Rats

960 rongeurs, 480 rats et 480 souris, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Exposés toute leur vie, jusqu'à environ 24 mois, à une nouvelle molécule chimique, ils subissent des prises de sang répétées, et les rats des mises à jeun et un isolement de 16 heures pour recueillir l'urine, ainsi que des examens des yeux à la lampe à fente. Des tumeurs peuvent apparaître, et les rongeurs restent en vie tant qu'elles ne les empêchent pas de manger ou de se déplacer. Le porteur indique que les doses n'ont montré "pas de toxicité même à la forte dose" lors d'études précédentes, déjà menées en partie sur des animaux non-humains, et rappelle que ces essais restent obligatoires avant la mise sur le marché d'une nouvelle substance chimique.

Objectifs

Avant qu’un produit chimique soit mis sur le marché, il doit être évalué afin de vérifier qu’il ne présente pas de risque inacceptable pour la santé humaine. Les études de toxicité chronique et de cancérogenèse permettent d’examiner les effets d’une exposition répétée et prolongée à ce produit. Elles visent notamment à déterminer si le produit peut provoquer des effets nocifs, favoriser l’apparition de cancers, ou affecter certains organes. Ces études aident également à identifier les niveaux d’exposition ne présentant pas d’effet néfaste et à mieux comprendre la manière dont la substance agit dans l’organisme.

Bénéfices attendus

Les résultats de ces études contribuent directement à la protection de la santé publique. Ils permettent aux autorités réglementaires de définir des conditions d’utilisation sûres, de fixer des limites d’exposition adaptées et, si nécessaire, de restreindre ou d'interdire l’utilisation de certaines substances. Ces connaissances aident ainsi à garantir que les produits mis à disposition des consommateurs et des travailleurs peuvent être utilisés dans des conditions offrant un niveau élevé de sécurité. Elles participent également à l’amélioration continue des connaissances scientifiques sur les effets à long terme des substances chimiques.

Procédures

Avant l’exposition du produit et à environ 12 et 24 mois, un examen ophtalmologique sera effectué chez les rats vigiles. Pour ce type d’examen des gouttes permettant la dilatation de la pupille seront administrées ce qui pourra gêner temporairement la vision. De plus, l’examen sera réalisé avec une lampe à fente ce qui occasionnera une gêne légère durant moins de 2 minutes. Après 3, 6, 12 et 18 et/ou 24 mois environ, 3 prélèvements sanguins sont réalisés au cours d'une même journée en moins de 2 minutes sur animaux vigiles (5 animaux par sexe et par dose). Après 3, 6, 12 et 18 et/ou 24 mois environ, 1 prélèvement sanguin est réalisé en moins de 2 minutes sur animaux anesthésiés (10 animaux par sexe et par dose). La mise à mort est précédée par une administration d'un analgésique et d'une anesthésie.

Impact sur les animaux

Un stress léger peut se produire lors de la manipulation ou de la contention des animaux. Un échantillon de sang peut être prélevé sur animaux vigiles par ponction à la veine saphène ou un prélèvement peut être fait après anesthésie par ponction à la veine submentale ou à la veine sublinguale. Le prélèvement de sang peut induire une douleur légère et de légers hématomes au point de prélèvement. Pour la mesure et le prélèvement d’urines, les rats sont isolés pendant 16h maximum avec mise à jeun (nécessaire pour l’analyse de certains paramètres) La veille de prélèvements sanguins pour analyses biochimiques ou la veille des autopsies prévues, les rats n’ont plus accès à la nourriture pendant 16 h maximum ce qui peut induire un stress léger ainsi qu’une baisse de poids. Lors des examens ophtalmologiques, des gouttes permettant la dilatation de la pupille seront administrées ce qui pourra gêner temporairement la vision. De plus, l’examen sera réalisé avec une lampe à fente ce qui occasionnera une gêne légère. Les niveaux de doses sont fondés sur les résultats des études précédentes et ont démontré qu’il n’y avait pas de toxicité même à la forte dose. Cependant, compte tenu de l’objectif de l’étude et de sa durée, des tumeurs bénignes ou non, spontanées ou induites par le produit peuvent apparaitre. Les animaux seront gardés en vie tant que la taille des tumeurs ne remet pas en cause leur déplacement la capacité du rat à s’alimenter et à se déplacer et n’induit pas de douleur (pas d’ulcération). Des points limites spécifiques aux tumeurs sont déterminés.

