Rats

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  • Recherche appliquée
    • Troubles endocriniens
Souris : 1700
Rats : 1700
Souffrances
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Devenir
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Une injection de streptozotocine détruit les cellules du pancréas et provoque une hypoglycémie sévère, dont le porteur attend 10 à 15 % de mortalité. 1 700 souris et 1 700 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, tous tués pour récupérer leurs tissus et leur sang. Devenus diabétiques et amaigris, ils subissent jusqu'à vingt et une prises de sang hebdomadaires chez la souris et quinze chez le rat, des tests de sensibilité mécanique et thermique de trente minutes en cage de contention, une échographie cardiaque sous anesthésie, et vingt heures en cage à métabolisme sur grille, hébergement dont le porteur reconnaît qu'il induit un fort stress et un risque d'hypothermie. Les composés évalués ne sont jamais nommés, et l'effectif de 3 400 rongeurs n'est rattaché à aucun calcul.

Objectifs

Le diabète de type I peut être induit chez le rongeur par destruction des cellules du pancréas à l’aide d’un agent pharmacologique. Lorsqu’un trop grand nombre de cellules sont détruites, l’animal devient diabètique de type I. Les conséquences de la destruction des cellules sont une augmentation du taux du sucre dans le sang. Cela va être toxique pour certains organes tels que les nerfs et neurones périphériques touchant la sensibilité, la motricité, le transit intestinal et le rythme cardiaque et le rein. Ces comorbidités associées au diabète altèrent de façon importante la qualité de vie des patients et sont létales arrivées à un certain stade de la maladie. Or ces comorbidités ne sont pas ciblées par des médicaments efficaces ou alors ciblés par des médicaments peu efficaces. Ainsi, il est important de développer des modèles précliniques permettant l’implémentation de médicaments ou des nouveaux médicaments plus efficaces sur le marché. Nous réaliserons 40 projets sur 5 ans.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra l’étude de nouvelles molécules thérapeutiques plus efficaces sur la neuropathie (altération des neuronnes périphériques), l’insuffisance cardiaque et la néphropathie diabétiques (altération de la fonction rénale associée au diabète).

Procédures

Les animaux recevront des administrations de divers composés (molécule chimique induisant le modèle et composés à tester), les administrations se font sur animal vigile (environ 30 secondes) ou sur animal anesthésié (environ 2 minutes). La sensibilité mécanique et thermique est réalisée sur animal vigile et dure environ 30 minutes où l'animal est dans une petite cage et un stimulus mécanique ou thermique est appliqué maximum 5 fois 10 secondes à intervalle de 5 minutes et ce à 3 reprises durant le projet. Des prélèvements de sang auront lieu toutes les semaines (soit 21 prélèvements pour la souris et 15 pour les rats maximum), sur animal anesthésié (2 minutes) ou vigile (30 secondes). Pour mesurer la fonction cardiaque, nous réaliserons une échographie, l’animal est anesthésié et une sonde est posée sur son thorax. Cette mesure dure environ 20 minutes. Pour mesurer le débit de filtration du rein, l'animal est anesthésié pendant 5 minutes pour placer le moniteur sur dos et injecter le composé fluorescent puis il est réveillé et maintenu en cage individuelle pendant 2h de mesure. Le moniteur est ensuite retiré et l'animal est remis dans sa cage d'origine. Nous récolterons l'urine sur une durée de 20h, l'animal sera donc mis en cage individuelle à métabolisme. Ces mesures seront réalisées 1 fois, en fin de période de traitement.

Impact sur les animaux

L’injection du composé chimique va engendrer un relargage massif d’insuline, donc une hypoglycémie sévère (baisse du taux de sucre dansle sang). Pour limiter cet effet qui peut être mortel, une supplémentation en sucre est mise en place pendant la phase critique (dès l’injection et jusqu’à 24h après la dernière injection). D’après notre expérience, nous attendons 10 à 15% de mortalité. L’état diabétique va induire une perte de poids très importante. Les administrations de traitements réalisées à répétition peuvent générer un stress chronique. Bien que les composés à tester ont pour but d’améliorer l’état de santé de l’animal, ils peuvent avoir des effets adverses. Les prélèvements de sang réalisés peuvent entrainer une infection au niveau du site de prélèvement, notamment sur des animaux diabétiques. Les mesures de sensibilité mécanique et thermique peuvent engendrer un stress et/ou une douleur modérée. Certaines mesures impliquent une anesthésie d’environ 20 minutes. Dans de rares cas, l’animal peut ne pas supporter l’anesthésie. Le test de tolérance au sucre, sur un animal diabétique peut induire des difficultés de retour à une glycémie basale (taux de sucre normal), cela peut entrainer une légère baisse d’activité. Les récoltes urinaires en cage métabolisme implique un hébergement sur grille, en individuel pendant 24h. Cela induit un fort stress et un risque d’hypothermie (baisse de la température corporelle).

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort pour récupérer les tissus et le sang dans le but d’évaluer l’efficacité des composés.

Remplacement

Le diabète est une pathologie touchant de nombreux organes et les atteintes nerveuse et rénale sont des conséquences de ce dérèglement multi organique qui se passe de façon séquentielle dans un ordre bien précis lors du développement de la maladie. Pour trouver un traitement efficace ciblant ces deux comorbidités, l'utilisation d'un modèle animal est nécessaire pour mimer à la fois l'atteinte multi-organique et l'évolution de la pathologie au cours du temps. Les cultures de neurones et de cellules rénales peuvent être envisagées dans un premier temps et constitue un des axes de recherche et développement de la société. Cependant cette méthode, bien qu'elle puisse diminuer l'utilisation d'animaux à des fins de recherche, ne pourra pas se substituer à l'utilisation de ces derniers puisque les comorbidités citées sont la conséquence de ce dérèglement multi-organique. L'utilisation d'un composé chimique pour induire le diabète peut être également remplacée par l'utilisation d'animaux spontanément diabétique grâce à des mutations génétiques et sont des modèles auxquels la société s'attarde dans ses axes de recherche et développement.

Réduction

Toutes les procédures seront réalisées sur le même animal afin de réduire le nombre d’animaux inclut dans l’étude. Des tests statistiques sont réalisés pour démontrer l'efficacité d'un composé.

Raffinement

Dès la première injection du composé chimique, le bien-être de l’animal sera suivi quotidiennement (mesure du poids et des consommations alimentaire et hydrique, 1 fois par semaine). Une supplémentation en sucre, permettant de limiter la chute du taux de sucre dans le sang qui peut être mortelle, est mise en place durant la phase critique. Une double litière sera déposée en fond de cage pour éponger l'urine produite en abondance et garantir le confort de l'animal. Jusqu'en fin d'étude, des changements significatifs dans le comportement des animaux peuvent être annonciateurs de douleur : une démarche altérée ou une posture recroquevillée ou une déshydratation/perte d’appétit ou les yeux mi-clos ou une absence de selles ou une diarrhée, ou une absence de comportement de toilettage ou à l’inverse un léchage excessif ou une sécrétion de porphyrine au niveau du nez et des yeux, entraineront un examen clinique poussé. Si l’état clinique de l’animal venait à se dégrader et atteindre les points limites, ce dernier sera mis à mort.

Choix des espèces

Le rat et la souris sont des modèles bien connus pour l’étude du diabète et de ses complications. De plus, il est possible d’induire chez nos rongeurs des atteintes similaires à celles observées chez l’Homme et d’en suivre l’évolution avec les mêmes outils qu’en médecine humaine. Nous utiliserons des animaux adultes donc à partir de l’âge de 8 semaines car le modèle a été développé historiquement comme cela donc nous avons énormément de recul sur l’effet du composé chimique à cet âge et nous souhaitons étudier la maladie se développant chez les adultes.

  • Recherche fondamentale
    • Système musculosquelettique
Rats : 72
Souffrances
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Anesthésiés, injectés une fois de rézafungine dans la veine de la queue, puis surveillés quotidiennement, 72 rats sont utilisés dans des procédures que le porteur classe en souffrance légère. Un antalgique leur est administré sous la peau quinze minutes avant une anesthésie profonde à l'isoflurane. Les mises à mort s'échelonnent ensuite selon les points de cinétique, entre une heure et quatorze jours après l'injection. Le sang, puis le cartilage et l'os du genou sont prélevés pour mesurer combien d'antifongique atteint ces tissus.

Objectifs

Les infections causées par des champignons des os et des articulations sont rares mais sérieuses. Elles sont difficiles à traiter parce que : les médicaments antifongiques (anti-champignons) existants pénètrent parfois mal dans l’os ou l’articulation, ils doivent être pris longtemps, ils peuvent provoquer des effets secondaires ou des interactions avec d’autres traitements, certains champignons deviennent résistants, et plusieurs médicaments nécessitent des injections répétées. La rézafungine est un médicament pour traiter ces champignons récemment disponible en France. Sa particularité est qu'elle reste très longtemps dans l’organisme, ce qui permet une injection seulement une fois par semaine. Cette caractéristique pourrait en faire une option intéressante pour les infections osseuses ou articulaires, qui nécessitent une exposition prolongée au médicament. Le projet décrit vise à mesurer directement, chez le rat : la quantité de rézafungine dans les tissus osteo-articulaires, à différents moments après une injection, pour comparer ces concentrations à celles du sang. L’idée est de comprendre si la rézafungine diffuse suffisamment dans ces tissus pour être efficace et si son comportement chez le rat est cohérent avec ce qu’on connaît déjà chez l’humain.

Bénéfices attendus

Le but de ce projet est de vérifier si ce médicament atteint bien l’os et l’articulation en quantité suffisante après injection, pour savoir si ce médicament pourra vraiment soigner les infections provoquées par des champignons des os et des articulations chez les futurs patients.

Procédures

Tous les animaux recevront une injection unique dans la veine de la queue, afin d’administrer la rézafungine (environ 1 min, classe légère de douleur). Pour minimiser le stress, les rats seront anesthésiés pendant l’injection. La deuxième nuisance de niveau de douleur léger, sera l'injection d'un anti-douleur par voie sous cutanée (moins d'une minute) 15 minutes avant une anethésie profonde à l'isoflurane pour le prélèvement de sang.

Impact sur les animaux

Ce type d’injection est très répandu et parfaitement maîtrisé par les personnes en charge de la réalisation des procédures expérimentales. Une nuisance considérée comme légère est l’anesthésie gazeuse réalisée pour permettre l’injection intraveineuse. À ce jour, aucun effet indésirable concernant la rézafungine chez le rat n’est rapporté hormis une réaction allergique. Les rats seront fortement surveillés après l’injection, puis quotidiennement.

Devenir

Pour cette étude, les animaux sont mis à mort séquentiellement à chaque point de cinétique (délais compris entre une heure et 14 jours). Le sang sera prélevé. Puis, différents prélèvements au niveau du genou (cartilage et os) seront prélevés, puis les concentrations en rézafungine seront analysées.

Remplacement

Les expériences en laboratoire et les simulations informatiques permettent de mieux comprendre le comportement des médicaments destiner à combattre les champignons. Toutefois, dans cette situation, elles ne permettent pas de répondre à la question, car il manque encore des informations essentielles sur le comportement du médicament dans l'organisme.

Réduction

Dans un souci d'éthique, le nombre d'animaux par groupe a été limité au maximum, à 8 rats par groupe (avec une représentation équivalente de chaque sexe), ce qui est nécessaire et suffisant pour les modélisations nécessaires à ce projet.

Raffinement

Les injections dans la veine de la queue (une seule dose par animal) seront réalisées sous anesthésie générale et par du personnel formé. Nous surveillerons quotidiennement les animaux. Si des anomalies du comportement étaient observées, les animaux concernés seraient mis à mort conformément aux recommandations éthiques. L’apparition éventuelle d’une infection au site d’injection nous obligerait également à mettre à mort l’animal selon la méthode réglementaire. Toutes les manipulations seront réalisées par du personnel formé.

Choix des espèces

Le rat est choisi car il est très bien adapté aux études sur le devenir des médicaments dans l'organisme au cours du temps. Sa taille permet de réaliser les prélèvements nécessaires, de nombreuses données scientifiques sont disponibles chez cette espèce, et son utilisation évite le recours à des animaux plus grands. Le stade auquel les animaux sont utilisés est un stade où les animaux auront atteint une taille suffisante pour la réalisation de prélèvements et pour lequel le comportement des médicaments présente des grandes similitude avec celui observé chez l'humain.

  • Recherche fondamentale
    • Système nerveux
Rats : 133
Souffrances
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Une injection dans la patte arrière provoque un œdème et une douleur qui dure de deux à sept jours, puis la voûte plantaire est soumise à un stimulus mécanique ou thermique jusqu'au retrait de la patte, à huit reprises en soixante-douze heures. 133 rats mâles vont être utilisés, tous tués à l'issue pour des prélèvements terminaux, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. L'objet est de tester si un antihistaminique ancien, la mépyramine, encapsulé dans des nanoparticules, soulage durablement cette douleur après une seule injection. Le porteur qualifie ces mesures de "tests comportementaux non invasifs", tout en décrivant un stimulus qui "va déclencher une douleur légère à modérée provoquant le retrait spontané de la patte".

