Rats
Évaluation de nouvelles thérapies dans le domaine des maladies inflammatoires de l’intestin induit par l’indométacine
- Recherche appliquée
- Troubles gastrointestinaux
Rats : 2880
5 760 rongeurs, 2 880 souris et 2 880 rats, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dont 1 920 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Une colite leur est provoquée par administration répétée d'indométacine, jusqu'à sept fois, par la bouche, sous la peau ou dans le ventre, puis ils reçoivent les composés à tester jusqu'à trois fois par jour pendant quinze jours par sonde gastrique, avec des prélèvements de sang dans l'orbite de l'œil et une ponction cardiaque terminale. Le porteur décrit des diarrhées, du sang dans les fèces et au rectum, et une mise à mort immédiate au-delà de 20 % de perte de poids en vingt-quatre heures. Les données serviront à fixer les doses des études toxicologiques puis des essais chez le volontaire sain, l'effectif de 5 760 animaux étant renvoyé à des "données de la littérature" et à des analyses de puissance.
Objectifs
L’objectif de ce projet est d’évaluer l’efficacité thérapeutique de nouveaux traitements sur un modèle de colite chez le rongeur induit par un anti-inflammatoire non stéroïdien utilisé pour soulager les douleur et l’inflammation dans l’arthrose, l’arthrite rhumatoïde, la goute et les tendinites mais conduit souvent à des effets secondaires indésirables gastro-intestinaux. En inhibant la production de prostaglandines, cet anti-inflammatoire réduit l’inflammation et la douleur, mais cette inhibition entraîne une altération de la barrière intestinale et une augmentation de la perméabilité, favorisant des lésions et une inflammation locale pouvant conduire à des complications : ulcères, perforations et saignements entrainant une urgence chirurgicale. Ainsi par ces observations, cet anti-inflammatoire est utilisée pour induire une colite expérimentale chez les rongeurs qui mime par certaines aspects les maladies chroniques inflammatoires de l’intestin comme la maladie de Crohn. Les informations qui seront générées par le biais de ces études seront utilisées pour préparer les phases précliniques et cliniques du développement pharmaceutique de ces nouveaux traitements. Ces informations comprennent entre autres : • Dose minimale produisant un effet thérapeutique • Dose minimale pour lequel l’effet thérapeutique est le plus élevé. • Déterminant pharmacocinétique qui conduit à l’efficacité thérapeutique. • Régime de doses pour les études toxicologiques exploratoires et règlementaires. • Régime de doses pour les essais cliniques chez le volontaire sain, puis chez le patient.
Bénéfices attendus
L’utilisation d’un modèle de colite chimiquement induite chez la souris présente un intérêt majeur en recherche préclinique. Ce modèle reproduit des lésions intestinales et une inflammation similaires à celles observées dans les maladies inflammatoires chroniques de l’intestin, comme la maladie de Crohn. La maladie de Crohn est une pathologie chronique incurable qui entraîne des lésions intestinales évoluant par poussées et rémissions, avec un fort impact sur la qualité de vie. Les traitements actuels, tels que les corticoïdes, immunosuppresseurs et biothérapies, présentent des limites importantes : échecs thérapeutiques fréquents, perte de réponse au fil du temps et effets secondaires sévères. De plus, la maladie s’accompagne souvent de complications psychologiques comme la dépression et l’anxiété, liées à la douleur, la fatigue et la stigmatisation sociale. Ce projet permettra d’évaluer l’efficacité de nouvelles approches thérapeutiques (anti-inflammatoires, immunomodulateurs, antioxydants, probiotiques) et d’étudier les mécanismes physiopathologiques impliqués, tels que l’altération de la barrière intestinale, le rôle des prostaglandines et l’impact du microbiote. Enfin, il contribue au développement de biomarqueurs pour le suivi de l’inflammation et de la réponse aux traitements, offrant ainsi une plateforme essentielle pour la découverte de stratégies innovantes contre les Maladies Inflammatoires Chroniques de l'Intestin.
Procédures
Les gestes techniques concernent tous les animaux. • Pesées : Durée 30 secondes, sur animal vigile, jusqu’à une fois par jour sur la durée des études soit jusqu’à 15 fois par animal . • Administration d’indométacine, 3 possibilités : o par voie orale : Durée 10 secondes, une à 7 fois sur animal vigile o par voie sous-cutanée : Durée 10 secondes, une à 7 fois sur animal vigile o par voie intrapéritonéale : Durée 10 secondes, une à 7 fois sur animal vigile • Prélèvement de sang par voie retro-orbitale au cours des procédures : Durée 30 secondes, sous anesthésie générale par injection ou gazeuse, 1 fois par œil et par animal. Le prélèvement retro-orbital sera utilisé en dernier recours, seulement dans le cas où un volume plus large et un prélèvement rapide est nécessaire pour garantir l’intégrité des analytes. • Prélèvements de sang via la veine caudale : Durée 30 secondes, 3 fois par animal, sur animal vigile ou sous anesthésie générale par injection ou gazeuse. • Prélèvements de sang terminaux par ponction cardiaque ou veine abdominale : Durée 30 secondes, sous anesthésie générale profonde par injection ou gazeuse. • Administrations des composés à potentiel thérapeutiques (plusieurs choix possibles): o Par voir orale à l’aide d’une sonde gastrique : Durée 10 secondes sur animal vigile, jusqu’à 3 fois par jour, pendant 15 jours. o Par voie intrapéritonéale : Durée 10 secondes sur animal vigile, une fois par jour, jusqu’à 15 jours. o Sous-cutanée : Durée 10 secondes sur animal vigile, une fois par jour, pendant 15 jours. o Par voie intraveineuse retro-orbitale : Durée 30 secondes, sous anesthésie générale par injection ou gazeuse. Une fois par œil et par animal. o Par voie intraveineuse via veine caudale : Durée 30 secondes, sur animal vigile ou sous anesthésie générale par injection ou gazeuse. Une fois par semaine pendant 2 semaines. • Test de perméabilité intestinale/administration de dextran par voie orale : Durée 10 secondes sur animal vigile, une fois toute les 2 semaines soit 1 à 2 fois par animal. • Mise à jeun avant administration orale de l’indométacine et mise à jeun pour le test de perméabilité intestinale. Durée 12h. Deux fois par animal.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables attendus des modèles de colite sont une perte de poids, des diarrhées, la présence de sang au niveau des fèces et/ou du rectum. Une piloérection, une réduction de la mobilité et une perte de poids > à 20% en 24h ou 25% depuis le jour 0 justifieraient une mise à mort immédiate.
Devenir
Tous les animaux de la procédure seront mis à mort. L’évaluation de l’efficacité des composés à potentiel thérapeutique nécessite des analyses approfondies de différents tissus et du système immunitaire.
Remplacement
Il existe des modèles ex-vivo d’organoïdes intestinaux permettant un premier criblage pour évaluer l’efficacité des composés permettant de limiter le recours à l’animal dans les premières phases de développement. Cependant, ce système dépourvu d’autres organes et de structures immunologiques clés (ganglions mésentérique, rate, système lymphatique, hépatique, rénale et circulatoire) ne peut pas à ce jour constituer un environnement fiable pour prédire la pharmacologie in vivo. Seul un modèle animal peut permettre d’étudier les interactions entre des entités à potentiel thérapeutique et ces différents systèmes biologiques très complexes impliquant entre autres la migration de cellules immunitaires vers l’intestin. Cependant, des tests in vitro et in silico qui permettent de prédire les profils pharmacocinétiques et les interactions avec la cible moléculaire d’intérêt seront utilisés en amont des études de ce projet. Ceci permettra de limiter le recours à l’animal.
Réduction
Les entités thérapeutiques auront préalablement été évaluées de manière extensive sur une batterie de tests in silico et in vitro. Ces tests permettent par exemple de prédire le profil pharmacocinétique d’un composé (ex : lipophilie, absorption, distribution, métabolisme), de déterminer les caractéristiques d’interaction du composé avec la cible d’intérêt (ex. un récepteur, un canal ionique, une enzyme). En outre, le profil pharmacocinétique chez le rongeur aura aussi été déterminé. De nombreux composés auront donc été éliminés du fait de leur faible performance sur ces tests. Ainsi, les tests sur animaux sont réduits au minimum nécessaire. Le nombre d’animaux prévu pour ce projet (2880 souris et 2880 rats, total 5760) se base sur les données de la littérature et les données de mise en place des modèles, notamment des analyses de puissance statistique et des tests de détermination de la taille des groupes expérimentaux. Des analyses rétrospectives seront conduites pour s’assurer de la bonne adéquation du nombre d’animaux par groupe et de la puissance statistique recherché. Dans la plupart des cas, nous utiliserons l'approche conventionnelle du calcul de l'échantillon nécessaire pour une étude et qui repose sur quatre éléments (1) : l'erreur de type I, la puissance d'étude (80% au minimum), les suppositions dans le groupe contrôle pour la fréquence de réponse et la variabilité de celle-ci, et, enfin, l'effet attendu pour le traitement. L'erreur de type I (erreur alpha) consiste, dans une étude de supériorité d'un traitement versus un autre, à rejeter à tort l'hypothèse nulle (absence de différence) c'est-à-dire de conclure à tort qu'une différence existe entre les 2 traitements. Il sera accepté un risque de 5% comme c’est la convention en pharmacologie préclinique, soit une valeur p < 0,05.
Raffinement
Les animaux seront habitués à la manipulation avant le début des études en utilisant exclusivement des techniques non-aversives (ex : prélèvement de l’animal de sa cage avec l’aide d’un tunnel). Les procédures potentiellement douloureuses ou sources d’inconfort ou de stress se feront sous anesthésie générale. Les animaux feront l’objet d’une surveillance clinique a minima journalière sur la durée de la procédure. Les locaux et systèmes d'hébergement suivront un programme de contrôle d’hygiène et sanitaire afin de prévenir tout biais. Les conditions d’ambiance seront contrôlées sur la durée des procédures. Un programme de soins adapté sera mis en œuvre pour l’ensemble des animaux affectés à ce projet, par ou sous l'autorité du vétérinaire. Un plan d'action incluant la communication sera établi et mis en place lors d'apparition d'évènements inattendus. Le nombre de manipulations sur l’animal sera réduit au strict nécessaire car le stress lié à la manipulation non seulement affecte le bien être mais peu aussi impacter la réponse inflammatoire et immunitaire. Des critères d'arrêt anticipé seront mis en place pour chaque procédure afin de réduire tout inconfort, stress, souffrance ou douleur inutile.
Choix des espèces
La grande majorité des modèles et des techniques utilisés dans le cadre de la recherche médicale et pharmaceutique ont été décrits chez les espèces rats et souris. De nombreuses données sur les modèles de Maladies Inflammatoires Chroniques de l'Intestin chez le rongeur existent déjà dans la littérature et peuvent être utilisées pour l’avancement des projets. Adulte : Les données de la littérature indiquent que les rats (min. 5 semaines) et les souris (min. 7 semaines) adultes représentent des modèles fiables pour l’évaluation de l’efficacité de composés dans le domaine des Maladies Inflammatoires Chroniques de l'Intestin car ils disposent d'un système immunitaire mature.
Mise en évidence d’un état diabétique chez le rat Wistar
- Enseignement supérieur
Pour un travail pratique destiné à des étudiants de master, 108 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une partie reçoit une injection de streptozotocine trois semaines avant la séance pour être rendue diabétique, d'autres sont des rats génétiquement diabétiques, et tous subissent le jour du travail pratique une injection de glucose, six prélèvements de sang par incision de la queue et deux à deux heures trente de manipulations, avant d'être tués. Le porteur affirme qu'aucune alternative non animale ne permet d'atteindre les "objectifs pédagogiques fixés" et que l'utilisation de rats est "indispensable" pour observer la régulation glycémique. Sur le choix de l'espèce, il s'en tient à une phrase sur les similitudes de physiologie entre le rat et l'humain.
