Rats
Modulations pharmacologiques des mécanismes communs dans les différents types d’accidents vasculaires cérébraux
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Rats : 980
Soixante minutes d'interruption de la circulation dans une artère cérébrale, sans qu'aucun analgésique ne soit administré ensuite. 1 260 souris et 980 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance modérés à sévères, une partie étant opérée sous anesthésie et tuée avant tout réveil. D'autres subissent une hémorragie intracérébrale provoquée chirurgicalement, une injection intra-artérielle destinée à créer des microhémorragies, ou un drainage d'hématome, auxquels s'ajoutent des traitements quotidiens, des séances d'imagerie de quarante-cinq minutes, des prélèvements sanguins mensuels et des tests de mémoire, d'anxiété et de motricité étalés sur plusieurs semaines. Le recours à deux espèces de rongeurs, le porteur l'appuie sur les recommandations STAIR, un ensemble de critères établis par des experts du domaine.
Objectifs
L’objectif global du projet est de moduler pharmacologiquement les mécanismes communs entre les différents types d’AVC (Accident Vasculaire Cérébral) afin d'en contrer les effets néfastes ou les complications, à court terme ou à long terme.
Bénéfices attendus
Concernant les hémorragies cérébrales, à la phase aiguë (c’est-à-dire jusqu’à 7 jours), ce projet permettra de proposer plusieurs pistes thérapeutiques pour l’évacuation de l’hématome. Au-delà de 7 jours, ce projet permettra de proposer une piste anti-inflammatoire pour contrer les effets délétères de l’œdème présent autour de l’hématome résiduel. En ce qui concerne les ischémies cérébrales, des modulations pharmacologiques à court et et à long terme par des médicaments aux multiples effets permettra d'évaluer les bénéfices de ces traitements sur les troubles de la mémoire et la récupération fonctionnelle post AVC.
Procédures
Les animaux vont être soumis respectivement et de manière unique à - une intervention chirurgicale afin d'induire un accident vasculaire ischémique (interruption de la circulation sanguine dans une artère cérébrale d'une durée de 60 min) - une intervention chirurgicale afin d'induire d'une hémorragie intracérébrale (d'une durée de 30 minutes) - une injection intra-artérielle de molécules permettant la constitution de microhémorragies cérébrales (d'une durée de 10 minutes) - une intervention chrirugicale post hémorragique et drainage de l'hématome (d'une durée de 60 min). Pour l'ensemble de ces procédures, les animaux recevront des traitements pharmacologiques innovants quotidiennement (par voie orale ou par injection d'une durée de 5 minutes par administration), en parrallèle d'évaluations comportementales visant à tester la mémoire, l'anxiété et la motricité (tests s'étalant de quelques heures à plusieurs semaines), de séances d'imagerie (d'une durée de 45 minutes/séance) et de prélèvements sanguins mensuels (5 minutes/prélèvement).
Impact sur les animaux
L'induction des AVC ischémiques et des HIC chez les animaux se fait par une chirurgie réalisée sous anesthésie. Malgré nos précautions, il se peut que cela entraine une gêne chez l'animal à plus ou moins long terme (perte d'appétit, de motivation, augmentation de l'anxiété). De plus, la principale nuisance attendue dans le modèle d'AVC ischémique repose sur le fait qu'aucun analgésique ne sera administré et que cela peut entrainer une douleur. Une perte de mobilité transitoire peut également être observée dans les 72h qui suivent l'intervention. De même, les animaux subiront une IRM nécessitant une anesthésie non invasive sous isoflurane pouvant entrainer un stress et un mal-être chez l'animal mais qui reste proche de l'induction et dont les effets sont minimes et à court terme. De potentiels effets indésirables peuvent apparaitre en fonction des traitements administrés, même si les doses sont non toxiques (troubles digestifs, nuisance liée à la piqure). Une douleur peut être générée lors du prélèvement rétro-orbital. Aucune nuisance n'est attendue lors des tests comportementaux, hormis la légère restriction alimentaire lors d'un test comportemental. La mise en place d'une surveillance rapprochée et de points limites permettra de limiter au maximum ces gênes potentielles (voir document associé).
Devenir
A la fin des protocoles, les animaux seront mis à mort après différents temps d'intérêt, entre 24h et 6 mois post chirurgie, pour des études du tissu cérébral qui nécessitent d'avoir accès à l'organe.
Remplacement
L’expérimentation proposée vise à comprendre les mécanismes impliqués dans la survenue d'un accident vaculaire cérébral. Il s’agit de l’étude d’un trouble physiopathologique intégré faisant appel à de nombreux types cellulaires et à de nombreux mécanismes dont la complexité et la cinétique ne peuvent être reproduites in vitro.
Réduction
L’ensemble des procédures expérimentales nécessaires à l’accomplissement de ces études requiert un nombre total de 2240 animaux. Le nombre minimal nécessaire d'animaux a été défini pour assurer la validité scientifique et statistique des résultats. Les données et les analyses statistiques sont conformes aux recommandations sur la conception expérimentale et l'analyse en pharmacologie.
Raffinement
Dans tous les cas, l'ensemble des procédures expérimentales sera réalisé en limitant au mieux (durée et intensité) toute douleur et/ou stress pour les animaux. Les animaux seront surveillés quotidiennement et une vigilance particulière sera réalisée sur les points limites afin de respecter au mieux le bien-être animal. Les mesures spécifiques seront la mise à disposition de gel nutritif enrichi lors d'une perte importante de poids, de la désinfection en cas de plaies et d'un ajout d'enrichissement en cas de comportement aggresif anormal. Selon les critères observés et la cause identifiée, les animaux seront soit isolés et soignés, et/ou recevront un traitement analgésique, ou seront mis à mort dans une salle dédiée. La structure du bien-être animal ou le vétérinaire référent seront sollicités pour avis si besoin. Les conditions d'hébergement sont optimisées avec un environnement contrôlé (température, pression, humidité de l'air) et de l'enrichissement dans les cages.
Choix des espèces
En accord avec les données de la littérature et surtout afin de stabiliser la reproductibilité et la fiabilité des résultats obtenus, nous avons choisi de travailler sur des animaux (rats et souris) jeunes adultes nous permettant d'envisager des études à long terme. Le choix de 2 espèces de rongeurs repose sur les recommandations STAIR (Stroke Therapy Academic Industry Roundtable) qui rassemblent des critères expérimentaux définis par des experts internationaux et adaptés à l’évaluation expérimentale.
Influence du sexe et du cycle hormonal sur l’efficacité thérapeutique de la neurostimulation transcrânienne dans la migraine
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
928 rats vont être utilisés dans des procédures relevant toutes d'un niveau de souffrance sévère, chacun subissant au minimum une chirurgie d'implantation de vis crânienne. Certains subissent en plus une ablation des ovaires, une pose de canules pour l'injection d'une soupe inflammatoire, puis une intervention finale de huit heures sous anesthésie profonde sans réveil, comprenant trachéotomie, canulation de la carotide et de la jugulaire et craniotomie. Une hypersensibilité douloureuse est attendue après l'induction du modèle de migraine, et les mesures de seuil de réaction cutanée se répètent toutes les trente minutes pendant trois heures, puis une fois par jour pendant cinq jours. Tous les animaux sont tués pour prélever sang et tissus nerveux, et le porteur, qui décrit ces tests comme peu douloureux, annonce à long terme des traitements de la migraine mieux adaptés au sexe et au cycle hormonal.
Objectifs
La migraine, qui se manifeste par des maux de tête récurrents, touche environ 15 % de la population, en majorité des femmes. Une méthode prometteuse pour soulager cette douleur est la neurostimulation, en particulier la stimulation transcrânienne à courant continu, qui consiste à appliquer un faible courant électrique sur certaines zones du cerveau. Cependant, on connaît encore peu son efficacité réelle contre la migraine et les mécanismes par lesquels elle agit. Dans nos recherches précédentes, nous avons utilisé un modèle animal de la migraine et observé que : 1) La douleur n’est pas ressentie de la même manière chez les mâles et les femelles ; 2) Les neurones impliqués dans la transmission de la douleur réagissent différemment selon le sexe et le cycle hormonal des femelles. L’objectif de notre projet est donc de mieux comprendre comment la stimulation transcrânienne à courant continu agit sur la migraine, en tenant compte des différences entre les sexes et des variations hormonales chez les femelles. Ce projet se divise en trois grandes étapes : 1. Identifier les meilleurs protocoles de stimulation (préventive vs curatif) 2. Tester l’efficacité de la stimulation selon le sexe et le cycle hormonal chez les femelles et comparer les résultats avec des femelles opérées pour ne plus produire d’hormones sexuelles. 3. Explorer les mécanismes cellulaires à l’origine de ces effets, afin de mieux comprendre comment la stimulation modifie l’activité des neurones liés à la douleur.
Bénéfices attendus
Bien que la migraine touche plus souvent les femmes que les hommes et soit liée aux variations hormonales, la plupart des recherches ont été faites uniquement chez les mâles. Ce projet va donc nous aider, à moyen terme, à mieux comprendre comment le cerveau perçoit la douleur liée à la migraine et comment la neurostimulation agit, aussi bien chez les hommes que chez les femmes, en prenant en compte les changements hormonaux. À plus long terme, ces connaissances pourraient permettre de créer des traitements mieux adaptés à chacun, en tenant compte du sexe et du cycle hormonal. L’objectif est d’apporter des solutions plus personnalisées et efficaces pour soulager les personnes souffrant de migraine.
Procédures
Les différents gestes techniques utilisés lors de ce projet sont au nombre de 6 : • ovariectomie. L'opération durera 10 minutes sous anesthésie générale. • chirurgie d'implantation de vis pour réaliser des neurostimulations (1 par animal,
Impact sur les animaux
Certains animaux subiront une ablation des ovaires sous anesthésie gazeuse. Tous les animaux auront au minimum une chirurgie pour implanter une vis. Ces interventions peuvent entraîner une douleur passagère après l’opération. Nous prévoyons également une hypersensibilité à la douleur après l’induction des modèles de migraine. Les tests de sensibilité cutanée sont peu douloureux : ils consistent à mesurer le seuil de réaction à un stimulus, et l’animal peut s’en soustraire à tout moment.
Devenir
A la fin des procédures , les animaux seront profondément anesthésiés et seront mis à mort: pour prélever le sang et les tissus nerveux d'intérêts afin de réaliser des analyses immunohistochimiques, protéiques ou électrophysiologiques.
Remplacement
Il n’existe aujourd’hui aucune méthode alternative permettant de remplacer ce protocole. Pour bien comprendre comment la douleur est traitée par le corps, il est essentiel de faire des études chez l’animal vivant, car cela fait intervenir plusieurs zones du cerveau et du système nerveux en même temps. Travailler avec des animaux permet aussi de prendre en compte leurs variations hormonales naturelles, ce qui est très important, notamment pour mieux comprendre la migraine chez les femelles. À ce jour, aucune autre méthode ne permet d’évaluer l’efficacité d’un traitement anti-douleur potentiel de façon aussi complète. Même sous anesthésie, un animal avec un système nerveux intact est indispensable pour mener des recherches fiables dans ce domaine. Les études comportementales sur l’animal vivant restent donc nécessaires pour progresser dans la recherche sur la mise au point de nouveaux traitements liés aux effets thérapeutiques de la neurostimulation contre la migraine.
