Rats

Tous tués en fin de protocole pour le prélèvement du cœur et des tissus, 488 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une hypertension leur est induite par une mini-pompe implantée sous la peau sous anesthésie générale, puis leur fonction cardiaque est suivie par deux échocardiographies. Dans certains groupes, une mort encéphalique est provoquée sous anesthésie profonde, avec des perturbations physiologiques importantes attendues en péri-mortem. L'objectif est d'élargir les critères de sélection des donneurs de greffons cardiaques humains, et le porteur affirme qu'aucun modèle in vitro ne reproduit l'interaction entre état hypertendu, conservation du greffon et reperfusion, ce qui rend selon lui le recours au rat "nécessaire".

Objectifs

La transplantation du cœur est souvent limitée par le nombre de cœurs disponibles. Pour pallier cette pénurie, les médecins utilisent parfois des cœurs dits « à risque », provenant de donneurs plus âgés ou ayant certaines maladies, comme l’hypertension artérielle. L’hypertension artérielle peut provoquer un épaississement de la paroi du cœur, rendant le tissu plus fragile lors de la transplantation. En effet, le cœur subit deux étapes critiques : le prélèvement, lorsqu’il est privé d’oxygène, et la réimplantation, lorsqu’il est à nouveau oxygéné. Ces phases peuvent provoquer des dommages aux cellules cardiaques, surtout si le cœur est déjà affaibli. Au niveau cellulaire, certaines protéines, comme YAP1, aident le cœur à résister au stress et à survivre aux contraintes. Des recherches récentes montrent que réguler cette protéine pourrait protéger les cellules cardiaques et améliorer le fonctionnement des cœurs transplantés.

Bénéfices attendus

Ce projet a pour objectif d’évaluer, dans un modèle préclinique de rat hypertendu représentant des cœurs à critères élargis, comment une conservation contrôlée à température modérée (15–20 °C pendant 20 h), associée à une modulation ciblée d’une voie de signalisation spécifique, peut préserver la structure et la fonction du muscle cardiaque. L’ambition est de limiter les dommages cellulaires et tissulaires provoqués par la privation temporaire de sang (ischémie) et son rétablissement oxygéné (reperfusion) lors de la transplantation. L’hypertension chronique rend le cœur particulièrement vulnérable à ces lésions, aggravant la dysfonction du greffon et réduisant à la fois sa durée et la qualité de conservation. Les bénéfices attendus comprennent : • L’identification de nouvelles stratégies pharmacologiques ou combinatoires capables d’améliorer la tolérance des greffons cardiaques aux contraintes de la transplantation ; • La limitation de la perte fonctionnelle après greffe ; • L’élargissement potentiel des critères de sélection des donneurs, augmentant ainsi le nombre de cœurs disponibles. Enfin, ces résultats pourraient servir de base pour l’optimisation des solutions de conservation et le développement de traitements ciblés pour les greffons à critères élargis. Cette approche combinée devrait, à terme, améliorer la qualité des greffons, réduire les complications liées à l’ischémie-reperfusion et renforcer les résultats cliniques des transplantations cardiaques.

Procédures

Le protocole s’étendra sur 4 semaines. Les animaux seront soumis à différentes interventions selon les groupes expérimentaux. L’hypertension artérielle sera induite par implantation sous-cutanée d’une mini-pompe, réalisée sous anesthésie générale (30–45 min). La fonction cardiaque sera suivie par deux échocardiographies non invasives (10–15 min), réalisées à 2 semaines d’intervalle sous anesthésie légère. Dans certains groupes, une mort encéphalique sera induite sous anesthésie générale profonde (30–60 min).

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus concernent principalement : - Induction de l’hypertension : inconfort local et douleur transitoire au site opératoire, avec une mortalité péri-opératoire faible mais possible, liée à des complications anesthésiques ou chirurgicales. - Examens échographiques : stress léger et de courte durée lors de l’induction et du réveil. - Induction de la mort encéphalique sous anesthésiée : des perturbations physiologiques importantes sont attendues en peri-mortem.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés en fin d’expérimentation afin de permettre la récupération des organes et tissus pour les analyses fonctionnelles, cellulaires et moléculaires. L’euthanasie sera réalisée sous anesthésie générale profonde, conformément aux recommandations vétérinaires et aux normes éthiques, garantissant l’absence de douleur ou de souffrance.

Remplacement

Avant de recourir au modèle animal, la solution et la température optimale de conservation ont été testées sur des modèles cellulaires dans notre laboratoire, avec des résultats concluants. Cependant, aucun modèle in vitro ou alternative non animale ne permet de reproduire l’interaction dynamique entre l’état hypertendu, la conservation du greffon et la reperfusion, incluant les réponses systémiques, cellulaires et mitochondriales. Le rat est donc choisi comme modèle car il permet de reproduire de manière fiable et contrôlée l’hypertension induite par infusion d’Angiotensine II, ainsi que la physiopathologie complexe de la mort encéphalique. Cette approche est nécessaire pour répondre aux objectifs précliniques du projet et garantir la pertinence translationnelle.

Réduction

Le nombre d’animaux par procédure a été calculé à l’aide d’un logiciel de statistiques afin de déterminer le plus précisément possible le nombre minimal d'animaux permettant d'obtenir des résultats statistiquement exploitables. Par ailleurs, les animaux de la première étape du projet seront intégrés aux groupes contrôles de la suite du projet. Le projet est organisé par étape de validation successives et seuls les paramètres optimaux sont appliqués d’une étape à l’autre.

Raffinement

Afin de prévenir toute douleur ou souffrance, les injections et prélèvements seront effectués sous prémédication analgésique associée à une anesthésie locale. Les examens échographiques seront réalisés sous anesthésie générale afin de garantir l’absence de stress ou d’inconfort. Les interventions chirurgicales seront menées sous anesthésie générale, précédée d’une prémédication analgésique administrée par voie sous-cutanée. Des points limites spécifiques et adaptés à chaque type de procédure ont été définis, afin de garantir une prise en charge rapide en cas de signes de douleur, de détresse ou de complication.

Choix des espèces

Le rat est utilisé car ses cœurs isolés perfusés ont été largement étudiés et les voies de signalisation ciblées dans cette étude sont conservées chez l’homme. Les jeunes adultes (250–450 g) permettent de reproduire les altérations cardiovasculaires observées chez les patients hypertendus, offrant un modèle pertinent pour évaluer l’effet de la modulation des voies étudiées sur la fonction cardiaque et l’intégrité du tissu après conservation et reperfusion.

