Rats
Formation à la technique microchirurgicale chez le rat
- Enseignement supérieur
Former 130 chirurgiens et vétérinaires par an à la suture sous microscope : 10 595 rats vont être utilisés, 8 165 opérés sous anesthésie et tués avant tout réveil, 2 430 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Chaque animal subit une ou deux chirurgies pouvant durer jusqu'à quatre heures, et tous sont tués à l'issue, le porteur invoquant l'impact qu'auraient les interventions pratiquées. Les rats sont choisis parce que le diamètre de leurs vaisseaux correspond à celui des artères digitales humaines suturées lors des réimplantations. Le porteur écrit que le recours aux rongeurs est "hélas nécessaire" faute de simulateur reproduisant les facteurs thrombogènes du flux sanguin, et signale une baisse de 16,5 % du nombre d'animaux depuis l'ajout de cinq séances préalables sur tissu inerte.
Objectifs
La microchirurgie (chirurgie sous microscope opératoire) est une technique utilisée dans de nombreuses disciplines chirurgicales dont la chirurgie de la main, la chirurgie plastique, en chirurgie orthopédique et traumatologique, en neurochirurgie et en chirurgie pédiatrique. Or pour être parfaitement maîtrisée, la technique microchirurgicale nécessite un entraînement long, régulier et progressif et cet apprentissage ne peut se faire qu’en laboratoire. La formation est obligatoire dans certaines disciplines chirurgicales, telle que la chirurgie de la main et la chirurgie plastique, mais elle est également très utile pour tous les internes en chirurgie, quelle que soit leur future spécialité. C’est une technique rigoureuse qui n’accepte aucune approximation. Cette rigueur et cette précision permettent au chirurgien l’acquisition d’une grande technicité qui lui sera très utile pendant toute sa carrière. L’utilisation des rongeurs dans la formation est hélas nécessaire car actuellement aucun simulateur n'est capable de reproduire la complexité des structures des organismes vivants (organes in-vivo, réseaux vasculaires complexes) ainsi que les facteurs thrombogènes du flux sanguin. L'objectif de ce projet est d'assurer la formation à la technique microchirurgicale de 130 chirurgiens et vétérinaires par an. A l'issue de la formation les apprenants doivent parfaitement maîtriser les techniques, aucune erreur n'étant acceptable chez le patient. Pour atteindre cet objectif nous utilisons la méthode pédagogique consistant à varier les exercices et à augmenter les difficultés techniques au fur et à mesure des séances.
Bénéfices attendus
Formation des chirurgiens et vétérinaires à la microchirurgie leur permettant de traiter des patients/animaux avec une grande maitrise technique.
Procédures
Les animaux seront soumis à une ou deux chirurgies sous anesthésie générale durant maximum 4h. Les animaux seront soumis à des injections pour l'analgésie (1 à 4 fois) et pour l'anesthésie (1 à 2 fois)
Impact sur les animaux
Les animaux seront soumis à un stress léger lié à la préhension /contention et à l'injection pour l'administration de l'anesthésie.
Devenir
L'ensemble des animaux de ce projet seront mis à mort à l'issue des procédures chirurgicales en raison de l'impact que pourraient avoir les chirurgies réalisées.
Remplacement
Il a été institué 5 séances de travaux pratiques pour tous les étudiants sur tissu inerte avant l’utilisation d’animaux vivants (compresses, tube en plastique, cuisses et ailes de poulet, dissection sur sujet anatomique) ainsi qu’un visionnage de vidéos des techniques. Plusieurs dissections seront faites sur des animaux fraîchement décédés utilisés dans les autres procédures.
Réduction
Depuis la mise en place de travaux pratiques sur tissu inerte en début de formation, la réduction du nombre d’animaux est de 16,5% par rapport au précédent projet. Le nombre de séances a été défini pour permettre d’atteindre une formation complète des étudiants. De plus, l’apprenant ne peut s’inscrire à la formation longue diplômante que s’il a préalablement effectué une formation initiale
Raffinement
Les animaux sont maintenus en groupes sociaux. L’ensemble des procédures seront réalisées sous anesthésie, avec une analgésie adaptée et des points limites adaptés ont été instaurés.
Choix des espèces
La taille des vaisseaux des rats correspond parfaitement aux vaisseaux suturés sous microscope chez l’Homme, comme par exemple les vaisseaux des doigts lors de réimplantations digitales, en chirurgie pédiatrique ou lors de réalisation de lambeaux libres. Adulte de 2 à 3 mois. A ce stade de développement les animaux ont des vaisseaux de diamètres correspondants aux diamètres de certains petits vaisseaux humains qui doivent être suturés comme par exemple lors de réimplantation des extrémités digitales.
Raffinement des méthodes d’administration, de prélèvement et des techniques chirurgicales chez les rongeurs
- Formation professionnelle
Rats : 3303
Cochons d'Inde : 1353
Former et entretenir les gestes techniques du personnel d'un laboratoire conduit à utiliser 3 499 souris, 3 303 rats et 1 353 cochons d'Inde, soit 8 155 animaux. 1 499 sont opérés sous anesthésie et tués avant tout réveil, 5 862 subissent des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré et 794 un niveau sévère. 1 950 sont réutilisés, selon un barème où une procédure modérée vaut quatre points et où le cumul s'arrête à huit, ce qui autorise deux passages avant la mise à mort. Le porteur indique avoir envisagé les mannequins, la 3D et l'entraînement sur animal mort, avant de conclure que le geste sur animal vivant "reste un passage obligatoire", parce qu'il faut vérifier la réussite de la technique sur l'animal réveillé.
Objectifs
L’objectif principal de ce projet est d’assurer la formation et le maintien des compétences du personnel, en conformité avec les articles 5, 23 et 24 de la Directive 2010/63/UE du Parlement Européen et du conseil du 22 septembre 2010 relative à la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques, afin de garantir la qualité des procédures expérimentales et le respect des principes des 3Rs (Réduction, Raffinement, Remplacement). Cette formation régulière est essentielle pour maîtriser les techniques expérimentales (administrations, prélèvements, interventions chirurgicales) et réduire les impacts sur les animaux. Elle repose sur l’utilisation d’un nombre limité d’animaux, conformément aux exigences réglementaires, et contribue directement à diminuer les erreurs, à raffiner les méthodes et à limiter l’utilisation d’animaux dans les phases principales des études. En parallèle, ce projet intègre une démarche continue de raffinement des procédures expérimentales, en veillant à améliorer les pratiques déjà mises en place. Ces améliorations sont basées sur une veille scientifique constante et visent à minimiser le stress et la douleur des animaux, tout en augmentant la fiabilité des résultats obtenus. Ce projet répond aux exigences des agences réglementaires (OCDE, EMA, ANSM) et s’inscrit pleinement dans le cadre légal européen visant à protéger les animaux utilisés à des fins scientifiques. Il garantit que chaque intervention soit effectuée par un personnel formé, compétent et conscient des enjeux éthiques. Ce projet associe formation obligatoire, maintien des compétences et amélioration des pratiques expérimentales, tout en répondant aux attentes réglementaires et en renforçant le bien-être animal dans les travaux de recherche préclinique
Bénéfices attendus
Les bénéfices sont en lien avec l'amélioration du confort des animaux, la limitation des potentielles souffrances induites par les techniques mises en oeuvre (administrations, prélèvements, chirurgies) et la réduction du nombre global d'animaux utilisés en recherche grâce à l'application de ces techniques par un personnel maitrisant les gestes et formés à raffiner au quotidien leurs pratiques. Un technicien formé qui réalise des administrations de manière précise et avec plus de confiance qu'un technicien peu expérimenté, contribuera à diminuer les possibles erreurs et augmentera la qualité des administrations lors des études réalisées au sein du laboratoire. A la suite de ce projet, il en découlera une diminution du nombre d’animaux, un stress moindre ainsi qu'une baisse du niveau de douleur pour l’animal dans l'ensemble des projets appliqués dans l'établissement utilisateur. La formation du personnel est indispensable pour maîtriser les actes techniques, éviter la souffrance animale, limiter le risque d'erreur dans les procédures et l'utilisation d'animaux. Ainsi, une bonne maîtrise de l'acte permet le respect de la règle des 3R.
Procédures
Les techniques chirurgicales sont réalisées exclusivement sous anesthésie associée à un ou des composés antalgiques/analgésiques. La durée moyenne d'un acte chirurgical est comprise entre 5 et 90 minutes. Un seul acte chirurgical sera dispensé par animal. Les prélèvements de fluides pourront être effectués sur animal vigile ou sur un animal anesthésié selon la technique utilisée qui durera entre 1 et 10 minutes par animal. Le raffinement des techniques et la formation aux administrations sont effectués principalement sur animaux vigiles ou bien anesthésiés. Aussi bien pour les prélèvements que les administrations, chaque animal ne recevra pas plus de 8 actes classés Léger, ou 2 actes classés en modéré. A la suite de certaines techniques chirurgicales des observations comportementales peuvent être réalisées à une seule occasion, de 1 à 4 semaines après la chirurgie, sur une durée de 60 minutes maximum.
Impact sur les animaux
Les administrations, les prélèvements et les techniques chirurgicales entraînent un stress temporaire chez l'animal. Cet inconfort peut apparaitre lors des répétitions de prélèvements. Dans le cas des procédures chirurgicales, la technique réalisée entraine une sensibilité voire une douleur au niveau du site d'implantation, du site de lésion ou sur le trajet du cathéter, malgré la prise en charge péri-opératoire.
Devenir
Un suivi de l’utilisation des animaux est mis en place au sein de l’entreprise, et un score est établi afin d’empêcher une réutilisation excessive, notamment dans des procédures de sévérité modérée. A la suite des procédures modérées précitées, les scores de réutilisation s’incrémentent à chaque procédure appliquée à l’animal (procédure modérée : 4 points). La réutilisation est possible tant que le score cumulé est inférieur à 8 points (une procédure sévère est représentée par un score de 8 points) et que l'animal ne présente aucun signe de mal-être. La décision de la réutilisation revient aux vétérinaires. Au-delà, les animaux sont mis à mort. Les animaux soumis à des actes classifiés sans réveil (notamment car nécessitant une euthanasie de l'animal pour vérifier des repères anatomiques) ou à des chirurgies lourdes ayant un impact sur leur maintien en vie dans de bonnes conditions seront euthanasiés sous anesthésie sans retour à l'état conscient. Les animaux ayant subi une procédure de catégorie sévère sont euthanasiés, car leur maintien en vie dans de bonnes conditions n'est pas possible.
Remplacement
L'ensemble des projets du laboratoire rend incontournable le recours à l'utilisation d'animaux utiles à des fins scientifiques. Toutes les mesures de remplacement ont été envisagées dans le cadre de la formation (mannequins, 3D, bibliographie scientifique, geste technique approché sur animal mort issu d'une procédure expérimentale antérieure) qui reste un passage obligatoire. La mise en œuvre d'une administration, d'un prélèvement ou d’une technique chirurgicale passe nécessairement par une étape sur animal vivant (par exemple la formation aux prélèvements sanguins exige de vérifier la capacité à prélever sans hémolyse ; la formation à la chirurgie touchant aux vaisseaux exige l'entraînement sur animaux vivants pour apprendre le geste sur des vaisseaux non collapsés et vérifier la réussite de la technique sur l'animal réveillé).
Réduction
L'utilisation d'animaux n'aura lieu qu'en cas de nécessité (formation de nouveaux techniciens, reformation après une longue période sans réalisation de la technique). Par ailleurs, la formation utilisera dès que possible des animaux ayant déjà été soumis à une procédure légère ou modérée dans le cadre d'un autre projet scientifique (de façon à réduire l'utilisation d'animaux naïfs). Le nombre d'animaux sélectionnés sera déterminé afin de garantir une performance permettant de raffiner de manière globale les procédures mises en oeuvre sur les animaux dans l'EU, tous projets confondus. Ce projet s'inscrit dans un objectif de réduction du nombre total d'animaux utilisés dans l'ensemble des projets de l'établissement utilisateur, via une formation adéquate, un raffinement permettant de répondre aux questions en utilisant moins d'animaux et une réflexion sur les volumes minimum pertinents pour les analyses. Dans le cas des méthodes nouvelles, la faisabilité et l'impact seront évalués dès les premiers animaux au regard de l'attendu bibliographique.