Réduction
Le nombre de rats utilisés par groupe a été déterminé à partir de nos expériences précédentes, en tenant compte des éventuelles difficultés pouvant survenir au cours des différentes étapes de l’étude. Nos données montrent que 8 rats par groupe sont généralement suffisants pour obtenir des résultats statistiquement fiables. Toutefois, certaines étapes (comme l’habituation, les injections, les tests comportementaux ou les prélèvements de tissus) peuvent poser problème. C’est pourquoi nous prévoyons, à titre préventif, jusqu’à 10 rats par groupe dans certaines procédures. De plus, nous allons combiner deux phases du cycle hormonal : un niveau élevé et un niveau bas d’œstrogènes. Pour chaque phase de l’étude, nous adapterons nos analyses en fonction des données recueillies, afin d’obtenir des résultats solides, avec une puissance statistique d’au moins 70 %. Si nous constatons que 8 animaux suffisent, nous n’en utiliserons pas davantage. Dans un souci de réduction du nombre d’animaux utilisés, les études seront réalisées par étapes. Si ces premières expériences ne montrent pas de résultats significatifs, les étapes suivantes ne seront pas réalisées.
Raffinement
Pour garantir le bien-être des rats, un enrichissement de leur environnement sera mis en place : des rouleaux seront placés dans les cages pour stimuler leur comportement naturel et améliorer leur confort. Les différentes interventions prévues seront réalisées sous anesthésie générale, afin que les animaux ne ressentent pas de douleur. Selon le type de procédure, différents produits anesthésiques seront utilisés. De plus, avant et après les interventions, une prise en charge de la douleur sera assurée. Les animaux seront étroitement surveillés, quotidiennement, par du personnel formé, en respectant les règles légales en vigueur. Nous serons particulièrement attentifs à tout signe de souffrance ou de mal-être, comme : un mauvais état général (poils hérissés, absence de toilette, amaigrissement), des difficultés à bouger, à se nourrir ou à se relever, une température corporelle anormale, des signes de douleur ou d’agressivité inhabituelle, ou encore des lésions visibles (sur la peau, les yeux ou la queue). Si un animal montre des signes de souffrance trop importants (par exemple, s’il perd plus de 20 % de son poids après une chirurgie ou présente des tumeurs), il sera retiré immédiatement de l’étude et mis à mort afin d’éviter toute souffrance inutile.
Choix des espèces
Le rat de la souche Sprague-Dawley est couramment utilisée au sein du laboratoire depuis de nombreuses années et dans les études précédentes sur le sujet dans d’autres laboratoires. C’est par ailleurs un des modèles les plus utilisés pour les études comportementales dans le domaine de la douleur. Nous utiliserons des animaux adultes entre 8-12 semaines. Des animaux adultes sexuellement matures sont requis pour étudier l'influence du cycle hormonal.
Induction et suivi des modèles de colite chez le rat ou la souris pour évaluer le rôle des protéases et leurs récepteurs dans les Maladies Inflammatoires Chroniques de l’Intestin
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
Rats : 1800
L'état général des animaux est observé au minimum une fois par semaine, et tout individu atteignant un point limite est tué. 5 760 souris et rats vont être utilisés dans des modèles de colite, dont 4 800 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, tous tués pour prélever le colon et l'iléon. La colite provoque perte de poids, diarrhée, sang dans les fèces et hypersensibilité viscérale. Les animaux subissent jusqu'à sept endoscopies sous anesthésie, un gavage pouvant aller jusqu'à deux fois par jour pendant deux mois, et des administrations intracoliques pratiquées sur rat vigile en contention, avec un risque de perforation de l'intestin. L'objet est de tester des molécules candidates contre les maladies inflammatoires chroniques de l'intestin, et le porteur précise qu'aucun logiciel ni test statistique n'a servi à fixer l'effectif, son expérience des modèles lui suffisant.
Objectifs
Les maladies inflammatoires chroniques de l’intestin (MICI) se caractérisent par une inflammation du tractus gastrointestinal. Il existe deux pathologies : la maladie de Crohn et la rectocolite hémorragique. Ces pathologies touchent entre cinq et six personnes sur 100 000. Elles débutent généralement chez le jeune adulte et touchent indifféremment les deux sexes. Les traitements disponibles aujourd’hui sont soit des traitements symptomatiques, soit reposant sur des actes chirurgicaux. Les causes des MICI sont encore mal connues. Les modèles animaux ont grandement enrichi notre compréhension de nombreuses pathologies intestinales. En plus d'améliorer la compréhension de la maladie, les modèles animaux sont également utilisés de manière importante pour tester les nouveaux médicaments ainsi que pour les interventions diagnostiques ou thérapeutiques précliniques. Des techniques d'imagerie sophistiquées ont été développées afin de surveiller l'activité de la maladie chez la souris. Ces techniques endoscopiques permettent une visualisation directe de l'inflammation intestinale ou la cicatrisation des plaies. Ce processus donne un état objectif en temps réel permettant des études chez le même animal à des moments répétés. L’objectif de cette étude est d’évaluer l’efficacité de nouvelles molécules thérapeutiques pour les MICI chez le rat et la souris. Le modèle utilisé sera adapté aux cibles thérapeutiques à évaluer.
Bénéfices attendus
Comprendre les mécanismes de l'inflammation dans les modèles de colite est indispensable au développement de nouvelles cibles thérapeutiques. Notre projet vise a évaluer le rôle de récepteurs activés par les protéases et des protéases elles mêmes dans les modèles de colite.
Procédures
- endoscopie sur animal anesthésié (au minimum 2 fois maximum 7 fois) durée : 15 minutes par endoscopie - gavage minimum 1 fois sur la durée de l'expérimentation (2 mois maximum), maximum 2 fois par jour quotidiennement durée: 1 minute par geste - prélèvement de sang sur animal anesthésié 1 fois sur la durée de l'expérimentation (2 mois maximum), maximum 1 fois par semaine durée: 5 minutes par geste - administration intracolique de produit sur souris anesthésiée minimum 1 fois maximum 4 fois durée 2 minutes par geste - administration intracolique sur rat vigile en contention minimum 1 fois maximum 4 fois durée 3 minutes par geste - administration intrapéritonéale sur animal vigile 2 fois (1 fois par jour, 2 jours consécutifs) durée 1 minute par geste -administration cutanée sur animal vigile (1 fois par jour, 2 jours consécutifs) durée 1 minute par geste)
Impact sur les animaux
L'induction de la colite est caractérisée par la perte de poids des animaux, l'apparition de diarrhée et de sang dans les féces ainsi qu'une douleur et hypersensibilité viscérale. L'administration intracolique chez le rat vigile et le gavage peuvent induire du stress. L'endoscopie et les biospsies sont réalisées sous anesthésie mais il y a un risque de perforation de l'intestin.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort afin de prélever des tissus (colon, ileon).
Remplacement
La colite est une réaction integrée de l'organisme entier impossible à reproduire in vitro dans son intégralité. Ainsi, ces limitations rendent incontournables le recours à l’experimentation animale afin de valider de nouvelles cibles thérapeutiques pour l'inflammation intestinale. Dans le cadre de ce projet, l’expérimentation animale est indispensable.
Réduction
La technique d'endoscopie utilisée ici peut être reproduite sur un même animal au cours du temps et peut être couplée à l’utilisation d’autres méthodes de suivi clinique non-invasives (suivi de poids, consistance des selles …) ce qui permet d’observer et de suivre au cours du temps un seul animal, (permettant ainsi de réduire sensiblement le nombre d’animaux). De plus, les résultats obtenus peuvent être utilisés pour comparer plusieurs groupes entre eux (exemple: groupe contrôle versus traité) ainsi que pour comparer le même animal au cours du temps (exemple: avant traitement versus après traitement). Les tests statistiques utilisés peuvent comparer les mesures sur le même individu ou entre individus. Une étude rétrospective sera effectuée à la fin de chaque expérience pour déterminer les possibilités de diminution du nombre d'animaux et/ou d'amélioration des procédures pour diminuer la souffrance animale. Aucun logiciel ou test statistique n'ont été utilisé mais notre expérience de ces modèles nous permet de connaitre le nombre d'animaux minimum nécessaire afin d'obtenir des résultats significatifs.
Raffinement
Afin de suivre la directive européenne 2010/63/UE, un enrichissement sera rajouté aux animaux. A savoir, des igloos et des carrés de coton pur ou du papier absorbant permettant aux animaux de faire une nidation. Une étude rétrospective sera effectuée à la fin de chaque expérience pour déterminer les possibilités de diminution du nombre d'animaux et/ou d'amélioration des procédures pour diminuer la souffrance animale. Durant toute la période d’expérimentation, l’état général des animaux sera observé au minimum une fois par semaine. Pour chaque procédure des points limites ont été défini pour limiter la douleur, la souffrance ou l’angoisse de l’animal et l'animal sera euthanasié s’il présente un de ces points limites d’arrêt de la procédure. De plus, les personnes responsables du projet ont été formées à l’utilisation des animaux à des fins scientifiques ; elles garantissent de la formation et de l’encadrement des autres expérimentateurs impliqués dans les procédures expérimentales. Les souris sont anesthésiées lors des administrations intracoliques et du prélèvement de sang.
Choix des espèces
Chaque espèce présente une sensibilité différente pour les différents modèles. Dans le but d’une plus grande homogénéité des réponses et donc pour limiter le nombre d’animaux nécessaire, nous utiliserons des espèces «sensibles » (plus reproductibles). Ainsi, en fonction du modèle : des rats (espèce pour laquelle le modèle est plus reproductible) et/ou des souris (le choix rat ou souris dépendra du mécanisme et/ou cible de la molécule à tester). De plus nous avons des souris transgéniques pour des protéases d'interet. 3 modèles seront réalisés car ils miment chacun des pathologies différentes. Les souris seront âgées d'au moins 8 semaines car nous souhaitons utiliser des animaux adultes et matures. Leur métabolisme, leur système immunitaire et leur physiologie étant stabilisés nous auront ainsi moins de variation que sur des jeunes animaux.
Evaluation pré-clinique de thérapies innovantes dans des modèles précliniques de glioblastome chez les rongeurs EU 1/2 MODIFICATION
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Rats : 705
Greffe d'une tumeur dans le cerveau, jusqu'à 51 séances d'imagerie, 28 prélèvements de sang, 56 injections, 8 ouvertures de la barrière hémato-encéphalique, une résection tumorale et de la radiothérapie : un même animal peut subir tout cela. 3 510 souris et 705 rats vont être utilisés, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère pour 3 015 d'entre eux et modéré pour 1 200. Le porteur décrit pourtant un hébergement assurant "une qualité de vie optimale tout au long de l'étude", chez des animaux immunodéficients dont la tumeur cérébrale provoque des troubles neurologiques et des difficultés de déplacement. Tous sont tués à un temps défini ou dès l'atteinte des points limites, pour des prélèvements post mortem, certains ayant été transportés vivants entre deux établissements pour accéder aux appareils d'imagerie.