Perfusés jusqu'à six heures par un cathéter implanté dans la veine saphène, ou gavés, 1 800 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils sont placés au préalable jusqu'à quinze minutes dans une enceinte à 38 degrés pour faciliter l'injection, et tous sont tués après un prélèvement sanguin terminal suivi d'une nécropsie. L'objet est de vérifier la tolérance de produits avant les études d'efficacité, en identifiant les doses qui provoquent apathie, prostration, convulsions, œdème sévère ou perte de poids d'au moins 20 %. Le dispositif d'accès vasculaire est présenté comme un progrès du raffinement parce qu'il évite six heures de contention en tunnel, alors qu'il permet précisément des perfusions de six heures.

Objectifs

Ce projet vise à évaluer la tolérabilité de produits administrés par voie orale et intraveineuse chez le rat, en administration aiguë et répétée. L'objectif est de déterminer les effets potentiels sur les paramètres cliniques, le comportement, la mortalité, et les organes cibles, afin de garantir la sécurité des composés avant leur développement.

Bénéfices attendus

Ce projet vise à sécuriser les études d’efficacité en amont, en évaluant la tolérabilité des produits testés chez le rat, en administration aiguë et répétée. Lors de ces études, il est essentiel de s’assurer que les doses administrées ne génèrent pas d’effets indésirables non anticipés. L’objectif est de mieux cibler les plages de doses à utiliser dans les protocoles d’efficacité, en identifiant les seuils de tolérance et les éventuelles toxicités liées à la formulation ou à la voie d’administration. Cette approche permet d’éviter l’exposition inutile des animaux à des doses potentiellement délétères, tout en garantissant la robustesse des résultats obtenus dans les études suivantes. Les données générées permettront également d’optimiser les plans expérimentaux, de réduire les risques d’échec liés à une mauvaise tolérabilité, et de renforcer la qualité des dossiers réglementaires associés au développement des produits. Justification scientifique et éthique de l’usage du VAB : L’utilisation du VAB permet une administration intraveineuse sans contention physique prolongée. En méthode traditionnelle, les animaux doivent être maintenus dans un tunnel de contention pendant au maximum 6 heures, ce qui génère un stress important. Ce stress est d’autant plus problématique dans les protocoles à administration répétée, où il serait réitéré plusieurs fois. Avec le VAB, les animaux restent libres de leurs mouvements, ce qui réduit significativement le stress et améliore leur bien-être. Cette approche est donc scientifiquement pertinente pour garantir des données fiables, et éthiquement justifiée pour respecter les principes du raffinement dans l’expérimentation animale.

Procédures

Dans le cadre des administrations intraveineuses, deux modalités sont envisagées : Administration aiguë : chaque injection est réalisée sur un animal vigile après passage dans une enceinte thermostatée à 38°C avec une durée maximale de 15 minutes, la durée de l'administration est courte, généralement comprise entre 5 et 10 secondes. Perfusion lente : l’administration est réalisée sur animaux implantés , qui leur permettent d'avoir une totale liberté de mouvement, ell peut durer jusqu’à 6 heures. Pour les procédures par gavage, les administrations sont brèves, inférieures à 10 secondes. Fin de procédure : À l’issue des expérimentations, les animaux seront anesthésiés profondément. Un prélèvement sanguin terminal sera alors réalisé, suivi d’une euthanasie sans réveil, conformément aux recommandations éthiques et réglementaires en vigueur.

Impact sur les animaux

Les études de tolérabilité visent à identifier les effets délétères liés à l’administration de composés, immédiats ou après expositions répétées. Bien que supposés bien tolérés, certains effets peuvent survenir selon la dose, la formulation ou la voie d’administration. Les injections IV peuvent provoquer des réactions locales (érythème, œdème, hématome, croûte), notamment en cas d’irritation liée au véhicule. Les administrations orales peuvent entraîner des troubles digestifs, une baisse de consommation alimentaire ou une perte de poids. Ces effets seront surveillés quotidiennement. Le traitement est interrompu en cas de signes cliniques sévères : apathie, prostration, yeux fermés, décubitus latéral, piloérection, tremblements, convulsions, œdème sévère, perte de poids ≥ 20 %, ou absence d’alimentation (liste non exhaustive). Ces critères permettent de limiter la douleur sans compromettre les résultats. Lors d’administrations répétées, l’évolution clinique sera suivie avec attention. Une adaptation des doses ou de la durée pourra être envisagée en cas de toxicité. Les injections seront réalisées dans les règles de l'art. La couleur de la peau (pâleur) et le comportement seront observés le lendemain pour détecter toute atteinte physiologique. Afin de faciliter l’injection IV et éviter le passage en périveineux, les animaux sont placés au maximum 15 minutes dans une enceinte thermostatée à 38°C. Chez les animaux porteurs de VAB implantés à la veine saphène, des effets indésirables spécifiques peuvent apparaître : réactions locales (érythème, œdème, croûtes, hématomes), gêne ou douleur à la manipulation, risque d’infection ou de déplacement du dispositif. Une surveillance renforcée est mise en place : inspection du site, suivi du comportement et de l’état général, mesures d’hygiène strictes. Toute anomalie est évaluée par le porteur de projet ou le personnel du bien-être animal, et peut conduire au retrait de l’animal de l’étude.

Devenir

À l’issue de chaque procédure, les animaux seront mis à mort de manière éthique et réglementaire, après un prélèvement sanguin terminal réalisé sous anesthésie profonde. Ce prélèvement a pour objectif de détecter d’éventuels effets indésirables ou toxiques du composé testé, notamment par l’analyse de biomarqueurs spécifiques. Par ailleurs, une nécropsie sera systématiquement effectuée afin d’identifier, par observation macroscopique, d’éventuelles altérations des organes cibles, permettant ainsi une évaluation complète de l’impact du traitement.

Remplacement

Avant toute expérimentation in vivo, plusieurs tests de toxicité cellulaire sont réalisés afin d’évaluer la cytotoxicité, les effets mutagènes et les interactions métaboliques des composés. Ces tests permettent d’éliminer les produits les plus toxiques et d’éviter des expositions trop fortes ou inappropriées chez l’animal. Cependant, malgré leur utilité, ces modèles in vitro présentent des limites importantes. Ils ne permettent pas de reproduire les interactions complexes d’un organisme entier, notamment les effets systémiques, les réactions immunitaires, les compensations physiologiques ou les effets secondaires liés à la voie d’administration. De plus, certains effets indésirables ne se manifestent qu’en contexte multi-organes ou après plusieurs jours d’exposition. C’est pourquoi l’expérimentation animale reste indispensable pour confirmer la tolérabilité des produits dans des conditions proches de leur usage clinique. Les études in vivo permettent de valider les doses sûres, d’identifier les seuils de toxicité, et de garantir la sécurité des protocoles d’efficacité à venir.