Objectifs
Ce projet vise à caractériser un diabète expérimental chez le rat, en comparaison avec un animal sain, dans le cadre d’un TP pour des étudiants en Master 1. Il permet aux étudiants de comprendre les principes diagnostiques du diabète et d’analyser des données physiologiques in vivo. Les mesures ponctuelles (glycémie à jeun, tests dynamiques) donnent une valeur instantanée, tandis que les indicateurs intégratifs (hémoglobine glyquée) reflètent la glycémie sur plusieurs semaines. Leur combinaison offre une évaluation complète de la pathologie métabolique.
Bénéfices attendus
Ce projet pédagogique permet aux étudiants de mettre en pratique des compétences expérimentales en physiologie animale dans un cadre éthique et réglementé. Il favorise la compréhension des mécanismes physiopathologiques du diabète et l’interprétation de paramètres glycémiques et insulinémiques. La comparaison de deux modèles de diabète différents (STZ et GK) illustre l’hétérogénéité de la pathologie et développe l’esprit critique des étudiants. Enfin, il sensibilise les étudiants au bien-être animal, en mettant en œuvre une analgésie préventive, une anesthésie adaptée et une mise à mort contrôlée.
Procédures
Certains animaux subiront une injection intrapéritonéale de streptozotocine (STZ, 40 mg/kg) pour l’induction du diabète (réalisée 3 semaines avant le TP). Tous les animaux (témoins, rats rendus diabétiques par STZ et rats GK spontanément diabétiques) seront soumis à plusieurs interventions expérimentales : - Injection intrapéritonéale de glucose (1 g/kg) lors du test de tolérance au glucose ; - Prélèvements sanguins sous anesthésie : 6 échantillons de 100 µL par animal (plus une goutte pour glycémie à jeun) prélevés par incision caudale ; - Mise à mort contrôlée à la fin du TP. Toutes ces interventions sont réalisées sous analgésie et anesthésie, avec un suivi attentif de l’état physiologique des animaux. La durée totale des manipulations le jour du TP est d’environ 2 à 2,5 heures par animal, tandis que l’injection de STZ est ponctuelle et réalisée une seule fois, trois semaines avant le TP.
Impact sur les animaux
Les rats diabétiques, qu’ils soient issus du modèle chimique (STZ) ou du modèle spontané (GK), présentent une hyperglycémie chronique, qui peut entraîner des manifestations physiologiques telles que polyurie et légère perte de poids. Ces effets font partie de la pathologie étudiée et nécessitent une surveillance accrue et un entretien adapté des cages (changement deux fois par semaine pour maintenir l’hygiène). Chez les rats STZ, la procédure de suivi de la glycémie implique des prélèvements sanguins hebdomadaires et limités (10 µL) réalisés sur la queue, effectués de manière ponctuelle et rapide. Cette manipulation est considérée comme minimale et ne nécessite pas de prise en charge analgésique supplémentaire. L’ensemble des manipulations prévues durant le TP (analgésie, anesthésie, prélèvements sanguins, mis à mort contrôlée) est conçu pour limiter au maximum le stress et l’inconfort des animaux et garantir leur bien-être pendant toute la durée de l’expérience.
Devenir
A l'issue de la procédure 1, les rats sont maintenus en vie 3 semaines pour aller en procédure 2. A l'issue de la procédure 2, tous les animaux seront mis à mort.
Remplacement
Ce projet s’inscrit dans une approche expérimentale physiologique, et à ce stade, aucune alternative non animale ne permet d’atteindre les objectifs pédagogiques fixés. L’utilisation de rats est indispensable pour étudier l’impact du diabète sur la régulation glycémique et la réponse insulinique in vivo, ainsi que pour observer de manière intégrée les paramètres physiopathologiques associés à l’hyperglycémie. Les modèles diabétiques choisis, rats STZ pour le diabète induit par STZ et rats Goto-Kakizaki (GK) pour le diabète spontané, constituent des modèles bien établis et largement validés dans la littérature scientifique. Ils présentent des caractéristiques physiologiques et métaboliques proches de celles observées chez l’homme, ce qui permet aux étudiants de comprendre et d’analyser de manière réaliste les mécanismes du diabète.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans ce TP est limité au strict minimum nécessaire pour atteindre les objectifs pédagogiques. Chaque binôme de deux étudiants travaille sur deux rats, comprenant un rat sain et un rat diabétique. Pour le modèle diabétique, la moitié des binômes utilise un rat STZ et l’autre moitié un rat Goto-Kakizaki (GK). Le modèle STZ présente une variabilité individuelle dans l’intensité et l’installation de l’hyperglycémie, liée à la sensibilité variable des cellules β pancréatiques à la streptozotocine. Pour garantir que tous les binômes disposent d’un rat diabétique stable, un surplus de 10 % de rats STZ est prévu, soit 1 rat supplémentaire, portant le nombre total de rats STZ à 9 au lieu de 8. De plus, le nombre de rats STZ injectés pourra être légèrement augmenté si le nombre de rats GK disponibles pour la date du TP est insuffisant. En effet, en raison de l’état diabétique, le rat GK se reproduit moins efficacement que le rat Wistar sain, ce qui peut limiter la disponibilité des animaux diabétiques pour le TP. Cet ajustement permet de maintenir un nombre suffisant d’animaux diabétiques, tout en restant conforme à la règle de réduction. Le TP s’adresse à 32 étudiants, soit 16 binômes, nécessitant 32 rats au total. Les résultats obtenus par chaque binôme sont mutualisés et discutés au sein de la salle, optimisant l’exploitation des données et évitant l’utilisation d’animaux supplémentaires.
Raffinement
Tous les rats seront surveillés quotidiennement (aspect global, signes de stress ou de douleur). De même pour les paramètres environnementaux des pièces d'hébergement : la température, les horaires des cycles jours/nuits, les taux d'hydrométrie. Pour les rats Wistar le change de litière est fait une fois par semaine avec un enrichissement sous forme de cubes de papier pour qu'ils puissent faire un nid et un bout de bois à ronger. Le changement de l'eau des biberons est fait 2 fois par semaine. Pour les rats STZ et les rats GK diabétiques qui ont une augmentation du volume et de la fréquence des urines, le change des biberons sera fait 3 fois par semaine. Pour ces rats, le change des cages est fait 2 fois par semaine dans une litière ultra absorbante pour leur apporter un maximum de confort ; nous éviterons le nid qui une fois souillé par l'urine entraine des mauvaises odeurs et de l'humidité ; sera disposé dans la cage un bout de bois à ronger pour favoriser le bien-être et et l’expression de comportements naturels, propres aux rongeurs. Les prélèvements sanguins hebdomadaires réalisés sur la queue de l’animal, d’un volume de 10 µL, ne provoquent pas de douleur notable et ne nécessitent donc aucune prise en charge analgésique. Une fois par semaine nous évaluerons par grille de score adapté, l'apparence, le comportement, et l'hydratation des animaux. Seront mis à mort les rats ayant un score caractéristique de souffrances sévères (moins de 10% attendus).
Choix des espèces
Le choix du rat pour cette étude réside dans le fait que cette espèce présente de grandes similitudes dans sa physiologie et physiopathologie avec celles de l’humain.
Programme de tutorat pour l’acquisition des gestes techniques courants en expérimentation animale sur rats et souris
- Formation professionnelle
Rats : 173
Chaque personne formée s'entraîne sur cinq animaux. 863 souris et 173 rats vont être utilisés dans ce programme de tutorat, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués sans réveil à l'issue. Les stagiaires apprennent sur eux les injections sous la peau, dans le ventre et dans une veine, les prises de sang à différents endroits du corps et des gestes chirurgicaux, chaque animal enchaînant plusieurs gestes selon le niveau de la personne en formation. Le porteur indique que ces animaux sont, quand c'est possible, des surnuméraires ou des témoins en fin de suivi, ce qui donne "une utilité à des animaux qui auraient été euthanasiés sans avoir servi", et présente cette formation comme "une étape indispensable pour améliorer les pratiques scientifiques".
Objectifs
Ce projet a pour but de former, de manière encadrée et progressive, les personnes amenées à manipuler des rats et des souris dans le cadre de la recherche scientifique. Il s’agit d’un programme de formation pratique qui permet aux nouveaux arrivants d’apprendre les gestes techniques nécessaires, comme les prises de sang ou les injections, dans des conditions sécurisées et respectueuses des animaux. Ce type de formation est obligatoire en France et en Europe avant de pouvoir intervenir sur des animaux à des fins scientifiques. Le projet vise à garantir que chaque personne soit bien préparée, accompagnée, et évaluée avant de travailler de façon autonome. Il contribue ainsi à améliorer la qualité des soins aux animaux et la fiabilité des expériences. Ce programme de formation participe également à une démarche éthique plus large, en veillant à limiter le nombre d’animaux utilisés et à réduire au maximum leur stress ou leur douleur.
Bénéfices attendus
Ce projet de formation permet aux personnes qui travaillent en recherche d’apprendre à manipuler correctement les animaux de laboratoire, en particulier les rats et les souris. Il est important que ces gestes soient bien maîtrisés, car une erreur technique peut faire souffrir l’animal ou fausser les résultats d’une étude scientifique. Pour apprendre, les participants doivent s’entraîner directement sur des animaux vivants, car certains gestes ne peuvent pas être reproduits correctement sur des modèles artificiels. Toutefois, tout est mis en œuvre pour limiter le nombre d’animaux utilisés et pour réduire au maximum leur stress ou leur douleur. Cette formation encadrée permet ainsi d’assurer une meilleure prise en charge des animaux dans les futurs projets de recherche, en garantissant que les personnes soient compétentes, formées et responsables. C’est une étape indispensable pour améliorer les pratiques scientifiques tout en respectant les animaux.
Procédures
Les animaux utilisés dans ce projet de formation seront principalement des rats et des souris. Ils seront soumis à différents gestes techniques que les participants doivent apprendre à maîtriser. Ces gestes incluent par exemple des injections (sous la peau, dans le ventre ou dans une veine), des prises de sang à différents endroits du corps, ou des gestes plus complexes comme ceux réalisés lors d'une chirurgie. Chaque animal suivra un parcours progressif avec plusieurs gestes différents, adaptés au niveau du stagiaire. Tous les gestes sont réalisés dans un cadre très encadré, avec des limites strictes sur le nombre d’interventions par animal. À la fin de leur participation, les animaux seront endormis profondément puis euthanasiés sans réveil. L’apprentissage est organisé de manière à limiter au maximum les manipulations inutiles et à garantir le respect du bien-être animal tout au long du programme. La durée de chaque geste est volontairement limitée et adaptée au niveau de formation, afin de réduire au maximum le temps de manipulation et l’impact sur l’animal.
Impact sur les animaux
Les gestes que les participants apprennent à réaliser sur les rats et les souris peuvent parfois provoquer un léger inconfort, voire une douleur temporaire. Cela dépend du type de geste (prise de sang, injection, etc.), de la fréquence à laquelle il est réalisé, et du niveau d’expérience de la personne en formation. Parmi les effets indésirables possibles, on peut citer : un stress passager lié à la manipulation de l’animal ou à la contention (tenir l’animal immobile pour le geste) ; de petites inflammations ou hématomes au point d’injection ou de prélèvement sanguin ; des réactions à l’anesthésie, comme une respiration ralentie ou un réveil plus long que prévu ; des complications rares comme une infection locale ou une fausse route lors de l’administration par la bouche ou le nez. Certaines chirurgies sont simulées, mais si une intervention réelle est nécessaire, elle est faite sous anesthésie profonde et l’animal n’est pas réveillé ensuite. Dans tous les cas, les gestes sont réalisés de manière encadrée, avec des mesures de prévention de la douleur et un suivi attentif de l’état de santé de chaque animal.