Raffinement
Les mesures de raffinement s'intégrant à la règle des 3Rs vont consister en une veille constante de la littérature permettant de s'assurer de la qualité de nos méthodes grâce aux connaissances scientifiques acquises en continu. Par ailleurs, un suivi des points limites clairement définis et spécifiques à chaque procédure permet de stopper l'étude et/ou de décider la mise à mort de façon précoce de tout animal présentant des signes de douleur, de souffrance ou d'angoisse (incluant une surveillance de l'aspect général, un suivi de poids, une observation clinique quotidienne, un avis vétérinaire spécifique si nécessaire). De plus, les animaux sont suivis par le vétérinaire et manipulés fréquemment par des techniciens préalablement formés et attentifs, prêts à agir lorsque les critères d'interruption prédéfinis sont atteints. Au quotidien, un enrichissement complet est fourni aux animaux. Celui-ci inclut dans leur hébergement : litière, objets de nidification, objets à ronger, présence de congénères (sauf cas contraire imposé par la procédure). Lorsque nécessaire, les animaux sont anesthésiés et analgésiés. Le programme d’anesthésie et d’analgésie est défini par un vétérinaire, afin de réduire au maximum toute douleur ou sensation de souffrance. De la même manière, les chirurgies sont raffinées au maximum, par la mise à disposition d’oxygène ou d'air ambiant à concentration ajustable, de tapis chauffants et/ou de lampes chauffantes et de soins pré/postopératoires complets.
Choix des espèces
Ces espèces sont les espèces cibles des premières études précliniques. Elles sont requises par les principes fondamentaux de l'ICH (M3(R2) Études de sécurité non clinique pour la conduite des essais cliniques chez l'homme et l'autorisation de mise sur le marché des produits pharmaceutiques) et la nécessité scientifique/physiologique. La pertinence du choix des espèces animales est basée sur des caractéristiques anatomiques, physiologiques, ou pathophysiologiques et chaque espèce a ses avantages et inconvénients. Le choix final est basé sur un examen critique des données disponibles et des considérations éthiques. 90% des méthodes s’appliquent à l'animal adulte entre 6 semaines et 20 semaines de vie. Certaines méthodes s'appliquent à l'animal âgé ou jeune en raison de la taille de ces animaux pour être le plus représentatifs possibles des situations rencontrées en recherche animale (certains modèles nécessitant des études sur animaux de la période péri-natale jusqu'à un âge avancé).
Modèles aigus et chroniques d’insuffisance rénale induite par ischémie-reperfusion chez le rongeur.
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
Rats : 936
Chaque animal subit une ou deux opérations sous anesthésie pour bloquer puis rétablir la circulation sanguine dans le rein, avec incision de la peau et du muscle, et reçoit des composés tous les jours pendant trois jours à quatre semaines. 3 186 souris et 936 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dont 1 836 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Le porteur énumère parmi les effets attendus la perte de poids, la déshydratation, l'inflammation de la suture, la prostration et les tremblements, puis écrit que l'ensemble de ces procédures "vise à garantir la fiabilité des modèles expérimentaux tout en assurant le respect du bien-être animal". Il justifie l'effectif de quinze animaux par groupe par "le risque de perte lors de la procédure chirurgicale".
Objectifs
10% de la population mondiale est atteinte de maladie rénale chronique. Cette condition pathologique caractérisée par de nombreuses atteintes du tissu rénal conduisant à la perte de fonction de l’organe. Il a été démontré que les problèmes cardiovasculaires et métaboliques, tels que l’hypertension et le diabète, mais également la prise de médicaments, accélère le développement d’insuffisance rénale à la suite de lésions aigües de l’organe. Ceci peut aboutir à des décès prématurés des patients atteints, nécessitant un traitement par dialyse et/ou greffe de rein. Cependant, les mécanismes et facteurs impliqués dans l’accélération de la maladie sont encore mal identifiés.
Bénéfices attendus
La mise en place et le succès de ce projet permettra de proposer un nouveau modèle expérimental in vivo qui exprime une série de désordres physiologiques retrouvés chez l’Homme. Ainsi, les tests précliniques d’efficacité de nouveaux médicaments pour le traitement des maladies rénales, pourront être réalisés sur un modèle pertinent d’un point de vue physio-pathologique avec le but de réduire le taux d’échec d’efficacité des candidats médicaments pendant les phases cliniques.
Procédures
Le projet se déroulera en deux phases. La première, dite de validation, impliquera un nombre restreint d’animaux afin de mettre en place les conditions expérimentales basées sur des protocoles d’ischémie-reperfusion référencés dans la littérature. La seconde phase, consacrée aux tests, visera à évaluer l’efficacité de candidats médicaments par an. Tous les animaux bénéficieront d’une période d’acclimatation d’au moins 7 jours avant toute intervention. Selon les procédures, ils recevront différentes interventions et traitements : - Administrations de médicaments sur animaux vigiles par voie intrapéritonéale, sous-cutanée, intraveineuse, intramusculaire ou orale durant toute la période expérimentale (pouvant aller de trois jours à quatre semaines) - Des prélèvements sanguins et d'urine pourront être réalisés au moins une fois par semaine p - Chaque animal subira une ou deux interventions sous anesthésie et analgésie. Ils seront surveillés deux fois par jour post-opératoire jusqu’à la fin de l’expérimentation. - La fonction rénale pourra être évaluer, soit par la mesure de la production urinaire sur 24 h en cage métabolique, soit par la mesure de la filtration. - A la fin de l'étude, tous les animaux seront euthanasiés sous anesthésie et des prélèvements (tissus et de fluides biologiques) seront réalisés pour analyses complémentaires. L’ensemble de ces procédures vise à garantir la fiabilité des modèles expérimentaux tout en assurant le respect du bien-être animal.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables prévus sont les suivants : - Stress à la contention, au traitement, au cage métabolique ; - Douleur légère et de courte de durée lors de l’injection de médicament ; - Perte de la fonction de rénale entrainant une réduction diminution de la tonicité et des problèmes urinaires ; - Douleurs post-opératoires en raison de l’incision cutanée et musculaire, mais aussi de l’acte chirurgical ; - Les effets indésirables en post-opératoire tels que la perte de poids, des démangaïsons, de l’inflammation au niveau de la suture, une déshydratation, une diminution de la locomotion, une prostration et tremblements.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de chaque procédure. Des prélèvements de fluides biologiques et de tissus seront réalisés pour des analyses complémentaires.
Remplacement
En parallèle des modèles expérimentaux basés sur l'utilisation d'animaux (rat, souris), nous travaillons sur le développement de modèles in vitro basés sur la culture de cellules rénales humaines. Cependant, ces modèles in vitro ne peuvent pas substituer l'importance des observations réalisées par les tests sur animaux. En effet, la complexité physiologique et les réponses systémiques aux candidats médicaments ne peuvent pas être reproduites in vitro.
Réduction
Les procédures chirurgicales et expérimentales seront basées sur les protocoles détaillés dans la littérature. Le nombre d’animaux par groupe sera réduit au maximum, permettant d’anticiper les différences interindividuelles et de réaliser des analyses descriptives et quantitatives. Pour la première phase de ce projet, concernant la validation des modèles et la mise en place des conditions expérimentales basées sur la littérature, un nombre restreint d'animaux (n=18) par procédure pour les deux espèces, si l’on considère trois groupes de 3 animaux (groupe contrôle, groupe opérée, groupe traité avec une molécule de référence). Un total de 72 animaux sera utilisé pour la première partie. Cette première phase permet également de s’assurer de la robustesse de la procédure et de l’habituation des manipulateurs, afin de s’assurer de la réussite des gestes pour la réalisation des procédures chirurgicales par la suite et donc de limiter le nombre d’animaux. Sur la deuxième phase de test de mécidaments, un nombre de 15 animaux par groupe de composé testé sera utilisé. Ce nombre a été déterminé en fonction du risque de perte lors de la procédure chirurgicale, et de l'efficacité hétérogène des interventions chirurgicale. Ce nombre sera suffisant pour effectuer des observations scientifiquement et statistiquement pertinentes. Les effets des candidats médicaments seront évalués par comparaison avec les groupes traités par le solvant seul. Les animaux seront également randomisés afin d’éviter les biais. Les données enregistrées seront analysées par des tests statistiques appropriés.
Raffinement
Dans le cadre de ce projet, des mesures rigoureuses seront mises en place pour assurer le bien-être des animaux utilisés. Le personnel en charge rendra visite aux animaux durant leur période d’acclimatation afin de les habituer à la présence humaine et à la manipulation, réduisant ainsi leur stress. Les animaux seront logés en groupes sociaux stables de 2 à 5 individus, conformément à l’espèce et à la réglementation en vigueur. Les procédures chirurgicales seront réalisées sous anesthésie et analgésie pour limiter douleur et inconfort, accompagnée de sérum physiologique pour l’hydratation. Pendant la chirurgie, les paramètres physiologiques (température, fréquence cardiaque, respiratoire, muqueuses) seront surveillés. Les animaux seront installés sur un tapis chauffant pendant et après l’intervention pour prévenir l’hypothermie. Un suivi clinique sera réalisé 2 à 3 fois par jour après la chirurgie. La buprénorphine pourra être administrée par injection ou dans l’eau de boisson pendant les jours suivant l’opération, afin d’atténuer d’éventuelles douleurs. Pour favoriser l’alimentation, des aliments facilement accessibles (croquettes mouillées, gel) seront placés au fond des cages afin de limiter les mouvements post-opératoires. Une réhydratation sous-cutanée pourra également être administrée si nécessaire. Un système de scoring des signes cliniques et points limites spécifiques aux procédures sera appliqué. Les conditions d’hébergement respecteront les standards de bien-être : propreté des cages, accès libre à l’eau et à la nourriture, et enrichissement (igloo, safe crinklets, batonnet). De l’enrichissement supplémentaires pourra être ajouté (sopalin, croquette en fond de cage). Durant le traitement avec les candidats médicaments, une attention particulière sera portée au suivi de la masse corporelle et de l’état général (sutures, pelage, respiration, locomotion…).
Choix des espèces
Dans le cadre de l’étude de la fonction rénale après une ischémie-reperfusion, les rongeurs sont largement utilisés par la communauté scientifique. Un des avantages de ce type d’animal est qu’il répond très bien à la procédure ischémie-reperfusion et constitue un excellent mime pathophysiologique des conditions retrouvées chez l’Homme. Les animaux utilisés auront atteint l'âge adulte, c'est à dire plus de 8 semaines. Le choix de cet âge est basé sur les données de la littérature, qui ont identifié que 8 semaines représentent l'âge optimal pour la réussite de cette procédure chirurgicale.
Drogues agissant sur le système nerveux central et comportement chez le rat
- Enseignement supérieur
Deux injections de psychotropes à une semaine d'intervalle, puis quatre tests comportementaux choisis parmi neuf, de deux à cent vingt minutes, pour mesurer motricité, anxiété, motivation et état dépressif. 150 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, manipulés par des groupes de cinq à sept étudiants encadrés par un tuteur. Les rats témoins d'une session deviennent les rats traités de la suivante, et une à deux semaines plus tard ils servent à former d'autres étudiants aux prélèvements de sang et de cerveau. Le porteur indique que les étudiants auront travaillé en amont sur la règle des 3R et la diminution de la douleur, dans un module dont la finalité est de les familiariser à la manipulation de rats de laboratoire.
Objectifs
Tous les ans, dans le cadre d'un tutorat, 4 groupes de 5 à 7 étudiants auront à établir et mettre en œuvre un protocole qui leur permettra de tester au cours d’une session d’expérimentation l’effet comportemental de l’injection aiguë d’une substance pharmacologique (un psychotrope et son véhicule): deux drogues agissant sur le système nerveux central pour 2 groupes d’étudiants lors d’une première session, puis deux autres drogues agissant sur le système nerveux central pour les 2 autres groupes d’étudiants lors d’une deuxième session la semaine suivante. Les aspects concernant le respect des règles d’éthique (règle des 3R, diminution de la douleur, du stress, …) auront été vus en amont au cours de séances de travaux dirigés et de tutorats leur permettant de réfléchir à l’établissement de leur protocole. Les 4 groupes d’étudiants auront à disposition un seul et même lot d'animaux. Ces animaux seront donc soumis à l’injection de 2 de ces 4 molécules, réalisées successivement à une semaine d’intervalle. Les animaux contrôles lors de la première session d’expérimentation deviendront les animaux traités lors de la seconde et vice versa. Pour chacune des molécules à tester, les groupes d’étudiants auront la possibilité de réaliser 4 tests comportementaux parmi les 9 proposés, permettant de tester les capacités motrices, l’anxiété, la motivation et l’état dépressif. Le protocole qu’ils testeront, basé sur une recherche bibliographique, aura été validé par leur tuteur, ayant une bonne connaissance des locaux, des effets des molécules et des tests proposés, qui veillera ainsi à la pertinence et la bonne réalisation du protocole proposé. Par ailleurs, durant toute durée de la session d’expérimentation, chaque groupe sera encadré par son tuteur afin de limiter au maximum toute forme de stress ou de douleur pour les animaux. Au moins une semaine avant les tests, les étudiants seront préalablement formés à la manipulation des animaux avec lesquels ils auront à travailler. Le jour de la session d’expérimentation ils seront également préalablement formés aux injections sur rats. Une à deux semaines après la seconde session d’expérimentation, les animaux seront utilisés pour former d’autres étudiants (du laboratoire, en stage en deuxième année de Master, en thèse ou post-doctorat) à des prélèvements sanguins dans la veine de la queue et des prélèvements de cerveaux.