Réduction

Les études de tolérabilité sont conçues pour être réalisées sur un nombre restreint d’animaux, tout en permettant une évaluation fiable des effets potentiels des produits testés. Chaque protocole est optimisé pour limiter les effectifs tout en assurant la détection des signes de toxicité, qu’ils soient liés à la dose, à la formulation ou à la voie d’administration. Ces études préalables permettent d’éviter l’administration de doses potentiellement toxiques dans les protocoles d’efficacité, qui mobilisent un nombre d’animaux plus important. En ciblant précisément les plages de tolérance, elles contribuent à réduire significativement le nombre total d’animaux utilisés dans l’ensemble du programme de recherche. Cette approche est pleinement conforme au principe de réduction des 3R, en évitant les expositions inutiles, les traitements non pertinents, et en affinant les plans expérimentaux grâce aux données obtenues. Les effectifs sont définis à partir de données bibliographiques, de tests in vitro, et d’études pilotes, permettant le calcul de puissance statistique et l’ajustement des groupes en fonction de la réponse observée.

Raffinement

Les études de tolérabilité ont été conçues pour limiter au maximum les nuisances potentielles tout en garantissant la qualité des observations. Contrairement aux modèles pathologiques, les produits testés dans ce protocole ne sont pas censés induire de symptômes sévères. Toutefois, des effets liés à la formulation, à la voie d’administration ou à la dose peuvent survenir et seront surveillés avec attention. Ces signes sont considérés comme des atteintes de points limites et entraînent la mise à mort éthique de l’animal concerné, ainsi qu’un réajustement des paramètres expérimentaux (dose, durée, formulation). Les procédures sont réalisées avec un hébergement adapté au bien-être des animaux, incluant un enrichissement du milieu (tunnels, éléments de nidification, bois à ronger). Les injections intraveineuses sont réalisées, dans les règles de l’art, afin d’éviter les réactions locales ou les erreurs techniques. Les observations sont renforcées dans les heures suivant l’administration, et une attention particulière est portée à la couleur de la peau et au comportement des animaux. Ce niveau de raffinement permet de garantir une expérimentation respectueuse, conforme aux exigences réglementaires et éthiques, tout en assurant la fiabilité des données générées.

Choix des espèces

Sur la base de la littérature scientifique, aucun modèle invertébré ne permet à ce jour de reproduire de manière fiable les mécanismes physiopathologiques ciblés par nos produits, notamment ceux liés à des atteintes systémiques ou métaboliques. Les modèles murins, tels que le rat et la souris, présentent une homologie génétique d’environ 90 % avec l’humain, ce qui en fait des espèces de choix dans les études pharmacologiques. Le choix d’utiliser à la fois le rat et la souris repose sur le fait que nos modèles d’efficacité ont été développés spécifiquement dans l’une ou l’autre de ces espèces. Il est donc pertinent, avant de procéder aux tests d’efficacité, de vérifier l’innocuité des produits dans l’espèce concernée par le modèle utilisé. Les animaux utilisés dans ce projet seront des individus jeunes adultes, âgés de 8 à 10 semaines. Ce stade de développement est choisi car il correspond à une période où les animaux sont suffisamment matures sur le plan immunologique et physiologique, tout en étant encore dans une phase de stabilité métabolique. Cela permet d’obtenir des données fiables et reproductibles sur la tolérabilité des composés testés, tout en limitant les biais liés à l’âge ou au développement.

4 800 rongeurs, 4 200 souris et 600 rats, vont être utilisés sur cinq ans, tous tués à l'issue, dans des procédures déclarées d'un niveau de souffrance modéré. Chaque animal peut enchaîner jusqu'à cinq tests sur animal vigile, tapis de course, roue, équilibre, agrippement, analyse de la marche et de la respiration, puis jusqu'à deux séries d'électrophysiologie et d'échographie musculaire sous anesthésie. La mesure finale de force musculaire est pratiquée sur la totalité des animaux sous anesthésie sans réveil, avant le prélèvement des muscles pour l'histologie. Le porteur affirme qu'aucune méthode alternative ne reproduit la complexité physiologique de l'animal vivant, et présente sa combinaison de techniques comme une contribution aux 3R.

Objectifs

L’objectif général de ce projet est d’améliorer la compréhension fonctionnelle et mécanistique des maladies neuromusculaires en analysant différents paramètres du système neuromusculaire, notamment la coordination motrice, la fonction respiratoire et la fatigue musculaire. Plus spécifiquement, ce projet vise à : – caractériser les altérations neuromusculaires associées à différentes pathologies à l’aide d’approches expérimentales complémentaires ; – explorer le rôle de gènes et de protéines d’intérêt impliqués dans le fonctionnement et la maintenance du muscle et des motoneurones ; – développer et caractériser de nouveaux modèles murins pertinents de maladies neuromusculaires ; – évaluer l’efficacité et les mécanismes d’action de stratégies thérapeutiques expérimentales. Les études s’appuieront sur des approches in vivo et in vitro chez la souris et le rat, permettant une analyse intégrée des propriétés des fibres musculaires, des motoneurones et de leurs interactions avec les autres types cellulaires contribuant à l’homéostasie du système neuromusculaire. À terme, ces travaux ont pour objectif d’identifier des cibles thérapeutiques transposables à l’humain et de contribuer à l’amélioration des stratégies de diagnostic et de prise en charge précoce des maladies neuromusculaires.

Bénéfices attendus

Les maladies neuromusculaires constituent un ensemble d’environ 200 pathologies d’origine génétique ou acquise, touchant les muscles et/ou le système nerveux. En France, elles concernent près de 30 000 à 50 000 personnes, avec une prévalence estimée entre 4 et 7 pour 10 000 habitants. Si certaines peuvent être stabilisées lorsqu’elles sont diagnostiquées précocement, d’autres évoluent vers des formes sévères, neurodégénératives et parfois fatales. Ces affections entraînent fréquemment une perte progressive de l’autonomie (altérations de la marche, de la respiration, de la déglutition, etc.) et nécessitent une prise en charge médicale et médico-sociale lourde et multidisciplinaire. Ce projet vise à générer de nouvelles connaissances sur la fonction neuromusculaire en étudiant de manière approfondie des paramètres tels que la coordination motrice, la fonction respiratoire et la fatigue musculaire. Les bénéfices attendus sont une meilleure compréhension des mécanismes biologiques, physiopathologiques et médicaux impliqués dans ces maladies, l’identification de nouvelles cibles thérapeutiques transposables à l’humain et l’amélioration du diagnostic précoce, condition essentielle pour une prise en charge efficace. Les approches expérimentales combinées (in toto, ex vivo et in situ) permettront une évaluation intégrée et fonctionnelle des atteintes neuromusculaires, maximisant la valeur scientifique des données obtenues. Cette stratégie méthodologique contribue également à limiter le nombre d’animaux utilisés et à réduire leur impact, conformément aux principes des 3R (remplacement, réduction, raffinement), tout en garantissant des résultats robustes, fiables et reproductibles, au bénéfice de la recherche biomédicale et, à terme, des patients atteints de maladies neuromusculaires.

