Rats

1 344 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal reçoit un cathéter dans la veine jugulaire par chirurgie sous anesthésie, puis s'auto-administre de l'héroïne pendant vingt jours en cage opérante, jusqu'à six heures par jour, pour identifier des facteurs de vulnérabilité à l'addiction et à la rechute. Les rats sont ensuite mis à mort pour prélever le sang et le cerveau. Le porteur affirme que les méthodes alternatives sont "impossibles" et présente le rat comme un "modèle de référence" dans le domaine des addictions.

Objectifs

Notre étude se focalise sur l'identification: 1) Des facteurs biologiques de vulnérabilité à développer une addiction à l’héroïne. Pour cela nous identifierons des marqueurs sanguins reflétant des modifications cérébrales, qui pourraient ultérieurement être utilisés comme outils de diagnostic et de pronostic dans les études cliniques; 2) Des facteurs de vulnérabilité à la rechute et des facteurs de variabilité à la réponse thérapeutique afin de pronostiquer l’efficacité des traitements de substitution aux opioïdes. Pour cela nous identifierons des marqueurs sanguins, reflétant des modifications cérébrales, qui pourront là aussi être utilisés comme outils de diagnostic et de pronostic dans les études cliniques. De plus, parallélement à l’identification de facteurs de variabilité et vulnérabilité, grâce à des études morphologiques et de transcriptomique sur les cerveaux des animaux, nous pourrons identifier de nouvelles voies de signalisation cellulaire jouant un rôle critique dans les différentes étapes du processus d’addiction (mise en place du comportement, et rechutes), offrant la possibilité de proposer de nouvelles cibles thérapeutiques. L’ensemble de projet permettra donc d’affiner la prise en charge des personnes dépendantes aux opioïdes, d’assurer un meilleur suivi en abordant la problématique des rechutes qui sont malheureusement très fréquentes en clinique humaine, et d’identifier de nouvelles stratégies thérapeutiques.

Bénéfices attendus

Ce projet de recherche fondamentale a plusieurs bénéfices attendus sur la base de nos objectifs qui sont : L’identification des facteurs biologiques de vulnérabilité à développer une addiction à l’héroïne; L’identification des facteurs de vulnérabilité à la rechute et des facteurs de variabilité à la réponse thérapeutique afin de pronostiquer l’efficacité des traitements de substitution aux opioïdes; l'identification de nouvelles cibles thérapeutiques. Ce rojet nous permettra, grâce à l’identification de marqueurs sanguins reflétant ce qui peut être observé au niveau central, d’affiner la prise en charge des personnes dépendantes aux opioïdes. Ce projet permettra également d’assurer un meilleur suivi de l’efficacité des traitements de substitution, en étudiant la problématique des rechutes, qui sont malheureusement très fréquentes en clinique humaine. Et enfin, l’ensemble des résultats qui seront obtenus au niveau central, permettra d’identifier de nouvelles stratégies thérapeutiques dans la prise en charge des patients dépendants aux opioïdes.

Procédures

Tous les animaux du protocole (N= 1344) seront soumis à une anesthésie générale, pour poser un cathéter dans la veine jugulaire. durant cette anesthésie, 0,6 ml de sang seront prélevés via le cathéter pour éviter la souffrance à l'animal. Cette chirurgie dure environ 45 min. Tous les animaux ayant reçu le cathéter (N=1344), seront soumis au protocole d'auto-administration d'héroïne pendant 20 jours. Pour cela, tous les jours, les animaux sont placés en cage opérante pendant 1heure pour la moitié des rats, ou pendant 6 heures, pour l'autre moitié. Le nombre d'injections d'héroïne, directement par le cathéter, est variable en fonction des animaux. En effet l'injection suit l'appui sur un levier qui est une action que le rat exerce librement dans la cage opérante. Immédiatement après les jours d'auto-administration, 1260 rats seront soumis à une nouvelle anesthésie générale pour la pose en sous-cutanée d’une pompe permettant la libération prolongée d’un traitement pharmacologique. Lors de cette nouvelle anesthésie générale, 0,6 ml de sang seront prélevés via le cathéter. Cette chirurgie dure entre 5 et 10 min.

Impact sur les animaux

Les procédures qui seront réalisées le sont déjà dans des projets antérieurs. La pose du cathéter endovasculaire et des pompes osmotiques sera réalisée sous anesthésie générale, avec prise en charge de la douleur pré-et post-opératoire. Le protocole d’auto-administration d’héroïne pendant 20 jours peut entrainer une prise de poids un peu moins forte des animaux au cours de l’expérience, mais avec des différences qui restent inférieures à 10% par rapport aux contrôles (sauf atteinte d’un point limite). Dès l’arrêt du protocole d’auto-administration, les animaux reprennent une courbe de prise de poids tout à fait identique à celle des rats contrôles. A la fin des 20 jours d’auto-administration, les animaux recevront une pompe osmotique, permettant le mise en place d’un traitement de substitution. Ce traitement permet d’éviter les symptômes de sevrage. Chez les animaux contrôles ces symptômes pourront être observés (mobilité réduite, diminution des toilettages, courbe de reprise de poids un peu plus lente que chez les rats sous substitution). Au bout de 48 - 72 heures ces symptômes disparaissent spontanément.

Devenir

Induction d'une anesthésie profonde, puis mise à mort, pour récupération d'échantillons sanguins et récupération des cerveaux post-mortem. Ces échantillons sont indispensables pour identifier des marqueurs sanguins de vulnérabilité et de variabilité comme décrit dans nos objectifs, et pour les études morphologiques et transcriptomiques des cerveaux qui seront réalisées à la suite.