Bénéfices attendus
Ce projet se place dans le cadre d’un module d’enseignement proposé par l’Université qui sert à la formation des étudiants, et dont l’objectif pédagogique vise des étudiants qui veulent se spécialiser en neurosciences. Il permettra à de petits groupes d’étudiants, chacun encadré et suivi par un tuteur, de se former à la conception et la rédaction d’un protocole de recherche avant de le mettre en application. Ils auront ainsi la possibilité de se familiariser à la manipulation de rats de laboratoire, d’être formés à la réalisation d’injections et à l’utilisation de tests comportementaux courants pour la réalisation d’expériences en neurosciences. Enfin ces expérimentations leurs permettront d’être sensibilisés aux méthodes d’anesthésie volatile, de prélèvements sanguins et de prélèvement de cerveaux.
Procédures
Les animaux seront manipulés préalablement aux sessions d’expérimentations par les étudiants. Ils seront soumis à 2 injections à une semaine d’intervalle. Ils subiront après injection, à deux reprises, à une semaine d’intervalle, 4 tests comportementaux choisis parmi un panel de 9, dont la durée pour chacun va de 2 à 120 minutes au maximum. L’objectif de ces tests comportementaux est de caractériser les effets de drogues agissant sur le cerveau. Une à deux semaines à l’issue de la seconde session expérimentale, ils subiront jusqu’à deux prélèvements de sang sous anesthésie générale avant leur mise à mort.
Impact sur les animaux
Les injections peuvent induire chez les animaux une douleur légère et transitoire. L’ensemble des tests comportementaux pourra également induire une nuisance légère et transitoire due au stress généré par la manipulation des animaux par les expérimentateurs. Enfin, une souffrance légère pourra être liée aux deux prélèvements sanguins sur animal anesthésié, pouvant induire chez l’animal stress et hémorragie locale.
Devenir
A l’issue de la procédure tous les animaux seront mis à mort et leur cerveau prélevé pour des analyses ultérieures.
Remplacement
Ce projet portant sur des comportements complexes, il nous est impossible de remplacer l’animal vivant par un modèle cellulaire ou de simulation informatique.
Réduction
Le nombre d’animaux nécessaire à cette procédure a été déterminé grâce à un test statistique appliqué pour chaque expérience et permettant de réduire au maximum le nombre d’animaux utilisés, tout en en gardant suffisamment pour ne pas compromettre la validité des expériences qui seront menées. D’autre part, il sera possible de réaliser différents traitements sur les mêmes animaux sans interférer avec les résultats de l’expérience et le bien-être de l’animal, ce qui permet de diminuer d’autant le nombre d’animaux requis.
Raffinement
Afin de réduire le plus possible toute douleur ou angoisse que les animaux pourraient ressentir, les étudiants seront formés en amont à la manipulation des animaux et aux injections. De plus, les étudiants travailleront sous la supervision d’encadrants expérimentés et compétents impliqués dans la réalisation des procédures expérimentales et/ou dans l’application de ces procédures et/ou dans les soins aux animaux. Une échelle de cotation de signes cliniques basée sur des signes indicatifs de gêne ou de douleur sera utilisée afin d’évaluer l’état général de chaque animal, permettant ainsi de prendre le plus rapidement possible les mesures nécessaires pour préserver le bien-être de l’animal. Les animaux seront également hébergés dans des conditions répondant aux critères relatifs aux soins et à l’hébergement des animaux de l’Annexe II du 1erfévrier 2013 de l’arrêté fixant les conditions d’agrément, limitant ainsi les angoisses qui pourraient être induites par l’environnement.
Choix des espèces
Le rat nous semble être l’espèce adéquate pour réaliser ce projet car il est le mammifère pour lequel il existe un degré de similitude avec le cerveau humain, suffisant pour l’étude des effets comportementaux des substances pharmacologiques étudiées. Les rats seront de jeunes adultes (6-8 semaines, 180-220 g), ce qui permettra de travailler sur un système cérébral stable, mature, qui n’évoluera pas au cours des procédures expérimentales.
Suivi comportemental et du métabolisme dans deux modèles de la maladie de parkinson chez le rat- MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
80 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, chacun passant trois fois par la même séquence de dix minutes de test moteur, une heure de second test et un prélèvement sanguin sous anesthésie. Entre la première séquence et les suivantes, une chirurgie du cerveau de quarante-cinq minutes leur induit la maladie de Parkinson, selon deux modèles distincts. Le porteur indique que les animaux mimant la phase avancée peuvent avoir des difficultés à se déplacer et à se nourrir, avec une perte de poids. Les bénéfices annoncés, des marqueurs de diagnostic précoce et de nouvelles cibles thérapeutiques, restent une perspective, quand la chirurgie et ses douleurs post-opératoires sont, elles, programmées.
Objectifs
Ce projet vise à mieux comprendre les modifications précoces qui accompagnent la progression de la maladie de Parkinson dans deux modèles animaux complémentaires, chacun mimant des caractéristiques pathologiques et des stades différents de la maladie. MODIFICATION: l'augmentation de la durée du projet sans ajout d’animaux nécessite une nouvelle autorisation
Bénéfices attendus
Outre une meilleure connaissance des modifications comportementales et du métabolisme (ensemble des transformations chimiques et biologiques qui s'accomplissent dans l'organisme) qui accompagnent la progression de la maladie de Parkinson, cette étude permettra l’identification de composés biologiques qui serviront de marqueurs de la pathologie et favoriseront le diagnostic précoce de la maladie pour une prise en charge optimale des patients, mais également l’identification de composés biologiques qui pourraient constituer de nouvelles cibles thérapeutiques.
Procédures
Les animaux seront soumis à deux tests moteurs (l’un de 10 minutes le premier jour, l’autre d’une heure le deuxième jour) et un prélèvement sanguin (le 3ème jour, sous anesthésie générale, durée de 5 minutes) avant induction de la maladie par chirurgie du cerveau (durée de la chirurgie : 45 minutes). Puis les animaux seront à nouveau soumis à ces mêmes tests moteurs et prélèvement à deux temps différents à distance de la chirurgie (une et quatre semaines pour un modèle et trois et dix semaines après pour l’autre modèle).
Impact sur les animaux
Pour les procédures de chirurgie du cerveau, une nuisance ou des effets indésirables modérés pourront concerner essentiellement les douleurs post-opératoires. Pour les modèles de la maladie utilisés, ceux-ci peuvent présenter des déficits psychiatriques légers telle qu’une baisse de motivation (stade précoce) n’entraînant pas de difficulté à s’hydrater ou se nourrir ; ou également des déficits moteurs (stade avancé) pouvant conduire à des difficultés pour se déplacer et se nourrir et s’accompagner d’une perte de poids. Une souffrance légère pourra être liée aux échantillonnages sanguins réalisés par ponction de la veine de la queue sur animal anesthésié, pouvant induire chez l’animal stress et hémorragie locale. Enfin, l’ensemble des tests comportementaux pourra induire une nuisance légère due au stress généré par la préhension des animaux par l’expérimentateur.
Devenir
Les animaux seront euthanasiés afin de pouvoir prélever leur cerveau pour réaliser les analyses nécessaires à l'étude.
Remplacement
Il n’existe pas de méthodes alternatives, n’impliquant pas d’animaux vivants, qui permettront l’évaluation à la fois du comportement, de la mort des neurones et des modifications des niveaux de certaines molécules exprimées dans le sang et le cerveau. D’autre part, une étude sur les stades précoces de la maladie de Parkinson ne peut pas être réalisée chez l’homme pour le moment car nous ne savons pas détecter la maladie si précocement.
Réduction
Le nombre d’animaux sera limité au nombre minimum nécessaire et suffisant par groupe afin d’avoir une chance de détecter une différence significative. Ce nombre a été estimé à l’aide d’approches statistiques appropriées à chaque type de données.
Raffinement
Les animaux sont hébergés pendant une semaine à leur arrivée pendant laquelle ils sont manipulés quotidiennement, avant le début des expérimentations, afin d’atténuer le stress pouvant être lié aux manipulations et aux contentions. Ils sont hébergés selon la procédure mise en place par l’animalerie afin de maintenir un milieu socialement riche et d’éviter tout stress supplémentaire. Les prélèvements sanguins sont réalisés sur les animaux endormis puis maintenus sous anesthésie volatile permettant un recueil de sang dans la queue. Chaque recueil se fait en un point différent du précédent pour limiter les risques lésionnels. Les chirurgies du cerveau sont réalisées sous anesthésie générale, les yeux sont protégés de la dessication et les points de contentions et d’incisions sont préalablement analgésiés. La température est maintenue constante. En post-opératoire les animaux sont placés sous une lampe chauffante jusqu’à leur réveil avec contrôle de la température. Les douleurs post-opératoires sont prévenues par injection d’un antalgique. A leur réveil, les animaux sont retournés dans leur cage avec leurs congénères. Le projet implique la mise en place d’un état pathologique de classe modérée chez le rongeur. Deux modèles sont utilisés car ils miment des aspects différents mais complémentaires de la maladie. Pour les animaux mimant la phase avancée de la maladie, les déficits moteurs peuvent conduire à des difficultés pour se déplacer et se nourrir et s’accompagner d’une perte de poids qui sera limitée par l’ajout dans la cage d’hébergement d’une nourriture appétante hypercalorique et humidifiée. Dans tous les cas, le suivi quotidien et les pesées bihebdomadaires des animaux permettent de veiller à ce que les animaux ne souffrent pas et à mettre en place des stratégies de soin et des points limites adaptés.
Choix des espèces
Le rat apparaît comme l’espèce adéquate car il possède un degré de similitude important avec le cerveau humain, notamment au niveau des réseaux impliqués dans le développement de la maladie de Parkinson, et il est couramment utilisé (modèle animal principalement utilisé) pour les études sur cette maladie. Par ailleurs, cette étude étant basée sur de précédents résultats de la littérature obtenus dans la même espèce, il semble cohérent de continuer sur cette espèce. Au début de l’étude, les rats seront adultes (7-8 semaines), ce qui permettra de travailler sur un système cérébral stable, mature, qui n’évoluera pas au cours des procédures expérimentales qui prendront un à trois mois.
Neuroprotection dans le syndrome de déficit en GLUT1
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
680 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dont 640 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Dès quatorze jours de vie, une moitié reçoit des électrodes implantées dans le crâne au cours d'une opération de quatre-vingts minutes, d'autres une mini-pompe sous la peau renouvelée chaque mois, et tous subissent trois ponctions lombaires, des injections et des tests moteurs, de réflexes et de mémoire. Un test dit de dépression leur impose quatre jours de restriction alimentaire. Le projet teste des esters de cétones et du lactate comme sources d'énergie de remplacement, chez des rats porteurs d'une mutation qui prive leur cerveau de glucose. Le porteur explique avoir écarté la souris parce qu'elle ne fait pas de crises d'épilepsie, et parce que l'IRM donne une meilleure image sur un animal plus gros.