Objectifs
Les tumeurs cérébrales primitives et en particulier les glioblastomes sont des cancers très résistants aux traitements anti-tumoraux conventionnels (chirurgie, radiothérapie et chimiothérapie cytotoxique). En effet, la survie globale médiane des patients est comprise entre 12 et 24 mois. De nouveaux traitements sont donc indispensables pour améliorer le pronostic des patients souffrant de glioblastome. Les traitements candidats sont évalués dans le cadre d’essais cliniques longs et coûteux, et le plus souvent négatifs, avant leur approbation pour une utilisation en pratique clinique chez les patients. Compte tenu du nombre important de traitements candidats, notre projet vise l’accélération de l’évaluation de ces traitements innovants candidats et leur hiérarchisation en vue d’essais cliniques chez l’Homme. En effet, une évaluation préclinique rigoureuse permet de réduire le taux d’attrition des essais cliniques. (MODIFICATION) Le projet nécessite une modification sans augmentation du nombre d'animaux car le projet se déroulera dans deux établissements en raison de la nécessité d'utiliser des appareils d'imagerie spécifiques disponibles seulement dans le second établissement.
Bénéfices attendus
Les gliomes et en particulier les glioblastomes (GBM) sont les cancers cérébraux les plus fréquents et les plus graves chez l’adulte. Le pronostic des patients souffrant de glioblastome est réservé (12-24 mois de survie médiane) malgré des traitements lourds. De nouveaux traitements sont donc nécessaires. Le projet présenté ici vise donc à évaluer de nouvelles thérapies dans un contexte le plus biologiquement pertinent grâce à nos modèles de glioblastome qui sont en quelque sorte des avatars de patients atteint de cette maladie. Ultimement, nous visons à identifier de nouveaux traitements actifs contre le glioblastome qui pourront être évalués dans le cadre d'études cliniques chez l'homme.
Procédures
Les animaux auront tous une greffe tumorale cérébrale (30minutes, 1x, animal anesthésié et analgésié) ou une greffe tumorale cutanée (1minute, 1x, animal anesthésié). Tous les animaux auront un suivi par prélèvement sanguin (2minutes, 28x maximum, animal vigile ou anesthésié et analgésié si l'animal est en fin de procédure) et certains par imagerie également (5minutes à 4h, 51x maximum, animal anesthésié). (MODIFICATION) Certaines imageries nécessiteront un transfert d'un établissement à un autre (transfert de 10 minutes, 1 fois, animal vigile). Une partie des animaux auront également des traitements administrés par injections simples (1min, 56x maximum, animal vigile) ou par injections nécessitant une chirurgie (30min maximum, 1x, animal anesthésié et analgésié). Les administrations pourront être couplées à une ouverture de la barrière hémato encéphalique (pour que le traitement atteigne le cerveau) (1h maximum, 8x, animal anesthésié) ou à une résection tumorale (30 minutes, 1x, animal anesthésié et analgésié) et;ou à de la radiothérapie (10 minutes, 1 fois, animal anesthésié).
Impact sur les animaux
La greffe de cellule tumorale induit une croissance tumorale qui peut donner des troubles neurologiques ou des difficultés de déplacement. Les chirurgies pourront engendrer une douleur modérée post opératoire ainsi que des risques d’infection. Les anesthésies peuvent engendrer une baisse de la thermorégulation et dans de rares cas une détresse respiratoire. Les traitements pourront avoir des effets secondaires comme des diarrhées ou des inflammations aux sites d’injection engendrant une perte de poids. Les piqûres peuvent induire une douleur légère de courte durée au point d’injection. Les prélèvements sanguins pourraient induire une douleur légère de courte durée ainsi qu’un hématome. Les imageries pourront induire un léger stress chez les animaux. (MODIFICATION) Certaines imageries devront être réalisées dans un autre établissement, les animaux pourront ressentir un stress lié au transport entre les deux établissements et aux changements d'environnement. Le phénotype dommageable des animaux immunodéficients ou immunodéprimés induit une sensibilité accrue aux infections.
Devenir
Pour toutes les procédures, tous les animaux sont euthanasiés à un temps défini (ie quelques jours/heures post traitement etc) ou dès qu’ils atteignent les points limites décrits afin de faire des prélèvements post mortem.
Remplacement
Chez l’Homme, les tumeurs cérébrales sont des tumeurs complexes. Il existe, en plus des cellules tumorales, un microenvironnement qui joue un rôle clé dans le comportement spontané ou sous traitement des cellules tumorales. Ce microenvironnement est lui-même dépendant du macroenvironnement c'est-à-dire de l’organisme hôte. Il est impossible de reconstituer ce contexte (microenvironnement et macroenvironnement) interagissant avec les cellules tumorales in vitro ; que ce soit par le biais de cultures de cellules tumorales issues de patients ou bien de culture 2D ou encore 3D. Ces approches in vitro sont réalisées en amont des procédures in vivo pour justifier l'intérêt scientifique. De plus, cet environnement module la biodisponibilité d’une molécule thérapeutique au sein de la tumeur. Aussi, positionner les cellules tumorales cérébrales chez l’animal, dans un microenvironnement tissulaire et moléculaire complexe (cérébral) constitue un modèle d’étude pertinent. Ce dernier se rapproche au maximum des conditions observées chez les patients souffrant de tumeur cérébrale et chez qui les cellules cancéreuses prolifèrent dans du tissu nerveux central complexe.
Réduction
4215 animaux seront utilisés dans ce projet. Les efforts fournis afin de réduire le nombre d'animaux utilisés sont: i) Seuls les composés efficaces in vitro par rapport aux traitements standards, seront testés in vivo. ii) Les cellules tumorales cérébrales greffées chez l’animal sont visibles par fluorescence ce qui permet de suivre le développement tumoral, cela évite l'euthanasie à différents temps et réduit donc le nombre d’animaux utilisé (iii) La fluorescence des tumeurs permet également de suivre l’efficacité des traitements testés en temps réel ce qui apporte une information supplémentaire à la survie. (iv) Une étude statistique détermine le nombre d’animaux nécessaire minimum pour atteindre un niveau de significativité acceptable. Cela permet de limiter le nombre d’animaux et d’éviter les études ne permettant pas de répondre à une question posée par manque de puissance statistique.
Raffinement
Durant toute la durée de leur vie, les animaux sont logés en groupe afin de favoriser leur bien-être social, l’isolement étant évité autant que possible. Cette approche groupée est cruciale, car les souris, comme de nombreux rongeurs, sont des animaux sociaux et leur isolement peut entrainer un stress psychologique et des comportements anormaux. Elles sont hébergées sur des portoirs ventilés, qui permettent une circulation d'air optimale et un environnement propre. Chaque cage est équipée d’un système d'abreuvement automatique garantissant un accès constant à l’eau et d’un approvisionnement ad libitum en nourriture, ce qui répond à leurs besoins nutritionnels et hydriques tout en permettant une gestion optimale des ressources. Le milieu de vie est enrichi avec au moins deux éléments, tels que des objets manipulables ou des matériaux permettant d'explorer et de satisfaire les comportements naturels des souris, comme le grattage, le fouissage ou la nidification. Cet enrichissement environnemental est essentiel pour prévenir l’apparition de comportements stéréotypés liés à l'ennui ou au stress et pour assurer une qualité de vie optimale tout au long de l’étude. Les animaux sont suivis quotidiennement par des vétérinaires et du personnel qualifié. Lors de procédures susceptibles de provoquer des douleurs modérées à sévères, comme des interventions chirurgicales, les animaux reçoivent une anesthésie générale appropriée et en complément, un analgésique leur est administré en préopératoire et postopératoire pour prévenir toute douleur et minimiser l'inflammation. Pour prévenir les risques d'infections des souris immunodéprimées, les animaux sont hébergés dans des cages propres avec litière, aliment et enrichissement irradiés ainsi que de l'eau osmosée pour boisson. Les injections seront toujours réduite au minimum suivant le composé testé (fréquence et volume), l'alternance des sites sera privilégiée quand cela est possible et les animaux seront anesthésiés si nécessaire pour leur bien être. Un système de points limites est mis en place pour évaluer leur bien-être et détecter rapidement tout signe de souffrance ou d’inconfort, tant à court qu'à long terme. Ces points limites prennent en compte des critères variés : l’observation du comportement, l'aspect général de l’animal, son niveau d'activité, ainsi que son poids corporel. Si un animal présente des signes de détresse, des mesures immédiates sont prises pour garantir son confort et sa santé.
Choix des espèces
Les souris sont choisies dans nos études thérapeutiques en raison de leur petite taille et de leur poids faible. Cette caractéristique permet l’utilisation de quantités réduites de composés cytotoxiques. De plus, ces modèles permettent l’utilisation de volumes expérimentaux limités, facilitant ainsi les études tout en respectant les principes de réduction des animaux dans la recherche. Les souches de rongeurs telles que les souris immunodéficientes sont particulièrement utiles pour leur incapacité à rejeter les cellules tumorales humaines. En parallèle, les souches immunocompétentes sont indispensables pour étudier la croissance tumorale dans un contexte immunologique complet. Les modèles animaux immunodéprimés sont utiles pour explorer l’impact d’un système immunitaire humanisé dans les réponses thérapeutiques contre les cancers. Enfin, les rats, sont choisis ici pour des scénarios nécessitant une plus grande précision chirurgicale. Les animaux seront utilisés à l'âge adulte entre 8 semaines et 15 mois car le glioblastome est une tumeur de l’adulte chez l’Homme.
Formation concepteur – Rongeurs
- Formation professionnelle
Rats : 150
Former jusqu'à vingt-quatre étudiants par an à la contention, aux injections et à la mise à mort des rongeurs : 150 souris et 150 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, tous tués à l'issue. Chaque participant manipule un seul animal par séance, une séance avec des rats et une avec des souris. Les injections intrapéritonéales, sous-cutanées, intramusculaires et intraveineuses ainsi que les gavages volontaire et imposé se font sans anesthésie, sur une dizaine de minutes, les prélèvements de sang étant eux réalisés sous anesthésie. La mise à mort fait partie du programme et se prolonge par des prélèvements d'organes, le porteur écrivant qu'après un apprentissage sur maquettes, modèles en silicone et peluches, il reste "incontournable" de réaliser quelques gestes de base sur souris vigiles.
Objectifs
La formation sera conposée de séances de travaux pratiques intégrées au modules d'enseignements. Leurs objectifs seront dans un 1er temps de bien connaître les bonnes pratiques de manipulation des rongeurs, incluant l’enrichissement de leurs milieux d’hébergement. Les participants seront initiés aux principaux gestes techniques réalisés sur rats et souris (différentes méthodes de préhension et de contention dans le cadre de socialisation, pesée...). Les séances viseront également à apprendre les techniques d’administrations et de prélèvements sur animaux vigiles les mieux adaptées. La gestion de la souffrance (reconnaissance des signes) et de la douleur grâce à l’emploi adapté d’analgésiques et d’anesthésiques. Ensuite, les participants apprendront les meilleures techniques de mise à mort des animaux et à effectuer des prélèvements d’organes post-mortem. Pour ces séances, nous avons estimé qu’il serait suffisant de faire deux séances dans lesquelles chaque participant manipulera un seul animal : une séance avec rats et une séance avec souris. Etant donné l’objectif de ce projet, les tests statistiques ne sont pas nécessaires. Au cours de ce projet 24 étudiants au maximum seront formés par an.