Remplacement

Ce projet ayant pour but d’étudier des phénomènes psychiatriques associés à des modifications comportementales d’auto-administration de drogue, les méthodes alternatives actuelles (e.g., modélisation, études in vitro) sont impossibles. Ce projet a pour but d’étudier des modifications cérébrales complexes et des modifications comportementales qui s’inscrivent dans le cadre d’une étude intégrée. L'objectif est également de rechercher des biomarqueurs périphériques prédictifs de la réponse aux traitements de substitution, et d'identifier de nouvelles cibles thérapeutiques qui pourraient être pertinentes dans la prise en charge des patients dépendants aux opioïdes. Il doit donc être réalisé sur des animaux vivants.

Réduction

Pour réduire au miminum le nombre de rats utilisés, nous avons estimé la taille de échantillons permettant une analyse statistique efficace grâce aux données obtenues lors de projets précédents. Chaque groupe sera constitué de 14 animaux pour révéler des différences inter-individuelles comportementales.

Raffinement

L’hébergement s’effectuera dans un environnement enrichi (nids végétaux et un tunnel opaque où ils pourront s’isoler). Les rats seront également logés à deux par cage d’habitation permettant un enrichissement social tout en assurant un espace d’hébergement suffisant. Pour réduire au maximum l’angoisse des animaux ils seront habitués à l’expérimentateur par une manipulation quotidienne de 7 jours avant la chirurgie. La chirurgie endovasculaire et l’implantation des pompes osmotiques seront réalisées par une personne compétente ayant suivie la formation réglementaire de chirurgie. Pour éviter la souffrance, les actes chirurgicaux seront réalisés sous anesthésie générale Les études expériences comportementales commenceront après récupération totale des animaux, au moins 7 jours après la chirurgie endovasculaire.

Choix des espèces

L’investigation d’une pathologie telle que l’addiction nécessite d’étudier une espèce animale phylogénétiquement voisine de l’homme pour pouvoir reproduire la maladie. Le rat est un modèle de référence dans le domaine des addictions. Il possède une organisation anatomique et structurelle du cerveau comparable à celle de l’Homme. De plus, il est idéal pour les études comportementales. Le rat est capable d’apprendre des tâches complexes et peut réaliser des comportements élaborés. Enfin, le rat présente un certain nombre de similitudes de séquences génétiques et de régulations géniques avec l’Homme, ce qui en fait un modèle très intéressant lors de l’étude des régulateurs génétiques. Les animaux testés seront de jeunes adultes. Ils arriveront au laboratoire à l’âge de 7 semaines environ et ne sont pas testés avant leur 8ème semaine, ce qui correspond à une phase où ils sont sexuellement mâtures. Il est important que nous réalisions ces expériences chez l’animal adulte pour pouvoir éviter le facteur confondant de l’âge sur les facteurs comportementaux mesurées. En effet, l’âge peut influencer de manière significative l’état émotionnel et le comportement de l’animal, un animal vieux pourra ainsi présenter un déclin cognitif ou une diminution de l’exploration par exemple. De même un rat adolescent pourra présenter un comportement différent de l’adulte (exploration plus importante, une prise de risque et une recherche de la nouveauté plus importantes).

158 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal subit une chirurgie crânienne de quatre heures pour poser une prothèse, puis un isolement pouvant durer soixante jours et plusieurs séances d'imagerie sous anesthésie, pour mesurer le couplage neurovasculaire par TEP et ultrasons en neuropharmacologie. Le porteur indique que la fenêtre crânienne empêche de regrouper ou d'adopter les rats, qui sont donc euthanasiés dès la dernière acquisition. Il juge "indispensable" le recours à des animaux vivants, la modélisation et l'in vitro ne restituant pas ces interactions.

Objectifs

La tomographie par émission de positons (TEP) est une modalité d’imagerie qui permet d’étudier la fixation d’un médicament sur sa cible cérébrale. L’imagerie ultrasonore (US) permet quant à elle d’étudier les variations du débit sanguin cérébral qui sont la conséquence de l’effet des médicaments sur le cerveau (réponse hémodynamique). L’objectif de ce projet est d’associer ces deux modalités de neuro-imagerie innovantes de manière simultanée pour mieux comprendre l’effet des médicaments sur le cerveau. Le phénomène de pharmacorésistance ou la tolérance à certains médicaments pourrait s’expliquer par une réponse hémodynamique atténuée lors de l’interaction du médicament avec sa cible. Cela pourrait s’expliquer par un déficit des mécanismes de couplage entre les cibles neuronales et la réponse hémodynamique, c’est-à-dire le couplage neuro-vasculaire. On pense que la qualité du couplage neuro-vasculaire peut être appréciée in vivo en mesurant les paramètres TEP et US de manière simultanée. L’imagerie hybride TEP/US sera réalisée chez le rats témoins. Certains animaux recevront un médicament testé à dose unique et/ou après un traitement prolongé. L’os du crâne atténue les US. Une « fenêtre » chirurgicale devra donc être mise en place sur chaque animal. Cela consiste à ôter et remplacer une partie de l’os du crâne par une résine dans des conditions d’asepsie et sans générer de douleur. La chirurgie et l’imagerie seront réalisées sous anesthésie générale. Au total, 158 rats seront utilisés sur 5 ans. Cela permettra d’optimiser les conditions expérimentales et de suivre les effets de 4 protocoles de traitements médicamenteux différents. Compte tenu des contraintes techniques liées aux traitements et aux modalités d’imagerie, la taille des groupes a été fixée à 8 rats par groupe. Les traitements étudiés sont des médicaments parfaitement connus, déjà utilisés chez l’animal voire chez l’Homme: ils n’induisent pas de toxicité. Les animaux seront surveillés quotidiennement et pesés 3 fois par semaine. Ils feront aussi l’objet de mesures de comportement simples et peu génératrices de stress comme la mesure de l’activité locomotrice. Ce protocole ne peut pas être remplacé par des études de pharmacologie in vitro qui permettent seulement de mettre en évidence l’interaction d’une molécule isolée avec une cible ou un système biologique isolé. Seules les expériences in vivo récapitulent la complexité et l’ensemble des effets des médicaments sur le cerveau.