Objectifs
Le glucose est la principale source d’énergie du cerveau. Pour qu’il puisse atteindre les cellules cérébrales, il doit traverser certaines barrières naturelles grâce à des protéines spécialisées, notamment une appelée transporteur de glucose de type 1. Lorsque ce transporteur ne fonctionne pas correctement, le cerveau ne reçoit pas assez d’énergie. Cela provoque une maladie rare appelée syndrome de déficit en transport de glucose de type 1. Cette maladie débute généralement dans l’enfance et entraîne des crises d’épilepsie difficiles à traiter avec les médicaments classiques, un développement cérébral ralenti, de possibles malformations du crâne, et des troubles du mouvement comme des raideurs, des troubles de l’équilibre ou des mouvements involontaires. Actuellement, le traitement repose sur un régime alimentaire très particulier, appelé régime cétogène, qui fournit une autre source d’énergie au cerveau : les corps cétoniques. Mais ce régime ne fonctionne pas pour tous les patients, et il ne corrige pas les effets du manque d’énergie pendant les premières étapes du développement cérébral. Ce projet de recherche a pour objectif de tester de nouvelles sources d’énergie plus efficaces et plus faciles à administrer. Il s’agit notamment : d’esters de cétones, ajoutés dans l’eau de boisson, qui permettent d’atteindre rapidement un état favorable au fonctionnement du cerveau, et du lactate, administré de façon continue par une petite pompe implantée sous la peau. Ces traitements seront testés sur des rats porteurs d’une mutation qui réduit fortement l’expression du transporteur de glucose, afin de mieux comprendre leur efficacité et leur potentiel thérapeutique.
Bénéfices attendus
Le bénéfice attendu est de démontrer un effet protecteur sur le cerveau grâce à l’administration d’esters de cétones ou de lactate, en alternative au régime cétogène. Ce régime, bien que thérapeutique, est très contraignant et souvent mal toléré par les patients. Si ces nouvelles approches s’avèrent efficaces, elles pourraient représenter une solution plus simple et mieux acceptée. Cela ouvrirait la voie à l’élaboration de protocoles d’administration adaptés, avec pour objectif une amélioration significative de la qualité de vie des patients atteints du déficit en transport de glucose.
Procédures
Les animaux subiront les interventions suivantes : - biopsie de la queue pour génotypage : 1 fois, 5 min - mise en place du système d'enregistrement électroencéphalogramme, sous anesthésie gazeuse: procédure chirurgicale , réalisée 1 fois, durée 80 min - implantation des mini-pompes permettant de délivrer le lactate, sous anesthésie gazeuse :procédure chirurgicale, réalisée 1 fois par mois, 60 min. - injection intrapéritonéale : 2 fois, quelques secondes -ponction lombaire : prélèvement sur animaux anesthésiés , réalisés 3 fois, durée 10 min - prélèvements pour dosages biologiques : 4 fois, quelques secondes - La neuroprotection sera évaluée au niveau fonctionnel par des tests de comportements moteurs (1 fois, 10 min), de réflexes (3 fois, 5 min) et de mémoire (1 fois, 5 min). La dépression sera évaluée par un test comportemental associé à une restriction alimentaire (1 fois, test sur 4 jours)
Impact sur les animaux
La biopsie de la queue, réalisée pour le génotypage, provoque une douleur légère et de courte durée. L’implantation des mini-pompes ou des électrodes pour l’électroencéphalogramme, qui permet d’enregistrer l’activité électrique du cerveau, peut entraîner une douleur modérée. Les anesthésies nécessaires à ces enregistrements peuvent provoquer une variation du rythme cardiaque et, si elles sont prolongées, un risque de déshydratation. Les tests comportementaux peuvent induire du stress ou de l’anxiété. Enfin, lors du test évaluant des comportements de type dépressif, une restriction alimentaire est appliquée, pouvant entraîner une perte de poids et être une source d’inconfort pour l’animal (nuisance modérée).
Devenir
Mise à mort des animaux pour prélèvement d'organes
Remplacement
Des modèles cellulaires de déficit en GLUT1 existent, cependant, ces modèles s'affranchissent de la (patho)physiologie de l'organisme entier. Le but final de ce projet de recherche a une envergure translationnelle et nécessite donc une approche intégrative. De ce fait, ce projet nécessitant le fonctionnement du cerveau dans son intégrité afin de tester l'effet neuroprotecteur des molécules et de pouvoir envisager une application rapide chez l'Homme, il n'existe pas de remplacement disponible à notre modèle.
Réduction
Le recours à l’IRM, une technique d’imagerie non invasive, permet d’étudier les animaux sans avoir à les sacrifier, ce qui réduit le nombre total d’animaux nécessaires. Grâce à cette méthode, nous pouvons suivre l’évolution des mêmes animaux au fil du temps, tout en réalisant aussi des tests comportementaux sur eux. Le nombre d’animaux a été calculé à l’avance pour qu’il soit le plus faible possible, tout en assurant que les résultats soient fiables. Pour analyser les différences entre les groupes, nous utiliserons des méthodes statistiques reconnues.
Raffinement
Au niveau de l'hébergement, les animaux seront acclimatés à leur arrivée et seront élevés en cage collective, sur une litière en peuplier, caractérisée par un fort pouvoir absorbant et une granulométrie adaptée. L'hébergement sera enrichi d'un nid végétal, du coton et un tunnel en carton. Les animaux seront observés de façon journalière par le zootechnicien et/ou la personne en charge de l'expérimentation. Les chirurgies (implantation des pompes osmotiques, pour le groupe traité avec du lactate et mise en place des systèmes d'enregistrement EEG, ponction lombaire) seront réalisées sous anesthésie avec une antalgie adaptée. Les règles d’asepsie seront respectées. Une surveillance accrue, des soins post-opératoires et des mesures de gestion de la douleur seront réalisés. Une évaluation objectivée de l’état des animaux avec l’utilisation de grille d’évaluation/fiche de suivi, suivie de soins en cas de détection de souffrance seront mis en place. Pour les IRM sous anesthésie, un monitoring de la respiration sera mené afin de prévenir tout arrêt cardiorespiratoire. Tout au long de l’étude, les points limites adaptés et gradés seront appliqués, avec si nécessaire une prise de décision de mise à mort.
Choix des espèces
Il existe un modèle du syndrome de déficit en GLUT1 chez la souris mais ce modèle en présente pas de crises d'épilepsie. De plus, l'IRM est une technique non-invasive mais qui présente une faible sensibilité : plus les modèles sont gros et meilleure est sa résolution. Le rat est donc un modèle plus approprié que la souris Les animaux seront utilisés de 14 jours de vie à 60 jours. Les dispositifs d'EEG (la moitié des aniamux) seront implantés à 14 jours de vie afin de pouvoir monitorer dès le sevrage les effets des différents traitements. Les animaux seront suivis jusqu'à 60 jours pour mesurer les effets des différents traitements sur le court et le long terme afin d'optimiser le pouvoir translationnel du projet.
Etudes de Pharmacocinétiques de composés administrés en IV, IP ou PO sur rongeurs prélevés de façon longitudinale par la méthode du microsampling
- Recherche appliquée
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Troubles gastrointestinaux
Rats : 560
Tués en fin de procédure parce qu'ils "ne sont plus naïfs" et ont pu stocker des composés, 740 souris et 560 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Ils reçoivent une administration unique par voie orogastrique, intrapéritonéale ou intraveineuse, puis jusqu'à sept micro-prélèvements sanguins à l'état éveillé, qui peuvent laisser des ecchymoses. Une partie d'entre eux est rendue malade au préalable, par une hépatite induite ou un choc septique, avec fourrure ébouriffée, yeux mi-clos et fatigue générale. Le porteur présente le projet comme une réduction, quatre animaux par étude au lieu de vingt-quatre, tout en précisant qu'aucune étude statistique n'a servi à fixer ce nombre. Son texte annonce 660 souris et 480 rats, alors que les effectifs déclarés par niveau de souffrance totalisent 1 300 animaux.
Objectifs
L'objectif de ce projet est d'étudier la distribution plasmatique de composés d'intérêt dans le cadre de notre recherche de conception de médicaments. Les propriétés physico-chimiques des composés étudiés leur confèrent des propriétés pharmacocinétique et pharmacodynamique in vivo. Pour étudier l’efficacité pharmacologique des molécules dans un modèle donné ou dans une pathologie précise, il est nécessaire de savoir comment la molécule se comporte une fois administrée à un organisme vivant. C'est-à-dire quel sera son impact et son devenir dans un organisme dans lequel elle est administrée. L'objectif de ce projet est d'étudier la distribution plasmatique de composés d'intérêt dans le cadre de notre programme de recherche de drug discovery. Notre laboratoire effectue déjà ce type de manipulation depuis de nombreuses années. Cela nécessite pour chaque molécule testée, un nombre d'animaux non négligeable. Les évolutions technologiques permettent de nos jours à nos chimistes d'effectuer des analyses de spectrométrie précises nécessitant de très faibles volumes de plasmas. C'est dans ce contexte que s'inscrit l'intérêt de notre projet qui est de réduire le nombre d'animaux grâce à des prélèvements répétés mais de faible volume, ne nécessitant pas d'anesthésie, ce qui est un confort supplémentaire pour les animaux. Cette technique permet de suivre l'évolution plasmatique du composé dans le sang d'un même animal, donnant des données plus robustes et supprimant ainsi la nécessité de recours à des animaux satellites. L'ensemble des procédures décrites dans ce projet appliquées à des souris et des rats nécessitera l'emploi de 660 souris et 480 rats sur les 5 années qui couvrent ce projet.
Bénéfices attendus
Ces études de bio distribution préalables aux études d’évaluation de l’efficacité des composés dans des modèles pathologiques, permettent de déterminer les conditions optimales d’administration des principes actifs étudiés. Cela peut donc contribuer à obtenir des modèles plus qualitatifs (conditions optimales) et donc de réduire le nombre d’animaux utilisés (moins de répétitions d’étude). La méthode de microsampling développée et décrite dans ce projet permettra de diminuer significativement le nombre d'animaux utilisé pour ces études de pharmacocinétique grâce aux prélèvements de faibles volumes répétés sur un même animal. Les prélèvements se font vigiles, les animaux n'ont pas à subbir de multiples anesthésies, les aiguilles utilisées sont plus petites et donc moins invasives pour les animaux. A terme, une procédure telle que décrite dans ce projet utilisera seulement 4 animaux contre 24 habituellement.
Procédures
Les animaux sains recevront tout d'abord une administration unique d'un composé à étudier. Il pourra être administré soit par voie oro-gastrique, soit par voie intra-péritonéale, soit par voie intraveineuse, ces administrations quelle que soit la voie seront d'une durée de 5 à 10 secondes pour les 2 premières et 15 secondes pour l'intraveineuse. . Les animaux subiront des micro-prélèvements répétés à l'état éveillé qui seront de faible volume et dont le nombre sera de 7 au maximum dont la durée sera de 10 secondes. Les animaux pathologiques seront d'abord induit avec la pathologie. Cette induction se fera par injection intra-péritonéale d'une durée de 5 secondes.
Impact sur les animaux
Les prélèvements répétés se font certes sans anesthésie, mais ils sont répartis sur différentes parties et sont de faibles volumes. Ils pourront engendrer le cas échéant des ecchymoses. Dans le cas de pharmacocinétiques (PK) réalisées sur animaux pathologiques, les effets néfastes proviendront plus des effets de la pathologie installée, mais ayant connaissance de nos modèles sur lesquels nous travaillons (hépatites sévères et choc septique ), une grille d'observation des points limites sera appliquées, dans ces cas où nous connaissons l'heure finale, les prélèvements se feront durant cette période d'installation de la pathologie mais pas au delà. Par exemple concernant le choc septique, qui dans nos protocoles ne dépassent pas 6h, nous ne prévoyons pas de prélèvements au delà de ces 6h. De même, dans le cas d'une étude pharmocinétique sur souris présentant une hépatite induite par intoxication médicamenteuse, les animaux devront être mis à jeûn la veille au soir, mais seront de nouveau nourris, sitôt l'intoxication effectuée. Les effets observés suite à l'installation de la pathologie sont une fourrure ebourriffée, des yeux mi-clos et une fatigue générale de l'animal.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort en fin de procédure expérimentale. Bien que nous n'étudions que l'exposition plasmatique, nous mettrons les animaux à mort car ils ne peuvent en aucune mesure être employés dans d'autres études (ils ne sont plus naïfs et ont pu stocker des quantités de composés ou de ses métabolites).
Remplacement
Les études du devenir d'un médicament dans un organisme sont menées dans un organisme vivant disposant de toutes les facultés physiques et biochimiques nécessaire à son adsorption, sa métabolisation, et son élimination. Ces caractéristiques ne peuvent être obtenues qu'après avoir administré le médicament à un animal . Des études de métabolisation peuvent être conduites in vitro pour identifier des métabolites ou des voies métaboliques, mais ces études de pharmaco cinétiques ne peuvent être conduites qu'in vivo, et chaque espèce présente ces caractéristiques, elles sont aussi menées chez l'homme.