Devenir
Dans le cadre de ce projet de formation, tous les animaux seront euthanasiés à la fin de leur participation. Cela s’explique par le fait que certains gestes techniques réalisés sont potentiellement invasifs ou causent un stress ou un inconfort temporaire. De plus, le projet a une visée pédagogique, ce qui implique des manipulations répétées sur un même animal. Afin d’éviter toute douleur ou souffrance prolongée, et de respecter les règles de bien-être animal, chaque animal sera endormi profondément lorsque cela est nécessaire, puis euthanasié de manière conforme aux réglementations en vigueur, sans qu’il ne se réveille. Cette décision permet de garantir à la fois une formation de qualité et un traitement respectueux des animaux utilisés.
Remplacement
Dans ce projet de formation, l’utilisation d’animaux vivants n’a lieu qu’en dernier recours, lorsque cela est vraiment nécessaire pour apprendre correctement un geste. Avant cela, les participants passent par une phase de préparation théorique, avec des documents, des vidéos pédagogiques et des explications détaillées. Ensuite, lorsque c’est possible, ils s’entraînent sans utiliser d’animal vivant. Par exemple, ils peuvent manipuler des cadavres d’animaux déjà euthanasiés pour d’autres raisons, ou utiliser des morceaux de tissus animaux (comme de la peau de poulet) ou encore des modèles en plastique conçus pour simuler des gestes. Ces étapes permettent d’apprendre les bons réflexes et de s’habituer au matériel sans faire souffrir d’animaux. L’usage d’animaux vivants est donc limité à ce qui est strictement nécessaire pour valider les compétences dans des conditions proches de la réalité.
Réduction
Ce projet de formation a été conçu pour utiliser le moins d’animaux possible, tout en permettant aux participants d’apprendre correctement les gestes nécessaires à leur travail. Chaque personne formée apprend plusieurs gestes sur un seul animal, ce qui permet de mutualiser les apprentissages et d’éviter d’utiliser un animal différent pour chaque geste. En moyenne, une personne réalise une seule procédure de formation qui nécessite cinq animaux. Au total, pour l’ensemble du projet, cela représente environ 863 souris et 173 rats sur cinq ans, en comptant une marge de sécurité pour les imprévus. Quand cela est possible, les animaux utilisés ne sont pas élevés spécifiquement pour ce projet : ce sont par exemple des animaux surnuméraires, des animaux non utilisés dans d’autres expériences ou des animaux de contrôle en fin de suivi. Cela permet de réduire encore davantage le nombre d’animaux produits et de donner une utilité à des animaux qui auraient été euthanasiés sans avoir servi. Cette organisation permet donc de former les professionnels de manière efficace, tout en respectant les principes de réduction fixés par la réglementation européenne.
Raffinement
Dans ce projet de formation, tout est mis en œuvre pour limiter au maximum la douleur, le stress ou l’inconfort que pourraient ressentir les rats et les souris. Les participants commencent toujours leur apprentissage sans utiliser d’animaux vivants, en s’exerçant d’abord sur des modèles ou des animaux déjà décédés. Ce n’est qu’une fois ces étapes franchies qu’ils manipulent un animal vivant, sous la supervision d’un formateur expérimenté. Quand un geste est potentiellement douloureux, un médicament antidouleur (buprénorphine) peut être donné à l’animal avant l’intervention. Si un geste s’avère trop difficile à réaliser sans gêne pour l’animal, une anesthésie temporaire peut être utilisée pour éviter toute souffrance. Les chirurgies, lorsqu’elles sont nécessaires, sont toujours faites sous anesthésie profonde et l’animal n’est pas réveillé ensuite. L’état de chaque animal est suivi à l’aide d’une grille d’observation (cf. Annexe 4) qui permet de détecter rapidement tout signe de douleur ou de malaise. Si un animal atteint un seuil critique (appelé « point limite »), il est euthanasié sans souffrance. Des soins supplémentaires sont apportés, comme le maintien au chaud, la mise à disposition d’aliments faciles à manger après une anesthésie, et la surveillance régulière de leur état. Toutes ces mesures sont mises en place pour respecter les principes de protection animale définis par la réglementation européenne, et garantir une formation de qualité sans exposer inutilement les animaux à la douleur.
Choix des espèces
Les rats et les souris sont les deux espèces les plus utilisées dans la recherche scientifique. En France, elles représentent environ 70 % des animaux utilisés dans les laboratoires. Ce sont donc les espèces que les participants à cette formation seront amenés à manipuler dans leur travail. Les animaux utilisés sont tous adultes, en bonne santé, et sans maladie. Ce choix est important : les animaux adultes sont plus faciles à manipuler, leur taille permet de bien voir les gestes à effectuer, et cela correspond aux conditions réelles dans lesquelles les chercheurs travaillent. Aucun animal jeune ou âgé n’est utilisé pour la formation. Utiliser des rats et des souris adultes permet donc d’apprendre dans de bonnes conditions, tout en limitant les risques pour l’animal et en respectant les règles éthiques.
Etude de dose maximale tolérée d’un composé pharmaceutique chez le rongeur.
- Recherche appliquée
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
Rats : 400
800 rongeurs, 400 souris et 400 rats, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués pour prélever leurs organes. Ils reçoivent jusqu'à huit injections d'un composé pharmaceutique, jusqu'à quatre séances d'imagerie sous anesthésie et quatre prélèvements de sang. Le but étant de trouver la dose au-delà de laquelle apparaissent des effets indésirables graves, ils peuvent développer œdèmes, convulsions, tremblements, arythmies cardiaques, difficultés respiratoires et diarrhées. Le porteur conclut que le recours à l'expérimentation animale est "indispensable" pour caractériser la tolérance d'un candidat médicament, le bénéfice final annoncé étant "la mise sur le marché de nouveaux produits pharmaceutiques".
Objectifs
Les études de doses maximales tolérées (résumé sous l’acronyme anglais de MTD, Maximum Tolerated Dose) d’un composé pharmaceutique (médicament, vaccin, agent de contraste..) permettent de définir la dose maximale à laquelle l’administration d’un composé n’induit pas d’effet indésirable grave. Ces études sont conduites en amont des études de toxicologie réglementaires exigées avant une première administration chez l’Homme lors des tests cliniques et, au final, pour l’obtention d’une autorisation de mise sur le marché (AMM). L’objectif de ce projet est donc de déterminer les doses maximales de différents composés pharmaceutiques / candidats médicaments ou vaccins administrés chez le rongeur (souris ou rat) sans que celles-ci ne provoquent d’effets indésirables sévères ou pouvant remettre en question la survie de l’animal.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de définir des doses limites administrables de plusieurs produits. Cela permettra de sélectionner des doses pertinentes pour les études de toxicologie réglementaire. Les études de MTD constituent une étape clé dans le développement et la caractérisation d’un produit permettant d’anticiper les risques cliniques et soutenir l’établissement d’un schéma posologique sûr lors de la transition vers l’homme. Le bénéfice final attendu est la mise sur le marché de nouveaux produits pharmaceutiques.
Procédures
Les animaux recevront le produit testé en dose unique ou répétée en respectant les volumes d’injections recommandés. Lors d’injections répétées, 8 injections maximum par animal pourront être réalisées. Sur animaux vigiles, les injections seront réalisées en quelques secondes (temps inférieur à 1 minute) et la durée sera d’environ 5 minutes sur des animaux anesthésiés. Des examens d'imagerie pourront également être réalisés, avec parfois injection d’un produit de contraste, sous anesthésie générale pendant une durée de 5 à 20 minutes. La fréquence des examens sera au maximum de 2 acquisitions par semaine jusqu’à la fin de l’étude (soit 4 examens au total). Des prélèvements sanguins pourront être réalisés sur animaux anesthésiés au maximum 2 fois par semaine pendant toute la durée de l’étude (soit au maximum 4 prélèvements de sang). Un prélèvement s’effectue en moyenne en 1 à 2 minutes.
Impact sur les animaux
Les animaux seront manipulés régulièrement pour différents actes techniques avec ou sans anesthésie (pesées, suivis cliniques, administration de composés, prélèvement de sang…) ce qui pourra leur engendrer un stress. De plus, lié à l’objectif du projet (recherche de la limite supérieure de sécurité de prise d’un traitement), les animaux pourront développer divers effets indésirables et réactions liés à l’administration du composé d’essai à des doses élevées : inflammation locale ou systémique, œdème, perte de poids, variation de température, léthargie ou au contraire hyperactivité, déshydratation, dyspnée, arythmies cardiaques, tremblements, convulsions, diarrhées, vomissements, modifications de la formulation globale sanguine, etc.). La détermination de points limites précoces et adaptés permettra la bonne prise en charge des animaux présentant des signes cliniques. La sévérité et la durée des signes pourront varier entre les groupes en fonction des produits testés et de leurs concentrations.
Devenir
Le projet ayant pour but l’évaluation de la dose maximale tolérée d’un composé pharmaceutique, il nécessite des prélèvements d’organes en fin d’étude donc tous les animaux seront euthanasiés.
Remplacement
Actuellement, il n’existe pas de méthode alternative permettant de reproduire de manière fiable la complexité physiologique (métabolisme, système immunitaire, fonction respiratoire, cardiaque, neurologique…) d’un organisme vivant. L’étude de la tolérance d’un candidat médicament nécessitant une évaluation de l’impact de ce traitement sur l’ensemble de ces différentes fonctions physiologiques, le recours à l’expérimentation animale est indispensable pour pouvoir caractériser la tolérance du traitement de manière exhaustive.
Réduction
Pour obtenir des résultats statistiquement exploitables permettant de conclure sur une réelle tolérance du traitement testé, des groupes de 6 animaux minimum seront utilisés. Dans le cas d’utilisation de composés marqué (compatible avec les objectifs du projet), l’évaluation de la tolérance d’un produit et de son impact sur la physiologie d’un animal pourra être complété par de l’imagerie. L’avantage de l’imagerie médicale est de plus facilement corréler un effet observé à l’injection d’un composé mais aussi de suivre un même animal au cours du temps et donc de diminuer le nombre d’animaux intégrés au projet.
Raffinement
Une période d’acclimatation d’au moins 5 jours sera respectée, portée à 7 jours en cas de transport aérien. Les animaux seront hébergés collectivement en cage tout au long du projet (de l’acclimatation à la fin de l’étude), avec des enrichissements adaptés à leurs besoins. Ils feront l’objet d’une observation quotidienne afin de détecter tout signe clinique anormal et d’appliquer, dès que nécessaire, les mesures appropriées pour garantir leur bien-être : mesures de soutien (désinfection de plaies, isolement, réchauffement, etc.) ou mise à mort humanitaire si l’état clinique est jugé moribond. Le poids des animaux sera mesuré quotidiennement après administration des produits testés. Un scoring clinique sera réalisé parallèlement à l’aide d’une grille d’évaluation. Les critères examineront à la fois l’état général (comportement, pelage, écoulements nasaux ou oculaires…) et des atteintes plus spécifiques d’un système physiologique (détresse respiratoire, troubles gastro intestinaux…), directement ou indirectement liés à la voie d’administration du composé. L’ensemble de ces éléments permettra d’attribuer un score global reflétant l’état de santé général des animaux et d’orienter la prise de décision. Des examens cliniques approfondis pourront également être réalisés. Toute anomalie clinique sera rapportée au vétérinaire responsable du suivi. Lors des anesthésies, une attention particulière sera portée pour éviter l’hypothermie : animal sur tapis chauffant ou sous lampe chauffante pendant toute la durée de l’anesthésie.