Devenir

En raison du but de l’étude qui est d’évaluer l’atteinte au niveau des tissus, des organes de l’animal et l’apparition de tumeurs, tous les animaux seront mis à mort pour prélèvement d’organes.

Remplacement

Même si de nombreux tests ont déjà été réalisés lors du développement de cette molécule, à l'aide d'outils informatiques, sur des cellules ou des tissus, ainsi que sur des animaux, et qu'ils ont permis de mieux comprendre son fonctionnement et les organes qu'elle peut affecter, les études chez l'animal restent obligatoires avant l'autorisation de mise sur le marché d'une nouvelle substance chimique. En effet, il n'existe actuellement aucune méthode alternative reconnue par les autorités pour évaluer le risque d'apparition de tumeurs après une exposition prolongée à une substance.

Réduction

L'essai combiné dans l’étude rat ou l’ajout d’un sous-groupe pour mise à mort intermédiaire (phase chronique) dans l’étude souris permet un moindre recours aux animaux, par rapport à la conduite de deux essais séparés, et ne compromet pas la qualité des données de la phase chronique ou de la phase de cancérogenèse. La taille des groupes est la taille minimale requise par la ligne directrice.

Raffinement

Les conditions d’hébergement enrichies et adaptées aux rats et souris, le personnel formé ainsi que l’utilisation d’une manipulation douce des animaux permettent de réduire le stress pré procédural au strict minimum. Compte tenu de la durée de l’étude, une observation quotidienne de l’état clinique des animaux sera assurée et une attention particulière sera portée à l’apparition de tumeurs spontanées ou induites par le produit. Ces tumeurs seront observées et mesurées 1 fois/semaine afin de suivre leur progression et/ou l’apparition de zone de nécrose. Des points limites suffisamment prédictifs et spécifiques au projet seront appliqués. Lors des prises de sang en cours d’étude l’usage d’un tapis chauffant pourra être utilisé pour maintenir la température corporelle des animaux sous anesthésie. Des micro-prélèvements seront utilisés pour l’évaluation des paramètres toxicocinétiques. Le jour précédent leur mise à mort les animaux sont déplacés dans une salle proche de la salle de nécropsie pour éviter le stress du transfert le jour même. Afin d’éviter toute douleur, les animaux seront mis à mort après une analgésie à l’aide d’un opioïde de type méthadone suivi d’une anesthésie gazeuse à l’isoflurane.

Choix des espèces

Les rats et les souris sont les modèles expérimentaux choisis en raison de leur durée de vie relativement courte, de leur utilisation fréquente dans les études pharmacologiques et toxicologiques, de leur sensibilité à l'induction de tumeurs et de la disponibilité de souches suffisamment caractérisées. Les rongeurs sont recommandés par la communauté scientifique et les instances réglementaires. Des données historiques issues des études précédemment conduites sont disponibles dans le laboratoire avec les espèces et souches choisies (Rat Wistar et souris C57Bl6J). Ces caractéristiques permettent d'obtenir une grande quantité d'informations sur la physiologie et la pathologie de ces animaux. Les animaux utilisés sont de jeunes animaux sevrés à l’arrivée sur le lieu de l’expérimentation dont l’âge après la période d’acclimatation doit être de 6 à 8 semaines compte tenu de l’objectif et de la durée de l’étude (exposition pendant toute la vie de l’animal). Cet âge est requis par les lignes directrices internationales.

Anesthésiées chaque semaine pendant deux mois pour servir de repas de sang à des moustiques anophèles, des souris sont ensuite tuées, comme toutes celles que l'équipe infecte avec des parasites Plasmodium de rongeurs. Au total, 2 670 animaux non-humains, soit 2 595 souris, 55 rats et 20 lapins, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Les rongeurs sont tous tués, et les 20 lapins, anesthésiés chaque semaine pendant six mois pour nourrir les moustiques, sont ensuite placés à l'adoption. Le projet fournit des colonies de moustiques et des stocks de parasites à d'autres équipes, et prend des souris dès trois semaines parce que leur "système de défense est encore immature". Le porteur écrit que ces procédures "n'apportent pas de résultats qui devront être soumis à des tests statistiques", sans dire comment se répartit l'effectif de 2 595 souris.