Objectifs

Les douleurs liées à l’inflammation (arthrites, tendinites, douleurs post-opératoires) sont très fréquentes et souvent traitées par des médicaments anti-inflammatoires ou des antidouleurs puissants (morphine et dérivés), dont l’usage prolongé expose à des effets indésirables et à un risque de dépendance. Ce projet étudie une nouvelle façon d’administrer un médicament antihistaminique connu depuis longtemps, la mépyramine, dont on a récemment découvert qu’il bloque des récepteurs impliqués dans la transmission de la douleur. Ce médicament est encapsulé dans des nanoparticules (NPs) qui permettent de le protéger, de le libérer progressivement et de prolonger son effet. Une autre nanoparticule, appelé hybride, associera la mépyramine à une morphine endogène naturellement produite par l’organisme pour soulager la douleur, afin de tester si la combinaison des deux est plus efficace. L’objectif est de vérifier, chez le rat, si ces nanoparticules permettent de soulager durablement la douleur liée à une inflammation, d’abord dans un modèle d’inflammation de courte durée (2-3 jours), puis, si les résultats sont positifs, dans un modèle d’inflammation plus durable (une semaine).

Bénéfices attendus

Si les résultats sont positifs, ce projet montrera qu’un médicament déjà connu, la mépyramine, reformulé sous forme de nanoparticules, peut soulager durablement la douleur d’inflammation après une seule injection, par un mécanisme différent de celui de la morphine et de ses dérivés. Cela ouvrirait la voie à de nouvelles options de traitement de la douleur inflammatoire, permettant de limiter le recours aux antidouleurs opioïdes et leurs effets indésirables (tolérance, dépendance), pour des pathologies très répandues (arthrites, douleurs post-opératoires). La combinaison avec la Leu-enképhaline, molécule naturelle de l’organisme impliquée dans le soulagement de la douleur, pourrait permettre de renforcer cet effet tout en utilisant de plus petites quantités de chaque substance. Ces résultats fourniront des données précliniques de preuve de concept et constitueront une étape importante avant d’envisager le développement clinique de ce type de traitement chez l’Homme (option analgésique périphérique non opioïde).

Procédures

80 rats seront soumis à : - trois injections sous anesthésie générale (quelques secondes par injection) - des tests comportementaux non invasifs sur animal vigile avec des mesures répétées sur les deux pattes, à 8 reprises sur 72 heures. Chaque mesure dure 10 à 20 secondes. 53 rats seront soumis à : - trois à sept injections maximum sous anesthésie générale (quelques secondes par injection, maximum une injection par jour), - des tests comportementaux non invasifs sur animal vigile avec des mesures répétées sur les deux pattes, à 6 reprises sur 7 jours. Chaque mesure dure 10 à 20 secondes.

Impact sur les animaux

Dans le modèle d’inflammation modérée de courte durée, les animaux développent un œdème local et une sensibilité douloureuse de la patte injectée (boiterie discrète, léger léchage de la patte), maximales entre 3 et 24 heures et résolutives en 48 à 72 heures. Aucune altération de l’état général, de la prise alimentaire ou du poids n’est habituellement observée à ces doses. Le modèle d’inflammation persistant induit un œdème plus marqué et plus durable, associé à une sensibilité douloureuse de la patte injectée, persistant sur toute la durée de la procédure (7 jours). Une boiterie modérée et une diminution transitoire de l’appui sur la patte affectée sont attendues. Une légère baisse de la prise alimentaire peut survenir dans les 48 premières heures. La voute plantaire des pattes arrière du rat sera soumise à un stimulus mécanique ou thermique, qui va déclencher une douleur légère à modérée provoquant le retrait spontané de la patte, l’animal n’étant pas contraint. L’anesthésie (pour réaliser les injections) entraînent un léger stress lié à la perte de conscience.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à l’issue de leur procédure. Cette mise à mort systématique est justifiée par la nécessité de réaliser des prélèvements terminaux (sang et organes) indispensables aux analyses.

Remplacement

Comprendre comment un médicament soulage la douleur nécessite d’observer un comportement chez un animal possédant un système nerveux complet : aucune méthode alternative (cultures cellulaires, simulations informatiques) ne permet aujourd’hui de remplacer complètement cette étape. Avant d’en arriver à l’animal, des études en laboratoire (sur des cellules et sur les nanoparticules elles-mêmes) ont déjà permis de vérifier que les médicaments conservent leur activité une fois encapsulés, et de choisir les formulations les plus prometteuses, limitant ainsi le nombre de produits testés chez l’animal. Aucune méthode de remplacement total n’est donc disponible à ce stade pour atteindre l’objectif scientifique du projet, à savoir démontrer in vivo l’efficacité analgésique périphérique et prolongée des nanomédicaments étudiées dans un contexte de douleur inflammatoire.

Réduction

Le nombre d’animaux a été calculé au plus juste sur la base de tests statistiques pour obtenir des résultats fiables, en se basant sur l’expérience d’études similaires. Le projet est organisé en deux étapes : un premier test rapide (modèle de douleur transitoire, quelques jours) permet de vérifier si les nanoparticules sont efficaces avant de poursuivre, le cas échéant, avec un second test plus long (modèle de douleur persistante, une semaine). Si une formulation ne fonctionne pas lors du premier test, elle ne sera pas testée une seconde fois, ce qui évite d’utiliser des animaux pour des produits inefficaces. Chaque animal sera également son propre témoin, grâce à la comparaison entre la patte traitée et la patte non traitée, ce qui améliore la fiabilité des résultats sans augmenter le nombre d’animaux.

Raffinement

Les animaux sont habitués à la manipulation et aux tests avant le début de l’expérience pour limiter leur stress le jour de la procédure. Toutes les injections sont réalisées par du personnel formé, sous une courte anesthésie générale. Un suivi clinique quotidien sera assuré par les expérimentateurs, avec des points limites permettant une intervention précoce en cas de signe de souffrance excédant les attendus du modèle. Les tests comportementaux seront réalisés dans une salle calme, par le même expérimentateur, afin de limiter le stress lié à la manipulation et la variabilité des mesures. Les animaux sont logés dans des cages aménagées, en groupes, avec accès libre à l’eau et à la nourriture, dans un environnement enrichi afin de favoriser le bien-être animal. L'accès à la nourriture et à l'eau sera facilité pendant la période où les animaux présentent une gêne locomotrice.

Choix des espèces

Le rat est l’espèce de référence pour les tests de douleur utilisés dans ce projet (mesure de la sensibilité de la patte). Sa taille permet des mesures précises et répétées. Des rats adultes jeunes (8 à 12 semaines), mâles, seront utilisés : ce stade correspond à un système nerveux et immunitaire matures, garantissant des réponses stables et comparables aux études antérieures.

  • Recherche appliquée
    • Troubles immunitaires
  • Recherche fondamentale
    • Multisystémique
    • Oncologie
Rats : 100
Souffrances
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Anesthésiés, rasés, munis de deux cathéters posés dans la carotide et la jugulaire, 100 rats subissent une injection de glycérol dans les muscles des deux pattes arrière pour provoquer une destruction musculaire, puis un saignement contrôlé d'une heure trente, un remplissage vasculaire et la retransfusion de leur propre sang. Sept heures d'anesthésie au total, coupées par deux heures de réveil, avant une seconde intervention où une caméra collée sur l'abdomen enregistre pendant deux heures la filtration rénale : ces procédures sont déclarées d'un niveau de souffrance sévère. Le porteur prévoit cinq rats de plus par groupe pour anticiper les décès pendant l'expérience, et précise que les données d'un rat mort moins d'une heure avant la fin prévue restent exploitables. Les autres sont tués à l'issue de l'enregistrement, pour prélever sang, urine et organes.

Objectifs

Le choc hémorragique, provoqué par une perte importante de sang, est responsable d’environ 1,9 million de décès chaque année dans le monde. Dans près de 8 cas sur 10, il survient à la suite d’un traumatisme grave, comme un accident de la route ou une chute importante. Les traumatismes sévères représentent à eux seuls environ 9 % de la mortalité mondiale. Chez les personnes qui survivent aux premières heures, une réaction excessive du système immunitaire est souvent observée. Cette inflammation importante est déclenchée par les lésions des tissus, qui libèrent des molécules signalant les dommages subis par l’organisme. Si cette réponse est trop intense, elle peut provoquer des atteintes secondaires de plusieurs organes, notamment du foie et des reins, augmentant le risque de complications graves et de décès. À ce jour, il n’existe pas de traitement spécifique permettant de prévenir efficacement ces défaillances d’organes après un choc hémorragique. Les cellules stromales mésenchymateuses (CSM) sont des cellules naturellement présentes dans différents tissus de l’organisme. Elles sont étudiées et déjà utilisées dans certaines situations médicales pour leurs propriétés anti-inflammatoires et leur capacité à favoriser la réparation des tissus. Nos travaux précliniques ont montré qu’elles peuvent protéger le foie et les reins après un choc hémorragique. Cependant, l'utilisation de cellules vivantes est difficile à mettre en œuvre dans un contexte d'urgence, notamment en raison des contraintes de préparation, de conservation et de transport. C’est pourquoi nous nous intéressons au « sécrétome », c’est-à-dire à l'ensemble des substances produites par ces cellules, qui sont responsables d'une grande partie de leurs effets bénéfiques. Cette approche, dite « acellulaire », pourrait être plus simple à utiliser en pratique tout en conservant l'efficacité thérapeutique. L'objectif de cette étude est d'évaluer, dans un modèle expérimental de choc hémorragique traumatique, si une administration précoce de ce sécrétome permet de réduire les lésions du foie et des reins. Le recours à un modèle animal est indispensable, car il est aujourd'hui le seul moyen d'étudier simultanément les réactions immunitaires, les troubles de la circulation sanguine et de la coagulation qui conduisent aux défaillances de plusieurs organes. Les résultats attendus fourniront des données essentielles avant d'envisager des essais chez l'être humain.

Bénéfices attendus

L’utilisation de thérapie cellulaire est complexe, en particulier dans des situations d’urgence. En effet, leur mise en œuvre constitue un défi logistique : il faut disposer d’installations spécialisées, de personnel formé, et respecter des délais et des conditions de conservation contraignantes. Face à ces contraintes, une alternative prometteuse consiste à ne pas utiliser les cellules elles-mêmes, mais uniquement les substances qu’elles sécretent. Ces substances sont les principales responsables des effets protecteurs observés avec les cellules. L’intérêt de cette approche est multiple. Contrairement aux cellules vivantes, le sécrétome peut être préparé à l’avance, stocké plus facilement, transporté et utilisé rapidement au moment voulu. Ainsi, cette stratégie pourrait permettre de développer une nouvelle forme de traitement, dite “acellulaire”, combinant efficacité et simplicité d’utilisation. À terme, cela pourrait faciliter l’accès à ces thérapies innovantes, en particulier en contexte d’urgence thérapeutique et dans des environnements isolés.

Procédures

Cette procédure comprend deux étapes réalisées sous anesthésie générale. La première dure environ 5 heures et la seconde environ 2 heures. Ces deux étapes sont séparées par une période de réveil et de récupération d’environ 2 heures. Lors de la 1er étape, l’induction de l’anesthésie sera immédiatement suivie par l’administration sous-cutanée d’une solution d’anesthésiques locaux au niveau du cou et d’un morphinique au niveau du flanc. Au cours de la phase chirurgicale (1h), l’animal sera préparé (délai d’action du morphinique, rasage et dépilation: 40min) et les 2 cathéters nécessaires à l’étude seront posés au niveau du cou (artère carotide et veine jugulaire, 20min). La réalisation du modèle pathologique présente 3 phases : • La phase de choc hémorragique traumatique (1h30) débutera par l’injection intramusculaire dans chacune des pattes postérieures de l’animal d’une substance provoquant le traumatisme musculaire, suivi de la réalisation de l’hémorragie controlée par prélèvement du sang via le catether carotidien. • La phase de remplissage vasculaire (1h00) sera réalisée par perfusion d’une solution saline via le catheter jugulaire. Les traitements expérimentaux seront administrés en bolus dans le flux de perfusion dès le début de la phase de remplissage vasculaire. • Au cours de la phase de re-transfusion (1h00) le sang, prélevé pendant la phase d’hémorragie, sera réinjecté progressivement (1mL/min) par le catheter jugulaire. Au cours de cette première étape quatre prélèvements de sang seront réalisés via le catheter carotidien au début de chaque phase et avant le retrait des catheters (T0, T1h30, T2h30 et T3h30). A l’issue des 5 heures, les cathéters seront retirés et la peau refermée par des sutures (10min). Un morphinique et des anesthésiques locaux seront administrés afin de limiter la douleur post-opératoire. L’anesthésie gazeuse sera ensuite arrêtée et les animaux seront surveillés pendant les 2 heures. Lors de la 2ème anesthésie générale, la fonction de filtration des reins sera évaluée. Pour cela une petite incision cutanée de la peau de 1 cm sera réalisée au niveau de la patte postérieure gauche et une solution fluorescente sera injectée en bolus dans la veine fémorale superficielle. Le signal fluorecent sera enregistré (2h) grâce à une mini-caméra (1,4g) fixée sur la peau de l’abdomen à l’aide d’un patch adhésif non invasif. A la fin de l’enregistrement, les animaux seront euthanasiés.

Impact sur les animaux

Plusieurs effets indésirables sont à prévoir durant le protocole expérimental : 1. Intervention chirurgicale associée à une anesthésie gazeuse de plusieurs heures: La chirurgie réalisée au niveau du cou, nécessaire à la pose et au retrait des cathéters carotidien et jugulaire, présentent un risque d’hémorragie non contrôlée. Par ailleurs l’association de la chirurgie et de l’anesthésie générale prolongée peut entrainer un risque d’hypothermie. Par aillieurs certains animaux pourraient aussi ne pas supporter une anesthésie prolongée. Lors du réveil, la chirurgie réalisée au niveau du cou, peut entraîner une douleur lors de la mastication. 2. Injection de glycérol : L’injection de glycérol dans les muscles tibialis, visant à induire une lésion musculaire de type rhabdomyolyse, provoquera une douleur locale et une réduction de la mobilité des membres postérieurs. 3. Effets du modèle pathologique : L’état général des animaux pourrait être altéré par le modèle expérimental, entraînant une immobilité partielle ou totale.