Bénéfices attendus

Actuellement, chacune de ces techniques est utilisée séparément en routine en recherche préclinique. Réalisées en même temps, elles permettront de diviser au moins par 2 le nombre d’animaux nécessaires par rapport à l’utilisation de l’imagerie TEP puis US isolées. Surtout l’approche simultanée TEP-US ne nécessite pas le sacrifice de l’animal, il sera donc possible de réaliser plusieurs sessions d’imagerie chez un même animal pour mesurer l’évolution de l’effet des médicaments au cours du temps. Cela permettra de diminuer encore plus le nombre d’animaux grâce à la puissance des tests statistiques appariés. A terme, ce protocole devrait permettre d’offrir une méthode d’imagerie optimisée pour mieux comprendre l’effet des médicaments sur le cerveau et de mettre en évidence des mécanismes de tolérance ou de résistance.

Procédures

1. Procédure chirurgicale sous anesthésie et analgésie. Temps=4h 2. Isolement à 1 animal par cage afin de préserver l’intégrité de la prothèse, pendant 60 jours maximum avant euthanasie (le temps de réaliser les traitements et les sessions d’imagerie, en prenant en compte un risque d’échec de radiosynthèse du traceur et la reprogrammation des examens). 3. Les animaux utilisés pour la mise au point de l’acquisition US pourront participer à 5 acquisitions US de 90 min maximum, sous anesthésie générale, espacées de 48h au minimum. 4. Maximum 2 acquisitions espacées de 7 jours au minimum en TEP-US sous anesthésie générale incluant injections i.v par cathéter caudal Temps 90 min 5. 1 traitement chronique, quelques minutes quotidiennement, sur animal vigile pendant 15 jours maximum 6. Etude du comportement pendant 15 min, au maximum 2 fois par jour pendant la durée du traitement (15 jours maximum).

Impact sur les animaux

La procédure chirurgicale est conduite sous anesthésie générale et des analgésiques sont également utilisés. La récupération post-opératoire inclut un traitement antalgique. Aucune douleur n’est attendue. Les injections nécessaires à l’enregistrement TEP-US se font également sous anesthésie générale à l’isoflurane. Pas de douleur attendue. Les animaux ne peuvent pas s’arracher la prothèse crânienne qui est parfaitement solidaire de l’os et qu’ils ne peuvent pas voir ou sentir. Cependant, afin de les protéger des conflits avec leurs congénères, les animaux opérés sont hébergés individuellement par cage, dans un environnement à température contrôlée, avec cycle diurne-nocturne de 12h. L’hébergement individuel en cage transparente et ouverte, à côté d’autres cage, permet ainsi un partage de l’odorat et du visuel avec les autres animaux présents dans le cages voisines afin de minimiser l’effet négatif sur le bien-être animal. De plus, un enrichissement supplémentaire tel qu’un deuxième matériel de nidification sera ajouté. Les médicaments testés auront vraisemblablement un effet sur le comportement (apathie, diminution ou augmentation de l’activité locomotrice) mais ne sont aucunement toxiques pour l’animal aux doses testées. Le stress induit par l’administration des médicaments sur animal non anesthésié est limité par une habituation à la manipulation préalable. Pour les injections répétées, les sites d’injection parentérale seront alternés afin de ne pas induite de lésion au point d’injection.

Devenir

La présence d’un volet chirurgical au niveau du crâne empêche le rassemblement avec d’autres rats et une adoption ultérieure : les animaux opérés seront donc euthanasiés dès que possible, soit immédiatement après la dernière acquisition TEP-US.

Remplacement

Ni la modélisation informatique ni l’expérimentation sur cellules in vitro ne permettent encore d’appréhender les processus complexes relevant de mécanismes impliquant des interactions entre neurones, cellules gliales et réseau vasculaire, dans un contexte de régulation circulatoire sanguine. Il est donc indispensable d’utiliser des animaux vivants capables d’exprimer les troubles neurologiques et de valider les biomarqueurs d’imagerie étudiés. Au maximum, toutes les adaptations possibles de l’imagerie US (sensibilité, résolution spatiale, résolution temporelle…) seront mises au point au préalable sur des objets en plastique remplis d’eau ou de gel qui miment les propriétés physiques de la tête et du cerveau. Néanmoins, 30 rats seront tout de même nécessaires pour finaliser la mise au point de cette nouvelle technique d’imagerie : les données collectées sur ces animaux serviront à l’élaboration d’un référentiel (animaux non traités), ce qui permettra au final de réduire le nombre de sujets nécessaires. La réalisation d’une imagerie US sur tout la profondeur du cerveau directement chez l’Homme n’est pas possible à ce jour du fait de l’épaisseur de la boite crânienne.

Réduction

L’utilisation conjointe des deux techniques (imagerie TEP et ultrasonore (US)) permet de diviser par deux le nombre d’animaux actuellement nécessaire à la collecte séparée de données TEP et US indépendamment l’une de l’autre. De plus, ces techniques d’imagerie permettent d’étudier plusieurs régions cérébrales en même temps, dans l’ensemble du cerveau. Pour la mise au point de la méthode : 30 rats serviront à l’apprentissage de la technique chirurgicale et à la mise au point des paramètres physiques de la méthode TEP-US. Ce nombre pourra être revu à la baisse si les objectifs sont atteints avec un nombre inférieur d’animaux. Pour l’étude de l’effet de 4 traitements dont la tolérance chez l’animal voire chez l’Homme est parfaitement connue, le nombre d’animaux nécessaires à cette étude a été calculé grâce à une planification précise afin d’en réduire au maximum le nombre. Il a été estimé à 128 pour les 5 ans à venir. Ce nombre est un minimum nécessaire et suffisant pour obtenir des résultats statistiquement significatifs.