Objectifs

Le paludisme reste une maladie grave et mortelle, qui touche surtout l’Afrique subsaharienne et cause chaque année plusieurs centaines de milliers de décès, principalement chez les enfants de moins de cinq ans. Après des années de recul, le nombre de cas repart à la hausse, en raison de la résistance du parasite aux traitements, de la résistance des moustiques aux insecticides et des effets du changement climatique. Le parasite responsable de cette maladie se transmet à l’homme par la piqûre de moustiques infectés. Son cycle de vie est complexe : il comporte un passage dans le moustique, puis une phase chez l’hôte, avec des étapes dans le foie et dans le sang, avant de revenir dans un moustique. Le projet vise à mieux comprendre ce cycle, en fournissant à la communauté scientifique des ressources biologiques, des colonies de moustiques vecteurs et un modèle animal. Plus concrètement, il s’agit d’élever et de maintenir des colonies de moustiques vecteurs, de cultiver les différentes formes du parasite dans des conditions contrôlées, et de reproduire l’infection chez un rongeur. Ces modèles permettront de vérifier que les moustiques peuvent bien transmettre le parasite, d’étudier le développement du parasite chez l’hôte et chez le moustique et d’explorer les interactions entre le parasite et le microbiote du moustique. Ce projet permettra également de produire différentes colonies de moustiques femelles du genre Anopheles pour l’étude des interactions Plasmodium-Anopheles. Selon les questions scientifiques, il s’agira soit de colonies bien établies, soit de nouvelles lignées récemment établies voire à établir à partir de populations sauvages. L’utilisation d’animaux vivants est ainsi indispensable pour obtenir des outils biologiques afin de faire progresser la recherche sur le paludisme.

Bénéfices attendus

Ce projet permet de maintenir différentes colonies d’anophèles de notre plate-forme couvrant une partie significative des zones d’endémies du paludisme, de conserver des stocks de différents parasites Plasmodium contrôlés afin de pouvoir réaliser l’évaluation de leur infectiosité mais aussi de la qualité des moustiques, en vérifiant leur capacité à être infectés par ces parasites de rongeur et leur aptitude à permettre leur développement chez l’anophèle. Ces contrôles garantissent la fiabilité des moustiques fournis aux équipes de recherche et assurent la reproductibilité de leurs expériences.

Procédures

Les animaux utilisés dans ce projet seront soumis à des interventions légères et modérées, conçues pour minimiser leur inconfort et respecter leur bien-être. Voici les principales interventions prévues : 1. Prélèvements sanguins : o Des micro-prélèvements de sang (quelques gouttes) seront effectués sur des souris et des rats éveillés, à l’extrémité de la queue. Ces prélèvements dureront quelques secondes par animal et seront réalisés une fois par jour pendant 3 à 5 jours consécutifs, selon les besoins de suivi. Cette intervention permet de surveiller l’évolution de l’infection sans causer de douleur significative. 2. Injections : o Des injections seront pratiquées sur des souris et des rats éveillés, soit dans la cavité abdominale (injection intrapéritonéale), soit dans une veine de la queue (injection intraveineuse). Ces injections dureront quelques secondes et seront réalisées une fois par animal, sauf dans le cas de tests spécifiques nécessitant des répétitions limitées. Elles permettent d’administrer des substances ou des agents infectieux de manière précise et contrôlée. 3. Anesthésie pour gorgement de moustiques : o Des souris et des lapins seront anesthésiés pour servir de source de sang à des moustiques femelles. L’anesthésie durera environ 20 à 30 minutes par animal et sera réalisée une fois par semaine pendant une période maximale de 2 mois pour les souris et 6 mois pour les lapins. Pendant cette intervention, les animaux seront endormis et insensibles à la douleur, puis surveillés jusqu’à leur réveil complet. Une crème apaisante sera appliquée sur la peau des lapins après chaque exposition pour limiter les irritations. 4. Suivi de l’infection : o Les souris et les rats infectés seront observés quotidiennement pour détecter tout signe de malaise ou de maladie. Cette surveillance durera quelques minutes par animal et par jour, pendant toute la durée de l’infection (généralement 3 à 7 jours). 5. Mise à mort : o À la fin des procédures, les animaux seront mis à mort de manière rapide et indolore. Cette intervention durera quelques secondes.