Procédures

Dans un premier temps, les animaux pourront pratiquer un ou plusieurs exercices fonctionnels sans anesthésie permettant d'évaluer différents paramètres comme la respiration, la coordination, la marche etc... Ces tests seront faits une fois ou plus (maximum 5) avec un temps de repos imposé entre les tests de 2 jours et peuvent durer de 5 à 25 minutes. Dans un second temps les animaux effectueront des tests sous anesthésie générale et analgésie adéquate permettant l'évaluation de la fonction musculaire des muscles fléchisseurs, l'enregistrement de l'activité électrique vers le muscle en passant par le système nerveux et une échographie du muscle squelettique. Les animaux subiront ces tests une fois ou deux maximums avec un temps de récupération d'un mois imposé. La durée de ces tests est comprise entre 10 et 20 minutes. Enfin, l'évaluation de la mesure de force musculaire (sans réveil) s'effectuera sur la totalité des animaux une seule fois et se fera sous anesthésie générale et analgésie adéquate. Sa durée est comprise entre 20 à 30 minutes. Ce test pourrait être associé à un prélèvement sanguin (toujours sous anesthésie générale et analgésie) qui est une procédure de courte durée (entre 1 à 2 minutes), réalisée par du personnel formé, permettant l’obtention d’un volume de sang suffisant en une seule manipulation.

Impact sur les animaux

Les principales nuisances attendues pour les tests fonctionnels sur animaux vigiles sont le stress lié à la manipulation momentanée de l’animal par l’expérimentateur, au changement d’environnement et à la mise en place des rongeurs dans les appareillages de mesure. Une fatigue musculaire peut survenir pour le tapis de course. Concernant l’évaluation des paramètres d’évaluation de la marche et de la respiration, seul un léger stress dû aux changements d’environnement est à prévoir. Pour les tests nécessitant une anesthésie, les effets indésirables pouvant survenir sont l’hypothermie, la détresse respiratoire, des douleurs au réveil au site de placement d’aiguilles, et du stress au réveil de l’anesthésie le cas échéant. Les animaux présentant un phénotype dommageable pourraient être atteint musculairement (faiblesse musculaire, dégénérescence neuromusculaire, altérations motrices ou respiratoires selon la lignée).

Devenir

A la fin de la procédure, tous les animaux seront euthanasiés en suivant la réglementation en vigueur. Tous les tissus et échantillons musculaires seront prélevés pour des analyses histologiques et moléculaires réalisées ultérieurement en laboratoire de recherche.

Remplacement

Les techniques utilisées dans le cadre de ce projet visent à évaluer la physiologie fonctionnelle de l’animal. À ce jour, aucune méthode alternative ou approche in vitro ne permet de reproduire avec une précision suffisante la complexité physiologique et les interactions systémiques observées chez l’animal vivant. Ainsi, l’utilisation de modèles murins demeure indispensable et scientifiquement justifiée pour l’évaluation de l’efficacité et des effets fonctionnels ou histologiques induits par les traitements en cours de développement. Les modèles de culture cellulaire ou tissulaire existants, bien qu’utiles pour des approches mécanistiques, ne permettent pas de récapituler l’ensemble des réponses intégrées au niveau musculaire, nerveux et systémique. Ce projet vise donc à combiner, au sein d’un protocole cohérent, un ensemble de techniques complémentaires permettant une évaluation complète, rigoureuse et transposable des effets thérapeutiques, tout en respectant les principes de remplacement, de réduction et de raffinement (3R).

Réduction

4800 animaux seront utilisés (4200 souris et 600 rats sur 5 ans). Pour limiter le nombre, les animaux seront analysés avec un maximum 5 tests. Au total 12 actes seront testés dont 7 sont des tests fonctionnels sur animaux vigiles (roue volontaire, tapis de course, test d’équilibre, test d’agrippement, évaluation de la marche et de la coordination, évaluation des paramètres respiratoires), 3 sont des tests sous anesthésie générale pour les analyses électrophysiologiques et l’échographie des muscles squelettiques puis réemployés pour l’étude in situ ou in vitro des muscles après une anesthésie sans réveil. Ce nombre d’animaux a été déterminé grâce à un calcul de puissance et des tests statistiques permettant la comparaison des groupes expérimentaux deux à deux. Des prélèvements tissulaires seront réalisés pour des analyses biochimiques et moléculaires ultérieures

Raffinement

Si les animaux ne proviennent pas de l’établissement utilisateurs, ils pourront subir du stress dû aux mouvements des cages, ou lors du transport entre les deux animaleries, mais aussi lors du transfert dans les nouvelles cages ou encore lors d’un changement d’environnement et d’alimentation. Une période d’acclimatation d’une semaine minimum sera alors effectuée dans ces cas-là. Pour minimiser les dommages aux animaux, ils bénéficieront d’un environnement enrichi (outil de nidification, maisonnettes plastiques/cartons ou batônnets à ronger) et du maintien de l’interaction sociale en étant groupés. Un suivi quotidien sera réalisé pour détecter tout signe d'inconfort. Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation, les animaux disposent de nourriture et d’eau ad libitum. Le nombre d’animaux par cage est réduit à 2 minimum et à 5 maximum pour la souris, les rats seront répartis 2 par cage. Des points limites suffisamment précoces et prédictifs ont été définis. Plusieurs indicateurs physiologiques et comportementaux permettent de suivre le bien-être de l’animal : observation d'apparition de comportement anormal (hypertoilettage, prostration), posture en cas de douleurs, absence d’interactions avec les congénères, consommation d’aliments et d’eau, sommeil. Pour limiter l'expression des phénotypes dommageables, le matériel des cages est irradié, des croquettes sont mis au sol et si nécessaire de la bouillie ou de l'hydrogel seront apportés dans les cages pour faciliter la prise alimentaire et hydrique. La douleur et le stress sont limités en apportant une anesthésie gazeuse et une analgésie adaptée pour les actes techniques le nécessitant. En vue de réduire au maximum le stress des animaux, un exercice d’habituation sera réalisé pour les actes ne nécessitant pas d’anesthésie.

Choix des espèces

Les espèces souris Mus musculus et le rat Ratus norvegicus ont été choisies car elles représentent deux excellents modèles pour étudier la physiologie des mammifères dans une population homogène d’animaux (même fond génétique). De plus le rat et la souris sont des modèles de choix pour l'étude des dysfonctionnements musculaires car de nombreuses voies de régulation dans le système neuro-musculaire sont conservées entre souris, rat et homme, permettant une extrapolation des résultats obtenus. Enfin, la disponibilité de données bibliographiques importantes sur la physiologie et la physiopathologie de ces deux rongeurs sont un atout important dans l'analyse et l'interprétation de nos travaux de recherche sur ces modèles animaux. Les expériences seront réalisées sur des rongeurs (souris et rats) adultes âgés de 2 à 24 mois environ chez lesquels le système neuromusculaire est complètement développé. En fonction des phases de l’étude, de la réalisation des actes, les animaux pourraient être âgés de 3 à 24 mois lorsqu’ils seront euthanasiés pour les prélèvements.