Bénéfices attendus
Les travaux pratiques permettront l'acquisition des principaux gestes techniques dans le respect de la régle des 3 R, aux participants de notre formation concepteur de procédures expérimentales chez le rongeur.
Procédures
Toutes les administrations seront effectuées sans anesthésie (ou sur animaux vigiles), à savoir : les administrations intrapéritonéales, sous -cutanées, intra-musculaires, et intraveineuses, ainsi que les gestes de gavages volontaire et imposé (les volumes de solution de NaCl injectés lors de ces travaux pratiques seront réduits au minimum). L'ensemble dure 10 minutes. Tous les prélèvements sanguins seront réalisés sous anesthésie : le prélèvement de sang au niveau de la veine caudale chez le rat (5 minutes) et le prélèvement de sang au niveau de la veine mandibulaire chez la souris (5 minutes).
Impact sur les animaux
Les nuisances seront liées à l'apprentissage de la contention des animaux et de l’administration par voie orale par les apprenants pratiquant pour la premier fois ce geste avec un animal vigile. Les injections et prélevements sanguins pourront être à l’origine de douleurs légères et de courtes durées.
Devenir
Tous les animaux de la procédure seront mis à mort. De plus cela permettra de faire des prélèvements post mortem afin de compléter l’apprentissage.
Remplacement
Nous avons mis en place des méthodes alternatives pour l’anatomie (utilisation de maquette et de table numérique Anatomage), les gestes basiques (modèles en silicone, peluches pour l'apprentissage des injections et prélèvements…). Ce projet a été ainsi conçu avec le minimum possible d’animaux. Cependant, il apparaît incontournable de réaliser quelques gestes de bases sur souris vigiles dans ce contexte de formation.
Réduction
Nous avons réduit au maximum le nombre d’animaux pour la formation, les apprenants auront 1 animal par TP. Nous utiliserons les animaux des 2 sexes : 3 mâles et 2 femelles souris et rats; et 2 mâles et 3 femelles souris et rats par session de TP.
Raffinement
Les animaux sont hébergées par lot dans des cages dont la taille est règlementaire, avec enrichissement modifiable (tubes, feuilles de papier ouaté, dômes…). Cet hébergement sera réalisé dans une animalerie en conditions contrôlées. Un suivi de soin journalier sera effectué durant toute la période d'hébergement. Les format.eurs.rices sont des experts en expérimentation animale, maitrisant tous les gestes basiques sur souris et les rats. Tous les gestes techniques seront appris et répétés sur des mannequins, ce qui limitera le risque de nuissance sur animaux vivant lors des séances. Le gavage sera réalisé avec des sondes souples, limitant toute nuisance. Par ailleurs les prélèvements sanguins se feront sous anesthésie. En cas d'atteinte des points limites, les animaux seront mis à mort.
Choix des espèces
La Formation concepteur (Rongeurs ) demandée ici est liée à la « Formation à l’utilisation des rongeurs à des fins scientifiques – Conception et Réalisation des Procédures » que nous proposont concernent l'utilisation des rongeurs (rats et souris) majoritairement utilisés dans les laboratoires de recherche. Notre agrément de formation concernera uniquement ces 2 espèces. Les animaux seront tous adultes pour faciliter l'apprentissage des gestes techniques.
Evaluation de principes actifs dans un modèle de xénogreffe ou d’allogreffe par injection de cellules tumorales chez le rat
- Recherche appliquée
- Cancers
500 rats vont être utilisés, dix au maximum par groupe, soit une cinquantaine de groupes d'étude, tous tués et autopsiés à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacun reçoit une injection de cellules cancéreuses, humaines ou de rongeur, puis des traitements répétés jusqu'à quatorze semaines après l'injection, avec un prélèvement de sang par semaine sur animal vigile et une ponction de liquide synovial sous anesthésie en fin d'étude. Les produits testés ne sont pas nommés et leur fréquence d'administration reste à définir selon les médicaments de chaque étude, les effets indésirables attendus devant être "abordés avec le client" avant toute mise en œuvre. Les bénéfices annoncés, mieux comprendre les mécanismes d'action et accélérer le développement de médicaments, sont renvoyés au court et au long terme, face à des tumeurs implantées et une mise à mort systématique.
Objectifs
L'objectif du projet est d’évaluer la croissance de tumeur et la réponse à des traitements anticancéreux potentiels en injectant des cellules cancéreuse chez le rat. Les cancers sont des pathologies particulièrement invalidantes dont les traitements ont de lourds effets secondaires et nécessitent d’être constamment améliorés. Les modèles de cancer réalisés chez le rongeur par injection de cellules cancéreuses humaines ou de rongeurs offrent des mesures robustes et reproductibles sur la base de modèles parfaitement décrits, calibrés et admis par la communauté scientifique. L’injection de cellules cancéreuses chez le rongeur permet de mimer différents types de cancers grâce au choix des cellules cancéreuses et à l’endroit où elles sont injectées, et ainsi de tester différents composés pouvant potentiellement réduire ou détruire les tumeurs. Le suivi de l’évolution de la tumeur, de la survie et de l’état général des animaux permettra d’identifier de nouveaux candidats médicaments et d’améliorer la compréhension des mécanismes de résistance au cancer.
Bénéfices attendus
Les bénéfices escomptés de ce projet de recherche se déclinent à court et long termes. A court terme, ce projet permettra d'obtenir des informations cruciales sur (1) les mécanismes impliqués dans le traitement de différents types de cancers ; (2) la tolérance ou la potentielle toxicité des médicaments testés ; (3) l’efficacité de nouveaux candidats médicament. À plus long terme, ce projet contribuera de manière significative au développement de nouveaux traitements en oncologie. Les données obtenues seront en effet essentielles pour : (1) Affiner la compréhension des mécanismes d'action des nouveaux médicaments ; (2) Guider la sélection des molécules les plus prometteuses pour les essais cliniques ; (3) Optimiser les stratégies des traitements pour une meilleure prise en charge des patients. En fournissant une base solide de connaissances précliniques, avec notamment le suivi de l’évolution des tumeurs, de la survie et de l’état général des animaux, ce projet accélérera potentiellement le processus de développement de médicaments innovants, offrant ainsi de nouvelles options thérapeutiques aux patients atteint de cancers.
Procédures
La procédure comporte une injection de cellules cancéreuses : durée de l'opération en fonction du type d’injection 1 minute à 15-30 minutes. Les interventions chirurgicales seront réalisées sous anesthésie générale et avec une gestion appropriée de la douleur pré et post-opératoire. Des radiographies pourront être prises au moment de la chirurgie, les animaux seront anesthésiés et la procédure durera 5 à 10 minutes. Les traitements à tester seront appliqués avant et/ou après l’injection de cellules cancéreuses et répétés tout au long de la durée de l’étude, 14 semaines maximum après l’injection. Chaque administration dure 1 à 2 min. La fréquence d’administration des traitements sera définie selon le mode d’administration ainsi que selon les médicaments utilisés pour chaque étude. Une analyse du sang ou des urines pourra aussi être réalisée au cours de l’étude pour rechercher des marqueurs liés au développement de cancers. Les prélèvements de sang pourront être effectués sur l’animal sans anesthésie et dureront moins de 5 min par animal. Une période minimum d’une semaine de récupération sera nécessaire à l’animal avant de procéder à un nouveau prélèvement, avec au maximum 1 prélèvement par semaine pendant l’étude. Un prélèvement de liquide synovial pourra être réalisé sous anesthésie, à la fin de l’étude uniquement.
Impact sur les animaux
Une observation quotidienne de l’état général des animaux, ainsi qu’une évaluation détaillée 2 fois par semaine du comportement, du poids, seront réalisées tout au long de l’étude afin d’identifier au plus vite une éventuelle gêne ou douleur occasionnée par les manipulations effectuées. Des nuisances liées au modèle et à l’induction du modèle et au développement de cancer sont attendus dans ce protocole. Plus précisément, nous surveillerons l'état général et clinique des animaux pour estimer un éventuel traumatisme et une inflammation au niveau des sites d’injections des cellules cancéreuses. Des nuisances liées aux médicaments à tester peuvent être rencontrés, tels qu’une perte de poids, un comportement anormal de l’animal, ou une réaction pendant l’administration. Les effets indésirables susceptibles d’être observés seront abordés avec le client avant toute mise en œuvre du projet. Ils seront anticipés au plus juste en fonction des informations obtenues au cours de protocoles préalablement réalisés et appuyés d’une veille bibliographique inhérente aux médicaments à administrer.
Devenir
A l’issue de chaque procédure tous les animaux seront euthanasiés et autopsiés. Les organes d'intérêts seront prélevés. Les prélèvements sanguins, urinaires et de liquide synovial seront utilisés pour mesurer la concentration du médicament testé, évaluer sa toxicité ou la réponse de l’animal suite au traitement. Les organes pourront également être utilisés pour mesurer la concentration du médicament, ou regarder la structure des organes par histologie ou imagerie.
Remplacement
De manière générale, les médicaments que nous évaluons in vivo ont fait l’objet d’études préalables réalisées sans animaux, mais le passage chez l’animal reste indispensable afin d’évaluer de potentielles interactions avec l’organisme. En effet, les tests in vitro actuels permettent de prévoir le devenir des médicaments testés, mais ne renseignent pas sur leurs effets sur l’ensemble d’un organisme. Aucune méthode alternative ne permet actuellement de reproduire tous les paramètres liés à un individu dans sa globalité. Le cancer étant une pathologie complexe, il n'existe à ce jour aucune méthode alternative à l'expérimentation animale pour évaluer l'influence de différentes cellules dans le développement de tumeurs.
Réduction
Le nombre d’animaux est réduit au maximum afin d’avoir des résultats exploitables, permettant de conclure de manière certaine, tout en évitant la réalisation d’une deuxième étude pour confirmer les résultats obtenus au cours du présent projet. 10 animaux par groupe au maximum sont prévus afin d’assurer un nombre minimum d’animaux nécessaire pour une analyse pertinente et une comparaison statistique fiable pour l’évaluation des composés à testés, tout en prenant en compte le bien-être animal.
Raffinement
Les animaux seront hébergés en groupes dans des locaux adaptés permettant leur maintien dans un environnement adéquat, n'induisant pas de stress. Nous mettrons en place des mesures spécifiques et adaptées aux douleurs éventuelles occasionnées par les différents traitements pour éviter toute souffrance inutile et prolongée : les conditions d’hébergement seront optimisées (litière, enrichissement, facilité d’accès à l’alimentation), nous utiliserons des traitements anti-douleurs dès l’apparition de premiers signes cliniques. Un suivi quotidien des animaux sera effectué avec prise de poids 2 fois par semaine et observations de caractéristiques spécifiques au modèle. Les animaux seront maintenus un minimum de temps en situation d’inconfort lors de leur manipulation (ex : au moment de leur pesée et mesure de la tumeur, ou au moment des prélèvements sanguins). Tout animal ayant atteint un ou plusieurs points limites (repérés le plus précocement possible grâce au suivi clinique et à l’appui des grilles du bien-être animal adaptées) sera euthanasié.