Impact sur les animaux

Les animaux vigiles ne subiront qu’un inconfort passager lié aux injections (dans le ventre, dans la peau ou dans une veine) ainsi qu’aux prélèvements d’une goutte de sang au niveau de la queue. Chaque animal bénéficiera d’aiguilles à usage unique et d’un matériel de taille adaptée. Les animaux peuvent présenter les premiers effets indésirables de la maladie, qui se manifestent progressivement : poils hérissés, mouvements ralentis ou prostration, pâleur de la peau témoin d’une anémie. Cela correspond au premier niveau d’une grille d’évaluation de la douleur, du stress et de l’inconfort.

Devenir

À la fin des différentes étapes de ce projet, les animaux sont soit placés en adoption, soit euthanasiés de manière rapide et indolore, selon les besoins scientifiques et le bien-être animal. Pour les lapins, utilisés comme source de nourriture pour les moustiques, leur adoption est organisée après six mois d’utilisation. Ce choix s’explique par le fait que ces animaux ne développent pas de maladie grave et conservent un bon état de santé général. Leur placement en adoption permet de leur offrir une seconde vie dans un environnement adapté, tout en évitant une euthanasie inutile. En revanche, les souris et les rats sont systématiquement euthanasiés à la fin de chaque procédure. Cette décision est motivée par plusieurs raisons. D’abord, ces animaux sont exposés à des parasites spécifiques, qui, bien que non dangereux pour l’homme, peuvent provoquer des symptômes graves chez eux si l’infection n’est pas maîtrisée. Ensuite, les procédures réalisées (comme les prélèvements sanguins ou les infections contrôlées) peuvent entraîner un stress ou une fatigue physiologique, même si tout est fait pour limiter leur inconfort. Enfin, leur réutilisation pour d’autres expériences n’est pas possible, car cela risquerait de fausser les résultats scientifiques en raison des modifications physiologiques induites par les premières manipulations. Pour les souris utilisées dans les procédures de nourrissage des moustiques, leur euthanasie est réalisée après une période d’utilisation de deux mois maximum. Cette durée est choisie pour éviter tout risque de développement de complications liées aux piqûres répétées, tout en garantissant que les moustiques reçoivent une alimentation de qualité. Les souris infectées par des parasites sont également euthanasiées dès que leur taux d’infection atteint un niveau prédéterminé, afin d’éviter toute souffrance liée à l’évolution de la maladie. Dans tous les cas, les méthodes d’euthanasie utilisées sont validées par les autorités compétentes et garantissent une mort rapide et sans douleur. Elles sont appliquées par du personnel formé, qui veille à respecter les protocoles en vigueur pour assurer le bien-être des animaux jusqu’à leur dernier instant. Cette approche permet de concilier les impératifs scientifiques avec les principes éthiques de l’expérimentation animale, en limitant au maximum les souffrances et en offrant une fin de vie digne aux animaux concernés.

Remplacement

Le choix de nourrir les moustiques sur animaux est guidé par la difficulté de lignées à prendre un repas de sang artificiel sur membrane et l’impact potentiel d’altérer la reproduction chez certaines d’entre elles. En effet le comportement et la physiologie du moustique sont très sensibles à l’origine du sang, aux odeurs émises par les animaux et au mode de piqûre. Les parasites étudiés dans ce projet suivent un cycle de vie complexe, nécessitant deux types d’hôtes : un mammifère (rongeur) et un insecte vecteur (moustique). À chaque étape, le parasite se transforme et se multiplie sous différentes formes, chacune jouant un rôle clé dans sa transmission et son développement. À ce jour, il n’existe pas de méthode permettant de reproduire intégralement ce cycle en laboratoire, sans recourir aux animaux. Les moustiques et les rongeurs sont indispensables pour obtenir les formes parasitaires infectieuses transmises lors de la piqûre, ainsi que pour étudier les mécanismes de l’infection. En effet, certaines étapes du développement du parasite, notamment sa multiplication dans les globules rouges, ne peuvent être simulées en culture cellulaire. Les expériences prévues ne nécessitent pas d’atteindre un niveau élevé d’infection chez les animaux, limitant ainsi les risques de complications. Par ailleurs, les interactions entre le parasite et son hôte au début de l’infection sont extrêmement complexes. Elles impliquent de multiples types de cellules et d’organes (peau, ganglions, vaisseaux sanguins, foie, rate), dont les dynamiques ne peuvent être reproduites dans leur globalité en dehors d’un organisme vivant. Ces modèles animaux, utilisés depuis des décennies, ont permis des avancées majeures dans la compréhension de la maladie et le développement de stratégies préventives ou thérapeutiques, comme les vaccins ou les médicaments antipaludiques. Certaines analyses, comme l’étude du phénotype des parasites, peuvent être réalisées en laboratoire sur des cellules isolées. Cependant, ces approches ne reflètent pas toujours fidèlement les mécanismes observés chez l’animal et ensuite chez l’Homme. Il est donc nécessaire de valider ces résultats dans un modèle vivant pour garantir leur pertinence et leur fiabilité.