L'automutilation, les vocalisations ou l'agression des petits par la mère déclenchent l'arrêt du protocole et la mise à mort. 806 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Dès les vingt-quatre premières heures de vie, les ratons passent quatorze jours en atmosphère hyperoxique pour reproduire l'hypertension pulmonaire des grands prématurés, leurs mères échangées tous les jours pour épargner à elles seules la toxicité de l'oxygène, avant des échographies cardiaques, des mesures de pression et une pléthysmographie invasive sous anesthésie. Le porteur justifie la cotation modérée par le fait que les animaux ne seront pas soumis à l'effort, seule situation où la gêne respiratoire s'exacerbe selon lui.

Objectifs

La dysplasie broncho-pulmonaire (DBP) est la principale complication liée à la grande prématurité. La DBP peut se compliquer d’une hypertension pulmonaire (HTP-DBP) responsable d’une mortalité importante dans les 2 ans suivant le diagnostic, par défaillance cardiaque droite. Par ailleurs, les altérations pathophysiologiques présentes pendant la période néonatale persistent dans le temps chez les grands prématurés survivants, augmentant leur risque de développer des maladies respiratoires et cardiovasculaires sévères à l’adolescence et à l’âge adulte. Les mécanismes physiopathologiques à l’origine de l’HTP-DBP sont encore méconnus et il n’existe, à l’heure actuelle, aucun traitement préventif ni curatif de cette maladie. La recherche est donc très active dans l’identification de nouvelles cibles afin de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques. Pour cela, des modèles animaux pertinents sont indispensables. Ainsi, dans ce projet, nous utiliserons un modèle animal (rats) d’HTP-DBP expérimentale induite par hyperoxie, classiquement décrits dans la littérature et utilisés au laboratoire de façon à pouvoir s’appuyer sur de nombreuses données déjà acquises. Ces modèles animaux sont les modèles qui reproduisent le mieux la pathologie humaine. Dans ces modèles, nous étudierons de manière longitudinale, l’évolution des altérations pathophysiologiques de l’HTP-DBP à différents âges (J15 etJ60 chez les animaux, ce qui correspond chez l’humain à la période de l’enfance (

Bénéfices attendus

Cette étude permettra de mettre en évidence l’effet thérapeutique de deux molécules pharmacologiques ciblant cible thérapeutique. L’efficacité de traitements préventifs versus curatifs sera comparée ainsi que d’éventuels effets secondaires. Si les études sont positives, des études cliniques pourront être envisagées à plus long terme avec un rapport bénéfice- risque minimum pour les patients.

Procédures

Un groupe sera exposé à l’air ambiant (groupe contrôle) et un 2ème groupe sera maintenu en hyperoxie dans les 24h suivant la naissance, pour une durée de 14 jours (J). Un échange des mères entre les groupes sera effectué toutes les 24h, afin d’éviter l’effet toxique lié à l’oxygène chez ces mères. Des substances pharmacologiques dirigées vers la cible thérapeutique seront injectées soit en intranasal soit en intrapéritonéal pour le protocole préventif et pour le protocole curatif. Après 14 jours, une partie des ratons sera anesthésiée afin de réaliser des échographies cardiaques (10 minutes/animal), des mesures de pressions cardiaques (10-15 minutes/animal) et des mesures de la fonction respiratoire par pléthysmographie invasive (5-10 minutes/animal) pour diagnostiquer la présence d’une HTP-DBP et en évaluer la sévérité. Tous les animaux auront ces différentes mesures avant l’extraction du tissu. Les animaux seront euthanasiés pour l’extraction du tissu. Des prélèvements de sang pourront être effectués sur certains animaux juste après l’euthanasie et avant de récupérer le tissu. L’échographie, les mesures hémodynamiques et les mesures de fonction respiratoire permettront également d’évaluer l’efficacité des traitements thérapeutiques. L’autre partie des animaux sera placée en normoxie seule, en présence d’une mère allaitante jusqu’au sevrage puis en condition d’hébergement classique jusqu’à l’âge de 60 jours. Durant cette période, les animaux auront une échographie cardiaque sous anesthésie générale aux différents temps d’évaluation, y compris ceux qui poursuivent le protocole jusqu’à J60. Ainsi, les animaux explorés à J60 auront au total 2 échographies cardiaques durant le protocole. A l’issue du protocole, les animaux seront anesthésiés afin de réaliser des échographies cardiaques, des mesures de pressions cardiaques, des mesures de la fonction respiratoire et des prélèvements de sang.

Impact sur les animaux

L’HTP-DBP n’induit pas de souffrances élevées mais plutôt une gêne respiratoire exacerbée lors d’un effort. Etant donné que les animaux ne seront pas soumis à l’effort, la souffrance est considérée comme modérée dans ce type de protocole d’induction d’une maladie. Nous avons une grande expérience du suivi notamment respiratoire des animaux sous des atmosphères en oxygène variées au laboratoire et nous serons particulièrement attentifs aux points limites qui constitueront un arrêt des protocoles. Bien qu’il n’y ait pas de perte de poids, il y a une prise de poids moindre lors de la survenue de l’HTP-DBP chez les animaux. Les points d’injection des substances et/ou solvants à tester peuvent développer une inflammation locale. Ils seront donc contrôlés. Etant donné que les substances pharmacologiques sont déjà utilisées en clinique, on ne s’attend pas à l’observation d’effets secondaires importants. Globalement, les nuisances suivantes seront surveillées par les expérimentateurs ou les animaliers : Anesthésies répétées Concentrations potentiellement toxiques en oxygènes Points d’injections à répétition Prise de poids ralentie.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés de façon à récupérer les tissus pour faire diverses analyses.

Remplacement

Il est indispensable de mieux comprendre les mécanismes cellulaires et moléculaires mis en jeu dans cette maladie afin d’identifier de nouvelles cibles thérapeutiques, et seules des expérimentations in vivo chez l’animal pourront permettre d’atteindre ce but. Il est très difficile d’obtenir du tissu de patient souffrant d’HTP-DBP mais des études pourront être réalisées sur des cellules de poumons humains fœtaux en culture, exposées ou non à l’hyperoxie. Ce remplacement du modèle animal par un modèle in vitro permettra d’élucider certains mécanismes intracellulaires sans utiliser d’animaux. Les cellules en culture nous apportent des informations qui doivent être vérifiées in/ex vivo ou in vitro sur des cellules ou des tissus fraichement isolés car le phénotype des cellules change avec les conditions de culture. Par ailleurs, cette pathologie implique plusieurs organes et plusieurs types cellulaires pulmonaires qui interagissent entre eux et seul l’animal entier permet les interactions entre ces différents organes et cellules.