Choix des espèces
Les rongeurs (souris et rats) ont été choisis car ce sont des modèles standards, polyvalents (multiplicité des souches disponibles dont certaines sans poil) et couramment utilisés dans les études de tolérance en raison de leur facilité à obtenir des lots homogènes (âge et sexe fixés). Le choix entre la souris et le rat sera directement lié aux contraintes de volumes d’administration ou de prélèvements (plus faible chez la souris). De plus, leur taille réduite permet l’utilisation de technique d’imagerie optique corps entier pouvant être un atout non négligeable pour le suivi d’un composé à l’échelle systémique. Des souches de souris sans poil seront privilégiées dans le cas d’utilisation de composés bioluminescents ou fluorescents pour obtenir les résultats les plus pertinents (absence de la bioluminescence naturelle des poils donc augmentation de la sensibilité). Des souris et des rats de minimum 6 semaines seront utilisées au cours de ce projet (stade jeune adulte - adulte) afin de s’affranchir de la période de forte croissance de l’animal et d’avoir des animaux présentant un poids d’environ 20g pour les souris et 250g pour les rats.
Evaluation préclinique de produits de santé pour la chirurgie des tissus mous – MODIFICATION
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
Lapins : 800
Cochons : 800
Chèvres : 160
Moutons : 640
Valider des dispositifs médicaux pour un donneur d'ordre avant leur mise sur le marché : 800 lapins, 800 cochons, 640 moutons, 320 rats et 160 chèvres vont être utilisés, tous tués à l'issue, dont 410 sans reprise de conscience. Chaque animal subit une opération de une heure trente à deux heures trente pour implanter le produit à tester, des prélèvements sanguins et jusqu'à trois séances d'imagerie, avec des transports vers des établissements partenaires. Les effets annoncés vont du défaut d'hémostase aux difficultés respiratoires, en passant par les vomissements, les diarrhées et le sang dans les selles. Le porteur indique que l'usage d'animaux est exigé par la réglementation applicable aux dispositifs médicaux, et que le donneur d'ordre s'engage seulement à ne pas faire refaire un essai à l'identique.
Objectifs
Il s’agit d’un projet de recherche et développement qui vise à étudier la performance (efficacité) de produits de santé utilisés en chirurgie des tissus mous et/ou d’en évaluer la tolérance (sécurité). Il peut s'agir de produits de renforcement abdominaux (prothèse de renforcement), de produits permettant d'arréter les saignements (colle, poudre, compresses...). Ces produits destinés à être mis en contact avec le corps humain doivent être préalablement testés pour garantir la sécurité des patients et l’efficacité lors de l'utilisation clinique. La réglementation exige de prouver l'efficacité des produits de santé et de réduire au minimum le risque de réactions indésirables avant de proposer un produit sur le marché. En ce sens, différents types d’essais peuvent être menés : - Essais de performance : - Essais de screening d’efficacité : Les essais de screening d’efficacité vérifient si la performance d’un produit mérite d’être approfondie ou s’il est nécessaire de mener d’autres études avant de passer aux essais de confirmation de performance. Ces essais sont essentiels dans la stratégie de réduction du nombre total d’animaux utilisés. - Essais de confirmation de performance : Les essais de confirmation de performance sont effectués après validation des essais de screening d’efficacité. Comme leur nom l’indique, ils visent à confirmer les résultats obtenus lors des essais préalablement menés sur un produit. - Essais de tolérance locale : Les essais de tolérance locale évaluent la réaction d’un organisme en contact avec un produit étranger. Dans ce projet, ces essais peuvent être réalisés en complément des essais de performance, sur les mêmes animaux. Les critères d’évaluation à prendre en considération sont définis lors de la rédaction du protocole d’essai. Ce projet pourra se conduire dans plusieurs EU partenaires, afin d'obtenir des résultats d'imagerie spécifique non disponible dans notre EU.
Bénéfices attendus
Ce projet permet d'obtenir des données de performance et de tolérance de produits de santé utilisés en chirurgie des tissus mous. En mimant au plus près l'implantation du dispositif chez les patients, ces études permettront de mieux appréhender la réaction de l’organisme au produit à tester, et ainsi améliorer la sécurité et/ou les performances du produit, avant sa mise sur le marché.
Procédures
Pour l'ensemble des procédures, tous les animaux seront soumis à une intervention chirurgicale afin d'implanter le dispositif médical à tester (cette intervention chirurgicale peut durer entre 1h30 et 2h30). Cette intervention a toujours lieu sous anesthésie générale (chimique et gazeuse), et analgésie. L’antibiothérapie est ajoutée au cas par cas en fonction de l’invasivité de la chirurgie et des risques infectieux associés. Des prélèvements sanguins peuvent etre réalisés en cours d'étude (en général un prélèvement à la chirurgie et un prélèvement en fin d'étude, d'une durée de quelques minutes). Ceux-ci pourront se faire sous anesthésie ou non, selon le contexte de réalisation de cet acte (en cours de chirurgie, pendant le temps de l’étude ou juste avant l’euthanasie des animaux en fin d’étude). D'autres types d'interventions non douloureuses, de type IRM, scanner ou radiographies pour observer le dispositif en cours d'étude, peuvent être réalisées sous anesthésie légère (en général, en fonction de la durée de l'étude, 1 à 3 sessions d'imagerie peuvent etre envisagées en cours d'étude). L'IRM sera externalisé dans un EU partenaire, la durée de l'intervention est d'environ 1h30.
Impact sur les animaux
Les nuisances ou effets indésirables pouvant survenir chez les animaux sont, selon les procédures, les suivants : - mise à jeun - stress liés à la chirurgie - perte de poids ou d’appétit liée aux effets de l’anesthésie et/ou de la chirurgie, pendant quelques jours - hématome ou oedème au niveau du site opératoire, pendant quelques jours - défaut d'hémostase (hypotension, pâleur muqueuse, apathie) - défaut d'oxygénation, d'étanchéité de la cage throracique, difficultés respiratoires pendant quelques jours - reflux gastrique, vomissements pendant quelques jours - diarrhées, présence de sang dans les selles pendant quelques jours. Les douleurs post-opératoires peuvent apparaitre et seront prises en charge par des mesures de raffinement. Les animaux recevront une anesthésie fixe afin de réaliser l'imagerie, pouvant induire un stress. Du produit de contraste pourra être injecté grâce à un cathéter en intraveineux. Une légère perte de poids (non systématique) pourrait être observée dans les quelques jours suivant l'anesthésie.
Devenir
Pour répondre aux objectifs de chacune des procédures du projet, des observations post-mortem sont nécessaires. En effet, la sécurité des produits est évaluée en observant la réaction des tissus au contact du dispositif à tester, et ceci se fait par prélèvements des tissus et organes entourant le produit, afin de réaliser des analyses microscopiques (histologie notamment, qui est la meilleure méthode d'évaluation des effets locaux induit par un produit étranger à l'organisme, comme l'inflammation par exemple). De même la performance peut, elle aussi, être évaluée par des tests spécifiques sur les organes et le dispositif prélevé (exemple : tests mécaniques sur des prothèses abdominales pour évaluer la résistance du dispositif). En raison des objectifs des procédures de ce projet, il n'est pas possible de maintenir en vie les animaux utilisés.
Remplacement
A ce jour, il n'existe pas de méthode alternative permettant d’évaluer la performance et la tolérance locale des produits de chirurgie des tissus mous en raison des interactions complexes s'établissant entre le tissus ciblé et le dispositif lui-même. De plus, l’utilisation d’animaux est requise dans la réglementation que doivent suivre les tests précliniques sur les dispositifs médicaux, avant de pouvoir lancer les tests cliniques.
Réduction
Le donneur d'ordre demandant la réalisation de ces tests s'engage à ne pas faire renouveler à l'identique un essai déjà mené précédemment. Par ailleurs pour réduire le nombre d'animaux inclus en étude, il est possible d'utiliser un même groupe "contrôle" (produit dont l'effet est déjà connu), pour plusieurs groupes "test" recevant des produits à tester différents. Les études de screening permettent également de sélectionner un produit test qui présente le plus d'intérêt à être développé, réduisant de ce fait le nombre de tests sur des produits ayant un intérêt moindre. Les études dites "pilotes" sur quelques animaux seulement, peuvent aussi servir à orienter les choix de poursuite de développement d'un produit ou le choix du modèle expérimental le plus approprié (matériel ou abord chirurgical le plus adéquat…), avant d'entamer les études réglementaires à plus grande échelle et devant répondre aux normes en vigueur pour l'élaboration du dossier pour la mise sur le marché (nombre d'animaux minimum, durée de mise en contact minimum, etc).
Raffinement
Pour limiter le stress des animaux, une période d’acclimatation pendant laquelle ils ne subissent aucune manipulation non indispensable est réalisée à leur arrivée dans l’EU. Ensuite, et avant la chirurgie, une période d’habituation aux actes spécifiques est réalisée si nécessaire pour réduire l’aspect anxiogène de ces manipulations (exemples : habituation aux pesées, habituation alimentaire). Des enrichissements sont présents dans l’environnement des animaux (exemple : jouets), et ces mesures sont renforcées en phase post-opératoire (ajout d’enrichissements : pommes dans la litière des porcs, ou friandises dans les jouets, et augmentation de la litière des ovins). Les transports des animaux vers les EU partenaires seront organisés dans le respect du bien-être animal et de la réglementation en vigueur (durée du transport jusqu'à 1h30 en fonction des EU avec ajout de litière et transport en groupe). Un contrôle clinique de chaque animal est réalisé par du personnel qualifié (vétérinaire, technicien ou zootechnicien) au départ et à l'arrivée. Lors des séances d'imagerie externalisées, afin de limiter le stress des animaux, une période de repos adéquate sera instaurée entre la réception des animaux et l'anesthésie et entre le réveil des animaux et le transport retour vers notre EU. La douleur des animaux : la chirurgie est réalisée sous anesthésie et analgésie (à base de morphiniques). En phase post-opératoire, les suivis quotidiens sont renforcés et des soins post-opératoires spécifiques peuvent être mis en place (désinfection des sites chirurgicaux à une fréquence adaptée). Les signes cliniques servant de points limites ont été définis, pour la prise de décision des mesures à mettre en place pour limiter les souffrances. Selon l'espèce, les prises de sang peuvent être réalisées sous anesthésie générale (injectable et/ou volatile, lors d'une phase de chirurgie par exemple), ou sous sédation légère (voir paragraphe sur la liste des médications) avec au besoin une analgésie, afin de maitriser le stress et la douleur potentielle. Les conséquences de l’anesthésie/chirurgie : du gel oculaire est appliqué au niveau de la cornée lors des anesthésies des animaux pour prévenir l'assèchement oculaire. Une attention particulière est portée à la lutte contre l'hypothermie : température de la salle, isolation du sol, couvertures, lampes chauffantes si besoin. En cas de doute, une mesure de la température rectale est réalisée.