Réduction

Nous avons optimisé nos protocoles pour réduire au strict nécessaire le nombre d’individus utilisés, tout en garantissant la fiabilité des résultats. Optimisation des protocoles d’infection Fort de plus de vingt-cinq années d’expérience dans ce domaine, nous avons affiné nos méthodes pour standardiser chaque étape de production des parasites. Cela inclut l’utilisation de doses d’infection précises, des contrôles qualité systématiques et des techniques de quantification rigoureuses. Ces améliorations permettent de minimiser les variations expérimentales et, par conséquent, le nombre d’animaux nécessaires pour obtenir des résultats reproductibles. Adaptation des modèles animaux Pour le maintien des colonies d’anophèles, un même lapin est utilisé jusqu’à 6 mois, période au-delà de laquelle résulterait une production réduite de moustiques incompatible avec les objectifs scientifiques du fait de l’apparition d’un taux trop élevé d’anticorps anti-salive de moustiques ayant pour conséquence une perte de qualité des repas sanguin pour les moustiques et donc une perte en nombre de descendants moustique. Quand la lignée de moustiques le permet, ce repas sanguin se fera sur souris saine voire sur membrane quand c’est possible afin de réduire le nombre d’animaux utilisés. Pour l’obtention de sang parasité, nous privilégions l’utilisation de rats plutôt que de souris lorsque c’est nécessaire car leur volume sanguin plus important permet de réduire le nombre total d’animaux. Cette approche, combinée à une planification rigoureuse des expériences, limite les répétitions inutiles et évite le gaspillage de ressources biologiques. Collaboration avec des expert·e·s en statistiques Les procédures de ce projet n’apportent pas de résultats qui devront être soumis à des tests statistiques mais cependant il est revu par des spécialistes en biostatistique pour s’assurer de déterminer le nombre minimal d’animaux requis. Amélioration continue des méthodes Nous explorons en permanence des pistes pour diminuer davantage le recours aux animaux, notamment en développant des techniques d’imagerie non invasives. Ces innovations permettent de diminuer le nombre d’animaux à utiliser. Enfin, ce projet s’inscrit dans une logique de mutualisation des ressources : en centralisant la production de parasites et en fournissant des outils standardisés à d’autres équipes de recherche, nous évitons la duplication d’expériences préliminaires, réduisant ainsi l’impact global sur les animaux.

Raffinement

Les cages sont enrichies avec des éléments favorisant le confort des animaux (matériaux de nidification, cachettes, accessoires stimulants). L’alimentation et l’hydratation sont assurées en continu. Les rongeurs sont utilisés pour nourrir et infecter des moustiques et produire des parasites, en limitant strictement leur nombre au minimum nécessaire. Les mesures appliquées visent à prévenir toute souffrance évitable et à garantir le respect des principes éthiques en expérimentation animale. Lors des expérimentations, les rats et souris sont exposés à un agent infectieux spécifique aux rongeurs, administré par des méthodes rapides et maîtrisées. Leur état de santé est suivi quotidiennement à partir du troisième jour, en s’appuyant sur des critères objectifs (aspect du pelage, activité, signes de fatigue ou d’anémie). Si des signes de détérioration apparaissent, des mesures correctives sont immédiatement mises en place : amélioration des conditions d’hébergement (chauffage, enrichissement supplémentaire), adaptation de l’alimentation (compléments nutritionnels) ou, en dernier recours, mise à mort avant l’apparition de symptômes sévères. Cette dernière est réalisée selon un protocole validé, garantissant une mort rapide et sans souffrance. Pour certaines manipulations, une anesthésie est pratiquée afin d’éviter toute douleur ou stress inutile. Par exemple, lorsque les animaux servent de source de nourriture pour infecter des moustiques, ils sont endormis avant la procédure et les animaux infectés sont euthanasiés sans réveil, conformément aux protocoles approuvés.