Choix des espèces
Le rat a été choisi pour ce projet car ce mammifère présente des caractéristiques physiopathologiques et réponses tissulaires proches de celles observées chez l'homme. Ces rongeurs, étant fréquemment utilisés à des fins de recherche, permettent de transposer assez facilement les résultats à l'homme, par simples approches/méthodes statistiques. Par ailleurs, leur taille permet d’obtenir un volume suffisant de sang parfaitement analysables. Enfin, les données obtenues chez ces animaux permettent de calculer facilement les doses administrables à l’homme prévues dans le cadre de premiers essais cliniques nécessaires au développement de nouveaux agents thérapeutiques.
Evaluation de la tolérance d’un produit de thérapie tissulaire après administration chez le rat Nude RNU MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Tests réglementaires
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Deux heures et demie d'anesthésie générale pour une injection unique dans le cerveau : 150 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue après un prélèvement de liquide céphalo-rachidien et de sang. Vingt d'entre eux sont utilisés dans une étude pilote destinée à valider la technique d'injection et à former les chirurgiens, les 130 autres dans une étude réglementaire de toxicologie d'un produit de thérapie tissulaire visant la maladie de Parkinson. Des symptômes neurologiques, tremblements ou convulsions, peuvent suivre l'administration. Des tests neurocomportementaux sont réalisés quatre puis vingt-quatre heures après, sans que leur nature soit précisée, et la souche retenue est le rat Nude RNU, dont l'immunodéficience est jugée "nécessaire" pour éviter le rejet d'un produit d'origine humaine.
Objectifs
MODIFICATION Le premier objectif de ce projet est la validation du modèle d’administration intracérébrale chez le rat immunodéprimés (étude pilote), incluant la formation des chirurgiens. Une fois le modèle validé, le second objectif de ce projet est la réalisation d’une étude réglementaire de toxicologie générale (étude principale) chez le rat immunodéprimés. Cette étude consiste en l’administration unique du produit à tester (futur médicament) suivie d’observations régulières des animaux, pesées corporelle, évaluation des effets sur les paramètres sanguins et analyse macroscopique ou histopathologique, évaluation de la toxicocinétique et pharmacodynamique du produit. Cette étude permettra d’accéder aux essais cliniques afin de confirmer la sécurité et l’efficacité du produit chez l’Homme avant sa mise sur le marché ou d’obtenir l’autorisation de mise sur le marché Suite au décalage du début de l’étude, une modification du projet initialement autorisé est nécessaire afin d’étendre la durée du projet de 1 à 2 ans.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus sont : - la détermination de la tolérance d'un produit de thérapie tissulaire chez l'animal - l'obtention de l'autorisation d'essai clinique et la réalisation d'essai clinique chez l'homme avec le maximum de sécurité pour les personnes incluses - à long terme la mise sur le marché d'une thérapie innovante permettant de traiter les patients atteints de Parkinson
Procédures
Chaque animal aura une procédure d’injection intracérébrale unique, réalisée sous anesthésie générale volatile avec surveillance anesthésique et une antalgie suffisante (durée environ 2h30). Des tests neurocomportementaux sont réalisés (durant le prétest et +4h et 24h postadministration ; durée approximative : 5 à 7 min). Un prélèvement de liquide céphalo-rachidien (LCR) et de sang seront réalisés en fin de procédure (avant mise à mort), sur animaux anesthésiés (sans réveil) (durée quelques minutes).
Impact sur les animaux
Les procédures d’administration intracérébrale sont réalisés sous anesthésie, après mise à jeun la veille. Lors du réveil anesthésique, une désorientation/perte d’équilibre, perte de certains reflexes neurologiques ainsi qu’une hypothermie, une douleur post-injection et baisse d’activité (en raison de la durée de la chirurgie) peuvent être observées temporairement. Des évènements anesthésiques liés à l’anesthésie volatile peuvent survenir. Des signes locaux (oedème, ...) au niveau des sites d’administrations peuvent être observés. Des symptômes neurologiques (tremblement, convulsion,…) peuvent être observés à la suite de la procédure d’administration intracérébrale. Les nuisances pour les animaux peuvent être les suivantes (tous les animaux n’ont pas toutes les nuisances) : - Stress, inconfort ou douleur brève, n’excédant pas quelques minutes, lors de prélèvement de sang. - Anesthésie de quelques minutes et réveil d’anesthésie (incoordination) lors des prélèvements de sang réalisés sous anesthésie - Stress lors de changement d’environnement lors d’évaluation neurocomportementale : durée du test en lui-même généralement quelques minutes. - Effets toxicologiques ou pharmacologiques légers à modérés dus à l’administration du candidat médicament à tester (perte de poids, léthargie, excitation, baisse en consommation de nourriture, tremblements, irritation ou inflammation locale au site d’administration…). Des points limites précoces adaptés sont mis en place afin d’éviter une prolongation inutile des effets observés. En cas d’atteinte de ces points limites, des mesures sont rapidement prises pour limiter la souffrance (mise en place d’un traitement analgésique, diminution de la dose testée, suspension de la procédure ou euthanasie).
Devenir
Les animaux de l'étude pilote seront mis à mort en fin d’expérimentation afin de valider la procédure d’administration. Les animaux de l'étude principale seront euthanasiés en fin d’expérimentation en vue d’examens et de prélèvements d’organes ou tissus (examens macroscopiques et microscopiques) tels que requis par la réglementation pour la détermination des organes cibles.
Remplacement
Actuellement, il n’existe pas d’alternative non animale permettant d’évaluer la sécurité et la toxicité, notamment systémique et neurocomportementale des futurs candidats médicaments dans le cadre du développement de thérapies innovantes, telles que la thérapie tissulaire. Il n’existe pas non plus d’alternative non animale pour valider que la technique d’administration intracérébrale aboutit à une exposition de l’animal au candidat médicament et que celle-ci est bien tolérée (analyse histopathologique). Dans ces études, un relevé des signes cliniques et des paramètres sanguins des animaux est requis, ainsi qu’une évaluation macroscopique et microscopique des organes il est donc nécessaire d’avoir accès à l’animal dans son entièreté, pour évaluer l’ensemble des paramètres demandés par les guidelines.
Réduction
Le nombre d’animaux dans ce projet a été défini sur la base du nombre minimum d’animaux requis pour pouvoir conclure à la validation de la technique. Afin de réduire ce nombre au minimum, les techniciens ont été préalablement formés en ex-vivo. Le nombre d’animaux dans ce projet est basé sur les guidelines et est le minimum pour pouvoir interpréter et conclure sur l’évaluation histopathologique et l’analyse de biodistribution. Au total, 150 animaux seront utilisés dans ce projet : 20 animaux pour l’étude pilote, 130 animaux pour l’étude principale. L’étude pilote, sur un nombre limité d’animaux, va permettre de mettre au point et valider la technique d’administration intracérébrale et avant le démarrage de l’étude principale, qui a pour but de déterminer la toxicité d’un candidat médicament sur un nombre plus important d’animaux
Raffinement
Les animaux auront une période d’acclimatation aux conditions environnementales avant le début des procédures. Les rats seront hébergés en groupes sociaux sauf incompatibilité comportementale, dans des portoirs ventilés avec filtration de l'air, dans des cages sur fond plastique et sur de la litière de cellulose avec un enrichissement adapté (papier kraft, tunnel, …). La procédure d’administration intracérébrale sera réalisée sous anesthésie générale volatile avec surveillance anesthésique. Une analgésie préventive sera mise en place avant et après administration du produit de l’élément d’essai afin d’anticiper toute douleur ou détresse chez les animaux. Des mesures de prévention de l’hypothermie seront appliquées pendant l’anesthésie et au réveil. En raison du potentiel impact de l’administration intracérébrale, une évaluation neurocomportementale sera réalisée durant le pretest et après adminisration. De plus, les animaux ont accès a une eau de boisson filtrées et le matériel qui rentre dans l'animalerie est désinfecté. Les animaux sont observés au moins 1 fois par jour (incluant le week end) afin de permettre la détection rapide de signes cliniques et d’agir au plus vite pour limiter toute souffrance ou douleur inutile et sont évalués par le vétérinaire en cas d'anomalies. Des anti-inflammatoires / antibioiques seront prescrits en cas de signes d'infection locale et/ ou d'hyperthermie sans atteinte neurologique. L'euthanasie sera réalisée si les signes cliniques suivants sont observés : • convulsions ne rétrocédant pas spontanément ou à l'administration d'anti-convulsivants ou convulsions répétées dans la même journée • incapacité prolongée de l'animal à se déplacer ou pertes d'équilibres durables impactant la qualité de vie de l'animal • atteinte importante du niveau de conscience et vigilance de l’animal • stéréotypie • hyperthermie supérieure à 40°C ne répondant pas au traitement• signes de détresse et/ou douleur
Choix des espèces
Le rat répond aux exigences réglementaires pour la réalisation d'études précliniques. Dans le cadre de ce projet des rats immunodéprimés (rat Nude RNU) seront utilisés afin de permettre l’évaluation toxicologique d’un produit de thérapie tissulaire. Une immunodéficience partielle des animaux est nécessaire afin de réduire le risque de rejet en raison de l’origine humaine du produit de thérapie tissulaire. L’ensemble du projet se fera sur jeunes adultes/adultes afin de mimer les futures conditions d’utilisation clinique.
Maintien et élevage d’une lignée de rat génétiquement modifiés dans l’étude de la polykystose rénale
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche appliquée
- Troubles cardiaques
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
Tous les rats de cette lignée naissent homozygotes pour une mutation qui leur fait développer une polykystose rénale, avec des kystes dans les reins et parfois le foie, une hypertrophie rénale et une insuffisance rénale chronique. 650 rats vont naître de ces accouplements et être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, la seule intervention déclarée étant la mise en accouplement. Le porteur écrit que les élever sur place réduit les coûts d'acquisition et permet d'adapter la production à l'avancement de ses projets. Il annonce que 100 % des animaux seront replacés dans l'élevage ou utilisés dans d'autres projets du laboratoire, tout en indiquant qu'aucun ne sera gardé au-delà de six mois et qu'ils seront mis à mort à cet âge, avant que la maladie n'entre dans sa phase sévère.
Objectifs
La polykystose rénale (PCK) autosomique est la maladie héréditaire rénale la plus fréquente, et généralement liée à des mutations des gènes. La polykystose rénale autosomique se caractérise aussi par des atteintes cardiaques et vasculaires, lesquelles sont potentiellement impliquées dans la progression de la dysfonction rénale. Ce sont des animaux génétiquement altères (AGA) car Ils portent une mutation spontanée ou induite dans un gène impliqué dans la polykystose rénale autosomique récessive (ARPKD). Cette mutation est héréditaire et stable, transmise selon un mode autosomique récessif. Elle provoque la formation de kystes rénaux et parfois hépatiques, mimant la maladie humaine.