Réduction
Ce projet vise à réduire le nombre d'animaux utilisés pour ce type d'études. Alors qu'une étude pharmacocinétique classique requiert 24 animaux, c'est-à-dire 3 animaux par temps de prélèvement sur un total de 7 temps ainsi que 3 animaux contrôle véhicule prélevés à un seul temps, nous utiliserons dans notre cas seulement 4 animaux dans le cas de procédure sur animaux sains (3 pour la molécule et 1 pour le véhicule), prélevés à chaque timepoint, de façon à avoir une étude longitudinale au sein du même individu. Les résultats obtenus seront ainsi plus robustes car cela permet d'éviter la variabilité inter-individu. Cela est rendu possible de par le fait que les méthodes de quantification et d'analyse chimique actuelles ne requierent que quelques microlitres de plasma. Il n'a pas été fait d'étude statistique pour déterminer ce nombre d'animaux.
Raffinement
Ce projet permet également un raffinement en comparaison d'études pharmacocinétiques classiques, car il permet de prélever des quantités de sang très faibles, en évitant de multiples anesthésies gazeuses, en évitant également les prélèvements à l'oeil, qui peuvent entrainer un inconfort. Pour ce faire, les animaux auront une période d'habituation à la manipulation, visant à éliminer tout stress ressenti par l'animal au cours de l'expérience. Les animaux seront hébergés à plusieurs afin de respecter leur instinct de groupe. Ils bénéficieront d'enrichissements de milieu adaptés tels que briques en bois pour ronger, coton et kraft pour nidifier, igloos pour se cacher. Lors des différentes procédures, les animaux seront observés selon une grille de critères afin d'évaluer leur mal-être, basée sur l'apparence (fourrure ebourriffée, yeux mi-clos), la posture ainsi que la réactivité aux stimuli. Dans le cas de la procédure nécessitant une mise à jeûn, celle-ci se fera la veille au soir, les animaux seront ré-alimentés peu après l'injection de l'agent entrainant la pathologie.
Choix des espèces
Les travaux de recherche publiés dans la littérature scientifique font appel à ces espèces dans des modèles translationnels qui apportent les informations pharmacocinétiques de molécules utiles au développement précliniques et non-cliniques. Les rats et les souris sont utilisés pour explorer les propriétés pharmacocinétiques des composés étudiés. Les deux espèces ont des capacités et des vitesses de métabolisation différentes. Les espèces souris et rats sont utilisées dans les études d’efficacité dans les modèles pathologiques, les informations de PK dans les deux espèces sont nécessaires. Les animaux utilisés seront des animaux jeunes adultes à adultes ( rats de 250-300gr minimum et souris de 25gr), il ne sera pratiqué aucune expérience sur des animaux nouveaux-nés. L’animal au stade de jeune adulte qui a un système immunitaire compétent et des mécanismes de réponse à des stress inflammatoires correspond au stade de vie requis pour développer nos modèles expérimentaux.
Évaluation de la biodistribution et de l’efficacité thérapeutique de nanoparticules dans les maladies inflammatoires de l’intestin MODIFICATION
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
Rats : 95
Une partie des animaux témoins sera réintégrée en hébergement pour être réutilisée dans une autre phase du projet, dont le porteur demande la prolongation après une suspension imprévue des expériences. 1 293 souris et 95 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, la plupart tués pour collecter des organes ou vérifier la tolérance des produits. Les nanoparticules sont administrées par gavage, par voie rectale ou dans la veine de la queue, une même souris pouvant passer onze fois en une semaine sous anesthésie gazeuse pour l'imagerie, tandis qu'une colite est provoquée chez d'autres, avec perte de poids et troubles digestifs. Le porteur classe la nuisance des nanoparticules comme "inconnue a priori" et présente le choix du rat, dont on peut prélever davantage de sang, comme une mesure de raffinement.
Objectifs
L’objectif du projet est la mise au point d’un outil thérapeutique innovant, afin d’accroitre l’arsenal thérapeutique et d’améliorer l’efficacité de prise en charge des MICI. Pour répondre à cet objectif, trois nouveaux systèmes d'ingénierie constitué des nanoparticules capables de cibler la muqueuse intestinale enflammée ont été développés. Dans le cadre de notre projet d’expérimentation animale initial, nous souhaitons solliciter une extension de sa durée afin de poursuivre nos travaux dans des conditions optimales. Les résultats obtenus jusqu’à présent sont prometteurs et nécessitent une prolongation pour approfondir nos analyses et garantir la robustesse des données. Cette demande est motivée par un imprévu indépendant de notre volonté, ce qui a entraîné une suspension complète des expérimentations et un bouleversement du planning initial. Afin de garantir la cohérence et la qualité scientifique de l’étude, il est essentiel de prolonger la durée du projet pour achever les manipulations prévues et recueillir les données nécessaires. Cette extension ne modifiera pas le protocole expérimental et s’inscrit dans le respect strict des principes éthiques en vigueur, notamment ceux des 3R (Réduction, Raffinement, Remplacement), et n’engendrera pas d’augmentation du nombre d’animaux utilisés.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à développer un outil thérapeutique innovant pour améliorer la prise en charge des maladies inflammatoires chroniques de l’intestin (MICI), pathologies pour lesquelles les options thérapeutiques actuelles restent limitées et associées à des effets secondaires importants.Ce projet vise à développer un outil thérapeutique innovant pour améliorer la prise en charge des maladies inflammatoires chroniques de l’intestin (MICI), pathologies pour lesquelles les options thérapeutiques actuelles restent limitées et associées à des effets secondaires importants.
Procédures
Les animaux inclus dans ce projet seront soumis aux interventions suivantes, selon les phases expérimentales : Administrations des produits : les systèmes testés seront administrés par voie orale (gavage), rectale ou intraveineuse (injection dans la queue). Chaque administration dure entre 1 et 2 minutes. Ces interventions peuvent être répétées une ou plusieurs fois sur quelques jours. Imagerie in vivo (souris uniquement) : certaines souris recevront des produits marqués afin de permettre des acquisitions d’imagerie sous anesthésie gazeuse, d’une durée de 5 à 15 minutes. Un même animal pourra être suivi jusqu’à 11 fois sur une semaine, ou faire l’objet d’une acquisition unique juste avant euthanasie. Prélèvements sanguins (rats uniquement) : jusqu’à 2 à 3 prélèvements par animal seront réalisés, d’une durée de 1 à 2 minutes chacun. La durée globale de participation des animaux varie selon les phases, allant de quelques heures à environ dix jours, avant un retour en hébergement ou une euthanasie planifiée selon les objectifs de l’étude.
Impact sur les animaux
Certaines interventions prévues dans ce projet peuvent entraîner les nuisances suivantes : Gavage oral : nuisance légère, liée à une contention courte et un inconfort transitoire. Administration rectale : nuisance légère à modérée, en fonction de la sensibilité individuelle. Injection intraveineuse (queue) : nuisance modérée, due à la contention et au geste technique. Imagerie sous anesthésie répétée (jusqu’à 11 fois/semaine) : nuisance modérée, liée à l’exposition répétée à l’anesthésie gazeuse. Modèle inflammatoire intestinal : nuisance modérée à sévère, associée à une perte de poids, troubles digestifs et altération de l’état général. Prélèvements sanguins chez le rat (2 à 3 fois) : nuisance légère à modérée, selon le volume prélevé et la fréquence. Administration de produits faiblement radioactifs : nuisance légère, sans effet clinique attendu. Administration de nanoparticules expérimentales : nuisance inconnue a priori, potentiellement modérée en raison de leur formulation, nécessitant une surveillance adaptée.
Devenir
À l’issue de chaque phase expérimentale, les animaux seront traités comme suit : Animaux ayant reçu des administrations (orale, rectale, intraveineuse) : → Euthanasiés en fin d’étude pour collecte d’organes, sauf si réutilisation possible dans une phase compatible du projet. Souris incluses dans les phases d’imagerie : → Euthanasiées en fin de suivi pour analyses ex vivo ou histologie. Souris incluses dans le modèle inflammatoire : → Euthanasiées à la fin de la période de suivi, pour analyses tissulaires et/ou dosages. Rats ayant reçu des prélèvements sanguins : → Euthanasiés en fin de protocole, une fois les prélèvements terminés, pour analyses complémentaires ou vérification de tolérance. Animaux témoins non traités ou inclus dans des phases courtes sans effet attendu : → Réintégrés en hébergement si leur état est jugé compatible et s’ils peuvent être réutilisés dans une autre phase du projet, conformément à la réglementation.
Remplacement
Le développent des nouveaux médicaments à base des nanoparticules nécessite une évaluation in vivo chez le petit animal en complément des études in vitro, pour déterminer leurs affinités pour la cible et pour étudier leurs comportement/devenir in vivo (biodistribution), ses paramètres pharmacocinétiques, son éventuelle toxicité ainsi que leurs efficacités. En outre, l’acquisition de donnes précliniques sur animaux est imposée par les autorités pour les nouveaux médicaments. Le modèle de pathologie d'inflammation d'intestin sur souris est déjà bien établi, mime au mieux les pathologies ciblées et nous permettra d’acquérir les données nécessaires pour faire la preuve de l’efficacité thérapeutique et la non-toxicité de nos candidats médicaments
Réduction
Le projet a été conçu de manière à limiter au maximum le nombre d’animaux utilisés tout en garantissant la robustesse et la pertinence des résultats scientifiques. La stratégie expérimentale repose sur une organisation séquentielle des procédures, permettant une prise de décision éclairée à chaque étape du projet. Ainsi, si une étape révèle une absence de ciblage, une toxicité inattendue ou une efficacité insuffisante, les phases suivantes ne seront pas engagées, ce qui permet d’éviter l’utilisation inutile d’animaux. La phase 1, qualitative, vise notamment à identifier les temps pertinents pour les phases ultérieures. En sélectionnant a posteriori un nombre réduit de points temporels (maximum 8) pour les phases 2 et 3, cela permet d’éviter un design trop exhaustif et d’éliminer les temps peu informatifs. Le recours à l’imagerie non-invasive (CCD et SPECT/CT) dans les phases 1 et 2 permet également de suivre la distribution des systèmes chez un même animal au fil du temps (phase 1), réduisant ainsi le nombre de sujets nécessaires à l’analyse cinétique. Dans les phases quantitatives (phases 2 et 3), le recours à l’espèce rat a été privilégié pour les études pharmacocinétiques. Cette espèce, mieux adaptée aux volumes de prélèvements sanguins, permet de limiter le nombre d’animaux nécessaires pour obtenir des courbes précises, en regroupant plusieurs temps sur un même individu, là où cela est autorisé par les recommandations éthiques. Par ailleurs, des outils statistiques ont été utilisés en amont pour calculer le nombre d’animaux nécessaires à la détection d’un effet significatif, sur la base des écarts-types obtenus lors d’études pilotes et des modèles cellulaires. Des effectifs minimums par groupe ont ainsi été définis, tout en garantissant une puissance statistique suffisante pour répondre aux objectifs du projet. Enfin, aucun doublon n’est prévu entre les études : chaque phase répond à des objectifs distincts (profil de distribution, cinétique, efficacité), ce qui évite les redondances expérimentales et limite l’usage excessif d’animaux.
Raffinement
L’ensemble des procédures expérimentales prévues dans ce projet a été élaboré en tenant compte des principes de raffinement, afin de minimiser la douleur, le stress et la détresse des animaux tout au long de l’étude. Chaque technique d’administration a été choisie et adaptée pour limiter les nuisances : la voie orale est peu invasive, la voie rectale est réalisée avec des volumes modérés, et la voie IV est pratiquée uniquement par des opérateurs formés pour garantir rapidité et efficacité, évitant les manipulations prolongées. Les anesthésies nécessaires aux acquisitions d’imagerie (CCD et SPECT/CT) seront réalisées à l’isoflurane, un agent à induction et récupération rapide. Un plateau chauffant à 37°C sera utilisé pendant toute la durée de l’imagerie pour éviter l’hypothermie, et les yeux des animaux seront protégés par un gel ophtalmique. Après chaque anesthésie, les animaux seront placés en cage chauffée et surveillés jusqu’au réveil complet. Les modèles pathologiques sont bien maîtrisés et les signes cliniques (perte de poids, selles, comportement) seront suivis quotidiennement. Une grille d’évaluation clinique et des critères d’arrêt stricts permettront d’euthanasier rapidement tout animal présentant des signes de souffrance excessive. Les conditions d’hébergement, l’enrichissement en cage, et l’habituation des animaux aux manipulations avant les procédures permettront également de réduire le stress. Les prélèvements sanguins réalisés chez le rat tiendront compte des volumes maximaux autorisés et seront espacés pour garantir le confort et la récupération des animaux. Le choix de cette espèce, plus tolérante aux volumes de sang nécessaires à l’analyse, participe directement à une approche plus éthique. Enfin, les protocoles seront ajustés de façon dynamique à chaque phase, en fonction des résultats obtenus, permettant d’éliminer les conditions ou temps expérimentaux non pertinents. Cette approche itérative permettra de réduire la souffrance animale en optimisant en permanence les procédures.