Raffinement

Avant chirurgie : Les animaux seront acclimatés pendant les 5 jours suivant leur arrivée aux conditions de température et d’humidité de l’animalerie. Ils seront deux par cage (enrichie en tunnel de camouflage, bâtonnets de bois et papier Kraft). Il y aura une période d’habituation des animaux aux manipulations par les personnes intervenantes sur ce projet avant toute expérimentation. Après chirurgie : Les chirurgies se feront sous anesthésie générale et en étant vigilant sur les conditions d’asepsie. Une surveillance continue de l’état de l’animal aura lieu de l’induction de l’anesthésie au réveil de l’animal. Pendant toute la durée de l’expérimentation, les animaux seront observés individuellement tous les jours et pesés 3 fois par semaine. Le traitement sera administré en fonction du poids des animaux.

Choix des espèces

Nous utiliserons des rats adultes jeunes et matures sexuellement (180-250g au début de l’étude). Ils pourront être étudiés pendant un maximum de 3 mois après la réalisation de la chirurgie. Cet âge a été choisi car les animaux sont suffisamment matures dans leur développement mais leur taille reste compatible avec les outils d’acquisition qui sont réalisés dans un espace restreint.

500 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Un trou est foré dans le crâne de chaque animal sous anesthésie et une sonde y est scellée au ciment dentaire et à trois vis, avant des recueils de liquide céphalorachidien pouvant durer neuf heures, pour mesurer l'effet de molécules à tester sur les neurotransmetteurs. Le porteur signale des nuisances liées à l'opération et à l'hébergement individuel, et les rats sont ensuite tués au CO2 pour prélever le cerveau et vérifier la position de la sonde. Il justifie le recours au rat par la "nécessité" de tester les molécules sur un système nerveux "intègre".

Objectifs

La technique de microdialyse va permettre de vérifier l'activité sur différents systèmes neurochimiques centraux d'une molécule à tester. Ceci permettra de comprendre son mode d'action mais également de vérifier son innocuité, son absence d'effets indésirables sur certaines zones du cerveau. On pourra ainsi confirmer des effets comportementaux observés, cibler certaines pathologies ou alors s'assurer par exemple que les nouvelles molécules testées n'interagissent pas avec les circuits de la récompense et n'aient pas de propriétés addictives.

Bénéfices attendus

La mise en place de ce projet va permettre de comprendre les mécanismes fins d'action de nos nouvelles molécules au niveau synaptique, d'établir des corrélations avec des observations comportementales. Ce projet permettra de cibler certaines pathologies présentant des altérations neurochimiques bien déterminées (Alzheimer, Parkinson, schizophrénie...) ou alors s'assurer par exemple que les nouvelles molécules testées n'interagissent pas avec les circuits de la récompense et n'aient pas de propriétés addictives.

Procédures

La technique de microdialyse se décompose en 2 phases: - implantation d'un guide canule au niveau du cerveau : l'animal est anesthésié (kétamine/xylazine), un trou est foré au niveau du crâne et la sonde est positionnée et scellé avec du ciment dentaire et 3 vis. L'ensemble de la procédure dure maximum 45 minutes. - recueil des dialysats : l'animal est placé dans une enceinte, une sonde est insérée dans le guide canule et du liquide céphalo-rachidien artificiel mis à circuler à un débit déterminé (0.5 à 2 µl/min). Un échantillon de liquide céphalo-rachidien est collecté toutes les 20 à 30 minutes sur une durée de 9h maximum.

Impact sur les animaux

Les nuisances attendues sur les animaux peuvent avoir plusieurs origines : - nuisances liées aux suites de l'opération d'implantation (mauvaise récupération post anesthésie, plaie sur le crâne mal cicatrisée) - Hébergement individualisé - Lors du recueil, problème de tolérance au nouveau produit à tester.

Devenir

Les animaux issus des sessions de recueils sont sacrifiés à l'aide d'une concentration croissante de CO2, les cerveaux sont prélevés afin de vérifier la bonne implantation des sondes.

Remplacement

L’utilisation de rats en microdialyse est justifiée par la nécessité de pouvoir tester sur un système nerveux intègre l'effet de nouvelles molécules. En effet, l'objectif de la microdialyse est de mesurer l'évolution au cours du temps de la quantité de différents neurotransmetteurs au niveau de la fente synaptique. Cette libération de neurotransmetteurs peut être influencée par les nombreuses interactions des systèmes neurochimiques situés dans d'autres structures que celle recevant la sonde de microdialyse.

Réduction

L'intérêt de la microdialyse est qu'elle permet notamment d'observer les effets d'un traitement sur un animal vigile avec plusieurs observations au cours du temps, cet animal étant son propre témoin. Cette technique permet ainsi de limiter le nombre d'animaux utilisés.

Raffinement

Un effort important a été réalisé afin d'optimiser l'anesthésie des animaux au moment de l'implantation du guide canule. L'association kétamine / xylazine permet une sédation et une analgésie correcte et couvrant largement le temps de l'opération. Jusqu’à 3 jours après l’implantation, si l’animal présente des signes de mal être (poils hérissé, yeux mi-clos, prostration) alors il reçoit une administration de carprofène (une administration s.c. par jour maximum, 5 mg/kg, 1ml/kg, Carprofelican, Dechra, 50 mg/mL, dilué 10 fois). Si après 3 jours, nous ne constatons pas d’évolution de l’état du rat alors il est euthanasié. Si nous constatons dans les 3 jours que la plaie ne cicatrise pas (présence de saignements / croutes, boursouflures) l’animal peut être à nouveau réanesthésié (isoflurane) afin de refaire des points de sutures. Si 5 jours après le réveil de l’anesthésie, un animal n’a pas repris de poids, alors il est euthanasié. Pour compenser l'hébergement individualisé des animaux, un enrichissement du milieu (balles, blocs de bois, lambeaux de papier) est ajouté dans la cage. Les cages d'hébergement en polycarbonate transparent sont placées côte à côte afin de favoriser le contact visuel entre animaux.