Bénéfices attendus
La polykystose rénale autosomique est la maladie héréditaire rénale la plus fréquente, caractérisée par un déclin lent et progressif de la fonction rénale. Malgré les traitements actuels, cette pathologie évolue inévitablement vers une insuffisance rénale terminale. L’élevage de ces rats directement au laboratoire présente plusieurs avantages. D’une part, cela permet de réduire les coûts d’acquisition ; d’autre part, disposer des animaux sur place nous offre la possibilité d’adapter la production en fonction des besoins spécifiques et de l’avancement de chaque projet. En outre, ces animaux étant généralement produits aux États-Unis, leur élevage local permet d’éviter le stress lié à un transport prolongé, contribuant ainsi à améliorer leur bien-être. Nous élevons des rats PCK homozygotes (génotype PCK/PCK), un modèle reposant sur une mutation autosomique récessive. De ce fait, tous les descendants expriment systématiquement le phénotype pathologique. Nous avons choisi d’utiliser cette lignée car elle développe spontanément une polykystose rénale autosomique récessive, la maladie que nous souhaitons étudier dans le cadre de nos deux projets scientifiques. Ce modèle présente l’avantage de développer rapidement une insuffisance rénale chronique, caractérisée par l’apparition de kystes corticaux et médullaires, ainsi qu’une hypertrophie rénale progressive. Cela nous permet de réduire le temps de maintien des animaux en animalerie et de les utiliser rapidement dans nos expérimentations.
Procédures
Mise en accouplement
Impact sur les animaux
Les animaux seront suivis quotidiennement. Dans le cas éventuel d’observation d’effets indésirables dus au génotype, nous utiliserons une grille d’évaluation du bien-être animal, sous forme d’un tableau. Le suivi clinique des rats révèle une progression caractéristique de la polykystose rénale au fil du temps. Jusqu’à l’âge de 4 à 5 mois, les animaux restent généralement asymptomatiques, bien que les kystes rénaux se développent progressivement de manière silencieuse.Les animaux seront mis à mort à l'âge de 6 mois avant que ne se déclarent des déficites sévères.
Devenir
Sur la totalité des animaux, 100% sont attendus pour avoir le bon génotype et seront replacés dans l’élevage ou utilisés pour d’autres projet du laboratoire. Nous élevons des rats PCK homozygotes (génotype PCK/PCK), ce modèle reposant sur une mutation autosomique récessive. Ainsi, tous les descendants expriment systématiquement le phénotype pathologique.
Remplacement
L’utilisation des animaux est obligatoire, car le développement de la dysfonction rénale et de la dysfonction cardiaque lors de la polykystose rénale autosomique est multifactoriel et aucune approche in silico, in-vitro ou ex vivo ne permet d'établir l'implication/interaction de tous les mécanismes impliques. Cependant dans l’objectif de limiter le nombre d'animaux utilisés dans ce projet, nous mettrons en place certaines expériences in-vitro (tests de prolifération de cellules, interactions cellules-cellules) pour étudier les mécanismes impliqués dans les effets observés..
Réduction
Pour réduire au maximum le nombre d’animaux nécessaires au maintien de la lignée les couples initiaux seront réceptionné, plus accouplé, et des animaux des deux sexes seront replacés dans d’autres projet du laboratoire, afin d’utiliser l’intégralité des animaux générés à l’animalerie. Afin d’éviter la surproduction d’animaux servant au maintien de la lignée OGM dans notre animalerie, une stratégie de cryopréservation de sperme sera mise en place.
Raffinement
Les conditions d’hébergement sont spécifiquement adaptées : litière douce, enrichissement de l’environnement (abris, objets à ronger), et accès illimité à l’eau. Les animaux ne sont pas maintenus au-delà de 6 mois, afin d’éviter l’apparition de la phase terminale de la maladie. Étant donné que l’état pathologique commence à se dégrader de manière significative à partir de 6 mois, aucune mesure spécifique supplémentaire ne sera mise en place, puisque les animaux issus de notre reproduction ne dépasseront pas cet âge. Nous resterons cependant très attentifs à tout signe de perte de poids ou de déshydratation. Une surveillance rigoureuse de la consommation d’eau sera assurée, et des précautions particulières seront prises pour garantir un bon suivi. Des pesées régulières seront effectuées afin d’adapter l’alimentation, notamment par l’ajout de nourriture enrichie dans les cages si nécessaire.
Choix des espèces
Les effets de l’anticorps neutralisant la vasopressine seront déterminés en utilisant la souche de rats. Cette souche a la particularité de développer spontanément un polykystose rénale comparable à la polykystose rénale humain. De plus seul l'utilisation des animaux vivants permettent pour comprendre les interactions entre les différents organes (rein, cœur, foie...) et les altérations neuro-humorales, immunitaires, métaboliques. Ainsi, les procédures expérimentales ne peuvent être remplacées par d'autres méthodes expérimentales n'impliquant pas l'utilisation d'animaux vivants et susceptibles d'apporter le même niveau d'information. Les rats mâles jeunes seront randomisés dès l'âge de 4 semaines renterrons dans le protocole scientifique à l’âge de 6 semaines. Les animaux ne seront pas maintenus au sien de notre animale au-delà de 6 mois. Nous effectuerons nous même au sein de notre animalerie les reproductions nécessaires pour obtenir les 400 pck/pck Les deux sexes seront utilisés. Il n’y aura pas de mise à mort précoce liée au sexe, puisque mâles et femelles seront intégralement inclus dans les deux projets scientifiques.
Protocole test de toxicité systémique aigue pour l’évaluation biologique des dispositifs médicaux chez la souris et le rat
- Recherche appliquée
- Troubles sensoriels
Rats : 80
Le décès figure parmi les complications prévues du test. 80 souris et 80 rats vont être utilisés, la moitié dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, l'autre un niveau léger, tous tués après 72 heures de contact avec la substance. Une injection unique de moins de trente secondes dans la veine de la queue ou dans l'abdomen peut provoquer apnée, cyanose, convulsions, œdème, prostration ou tremblements, les animaux étant observés toutes les douze heures. Le projet porte sur la biocompatibilité d'un adhésif chirurgical, et le porteur écrit que ce test est "nécessaire" avant le passage chez l'humain, l'espèce comme l'effectif étant fixés par la norme ISO 10993-11, à raison de vingt animaux par formule testée.
Objectifs
Le projet étudie la biocompatibilité d’un adhésif chirurgical. Le test de toxicité systémique aigue a pour objectif de déterminer les effets toxiques potentiels de ce dispositif médical. Il s’agit de la norme ISO 10993-11
Bénéfices attendus
Le test de toxicité systémique aigue a pour objectif de déterminer les effets toxiques potentiels d’un adhésif chirurgical. Cet adhésif a pour objectif d’étanchéifier les sutures chirurgicales compliquées à risque de fuite qui sont à l’origine de complications majeures comme l’hémorragie et les fistules gastro-intestinales. Dans le but de pouvoir utiliser un nouvel adhésif chirurgical chez l’Homme, des tests réglementaires de toxicité chez le rat et la souris (ISO 10993 -11) sont nécessaires.
Procédures
Une unique injection intraveineuse ou intrapéritonéale de composés mis en solution. La durée de l’injection est inférieure à 30 secondes.
Impact sur les animaux
1 injection en IP ou en IV dans la veine caudale. Les effets indésirables pouvant être attendus sont les suivants : Respiratoire Dyspnée, apnée, cyanose Motricité Augmentation, réduction, somnolence, prostration, tremblements Convulsion Clonique, tonique, tonico-clonique Oculaire Exophtalmie, ptosis, iritis, conjonctivite Tonicité Hypotonie, hypertonie Gastro-intestinal Diarrhée, vomissement Peau Œdème, érythème Le décès de l’animal fait partie des potentielles complications du test.
Devenir
Tous les animaux de l’étude seront mis à mort après les 72h de contact avec la substance ou la solution contrôle.
Remplacement
Le test de toxicité systémique aigue est un test nécessaire à l’évaluation de la biocompatibilité des dispositifs médicaux avant le passage chez l’Homme.
Réduction
Cette étude utilise le nombre minimum d’animaux prévu par la norme ISO 10993-11Pour chaque formule test (4 testés) l’utilisation de 20 animaux (10 animaux tests, 10 animaux témoins) est nécessaire.
Raffinement
Pendant la période d’observation : Les animaux bénéficient de jouets et de morceaux bois à ronger dans leur environnement de vie. Du coton sera ajouté dans la cage pour permettre une régulation de la température. Ils seront observés toutes les 12h pendant 72h et pris en charge en fonction d’une grille de score adaptée. Mise à mort après 72h selon la réglementation en vigueur.
Choix des espèces
L’espèce animale est déterminée par la norme ISO 10993-11. La norme décrit l’utilisation de la souris et du rat de l’un ou l’autre sexe
Comparaison de la physiologie cardiaque et vasculaire in vivo, sur organes isolés in vitro et sur tissus entre des rats jeunes et âgés.
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
L'apprentissage de l'échographie par quatre chercheurs du laboratoire passe par 30 rats, jeunes mâles, jeunes femelles et mâles réformés d'un an et demi. Utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, ils seront tous tués pour prélèvement d'organes. Chacun est anesthésié la veille pour être rasé, puis anesthésié de nouveau, dépilé à la crème et échographié quarante minutes, deux fois à quinze jours d'intervalle, avec deux mesures de dépense énergétique de repos de même durée. Le porteur écrit qu'il ne peut pas se passer d'animaux vivants pour maîtriser la technique.
Objectifs
Une partie importante de nos travaux de recherche est en relation avec la fonction cardiovasculaire et pour étendre nos moyens d’investigation dans ce domaine, notre laboratoire a acquis récemment un échographe petit animal. 4 chercheurs du laboratoire ont participé aux formations et testé deux sondes différentes sur des rattes de 17 mois dans le cadre d’une précédente demande d’autorisation de projet. Nous avons pu remarquer que chez des rats âgés la mesure est parfois plus complexe car les tissus, comme le tissu adipeux par exemple, apparaissent en blanc et complexifient la qualité des images. Avec ce nouveau projet, nous aimerions continuer à nous former à la technique en comparant nos données précédentes avec des données sur des animaux plus jeunes (mâles et femelles de 11 à 14 semaines) mais également sur des rats mâles âgés (1 an et demi environ et réformés). La mesure de dépense énergétique de repos peut servir de biomarqueur d’activité et nous souhaitons également la réaliser sur des animaux des deux sexes à différents âges.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra à 4 membres du laboratoire de réaliser une étude physiologique complète en maîtrisant l’échographie et le fonctionnement cardiovasculaire entre rats jeunes et âgés. A court terme, cette technique non invasive pourra être mise en œuvre dans les nombreux protocoles expérimentaux utilisés pour nos études précliniques visant à développer des programmes de prévention des pathologies cardiovasculaires par l’activité physique et/ou la nutrition, ou pour la prévention des accidents de décompression. A plus long terme, ces connaissances pourront ensuite être transférées à l’humain dans le cadre d’études cliniques utilisant aussi l’échographie.
Procédures
Chaque rat(e) sera anesthésié pour pouvoir raser les poils des zones d’intérêt la veille de l’échographie. Avant la session d’échographie qui dure 40 min, l’animal est anesthésié et maintenu au chaud grâce à un tapis chauffant. Il sera dépilé à la crème dépilatoire (durée 5 minutes environ). Cette séance est réalisée 2 fois sur le même animal, espacée de deux semaines. La mesure de Dépense énergétique de repos dure 40 min et est réalisée 2 fois espacée de deux semaines.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables attendus sur tous les animaux sont : - le stress lié à la contention lors de l’induction de l’anesthésie : durée 2 minutes de gravité légère. - le stress lié directement au temps d’endormissement à l’anesthésie : durée 4 min d’intensité légère. - le stress lié à la mesure de la dépense énergétique de repos : acte de gravité légère, durée maximale de 40 minutes.