Choix des espèces
L’espèce animale choisie est définie dans les textes de référence. Les produits de petite taille/miniaturisés seront testés préférentiellement chez les rongeurs ou le lapin. Les produits de taille importante seront préférentiellement testés chez le porc ou les ovins/caprins. Lorsque plusieurs espèces répondent aux critères, le choix est arbitré par la durée de l’essai (le long terme: espèces à longue durée de vie). Le stade de développement est exprimé en âge ou en poids. Dans la plupart des cas, l’utilisation d’animaux adultes est recommandée. Le stade de développement est pertinemment sélectionné en fonction de l'utilisation clinique du produit ou de sa taille par exemple. En l’absence d’exigence particulière, l’utilisation d’animaux au stade adulte est privilégiée. Cas particulier des porcs domestiques : étant donné les conditions d’hébergement, le comportement social et la manipulation des animaux, l’utilisation de porcs domestiques en croissance (âgés d’au moins 8 semaines) est la plus appropriée dans ce projet.
Evaluation de polymères à visée thérapeutique dans un contexte de chirurgie abdominale chez le rat.
- Recherche appliquée
- Troubles gastrointestinaux
Opérés de l'abdomen pendant 45 minutes sous anesthésie, avec création de lésions dans la paroi, implantation d'un polymère de réparation puis pesées quotidiennes pendant trois jours, 832 rats vont être utilisés dans ce projet. Quarante d'entre eux sont tués sans reprise de conscience à l'issue de la chirurgie, les autres relèvent d'une souffrance modérée, avec léthargie, douleurs abdominales, perte de poids et inflammation locale provoquée par le dispositif. L'objet est de valider des colles et implants censés remplacer les sutures dans le traitement des hernies, avec une réduction des douleurs postopératoires annoncée au conditionnel pour les patients. Le porteur affirme que le rat est ici "indispensable" parce que les tests hors animaux ne miment pas les propriétés des organes entiers, et tous les rats sont tués pour des analyses post-mortem.
Objectifs
La réparation tissulaire conventionnelle par chirurgie implique l’utilisation de sutures, d’agrafes ou autres techniques utilisant des points d’ancrage qui induisent un traumatisme supplémentaire au tissu. Ces techniques peuvent engendrer une inflammation et de la fibrose à l’origine d’effets délétères sur la réparation des tissus et sur la qualité de vie du patient. Ces techniques constituent pourtant, faute d’alternatives satisfaisantes, les méthodes de référence pour la réparation chirurgicale des tissus. Notre objectif est de développer des systèmes de réparation atraumatiques sans suture qui pourront être utilisés dans la réparation de tissus. Des dispositifs sous forme d’implants et de colles chirurgicales ont été développés pour différentes applications clinique dont le traitement de la hernie. La hernie correspond à la formation d’une grosseur de la paroi abdominale et apparait lorsqu’un organe ou une partie d’un tissu sort de l’endroit où il est normalement maintenu et passe à travers un point faible de la paroi musculaire ou du tissu qui le retient. La hernie touche environ 32.5 millions de personnes dans le monde soit 0.4 pourcent de la population. Elle peut être associée à une sensation de gêne, de la douleur ou des troubles digestifs. En clinique, la hernie est traitée par chirurgie utilisant une prothèse souple (maille synthétique) pour renforcer la paroi au niveau de la zone de faiblesse, fixée à l’aide de sutures. Le but de ce projet est de valider in vivo les performances de nos systèmes de réparation atraumatiques dans un contexte de chirurgie abdominale chez le rat.
Bénéfices attendus
Notre objectif est de proposer une alternative atraumatique à la technique conventionnelle pour le traitement chirurgical des hernies. Elle permettrait une réduction des douleurs post-opératoires aigues ou chroniques chez le patient. Elle permettrait également une réduction de la durée de la chirurgie et une fixation plus homogène de la prothèse au tissu.
Procédures
Tous les animaux seront soumis à une unique chirurgie abdominale de 45min avec ou sans lésions crées dans la paroi abdominale. La chirurgie est effectuée sous anesthésie générale et locale associée à une prise en charge de la douleur pré et postopératoire le cas échéant (une partie des animaux sera euthanasiée à l’issue de la chirurgie, sans réveil). Pendant la procédure, les animaux anesthésiés recevront une injection de réhydratation.
Impact sur les animaux
La procédure nécessite un geste chirurgical réalisé sous anesthésie générale. L’anesthésie est associée à un faible risque d’hypothermie et peut engendrer des modifications de la fonction respiratoire ou du rythme cardiaque. La procédure va engendrer une léthargie et des douleurs abdominales transitoires pouvant être à l’origine d’une perte de poids post-opératoire. Les injections peuvent entraîner un léger stress et une légère douleur au point d’injection au moment de l’introduction de l’aiguille. La préhension répétée des animaux pendant la période de suivi peut engendrer un stress. Le dispositif médical peut engendrer une inflammation limitée et réversible in vivo.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés par une méthode règlementaire en fin de procédure pour des analyses post-mortem destinées à évaluer l’efficacité de nos systèmes de réparation atraumatiques dans un contexte de chirurgie abdominale.
Remplacement
De nombreux tests ont été réalisés ex vivo et in vitro pour obtenir un maximum de données préliminaires et sélectionner les polymères les plus prometteurs pour une utilisation in vivo. Malheureusement, ces études ne peuvent pas suffire car ces modèles ne permettent pas de mimer les propriétés biologiques et mécaniques des organes entiers. L’utilisation du rat est donc ici indispensable pour obtenir des données dans un contexte physiologique (régénération tissulaire, tolérance)
Réduction
Au maximum, 832 rats seront intégrés dans l’étude. Nos dispositifs ont subi une batterie de tests préalables. Seuls les polymères les plus prometteurs ont été sélectionnés pour un passage sur l’animal ce qui permet de réduire le nombre d’animaux utilisés. Au cours de l’étude les résultats intermédiaires seront analysés et pourront permettre d’écarter d’autres polymères. En effet, les procédures sont dépendantes les unes des autres et seuls les polymères ayant démontré des performances satisfaisantes seront intégrés dans la totalité des procédures. La taille des groupes expérimentaux a été définie à l’aide d’un test statistique adapté de façon à obtenir des résultats statistiquement exploitables tout en utilisant le moins d’animaux possible (4 à 12 animaux par groupe). Les résultats seront également analysés par un test statistique adapté.
Raffinement
Les rats seront hébergés en cages individuellement ventilées (2 rats par cage), en milieu enrichi par des tunnels et des balles en bois et aliments à volonté. La température et l’hygrométrie seront contrôlées. Les animaux sont surveillés quotidiennement par le personnel qualifié de l’animalerie. Une période d’acclimatation minimale de 5 jours sera respectée entre l’arrivée des animaux et le début de la procédure pour leur permettre de s’acclimater à leur nouvel environnement et ainsi de limiter leur stress. Une étape de socialisation sera mise en place pour habituer les rats à la préhension et réduire leur stress avant la procédure. Les gestes expérimentaux seront pratiqués par du personnel qualifié avec une anesthésie et une analgésie adaptée à la nature et à la durée du geste. Une pesée des animaux sera réalisée avant la chirurgie puis 1 fois par jour pendant 3 jours après la chirurgie pour évaluer la récupération de l’animal puis 1 fois par semaine. Un complément gélifié et ou des granules humidifiées seront déposés directement dans le fond de la cage pour faciliter la prise alimentaire (1 pot par cage). Des graines de tournesol seront également ajoutées à l’alimentation usuelle pour diversifier l’enrichissement. Les animaux seront suivis quotidiennement et pesés 1 fois par semaine. Une grille de score va nous permettre d’évaluer de façon objective l’état de l’animal et de prendre les mesures adéquates pour arrêter immédiatement sa souffrance par la mise en place de points limites. Le scoring sera effectué 1 fois par semaine et servira de support au suivi quotidien des animaux tout au long de l’étude. Des étiquettes de suivi indiquant les actes effectués sur les animaux sont apposées sur les cages pour permettre une surveillance adaptée des animaux.
Choix des espèces
L’utilisation du rat comme modèle expérimental présente plusieurs avantages déterminants. Sa taille intermédiaire en fait un choix optimal : elle permet de manipuler de faibles quantités de polymères, contrairement à des espèces plus grandes comme le porc ou la brebis, tout en offrant une surface chirurgicale plus adaptée et précise que celle de la souris. Par ailleurs, les rats sont des modèles de référence en chirurgie expérimentale, largement validés dans la recherche biomédicale. Enfin, la forte similarité entre la composition de la matrice extracellulaire des rongeurs et celle de l’humain renforce leur pertinence pour des études translationnelles. Les animaux qui seront utilisés auront entre 6 et 12 semaines au début de l’étude (une période d’acclimatation minimale de 5 jours sera respectée avant le début des expérimentations). Ils seront donc adultes et arrivés à maturité sexuelle. De plus, les animaux seront jeunes et auront donc une plus forte chance de ne pas développer des maladies liées au vieillissement.
Étude du nouveau traitement anti-stress post-traumatique chez le rat
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
- Système nerveux
Soumis à des chocs électriques inévitables de 1 mA pendant quatre secondes, 205 rats Wistar vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Ils reçoivent ensuite une à deux injections de composés psychotropes sur animal vigile, puis passent le test du champ ouvert, le test de reconnaissance d'objet et un enregistrement de vocalisations ultrasonores, cinq à sept minutes par session. Le projet cherche deux molécules capables de favoriser la récupération après un traumatisme psychologique, piste rattachée aux substances à faible dose associées à une psychothérapie chez l'humain. Le porteur qualifie ce stress de modéré à intense mais sans séquelle physique, et rattache la mise à mort de tous les rats aux neuro-adaptations provoquées par les traitements, qui interdisent de les réutiliser.
Objectifs
Le trouble de stress post-traumatique est une réponse anormale à un traumatisme, qui touche une part importante de la population. Dans de nombreux cas, ce trouble est associé à d'autres pathologies psychiatriques, comme la dépression, ce qui complique sa prise en charge. Il est souvent décrit comme un dysfonctionnement de la mémoire, où le souvenir du traumatisme reste envahissant au lieu de s’atténuer naturellement. Les traitements actuels, notamment les antidépresseurs classiques, restent souvent peu efficaces, en particulier chez les patients souffrant de comorbidité. Face à ces limites, de nouvelles approches thérapeutiques sont explorées. Certaines substances agissant sur la plasticité cérébrale ont montré des effets prometteurs sur les symptômes du trouble de stress post-traumatique et de la dépression associée, notamment lorsqu’elles sont utilisées à faibles doses et en complément d’un accompagnement psychothérapeutique. Dans ce contexte, notre projet vise à étudier deux composés innovants susceptibles de favoriser la récupération après un traumatisme psychologique, sans provoquer d'effets indésirables majeurs. Nous utiliserons un modèle animal de trouble de stress post-traumatique afin de mieux comprendre les mécanismes en jeu et d’évaluer l’efficacité de ces composés.
Bénéfices attendus
Le trouble de stress post-traumatique est une réponse pathologique à un traumatisme, qui touche une part importante de la population. Dans la majorité des cas, il est associé à d’autres troubles psychiatriques, notamment la dépression, ce qui aggrave le pronostic et rend la prise en charge plus difficile. Ce trouble est souvent lié à un dysfonctionnement de la mémoire : le souvenir du traumatisme reste intense et persistant, au lieu de s’atténuer avec le temps. Les traitements actuels, principalement les antidépresseurs, ne sont pas toujours efficaces, en particulier chez les patients présentant une dépression comorbide. Cela souligne l’importance de développer de nouvelles approches thérapeutiques. Certaines substances capables de stimuler la plasticité cérébrale ont montré des effets encourageants sur les symptômes résistants du trouble de stress post-traumatique et de la dépression associée, notamment lorsqu’elles sont utilisées à faibles doses et en complément d’une prise en charge psychothérapeutique. Notre projet vise à évaluer d’un composé innovant susceptible de favoriser la récupération après un traumatisme, en agissant sur les mécanismes de plasticité neuronale, sans provoquer d’effets secondaires majeurs. Nous utiliserons pour cela un modèle animal de trouble de stress post-traumatique, afin d’étudier leur efficacité et de mieux comprendre leur mode d’action. Les résultats seront également comparés à ceux obtenus avec un traitement de référence.
