vise à étudier deux nouvelles substances en cours de développement comme candidats médicaments contre l’obésité. L’objectif principal est de comprendre comment ces substances se comportent dans l’organisme après leur administration, notamment leur passage dans le sang et leur élimination. Ces informations sont nécessaires pour déterminer des doses et des modes d’administration adaptés avant de réaliser des études visant à évaluer leur efficacité. Les études seront réalisées chez des souris présentant une obésité induite par l’alimentation, placées dans des conditions environnementales proches de celles rencontrées chez l’Homme. Ce modèle est utilisé car il permet de reproduire de manière fiable certains mécanismes biologiques de l’obésité humaine. Les résultats de ce projet permettront de mieux orienter le développement de nouvelles approches thérapeutiques contre l’obésité, tout en limitant l’utilisation des animaux au strict nécessaire et en respectant les principes de bien-être animal.

Bénéfices attendus

L’obésité constitue aujourd’hui un enjeu majeur de santé publique, associé à une augmentation importante de la morbidité et de la mortalité, notamment en raison de complications métaboliques, cardiovasculaires et musculo squelettiques. Malgré la disponibilité de nouvelles thérapeutiques, les options actuelles présentent des limites, notamment des effets indésirables ou une perte de poids accompagnée d’une diminution de la masse musculaire, ce qui représente un risque supplémentaire chez les personnes obèses. Le présent projet vise à évaluer un nouveau composé anti-obésité en phase précoce de développement. Si l'issue du projet s'avère favorable, le développement dans lequel s'engage notre client pourrait aboutir à la mise sur le marché d'une nouvelle molécule anti-obésité.

Procédures

Les animaux seront soumis aux interventions suivantes: 1) Manipulations par les expérimentateurs pour des mesures de poids corporel (8 mesures au cours de l'étude; durée de la mesure : 1 minute); 2) Administration des traitements (21 administrations; durée de l'administration : 1 minute); 3) Analyse non invasive de composition corporelle (1 mesures; durée de la mesure: 2 minutes); 4) Prélèvements sanguins par souris (10 prélèvements; durée du prélèvement : 5 minutes); 7) Hébergement individuel (maximum 35 jours); 8) Prise de la température par sonde réctale (2 mesures; durée de la mesure: 1 minute).

Impact sur les animaux

Les mesures de poids corporel, de composition corporelle ainsi que le placement en boite de contention lors des prélèvements sanguins pourront être source de stress du fait d'une entrave aux mouvements de courte durée. Les administrations par gavage orale occasionneront également une douleur de faible intensité et de faible durée aux animaux. Les prélèvements sanguins seront source de douleurs légères. La prise de température par sonde rectale pourra provoquer un inconfort bref, limité dans le temps, sans effet durable attendu. De par leur caractère social, l'hébergement en cage individuelle constituera une nuisance d’isolement sur les animaux. Aucune nuisance n'est attendue pour les composés testés aux doses employées (démontré par études de toxicité préliminaires). Enfin, le caractère obèse des souris sera source d'inconfort en réduisant légèrement leur capacité de mouvement.

Devenir

L'ensemble des animaux seront mis à mort à l'issue de la procédure. En effet, un prélèvement d'un large volume de sang et de tissus doit être réalisé pour analyse ultérieures.

Remplacement

L’utilisation d’animaux à des fins scientifiques se justifie ici, car il n’existe aucune méthode de substitution n’utilisant pas l’animal de laboratoire et permettant l’étude de l’impact d’un composé sur le poids corporel, la composition corporelle, la prise alimentaire et les autres paramètres altérés dans le cadre des troubles métaboliques. Par ailleurs, bien que les composés testés aient fait l’objet de plusieurs études réalisées in vitro lors des premières phases de leur développement, l’étude in vivo reste une étape réglementaire incontournable pour la constitution d’un dossier de demande de premières études chez l’Homme (passage aux études cliniques).

Réduction

Le nombre d'animaux utilisés a été calculé et rationalisé à partir de l'expérience acquise par notre laboratoire sur l'analyse des paramètres d'intérêt. Ainsi, le nombre d'animaux par groupe a été adapté en fonction des paramètres d'intérêt de façon à être en mesure de mettre en évidence une différence statistiquement significative sur les paramètres étudiés. Les données seront analysées par à l'aide de tests statistiques appropriés. Les animaux seront randomisés pour l'attribution de leur groupe. Par ailleurs, compte tenu du fait que l’étude se positionne à un stade précoce du développement du candidat médicament, cette dernière sera limitée au mâle. La grande hétérogénéité du paramètre étudiés (notamment le poids corporel et la prise alimentaire ) entre mâle et femelle imposerait en effet de doubler les effectifs de chaque groupe pour étudier l’impact du composé sur les deux sexes. Dans la suite du développement du candidat médicament, et uniquement dans le cas où une efficacité aura été observée chez le mâle, une seconde étude sera menée chez la souris femelle afin de s'assurer de son efficacité sur les deux sexes.

Raffinement

Le protocole a été planifié de façon à limiter au maximum le stress et l’inconfort des animaux sans compromettre les objectifs de l’étude. Les animaux seront hébergés en cages individuelles pour les besoins de l’étude mais les animaux conserveront des contacts olfactifs et visuels. Un enrichissement des cages sera assuré par l'ajout d'igloos, de matériels de nidification et de briquettes en bois spécialement conçues pour le rongeur. L'administration des traitements sera réalisée par des expérimentateurs rodés à ce type de pratique. Par ailleurs, une phase d'habituation sera prévue afin de réduire le stress pouvant être généré par la procédure. Avant la mesure de la composition corporelle, les animaux seront habitués à être installés dans le tube de couleur rouge permettant de réduire le stress des animaux au cours de la mesure. Les animaux seront habitués par deux fois aux systèmes de contention pour les prélèvements sanguins avant de pratiquer ces procédures. Les prélèvements sanguins seront limités au volume minimum nécessaire aux dosages ultérieurs et une crème analgésiante sera appliquée sur la queue 30 minutes appliquée sur la queue 30 minutes avant les prélèvements sanguins. Enfin, un suivi journalier des animaux à l'aide d'une grille de score permettra une action rapide en cas d'atteinte des points limites établis. Ces actions incluent, entre autres, une surveillance renforcée et l'emploi d'analgésiques en cas de douleur avérée.

Choix des espèces

Le modèle de souris nourris avec une alimentation enrichie en graisses (avec 60% de l'apport calorique provenant des graisses) est un des modèles de souris les plus classiquement utilisés et les mieux documenté dans le cadre d'études précliniques menées dans le contexte des troubles métaboliques. Les animaux seront utilisés au stade adulte de 18 semaines. Le choix de ce stade de développement est guidé par la population humaine ciblée par les composés testés, à savoir une population adulte.