Devenir
Les 30 animaux seront mis à mort pour prélèvement d'organes
Remplacement
Pour maîtriser la technique d'échographie « petit animal », il est nécessaire de s'entraîner sur notre animal anesthésié et nous ne pouvons pas nous passer de l’utilisation d’animaux vivants.
Réduction
Un nombre de 10 rats par groupe (jeune mâle, jeune femelle, vieux mâles) nous permet de réitérer les gestes techniques régulièrement avec 2 sessions sur le même rat, espacées chacune de deux semaines à la fois sur l’échographie et la mesure de la dépense énergétique de repos. ce nombre d’animaux a été réduit au maximum tout en assurant une robustesse statistique des effectifs. Nous prendrons contact avec notre notre structure chargée du bien-être des animaux pour utiliser des animaux reproducteurs-reproductrices réformés, issus d’un projet hors-champ réglementaire, et qui sont prévus pour une mise à mort.
Raffinement
Tous les actes liés à l’échographie réalisés pendant la procédure se font sous anesthésie. Les animaux sont placés sur tapis chauffant pour éviter la chute de température pendant la procédure mais aussi jusqu’au réveil des animaux concernés. Un gel ophtalmique est déposé dans les yeux pendant l’anesthésie pour éviter le dessèchement de l’œil. Nous procédons à une phase d’habituation progressive dans l’enceinte hermétique 3 jours avant la mesure de la dépense énergétique. Nous allons récompenser les animaux par des friandises (pomme ou biscuit sec en fonction des préférences) après la séance de mesure de la dépense énergétique et à leur réveil après la séance d’échographie pour l’associer à un stimulus agréable, en plus de caresser la tête du rat le temps de son réveil effectif. Des points limites prédictifs et spécifiques au projet seront appliqués.
Choix des espèces
Le rat est un modèle préclinique que nous utilisons au laboratoire et sur lequel nous souhaitons maîtriser les explorations cardiovasculaires non invasives par échographie. Nous souhaitons comparer l’échographie cardiaque des rats mâles et femelles à différents âges. Les rats jeunes ont entre 10 à 14 semaines et les rats mâles âgés de plus de 12 mois.
Etudes de pharmacocinétique et pharmacodynamique chez la femelle gestante, études de toxicologie du développement et de la reproduction et de toxicologiment et de la reproduction et de toxicologie juvénile chez le rongeur (rat et souris) non mutants
- Recherche appliquée
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Rats : 79972
109 100 rongeurs, 79 972 rats et 29 128 souris, vont être utilisés pour 149 études de toxicité de la reproduction et du développement, tous tués à l'issue. 10 463 subissent des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, les autres un niveau léger. Certains portent en permanence un cathéter avec harnais ou bouton d'accès vasculaire et restent branchés à un système de perfusion, d'autres passent des évaluations neurocomportementales dans l'obscurité, et les femelles gestantes sont ouvertes par césarienne pour examen des fœtus. Le porteur indique que ces études sont exigées par les lignes directrices internationales avant tout essai clinique et qu'elles rendent ces essais plus sûrs pour les personnes qui y participent, bénéfice qui suppose la mort de 109 100 rats et souris.
Objectifs
L’objectif de ce projet est la réalisation des études réglementaires de toxicologie de la reproduction ou du développement, toxicologie juvenile et des études préliminaires (recherche de dose, dose maximale tolérée, étude de pharmacocinétique, pharmacologie et pharmacodynamique) chez le rongeur (rat et souris) non mutant (149 études envisagées au cours de ce projet). Ces études consistent en l’administration/exposition/mise en contact unique ou répétée du produit à tester (futur médicament, produit chimique, dispositif médical) suivie d’observations régulières des animaux, pesées corporelle, suivi de la consommation alimentaire et hydrique, évaluation des effets sur les paramètres sanguins ou urinaires, sur la fertilité, le développement embryo-fetal, pré- et post-natal, neurocomportemental, squelettique et analyse macroscopique ou histopathologique, évaluation de la pharmacocinétique et pharmacodynamique du produit. Ces études permettront d’accéder aux essais cliniques afin de confirmer la sécurité et l’efficacité du produit chez l’Homme avant sa mise sur le marché ou d’obtenir l’autorisation de mise sur le marché (produits chimiques, dispositif médical).
Bénéfices attendus
Les études de toxicologie de la reproduction et les études de toxicologie juvéniles sont réglementairement requises par les lignes directrices Européennes et Internationales et représentent une étape essentielle avant de réaliser des essais cliniques sur un médicament humain ( sur des hommes et femmes en âge de procréer et des enfants), ou pour l’obtention d’une autorisation de mise sur le marché (dispositifs médicaux, médicament vétérinaire, produit chimique). Ils visent à définir le profil de toxicité ou de tolérabilité des produits à tester et donc rendre les essais cliniques plus sures pour les patients participant à l'essai. Les études de toxicologie de la reproduction permettent d’assurer la sécurité des hommes et femmes en âge de procréer, femmes enceintes ou allaitantes avant de démarrer les essais cliniques (médicaments) ou pour caractériser le risque associé à l’exposition de l’Homme à des produits chimiques (notamment pour les travailleurs) . Notamment vérifier que le produit testé n’altère pas la fertilité, la grossesse et le développement de l’enfant à naitre.
Procédures
Ces études consistent en administration/exposition/mise en contact unique ou répétée du produit ou dispositif médical à tester. La fréquence de ces administrations varie en fonction du produit. La durée des administrations est généralement rapide quelques secondes à quelques minutes. Elles peuvent parfois être plus longues. Les administrations sont suivies d’observations régulières des animaux, de pesées corporelles, d’évaluation des effets sur les paramètres sanguins ou urinaires ou sur le développement neurocomportemental, physique et des fonctions reproductives.
Impact sur les animaux
Tous les animaux n’ont pas toutes les nuisances : Stress, inconfort ou douleur brève, n’excédant pas quelques minutes, en procédures d’administration, de prélèvement de sang, de tests de maturation sexuelle et/ou frottis vaginaux. Dans le cas d’administration intraveineuse lente, la procédure d’administration peut être plus longue avec placement de l’animal en tube à contention. Stress lors de changement d’environnement, confrontation à une situation inconnue et modification des conditions de luminosité (obscurité partielle ou totale avec utilisation possible d’une lumière rouge) et de température lors d’évaluations neurocomportementales. Anesthésie de quelques minutes et réveil d’anesthésie lors des prélèvements de sang réalisés sous anesthésie Anesthésie et douleur légère en post-opératoire pour la pose des cathéters Port de harnais ou d’un bouton d’accès vasculaire pour les animaux implantés avec un cathéter en permanence depuis la chirurgie jusqu’à la fin de période de traitement Connection à un systéme de perfusion (téther) pour les animaux avec cathéter lors des phases de perfusion Mise à jeun, placement en cage à diurèse et absence d’accès à l’eau lors des collectes d’urines (durée de 6h à 16h maximum) Stress lié à l’hébergement individuel pour les souris males (au maximum 12 mois), les animaux implantés avec un cathéter de perfusion et études avec application dermale (au maximum 12 mois) Effets toxicologiques/pharmacologiques légers à modérés dus à l’administration des médicaments ou produits chimiques à tester. Des points limites précoces adaptés sont mis en place selon la typologie d’etude et la classe du produit à tester afin d’eviter une prolongation des effets observés. En cas d’atteinte de ces points limites, des mesures sont rapidement prises pour limiter la souffrance. Pour les fœtus et petits avant sevrage, séparation de la mère pendant quelques minutes afin de réaliser les pesées et examens physiques.
Devenir
En accord avec le plan d’étude, les animaux seront euthanasiés en fin d’expérimentation en vue d’examens et de prélèvements d’organes ou tissus (examens macroscopiques et microscopiques) tels que requis par la réglementation pour la détermination des organes cibles ou d’examens de fœtus après césarienne des femelles gestantes.
Remplacement
Il n’existe pas actuellement d’alternatives à l’utilisation d’animaux qui permettent de déterminer la toxicité de substances suite à une exposition systémique. Dans ces études, un relevé des signes , ainsi qu’une évaluation macroscopique et microscopique des organes et/ou une hystérectomie nécessitant d’avoir accès à l’animal dans son entièreté, pour évaluer l’ensemble des paramètres demandés par les lignes directrices. Il n’existe actuellement pas de méthode in vitro permettant d’évaluer l’effet d’un produit sur la fertilité, le développement embryo-fœtal, pré- et post-natal.
Réduction
Le nombre d’animaux pour les études réglementaires est défini dans les lignes directrices internationales applicables (ICH [International Council for Harmonisation], OCDE [Organisation de coopération et de développement économiques], …) et adapté en fonction du nombre de doses testées, du nombre de produits testés et de la présence ou non d’une période de réversibilité. Pour les études préliminaires, le nombre d’animaux par lot est établi au plus juste afin d’obtenir des résultats exploitables et en tenant compte des objectifs de l’étude, du nombre de doses testées et du nombre de produits et est précisé dans le plan d’étude. Le plan d’étude fera l’objet d‘une évaluation éthique en l’amont du démarrage de l’étude. Lorsque la méthode de bioanalyse le permet (volume de sang nécessaire pour faire l’analyse), une technique de micro-prélèvement (prélèvement utilisant le plus petit volume de sang possible) peut être utilisé et permet éventuellement de faire les prélèvements sanguins sur les animaux principaux et réduit ainsi le nombre d’animaux utilisés.
Raffinement
Pour améliorer leur bien-être, les rats (mâles et femelles) et souris femelles seront hébergés en groupes sociaux sauf incompatibilité avec la procédure expérimentale ou incompatibilité comportementale. Les animaux seront hébergés dans des cages sur fond plastique et sur de la litière avec un enrichissement adapté. Pour les femelles gestantes, un substrat de nidification est ajouté en plus de l'enrichissement classique. Des pesées et/ou des mesures régulières de la consommation alimentaires seront réalisées sur les animaux afin de compléter le suivi clinique. Les techniques engendrant le moins de stress ou d’inconfort sur une durée la plus courte possible pour l’animal seront privilégiées. Les actes pouvant engendrer du stress ou de l’inconfort seront réduits au minimum nécessaire (nombre et durée) et seront réalisés sous anesthésie avec un protocole analgésique adapté le cas échéant. Les animaux sont observés au moins 1 fois par jour afin de permettre la détection rapide de signes cliniques et d’agir au plus vite pour limiter toute souffrance ou douleur inutile. En cas de signes cliniques ayant des répercussions sur le bien-être animal, des mesures rapides et appropriées seront prises par le vétérinaire (mise en place d’un traitement médical, interruption des administrations, réduction de la dose testée par exemple). Pour les études préliminaires de recherche de doses, le choix de la dose suivante est raffiné et adapté en fonction des effets cliniques observés à la dose précédente, après évaluation éthique. Dans le cas d’administration intraveineuse lente supérieur ou égale à 5 min, une habituation des animaux en boite à contention est réalisée au moins 2 fois avant le premier traitement. Les procédures chirurgicales seront réalisées sous anesthésie avec un protocole d’analgésie adapté. Dès que cela est possible, du microprélèvement est utilisé pour les prélèvements sanguins ce qui limite l’impact négatif pour les animaux associés aux prélèvements éventuels.