Devenir

Une seule étape est prévue dans ce projet. À la fin de celle-ci, les animaux seront mis à mort à l’issue afin de permettre le recueil de sang et d’urine pour les analyses biologiques. Certains organes seront également prélevés pour être étudiés au microscope (examen histologique). Cet examen consiste à observer les tissus en détail afin de détecter d’éventuelles anomalies ou des modifications de la structure des cellules. Il permet ainsi de mieux comprendre les effets des traitements étudiée et d’obtenir des informations sur leur impact au niveau des organes.

Remplacement

Les études chez l’animal restent nécessaires pour atteindre les objectifs de ce projet. Elles permettent d’observer comment les thérapies cellulaires se comportent dans un organisme vivant dans son ensemble : quels sont leurs effets bénéfiques éventuels, mais aussi leurs risques ou effets indésirables. À l’heure actuelle, il n’est pas possible d’obtenir ces informations de manière fiable uniquement avec des méthodes alternatives, comme des expériences réalisées sur des cellules in vitro. Ces modèles sont utiles, mais ils ne reproduisent pas toute la complexité d’un organisme vivant, en particulier dans des situations graves comme une hémorragie importante (perte massive de sang) ou une rhabdomyolyse (destruction importante des muscles), où de nombreux organes et mécanismes interagissent en même temps. Cependant, avant de réaliser les études chez l’animal, des expériences sur cellules sont systématiquement menées. Elles permettent de sélectionner les approches thérapeutiques les plus prometteuses et ainsi de limiter au maximum le nombre d’animaux utilisés.

Réduction

Sur la base des données obtenues précédemment avec ce même modèle de choc hémorragique traumatique, 15 rats par groupe sont nécessaires pour garantir une puissance statistique suffisante. Cinq rats supplémentaires par groupe sont prévus afin d’anticiper les décès liés à la sévérité du modèle pathologique, ainsi que les exclusions éventuelles résultant de contraintes techniques inhérentes à la procédure expérimentale. Le nombre maximal d’animaux prévu par groupe d’intérêt est donc fixé à 20. Cinq groupes d’animaux sont prévus, 2 groupes controles (contrôle négatif et positif) et 3 groupes de traitements. Seules les approches thérapeutiques ayant déjà montré des résultats positifs lors d’expériences réalisées sur des cellules in vitro seront testées dans ce projet. Cela permet de ne retenir que les stratégies les plus prometteuses avant de passer à l’étape in vivo sur l’animal. D’après les résultats obtenus précédemment avec ce même modèle expérimental de choc hémorragique traumatique, nous avons constaté que la gravité de ce modèle peut parfois entraîner le décès de certains animaux avant la fin prévue de l’expérience. Cependant, nous avons observé que lorsque le décès survient moins d’une heure avant la fin prévue de la procédure, les données peuvent tout de même être utilisées, à condition que le prélèvement sang final puisse être réalisé. L’intégration des prélèvements de ces animaux n’altère ni la qualité ni la validité scientifique de l’étude, et permet d’éviter de répéter inutilement certaines expérimentations.

Raffinement

La procédure comprend deux phases réalisées sous anesthésie générale d’une durée globale de 7 heures séparées par une phase de réveil de deux heures maximum. Dès le début de l’anesthésie, un gel hydratant sera appliqué sur leurs yeux pour éviter tout dessèchement ou irritation. L’anesthésie générale sera administrée sous forme de gaz. Elle sera associée à un traitement antidouleur complet comprenant un analgésique puissant ainsi que des anesthésiques locaux injectés aux endroits pouvant occasionner une douleur (au niveau du cou et des muscles des pattes arrières). Deux types d’anesthésiques locaux seront utilisés : l’un agit rapidement mais pour une courte durée (environ 30 minutes), l’autre agit plus longtemps (6 à 9 heures), afin d’assurer une protection continue contre la douleur. Enfin, par précaution, une nouvelle administration d’analgésiques et d’anesthésiques locaux sera réalisée avant le réveil des animaux afin de garantir leur confort au moment du réveil des animaux. En fonction de leur état clinique des animaux pendant la phase de réveil et de l’atteinte éventuelle des points limites, une dose supplémentaire d’analgésique pourra être administrée ou, si nécessaire, l’animal pourra être euthanasié.

Choix des espèces

Le choix d’utiliser des rats non génétiquement modifiés repose sur l’existence de nombreuses études scientifiques portant sur des modèles de choc hémorragique (perte importante de sang) et de rhabdomyolyse (destruction importante des muscles) chez le rat. Cette base de connaissances solide nous permettra de comparer plus facilement nos résultats à ceux déjà publiés et de mieux les interpréter. De plus, notre équipe bénéficie d’une expertise dans la mise en œuvre de modèles de choc hémorragique, qu’il survienne seul ou en association avec des traumatismes, notamment dans le cadre d’études cardiovasculaires. Pour évaluer les traitements, nous utiliserons des rats de la souche Sprague Dawley agés de 7 semaines et pesant entre 250 et 330 grammes. Ce stade de développement correspond à celui le plus souvent choisi dans les recherches sur la fonction rénale. Cela facilitera la comparaison de nos résultats avec les données déjà disponibles dans la littérature scientifique.

  • Recherche appliquée
    • Cancers
Rats : 1200
Souffrances
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Devenir
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 1200

Un prestataire de services en recherche préclinique vend l'évaluation de candidats médicaments sur des rats à qui il greffe une tumeur dans la vessie, protocole qu'il doit d'abord mettre au point : 1 200 rats vont être utilisés sur cinq ans, tous tués en fin d'étude parce qu'ils portent des tumeurs, dans des procédures déclarées d'un niveau de souffrance modéré. Chaque rat reçoit un transpondeur sous la peau, subit une chirurgie d'induction tumorale de moins d'une heure trente, puis une seconde chirurgie pour poser un cathéter dans la vessie, et reste isolé de un à dix jours pendant l'infusion du traitement, opération répétable. Les effectifs par groupe vont de trois à quinze rats selon les paramètres évalués. À cela s'ajoutent jusqu'à 30 % de rats supplémentaires, prévus parce que les deux chirurgies sont "des phases critiques techniquement complexes".

Objectifs

En 2020, le GLOBOCAN estimait à environ 573 000 nouveaux cas de cancer de la vessie dans le monde; en 2022, les estimations dépassent 600 000 cas. Ce cancer est parmi les dix plus fréquents, avec de fortes disparités régionales et une prévalence nettement plus élevée chez les hommes; l’incidence est largement liée au tabagisme et augmente dans régions en lien avec vieillissement. L’objectif global de ce projet est d’améliorer la prise en charge clinique au travers du développement de nouvelles thérapies efficaces contre ce type de cancer par l’intermédiaire d’un modèle préclinique pertinent : - Comprendre la biologie : mécanismes moléculaires, voies de signalisation, hétérogénéité tumorale et résistance aux traitements. - Découvrir des cibles et biomarqueurs : identifier de nouvelles cibles thérapeutiques et des marqueurs pronostiques/prédictifs. - Développer et optimiser des traitements : criblage de petites molécules, anticorps, immunothérapies, thérapies combinées et stratégies de délivrance locale (instillations intravésicales). - Évaluation de la toxicité et pharmacocinétique : sécurité systémique et locale avant essais cliniques. - Réduction des échecs en clinique : validation robuste des hypothèses pour mieux sélectionner candidats et schémas thérapeutiques. - Individualisation des soins : tests ex vivo (organoïdes, cultures primaires) pour prédire réponse et guider thérapie personnalisée. - Aspects translationnels et réglementaires : définir biomarqueurs d’effet, critères d’inclusion pour essais et preuves préalables exigées par autorité L’objectif de ce projet est de développer un modèle de cancer de vessie chez les rongeurs (rats), le plus prédictif possible afin de refléter la pathologie cancéreuse et de pouvoir évaluer des composés thérapeutiques dans un contexte pathologique le plus proche possible de l’homme et d’arriver, avant les essais cliniques, à établir une réelle évaluation de l’efficacité de molécules destinées à traiter les tissus cancéreux localisés chez l’homme. Une fois le modèle établi, une évaluation complète des candidats médicament pourra aussi être réalisée avant de lancer un potentiel essai clinique chez l’homme.

Bénéfices attendus

Notre société, prestataire de services en recherche préclinique propose un panel de modèles in vivo nécessaires à l’évaluation de nouveau composés thérapeutiques pour la recherche contre le cancer. Ce projet a pour finalité de sélectionner des molécules thérapeutiques grâce à des modèles précliniques les plus prédictifs possibles afin de pouvoir transposer l’utilisation de ces molécules chez l’homme lors d’essais dans différentes phases cliniques. Pour cela, les expériences chez l’animal, qui représentent un système d’essai physiologiquement proche de l’homme, permettent d’évaluer l’efficacité, la toxicité, la pharmacocinétique et la pharmacodynamique de nouveaux candidats médicament préalablement aux essais qui pourraient être ensuite mené chez l’homme. Au cours des expériences réalisées, il sera possible d’étudier les mécanismes de croissance d’une tumeur dans un environnement mimant la pathologie chez l’homme, d’étudier les mécanismes de résistance après des traitements avec de nouvelles molécules ou des molécules déjà utilisées en clinique, et les mécanismes de progression tels que la formation de métastases et également les voies d’administration telles que le mise en place d’un cathéter intra vésical par voie antérograde mime déjà pratiqué chez l’homme. Grâce à ces études dans un environnement adapté, il sera aussi par exemple possible de suivre la réaction du système immunitaire de l’hôte face à la progression de la maladie, de moduler et/ou orienter le système immunitaire afin de donner à l’organisme les moyens de se défendre contre le cancer

Procédures

L’implantation de transpondeur pour identifier l’animal sous la peau est réalisée sous anesthésie générale 0-3 jours avant le début de l’étude (inférieur à 5min). Chirurgie permettant l’induction tumorale est réalisée sous anesthésie générale (inférieur à 1h30). Avant les traitements, les animaux sont sélectionnés pour former des groupes homogènes en poids et/ou volume tumoral (stress léger durant 1 à 2 jours). Au cours des études, des méthodes d’imagerie non invasives peuvent être réalisée, potentiellement après un transport (inférieur à 2h). Des méthodes d’imagerie non invasives (indolore) pourront être réalisées sous anesthésie générale (inférieur à 1h). Mise en place d’un cathéter par chirurgie nécessaire à la mise en œuvre des traitements sera réalisée sous anesthésie générale (inférieur à 1h30). Les animaux seront traités par un système d’infusion continue nécessitant le recours à l’isolement temporaire des animaux durant le traitement (1 à 10 jours répétable). La palpation des tumeurs nécessitera une contention des animaux (inférieur à 30s, stress léger). Des prélèvements de sang, pourront être faits sous anesthésie générale . Des prélèvements d’urine pourront être réalisés en hébergeant individuellement les animaux moins d’une heure ou par légère pression sur le ventre sous contention (inférieur à 5min, stress léger). En fin d’étude, tous les animaux sont euthanasiés

Impact sur les animaux

La chirurgie d’induction tumorale pourra engendrer une douleur modérée sur 1-2j et un stress modéré. Un traitement antidouleur sera appliqué aux animaux durant cette période. Le développement de la tumeur dans la vessie pourra également engendrer une gêne. L’implantation chirurgicale d’un cathéter dans la vessie pour la mise en œuvre des traitements pourra engendrer une douleur modérée sur 1-2j et un stress modéré. Un traitement antidouleur sera appliqué aux animaux durant cette période. Les animaux seront maintenus en hébergement individuel durant le temps d’infusion, ce qui pourra engendrer un stress léger. Les périodes de traitements pourront engendrer un stress modéré. Les technique d’imagerie non invasive (IRM ou bioluminescence) pourront induire un stress léger. Au cours d’une étude, les animaux seront manipulés. Les mesures de poids et de volume tumoral pourront entraîner un stress que l’on peut considérer comme faible, et qui diminue avec l’habituation.