Choix des espèces
La souris représente un modèle expérimental privilégié pour les investigations de la physiopathologie des maladies inflammatoires de l’intestin survenant chez l’homme et permet d’objectiver l’apparition d’une colite en moins de 10 jours chez un animal non transgénique et non immunodéprimé. Pour la détermination de la pharmacocinétique (PK), les rats sont l’espèce animale de prédilection et sur laquelle un maximum de données historiques est disponible. Les rats ont été choisis pour des raisons de raffinement. Nous avons choisi les rats parce que les méthodes d'étude de nos produits nécessitent des volumes importants de sang que nous ne pouvons atteindre en utilisant des souris. En effet, les volumes prélevés peuvent être plus important que chez la souris nous permettant ainsi de réaliser des analyses plus précises et de réduire le nombre d’animaux utilisés. Il est important de noter que les rats utilisés lors de cette procédure seront des rats sains. Le modèle a été développé et validé sur des souris âgées de 8 à 10 semaines. Ainsi, les souris seront toutes âgées de 8 à 10 semaines lors de leur inclusion dans les procédures. Pour les études de pharmacocinétique sur les rats, ces derniers seront tous âgés de plus de 8 à 10 semaines.
Elevage, Maintien et Phénotypage d’une nouvelle lignée de rats mutants à phénotype dommageable
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système immunitaire
Porteurs d'une mutation reproduisant le syndrome de DAVID, les rats homozygotes de cette lignée meurent prématurément, après une perte de poids et une prostration qui apparaissent vers six ou sept mois. 130 rats vont être utilisés sur cinq ans dans des procédures déclarées d'un niveau de souffrance léger, tous tués pour prélever des tissus. La seule intervention décrite est une biopsie d'oreille d'un millimètre pratiquée sur des ratons de huit jours pour les génotyper, geste dont le porteur signale qu'il stresse aussi la mère. L'essentiel du projet consiste à élever et maintenir cette lignée, la souffrance venant du phénotype que le porteur qualifie lui-même de "dommageable".
Objectifs
Des mutations sur le gène étudié ont été identifiées chez des patients atteints du syndrome de DAVID, maladie autosomique rare associant des syndromes d'immunodéficience sévère et d'auto-immunité, ainsi que des déficits de certaines hormones. Nous disposons au laboratoire d'un modèle rat porteur d'une des mutations identifiées chez des patients atteints du syndrome de DAVID. L'objectif est d'utiliser ce modèle pour analyser l'impact de cette mutation dans la fonction et la différenciation des lymphocytes, dans les phénomènes auto-immuns sévères et dans les mécanismes de la "tolérance centrale thymique", mécanismes qui permettent à ces lymphocytes de ne pas attaquer le corps lui-même .
Bénéfices attendus
Le projet permettra d'établir l'importance de cette mutation spécifique sur la régulation de la réponse immune, sur l'autoimmunité et ces mécanismes de tolérance.
Procédures
Des biopsies d'oreille de 1mm seront réalisées sur ratons âgés de 8 jours (1 seule/animal) pour les identifier et analyser s'ils sont porteurs de la mutation d'intérêt.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables attendus sont principalement liés 1. à la biopsie d'oreille sur ratons de 8 jours (douleur légère et de courte durée) et stress de la mère 2. au phénotype dommageable, observé à partir de 6-7 mois d'âge
Devenir
Mise à mort des animaux à la fin de la procédure pour effectuer des prélèvements de tissus post-mortem.
Remplacement
Des études "in vitro" ont largement validé l'impact de la mutation du gène étudié dans la fonction et la différenciation des lymphocytes. Néanmoins, ces études in vitro ne sont pas suffisantes pour répondre au défaut de "tolérance centrale thymique" (mécanismes qui permettent aux lymphocytes de ne pas attaquer le corps lui-même) à l'origine des troubles auto-immuns sévères observés chez les patients atteints du syndrome de DAVID. Des études chez l'animal en utilisant ce modèle de rats génétiquement altéré sont donc indispensables.
Réduction
Le nombre d'animaux est réduit au nombre nécessaire et suffisant pour le maintien et l'analyse de la lignée, à savoir 130 animaux sur 5 ans.
Raffinement
Les rats seront à 2-3 par cage pour éviter leur isolement et différents types d'enrichissement (briquettes de bois, tunnel en carton) seront placés dans les cages . Si un animal présente des signes de faiblesse mais sans atteintes de points limites, il pourra faire l'objet d'un isolement temporaire pour éviter tout comportement agressif de ses congénères. Les animaux à phénotype dommageable seront suivis comme ceux à phénotype non dommageable : suivi de poids (2 fois/semaine), surveillance de prostration éventuelle (quotidiennement). Le phénotype dommageable des rats homozygotes pour la mutation est une létalité précoce après perte de poids significative et prostration observé à partir de l'âge de 6-7 mois. Si un signe clinique sévère est observé et/ou un point limite atteint, l’animal sera mis à mort pour des raisons éthiques.
Choix des espèces
Les rats sont de bons modèles d'étude de par leur facilité d'entretien, de stabulation, de manipulation, et leurs similtudes physiologiques avec l'éspèce humaine. L'utilisation préalable de ces animaux par des équipes scientifiques internationales permet à d’autres travaux de recherche de débuter avec une base solide (connaissances théoriques, modèles, équipement,...). Nous utilisons cette lignée de rats génétiquement altérés parce que ces animaux sont porteurs d’une mutation dans le gène étudié, comme celle présente chez les patients atteints du syndrome de DAVID, et qui est à l'origine des troubles auto-immuns sévères observés chez ces patients. Pour le maintien de la lignée, nous utiliserons des rats âgés de 2 mois (maturité sexuelle) à 12 mois (déclin du taux de reproduction au dela). Pour l'analyse de la lignée, nous utiliserons des rats âgés de 2 mois (maturité du système immunitaire) à 12 mois (analyse de l'impact de l'age sur les déficits immunitaires et endocriniens).
Étude préliminaire d’un traitement ciblé pour les métastases cérébrales de cancer du sein chez le rat.
- Recherche appliquée
- Cancers
Des rates immunodéprimées arrivent d'un fournisseur environ quatre jours après une opération, la tumeur implantée dans leur cerveau provenant d'un prestataire spécialisé. 6 rates vont être utilisées, 3 porteuses de tumeur et 3 témoins saines, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour mesurer dans leurs organes la fixation d'un fragment d'anticorps radioactif. Sous anesthésie générale, elles reçoivent ce composé et passent un examen IRM de 10 à 15 minutes et cinq examens d'imagerie nucléaire de 50 à 60 minutes. Chez les porteuses, la tumeur qui grossit, environ trois semaines après l'opération, peut provoquer des difficultés à se déplacer, des pertes d'équilibre et une baisse de l'appétit. La greffe dans le cerveau, faite avant leur arrivée, ne figure pas parmi les procédures décrites, que le porteur limite aux examens d'imagerie.
Objectifs
Quand un cancer se propage au cerveau, on parle de métastases cérébrales. C’est une complication grave et assez fréquente. Elle rend souvent la maladie plus difficile à soigner. Les traitements disponibles sont encore limités, en grande partie à cause d’une barrière naturelle de protection qui se trouve autour du cerveau (appelée barrière hématoencéphalique) qui empêche de nombreuses substances, y compris certains médicaments, d’atteindre les cellules cancéreuses dans le cerveau. Dans ce contexte, une nouvelle approche appelée radiothérapie interne vectorisée (rayon thérapeutique guidé vers la tumeur) semble prometteuse. Elle consiste à utiliser un médicament radioactif qui cible directement les cellules cancéreuses, tout en épargnant les cellules saines. Ce projet a pour but de comprendre comment ce médicament radioactif se répartit dans le corps. Il est conçu pour reconnaître une protéine souvent présente dans les tumeurs, ce qui lui permet de se fixer sur les cellules cancéreuses. Ce type de produit est déjà utilisé pour détecter certains cancers, et pourrait aussi servir à les traiter. Mais pour être efficace, il doit rester assez longtemps dans la tumeur sans trop se diffuser dans les tissus sains. L’objectif est donc de vérifier que le médicament radioactif reste bien concentré dans la tumeur, et de mesurer la quantité de radioactivité reçue par les différents organes. Cela permettra de savoir si ce traitement peut être utilisé de manière sûre et efficace contre les métastases cérébrales
Bénéfices attendus
Ce projet présente plusieurs avantages : Mieux comprendre le traitement : Il aide à savoir comment un médicament radioactif se répartit dans le corps et s’il peut être utile contre les métastases cérébrales. Un modèle proche de la réalité : Le test est fait sur un modèle qui imite bien les métastases cérébrales humaines, ce qui rend les résultats plus fiables pour une future application chez l’Homme. Améliorer les traitements combinés : Les résultats pourront aider à développer de nouvelles stratégies qui combinent diagnostic et traitement, surtout pour les patients qui ont peu d’options aujourd’hui.
Procédures
Un examen d'IRM (Imagerie par résonnance magnétique) d'une durée de 10 à 15 min, sur animal anesthésié/ 5 examens d'imagerie nucléaire, d'une durée de 50 à 60 min chacun, sur animal anesthésié.
Impact sur les animaux
Les animaux proviennent d’un fournisseur agréé et arrivent environ à 4 jours après l’opération. Ils sont donc déjà en train de récupérer. À leur arrivée au sein de notre établissement, il peut encore rester une petite sensibilité ou une légère rougeur au niveau de la cicatrice, mais cela disparaît rapidement. Le transport peut provoquer un léger stress, limité par une période d’acclimatation de 5 à 7 jours. Par la suite, certains effets peuvent apparaître lorsque la tumeur grossit (environ 3 semaines après l’opération) : difficultés à se déplacer, parfois perte d’équilibre, et baisse de l’appétit. Ces signes sont surveillés attentivement afin d’intervenir si nécessaire. Les examens d’imagerie nécessitent plusieurs anesthésies courtes (50 à 60 minutes). Cela peut entraîner un stress passager et un petit temps de récupération après chaque séance.
Devenir
A la fin de la procédure, tous les animaux seront euthanasiés et les organes seront prélevés afin d'évaluer la fixation du fragment d'anticorps radioactif (diagnostic) dans le corps entier de l'animal.
Remplacement
Aujourd’hui, il n’existe pas de méthode alternative pour reproduire la complexité de la façon dont un médicament radioactif se répartit dans l'organisme, surtout en cas de métastases cérébrales. Les tests en laboratoire ou sur mini-organes ne permettent pas de simuler des éléments clés comme : 1-la barrière protectrice du cerveau, 2-les vaisseaux sanguins autour de la tumeur, 3-les interactions du produit avec les tissus du corps entier. C’est pourquoi l’utilisation d’un modèle animal reste nécessaire pour bien comprendre l'action, la fixation et l'élimination du composé radioactif. Le modèle choisi permet de se rapprocher de la réalité humaine tout en limitant le nombre d’animaux utilisés.
Réduction
Le nombre d’animaux a été strictement limité à ce qui est nécessaire pour répondre aux objectifs scientifiques du projet. Seuls 6 rats femelles seront utilisés, répartis en deux groupes de taille minimale (3 témoins sains et 3 porteurs de tumeur), ce qui permet une comparaison tout en limitant l’usage d’animaux. Cette étude est conçue comme une étude pilote, destinée à valider la faisabilité, la captation tumorale et la pertinence du composé radiomarqué à visée thérapetique. Les résultats obtenus permettront d’optimiser les protocoles futurs (choix du composé à visé thérapeutique, suivi de la distribution dans l'organisme par imagerie, dose délivrée aux tissus, réduisant ainsi le nombre d’animaux nécessaires dans les phases ultérieures de développement. De plus, réaliser plusieurs images sur les mêmes animaux permet de suivre l’évolution dans le temps, tout en réduisant les différences entre individus et en limitant le nombre d’animaux nécessaires.