Réduction

Pour limiter le nombre d'animaux, une partie des utilisateurs utilisera le poumon droit et l’autre partie le poumon gauche, une planification des expériences sera établie pour optimiser au mieux les techniques réalisées sur chaque animal et enfin des études seront réalisées sur des cellules d’artères pulmonaires humaines fœtales en culture exposées à l’hyperoxie in vitro pour simuler l’HTP-DBP. Quatre chercheurs/enseignant-chercheurs statutaires (et leurs étudiants) travaillent sur le modèle de ratons HTP-DBP donc l’utilisation des animaux contrôles pourra être optimisée en concertation avec tous les utilisateurs lors de nos réunions d’équipe hebdomadaires afin d’utiliser tous les tissus disponibles. Des précautions seront prises pour éviter les biais expérimentaux (travail en aveugle, partage des tissus et/ou cellules issues de ces tissus). Nous avons besoin de 6 lots différents par condition car les expériences doivent être réalisées sur différentes lots et nos expériences nécessitent de conditionner les poumons différemment, de plus étant donné la petite taille des poumons, nous avons besoin de plusieurs poumons pour réaliser toutes les expériences avec un nombre d’expériences entre 6 et 9 en fonction des expériences. L’estimation du nombre d’animaux est basée sur les analyses des études préalablement menées au laboratoire et en accord avec les données de la bibliographie. Le nombre d’animaux sera ensuite réduit si les résultats obtenus sont statistiquement significatifs (ou résolument non significatifs) avant la fin de la totalité des séries prévues.

Raffinement

Selon la condition, 12 ratons et 1 rate seront placés soit dans l’enceinte à hyperoxie soit dans une cage classique. L’enceinte à hyperoxie et la cage classique contiendront une couche de litière suffisante pour absorber l’humidité, des éléments de nidification (coton, papier kraft) et du matériel d’enrichissement (un tunnel rouge et buchettes de bois). L’accès à l’eau et la nourriture sera ad libitum. Les paramètres ambiants (hygrométrie, température) seront contrôlés quotidiennement par les expérimentateurs ou les animaliers et conservés sur un registre. Un cycle jour/nuit de 12h sera également appliqué. Les signes cliniques de souffrance seront surveillés quotidiennement. Différents paramètres physiologiques (courbe de poids, piloérection, détresse respiratoire) seront surveillés. Un arrêt de la courbe de croissance ou une baisse de poids corporel prolongé dans le temps et non réversible, un comportement anormal des animaux (vocalisation, comportement malveillant vis-à-vis des bébés, automutilation) ou des signes de détresse respiratoire conduiraient à un arrêt du protocole et à la mise à mort de l’animal. L’enceinte d’hyperoxie sera ouverte tous les jours pour l’échange des mères. A cette occasion, les animaux seront observés et seront pesés tous les deux jours. En cas de détection de signe de douleur, dans un premier temps, une administration d’antalgique sera réalisée. En cas de souffrance ou de détresse persistante une procédure d’euthanasie sera mise en œuvre. Une grille de scoring pour le suivi des animaux sera mise en place pour chaque animal. L’ensemble des expérimentations in vivo sera réalisé sous anesthésie générale. Pour les mesures hémodynamiques, un tapis chauffant sera utilisé pour préserver la température corporelle constante durant toute la procédure. Le degré d’anesthésie sera vérifié par l’absence de réflexe palpébral et/ou de retrait de la patte au pincement. Des modifications des paramètres physiologiques et notamment la fréquence cardiaque indiquant une souffrance ou une détresse de l’animal conduiraient à une procédure d’euthanasie.

Choix des espèces

Le rat est une espèce classiquement utilisée pour le développement de modèles d’HTP-DBP. De plus, le laboratoire utilise ces espèces depuis plusieurs années, et dispose donc de nombreuses données sur lesquelles s’appuie le présent projet. De plus, le rat est particulièrement adapté pour modéliser la DBP car au moment de la naissance leurs poumons sont au stade de développement pulmonaire qui correspond au stade de maturation des poumons de nouveau-nés grands prématurés humains et les expérimentations pourront être menées chez des rats nés à terme et ne nécessiteront pas d’induire une naissance prématurée de ces animaux.

Le rat est retenu parce qu'il consomme spontanément la plupart des drogues d'abus et apprend vite les tâches qui lui en donnent accès. 800 rats subissent des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré: pose d'un cathéter intraveineux sous anesthésie, chirurgie crânienne de deux heures, puis jusqu'à vingt-cinq séances quotidiennes d'auto-administration d'héroïne de trois heures ou dix séances de cocaïne de six heures. Ils vivent seuls dès la première opération et jusqu'à la fin, isolement que le porteur présente comme reproduisant les conséquences négatives de la consommation de drogues. Tous sont tués à la fin de l'expérience pour que deux régions de leur cerveau soient analysées.

Objectifs

L’addiction aux drogues est une maladie chronique, marquée par un risque important de rechute, c’est-à-dire la reprise de la consommation après une période d’abstinence. Ces rechutes sont souvent déclenchées par des situations, des lieux ou des contextes associés à la consommation passée. Elles seraient liées à des modifications durables du cerveau provoquées par les drogues. Des études chez l’animal montrent que le métabolisme du cholestérol dans le cerveau joue un rôle important dans les comportements addictifs et que manipuler le métabolisme du cholestérol dans le cerveau permettrait de réduire la recherche de drogue après une période d’abstinence. Cependant, les mécanismes précis à l’origine de cet effet restent mal compris. Une hypothèse est que cette diminution de la recherche de drogue serait liée à une baisse de la sensibilité aux contextes associés à la consommation, qui sont connus pour déclencher l’envie de consommer. Ce projet de recherche a trois objectifs principaux : 1. L’objectif est de déterminer le rôle respectif de deux zones cérébrales dans les effets bénéfiques de la manipulation du cholestérol, afin de mieux comprendre les mécanismes cérébraux impliqués. 2. Le projet vise également à déterminer si la modification du métabolisme du cholestérol dans ces régions du cerveau influence la réactivité aux contextes associés à la consommation de drogue. 3. Enfin, l’étude examinera si des effets similaires sont observés avec l’héroïne, une drogue appartenant à une classe différente de la cocaïne.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra d’apporter une meilleure compréhension des mécanismes cellulaires et comportementaux expliqués dans la vulnérabilité à la rechute dans le cadre d’une addiction à la cocaïne ou à l’héroïne. Ces expériences pourraient conduire à une meilleure prise en charge des personnes addictes et au développement de thérapies médicamenteuses pour réduire les taux de rechutes (nouvelles consommations) de cocaïne ou héroïne, en particulier celles déclenchées par le contexte.