Devenir

Du fait que les animaux sont porteurs de tumeurs, ils seront tous mis à mort en fin de procédure

Remplacement

Les méthodes alternatives ne permettent pas, à ce jour, de prévoir l’efficacité in vivo de potentiels candidats-médicaments, car les étapes nécessaires au développement d’un médicament pour lesquelles il est nécessaire d’étudier les interactions du médicament dans un contexte global ne peuvent pas être étudiées dans un système alternatif (in vitro par exemple). Des méthodes alternatives de reconstruction d’organes ou de tumeurs en 3D sont utilisées mais sont toutefois marginales

Réduction

Dans chaque étude, les animaux seront répartis en groupes expérimentaux selon les critères définis dans l’étude. Le nombre de groupes sera ajusté à la question scientifique posée et aux paramètres étudiés. Les variations de ces paramètres et de la mortalité entre les groupes contrôles et traités seront comparées pour évaluer les composés testés. La validité scientifique nécessite d’utiliser un nombre minimum d’animaux par groupe pour que les tests statistiques soient valides et représentatifs d’éventuelles variations inter-individus. L’analyse statistique sera effectuée au moyen d’un test d'analyse de la variance (ANOVA). Une étude peut être composée de 2 à 10 groupes (au minimum un groupe avec tumeur, non traité et un groupe avec tumeur, traité; plusieurs groupes traités possibles pour évaluer différents traitements, doses etc). Le nombre d’animaux par groupe variera généralement entre 3 (biodistribution) à 15 (dans le cas de multiples paramètres d’efficacité à évaluer) par dose de produit. Jusqu’à 30% d’animaux excédentaires pourront être inclus initialement pour la mise en place du modèle au moment des chirurgies avant la sélection des animaux. La chirurgie d’implantation du cathéter et d’induction tumorale sont des phases critiques techniquement complexes qui nécessitent un nombre d’animaux excédentaires prenant en compte la complexité de la mise en place du modèle. Avec la pratique et l’amélioration continue des techniques, ce nombre pourra être réduit au cours du temps. Pour réduire le nombre d’animaux utilisés dans ces procédures, il sera toujours proposé d’utiliser des biomarqueurs et des techniques faiblement invasives d’imagerie chez le petit animal

Raffinement

La chirurgie d’induction tumorale et l’implantation du catheter par chirurgie en intravesicale sont réalisées sous anesthésie générale avec couverture analgésique (antidouleur) durant toute la procédure et durant les 3 jours suivants celle-ci. Les chirurgies seront réalisées de façon aseptique, avec maintien de la température corporelle et surveillance jusqu’au réveil. Les chirurgies seront effectuées le matin pour surveiller les animaux durant la journée après leur réveil. L’induction tumorale et l’implantation du cathéter pourront se faire au cours de la même chirurgie. Dans le cas où l’induction tumorale et la mise en place du cathéter ne sont pas réalisés en même temps, un délai compris entre 5 et 12 jours devra être respecté avant la seconde intervention chirurgicale. La seconde intervention chirurgicale sera menée sous l’autorité du vétérinaire de l’établissement afin de s’assurer que les animaux est bien eu le temps nécessaire pour récupérer de la première intervention. Les prélèvements de sang seront effectués suivant les recommandations vétérinaires (anesthésie, volume, fréquence, antalgie). Les expérimentateurs sont formés pour reconnaître les signes de souffrances et les points limites. Les personnes en charge du bien-être et du soin des animaux veillent au respect des points limites. Pour raffiner, il sera toujours proposé d’utiliser des biomarqueurs et de l’imagerie faiblement invasives permettant d’atteindre l’objectif plus tôt et de sortir l’animal de la procédure. Un enrichissement adapté aux animaux sera disposé dans chaque cage d’aniamux. Des animaux adultes seront utilisés. Une évaluation précise de l’état sanitaire des animaux sera mis en place de manière individuelle à l’apparition des premiers signes cliniques d’évolution de la maladie. Dans toutes les cages, une nourriture adaptée et de l’eau gélifiée seront rajoutés, la quantité de nourriture en fond de cage sera augmentée en fonction des besoins des animaux. Les scores cliniques les plus élevés, l’accumulation de scores intermédiaires et les pertes de poids élevées ou prolongées constitueront des points limites à l’experience.

Choix des espèces

Les petits rongeurs, outre l’avantage lié à leurs caractéristiques physiologiques, sont les seules espèces animales disponibles pour l’expérimentation présentant un statut immunodéprimé (avec des mutations spontanées ou génétiquement modifiées) indispensable à l’implantation de cellules tumorales humaines dans le cadre de la recherche en oncologie. De plus, les rats autorisent une variété de techniques d’administration, de prélèvement et de chirurgie présentant des analogies avec ce qui peut être réalisé en recherche clinique sur l’homme. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (7-8 semaines lors de leur première manipulation). Des animaux adultes sont utilisés afin qu’ils aient leur poids et leur morphologie adulte pour faciliter l’injection des cellules tumorales et l’implantation du cathéter en intra vésical. Les animaux adultes pourront mieux supporter les effets secondaires des composés à tester. Les effets du développement tumoral sera plus facilement supporté par des animaux adultes.

  • Recherche fondamentale
    • Système cardiaque
Rats : 120
Souffrances
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▲ 120
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Devenir
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 120

120 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent un traitement par voie orale vingt jours cumulés, jusqu'à cinq jours par semaine, subissent des régimes pauvres en sodium ou riches en potassium pendant trente jours au plus, passent cinq jours consécutifs en cage individuelle pour le recueil des urines, et voient leur pression artérielle mesurée cinq fois de suite par un ballonnet gonflé sur la queue. L'administration orale peut irriter leur œsophage, le régime et les traitements faire perdre du poids et modifier la mobilité, l'hébergement individuel provoquer un stress social. Cette recherche est fondamentale, et le porteur écrit avoir "besoin de réaliser des expériences in vivo chez le rat" parce qu'il juge impossible de recréer in vitro la complexité d'un "organisme entier".

Objectifs

L'hypertension arterielle et ses complications cardiovasculaires et rénales a une très forte prévalence en Europe et augmente avec l'age pour atteindre près de 50 pour cent après 60 ans. L'hypertension arterielle participe au cercle vicieux liant insuffisance rénale chronique (IRC) et pathologies cardiovasculaires. Il est important de comprendre les mécanismes sous-jacents des interactions entre vaisseaux, rein et coeur et d’identifier des thérapeutiques permettant de limiter ces comorbidités. Les données recueillies chez l’Homme et l’animal montrent que l’aldostérone, une hormone produite par les glandes surénales, joue un rôle important et induit inflammation et fibrose tissulaire, ce qui joue un rôle critique dans le remodelage rénal et cardiaque induit par l'hypertension artérielle. L'aldostérone a également un role crucial dans la balance hydrosodée, régulant l'excretion rénale de sodium et potassium. Les objectifs du projet sont d'étudier les conséquences de l'inhibition de la synthèse d'aldosterone par un nouvel inhibiteur spécifique de l'aldosterone synthase sur la balance hydrosodée et la pression artérielle

Bénéfices attendus

L’insuffisance rénale chronique (IRC) dont la prévalence est d’environ 10 pour cent en europe, selon les pays, a des conséquences cardiovasculaires majeures avec une morbidité et mortalité importantes ce qui représente un cout sociétal considérable. Le nombre de décès liés à l’IRC est estimé à 1,5 million dans le monde et est la 5ieme cause de perte d’année de vie. La proportion de sujets en France ayant une qualité de vie altérée variait de 20 à 50 pour cent dans les dimensions à composante physique selon le degré d’IRC. Disposer d'un modèle rongeur permettant de tester les bénéfices éventuels d'un inhibiteur de la synthase d'aldosterone serait une avancée therapeutique potentielle

Procédures

Les animaux sont soumis à diverses interventions. Certains animaux seront mis sous régimes spéciaux (animal vigile) pendant un maximum de 30 jours pour chaque serie expérimentale. Les animaux seront soumis à une administration orale d'un traitement sur animal vigile, 20 jours maximum cumulés, 1 minute par geste, par periode de 5 jours par semaine, avec une periode de repos de 2 jours, puis une semaine entre les protocoles nourriture controle puis nourriture pauvre en sodium ou riche en potassium. Il est réalisé par une personne formée à cet acte. Pour le recueil des urines (3 fois pendant 8h, une fois pendant 24h) un hébergement individuel temporaire est nécessaire (animal vigile). Il est réalisé 5 jours consécutifs (animal vigile) pendant 4 périodes selon le protocole avec des temps de repos de 2 jours entre chaque période. Certains animaux ont une injection (1 fois, 1 minute, animal vigile). La mesure de la pression artérielle est réalisée cinq fois sur 5 jours consécutif pendant 15 min (animal vigile). Elle consiste à placer un ballonnet gonflable sur la queue de l’animal puis à mesurer la pression du ballonnet à laquelle le pouls est de nouveau perçu. L’euthanasie est réalisée selon une méthode réglementaire en fin de période expérimentale après prélèvement sanguin sous analgésie et anesthésie (1 fois, quelques minutes).

Impact sur les animaux

Les effets indésirables notoires seront 1) la douleur et le stress de contention lors de l'administration orale avec irritation possible de l'oesophage , 2) les conséquences de changement de la pression artérielle (perte de poids, perte d’appétit, diurèse augmentée) 3) le régime alimentaire spécial et les traitements peuvent entrainer une perte de poids et modifier la mobilité et le comportement des animaux, 4) l’hébergement individuel temporaire dans les cages à métabolisme pourra engendrer un stress social mais les animaux seront dans la même pièce que leur congénères 5) le stress lié à la manipulation et la contention durant l'administration du traitement et la prise de pression artérielle 6) le stress et la douleur légère de courte durée au site d'injection 7) le stress et la douleur légère de courte durée au site de prélèvement de sang avec un risque minime d'hémorragie

Devenir

Les animaux seront euthanasiés en fin de procédure car des analyses biochimiques sanguines (composition, molécules pro-inflammatoire) ainsi que des analyses sur organes prélevés sont obligatoires pour mener à bien ce projet.

Remplacement

Cette recherche est de type fondamentale. Nous avons besoin de réaliser des expériences in vivo chez le rat afin de pouvoir confirmer nos données obtenues in vitro (spécificité de l'antagoniste aldosterone synthase (ASI) dans des cellules de surrénale). Cette étude ne peut être conduite qu'in vivo car il n’y a pas de modèles alternatifs pour l’étude intégrée et multi-organes de l’activation du récepteur minéralocorticoïde par l'aldostérone et de la signalisation sous-jacente dans l'hypertension artérielle. Il n’est pas possible de recréer in vitro la complexité d’un organisme entier avec tous les acteurs cellulaires entrant en jeu

Réduction

Nous avons d'abord fait une étude de la littérature (ainsi qu'une estimation grâce à un algorithme fournis par un logiciel) pour s'assurer de la faisabilité du projet ainsi que pour estimer le nombre d'animaux nécessaire pour qu'on puisse mettre en évidence des différences statistiques entre les résultats de nos différents groupes. Pour la réalisation de cette étude, nous utiliserons des groupes de 10 rats males ou femelles pour permettre une évaluation statistique solide des effets analysés. Nous chercherons à regrouper les expérimentations dans le but de réduire le nombre d’animaux contrôles. L’étude sera arrêtée si les expériences initiales ne confortent pas l’hypothèse de travail. Le nombre total d’animaux sera de 120 rats

Raffinement

Dans la réalisation de ce projet, l’ensemble des procédures a été mis au point afin de permettre une interprétation fiable dans le respect du bien-être animal, en limitant la douleur et le stress. Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation avec un cycle jour nuit automatique: les animaux sont hébergés avec leurs congénères en portoirs ventilés avec un système d’abreuvement automatique et un accès à volonté à la nourriture et l’eau. Le milieu est enrichi avec un des enrichissements ci-après: carré de lanière kraft et batonnet en bois. Un enrichissement pour se cacher et grimper pourra être ajouté (tunnel, hutte ou équivalent en PVC ou autre). Les conditions de températures et d’hygrométrie sont contrôlées et monitorées. Les animaux sont vérifiés quotidiennement. Nous nous efforçons à chaque instant de raffiner nos procédures afin de garantir le bien-être des animaux en cours de procédure grâce à une surveillance attentive, des soins adaptés. La prise alimentaire sera contrôlée pendant les traitements et les analyses métaboliques. Enfin, certaines analyses cardiovasculaires seront réalisées après habituation, afin de réduire le stress des animaux. Des points limites suffisamment précoces ont été définis. Pour réduire les nuisances les actions suivantes seront réalisées: le comportement des animaux sera surveillé attentivement, en référence à une grille de scoring de l’animalerie. Les rats sont maintenus 2 par cage au minimum (ça dépend de leur poids, nous suivons les recommandations de la réglementation française). Une période d’acclimatation réglementaire de 7 jours est respectée si les animaux proviennent d’un fournisseur extérieur.

Choix des espèces

L'espèce rat a été choisie car c'est un modèle établi pour le développement de l'hypertension et maladies cardiovasculaires et rénales. De plus nous disposons d'un modèle de rats génétiquement modifiés Les animaux sont utilisés à l’âge adulte (7 semaines) afin de disposer d’un organisme avec un processus de développement terminé. Les animaux contrôles sont les littermates (frères et soeurs des même portée) non transgéniques donc élevés au même endroit.

  • Recherche appliquée
    • Autres troubles humains
    • Troubles musculosquelettiques
    • Troubles nerveux
Souris : 10924
Rats : 6992
Souffrances
▲ -
▲ -
▲ 4335
▲ 13581
Devenir
 -
 -
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 17916

Tous tués à l'issue pour prélever cerveau, moelle épinière et ganglions nerveux, 10 924 souris et 6 992 rats, soit 17 916 individus, vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré à sévère. Une neuropathie est provoquée par chirurgie ou par injection d'un produit chimique, puis la douleur chronique, avec hyperalgésie au chaud et au froid et allodynie mécanique, est entretenue plusieurs semaines et mesurée jusqu'à deux fois par semaine par stimulation mécanique, immersion de la queue ou test thermique sur les pattes. Le porteur écrit que les études sur la douleur "n'utiliseront pas d'anesthésie ou d'analgésie pour ne pas fausser les résultats". Le nombre de souris et de rats reste une estimation, puisqu'il dépend, selon le porteur, de ses partenaires et des molécules de son pipeline.