Procédures
Les rats seront tout d’abord exposés, ou non selon le groupe expérimental, à une session de stimuli inévitables, de faible intensité, destinés à induire un stress dans le cadre d’un modèle validé de trouble de stress post-traumatique. Cette session constitue l’étape de conditionnement au stress. Par la suite, les animaux recevront des injections de substances actives par voie intra-péritonéale et/ou sous-cutanée. Ces administrations seront réalisées sur des animaux vigiles (non anesthésiés), dans des conditions de contention manuelle douce. Chaque injection impliquera une contention brève, d’une durée estimée entre 10 et 20 secondes. Selon le groupe, les animaux recevront une à deux injections, à des temps définis (par exemple : immédiatement après le stress, ou après un délai de 24 à 48 h dans le cadre de l’évaluation d’un effet différé). Enfin, les animaux effectueront des tests comportementaux : a) le test du champ ouvert avec une durée de session de 5 minutes, b) le test de la reconnaissance d’objet avec une durée de session de 5 minutes, 3) le test de vocalisations ultrasonores avec une durée de session de 7 minutes. L’ensemble de ces interventions est conçu pour limiter le stress additionnel et garantir des conditions d’expérimentation reproductibles, tout en respectant le bien-être animal. Un suivi quotidien sera effectué afin de surveiller l’état de santé des animaux après chaque manipulation.
Impact sur les animaux
Les animaux seront soumis à plusieurs interventions selon les groupes expérimentaux, chacune étant associée à un niveau de nuisance spécifique : Stimuli inévitables : Tous les rats recevront une série de stimuli électriques brefs (1 mA, 4 sec) dans le cadre du protocole de stress. Cette procédure entraîne un stress modéré à intense, de courte durée, sans séquelle physique. Injections per os, intra-péritonéales et/ou sous-cutanées : Tous les animaux recevront une à deux injections, nécessitant une contention manuelle douce d’environ 10 à 20 secondes. Ces injections induisent une douleur légère et transitoire liée à la piqûre. Administration de substances psychotropes : Certains rats recevront des composés ayant un effet sur le système nerveux central. Cela peut entraîner un inconfort passager, observé par des comportements typiques comme la sédation, sans conséquence durable. Tests comportementaux (champ ouvert, reconnaissance d’objet, vocalisations ultrasonores) : Ces épreuves consistent à placer les animaux dans des environnements nouveaux. Elles induisent une légère anxiété transitoire, sans manipulation douloureuse ni contrainte physique. Toutes ces interventions seront réalisées dans le respect du bien-être animal, avec une surveillance quotidienne et des critères d’arrêt prédéfinis si une souffrance est détectée.
Devenir
La totalité des animaux seront mis à mort car l'administration des médicaments créant des neuro-adaptations, les animaux ne peuvent pas être réutilisés.
Remplacement
L’objectif de ce projet est de développer de nouveaux médicaments contre le trouble de stress post-traumatique destinés à un usage chez l’humain. L’étude préclinique doit donc inclure une administration chez l’animal entier, d’autant plus que les effets comportementaux de ces composés ne peuvent être évalués que chez un animal vigile. Des approches in vitro sont déjà mises en œuvre au laboratoire (évaluation de la neurogenèse, de la synaptogenèse, et électrophysiologie in vitro). Toutefois, le recours à des modèles complexes, c’est-à-dire à des animaux vivants, demeure indispensable pour analyser les réponses antidépressives induites par de nouvelles stratégies thérapeutiques.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans ce projet a été défini avec soin afin de concilier la qualité scientifique des résultats et la réduction du nombre d’animaux. Les groupes expérimentaux sont constitués de 10 rats chacun (sauf le groupe contrôle). Cet effectif repose sur l’expérience acquise dans nos travaux antérieurs ainsi que sur les données disponibles dans la littérature pour ce type de modèle, en tenant compte de la variabilité attendue des paramètres étudiés. Ce choix est conforme aux recommandations méthodologiques généralement admises pour garantir une puissance statistique suffisante, tout en limitant le nombre d’animaux au strict minimum nécessaire, conformément au principe de réduction.
Raffinement
Des mesures de raffinement seront mises en œuvre afin de limiter au maximum la douleur, le stress et l’inconfort des animaux tout au long du projet. Chaque cage sera équipée d’un enrichissement environnemental standard comprenant un matériau de nidification végétal à base de fibres de coton, un abri opaque de type igloo et un bâtonnet en bois à ronger, afin de favoriser les comportements naturels et réduire le stress. En cas de difficulté alimentaire, notamment à la suite de procédures stressantes ou de traitements susceptibles d’entraîner une diminution transitoire de l’appétit, une alimentation de substitution facilement accessible sera proposée directement dans la cage. Les animaux feront l’objet d’une observation quotidienne, avec une attention particulière portée à l’état général, à l’apparence physique externe et aux comportements. Une grille de score clinique et comportementale sera utilisée afin d’évaluer objectivement le niveau de souffrance. Des points limites, définis à l’avance, permettront une intervention rapide (adaptation des conditions de prise en charge, traitement antalgique ou arrêt de la procédure) afin d’éviter toute souffrance inutile. En cas de douleur ou d’altération de l’état général, l’animal sera examiné par le vétérinaire référent et un traitement antalgique approprié sera mis en place. Si l’état de l’animal l’exige ou si les points limites sont atteints, une euthanasie sera pratiquée selon une méthode associant une anesthésie générale profonde suivie de l’administration d’un produit euthanasique, garantissant une perte de conscience rapide et l’absence de souffrance.
Choix des espèces
Les rongeurs sont des modèles particulièrement pertinents en biologie psychiatrique grâce à la forte conservation des circuits neuronaux régulant émotions, stress et mémoire entre ces espèces et l’humain. Les principaux systèmes de neurotransmission et les mécanismes de plasticité synaptique liés aux troubles psychiatriques sont largement partagés, permettant une transposition fiable des résultats. Le rat possède des capacités comportementales et cognitives bien caractérisées, ce qui permet d’évaluer finement l’anxiété, la peur conditionnée, la mémoire émotionnelle et les réponses au stress. L’existence de paradigmes expérimentaux validés assure la comparabilité et la reproductibilité des données. Les rats Wistar sont privilégiés pour leur sensibilité aux épreuves émotionnelles. Lors du paradigme de stimuli inévitables, ils émettent davantage de vocalisations ultrasonores à 22 kHz que les Sprague-Dawley, reflétant une réponse émotionnelle plus marquée, ce qui les rend particulièrement adaptés pour l’étude des altérations affectives et l’évaluation des traitements. Des animaux adultes seront utilisés, en cohérence avec la réalité clinique, puisque les antidépresseurs et les anxiolytiques sont majoritairement prescrits chez l’adulte humain. Les expérimentations débuteront avec des rats âgés de 8 semaines.
Réponses immunitaires systémiques à la dystrophie musculaire de Duchenne.
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
Les animaux utilisés portent la mutation responsable de la dystrophie musculaire de Duchenne, pris à 1,5 mois et à 6 mois pour couvrir un stade précoce et un stade tardif de la maladie. 180 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue pour des analyses histologiques et moléculaires, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Ils reçoivent une injection abdominale de molécules activant le système immunitaire, quatre injections hebdomadaires d'un médicament contre le stress et quatre ponctions sanguines réparties sur 21 jours. Les nuisances décrites se limitent à de la fatigue, de la fièvre, un malaise léger à la piqûre et une douleur au point de prélèvement, sans rien qui explique le classement en gravité sévère, et l'espèce n'est jamais nommée autrement que comme "un mammifère appartenant à la même classe que l'être humain".
Objectifs
La dystrophie musculaire de Duchenne (DMD) est causée par une anomalie génétique, que génère l’absence d’une protéine essentielle pour le fonctionnement du muscle. Lors de l'usure normale, les muscles atteints de DMD se réparent mal et diminuent progressivement de volume et de force. Le système immunitaire détecte la présence de composants musculaires endommagés et généralement les élimine. Cependant, dans la DMD, ces composants persistent anormalement. Cette étude vise à comprendre l'impact à long terme de cette persistance sur la réponse immunitaire. Nous utilisons un modèle animal, porteur de la même anomalie génétique que celle responsable de la DMD, comme substitut aux patients atteints de cette maladie. Le modèle animal utilisé dans cette étude a montré une diminution de certains types d'anticorps (protéines produites par le système immunitaire qui reconnaissent et neutralisent les substances étrangères) dans le sang. Afin de comprendre les causes de ce phénomène, nous souhaiterions administrer aux animaux, des molécules activatrices du système immunitaire pour étudier en détail comment le processus de production d'anticorps en réponse à ces molécules diffère entre les animaux atteints de DMD et les animaux sains.
Bénéfices attendus
Cette étude sera importante pour les patients atteints de DMD pour plusieurs raisons. Elle pourrait donner les outils pour améliorer les stratégies médicales pour le traitement de la maladie, reconnaissables par le système immunitaire pour corriger les anomalies génétiques. De plus, les résultats de cette étude contribueront à l'élaboration de meilleures recommandations vaccinales pour les patients atteints de DMD.
Procédures
Dans ce projet, tous les animaux recevront : - une injection dans la zone abdominale avec des molécules activatrices du système immunitaire (moins de 1 minute par injection). - quatre injections avec une médicament pour réduire le stress (une fois par semaine reparties en 21 jours, moins de 1 minute par injection). - quatre ponctions pour prélèvement sanguin (une fois par semaine reparties en 21 jours, environ de 1 minute chaque fois).
Impact sur les animaux
La vaccination peut provoquer un léger inconfort dans les jours qui suivent, notamment de la fatigue et de la fièvre. L’injection elle-même peut générer un malaise léger en raison de la piqûre, ainsi que le stress généré par la contention. De plus, des prélèvements sanguins peuvent engendrer un certain inconfort chez les animaux, notamment une douleur au point de prélèvement sanguin.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort pour récupérer les prélèvements nécessaires aux analyses histologiques et moléculaires.
Remplacement
Dans cette étude, nous utilisons un modèle animal présentant la même anomalie génétique que les patients atteints de dystrophie musculaire de Duchenne (DMD). Ceci nous permet de simuler plus précisément les processus biologiques complexes entre les différents composants de l'organisme, à l'origine de la maladie. Il est impossible de simuler cela sans utiliser un modèle animal.
Réduction
Grâce aux données de nos expériences précédentes, nous avons pu calculer le nombre minimal d'animaux nécessaires à cette étude pour obtenir des données concluantes et fiables. Ceci nous permet de limiter la souffrance animale. Une phase pilote à plus petite échelle, avec un nombre réduit d'animaux, sera menée au préalable afin de vérifier l'adéquation du protocole expérimental à la collecte de données. Cela évite tout gaspillage de vie animale si le protocole s'avère inadéquat pour l'obtention de données concluantes et fiables. Enfin, un maximum de données et d'observations sera collecté lors des expériences afin d'éviter de les répéter ultérieurement.