Raffinement
Plusieurs mesures ont été mises en place pour limiter la souffrance et améliorer le bien-être des animaux tout au long du protocole : Modèle validé et maîtrisé : Le modèle de tumeur intracérébrale utilisé est bien caractérisé et acheté chez un prestataire de service spécialisé dans l’induction des modèles précliniques, ce qui garantit une standardisation du protocole et limite les complications post-opératoires. Un suivi quotidien sera assuré pour tous les animaux, avec une attention particulière portée à l’état général, au comportement, à la mobilité et à l’alimentation-hydratation ainsi qu’à la vérification du bon état de la plaie. Des points limites précoces ont été fixés (perte de poids et problèmes de motricité essentiellement) afin d’anticiper toute souffrance ou dégradation de l’état général liée à la tumeur. Toute altération du bien-être entraînera une prise en charge adaptée ou une euthanasie anticipée si nécessaire. Le transport des animaux vigiles entre l’animalerie et le site d’imagerie IRM (Imagerie par Résonance magnétique), sans passage à l’extérieur, sera réalisé en maintenant une température optimale par l’intermédiaire de bouillotes chauffantes placées sous les cages. Toutes les manipulations potentiellement stressantes ou douloureuses (injection du composé radiomarqué, imageries) seront réalisées sous anesthésie générale, garantissant l’absence de douleur et de stress. Les animaux seront sous anesthésie générale pendant toute la durée des procédures de l’injection du composé radiomarqué jusqu’à la fin des examens. Lors des sessions d'imageries, les animaux sont placés dans un lit chauffant avec surveillances respiratoire et cardiaque et le niveau d’anesthésie sera surveillé et adapté si besoin pour garantir un état stable et sécurisé des animaux. Leur réveil se fera dans un environnement calme et sous surveillance. L’ensemble des manipulations sera réalisé par du personnel qualifié et expérimenté.
Choix des espèces
Les modèles rat et souris sont les plus couramment utilisés pour les études en oncologie. Les rats constitue l'espèce de référence compte tenu de leur accessibilité et de leur facilité de manipulation. Le choix de cette espèce se justifie également par la taille du cerveau plus importante pour l'implantation intracérébrale de la tumeur dont le volume deviendra suffisamment important pour s'affranchir des limitations de résolution de l'imagerie. Des rats immunodéprimés ont été choisi afin d'éviter le rejet de greffe de cellules tumorales d'origine humaine. Des rates âgées de 8-9 semaines (6-7 semaines au moment de la greffe et 7-8 semaines à la réception) seront utilisées à un stade où la croissance crânienne est achevée.
Evaluation de la toxicité cutanée aiguë de substances chez le rat femelle Wistar
- Tests réglementaires
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Aucun antidouleur ne peut leur être administré, puisqu'il s'agit d'une étude de toxicité. 120 rates Wistar au maximum vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, toutes tuées puis autopsiées. Rasées sous anesthésie, elles reçoivent sur le dos et les flancs une dose unique et volontairement maximale de l'une des vingt substances à tester, maintenue au contact de la peau pendant vingt-quatre heures en cage individuelle, avant quatorze jours d'observation. Seules des femelles sont utilisées, le porteur les décrivant comme plus sensibles que les mâles aux effets toxiques, et justifiant l'ensemble par un projet "requis par la loi" pour lequel le remplacement "n'est pas envisageable".
Objectifs
La toxicité est la mesure de la capacité d’une substance à provoquer des effets néfastes et mauvais pour la santé ou la survie chez toute forme de vie (animale telles qu’un être humain, végétale, fongique, bactérienne), qu'il s'agisse de la vitalité de l'entité ou d'une de ses parties (ex : peau, foie, reins, poumons.... chez l'animal). La toxicité cutanée aiguë est l'effet néfaste qui se produit dans un court laps de temps et qui résulte de l'administration par application cutanée d'une dose unique d'une substance. Une étude de toxicité aiguë aboutit classiquement à la détermination de la dose maximale tolérée (DMT). La DMT cutanée est la valeur dérivée d'une dose unique de substance dont l'administration par application cutanée peut provoquer des signes clairs de toxicité mais sans effets toxiques graves ni de mortalité. C'est une technique exploratoire, permettant de "trier" les produits les plus toxiques et le but d’une étude de toxicité cutanée aiguë est d'évaluer les effets d'une exposition à une forte dose préalablement à la réalisation d’études d’efficacité. L’objectif de ce projet d’une durée de 5 ans, réalisé selon les exigences réglementaires, sera d’évaluer la toxicité éventuelle de 20 substances, naturelles et/ou chimiques, administrées par application cutanée en traitement unique avec une dose de départ choisie en fonction des connaissances sur chacune de ces substances. Ces études seront réalisées chez des rats femelles uniquement, considérées comme étant plus sensibles que les mâles aux effets potentiellement toxiques de substances. Chaque étude sera réalisée de façon séquentielle afin d’évaluer la toxicité des substances testées. Les animaux seront rasés préalablement à l’application cutanée de chacune des substances à tester qui seront maintenues au contact de la peau pendant 24 heures. Les animaux seront observés et évalués régulièrement pendant ces 24 heures et plus particulièrement pendant les 6 premières heures suivant l’application cutanée, et au bout de 24 heures tout résidu de substance sera éliminé. Les animaux seront ensuite observés quotidiennement au cours des 14 jours de suivi, week-end et jours fériés compris, afin de détecter tout signe de toxicité cutanée et générale, comportement anormal ou atteinte de point limite pouvant nécessiter leur euthanasie. Les animaux seront pesés régulièrement pendant les 14 jours de suivi jusqu’à leur euthanasie avant la réalisation d’une autopsie macroscopique.
Bénéfices attendus
Le développement de nouveaux produits de traitement et de dispositifs médicaux pour traiter des pathologies inflammatoires cutanées, ou pour permettre la cicatrisation de plaies cutanées, nécessite de s’assurer que ces futurs produits de traitement n’induiront aucun effet toxique cutanée suite à leur application. Il est donc nécessaire d’en faire leur évaluation toxicologique en testant des doses beaucoup plus élevées que celles qui seront utilisées chez l’Homme afin d’avoir un facteur de sécurité suffisant. Les études de toxicité cutanée aiguë permettent de prouver la sécurité pour la santé humaine de nouvelles substances pharmaceutiques et de les classer en fonction de leur niveau de danger pour ceux pour lesquels aucune estimation de valeur ponctuelle de toxicité n’est disponible. Elles constituent une première étape dans le développement pharmaceutique de ces nouvelles substances avant l’évaluation de leur efficacité dans des modèles précliniques au niveau cellulaire puis sur un organisme entier. L’enjeu social est donc de prouver l’absence éventuelle de toxicité de substances naturelles et/ou chimiques à visée pharmaceutique pour une utilisation future chez l’homme.
Procédures
La totalité des rats utilisés dans ce projet, entre 20 et 120 au maximum, sera soumise à 2 anesthésies de courte durée, 5 minutes environ, pour effectuer le rasage du dos et des flancs et 24 heures plus tard l’application cutanée des substances à évaluer et la mise en place d'un système de maintien pour conserver les substances au contact de la peau pendant 24 heures.
Impact sur les animaux
L’administration d’une forte dose unique de substance est susceptible d’induire des signes de toxicité cutanée, avec ou non une réversibilité, mais pas d’effets toxiques graves ni de mortalité. Cependant, de tels effets toxiques graves tels qu’une perte de poids importante, des signes cliniques de toxicité, voire une mortalité, ne peuvent être exclues. Ces effets pourraient être observés rapidement, le jour même de l’application cutanée d’une substance et dans les heures suivant celle-ci, ou avoir lieu sur un temps plus ou moins prolongé allant d’un à plusieurs jours après application cutanée de la substance. La mise en place d’un système de maintien au contact de la peau pendant 24 heures des substances testées nécessite le placement en cage individuelle pendant cette durée pour éviter le retrait de ce système de maintien par les autres congénères de la cage, et l’ingestion de substance par le rat traité ou par ses congénères.
Devenir
Procédure expérimentale n° 1 (seule procédure expérimentale) : les 120 rats au maximum nécessaires à la réalisation de ce projet seront euthanasiés avant la réalisation d’une autopsie macroscopique des organes et tissus pour s’assurer de l’innocuité des substances testées
Remplacement
Le remplacement des expérimentations animales par des méthodes alternatives n’est pas envisageable dans le contexte de ce projet, projet requis par la loi. Il n’est en effet pas possible d’utiliser des modèles in vitro ou ex vivo permettant d’évaluer la toxicité cutanée de substances sur un organisme entier et sur un temps prolongé. Cela ne peut être appréhendé qu’in vivo sur un modèle animal.
Réduction
Nous utiliserons le nombre minimum d’animaux nécessaire à la réalisation de cette évaluation toxicologique de substances permettant d’obtenir des résultats prédictifs quant aux objectifs envisagés, selon les recommandations internationales en vigueur. La dose initiale de chacune des substances à évaluer sera choisie en fonction des connaissances sur chacune des substances à évaluer et sera la plus élevée possible. Cette dose initiale sera choisie comme spécifié dans la ligne directrice qui sera suivie en fonction des informations disponibles pour chacune des substances à évaluer. Suivant le nombre de doses à utiliser, 1 à 6 rats maximum seront nécessaires pour chacune des 20 substances à évaluer. Aucune analyse statistique ne sera effectuée pour l’ensemble de ce projet.
Raffinement
Une attention toute particulière sera portée aux animaux après l’application cutanée des substances à évaluer. Les animaux seront ainsi observés très régulièrement pendant les 24 heures suivant l’application cutanée de chacune des 20 substances à évaluer, et plus particulièrement pendant les 6 premières heures. Ils seront ensuite observés quotidiennement au cours des 14 jours de suivi, week-end et jours fériés compris, afin de détecter tout signe de toxicité, tout comportement anormal ou atteinte de point limite. Les animaux seront pesés régulièrement pendant les 14 jours de suivi jusqu’à leur euthanasie avant la réalisation d’une autopsie macroscopique. Etant donné qu’il s’agit d’études de toxicité, aucune médication ne pourra être donnée aux animaux pour soulager leur éventuelle souffrance. Par contre si un animal présente un niveau de souffrance trop important se traduisant par des tremblements importants (convulsions), une paralysie, une immobilité complète, un arrêt de prise alimentaire…, il sera mis à mort en conformité avec les recommandations éthiques. Le jour et l’heure de son euthanasie seront notés avec le plus de précision possible et une autopsie macroscopique sera réalisée pour détecter toute anomalie en termes de forme, taille et couleur sur l’ensemble des organes et tissus des cavités abdominales et thoraciques et de la surface corporelle. Une analyse des organes et tissus anormaux observés, prélevés et fixés sera réalisée. Les rats seront hébergés collectivement dans des grandes cages transparentes, excepté pendant les 24 heures de contact des substances avec la peau où l’hébergement sera individuel, avec un enrichissement adapté. Les rats étant des animaux nocturnes, actifs donc la nuit, ils seront placés en cycle de lumière jour/nuit inversé (obscurité de 8h00 à 20h00) pour respecter leur rythme biologique et observer leur comportement pendant leur phase active.
Choix des espèces
Le rat est l’espèce animale la plus adaptée pour réaliser ce projet et celle qui est recommandée par la ligne directrice qui sera suivie pour mener de telles études de toxicité cutanée aiguë. Les animaux seront de jeunes rats âgés de 10-12 semaines à l’arrivée au laboratoire et de 11-13 semaines pour le démarrage des expérimentations, avec un poids de 275-300 g. Cela correspond au poids de rat recommandé par la ligne directrice qui sera suivie pour mener de telles études.
Système histaminergique et compensation vestibulaire dans un modèle de vestibulopathie chez le rat MODIFICATION
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Tués à la fin des procédures pour que leur cerveau et leur sang soient analysés, 252 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une solution chimique détruisant les récepteurs de l'équilibre est injectée à travers le tympan d'une oreille, geste de 72 minutes par animal qui provoque vertiges, pertes d'équilibre, chutes, perte de poids et anxiété. Un médicament anti-vertigineux ou un placebo leur est ensuite administré chaque jour pendant trois, sept ou dix jours, avec tests comportementaux. Le porteur explique avoir quitté le modèle félin pour le rat parce que le syndrome vestibulaire y dure deux à trois semaines contre 90 jours chez l'humain, "gain temporel avantageux" pour tester des composés.