Choix des espèces

- La taille adéquat de l’animal : ni trop petit pour des microdissections de structures déterminées du cerveau, ni trop gros pour des problèmes de gestion et d’organisation d’un laboratoire. - Le rat est déjà largement caractérisés d’un point de vue comportemental et neurochimique et il a un système nerveux suffisamment évolué pour extrapoler à l’homme certains résultats. De plus, la neuroanatomie est particulièrement bien détaillée chez le rat et il existe de très bons atlas stéréotaxiques permettant des implantations précises (par ex : Paxinos et Watson, 1996). Les animaux sont utilisés à l'âge adulte. En effet, les coordonnées stéréotaxiques des structures d'intérêt sont obtenues à partir d'atlas stéréotaxiques déterminés pour des animaux adultes.

96 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils subissent une chirurgie réduisant leur fonction rénale à 30 % pour reproduire une insuffisance rénale chronique, puis reçoivent deux composés dans leur nourriture cinq jours sur sept pendant six semaines, avant une mesure de pression artérielle sous anesthésie terminale et le prélèvement de nombreux organes. Le porteur affirme que le modèle animal est "indispensable" et que le remodelage des tissus ne peut être évalué que sur un animal entier, tout en menant en parallèle des tests sur cellules rénales. Les bénéfices annoncés, de nouveaux traitements, sont renvoyés au moyen terme et au conditionnel.

Objectifs

La mortalité due à l'insuffisance rénale chronique (IRC) et l'insuffisance rénale terminale devrait devenir la 5ème cause mondiale de décès d'ici 2040. L'IRC altère significativement la qualité de vie et la sociabilisation des patients et représente une charge économique importante puisque la thérapie de remplacement rénal (dialyse) coute environ 38 000 €/patient/an. Ainsi, pour des raisons médicales, sociales et économiques, les efforts visant à réduire le nombre de patients atteints d'IRC présentent un intérêt majeur. Le rat va être utilisé comme modèle d’IRC induite par réduction chirurgicale de la masse rénale car il récapitule fidèlement la maladie humaine avec une atteinte des différentes structures du rein. L'objectif principal du projet est de contribuer au futur traitement de l'IRC en validant l'efficacité de deux composés innovants.. Les deux composés, administrés dans un cadre préventif précoce, ont montré des effets très prometteurs chez l'animal. Le projet a pour but : 1) la validation des 2 composés dans ce modèle de rat avec une focalisation sur la fibrose rénale et la synergie avec les traitements existants dans un cadre curatif ; 2) fournir une vue détaillée des mécanismes d'action des composés ; 3) évaluer la valeur translationnelle des composés, c’est-à-dire les possibilités de transposition des résultats chez l'homme et application en clinique.

Bénéfices attendus

Le principal bénéfice attendu du projet est le développement à moyen terme de nouveaux traitements afin de lutter contre la progression de l'insuffisance rénale chronique. De nombreux médicaments initialement prometteurs dirigés contre la progression de l'IRC ont échoué en clinique. Nous visons à valider l'efficacité de 2 composés dans le traitement de l'IRC en nous focalisant sur leurs possibilités de transposition en santé humaine. Ainsi, les deux composés seront testés chez le rat en parallèle avec les traitements déjà utilisés chez l'homme. L'étude des protéines modifiées dans le rein, combinée à une analyse bio-informatique poussée et à une validation in vitro sur des cellules rénales, nous permettront d’étudier les processus affectés par les composés pour : 1) valider que les mécanismes anticipés sont bien ciblés; 2) prédire les effets secondaires/hors cibles et ; 3) proposer de nouveaux composés qui pourraient être utiles dans le traitement de l’IRC.

Procédures

Les animaux seront soumis à une chirurgie sous anesthésie gazeuse pour ne laisser que 30% de la fonction rénale pour mimer l'insuffisance rénale chronique humaine. Des injections sous cutanée deBuprenorphine sont effectuées pour prévenir la douleur lors de la chirurgie et pendant la période post-opératoire (pendant 24h à 48h). Un groupe contrôle suivra une chirurgie « simulée » (incision de l’abdomen et manipulation des reins sans ligature ni excision) . La durée de la chirurgie est de 35 minutes. Deux prélèvements d'urine auront lieu au cours du projet: 1 mL environ sera prélevé par massage abdominal au niveau de la vessie en moins de 2 minutes. La fonction rénale des animaux sera évaluée deux fois au cours du projet à l’aide d’un dispositif miniature placé en 10 minutes maximum. Ce dernier permet de mesurer à travers la peau l’élimination par le rein d’une substance fluorescente injectée en intraveineux sous anesthésie. Les dispositifs miniatures sont maintenus sur la peau des rats à l’aide d’un adhésif et d’une gaze et les mesures sont ensuite effectuées pendant 2h sur les rats vigiles, libres de leur mouvement (pas de douleur et peu de stress). Cette technique évite la réalisation d’un prélèvement sanguin. Les traitements seront administrés 5 jours sur 7 pendant 6 semaines dans la nourriture des animaux (boulettes contenant les produits à tester). Les rats sont isolés en présence de la boulette de nourriture et remis dans leur cage une fois qu’ils l’ont mangée (évite les gavages). A la fin du protocole, la pression artérielle des rats sera mesurée sous anesthésie générale gazeuse, cette partie de la procédure étant sans réveil. Un cathéter est implanté dans la carotide droite et relié à un capteur de pression. Après 5 à 10 minutes d’enregistrement, un prélèvement sanguin sera effectué, puis les rats anesthésiés seront euthanasiés.