Raffinement
Les animaux sont habitués dès leur plus jeune âge à être manipulés en douceur très régulièrement. Les animaux sont hébergés à deux ou plus et le milieu est enrichi. La douleur est prise en charge tout au long des procédures, y compris de manière préventive avant les traitements, grâce à l’utilisation de molécules destinées à la sédation et anti-douleur. Afin d’anticiper tout signe de douleur, des critères de suivi du bien-être ont été établis et sont évalués quotidiennement en observant individuellement les animaux, week-ends et jours fériés inclus. Ces critères portent sur l’aspect général des animaux (pelage et yeux), leur comportement (mobilité) et l’état général de l’animal (masse corporelle). En cas de signes de douleur, des mesures sont prises : surveillance renforcée (biquotidienne) et mesures médicamenteuses visant à atténuer ou supprimer la douleur.
Choix des espèces
L’espèce choisie est un mammifère appartenant à la même classe que l'être humain. Cette proximité évolutive en fait un modèle apprécié. Il partage de nombreux aspects anatomiques et physiologiques avec l’humain, notamment pour la constitution et le fonctionnement des organes ainsi que les processus métaboliques. Les récents outils génétiques ont permis d'en faire un modèle de choix pour l'analyse des troubles musculaires. Ce modèle animal mime ce type de maladies humaines de manière très fidèle et il est un excellent complément aux autres modèles. Nous utilisons notamment des animaux âgés de 1,5 et 6 mois, car ces âges correspondent respectivement aux stades précoce et tardif de la dystrophie musculaire de Duchenne (DMD). Grâce à eux, nous pourrons comparer les réponses du système immunitaire entre ces deux stades de la maladie.
Superovulation de rongeurs de laboratoires
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
Rats : 2500
Hamsters dorés : 1000
Deux injections intrapéritonéales espacées de 46 à 52 heures, trente secondes chacune : 68 500 rongeuses vont être utilisées de cette manière, 65 000 souris, 2 500 rates et 1 000 hamsters dorés, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Une partie sera tuée pour prélever ovocytes et embryons, une autre expédiée vivante vers des laboratoires de recherche. Les femelles sont injectées avant leur maturité sexuelle, ce qui garantit selon le porteur une réponse de 100 %, contre 0 à 100 % chez des femelles adultes. Il présente cette production massive d'ovocytes comme un moyen de réduire le nombre de femelles utilisées, sans jamais rapporter ce chiffre de 68 500 à ce qu'exigerait une reproduction ordinaire.
Objectifs
La superovulation des rongeurs de laboratoire permet d’augmenter le nombre d’ovules fécondables produits par une femelle. Cette méthode est utilisée pour obtenir plus d’embryons en une seule fois. L’objectif de ce projet est donc d'obtenir plus d'ovules fécondables et d'embryons tout en réduisant le nombre de femelles nécessaires. La superovulation permet d'assurer la cryoconservation ou la reproduction assistées de modèles de rongeurs de laboratoires visant à sauvergarder ou à produire des animaux expérimentaux d'intérêts.
Bénéfices attendus
La superovulation permet de réduire le nombre de femelles nécessaires pour une production d'oeufs fécondables et d'embryons. Moins d'animaux seront nécesssaires pour produire un lot de qualité, dans des délais raccourcis, et avec un haut statut sanitaire. A terme, les embryons obtenus contribueront à développer des modèles indispensables pour comprendre certaines maladies, tester des traitements innovants ou perfectionner des techniques de reproduction.
Procédures
Les animaux seront soumis à 2 injections, avec un intervalle de 46 à 52h entre les 2 injections. La durée maximale de l'injection sera de 30 secondes.
Impact sur les animaux
Une douleur légère peut être induite lors de l'introduction de l'aiguille en intra péritonéale puis lors de l'injection du produit
Devenir
Les femelles seront soient mise à mort pour prélevement d'ovocytes ou d'embryons, soient gardés en vie pour envoi à des laboratoires de recherche.
Remplacement
Les projets expérimentaux comportent classiquement une phase d'étude initiale in vitro qui permettent une sélection initiale des propriétés pharmacologiques et qui permettent de valider certaines hypothèses permettant l'obtention de données préliminaires et complémentaires. Les modèles murins utilisés ne peuvent pas être remplacés par des méthodes alternatives car une deuxième étape d'étude nécessite de consolider les résultats in vitro et valider ses hypothèses sur un modèle in vivo. Le projet actuel ne peut pas être envisagé sans étape in vivo donc sans modèle animal.
Réduction
Les protocoles sont réalisés en fonction des besoins expérimentaux exprimés par les chercheurs. Le nombre d’animaux est calculé de manière à en utiliser le minimum possible permettant l’obtention des résultats attendus. Par ailleurs, notre savoir-faire et nos données historiques permettent d’utiliser le minimum d’animaux avec une optimisation de rendement pour des résultats robustes et reproductibles
Raffinement
Les injections seront réalisées par du personnel formé. Toute atteinte d’un des points limites déterminés pour ce projet amènera la mise à mort de l'animal. Une attention particulière est apportée aux barrières sanitaires et aux contrôles sanitaires permettant de garantir le statut sanitaire nécessaire au maintien en bonne santé des animaux.
Choix des espèces
L’espèce choisie comme le fond génétique est lié aux caractéristique du modèle étudié. Les souris, rats et hamsters sont les espèces les plus utilisées en recherche biomédicale et reproductive. Aucun modèle alternatif (in vitro ou in silico) ne permet actuellement de reproduire fidèlement ces processus. Les femelles sont injectées de préférence avant leur maturité sexuelle, soit avant 6 semaines pour les 3 espèces indiquées. Ceci permet une réponse au traitement maximale (100%) contrairement à la superovulation d'indivus femelles sexuellement matures dont la phase du cycle oestral peut faire varier celle dernière de 0 à 100%
Superovulation de rongeurs de laboratoires
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
Rats : 1500
Hamsters dorés : 2500
104 000 femelles, 100 000 souris, 2 500 hamsters dorés et 1 500 rates, vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Elles reçoivent deux injections intrapéritonéales espacées de 46 à 52 heures pour déclencher une ovulation multiple, avant leur maturité sexuelle afin d'obtenir une réponse de 100 %. Le porteur présente cette superovulation comme un moyen de réduire le nombre de femelles "nécessaires" à la production d'embryons, et annonce des modèles "indispensables" pour comprendre des maladies et perfectionner les techniques de reproduction. Une partie de ces femelles est tuée pour prélever ovocytes et embryons, l'autre expédiée vivante à des laboratoires de recherche.
Objectifs
La superovulation des rongeurs de laboratoire permet d’augmenter le nombre d’ovules fécondables produits par une femelle. Cette méthode est utilisée pour obtenir plus d’embryons en une seule fois. L’objectif de ce projet est donc d'obtenir plus d'ovules fécondables et d'embryons tout en réduisant le nombre de femelles nécessaires. La superovulation permet d'assurer la cryoconservation ou la reproduction assistées de modèles de rongeurs de laboratoires visant à sauvergarder ou à produire des animaux expérimentaux d'intérêts.
Bénéfices attendus
La superovulation permet de réduire le nombre de femelles nécessaires pour une production d'oeufs fécondables et d'embryons. Moins d'animaux seront nécesssaires pour produire un lot de qualité, dans des délais raccourcis, et avec un haut statut sanitaire. A terme, les embryons obtenus contribueront à développer des modèles indispensables pour comprendre certaines maladies, tester des traitements innovants ou perfectionner des techniques de reproduction.
Procédures
Les animaux seront soumis à 2 injections, avec un intervalle de 46 à 52h entre les 2 injections. La durée maximale d'une injection sera de 30 secondes.
Impact sur les animaux
Une douleur légère peut être induite lors de l'introduction de l'aiguille en intra péritonéale puis lors de l'injection du produit.
Devenir
Les femelles seront soient mise à mort pour prélevement d'ovocytes ou d'embryons, soient gardés en vie pour envoi à des laboratoires de recherche.
Remplacement
Les projets expérimentaux comportent classiquement une phase d'étude initiale in vitro qui permettent une sélection initiale des propriétés pharmacologiques et qui permettent de valider certaines hypothèses permettant l'obtention de données préliminaires et complémentaires. Les modèles murins utilisés ne peuvent pas être remplacés par des méthodes alternatives car une deuxième étape d'étude nécessite de consolider les résultats in vitro et valider ses hypothèses sur un modèle in vivo. Le projet actuel ne peut pas être envisagé sans étape in vivo donc sans modèle animal.
Réduction
Les protocoles sont réalisés en fonction des besoins expérimentaux exprimés par les chercheurs. Le nombre d’animaux est calculé de manière à en utiliser le minimum possible permettant l’obtention des résultats attendus. Par ailleurs, notre savoir-faire et nos données historiques permettent d’utiliser le minimum d’animaux avec une optimisation de rendement pour des résultats robustes et reproductibles.
Raffinement
Les injections seront réalisées par du personnel formé. Toute atteinte d’un des points limites déterminés pour ce projet amènera la mise à mort de l'animal. Une attention particulière est apportée aux barrières sanitaires et aux contrôles sanitaires permettant de garantir le statut sanitaire nécessaire au maintien en bonne santé des animaux.
Choix des espèces
L’espèce choisie comme le fond génétique est lié aux caractéristique du modèle étudié. Les souris, rats et hamsters sont les espèces les plus utilisées en recherche biomédicale et reproductive. Aucun modèle alternatif (in vitro ou in silico) ne permet actuellement de reproduire fidèlement ces processus. Les femelles sont injectées de préférence avant leur maturité sexuelle, soit avant 6 semaines d'âge pour les 3 espèces indiquées. Ceci permet une réponse au traitement maximale (100%) contrairement à la superovulation d'indivus femelles sexuellement matures dont les phases du cycle oestral peuvent faire varier cette réponse de 0 à 100%.
L’implantation sous-cutanée chez le rat : un modèle pour évaluer la biocompatibilité de matériaux destinés à la régénération osseuse MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
Huit échantillons de matériau implantés sous la peau du dos d'un même animal, en une chirurgie de trente minutes : 20 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue pour les analyses histologiques. Une douleur modérée est annoncée après l'implantation, ainsi qu'un risque d'infection en cas de rejet du matériau ou de réouverture de la plaie. L'objet est de vérifier la biocompatibilité de membranes destinées à la régénération osseuse, avant une éventuelle mise sur le marché. Le rat est présenté comme la première étape de validation, le porteur annonçant qu'en cas de résultats satisfaisants une validation sur "gros animal" sera "nécessaire".
Objectifs
Les pertes de substances osseuses représentent un défi en chirurgie orale et orthopédique. En clinique, l'utilisation de greffe autologue est très répandue mais présente certains inconvénients (chirurgie additionnelle, morbidité du site donneur...). Ainsi, le développement de biomatériaux en régénération osseuse est indispensable pour pallier ces limitations. Pour évaluer la biocompatibilité des biomatériaux étudiés, nous souhaiterions avoir recours à un modèle animal déjà développé et maîtrisé au sein de notre unité. Ce modèle est facile à mettre en œuvre et reproductible. Le modèle sous-cutané chez le rat adulte réalisé au niveau dorsal est le modèle choisi afin d’évaluer la bicompatibilité des biomatériaux implantés.
Bénéfices attendus
Ce projet permettrait le développement de nouveaux dispositifs médicaux (membranes pour la régénération osseuse guidée) dans le domaine de l'ingénierie tissulaire osseuse dans la perspective d’une utilisation en clinique.
Procédures
Les animaux auront une chirurgie cutanée au niveau dorsal (implantation sous-cutanée de conditions expérimentales). L’intervention a lieu une seule fois et dure environ 30 mn par animal.
Impact sur les animaux
L'implantation en site sous-cutané peut entraîner une douleur modérée. Des complications post-opératoires sont à envisager : infection, notamment en cas de rejet du matériel implanté, ou réouverture de la plaie.