Choix des espèces

Le choix des lapins et souris pour élever des moustiques anophèles repose sur la qualité du sang fourni, certaines lignées ne se gorgeant pas suffisamment via une membrane, ce qui réduit la taille des progénitures. L’usage du lapin pourrait être réévalué au profit des souris. Les rongeurs (souris, rats) sont largement utilisés en recherche sur le paludisme, car les parasites étudiés infectent naturellement des rongeurs africains. Adaptés depuis des décennies aux modèles de laboratoire, ils offrent un système fiable pour étudier la maladie. Ces modèles permettent d’analyser des aspects clés du paludisme humain, comme la réponse immunitaire ou l’efficacité des vaccins, avec une pertinence scientifique reconnue. Les avancées obtenues chez la souris, notamment en vaccinologie, ont souvent été confirmées chez l’Homme, validant leur utilité pour accélérer la recherche tout en limitant les essais cliniques. Leur usage s’inscrit dans une démarche éthique et scientifique rigoureuse. Les animaux seront utilisés à différents stades de leur développement, choisis en fonction des besoins spécifiques de chaque étape expérimentale, afin d’optimiser les conditions d’étude tout en limitant les contraintes physiologiques ou immunitaires susceptibles d’influencer les résultats. Pour la reproduction des lignées d’anophèles, seront utilisés des souris âgées de 1 mois à 3 mois ou un lapin adulte jeune pour plus de faciliter à être «piqué» par les anophèles et avec un poids modéré facilitant leur manipulation. Les hôtes naturels des parasites de rongeurs sont les thamnomys et gramnomys, espèces sauvages de rongeurs africains. L'utilisation de souris et de rats de laboratoires est moins efficace, c’est pourquoi pour l’établissement de modèles d’infection, des animaux jeunes à partir de 3 semaines seront sélectionnés. Ce choix repose sur des observations montrant que leur système de défense est encore immature, ce qui facilite l’installation du pathogène étudié et permet d’obtenir des résultats reproductibles. Cette approche est couramment utilisée dans ce type d’études pour garantir une infection efficace et homogène. Ces critères de sélection, fondés sur des pratiques reconnues et adaptées aux objectifs scientifiques, visent à concilier pertinence des résultats, bien-être animal et conformité aux exigences éthiques et réglementaires.

Jusqu'à 200 souris et 200 rats pourront être gardés en vie puis éventuellement réutilisés, à condition qu'aucun prélèvement post-mortem ne soit prévu pour eux, les autres étant tués pour prélever sang et organes. Au total, 2 800 rongeurs, 1 400 souris et 1 400 rats, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, pour mesurer la tolérance de dix substances pharmacologiques. Ils reçoivent jusqu'à quatorze jours d'administrations quotidiennes par gavage ou injection, une batterie d'observations fonctionnelles pouvant durer 24 heures, et pour certains un test de force de préhension ou un test de Von Frey, où une stimulation mécanique est appliquée jusqu'au retrait de la patte. Le choix de l'espèce tient en deux phrases, qui décrivent les rongeurs comme des "modèles fréquemment décrits".

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’évaluer les effets comportementaux et physiologiques de différentes substances pharmacologiques chez le rongeur afin d’identifier des conditions d’administration bien tolérées. Jusqu’à 10 études pourront être réalisées sur la durée du projet, correspondant chacune à l’évaluation d’une substance d’intérêt. Selon les résultats obtenus, certaines études pourront comporter des évaluations complémentaires de la sensibilité mécanique, de la force de préhension ou des paramètres biologiques.

Bénéfices attendus

Ce projet contribuera à une meilleure compréhension des effets comportementaux et physiologiques de substances d’intérêt pharmacologique. Les résultats pourront orienter la sélection de molécules candidates pour un développement ultérieur, tout en améliorant la prédiction préclinique de leurs effets secondaires potentiels.

Procédures

Les animaux recevront soit une administration unique, soit des administrations quotidiennes pendant une durée maximale de 14 jours, selon la substance évaluée et l’objectif expérimental. Sur l’ensemble du projet, un maximum de 2800 animaux pourra être utilisé. Certains animaux, dans la limite de 400 maximum, pourront faire l’objet de prélèvements sanguins sous anesthésie gazeuse. En fin de procédure, une mise à mort pourra être réalisée lorsqu’un prélèvement de sang ou d’organes/tissus post-mortem est nécessaire.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus sont principalement un stress lié aux manipulations et aux administrations répétées, un inconfort lors des gavages, une douleur ou gêne transitoire lors des injections intrapéritonéales ou intraveineuses, ainsi qu’un stress lors des observations comportementales. Le test de Von Frey peut également induire une douleur ou un inconfort transitoire, la stimulation mécanique étant appliquée jusqu’au seuil de retrait de la patte.