Objectifs

Dans le cadre de programmes de maturation, nous développons au stade préclinique des nouvelles molécules pharmaceutiques ou en repositionnement. Pour chaque nouvelle molécule intégrée dans notre pipeline, des études de toxicologie (in vitro et/ou in vivo), de pharmacocinétique et d’efficacité sont réalisées. Ce projet concerne les études d’efficacité et a pour but d’étudier l’effet analgésique de différents traitements dans différents modèles de douleur chez la souris ou chez le rat. Le développement de molécules analgésiques et antalgiques pour traiter les douleurs (neuropathiques, chroniques ou aigues) est particulièrement important pour le confort des patients. Pour ce projet nous pensons effectuer 303 études avec pour chaque étude, l’utilisation de 10924 souris et 6992 rats, soit 17 916 animaux sur 5 ans. Toutefois, cela reste des estimations car le nombre d’études ne peut pas être déterminé à l’avance car il dépend de nos partenaires et de nos molécules en développement interne ainsi que du choix du modèle translationnel pour aller en clinique

Bénéfices attendus

Ce projet en général se focalise sur l’étude et la validation, dans un contexte physiopathologique pertinent, de l’efficacité de nouvelles molécules thérapeutiques ou de molécules déjà approuvées pour une autre indication pouvant avoir un effet sur la douleur. Les retombées attendues incluent le screening in vivo de molécules efficaces, l’étude si besoin de leur mécanisme d’action et l’évaluation des meilleurs candidats avant une éventuelle utilisation en clinique chez l’Homme. Ainsi, nos études permettront de trouver potentiellement des médicaments dont les effets seraient supérieurs aux molécules de référence déjà existantes

Procédures

[MODIFICATION:Un modèle de neuropathie pourra être induit par procédure chirurgicale ou injection de produit chimique.] La dose et la posologie seront déterminées à l’aide de la littérature existante et/ou d’études pilotes (varie entre 1 injection unique à plusieurs injections par semaine pendant plusieurs semaines). Les prélèvements sanguins seront réalisés sur animaux anesthésiés en fin de procédure (phase terminale). Les animaux recevront les administrations des traitements par différentes voies d’administration, jusqu’à 7 jours par semaine pendant la durée de l’étude. Des tests de comportement seront effectués jusqu’à 2 fois par semaine pendant la durée de l’étude : soit en mesurant la sensibilité à un stimulus mécanique (stimulation pendant 5 secondes, latence de 2 minutes entre chaque stimulation soit un test durant 15 minutes en tout), la sensibilité au chaud ou au froid au niveau des pattes arrières (30 sec ou 50 sec maximum, respectivement, en test unique) ou au niveau de la queue (immersion pendant 15 sec maximum avec 3 tests séparés de 5 minutes). Tous les animaux seront manipulés et observés plusieurs fois par semaine pour déterminer les scores des points limites.

Impact sur les animaux

Du fait de l’induction du modèle, l’animal va développer une douleur transitoire ou chronique (généralement d’une durée supérieure à 7 jours après l’induction du modèle expérimental et jusqu’à plusieurs semaines) avec hyperalgésie à la chaleur ou au froid et une allodynie mécanique ; l’animal peut également développer un œdème. Les modèles chroniques que nous utilisons sont conçus pour induire des douleurs d'intensité modérée, mimant la douleur chronique humaine, mais tout est mis en œuvre pour éviter une douleur excessive. L'intensité de la douleur est régulièrement évaluée à l’aide de tests comportementaux afin de s'assurer que les animaux ne souffrent pas inutilement. Nous anticipons une douleur chronique modérée et contrôlée, et les protocoles incluent des évaluations fréquentes pour s'assurer que celle-ci ne dépasse pas un seuil tolérable. Nous n’attendons pas de nuisance liée à l’administration des traitements (doses non toxiques) en dehors de celle induite par la piqure. De plus, les prélèvements de sang éventuels se feront en phase terminale sous anesthésie générale. Pour le modèle de neuropathie diabétique, des petits prélèvements de sang seront réalisés régulièrement (1 goutte) pour mesurer la glycémie à l’aide d’un glucomètre.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à l’issue de chaque procédure car certains tissus devront être prélevés pour réaliser des analyses complémentaires indispensables à l'évaluation scientifique des expérimentations menées. Nous prévoyons de collecter différents tissus (comme le cerveau, la moelle épinière, les ganglions nerveux, ou encore des tissus périphériques) afin de réaliser des analyses d'expression génique ou histologique pour évaluer les éventuels changements morphologiques ou dégénératifs. Ces analyses sont essentielles pour valider les résultats comportementaux et physiopathologiques observés durant les expériences, en apportant des preuves complémentaires au niveau cellulaire et moléculaire.

Remplacement

Notre projet se focalise sur l’induction de modèles expérimentaux de de douleur nécessitant l’utilisation d’un modèle animal. En effet, ce sont des modèles qui étudient principalement le comportement de l’animal. La douleur transitoire ou chronique est un sujet d’étude complexe nécessitant des expériences à l’échelle de l’organisme entier. Bien que des expériences in vitro seront réalisées en amont, l’espèce rat ou souris à travers nos différents modèles reproduisent au mieux la pathophysiologie humaine. Nos procédures expérimentales ont un caractère de stricte nécessité et ne peuvent pas être remplacées par d'autres méthodes expérimentales alternatives n'impliquant pas l'utilisation d'animaux vivants et susceptibles d'apporter le même niveau d'information.

Réduction

Pour nos expérimentations, nous avons prévu le nombre nécessaire et suffisant d’animaux, pour garder une puissance statistique dans le traitement des résultats et pour avoir le nombre de contrôles internes suffisant, afin de pouvoir conclure sur l’efficacité du traitement. Ce protocole ne sera mis en place qu’avec des molécules thérapeutiques qui auront montré une efficacité lors d’études précédentes afin de limiter l’utilisation des animaux.

Raffinement

MODIFICATION: Pour minimiser les impacts sur les animaux, des études pilotes (576 animaux maximum) seront menées sur un petit nombre d'animaux pour préparer une étude plus large. Toutes les procédures induisant une douleur, qu’elles soient chirurgicales (PSL, SNI) ou liées aux prélèvements sanguins, seront réalisées sous anesthésie générale à l’isoflurane (induction et maintien au masque) afin de limiter la douleur. Les interventions chirurgicales seront réalisées par du personnel habilité. Dans les modèles de douleur, l’administration systématique d’analgésiques ou d’anti-inflammatoires n’est pas applicable afin de ne pas interférer avec l’évaluation des comportements. Toutefois, lorsque nécessaire, une prise en charge analgésique pré- et post-opératoire sera mise en place pour limiter la douleur liée à l’acte chirurgical. Les animaux en chirurgie feront l’objet d’une surveillance rapprochée, avec un suivi quotidien pendant les 5 premiers jours puis bihebdomadaire. Les animaux présentant une douleur chimique ou naturelle seront suivis trois fois par semaine. Les injections intraveineuses seront surveillées et remplacées par des injections intrapéritonéales si nécessaire (queue abimée, veine collapsée…). Les études sur la douleur n’utiliseront pas d'anesthésie ou d'analgésie pour ne pas fausser les résultats, et les tests comportementaux dureront jusqu’à 15 minutes pour limiter la souffrance. Dans les procédures 3 et 4 (streptozotocine), les mises à jeun nécessaires à la mesure de la glycémie seront limitées au strict minimum afin de réduire le stress, avec un accès rapide à la nourriture après chaque mesure, l’eau restant disponible ad libitum. Elles seront réalisées en période diurne pendant 4 à 6 heures. Une attention particulière sera portée à l’état général des animaux, avec surveillance accrue et critères d’arrêt en cas de perte de poids ou de dégradation clinique. Les souris seront regroupées par 5 à 6 par cage et les rats par 2 à 3. L’environnement sera enrichi (nidification, divertissement) afin de réduire le stress et permettre aux animaux de se cacher et ronger. Les procédures auront lieu dans une pièce calme, avec manipulation délicate et habituation à l’expérimentateur. Un tunnel sera utilisé pour manipuler les souris sans les saisir par la queue. Les animaux seront randomisés afin d’optimiser l’expérience. L’objectif est de préserver le bien-être animal et de garantir la validité des résultats en limitant les biais.

Choix des espèces

La souris et le rat sont des modèles d’étude très développés et caractérisés, ils sont appropriés pour les études comportementales et pour l’étude de la douleur. Les modèles que nous allons utiliser ont été spécialement développés afin de modéliser de manière simple la douleur et d’étudier l’effet de médicaments sur celle-ci. L’utilisation des souris et des rats est reconnue pour ces modèles. Ils développent des symptômes de douleur, décrits dans la littérature et présentés dans la partie « Nuisances ou effets indésirables attendus sur les animaux ». Pour comprendre l’efficacité potentielle des médicaments testés, il est nécessaire d’utiliser plusieurs modèles avec différents mécanismes d’induction de la douleur. L’utilisation de l’espèce souris ou rat se fera en fonction de l’avancée du projet : continuité du modèle pour valider les résultats dans un contexte laboratoire indépendant ou changement d’espèce pour valider les résultats dans un modèle indépendant. Le choix de l’espèce dépendra de l’efficacité de la molécule dans une espèce donnée. En effet, si celle-ci s’avère efficace elle pourra être éventuellement testée dans l’autre espèce afin de montrer une efficacité espèce indépendante. Les animaux seront âgés de 7-10 semaines au début de l’étude en accord avec la littérature existante ce qui correspond à un stade de développement de jeune adulte.

  • Recherche appliquée
    • Troubles urogénitaux
Souris : 3140
Rats : 3140
Souffrances
▲ -
▲ -
▲ 6280
▲ -
Devenir
 -
 -
 -
 6280

Le choix entre le rat et la souris dépend des demandes des clients de l'entreprise : 3 140 souris et 3 140 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue pour des prélèvements post-mortem, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Un inducteur chimique ou une exposition hormonale déclenche chez les femelles un syndrome des ovaires polykystiques, avec des administrations jusqu'à deux fois par jour pendant dix-huit semaines, un régime gras pendant dix semaines, des frottis vaginaux quotidiens et des chirurgies de trente minutes, ovariectomies, implantation de pellets, injections intra-ovariennes ou intracérébroventriculaires. Le porteur indique que ces dernières peuvent entraîner des lésions, que des composés sont administrés à des nouveau-nés non sevrés au risque que la mère les rejette, et que le syndrome induit peut faire apparaître insulinorésistance, diabète et hypertension artérielle. Rien ne fonde l'effectif de ces 6 280 souris et rats, il écrit : "Aucun test statistique pour déterminer la taille des lots n'a été fait".

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’évaluer les effets de candidats médicaments dans un modèle mimant le syndrome des ovaires polykystiques (SOPK) chez le rongeur.

Bénéfices attendus

Le projet permettra de tester de nouveaux candidats médicaments pour trouver de nouvelles molécules plus efficaces et avec moins d’effets secondaires que les molécules utilisées actuellement pour traiter les patientes atteintes du syndrome des ovaires polykystiques. En effet, actuellement, les traitements utilisés sont uniquement symptomatiques et l’évaluation de candidats médicaments traitant la pathologie dans son ensemble (origine du dysfonctionnement hormonal) serait bénéfique. L’UTILISATION DE DIFFÉRENTS INDUCTEURS DANS LES MODÈLES EXPÉRIMENTAUX DE SYNDROME DES OVAIRES POLYKYSTIQUES (SOPK) CHEZ LE RONGEUR PRÉSENTE UN INTÉRÊT MAJEUR, CAR AUCUN MODÈLE NE REPRODUIT À LUI SEUL L’ENSEMBLE DES COMPOSANTES ENDOCRINIENNES, REPRODUCTIVES, OVARIENNES ET MÉTABOLIQUES DU SYNDROME HUMAIN. LE PHÉNOTYPE OBTENU DÉPEND NOTAMMENT DE LA NATURE ET DE LA DOSE DE L’INDUCTEUR, DE SA VOIE D’ADMINISTRATION, DE L’ÂGE AUQUEL DÉBUTE L’EXPOSITION, DE LA DURÉE DU TRAITEMENT, AINSI QUE DE L’ESPÈCE, DE LA SOUCHE ET DU RÉGIME ALIMENTAIRE UTILISÉS. CES PARAMÈTRES DOIVENT DONC ÊTRE PRIS EN COMPTE LORS DE LA SÉLECTION ET DE L’INTERPRÉTATION D’UN MODÈLE EXPÉRIMENTAL.

Procédures

Les animaux pourront recevoir des traitements de candidats médicaments et/ou D’INDUCTEUR DE LA PATHOLOGIE par différentes voies d’administration pendant maximum 18 semaines de façon biquotidienne AU MAXIMUM POUR LES VOIES D’ADMINISTRATION CLASSIQUES. Les administrations étant réalisées par du personnel expert, ces gestes dureront de 30 sec à 1 min environ. CERTAINES ADMINISTRATIONS NECESSITERONT UNE CHIRURGIE SOUS COUVERTURE ANESTHESIQUE ET ANALGESIQUE ADAPTEE (ENVIRON 30 MIN DE CHIRURGIE). Les animaux seront pesés régulièrement (à chaque administration à minima, 30 SEC POUR REALISER CE GESTE) et pourront être mis sous régime gras type « high fat » pendant maximum 10 semaines, subir DES CHIRURGIES selon le protocole expérimental (environ 30 minutes de chirurgie). Des frottis vaginaux seront réalisés afin de connaître le cycle oestral des animaux, au maximum un frottis quotidien. Il faut environ 30 sec pour faire un frottis par animal. Des prélèvements de sang pourront être réalisés au cours de l’étude avec de petits volumes (1 GOUTTE POUR DES ANALYSES BIOLOGIQUES) ou des volumes un peu plus importants pour les études de pharmacocinétique PAR EXEMPLE OU AUTRE. Un prélèvement sanguin de petit volume durera environ 30 sec 1 minute. La fréquence et le volume dépendront des demandes. Cependant, les prélèvements seront effectués en concertation avec le responsable éthique de l’entreprise et en total respect de la réglementation internationale et européenne. Un prélèvement sanguin terminal plus important sera réalisé sous anesthésie ou sédation (environ 1 min pour prélever le volume terminal). Des tissus (ovaires, cerveau, tissu adipeux, utérus...) seront prélevés à la fin de l’expérimentation.