Devenir
Après l'implantation, les animaux de chaque lot correspondant à un temps expérimental donné seront mis à mort à l’issu du temps expérimental. Des analyses histologiques seront ensuite réalisées sur ces animaux.
Remplacement
La cytotoxicité des matériaux utilisés aura au préalable était évaluée in vitro selon les recommandations de la norme NF EN ISO 10993. En suivant, les produits destinés à être implantés chez l'humain doivent nécessairement être testés chez l'animal avant les essais cliniques. Les matériaux doivent être d'abord testés dans modèle de rat, et si les résultats obtenus sont satisfaisants, d'autres essais seront envisagés permettant de valider tous les aspects nécessaires à une future application chez l'Homme. Ces différentes phases ne peuvent être remplacées actuellement dans le processus de validation d'un nouveau dispositif médical.
Réduction
Ne seront testés in vivo que les matériaux ayant démontré une absence de cytotoxicité in vitro , et une seule lignée de rats sera utilisée. De plus, afin de réduire le nombre de rat, 8 échantillons seront implantés par animal. Enfin, la même lignée de rats que celle déjà utilisée au sein de notre unité est choisie, afin de diminuer le nombre de conditions à évaluer et d'éviter l'ajout de rats supplémentaires pour cette évaluation.
Raffinement
Pour réduire l’angoisse : une période d’adaptation d’une semaine sera respectée avant le début des expérimentations. Une cage après l’autre sera amenée à la salle de chirurgie, séparée de la zone d’hébergement des animaux pour éviter toutes sources de stress des animaux opérés et des animaux à opérer. Avant la chirurgie, les animaux recevront des analgésiques afin de prévenir toute douleur lors de l'opération. Ils seront ensuite anesthésiés dans une chambre à induction puis maintenue anesthésiés au masque avec de l'isoflurane. Après la chirurgie, chaque rat se réveille dans une cage à part pour éviter le contact avec des congénères non anesthésiés. Après le réveil complet, le rat sera réintégré à sa cage d’origine. Les animaux seront ensuite observés sur une semaine. Toutes les modifications de comportement et d’aspect seront consignées dans un fichier informatique par les personnes impliquées directement dans ce projet. Une grille de score basée sur des critères significatifs sera mise en place et des points limites adaptés seront utilisés. Un arbre décisionnel sera suivi pour déterminer la conduite à tenir, incluant la mise à mort en fonction de critères d'arrêt de souffrance définis. Un raffinement est également mis en place lors de l'hébergement : les animaux sont avec leurs congénères, en présence de litière en copeaux de peupliers AVEC ENRICHISSEMENT EN TUNNEL DE POLYPROPYLENE, ainsi que des bâtons à ronger qui sont régulièrement mis dans les cages.
Choix des espèces
Le Rat est une espèce adaptée à la première étape de validation chez l'animal de matériaux destinés au traitement des pertes osseuses. Le rat permet de valider la biocompatibilité du produit. De plus, il est utilisé dans de nombreuses études. En cas de résultats satisfaisant et supérieurs à ce qui est obtenu avec les produits de référence actuellement sur le marché, une validation chez le gros animal sera nécessaire. Des rats adultes de 9 à 10 semaines, d'un poids d'environ 350 g seront utilisés. En effet les animaux utilisés doivent avoir achevé leur développement et leur croissance.
Caractérisation Multimodale de Modèles Animaux par IRM
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Rats : 100
Immobilisés la tête maintenue dans un dispositif de contention, sous anesthésie gazeuse ou injectable pendant des séances allant jusqu'à deux heures et demie, 200 souris et 100 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Environ la moitié reçoit en plus un cathéter sous-cutané, dont le porteur reconnaît qu'il peut provoquer des douleurs. Le même document qualifie l'IRM de méthode "indolore et non invasive" et en fait un argument de réduction, alors que tous les animaux sont tués après la dernière séance pour que leur cerveau soit analysé ex vivo. L'effectif ne vient d'aucun calcul de puissance mais d'une prévision d'activité de plateforme, deux projets souris et un projet rat par an, deux groupes de dix animaux chacun.
Objectifs
En neurosciences, les études précliniques menées avec des modèles rongeurs sont souvent réalisées pour identifier des « signatures » - des biomarqueurs – des mécanismes cérébraux sains ou pathologiques pour envisager un transfert vers une recherche clinique. L’Imagerie par résonance magnétique (IRM) préclinique constitue un outil majeur pour l’étude des pathologies neurodéveloppementales, neurologiques et psychiatriques, car elle offre une exploration non invasive de multiples paramètres fonctionnels et anatomiques du cerveau des modèles étudiés. Il existe plusieurs modalités d’IRM, chacune ayant ses spécificités et permettant la caractérisation de paramètres précis mais restreints et une modalité utilisée seule ne permet souvent pas d’identifier un biomarqueur. Afin d’optimiser la découverte de biomarqueurs d’intérêt et de favoriser des translations vers la clinique à partir de modèles de pathologies cérébrales, nous proposons de combiner plusieurs modalités d’IRM – on parle d’IRM multimodale – pour offrir une vue d’ensemble détaillée et dynamique des processus biologiques au sein du cerveau d’un modèle rongeur : en multipliant les grilles de lecture, nous sommes capables, pour un modèle rongeur donné, d’évaluer la structure cérébrale, la connectivité fonctionnelle et les profils métaboliques. Nous pouvons ainsi identifier et comparer des biomarqueurs d’intérêt et suivre leur évolution longitudinale. Les modalités d’IRM utilisées dans ce protocole sont multiples et complémentaires : - IRM anatomique pour visualiser les structures cérébrales, offrant ainsi une vue détaillée de l’intégrité structurale du cerveau. - IRM fonctionnelle (IRMf) pour étudier l’activité neuronale et la connectivité fonctionnelle et ainsi obtenir des informations sur les réseaux neuronaux et leurs interactions en réponse à des stimuli. - Spectroscopie par résonance magnétique (MRS) pour étudier le métabolisme cérébral et donc comprendre les mécanismes sous-jacents aux maladies neurologiques et psychiatriques. - Imagerie par transfert de saturation d’échange chimique (CEST) pour détecter des biomarqueurs moléculaires spécifiques.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus de ce projet sont nombreux et couvrent plusieurs domaines de la recherche en neurosciences et en imagerie médicale. Nous pouvons identifier notamment : - L’amélioration de la compréhension des maladies neurologiques et psychiatriques. - L’identification de biomarqueurs. - Le suivi longitudinal des maladies. - L’optimisation des modèles animaux. - La translation vers l’imagerie clinique.
Procédures
Pendant les sessions d’IRM, un système de contention adapté sera employé pour assurer l’immobilisation des animaux indispensable à la qualité des acquisitions. les animaux seront placés sous anesthésie gazeuse . Chaque animal pourra subir de 1 à 4 séances d’imagerie selon le projet et le type de modèle : les modèles neurodéveloppementaux ou neurodégénératifs nécessitent généralement des suivis longitudinales, tandis que les autres projets prévoient une seule séance. Un intervalle d’au moins deux semaines sera respecté entre les séances pour limiter le stress. Pour les animaux destinés aux sessions d’IRM fonctionnelle un cathéter en sous-cutané sera placé pour l’administration d’un anesthésique ou d’un tranquillisant médicamenteux, l’anesthésie gazeuse n’étant pas adaptée à ce type d’examen. Cela concernera environ la moitié des animaux. Chaque session IRM n’excédera pas 2 heures et demi.
Impact sur les animaux
La pose d’un cathéter en sous-cutané pourra entraîner des douleurs. Le positionnement nécessaire pour l’imagerie peut être inconfortable. L’IRM peut induire un stress lié à la manipulation et à l'immobilisation prolongée sous anesthésie. L’examen lui-même n’est pas douloureux, mais la préparation et le maintien immobile de l’animal peuvent entraîner un léger stress. . Une anesthésie prolongée présente un risque d’hypothermie.
Devenir
A l’issue de la dernière session IRM, tous les animaux seront euthanasiés pour récupérer leur cerveau pour des études ex vivo indispensables pour confirmer la validité des biomarqueurs qui seront identifiés au cours de l’étude
Remplacement
L’utilisation de modèles animaux est indispensable pour comprendre les mécanismes physiopathologiques et tester de nouvelles approches thérapeutiques.
Réduction
L’application combinée d’imageries anatomiques, fonctionnelles et métaboliques permet une caractérisation plus complète que chaque technique isolée. Le recours à l’IRM multimodale contribue également à la réduction du nombre d’animaux utilisés, en multipliant les mesures obtenues sur un même individu. Nous avons déterminé le nombre d’animaux en fonction des nécessités d’effectifs pour réaliser des statistiques significatives. Cela a été possible grâce aux expériences réalisées précédemment sur les modèles de souris et de rat. L’IRM qui est une méthode indolore et non invasive, permet d’examiner de nombreux paramètres sur un même animal, réduisant ainsi considérablement le nombre d’animaux et d’expériences nécessaires pour obtenir ces informations. Dans le cadre du présent projet plateforme, chaque projet utilisateur accueilli comprend plusieurs groupes expérimentaux, par exemple des animaux modèles et des animaux contrôles, éventuellement différenciés par âge, sexe ou type de modification génétique. Sur une année, la plateforme prévoyoit d’accueillir environ deux projets impliquant la souris et un projet impliquant le rat, chacun comportant 2 groupes de 10 animaux. Sur cinq ans cela correspond à un maximum de 200 souris et 100 rats. En tenant compte des différents groupes expérimentaux ainsi que des acquisitions longitudinales prévues, ce nombre d’animaux est justifié. Il permet de couvrir l’ensemble des besoins liés aux conditions expérimentales, d’assurer la robustesse des résultats obtenus et de réduire au strict minimum le nombre d’animaux utilisés, tout en maximisant les informations recueillies pour chaque individu.
Raffinement
Raffinement Le raffinement repose sur des procédures rigoureuses, la formation du personnel, un suivi quotidien de l’état de santé des animaux, l’observation des signes cliniques et des points limites, ainsi que des soins post-anesthésiques adaptés. Anesthésie Avant chaque examen, les animaux seront anesthésiés par un opérateur qualifié afin d’éviter toute douleur ou stress. Selon le type de session, l’anesthésie sera réalisée sous forme gazeuse ou injectable. Pendant l’examen, les animaux resteront sous anesthésie et leur fréquence respiratoire sera surveillée en continu pour garantir leur sécurité. Chaque session d’IRM durera au maximum 2,5 heures. Après l’examen, les animaux seront surveillés jusqu’à leur réveil complet dans un environnement calme et chauffé. Immobilisation et réduction de l’inconfort Lors des séances d’IRM, la tête des animaux sera stabilisée à l’aide d’un dispositif de maintien adapté, afin d’éviter les mouvements pendant l’enregistrement des images. Pour limiter tout inconfort, une anesthésie locale sera appliquée avant la mise en place du dispositif. Maintien de la température corporelle Les animaux seront maintenus au chaud grâce à un tapis chauffant adapté, afin de prévenir toute hypothermie pendant la procédure.
Choix des espèces
Les fonctions cérébrales des rongeurs sont bien documentées, ce qui en fait des modèles de référence pour l’étude du cerveau. L’utilisation de rats et de souris adultes permet de reproduire plus fidèlement les mécanismes cérébraux observés chez l’adulte, notamment dans le cadre de modèles de pathologies neurologiques ou psychiatriques. Les expériences seront donc réalisées sur des souris adultes (18–35 g) et des rats adultes (150–250 g).