Choix des espèces
Le rat et la souris sont des espèces acceptées par les agences réglementaires. Le choix de ces espèces répond aux exigences réglementaires pour la réalisation d'études précliniques ou d’évaluation de la sécurité des molécules chimiques. Il est fait en fonction de critères scientifiques précis, des données de pharmacocinétiques et pharmacodynamiques disponibles, de l’existence de données historiques et en fonction des analogies entre l’Homme et l’animal. Pour les produits à usage vétérinaire, l’espèce cible est utilisée. En fonction du type d’étude et de la population ou des animaux cibles du produit nous choisirons l’âge le plus adéquat qui peut varier du foetus à l’adulte mature qui a terminé sa croissance. Cela répond à l’ensemble des études réglementaires précliniques qui pourraient être nécessaires pour les essais cliniques chez l’Homme et l’autorisation de mise sur le marché d’un nouveau médicament ou pour l’évaluation de la sécurité de produits chimiques.
Evaluation par éléctrophysiologie in vivo de l’efficacité de composés sur la plasticité synaptique après une administration unique ou répétée par voie entérale et / ou parentérale chez des rongeurs
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Rats : 300
Pour mesurer l'effet de composés candidats sur la mémoire, 300 souris et 300 rats sains reçoivent des électrodes implantées dans l'hippocampe ou le cortex préfrontal au cours d'une chirurgie de deux heures. Tous sont utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré et tous sont tués à l'issue, le sang terminal étant prélevé au sinus rétro-orbitaire. Les administrations vont jusqu'à 180 fois par voie orale ou 21 injections intrapéritonéales par animal, avec jusqu'à huit prélèvements sanguins. Les composés testés ont déjà été évalués in vitro par les clients du porteur, ce projet constituant l'étape suivante d'une prestation commerciale.
Objectifs
La mémoire est une fonction essentielle du cerveau, souvent perturbée dans de nombreuses maladies neurologiques ou psychiatriques. C’est pourquoi elle représente une cible importante pour développer de nouveaux traitements. Ce projet a pour but d’étudier, chez des rongeurs sains (souris ou rats, selon les besoins), l’effet de nouveaux composés sur le fonctionnement du cerveau lié à la mémoire, et plus particulièrement sur la façon dont les connexions entre les neurones peuvent se renforcer ou s’affaiblir. La mémoire repose en grande partie sur ces modifications durables des connexions, appelées plasticité synaptique, comme la potentialisation à long terme (LTP) — un renforcement durable de la transmission entre deux neurones après leur activation répétée — ou la dépression à long terme (LTD) — une diminution prolongée de cette transmission synaptique. Ces mécanismes permettent au cerveau d’apprendre et de stocker des informations. Pour étudier ces mécanismes, nous utilisons une méthode appelée électrophysiologie in vivo, qui consiste à enregistrer l’activité électrique du cerveau chez des animaux éveillés. Concrètement, nous implantons de petites électrodes, avec une grande précision, dans des régions clés impliquées dans la mémoire, comme l’hippocampe ou le cortex préfrontal. Cela nous permet de mesurer l’activité des neurones et de voir comment les signaux entre eux changent après l’administration des composés testés. Les composés seront donnés par voie orale ou injectés, selon ce qui est le plus adapté, et nous mesurerons leurs effets à différents moments. En observant comment ces substances influencent l’activité des réseaux de neurones, nous espérons mieux comprendre leur impact potentiel sur la mémoire. Les résultats obtenus serviront de base pour des recherches futures dans des modèles animaux reproduisant des troubles de la mémoire.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à mieux comprendre comment de nouveaux composés agissent sur les mécanismes qui permettent au cerveau de renforcer ou d’ajuster les connexions entre neurones, un processus essentiel à la mémoire. En étudiant leur effet sur l’activité des réseaux de neurones dans un cerveau vivant, nous pourrons mieux cerner l’impact de ces candidats médicaments sur la plasticité cérébrale. Les données obtenues, issues d’un modèle préclinique dans des conditions proches du fonctionnement normal du cerveau, représenteront une étape clé avant de tester ces composés dans des modèles de maladies. Elles poseront ainsi les bases pour développer de nouvelles approches thérapeutiques ciblant les dysfonctionnements des circuits neuronaux impliqués dans les troubles cognitifs liés à différentes maladies neurologiques ou psychiatriques.
Procédures
Sous analgésie anésthésie une seule étape de chirurgie (2 heures). Administrations : sous cutanée 1 à 14 fois max 5 sec ou Intrapéritonéale 1 à 21 fois max 5 sec ou 1 à 14 fois max 1 minute ou voie orale 1 à 180 fois max 5 sec. Prélèvements sanguins maximum 8 fois sur animal vigile ou anesthésiés (5 secondes).
Impact sur les animaux
Les administrations et prélèvements sanguins peuvent induire un stress, dont l’intensité et la durée dépendent du type d’administration et de sa répétition. Les administrations uniques provoquent un stress aigu et transitoire, tandis que les administrations répétées, même sur une période prolongée, ne génèrent pas de stress prolongé si les techniques sont maîtrisées. Pour les administrations aiguës, les signes d’inconfort restent limités. Cependant, des administrations répétées peuvent entraîner une sensibilisation locale ou des modifications comportementales, telles qu’une réduction de l’activité spontanée ou des altérations dans l’interaction avec l’environnement. La toxicité des composés administrés a été évaluée en amont, de manière à minimiser les risques d'effets indésirables. Les produits administrés peuvent induire des modifications dans la consistance des selles, ainsi qu’une baisse de la prise alimentaire transitoire. Une irritation ou une inflammation locale peuvent persister plusieurs minutes selon le composé administré au lieu d'injection. Une injection provoque un inconfort temporaire et une douleur légère. Une rougeur peut persister plusieurs minutes selon le composé administré. Un prélèvement sanguin entraîne une douleur légère au moment de la piqûre et un stress transitoire lié à l’immobilisation. Les prélèvements terminaux de sang par la méthode du sinus rétro-orbitaire sont réalisés sous anesthésie. Un stress temporaire peut être associé à l’anesthésie. Les enregistrements électrophysiologiques in vivo réalisés sur animal vigile, dans leur cage habituelle, limitent considérablement le stress et les perturbations comportementales. L’implantation d’électrodes lors de la procédure chirurgicale peut provoquer une douleur au site d'incision ou des saignements. En post chirurgie, un risque inflammatoire ou infectieux est présent.
Devenir
Les animaux sont mis à mort à l’issue de chaque procédure pour analyse post-mortem.
Remplacement
L’étude des réseaux neuronaux et de l’activité cellulaire est réalisée chez l’animal vigile à l’aide de techniques d’électrophysiologie in vivo. Ces approches permettent d’enregistrer l’activité neuronale dans un environnement physiologique préservé, en tenant compte des interactions complexes entre différentes structures cérébrales et des influences de l’état de vigilance ou du comportement spontané. Les approches non animales, telles que les modélisations in silico, les cultures cellulaires ou les modèles in vitro, apportent des informations précieuses en phase exploratoire, notamment sur les mécanismes moléculaires et cellulaires. Dans ce projet, les composés testés ont d’ailleurs déjà été évalués par nos clients sur des modèles in vitro, ce qui a permis d’identifier des effets initiaux sur l’activité neuronale à un niveau cellulaire. Cependant, ces modèles ne permettent pas d’étudier l’intégration de ces effets dans un réseau cérébral fonctionnel et intact. C’est pourquoi l’expérimentation in vivo s’avère nécessaire dans ce contexte, afin de caractériser l’impact des composés sur l’activité neuronale dans des conditions physiologiques réalistes.
Réduction
Le nombre d’animaux a été réduit autant que possible, tout en étant suffisant pour l'obtention de résultats exploitables. L'évaluation du nombre d'animaux nécessaire a été effectuée par un programme adapté. Les résultats seront analysés par des tests statistiques.
Raffinement
À leur arrivée, les animaux seront hébergés en groupes sociaux dans des cages adaptées, enrichies avec des éléments favorisant leur bien-être, comme des bûchettes de bois à ronger, de la frisure de papier et des carrés de coton. Des tunnels en carton faciliteront les transferts entre cages tout en limitant le stress. Des interactions régulières avec le personnel, ainsi qu’une transition progressive de la lumière, contribueront à améliorer leur acclimatation. Une période d’adaptation d’au moins 10 jours est prévue afin de permettre aux animaux de récupérer du transport et de s’habituer à leur nouvel environnement. Ils seront surveillés quotidiennement, y compris les week-ends et jours fériés. Après chaque intervention technique, leur comportement et leur état général seront observés avec attention pour détecter rapidement toute réaction anormale ou signe de douleur. Si nécessaire, une surveillance renforcée sera mise en place, en lien avec le responsable du bien-être animal. Les fiches d’observation et les seuils définis dans le cadre du projet seront scrupuleusement respectés pour assurer une détection précoce de toute souffrance. Les animaux seront pesés au moins deux fois par semaine après le début des traitements, afin d’adapter précisément les volumes administrés. Pour les injections répétées (intrapéritonéales ou sous-cutanées), les sites d’administration seront régulièrement changés pour limiter les réactions locales. Concernant les interventions chirurgicales, les animaux seront placés sous anesthésie générale / analgésie pendant toute la durée de l’opération. Une analgésie locale préventive sera administrée, avec une injection 10 minutes avant l’incision, ainsi qu’une application locale d’un mélange anesthésique au niveau du site opératoire. Le maintien de la température corporelle (tapis chauffant), le suivi pendant l’opération (monitoring) et des techniques chirurgicales stériles seront appliqués pour limiter les complications. Une solution ophtalmique sera appliquée sur les yeux pendant l’anesthésie pour éviter leur dessèchement, et une injection de solution saline tiédie à la fin de la chirurgie permettra d’assurer l’hydratation. Enfin, une analgésie post-opératoire sera assurée par l’ajout d’un traitement antidouleur dans l’eau de boisson pendant deux jours.
Choix des espèces
Nos expérimentations sont réalisées sur la souris et le rat, deux modèles couramment utilisés en neurosciences pour étudier les mécanismes cérébraux. Ces espèces présentent des similitudes majeures avec le cerveau humain, notamment en ce qui concerne l’organisation des circuits neuronaux et les mécanismes synaptiques. Ces caractéristiques en font des modèles particulièrement adaptés pour explorer les bases du fonctionnement normal du cerveau ainsi que les processus altérés dans les maladies affectant la mémoire. Grâce à un cerveau moins complexe tout en restant suffisamment proche de celui de l’humain, les souris et les rats permettent d’étudier des fonctions essentielles telles que la plasticité neuronale, l’apprentissage et la mémoire, souvent perturbées dans les pathologies du système nerveux central. Ces modèles offrent ainsi la possibilité d’observer et de mieux comprendre les mécanismes fondamentaux du fonctionnement cérébral, fournissant des données précieuses pour le développement de traitements ciblés contre ces maladies. Les animaux seront utilisés du jeune l’âge adulte, c’est-à-dire à partir de 4 semaines. Ils seront suivis jusqu’à environ 8 mois, ce qui couvre la période d’âge adulte sans atteindre le stade de vieillissement avancé soit avant l’apparition des altérations liées à l’âge ou à d’éventuelles pathologies. Les données obtenues chez ces animaux fourniront une base fiable pour la comparaison avec des modèles pathologiques plus avancés.