Impact sur les animaux

Nous testons des molécules clients dont nous ne connaissons ni la nature ni les effets secondaires possibles, il nous est, pour cette raison, difficile d’anticiper les nuisances pour les animaux dues aux candidats médicaments. Toutefois, des manipulations, administrations répétées, prélèvements de sang, anesthésies sur les animaux peuvent provoquer du stress, une légère douleur (douleur de l’aiguille). Ce modèle agit essentiellement sur le système endocrinien des animaux pouvant provoquer un dérèglement hormonal influençant leur comportement. De plus, dans ce modèle, une insulinorésistance, du diabète ainsi qu’une hypertension artérielle peuvent apparaître, augmentant ainsi le risque de maladies métaboliques et cardiovasculaires. Les contentions et administrations de substances répétées pourront générer du stress chez les animaux. De plus, certaines étapes du protocole pourront entraîner une douleur légère ou modérée (au point d’injection de l’aiguille, lors des chirurgies (implantation de pellets, ADMINISTRATIONS INTRA-OVARIENNE OU INTRACEREBROVENTRICULAIRE, ovariectomie). L’ADMINISTRATION DE COMPOSES CHEZ DES NOUVEAU-NES NON SEVRES PEUT INDUIRE UN STRESS AUX ANIMAUX, UN MAL-ETRE POUR LA FEMELLE ALLAITANTE QUI PEUT REJETER LES NOUVEAU-NES. L’ADMINISTRATION INTRACEREBROVENTRICULAIRE PEUT ENTRAINER DES LESIONS SUR LES ANIMAUX. UNE OBSERVATION RENFORCEE DU COMPORTEMENT DES ANIMAUX SERA REALISEE POUR DETECTER TOUT SIGNE D’ATTEINTE NEUROLOGIQUE.

Devenir

A l’issue de la procédure, les animaux seront euthanasiés car des prélèvements tissulaires post-mortem seront réalisés.

Remplacement

Aujourd’hui il n’existe pas de thérapie pharmacologique efficace pour le traitement du syndrome des ovaires polykystiques. Actuellement, aucun modèle in silico, in vitro ou ex vivo ne peuvent mimer la pathologie dans son ensemble et dans sa complexité. En effet, aucun de ces modèles ne peuvent mimer le dysfonctionnement hormonal de cette pathologie en tenant compte des différents organes intervenants et des multiples hormones, sachant que le paramètre hormonal est primordial pour cette pathologie. Ces limitations rendent incontournables le recours à l’expérimentation animale pour tester l’efficacité de nouveaux candidats médicaments.

Réduction

Nous avons établi une stratégie d’expérimentation nous permettant, dans la mesure du possible, de mesurer la valeur basale de chaque animal pour les paramètres sanguins (l’animal est son propre contrôle). Cette stratégie permet donc de réduire sensiblement le nombre d’animaux par groupe. Ce modèle étant nouveau pour nous, une ou deux études pilotes pour mettre au point le modèle seront nécessaires dans un premier temps (test sur un nombre restreint d’animaux). Aucun test statistique pour déterminer la taille des lots n’a été fait mais en considérant la variabilité interindividuelle des animaux (et en accord avec ce qui a déjà été publié par des équipes scientifiques et leurs résultats obtenus) nous conduit à dimensionner les groupes de traitement avec des effectifs de 8-10 animaux par groupe afin d’envisager des différences statistiquement significatives entre les groupes de traitement. Ce projet nécessite l’utilisation de femelles gestantes et seuls les nouveau-nés femelles seront gardés pour la suite des procédures expérimentales. Les nouveau-nés mâles pourront être utilisés pour d’autres dap (formation aux gestes techniques par exemple), permettant ainsi de diminuer l’utilisation du nombre d’animaux. Ce projet étant nouveau, il nous semble que 3 études par an soit une estimation raisonnable par rapport à nos autres modèles et aux demandes de nos clients.

Raffinement

En accord avec la règle de raffinement, les procédures chirurgicales seront réalisées sous anesthésie générale avec maintien de la température corporelle via l’utilisation de plaque chauffante thermo-régulée. Dès leur arrivée dans la zone d’exploration fonctionnelle, les animaux seront hébergés dans des conditions définies par la directive européenne 2010/63/UE et un enrichissement sera introduit dans l’hébergement des animaux. L’état des animaux sera suivi quotidiennement par du personnel compétent afin de s’assurer de leur bien-être et de l’absence de point limite à savoir prostration, perte de poids, difficulté à se mouvoir, s’alimenter, boire, piloérection, présence de blessure, … Pour chaque intervention chirurgicale, les animaux sédatés seront placés sur des plaques chauffantes thermorégulées afin d’éviter toute hypothermie et recevront un analgésique (type buprénorphine) afin de limiter la douleur post-opératoire et un gel ophtalmique sera utilisé. Après chaque intervention chirurgicale, une attention particulière sera apportée sur le réveil des animaux et l’absence d’agressivité vis-à-vis de leurs congénères. L’ADMINISTRATION DE COMPOSES CHEZ DES NOUVEAU-NES NON SEVRES PEUT INDUIRE UN STRESS AUX ANIMAUX, UN MAL-ETRE POUR LA FEMELLE ALLAITANTE QUI PEUT REJETER LES NOUVEAU-NES. UNE MANIPULATION PARTICULIERE DES NOUVEAU-NES SERA REALISEE AFIN DE LIMITER AU MAXIMUM UN REJET POSSIBLE DE LA MERE (CHANGEMENT DE GANTS ENTRE CHAQUE CAGE, FROTTER LES GANTS SUR LA LITIERE AVANT DE MANIPULER LE PETIT POUR CONSERVER L’ODEUR, REMETTRE LE PETIT CONTRE SA MERE, GESTE RAPIDE, ATTENTION PARTICULIERE POUR MAINTENIR LE PETIT AU CHAUD…). AUGMENTATION DE L’OBSERVATION DES ANIMAUX SUITE A UNE ADMINISTRATION INTRACEREBROVENTRICULAIRE POUR VOIR SI DES TROUBLES NEUROLOGIQUES APPARAISSENT.

Choix des espèces

LE SOPK DEBUTANT A L’ADOLESCENCE LORS DE LA PUBERTE, LE MODELE INDUIT PAR UN INDUCTEUR CHIMIQUE SERA REALISE SUR DES ANIMAUX ADULTES OU PREPUBERES (3 SEMAINES). DE CE FAIT, NOUS UTILISERONS DES ANIMAUX AGES D’AU MOINS 3 SEMAINES (ANIMAUX LIVRES AVEC LEUR MERE CAR LE SEVRAGE NE SERA PAS TERMINE). POUR LE MODELE D’EXPOSITION AUX HORMONES, NOUS UTILISERONS DES FEMELLES GESTANTES DE 2-3 MOIS OU NON GESTANTES AGEES DE 4 SEMAINES MINIMUM (FEMELLES PREBUBERES OU ADULTES SELON LES MODELES), ET DES NOUVEAU-NES FEMELLES AGES DE 10 JOURS MINIMUM. SELON LE MECANISME D’ACTION ET LA CIBLE DU CANDIDAT MEDICAMENT, LE RAT ET/OU LA SOURIS POURRONT ETRE UTILISES. LE CHOIX DU MODELE UTILISE SERA DEPENDANT DES DEMANDES CLIENTS CAR LES MODELES SOPK INDUITS PAR UN INDUCTEUR CHIMIQUE OU PAR EXPOSITION HORMONALE SONT BIEN DECRITS DANS LA LITTERATURE CHEZ LES DEUX ESPECES. LE CHOIX DES MODELES DEPEND DE L’OBJECTIF DE L’ETUDE.

  • Recherche appliquée
    • Troubles endocriniens
    • Troubles nerveux
Souris : 3180
Rats : 2700
Souffrances
▲ -
▲ 405
▲ 5475
▲ -
Devenir
 -
 -
 -
 5880

Établir les données exigées par les autorités avant un essai clinique ou une mise sur le marché : 5 880 rongeurs, 3 180 souris et 2 700 rats, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Une substance leur provoque une hypersalivation, unique ou entretenue, puis ils reçoivent des candidats-médicaments jusqu'à deux fois par jour pendant trois à quatre semaines, avec prélèvements répétés de salive et de sang et des jeûnes de six à huit heures chez la souris, de douze heures chez le rat. Certains arrivent avec un cathéter déjà implanté dans une veine, l'opération ayant été faite chez le fournisseur avant la livraison. Le porteur affirme qu'il n'existe "donc pas de modèle alternatif reproduisant nos procédures expérimentales" et présente ces expériences comme un "prérequis réglementaire majeur" pour les dossiers déposés auprès des autorités.

Objectifs

Dans le cadre de nos programmes internes de maturation et de développement préclinique, nous évaluons de nouvelles molécules pharmaceutiques, qu'il s'agisse de composés innovants ou de médicaments repositionnés. Chaque molécule du pipeline fait l'objet d'études de toxicologie, de pharmacocinétique et d'efficacité. La présente demande porte spécifiquement sur des études d'efficacité dans le domaine de la sialorrhée chez le rat ou la souris. La sialorrhée (hypersalivation ou défaut de clairance salivaire) est un symptôme fréquent chez les patients atteints de pathologies neurologiques telles que la sclérose latérale amyotrophique, la maladie de Parkinson, certaines paralysies cérébrales ou d'autres affections neurodégénératives. Elle altère fortement la qualité de vie, entraîne des difficultés de communication et d'alimentation et accroît le risque de fausses routes et d'infections respiratoires. La caractérisation de l'effet d'un candidat-médicament sur la production salivaire est une étape indispensable du développement préclinique. Elle permet de sélectionner les modèles les plus pertinents, de caractériser l'intensité et la durée de l'effet, de définir les doses et schémas d'administration optimaux tout en limitant les effets indésirables, et d'établir une relation entre le profil pharmacocinétique et l'activité biologique. Le débit salivaire ne pouvant être mesuré de façon fiable chez les patients cibles, ce projet vise à établir, chez le rat ou la souris, la relation entre l'exposition systémique d'agents anti-sialorrhée et l'inhibition de la sécrétion salivaire. Ces données ne peuvent être obtenues qu'au moyen de modèles animaux intégrant les mécanismes physiologiques impliqués (système nerveux autonome, glandes salivaires, distribution du traitement). Elles constituent un prérequis réglementaire majeur pour les dossiers soumis aux autorités, en vue d'un essai clinique ou d'une AMM.

Bénéfices attendus

Ce projet se focalise sur l’étude et la validation, dans un contexte physiopathologique pertinent, de l’efficacité de nouvelles molécules thérapeutiques ou de molécules déjà approuvées pour une autre indication pouvant avoir un effet dans la sialorrhée. Il inclura le screening in vivo de molécules efficaces et l’étude, si nécessaire, de leur mécanisme d’action dans un contexte physiologique et pertinent avant une éventuelle administration chez l’homme. Ainsi, nos études permettront de trouver potentiellement des médicaments dont les effets sur la sialorrhée seraient supérieurs aux molécules de référence, fournissant un préalable nécessaire à toute expérimentation ou commercialisation chez l’Homme.

Procédures

Les animaux seront soumis à des administrations d’inducteur de la sialorrhée (aigues ou répétées) donnant des modèles aigus ou chroniques, ainsi qu’à des administrations de candidats-médicament de manière aiguë (une seule administration) ou répétée. Les administrations dureront au maximum 15 minutes par séance (temps nécessaire à la contention, l’injection et l’observation immédiate). Le nombre d’administrations dépendra de la molécule et de la voie d’administration considérées, d’une fois par semaine à deux fois par jour pendant 3-4 semaines maximum. Des prélèvements de salives seront réalisés à différents temps quelques minutes après induction du modèle et jusque plusieurs jours après induction à l’aide de dispositifs adaptés. Selon les besoins expérimentaux, la collecte sera effectuée sous anesthésie générale gazeuse ou sous contention légère lorsque cela est possible afin d’optimiser le bien-être de l’animal et la qualité des prélèvements. Des prélèvements sanguins pourront être réalisés sous anesthésie gazeuse au cours de l’étude (environ 5 minutes par prélèvement). Afin de limiter les nuisances potentielles associées aux prélèvements sanguins répétés, des animaux porteurs de cathéters vasculaires pourront être utilisés, les procédures chirurgicales associées à l'implantation des cathéters ayant alors été réalisées chez le fournisseur dans une veine adaptée aux objectifs de l’étude et permettant la réalisation de prélèvements sanguins répétés sans manipulations invasive répétées. Selon les besoins de l’étude, plusieurs prélèvements pourront être réalisés au cours d’une même journée, tout en veillant à maintenir la perméabilité du dispositif et à assurer le bien-être de l’animal. Tous les prélèvements sanguins respecteront les préconisations concernant le volume maximal autorisé ainsi que le temps de récupération des animaux. En fonction du produit testé, de sa fréquence d’administration et de données scientifiques concernant son absorption, une mise à jeun pré- et/ou post-administration pourra être envisagée. La durée de jeûne sera limitée à la période la plus courte compatible avec l’objectif scientifique, généralement 6 à 8h chez la souris et 12h chez le rat. L’accès à l’eau sera maintenu pendant cette période.