Procédures

Sur animaux anesthésiés : - chirurgie d’implantation de cathéter (durée : 15minutes par animal,) pour permettre l’auto-administration. - chirurgie crâniale pour moduler l’expression d’un gène : 1 fois (2 heures par animal) Sur animaux vigiles : - en amont de chaque chirurgie, 1 injection d'antalgiques et 1 injection d’analgésique - après la chirurgie, 2 injections d’antalgiques par animaux - 10 sessions d’auto-administration de cocaïne (1 session / jour, 6 heures par session) - 10 sessions d’auto-administration de saline (1 session / jour, 6 heures par session, contrôle de la cocaïne) - 25 sessions d’auto-administration d’héroïne (1 session / jour, 3 heures par session) - 25 sessions d’auto-administration de saline (1 session / jour, 3 heures par session, contrôle de l’héroïne)

Impact sur les animaux

Chirurgies : inconfort transitoire au réveil minoré par des antalgiques et une surveillance renforcée Implantation d’un cathéter intraveineux à demeure : risques d’infection ou démangeaisons Auto-administration de drogue (cocaïne ou héroïne) et abstinence : induction d’un stress léger à modéré Effets liés à la cocaïne : L’administration contrôlée de cocaïne peut induire des effets secondaires comportementaux (hyperactivité, stéréotypies, anxiété), sans atteinte somatique attendue à court terme. Une surveillance comportementale est prévue pour prévenir toute dérive. Effets liés à l’héroïne : L’administration contrôlée d’héroïne peut induire des effets secondaires comportementaux tels que sédation, hypoactivité locomotrice et modifications transitoires de la vigilance, sans atteinte somatique attendue à court terme dans les conditions expérimentales prévues. Une surveillance comportementale est mise en place pour prévenir toute complication. Isolement : peut induire un stress modéré, qui fait partie intégrante du protocole utilisé.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin de l’expérience afin de procéder à des analyses sur le cerveau.

Remplacement

Ce type de recherche, visant à comprendre les bases comportementales, cellulaires et moléculaire du comportement de recherche de drogue et de l’apparition de nouvelles consommations chez les personnes addictes peut uniquement être menée sur un animal vivant. Après vérification, il n’a pas été trouvé de test in vitro ou in silico permettant d’effectuer cette recherche et il n’est donc pas envisageable d’utiliser des méthodes de substitution à l’animal entier.

Réduction

Les effectifs sont optimisés de manière à utiliser un minimum d’animaux tout en conservant une grande puissance et en tenant compte de la variabilité interindividuelle. Chaque animal sera valorisé : il participe à des mesures comportementales, et son cerveau sera analysé à l’issue de l’étude, ce qui permet de combiner des données fonctionnelles et biologiques sans duplication des effectifs.

Raffinement

Le bien-être des animaux est pris en compte à chaque étape par une surveillance régulière des animaux selon une grille de suivi de bien-être animal qui aide à surveiller l’atteinte éventuelle des points limites et des critères d’intervention et d’arrêt. En effet, ses points limites gradés précis sont définis dans une grille de suivi (perte de poids, apparence, comportement de l’animal). Un animal atteignant un des points limites définis nécessitant une intervention est pris en charge sans délai. Le bien-être des animaux est pris en compte à chaque étape avec une pesée journalière pendant 3 jours après les chirurgies, journalière pendant les sessions de consommations et 1 fois par semaine pendant l’abstinence. Dès leur arrivée à l’animalerie et pour toute la durée du projet, les animaux seront hébergés en conditions normales (température et humidité contrôlées, cages ventilées) avec un enrichissement dans la cage fourni par l’animalerie (stick ou pièce de bois à ronger pour assouvir leur besoin naturel de ronger) et accès à l’eau ad libitum. Lors de l’entrée en procédure (première chirurgie, les animaux seront séparés pour être exposés à des conditions de vie reflétant les conséquences négatives de la consommation de drogues isolement social et ce pendant toute la durée de la procédure. Un contact visuel sera maintenu. Les procédures débuteront après une période d’acclimatation de 10 jours minimum. Lors des chirurgies un recours à une anesthésie générale, additionnée d’une anesthésie locale en présence d’antalgiques, ainsi que d’un maintien de la température par tapis chauffant sera effectué. Un traitement antalgique sera poursuivi en postopératoire pour une couverture totale de 72heures. Les animaux seront manipulés à partir du cinquième jour pour une habituation à l’expérimentateur.

Choix des espèces

Le rat est l’une des espèces les plus pertinentes et les plus utilisées pour l’étude des mécanismes d’addiction. Il présente une pharmacosensibilité aux substances addictives proche de celle observée chez l’humain, et consomme spontanément la plupart des drogues d’abus, dont la cocaïne et l’héroïne. Le rat apprend facilement des tâches opérantes complexes et développe des comportements addictifs reproductibles, ce qui n’est pas le cas d'autres espèces. Ceci en fait un modèle de choix pour étudier l’addiction et les rechutes. Dans cette étude, nous utiliserons des rats « jeunes adultes » de 7-8 semaines au début du projet, pour faciliter l’apprentissage et pour pouvoir effectuer des expériences de longue durée sans facteur de déclin cognitif lié au vieillissement.

696 rats, 678 souris et 120 lapins reçoivent des injections, des perfusions et jusqu'à une vingtaine d'interventions par semaine et par animal, gestes exécutés par des personnes en cours d'apprentissage qui ne les maîtrisent pas encore. Ces 1 494 animaux subissent des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, réutilisés d'une session à l'autre pendant douze mois au plus avant d'être tués, parfois pour l'entraînement aux techniques de mise à mort. Le produit administré est une solution saline: rien n'est testé ici, il s'agit d'entretenir le geste technique d'une trentaine de techniciens. Le porteur mentionne des interventions invasives sous sédation ou anesthésie sans dire lesquelles, et prévoit la commande de femelles gestantes pour s'exercer aux mises bas.

Objectifs

Le but de ce projet est de permettre la formation du personnel technique (techniciens et animaliers) d’une ou plusieurs techniques sur le rat, la souris ou le lapin. On estime que l’on réalisera 8 sessions de formation par an, chacune ayant recours à l’utilisation d’un maximum de 15 rats, 15 souris ou 3 lapins, afin de maintenir les compétences techniques d’une trentaine de techniciens. Les animaux utilisés peuvent provenir : - d'animaux réutilisés provenant d’études précliniques (i.e. surnuméraires ou animaux non euthanasiés en fin de projet), ou peuvent être des animaux déjà inclus sur étude si cela n’impacte pas la qualité scientifique de l’étude en question. - dans de rare cas, d’une commande spécifique (ex : formation nécessitant des rongeurs gestants).