Impact sur les animaux

Plusieurs étapes du projet sont susceptibles d’induire des nuisances pour les animaux : la chirurgie sous anesthésie gazeuse et la réduction de la fonction rénale. L’utilisation d’analgésiques lors de l'opération et pendant 48h post-opératoire permet de limiter la douleur. L'analgésie post-opératoire sera évaluée avec une grille de score. Trois à 5 jours après l’opération, une perte de poids de maximum 10 % peut être observée. Le poids doit revenir à la normale au bout d'une semaine post chirurgie. La perte de poids est due en partie à la laparotomie (incision des muscles abdominaux) qui peut causer une gêne pour l’alimentation, la nourriture étant sur le couvercle des cages. Afin de favoriser l’alimentation des rats, de la nourriture hydratée sera placée dans le fond des cages. Les rats sont isolés pendant 24h (jusqu'à 48h) suite à la chirurgie, ce temps leur permet de retrouver une activité normale (exploration, mobilité) et permet de vérifier la bonne cicatrisation de leur plaie. L’isolement des animaux pouvant être une source de stress, ils seront ensuite hébergés en cages de 3 à 4 le plus tôt possible. Les prélèvements d’urines sont faits par massage abdominal au niveau de la vessie des animaux. Ce mode de prélèvement permet d’éviter d’isoler les rats dans des cages métaboliques pendant plusieurs jours (source de stress). Les nuisances induites se limitent alors à une contention de quelques secondes. Lors de l’étude de la fonction rénale, les rats sont anesthésiés avant d’être rasés et un dispositif miniature est fixé sur le dos, puis l’injection intraveineuse du traceur fluorescent est réalisée sous anesthésie également. La mesure se déroule pendant 2 h sur les rats vigiles, libres de leur mouvement. Ainsi, ce protocole ne provoque pas de douleur et peu de stress. Les traitements seront administrés dans la nourriture ce qui permet d’éviter le stress et les possibles lésions de la trachée induites par la réalisation quotidienne de gavages. Les traitements ont déjà été administrés chez le rongeur et n’ont pas entrainé d’effet indésirable.

Devenir

A l’issue de la procédure, la pression artérielle des rats sera mesurée sous anesthésie gazeuse (isoflurane 2%), cette partie de la procédure étant sans réveil. Après 5 à 10 minutes d’enregistrement de la pression artérielle, un prélèvement sanguin sera effectué, puis les rats anesthésiés seront euthanasiés par injection intraveineuse d’une dose létale de pentobarbital (Exagon ou Euthasol, 400 mg/kg, I.V.). L’euthanasie des animaux est nécessaire afin de permettre le prélèvement de leurs organes en vue de nombreuses analyses biochimiques, histologiques, génétiques et protéomiques, entre autres. De nombreux tissus seront prélevés chez les animaux et utilisés dans le cadre de différents projets dans notre équipe et avec des équipes partenaires. Seront notamment prélevés et étudiés : rein, cœur, plasma, artères (aorte thoracique, abdominale, …), intestins, urine et fèces, muscles (soléaire, gastrocnémien), tibias, cerveau, foie et tissus adipeux (épididymal, péri-aortique, sous-cutané).

Remplacement

Le modèle animal est indispensable à cette étude pour induire une insuffisance rénale chronique et une fibrose des reins, permettant ainsi l’évaluation du potentiel thérapeutique des molécules d’intérêt. Le remodelage de la structure des tissus (rénal notamment) est un processus complexe qui ne peut être évalué que sur l’animal. Ses déterminants ne peuvent pas être fidèlement reproduits par des méthodes alternatives. L'interaction entre différents organes (rein, cœur, vaisseaux sanguins, muscles, cerveau …) est nécessaire afin de représenter la pathologie humaine affectant divers organes cibles à divers stades de l’insuffisance rénale chronique. Le projet prévoit par ailleurs des tests in vitro sur différents types de cellules rénales. Ces tests permettront d’évaluer les mécanismes d’action des composés testés. Les résultats obtenus dans le modèle animal seront ainsi approfondis et complétés. L’étude sur cellule ne permet cependant pas de reproduire et d’appréhender le processus complexe de fibrose des reins.

Réduction

Le nombre d’animaux à inclure dans chaque groupe expérimental a été déterminé en teant compte de la diminution de la fibrose rénale (-35%) à atteindre, de la variabilité attendue des observations et des tests statistiques pour étudier l’efficacité des composés. Des animaux mâles et femelles seront inclus dans l’étude afin que nos résultats soient plus représentatifs. Ainsi, 12 animaux (6 femelles et 6 mâles) seront inclus dans les différents groupes et au total : 8 x 12 = 96 animaux seront nécessaires à la réalisation de l’étude. L’inclusion de groupes traités avec les thérapies existantes, les analyses approfondies de l'expression des protéines et les résultats très prometteurs dans d’autres modèles doivent permettre l’obtention de résultats positifs et transposables en clinique. L'étude des protéines apportera aussi une meilleure compréhension du modèle et des thérapies actuelles. Le test de 8 groupes en parallèle permet d’éviter de devoir répéter les groupes « contrôles » (animal sain et animal avec IRC non traitée) plusieurs fois. De nombreux tissus seront prélevés chez les animaux et utilisés dans le cadre de différents projets dans notre équipe et avec des équipes partenaires afin d’obtenir un maximum de résultats à partir d’un animal. Seront prélevés et étudiés : rein, cœur, plasma, artères (aorte thoracique, abdominale, …), intestins, urine et fèces, muscles (mollet), tibias, cerveau, foie et tissus adipeux (gras). Les analyses statistiques seront effectuées en utilisant les logiciels GraphPad Prism v5.0 et SAS v9.4.