Impact sur les animaux

Les nuisances attendues sont principalement liées à l’induction transitoire de la sialorrhée, aux possible administrations répétées, aux prélèvements de salive et de sang, ainsi qu’à la contention ou à l’anesthésie nécessaire à certaines procédures. Les injections peuvent provoquer une douleur transitoire ou une petite irritation au point de ponction. L’administration orale peut entraîner un inconfort, une irritation de l’œsophage et du stress lié à la contention. Les administrations répétées, quel que soit le mode, peuvent générer une appréhension de la manipulation et un stress accru. Les animaux pourront présenter une gêne transitoire, une modification temporaire de l’activité, un stress lié à la mise à jeun ainsi que des effets pharmacologiques attendus des composés administrés tels que l’hypersalivation, des larmoiements/sécrétions nasales augmentés, des troubles digestifs et neurologiques (tremblements) légers, une bradycardie transitoire, une somnolence, une modulation de la prise alimentaire/eau. Les prélèvements sanguins intermédiaires (réalisés sous anesthésie) peuvent causer une douleur passagère, une petite hémorragie locale ou un stress lié à la contention ou à l’anesthésie. La cathétérisation d’animaux par le fournisseur agréé pourrait générer des nuisances spécifiques (douleur, inflammation locale) qui seront limitées par une surveillance régulière, l’adaptation des prélèvements, une anesthésie si nécessaire et l’application de points limites adaptés. Les doses administrées seront choisies sur la base de la littérature et/ou des résultats d’études préalables de telle sorte qu’elles n’induisent pas d’effets délétères ou de souffrance chez l’animal.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à l’issue de chaque procédure car certains bio-fluides et tissus devront être prélevés pour réaliser des analyses complémentaires indispensables à l'évaluation scientifique des expérimentations menées. Nous prévoyons de collecter différents bio-fluides (salive et sang) et tissus (comme les glandes sublinguale, submandibulaire, parotide, de la muqueuse buccale) afin de réaliser des analyses d'expression génique ou histologique pour évaluer les éventuels changements morphologiques ou dégénératifs. Ces analyses sont essentielles pour valider les résultats physiopathologiques observés durant les expériences, en apportant des preuves complémentaires au niveau cellulaire et moléculaire.

Remplacement

Notre projet se focalise sur trois modèles d’étude d’efficacité de nouvelles molécules ou de molécules en repositionnement pouvant agir sur la sialorrhée et nécessitant l’utilisation de modèles animaux adéquats mimant au mieux les symptômes observés chez l’Homme. Le débit salivaire ne pouvant pas être mesuré de façon fiable chez les patients cibles, des échelles cliniques validées sont le plus souvent mise en place. Cependant chez le rat ou la souris, le débit salivaire pourra être étudié précisément à travers nos différents modèles afin de reproduire au mieux la pathophysiologie humaine. Bien que des expériences in vitro seront réalisées en amont, ce système est indispensable pour reproduire la physiologie d’un organisme entier et est un prérequis réglementaire majeur dans la constitution des dossiers soumis aux autorités compétentes, notamment dans la perspective d’une autorisation d’essai clinique ou d’une demande d’autorisation de mise sur le marché. Les modèles cellulaires permettent d'étudier certains mécanismes impliqués dans la sécrétion salivaire mais ne permettent pas de reproduire l'ensemble des interactions physiologiques entre le système nerveux autonome, les glandes salivaires, la pharmacocinétique du traitement et la réponse pharmacodynamique observée chez l’animal. Il n'existe donc pas de modèle alternatif reproduisant nos procédures expérimentales.

Réduction

Pour nos expérimentations, nous avons prévu le nombre nécessaire et suffisant d’animaux pour garder une puissance statistique dans le traitement des résultats et pour avoir le nombre de contrôles internes suffisant, afin de pouvoir conclure sur l’efficacité (6-12 animaux/groupe) du traitement. Une analyse statistique appropriée sera réalisée à l’aide d’un test non paramétrique.

Raffinement

Les conditions d’hébergement respecteront les exigences pour le respect du bien-être de l’animal ; il y aura 2 à 3 rats ou 5 à 6 souris par cage selon le poids de l’animal, avec nourriture à disposition (sauf pendant les périodes de mise à jeun), eau à disposition et présence d’un enrichissement du milieu. Les procédures auront lieu dans une pièce calme, avec une manipulation délicate et habituation à l’expérimentateur. Un tunnel sera utilisé pour manipuler les souris sans les saisir par la queue. Les animaux seront randomisés afin d’optimiser l’expérience. L’objectif est de préserver le bien-être animal et de garantir la validité des résultats en limitant les biais. A la fin des procédures, lors des prélèvements de sang avant euthanasie, une analgésie sera réalisée par l’ajout d’un collyre en plus de l’anesthésie.

Choix des espèces

La souris et le rat sont des modèles d'étude très développés et caractérisés, étant donné leurs tailles et leurs spécificités. Ce sont des espèces communément utilisées pour les études d’efficacité en accord avec les recommandations internationales et la littérature. Le choix de l'espèce utilisée dépendra en particulier de la molécule utilisée, des objectifs et des besoins de l'étude. Elle pourra être éventuellement testée dans les 2 espèces afin de montrer une efficacité espèce-indépendante. Pour se fournir en animaux, 3 fournisseurs agréés différents sont envisagés pour pallier tout éventuel problème de commande ou de délai d’approvisionnement même si nous privilégions un fournisseur en particulier pour la réalisation de nos études. Les animaux seront âgés de 6 à 8 semaines au minimum, à un stade de jeune adulte pour permettre de déterminer l’efficacité du traitement sur des animaux à maturité sexuelle dont les organes et le système immunitaire sont pleinement développés au début de l’étude

  • Enseignement supérieur
Rats : 35
Souffrances
▲ 35
▲ -
▲ -
▲ -
Devenir
 -
 -
 -
 35

L'intégralité de leur sang prélevée par ponction intra-cardiaque, un rat par séance : 35 rats vont être utilisés dans des procédures menées sous anesthésie profonde, tués avant tout réveil. Le sang recueilli alimente quatre ateliers d'hématologie destinés à des étudiants de quatrième année de pharmacie, vitesse de sédimentation, hématocrite, numération globulaire et frottis sanguin. Le porteur écrit qu'il ne peut pas remplacer ces rats faute de "sang artificiel" et d'approvisionnement en sang congelé. Il précise se fournir en rats de réforme venant de centre d'élevage, ou réutiliser des rats issus d'autres projets de l'établissement, si bien que la ponction cardiaque termine, pour une partie d'entre eux, un parcours expérimental commencé ailleurs.

Objectifs

Ce projet a pour objectif d’obtenir du matériel biologique (échantillons sanguins) pour la réalisation des travaux pratiques (TPs) d’hématologie de 4ème année des études pharmaceutiques. Ces TPs permettent aux étudiants d’aborder des notions sur la composition du sang et la régulation des éléments constituant le sang. L’enseignant aborde d’un point de vue théorique les modifications que l’on peut observer en cas de pathologie sanguine. Lors de ces TPs, les étudiants analysent des bilans sanguins de patients et donnent un diagnostic sur la potentielle pathologie présente. Ces TPs entrent dans le cadre de la maquette règlementaire de la formation des pharmaciens. Les échantillons sanguins serviront à la réalisation de 4 ateliers pratiques sur l’hématologie lors de ces TPs : mesure de la vitesse de sédimentation, mesure d’hématocrite, numération globulaire et réalisation, coloration et analyse d’un frottis sanguin. Ces mesures apparaissent sur les bilans hématologiques d’où l’importance aux futurs pharmaciens de savoir comment elles sont réalisées.

Bénéfices attendus

Les TPs réalisés grâce à ces échantillons sanguins permettront aux étudiants de découvrir les tests hématologiques couramment utilisés en laboratoire et d’analyser les données collectées. Ainsi ils feront face à des résultats similaires à ceux qui seront présents sur les bilans hématologiques de leurs futurs patients et pourront comprendre les pathologies qui en découlent.

Procédures

Au cours de ce projet, les animaux subiront une injection d’analgésique (durée : 1 minute) et un prélèvement sanguin intra-cardiaque par voie percutanée sous anesthésie profonde et analgésie (durée : 5 minutes).

Impact sur les animaux

Au cours de ce projet, les effets indésirables prévus sur les animaux sont une injection d’analgésique (nuisance légère) et un prélèvement sanguin intra-cardiaque par voie percutanée sous anesthésie profonde et analgésie (acte sans réveil).

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin de ce projet car nous prélèverons l’intégralité de leur sang.

Remplacement

Comme les TPs nécessitent des échantillons sanguins frais afin d’avoir tous les éléments cellulaires les composant et qu’il n’existe pas de sang artificiel, et qu’il n’est pas possible de se fournir de sang congelé, nous ne pouvons pas effectuer de remplacement.

Réduction

Afin de réduire le nombre d’animaux, nous utiliserons 1 seul animal par séance de TPs. Nous emploierons une méthode de prélèvement permettant de collecter une grande quantité de sang nécessaire à la réalisation d’une séance de TPs.

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans des grandes cages comprenant des objets d’enrichissement afin d’améliorer leur bien-être. Ils seront surveillés quotidiennement et une attention particulière sera apportée à l’apparence physique externe des animaux et aux changements de comportements. Des points limites précoces ont été choisis pour garantir le bien-être des animaux. Afin d’éviter de produire des animaux pour ce projet, nous allons utiliser des animaux de réforme venant de centre d’élevage ou réutiliser des animaux issus d’autres projets de notre établissement utilisateur dans les conditions réglementaires de réutilisation. Pour le protocole de prélèvement de sang, les animaux seront anesthésiés profondément et analgésiés pour éviter toute douleur durant cet acte.

Choix des espèces

Le rat est très utilisé en physiologie et en pharmacologie car il présente des caractéristiques biologiques, et en particulier hématologiques, en nombreux points comparables à l’Homme. De plus, les normes physiologiques chez cette espèce sont bien connues permettant ainsi une comparaison avec les résultats obtenus lors des TPs en hématologie. Nous allons utiliser des rats de plus de 3 mois d’âge (stade adulte) afin de pouvoir récupérer une quantité de sang suffisante pour la réalisation des TPs.

  • Maintien des lignées génétiquement modifiées
Souris : 30000
Rats : 30000
Souffrances
▲ -
▲ 60000
▲ -
▲ -
Devenir
 -
 -
 -
 60000

Une puce électronique posée sur animal vigile, une biopsie pour le génotypage, puis jusqu'à 240 prélèvements de sang à la queue sur la durée du protocole, voilà ce que subissent 30 000 souris et 30 000 rats élevés pour fournir des lignées diabétiques, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Le champ structuré du devenir compte ces 60 000 individus comme morts, alors que le texte écrit qu'ils sont "soit expédiés dans un autre établissement utilisateur soit utilisés dans notre établissement (utilisation continue), soit mis à mort pour la gestion de l'élevage", sans indiquer la part de chacun de ces sorts. Ceux qui ne portent pas le génotype recherché sont tués, le porteur précisant qu'aucune autre utilisation n'est possible. Sur la justification de ces 60 000 individus, il écrit s'appuyer sur son savoir-faire et ses données historiques, et ajoute que "Aucune approche statistique n'a été réalisée".

Objectifs

Le diabète est une maladie chronique caractérisée par un excès de sucre dans le sang et donc un taux de glucose (glycémie) trop élevé (hyperglycémie). Le diabète est un trouble de l’assimilation, de l’utilisation et du stockage des sucres provenant de l'alimentation. En France, plus de 4 millions de personnes vivent avec un diabète qu’il soit de type 1 (maladie auto-immune entrainant un arrêt de la production d’insuline) ou de type 2 (manque d’insuline ou résistance à l’insuline). Les symptômes du diabète sont multiples : urines abondantes (polyurie), augmentation de la soif (polydipsie), amaigrissent malgré une augmentation de l’appétit, fatigue, problème de cicatrisation… Les hyperglycémies répétées et prolongées entrainent des altérations des nerfs et des vaisseaux. Les complications sont multiples, altérations des nerfs, atteintes oculaires, complications rénales, problèmes de vascularisation. Elles peuvent conduire à des cécités, des insuffisances rénales, des amputations, des accidents vasculaires cérébraux… L’objectif de ce projet est d’élever des rongeurs modèles pertinents pour l’étude de cette pathologie et des complications qui lui sont associées. Ces modèles peuvent développer spontanément ou via des altérations génétiques une ou plusieurs caractéristiques du diabète. Les animaux issus de ces développements seront utilisés afin d’étudier l’apparition, le développement et les complications associées au diabète mais également de tester de nouveaux traitements. Ce projet et la procédure qu'il comporte seront mis en œuvre sur notre Etablissement utilisateur 1 et sur notre Etablissement utilisateur 2.

Bénéfices attendus

L’identification des mutations spontanées et l’amélioration des outils permettant les manipulations génétiques ont permis de créer et/ou d’identifier des modèles animaux de diverses maladies humaines provoquées par l'expression qualitativement ou quantitativement anormale d'un gène, modèles dont l'intérêt pour la compréhension de la pathologie humaine comme pour la mise au point d'éventuelles thérapeutiques est évident. Ces modèles murins, au plus proche de la maladie humaine, sont donc très pertinents pour l’étude de l’apparition, du développement et des complications associées au diabète mais également le développement de traitements pharmacologiques.

Procédures

Une puce électronique sera posée sur animal vigile afin de l’identifier. Une biopsie sera réalisée sur animal vigile afin de génotyper l’ensemble des animaux obtenus. Chacune de ces interventions ne durera pas plus de 30 secondes. En règle générale, une seule puce et une seule biopsie suffisent pour identifier un animal et établir son génotype. Des prélèvements sanguins pour mesurer la glycémie pourront être faits et consisteront en un prélèvement d'une goutte de sang au niveau de la queue sur les animaux en aigue (maximum 2 mesures par jour par animal, avec 3 jours de récupération entre 2 séries de mesures, ce qui fait 240 prélèvements sur toute la durée du protocole) ou en chronique (une mesure par animal par semaine, ce qui fait 60 prélèvements sur toute la durée du protocole). La durée du prélèvement ne dépassera pas 1 minute. Ces prélèvements pourront être réalisées, en fonction du besoin, avec ou sans mise à jeun préalable (4 à 6 heures maximum).