Bénéfices attendus

La formation du personnel est nécessaire et requise par la règlementation pour toute personne travaillant avec des animaux de laboratoire afin qu’elles disposent de compétences validées et régulièrement actualisées. En accord avec la Convention européenne sur la protection des animaux vertébrés utilisés à des fins expérimentales ou à d’autres fins scientifiques (STE no. 123), nous mettons en œuvre toutes les mesures nécessaires pour affiner nos pratiques, maintenir les compétences de notre personnel et garantir un niveau élevé de qualité et de bien‑être animal. Toutes ces techniques sont décrites dans des procédures spécifiques internes revues et validées par la Structure pour le Bien-Etre Animal.

Procédures

En fonction des tâches de formation à réaliser, les animaux peuvent être traités par différentes voies (principalement orale mais aussi par injection intramusculaire, voies sous- cutanée ou intraveineuse, intra-oculaires, etc.) et soumis à des techniques de prélèvement (prélèvement sanguin, prélèvement de larmes, etc..). Le composé administré sera une solution saline. La durée de l’administration est généralement rapide (quelques secondes à quelques minutes) et peut atteindre 1 heure maximum chez le rongeur et 30 minutes chez le lapin, dans le cas de formation à la perfusion. Les prélèvements sanguins (sur animal vigile placé dans un tube de contention ou sous anesthésie) sont réalisés à une fréquence et aux volumes conformes aux recommandations éthiques en vigueur. La manipulation des animaux durant les interventions est généralement inférieure à 1 heure par animal par jour (en considérant, par exemple, une journée avec 1 administration + 3 prélèvements sanguins soit environ 30 min). Jusqu’à une vingtaine d’interventions peuvent être réalisées par animal et par semaine en fonction des recommandations éthiques (en considérant, par exemple, une administration quotidienne et un maximum de 12 prélèvements sanguins dans la semaine chez le lapin, 10 chez le rat et 6 chez la souris). Une mise à jeun pendant une durée maximale de 16h pour recueil d’urine/fécès est également possible (avec accès à l’eau). Le cumul de la douleur relative à la ré-utilisation des animaux sera pris en compte Dans certaines situations, les animaux peuvent être soumis à un hébergement individuel dans leur cage (de façon permanente en cas d’agressivité envers ses congénères, ou pendant quelques jours en cas de soins individuels par exemple).

Impact sur les animaux

Les nuisances et effets indésirables attendus correspondent : - à l’inconfort, au stress et/ou à la douleur transitoires liés aux procédures : prélèvements, administration répétée, contention, mise à jeun éventuelle (16h maximum), intervention invasive sous sédation/anesthésie. - à l’inconfort, au stress et/ou à la douleur transitoires liés au geste expérimental compte tenu du fait qu’il sera réalisé par des personnes en formation, ne maitrisant pas encore totalement le geste. - à l’hébergement individuel lorsqu’il ne peut pas être évité (ex : souris mâle arrivée ne pouvant pas être remis en hébergement collectif sous peine de causer des agressions et blessures à ses congénères).

Devenir

Chaque fois que cela sera envisageable, les animaux seront réutilisés dans le cadre de ce même projet, avant mise à mort pour entrainement aux techniques d’euthanasie ou réalisation de bibliothèques de tissus dans un maximum de 12 mois après sa première réutilisation.

Remplacement

La formation du personnel à des techniques d’expérimentation animale ne peut pas être remplacé intégralement par des méthodes alternatives dans la mesure où le personnel doit pouvoir s’entrainer en conditions réelles avant de pouvoir intervenir sur étude réglementaire au risque de ne pas maitriser son geste au niveau requis et causer potentiellement douleur/stress une fois au contact de l’animal tout en compromettant la qualité des données d’étude. Afin de remplacer une partie des animaux utilisés pouvant être utilisés à des fins de formations, on pourra avoir recours au visionnage de vidéos, consultation d’articles, échanges avec scientifiques, utilisation de mannequins ou test sur animaux post-mortem.

Réduction

Le nombre d'animaux utilisés sera le plus petit possible tout en ayant la certitude que le personnel a obtenu un degré d'expertise suffisant (déterminée par le formateur). On aura recours en priorité à la réutilisation d’animaux provenant de surnuméraires de projets annexes. De même, l’utilisation préalable de vidéos, consultation d’articles, échanges avec scientifiques, utilisation de mannequins ou test sur animaux post-mortem pourra permettre de réduire le nombre d’animaux utilisés pour atteindre le niveau de maitrise attendu. Les vidéos utilisées pourront provenir d’une bibliothèque de vidéos de formation déjà existantes, ou pourront être enregistrées au cours des formations pour utilisation lors de formations ultérieures du personnel.

Raffinement

L'état général des animaux est surveillé quotidiennement. Les paramètres suivants sont contrôlés régulièrement afin d’évaluer l’état de santé des animaux : poids corporel et consommation de nourriture, température corporelle, signes cliniques (liste non exhaustive). Toute anomalie est signalée au vétérinaire. Il lui incombe la décision d'apporter des soins ou d’euthanasier les animaux au vu des signes observés. Les animaux sont hébergés en groupe avec enrichissement (3 enrichissements minimum par hébergement). Pour les rats/souris, les enrichissements disponibles comprennent (liste non exhaustive) : tunnels (plastique ou carton), jouets en bois à ronger (buchettes, boules), accessoires de nidification (coton compressé, papier compressé). Pour les lapins, de la musique leur sera diffusée à faible volume pour masquer les bruits de fond de fonctionnement du laboratoire et ainsi réduire le stress lié au bruit. Ils disposent d’une plaque de repos, d’au moins un palet de foin compressé et d’un jouet. Les lapins sont également habitués à la manipulation et au contact humain par le biais de caresses quotidiennes dès leur arrivée au laboratoire. Si l’hébergement individuel est requis; comme par exemple lorsqu'il existe des incompatibilités connues (comme dans le cas des lapins mâles ou des souris mâles entre eux), ou bien pour raison sanitaire, ce choix devra être dûment argumenté et un enrichissement supplémentaire pourra être apporté. Des contacts visuels, auditifs et olfactifs seront maintenus avec les autres animaux.

Choix des espèces

Pour les rongeurs, les animaux peuvent avoir entre 6 semaines et 15 mois. Pour les lapins, les animaux peuvent être entre 3 mois d'âge et 16 mois. Après réception en étude à l’âge de 6-8 semaines (rats/souris) ou 10-14 semaines (lapins), les animaux non utilisés en étude sont réutilisés à des fins de formation pendant une durée maximale de 12 mois avant euthanasie. Dans de rares cas, il est également possible d'avoir recours à des femelles gestantes (rongeurs uniquement, commande spécifique en fonction du besoin), accouplés par l’éleveur et mettant bas au laboratoire afin de réaliser des phases d'entrainement sur les mises bas, la sélection et le traitement des portées, qui nécessitent une technicité différente de celle nécessaire aux expérimentations sur les animaux âgés de 6 semaines ou plus. Après utilisation, les nouveau-nés seront conservés dans la colonie de stock.