Raffinement

L’opération chirurgicale deréduction de la masse rénale est réalisée sous anesthésie gazeuse et en une seule étape, ce qui évite d’avoir à opérer 2 fois les animaux. Des injections d’analgésique sont effectuées afin de prévenir la douleur lors et la chirurgie et pendant la période post-opératoire ( évaluation de la douleur avec une grille de score). La plaie sera désinfectée et une pellicule d’Ercefilm y sera déposée (pansement pelliculaire transparent qui protège les plaies des contaminations et permet le contrôle visuel de la cicatrisation). Un protecteur oculaire (« Ocry-gel ») sera utilisé pour prévenir la sécheresse oculaire pendant la chirurgie. Les animaux seront surveillés quotidiennement (activité, cicatrisation) pendant la semaine post-opération et de la nourriture hydratée sera placée dans le fond des cages afin de favoriser leur prise alimentaire. Les rats sont isolés pendant 24h (à 48h) suite à la chirurgie, jusqu’à retrouver une activité normale (exploration, mobilité et cicatrisation). Ils seront ensuite hébergés en cages de 3 à 4 le plus tôt possible. Les prélèvements d’urine sont faits par massage abdominal au niveau de la vessie des animaux (pas d’isolement stressant pour les rats). La mesure de la fonction rénale se déroule pendant 2 h sur les rats vigiles, libres de leur mouvement. Le protocole ne provoque pas de douleur et peu de stress. Cette technique de mesure récente permet d’avoir accès à une mesure très précise de la fonction rénale et évite un prélèvement sanguin. Avant les traitements, la mesure permettra de vérifier que les fonctions rénales des rats dans les différents groupes sont homogènes et qu’il n’y a pas de biais d’un groupe à l’autre. Les traitements seront administrés dans la nourriture (après entrainement d’une semaine) pour éviter le stress et les possibles lésions de la trachée occasionnées lors de gavages quotidiens. Cela limite aussi l’utilisation de solvants (type éthanol) nécessaires à la dissolution de certains composés testés, pouvant présenter une toxicité et confondre les résultats. Les traitements ont déjà été administrés chez le rongeur sans entrainer d’effet indésirable.

Choix des espèces

Le rat est un animal dont la fonction rénale et les pathologies associées sont très proches de celles de l’homme. Les genèse de l’IRC humaine est mieux reproduite chez le rat que chez la souris et seul des modèles complexes à utiliser (techniquement et éthiquement) tel que le chien ou le porc présentent une IRC plus proche de celle de l’homme. Le modèle de réduction de la masse rénale chez le rat est bien caractérisé et les outils immunologiques, biochimiques et moléculaires sont largement disponibles pour cette espèce, permettant une bonne exploitation des échantillons. Les rats sont réceptionnés à l'âge de 7 semaines (150-175g pour les femelles et 200-225g pour les mâles). La chirurgie sera effectuée après 1 semaine d'habituation aux conditions d'hébergement soit à l’âge de 8 semaines. A cet âge les animaux ont récemment atteint leur maturité sexuelle (stade jeune adulte). La réduction de masse rénale à ce stade « jeune » permet d’obtenir une insuffisance rénale mimant bien la pathologie humaine. Les rats suivront ensuite des traitements entre leur 14ème et 20ème semaine de vie (stade adulte). Agés de 14 semaines après avoir suivi la chirurgie de réduction de masse rénale à 8 semaines, les rats présentent une pathologie bien installée tout en ayant encore une fonction rénale résiduelle assez importante (pathologie pas trop sévère permettant aux potentiels traitements d'agir).

800 souris et 1 520 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Des microhémorragies cérébrales leur sont provoquées par injection intracarotidienne de cyclodextrines ou par injection intracérébrale stéréotaxique de collagénase, suivies de tests comportementaux et d'imagerie IRM et TEP répartis sur douze mois. Le porteur indique des gênes possibles comme une perte d'appétit, une baisse de motivation ou une anxiété, et une mise à mort échelonnée pour examen du cerveau. Il affirme qu'un projet de neurosciences intégratives ne peut être mené avec des méthodes in vitro et nécessite un modèle animal.

Objectifs

Notre projet repose sur l'utilisation de 2 modèles pré-cliniques de microhémorragies cérébrales (MHC), chacun ayant leur intérêt et leur spécificité. En effet, le 1er modèle permet de développer des MHC disséminées dans tout le cerveau du rongeur, modèle se raprochant ainsi des cas cliniques retrouvées dans certaines maladies neurodégénératives telles que l'angiopathie amyloide cérébrale. Ce modèle innovant repose sur l’utilisation de cyclodextrines (CD) qui, à forte dose, deviennent toxiques pour les barrières biologiques comme la barrière hématoencéphalique (BHE), et ainsi « érodent » les membranes cellulaires endothéliales et permettent ainsi d’obtenir des MHC disséminées. Ce modèle a été validé chez la souris, mais, afin d’optimiser la résolution de nos analyses, nous souhaitons transposer ce modèle chez le rat. Nous pourrons ainsi améliorer la détection et l’évaluation des mécanismes impliqués dans la survenue de MHC. Le 2ème modèle a but pour d'induire une MHC unique au niveau cortical. Ce modèle a l'avantage de connaitre précisément la localisation de la microlésion et ainsi d'en étudier son impact direct sur le tissu environnant et son impact fonctionnel (cognitif et métabolique) de façon reproductible. Ce modèle repose sur l'injection stéréotaxique de collagénase et a été validé chez la souris. Ainsi, notre projet repose sur 3 axes essentiels: (i) Etudier la modulation des régulateurs hémostatiques dans le parenchyme de cerveaux de rats soumis à des microhémorragies disséminées. Les régulateurs de la coagulation et de la fibrinolyse seront examinés au niveau des microvaisseaux cérébraux pour évaluer l’altération de l’hémostase locale. De même, afin d’être au plus proche de la réalité clinique, nous souhaitons travailler sur des animaux des 2 sexes et plus âgés. (ii) Moduler pharmacologiquement les mécanismes impliqués lors de la survenue de MHC, notamment au niveau des régulateurs hémostatiques et de la neuroinflammation. (iii) Etudier les mécanismes physiopathologiques impliqués suite à l'induction d'une MHC unique et leur modulation pharmacologique dans une lignée de souris sauvages et dans une lignée transgénique portant un gène APP humain muté (souris APPJ20) et les corréler à l'évolution du déclin cognitif.

Bénéfices attendus

Ce projet a l'avantage de proposer 2 modèles différtents de MHC (unique et disséminées), ce qui permet d'étudier les différents aspects de ces micolésions. En effet, les conséquences cognitives et tissulaires à plus ou moins long terme ne sont pas les mêmes. De même, ces 2 profils sont retrouvés en clinique humaine et les médecins sont souvent impuissants quant à la prise en charge de ces microlésions. Grâce à ces 2 approches, nous pourrons mieux comprendre les mécanismes d’action et les conséquences des microhémorragies cérébrales, à court terme et à long terme et envisager, des projets de recherche translationnels avec la clinique.