Devenir

Les animaux pour lesquels des prélèvements sanguins ou d’organes/tissus post-mortem sont nécessaires seront mis à mort à la fin de la procédure. Un nombre estimé maximal de 400 animaux, soit jusqu’à 200 souris et 200 rats, pourra être maintenu en vie et éventuellement réutilisé, sous réserve qu’aucun prélèvement post-mortem ne soit nécessaire, qu’aucun point limite n’ait été atteint et qu’aucun effet résiduel de la substance ne soit observé. Leur éligibilité à une réutilisation sera évaluée conformément à la réglementation. Aucun replacement ni aucune adoption ne sont prévus.

Remplacement

Dans la mesure du possible, les substances étudiées sont préalablement évaluées à l’aide de méthodes in vitro, notamment afin d’identifier et d’écarter les molécules présentant une toxicité incompatible. Cette étape permet de limiter le recours à l’animal aux substances pour lesquelles une évaluation intégrée à l’échelle de l’organisme reste nécessaire. Toutefois, les méthodes expérimentales in vitro ou in silico ne permettent pas de reproduire l’ensemble des interactions complexes entre les systèmes nerveux, cardiovasculaire, endocrinien et métabolique impliqués dans la réponse globale d’un organisme à une substance pharmacologique. Elles ne permettent notamment pas d’évaluer de manière complète les effets neurocomportementaux complexes. Le recours au modèle animal reste donc nécessaire pour atteindre les objectifs du projet.

Réduction

Le nombre d’animaux sera limité au strict nécessaire. En général, la variabilité des réponses aux effets d’un traitement administré chez le rongeur justifie une taille minimale de groupe de 10 animaux par condition expérimentale. La variabilité élevée en comportement et physiologie justifie cette taille minimale. Un effectif inférieur peut exposer à un risque de devoir reproduire les procédures pour valider statistiquement la solidité des résultats obtenus par une analyse de la variance (ANOVA). En cas de résultat significatif, les différences entre chaque groupe et le groupe contrôle seront explorées à l’aide d’un test de comparaisons multiples adapté (Dunnett ou Tukey). Afin de limiter le nombre d’animaux, la procédure 1 constitue une étape de criblage initial. Les procédures 2 et 3 ne seront déclenchées qu’en seconde intention, uniquement si le test FOB met respectivement en évidence une modification de la sensibilité mécanique ou de la force de préhension. Les effectifs prévus pour ces procédures correspondent donc à un maximum théorique et ne seront pas utilisés en l’absence de signal lors de la procédure 1. Lorsque la cinétique d’action de la substance, l’état clinique des animaux et l’absence d’interférence entre tests le permettront, les évaluations complémentaires seront réalisées sur les mêmes animaux. Une nouvelle cohorte ne sera utilisée que lorsque la durée d’observation du FOB, pouvant aller jusqu’à 24 h, ou les contraintes temporelles des mesures rendent l’utilisation des mêmes animaux scientifiquement non pertinente.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en groupe afin de maintenir leur socialisation et dans des cages enrichies. Les substances évaluées sont sélectionnées sur la base d’une analyse préalable approfondie de la littérature scientifique et des données disponibles concernant notamment leur pharmacologie, leur pharmacocinétique et leur profil de tolérance. Les doses et voies d’administration retenues sont ainsi définies à partir de données existantes, lorsque celles-ci sont disponibles, afin de limiter le risque d’effets indésirables non anticipés. Les administrations seront effectuées sur des animaux vigiles par du personnel expérimenté. Les administrations par voie orale seront réalisées à l’aide de sondes souples afin de limiter les irritations. Le cas échéant, les prélèvements sanguins seront réalisés sous anesthésie afin de réduire l’inconfort et le stress des animaux. L’état clinique des animaux sera évalué quotidiennement selon les points limites définis dans les procédures. Tout animal atteignant un point limite sera pris en charge conformément aux critères établis, avec mise à mort si nécessaire, afin de limiter au maximum la douleur, la souffrance et l’angoisse.

Choix des espèces

Après une étude de la littérature scientifique, les rongeurs sont des modèles fréquemment décrits pour l’étude de la tolérance d’un produit pharmacologique. Les animaux utilisés seront adultes conformément à la littérature.