Impact sur les animaux

Une douleur légère ainsi qu’un léger stress peuvent être induits lors du prélèvement de biopsies et de la pose associée d’une puce électronique en vue de l’identification et du génotypage de l’animal. En fonction des besoins et afin d’améliorer l’indice de productivité de la lignée, il pourrait être nécessaire d’héberger individuellement des mâles pour une période ne dépassant pas 7 jours avant qu’ils soient présentés aux femelles afin de mettre en place des accouplements. Cela pourrait générer un stress léger. Le prélèvement sanguin nécessaire aux mesures de glycémie pourrait induire un léger stress transitoire ainsi qu’une légère douleur. Les animaux diabétiques pourraient présenter une masse corporelle plus faible que leurs congénères et être polyuriques.

Devenir

Les animaux sont soit expédiés dans un autre établissement utilisateur soit utilisés dans notre établissement (utilisation continue), soit mis à mort pour la gestion de l'élevage (atteinte des points limites du phénotype dommageable, prélèvement de gamètes). Les animaux ne présentant pas de génotype d’intérêt pour la poursuite du projet seront mis à mort (pas d’autre utilisation possible).

Remplacement

Les projets expérimentaux comportent classiquement une phase d'étude initiale in vitro qui permettent une sélection initiale des propriétés pharmacologiques et qui permettent de valider certaines hypothèses permettant l'obtention de données préliminaires et complémentaires. Les modèles murins proposés ne peuvent pas être remplacés par des méthodes alternatives car une deuxième étape d'étude nécessite de consolider les résultats in vitro et valider ses hypothèses sur un modèle in vivo. Le projet actuel ne peut pas être envisagé sans étape in vivo donc sans modèle animal ; en effet, avant de pouvoir envisager une étude clinique sur les patients souffrant de diabète, il est nécessaire de démontrer que les molécules sélectionnées ont les effets pharmacologiques escomptés et qu'elles ne présentent pas d'effets toxiques majeurs.

Réduction

Les protocoles sont réalisés en fonction des besoins expérimentaux liés à l'utilisation de ces animaux. Le nombre d’animaux est calculé de manière à utiliser le minimum d’animaux par groupe permettant l’obtention de résultats homogènes. Par ailleurs, notre savoir-faire et nos données historiques permettent d’utiliser le minimum d’animaux avec une optimisation de rendement pour des résultats robustes et reproductibles. Aucune approche statistique n’a été réalisée.

Raffinement

Les animaux présentant un diabète peuvent produire de grandes quantités d’urine (polyurie). Le cas échéant, afin de les maintenir dans un environnement confortable, nous serons amenés à utiliser une litière hyper-absorbante et à changer la litière plus fréquemment pour ces animaux. La même litière sera utilisée au cours du transport. Les animaux seront évalués sur leur aspect physique et leur comportement selon une grille d’observation indiquant les points limites. Les animaux aptes au transport seront livrés d’un établissement à l’autre via un transporteur agréé et en respectant le bien-être des animaux. Le transport entre les 2 EU prend moins d’une heure. Au cours de ce voyage, les animaux seront placés dans des colis munis de filtres (afin de maintenir leur statut sanitaire), de litière, d’aliment, d’enrichissement et d’hydrogel. Les animaux seront transportés via des camions ventilés et thermorégulés.

Choix des espèces

Le choix de l’espèce est conditionné par les besoins scientifiques des projets. Les rongeurs sont des modèles animaux simples à élever, à reproduire et à entretenir en grand nombre ainsi qu’à manipuler et modifier génétiquement comparativement à d’autres espèces. Ils sont un modèle de choix pour les études précliniques en raison de leur petite taille, de leur courte gestation, de leur durée de vie et de la disponibilité en réactifs expérimentaux. Les génomes des souris et des rats sont bien caractérisés et très comparables au génome humain. Enfin, la proximité clinique entre les modèles de rongeurs génétiquement modifiés et les maladies humaines fait de ceux-ci des modèles de choix relativement robustes pour extrapoler les résultats et en tirer des résultats pertinents pour la pathologie humaine. L’âge des animaux est conditionné par les objectifs scientifiques du projet. Les animaux seront hébergés dans nos locaux dès leur naissance et jusqu’à leur envoi chez nos partenaires ou leur mise à mort. Pour l’élevage, les accouplements seront réalisés à maturité sexuelle. Au moment de l’expédition, l’âge varie en fonction des besoins. Les animaux pourront être envoyés à nos partenaires dès le sevrage ou avec leur mère si les animaux ne sont pas encore sevrés. Des femelles gestantes pourraient également être expédiées avant le dernier tiers de la gestation. Pour la collecte de sperme et d’ovules, des adultes matures sexuellement seront utilisés.

  • Recherche appliquée
    • Toxicologie (hors obligations réglementaires)
Rats : 168
Souffrances
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▲ -
▲ 168
▲ -
Devenir
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 168

168 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue. Des particules de cobalt radioactif leur sont instillées dans la trachée sous anesthésie, puis ils reçoivent soit des expectorants par gavage deux fois par jour pendant trois jours, soit un aérosol de solution saline très concentrée, enfermés vigiles par deux ou trois pendant quinze minutes, avant quatre jours en cage à métabolisme sur grille. Le porteur annonce une irritation de la trachée, une altération des cordes vocales et une perturbation de la ventilation pulmonaire, et écrit que ces rats "devenus irradiant à cause du cobalt radioactif incorporé ne pourront pas être replacés". Il justifie le recours aux rats en écrivant que "La réalisation de ce projet nécessite des études à l'échelle de l'organisme entier donc chez l'animal", l'objectif étant de protéger les opérateurs de centrales nucléaires ayant inhalé de telles particules.

Objectifs

Au sein de composants situés à proximité du réacteur d’une centrale nucléaire, des particules d’oxyde de cobalt peuvent se former puis devenir radioactives. Lors de chantiers de maintenance, des opérateurs ont déjà accidentellement inhalé de telles particules fortement radioactives, malgré les précautions de radioprotection. Une fois déposées dans le système respiratoire, des particules seront naturellement éliminées du corps, alors que certaines resteront piégées dans les poumons pour de longues périodes. Un travailleur qui aura inhalé de telles particules sera alors exposé à une irradiation gamma chronique, pouvant conduire à un risque sanitaire comme le développement possible d’un cancer à long terme. L’objectif du projet est de tester des stratégies pour accroitre l’élimination de ces particules irradiantes inhalées, et donc réduire l’irradiation pulmonaire et les risques associés. Pour cela, les efficacités de deux stratégies seront évaluées chez le rat exposé par voie pulmonaire à des particules de cobalt radioactif : celle d’une prise orale d’expectorants déjà disponibles sur le marché, et celle d’une inhalation d’une solution saline très concentrée déjà utilisée chez l’Homme pour d’autres indications.

Bénéfices attendus

Si l’une des stratégies testées chez l’animal permet effectivement de stimuler la remontée le long des voies respiratoires des particules d’oxydes de cobalt, et ainsi de favoriser leur élimination corporelle, le traitement pourra être rapidement testé chez l’Homme et mis à disposition auprès des services médicaux des installations nucléaires s’ils s’avèrent efficaces. De plus, cette action étant non spécifique du métal contaminant mais a priori seulement du caractère particulaire, les traitements pourraient être applicables à d’autres métaux radioactifs présents sous forme particulaire comme les oxydes de plutonium.

Procédures

-Des particules d’oxyde de cobalt sont administrées à tous les rats sous anesthésie gazeuse (148 rats au maximum, 4 min, 1 fois). -Parmi ceux-ci : Des rats seront traités oralement par des expectorants, 2 fois par jour pendant 3 jours (132 rats au maximum). Ils seront au préalable légèrement anesthésiés au gaz (3 min, 6 fois au total). D’autres rats seront traités par inhalation d’un aérosol de solution saline très concentrée, à raison de 2 fois par jour pendant 3 jours (84 rats au maximum). Ils seront traités vigiles, enfermés par 2 ou 3 individus à la fois dans une enceinte recevant l’aérosol (15 min, 6 fois au total). -Tous les rats seront hébergés individuellement pendant 4 jours maximum post-exposition pulmonaire au cobalt dans des cages à métabolisme. Ce type de cage est conçu pour la collecte individuelle, c’est-à-dire rat par rat, de leurs urines d’une part, et de leurs selles d’autre part. Les animaux ne seront isolés que physiquement, car pourront se voir et communiquer par les sons et les odeurs.

Impact sur les animaux

Après l’exposition pulmonaire des rats aux particules de cobalt une irritation de la trachée, une altération des cordes vocales, et une perturbation passagère de la ventilation pulmonaire le temps que le liquide soit absorbé par le tissu pulmonaire peuvent être observées. L’administration de liquide dans l’estomac peut entrainer une liquéfaction des selles, et une perturbation transitoire de leur appétit. Les rats hébergés en cage à métabolisme comme en cage conventionnelle évoluent sur une grille et non sur une litière traditionnelle pour rongeurs, pouvant entrainer un inconfort de la marche voire des lésions aux pattes, ce qui n’a jamais été observé jusqu’alors. Un stress des rats est attendu lors de : -leur manipulation lorsqu’ils sont conscients et vigiles, -leur anesthésie (manipulation + hypothermie) préalable aux actes réalisés lors de leur phase d’inconscience, -leur changement de condition d’hébergement entre cage individuelle et cage par groupe, et inversement, -leur traitement par inhalation où ils seront enfermés vigiles pendant 15 min dans une enceinte par 2 ou 3 individus.

Devenir

Afin d’évaluer l’efficacité des traitements sur la rétention en cobalt dans différents tissus d’intérêt, un prélèvement de ces tissus est nécessaire ; nécessitant l’euthanasie des animaux. Le cobalt activé étant un émetteur de rayons gamma, une mesure au niveau de l’animal entier ne permettrait pas de distinguer si ce cobalt provient des poumons, du système digestif (en cours d’élimination) ou de tissus secondaires. Par ailleurs, ces animaux devenus irradiant à cause du cobalt radioactif incorporé ne pourront pas être replacés .

Remplacement

Les traitements testés devraient modifier la production de fluides pulmonaires dont le mucus au niveau de la trachée, et la vitesse de battements des cils de certaines cellules de la trachée. L’objectif est de déterminer si ces modifications vont dans le sens d’une accélération/augmentation de la remontée des particules de cobalt le long des voies respiratoires, et sont suffisantes pour les éliminer de manière significative. Le critère principal d’évaluation de l’efficacité sera une diminution de la charge pulmonaire en cobalt, associée à une augmentation de leur élimination par les fèces. Elle sera indirectement estimée par la mesure de la radioactivité associée aux particules de cobalt activé. La réalisation de ce projet nécessite des études à l’échelle de l’organisme entier donc chez l’animal.

Réduction

La littérature scientifique a été étudiée pour ne tester que des médicaments expectorants ayant déjà été démontrés leur efficacité. Les précédentes études du laboratoire montrent que des groupes de 8 rats sont nécessaires pour prouver l’efficacité d’un traitement sur la charge pulmonaire en un métal, après exposition pulmonaire à celui-ci par une administration intratrachéale. Par une analyse statistique, il a été déterminé que 8 rats par groupe permettraient de mettre en évidence une diminution de 15 à 20% de la charge pulmonaire en cobalt chez un groupe traité par rapport au groupe non traité, et entre deux groupes traités.

Raffinement

L’instillation intratrachéale (pour administration pulmonaire) et le gavage gastrique (pour administration orale) seront effectués chez des rats pendant leur phase d’inconscience suite à leur exposition à un gaz anesthésiant pour : i) prévenir leur inconfort/sensibilité à la douleur, ii) assurer la reproductibilité de la localisation et de la dose délivrée en cobalt ou expectorant, iii) pour la radioprotection des opérateurs. Ces gestes sont maitrisés au laboratoire et ont apporté leurs preuves pour le confort des rats, comme pour la qualité des résultats. L’inhalation de la solution saline très concentrée se fera dans une enceinte au sein de laquelle les rats vigiles seront exposés par groupe de 2-3 individus pour limiter le stress, et la durée de cette inhalation sera limitée à 15 min. Les rats seront hébergés individuellement dans des cages à métabolisme pendant 4 jours consécutifs maximum. Ils pourront se voir, s’entendre et se sentir et continuer à communiquer. Ces cages sont les plus grandes du marché. Par ailleurs, des Nylabone® sont ajoutés. Une observation 1 à 2 fois par jour et une pesée régulière (2 fois par semaine) des rats seront effectuées pour suivre l’état des rats, et pouvoir apporter des soins au plus vite si besoin.. Pour estimer objectivement le niveau de douleur/inconfort des rats, différents critères seront considérés et évalués selon une grille de scores (indicateurs généraux : Évolution masse corporelle, apparence externe et comportement + respiration). Une « Fiche Suivi Clinique » sera « ouverte » dès l’apparition d’un premier signe d’inconfort chez un rat. En fonction de l’évolution du score cumulé, les rats pourront recevoir des traitements analgésiques/anti-inflammatoires ou être mis à mort.

Choix des espèces

Le rat est retenu pour nos études du fait de la richesse de la littérature dans le domaine de l’exposition à des métaux radioactifs chez cette espèce de rongeur. Sa taille, supérieure à celle de la souris, permet des prélèvements biologiques suffisants pour obtenir des niveaux de métaux mesurables dans les prélèvements. Pour être en accord avec le fait que les travailleurs du nucléaire sont adultes, les rats en expérimentation seront adultes. Ils seront livrés à l’âge de 6 à 8 semaines, et utilisés aux âges de 7 à 9 semaines. Ils seront donc de jeunes adultes pour que leur taille soit plus adaptée à leur hébergement en cage à métabolisme, et ainsi limier l’inconfort. .