Procédures

L'ensemble des animaux de ce projet va subir une chirurgie qui sera différente en fonction du modèle de MHC utilisé (injection de CD en intracarotidien pour le modèle MHC disséminées, injection en intracérébral par stéréotaxie pour le modèle MHC unique). Ces chrirugies se feront sous anesthésie générale à l'isoflurane qui durera entre 10 et 30 minutes en fonction du modèle. Tous les animaux du modèle de MHC unique seront soumis à une IRM de controle à 24h. Puis, l'ensemble des animaux réalisera des tests comportementaux à différents temps post-induction afin d'évaluer l'impact de la survenue des MHC au niveau moteur et cognitif. Ces évaluations sont généralement étalées sur plusieurs semaines (2 à 8 semaines selon le test utilisé). Par la suite, pour chaque temps d'intérêt, certains animaux (5 par groupe et par temps) seront soumis à une IRM afin d'évaluer la charge microhémorragique cérébrale et/ou à une TEP FDG afin d'évaluer le métabolisme cérébral in vivo. En fonction de la séquence utilisée en IRM, la procédure peut durer entre 15 et 30 minutes et 30 minutes d'acquisition pour la TEP FDG.

Impact sur les animaux

L'induction des MHC chez les animaux se fait par une chirurgie réalisée sous anesthésie. Malgré nos précautions, il se peut que que cela entraine une gêne chez l'animal à plus ou moins long terme (perte d'appétit, de motivation, augmentation de l'anxiété). De même, les animaux subiront au maximum 5 acquisitions réparties sur 12 mois (IRM et TEP-FDG) nécessitant une anesthésie non invasive sous isoflurane pouvant entrainer un stress et un mal-être chez l'animal mais qui reste proche de l'induction et dont les effets sont minimes et à court terme. Enfin, il se peut que l'animal subisse une douleur trainsitoire lors de l'injection intrapéritonéale de produit radioactif lors de la procédure d'évaluation du métabolisme cérébral (TEP-FDG). Cette douleur sera temporaire et sans conséquence car le volume et la quantité de rayonnement injectés restent faibles (équivalent à une radiographie classique). La mise en place d'une surveillance rapprochée et de points limites permettra de limiter au maximum ces gènes potentielles.

Devenir

L'esemble des animaux seront gardés en vie à l'issu des procédures d'induction de MHC unique ou disséminées (procédures modérées, 800 souris et 1520 rats). Ils seront également gardés en vie après la procédure IRM ou d'évaluations comportementales (procédures légères). Ils seront mis à mort à plusieurs temps post-induction (1,5-3-6-9 et 12 mois) pour examen histologique et immunohistochimique de leur cerveau (injection létale de pentobarbital (doléthal®, 182.2mg/kg) en IP, procédure sans réveil).

Remplacement

Il s'agit d'un projet portant sur l'impact des MHC avec des approches neuronales, vasculaires et comportementales . Un tel projet de neurosciences intégratives ne peut être mené avec des méthodes alternatives in vitro et nécessite l'utilisation d'un modèle animal.

Réduction

L’ensemble des procédures expérimentales nécessaires à l’accomplissement de ces études requiert un nombre total de 2320 animaux (1520 rats et 800 souris). Le nombre minimal nécessaire d'animaux a été défini pour assurer la validité scientifique et statistique des résultats (différences statistiquement observables entre les animaux traités et les animaux contrôles). Les études comportementales et la réponse aux traitements présentent une certaine hétérogénéité qui nécessite d'avoir un nombre d'animaux suffisant par lot ainsi que plusieurs lots pour valider les résultats. Les données et les analyses statistiques sont conformes aux recommandations sur la conception expérimentale et l'analyse en pharmacologie. Ainsi, des études statistiques seront réalisées à l'aide de tests paramétriques (Test t de Student) ou non paramétriques (Test de Mann-Whitney) selon la normalité de la distribution (déterminée via le test de Shapiro-wilk). Pour les évaluations longitudinales, nous utiliserons une ANOVA à deux facteurs (analyse des variances de façon bidirectionnelle). Pour l'ensemble de ces analyses, les différences seront significatives lorsque p≤0,05.

Raffinement

Dans tous les cas, l'ensemble des procédures expérimentales sera réalisé en limitant au maximum (durée et intensité) toute douleur et/ou stress pour les animaux, et en étant particulièrement vigilant sur les points limites afin de respecter au mieux le bien-être animal. Les conditions d'hébergement sont optimisées avec un environnement contrôlé (température, pression , humidité de l'air), avec enrichissement.

Choix des espèces

Le retentissement des conséquences neurologiques induites par cette ces procédures varie en fonction des espèces choisies. En accord avec ces données de la littérature et surtout afin de stabiliser la reproductibilité des lésions cérébrales contribuant à terme à réduire le nombre d’animaux opérés, nous avons choisi des rats Wistar sur fond génétique stable et/ou des souris C57bl6 homozygotes stables. Pour étudier l’impact des MHC dans un contexte neurodégénératif, nous avons aussi fait le choix de souris génétiquement modifiées (APPJ20) développant des lésions caractéristiques de la maladie d'Alzheimer. Le choix de 2 espèces de rongeurs repose sur les recommandations STAIR et est adapté à l’évaluation expérimentale. Pour l’évaluation d’agents pharmacologiques, nous utiliserons des rats et des souris âgés de 10 semaines, âge où les souris ont acquis une maturité cérébrale et dont nous avons déjà une expertise dans notre modèle. Pour les études autour des régulateurs hémostatiques chez le rat, nous utiliserons également des animaux plus âgés (autour de 12 mois de vie) où les mécanismes délétères liés à l’âge se mettent en place.