Objectifs
Ce projet porte sur le système vestibulaire, responsable de l’équilibre postural et locomoteur, ainsi que de la stabilisation du regard lors de mouvements de la tête. L’information perçue par les récepteurs vestibulaires localisés dans l’oreille interne est transmise via le nerf vestibulaire aux noyaux vestibulaires (situés dans le tronc cérébral). Un dysfonctionnement de ce système peut causer des symptômes tels que des vertiges, des déséquilibres, des chutes ou encore de l’anxiété, qui affectent la vie quotidienne des patients. La thérapie vestibulaire implique une rééducation vestibulaire et un traitement médicamenteux. Toutefois, le manque d’efficacité des médicaments utilisés ou encore la méconnaissance de leurs sites et mécanismes d’action représentent un obstacle de taille. Un médicament couramment utilisé en France dans la pathologie du vertige est la bétahistine. Certains de ses mécanismes d’action sont connus dans le modèle animal de lésion chirurgicale du nerf vestibulaire. Toutefois, ce modèle est comparable, en clinique, à une ablation curative du nerf vestibulaire, pratiquée uniquement dans le cas de schwannomes (tumeurs bénignes du nerf vestibulaire). Les effets et mécanismes d’action de ce médicament ne sont pas connus dans un modèle animal de lésion vestibulaire mimant des pathologies telles que la névrite ou la maladie de Ménière, qui sont plus couramment observées en clinique. L’objectif de ce projet est d’étudier les effets de la bétahistine sur un modèle de lésion vestibulaire induisant une inflammation telle qu’observée dans la névrite en clinique. Nous savons que la bétahistine augmente la concentration d’histamine, un neurotransmetteur qui module l’inflammation, dans le cerveau. De plus, des cellules intervenant dans l’inflammation sont importantes pour la récupération des fonctions vestibulaires. Ainsi, nous supposons que ce traitement va favoriser des mécanismes essentiels à la compensation vestibulaire via des récepteurs à l’histamine dans ce modèle. Enfin, nous supposons que la bétahistine aura un effet anxiolytique dans notre modèle car elle module un neurotransmetteur intervenant dans l’anxiété (sérotonine). Des tests comportementaux, l’utilisation de molécules chimiques bloquants des récepteurs à l’histamine (antagonistes), ainsi que des analyses sur les tissus des animaux nous permettront de réaliser ce projet.
Bénéfices attendus
Les désordres vestibulaires touchent un tiers des adultes de plus de quarante ans aux Etats-Unis. En France, les vertiges constituent un des motifs prépondérants de consultation chez le généraliste, avec plus de 15 millions par an. En Allemagne, la prévalence des troubles vestibulaires est de 6,5% selon une étude épidémiologique. Ainsi, les désordres vestibulaires représentent un enjeu de santé publique majeur et l’étude des désordres vestibulaires ainsi que des traitements pharmacologiques utilisés restent primordiaux. Les tests comportementaux utilisés dans ce projet sont nécessaires afin d’étudier les déficits vestibulaires et leur compensation. Le modèle de lésion utilisé dans ce projet est un modèle se rapprochant de pathologies humaines telles que la vestibulopathie périphérique aiguë (névrite) ou la maladie de Ménière. Il mime des symptômes vestibulaires retrouvés chez l’humain. A court terme, ce modèle animal et ces tests comportementaux vont permettre d’observer l’efficacité de la bétahistine (traitement étudié prescrit en clinique humaine) sur les symptômes posturo-locomoteurs induits par la pathologie et également sur l’anxiété des animaux. D’un point de vue fondamental, nous mettrons en évidence l’impact de ce traitement sur l’inflammation et sur l’anxiété des animaux dans un contexte de pathologie vestibulaire. Nous préciserons également le rôle de l’histamine dans la pathologie vestibulaire. Enfin, ce projet permettra d’élucider la compensation vestibulaire à un niveau plus global que seulement au sein des noyaux vestibulaires. Plus globalement, d’un point de vue clinique, ce projet pourrait amener à des nouveaux mécanismes quant aux fonctionnements d’un composé pharmacologique de référence prescrit en clinique. A plus long terme, les résultats obtenus permettront d’adapter la prise en charge médicamenteuse des patients afin de mieux traiter les pathologies vestibulaires.
Procédures
Pour induire des vertiges, un groupe d’animaux est soumis à une injection transtympanique d’une solution chimique détruisant les récepteurs vestibulaires de l’oreille interne alors qu’un autre groupe d’animaux reçoit une solution saline. L’injection transtympanique a lieu une fois, chez l’ensemble des animaux de l’étude. Avant la lésion, les animaux sont soumis à une injection d’analgésique 30 minutes avant d’être placés sous anesthésie gazeuse et un anesthésique local est appliqué 5 minutes avant incision. L’injection transtympanique se fait dans l’oreille moyenne des animaux en utilisant une aiguille. Les gestes décrits ci-dessus durent 72 minutes par animal. L’administration d’un marqueur de la prolifération cellulaire a lieu une seule fois, chez les animaux, au 3ème ou 7ème jour après la lésion vestibulaire. L’administration d’un médicament anti-vertigineux ou du placebo a lieu une fois par jour chez de nombreux animaux. Elle s’effectuera pendant les 10 jours qui suivent la lésion pour les animaux soumis aux tests comportementaux ou pendant les 3 ou 7 jours après la lésion pour les animaux non soumis aux tests comportementaux qui sont utilisés afin d’étudier les effets à court terme du traitement. Les tests comportementaux ont une durée de 25 min10 secondes par animal à plusieurs délais (avant la lésion, J2, J3, J7, J15 et J30). Les tests effectués pour un groupe ont une durée correspondant à une matinée. Pour mesurer l’audition des animaux, les animaux sont anesthésiés pendant 40 minutes. Cette mesure est répétée à 3 délais chez un petit nombre d’animaux : avant la lésion, 3 et 30ème jour après la lésion. L’exposition à des stimuli sonores répétés, sont calibrés en intensité et en durée, ce qui n’engendre pas de gêne auditive chez les animaux. Cependant, l’insertion des électrodes sous-cutanées peut provoquer une gêne passagère au point d’application et une anesthésie est pratiquée pour éviter cette gêne. Après cette mesure, les animaux peuvent présenter un stress au réveil de l’anesthésie.
Impact sur les animaux
Pour tous les animaux de ce projet, l’introduction d’un liquide dans l’oreille moyenne et l’incision cutanée (qui ont lieu lors de l’administration transtympanique) peuvent être source de douleur et d’inconfort. Dans les 3 procédures de ce projet, les mêmes effets indésirables sont prévus sur les animaux lésés. Les animaux soumis à une lésion transtympanique peuvent avoir un déficit d’hydratation dans les 24-48 heures après l’atteinte vestibulaire et une perte de poids est attendue chez ces animaux lésés. Le syndrome vestibulaire conduit à d’autres effets indésirables tels que des problèmes de maintien de posture et de perte d’équilibre. Également, l’anxiété est connue pour être une des composantes du syndrome vestibulaire. L’injection des antagonistes (quotidiennement durant 10 jours), l’injection d’un marqueur de la prolifération cellulaire (une fois, J3 ou J7 post-lésionnel) ainsi que l’injection d’un analgésique (une fois avant l’administration transtympanique et une fois avant la mise à mort de l’animal) peuvent être perçues comme une nuisance par l’animal. L’ensemble du groupe d’animaux testé est délocalisé hors de son environnement (correspondant à la salle d’hébergement de l’animalerie) pendant une matinée aux différents délais des tests comportementaux (délais pré-administration, J2, J3, J7, J15 et J30 post-lésionnels). Cela pourrait être perçu comme une nuisance par l’animal. L’exposition à des stimuli sonores répétés, sont calibrés en intensité et en durée, ce qui n’engendre pas de gêne auditive chez les animaux. Cependant, l’insertion des électrodes sous-cutanées peut provoquer une gêne passagère au point d’application. Après mesure de l'audition, les animaux peuvent présenter un stress au réveil de l’anesthésie.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin des procédures et le sang et les tissus seront récupérés pour procéder à des analyses. Il est nécessaire de procéder à des dosages et marquages histologiques spécifiques dans le cerveau des animaux utilisés dans ce projet afin d’élucider les effets de notre médicament dans notre modèle animal. Le sang récupéré permettra de procéder à des dosages de marqueurs spécifiques du stress et de l’anxiété. Ces mises à mort sont nécessaires pour la mise en évidence des effets à court et à long terme du traitement.
Remplacement
Il existe des alternatives n’utilisant pas de modèles animaux telles que la méthode in silico ou encore in vitro. La méthode in silico utilise des modèles informatiques dans le but de prédire ce qui se passerait dans la réalité. Il n’existe pas à l’heure actuelle de modèle informatique mimant de manière aussi complexe la physiologie et la physiopathologie du syndrome vestibulaire. Un autre modèle serait le modèle in vitro qui consiste en l’étude d’éléments hors de leur environnement en conditions définies et contrôlées. Puisque nous avons besoin de l’individu dans son ensemble, autant au niveau cérébral qu’au niveau périphérique (informations quant à la posture et concernant l’état d’anxiété des animaux), nous ne pouvons pas substituer le modèle animal par ces modèles.
Réduction
Afin de respecter le principe de réduction, les rats correctement lésés lors de l’apprentissage de la lésion par l’expérimentateur seront inclus dans l’étude pilote. De plus, cette étude sera effectuée dans le but de permettre une mise à mort des animaux à deux délais au lieu de trois délais différents (J3 ou J7 post-lésionnel et J30 post-lésionnel). L’étude de ces deux délais est nécessaire afin d’élucider les effets à court terme du traitement et la prolifération cellulaire (J3 ou J7 post-lésionnel) mais aussi afin de comprendre les effets à long terme du traitement et la survie et différenciation cellulaire (J30 post-lésionnel). De plus, les animaux mis à mort au 30ème jour après la lésion pour les investigations cellulaires sont les animaux soumis aux tests comportementaux. Également, il a été choisi de faire un test qualitatif permettant d’observer l’expression de plusieurs protéines pro- et anti-inflammatoires, pouvant être modulées dans le syndrome vertigineux. Ce test permettra de cibler les protéines à étudier en profondeur en utilisant des tests semi-quantitatifs et ainsi de ne pas multiplier le nombre d’essai et d’animaux. Enfin, les mêmes animaux seront utilisés afin de réaliser l’ensemble des études biochimiques (correspondant aux dosages des protéines et des marqueurs du stress et de l’anxiété). Le nombre d’animaux a été réduit au maximum pour chaque groupe en fonction de l’expérience précédente de l’équipe et avec l’aide d’un statisticien. Enfin, la répartition des animaux dans les groupes sera randomisée et l’expérimentateur travaillera en aveugle. Dans la dernière procédure de ce projet, les groupes qui auront préalablement été faits lors de la procédure précédente ne seront pas répétés afin de limiter le nombre d’animaux.
Raffinement
Notre modèle d’étude est un modèle de vestibulopathie unilatérale périphérique aiguë, obtenu par une administration transtympanique (TT) d’un composé ototoxique. Avant cette administration TT, les animaux sont anesthésiés pour éviter tout inconfort ou angoisse. Leur température est maintenue avec une couverture chauffante thermorégulée par une sonde anale et une solution d'hydrogel est appliquée sur leurs yeux pour assurer une hydratation oculaire. Après l’administration TT (ou lésion), l’animal est observé jusqu'à récupération de l’anesthésie. Avant le réveil, l’animal est hydraté (injection sous-cutanée d’un liquide) afin de compenser les pertes liquidiennes associées à la lésion. Les biberons sont équipés d'une pipette allongée pour faciliter l’hydratation et une solution nutritionnelle complète est déposée dans la cage pour assurer une bonne alimentation durant 1 semaine. Un examen clinique journalier à la même heure sera effectué afin de surveiller l’état des animaux prévenant une souffrance de ces derniers : allure du pelage, prostration, état des oreilles et des yeux. Puisqu’une perte de poids est un effet indésirable connu suite à une lésion vestibulaire, un suivi de poids régulier sera également effectué. L’administration TT n’occasionne pas de douleur post-opératoire et ne nécessite donc pas d’administration d’analgésiques. Elle est pratiquée en clinique chez les patients sans anesthésie préalable pour détruire le vestibule chez des patients résistants aux traitements pharmacologiques et souffrants de syndromes vestibulaires invalidants. Tous les animaux sont soumis à une phase d’habituation à l’expérimentateur ainsi qu’à la salle d’expérimentation pendant une semaine limitant ainsi tout stress ou angoisse potentielle. Les co-porteurs du projet sont formés en expérimentation animale (niveau concepteur de projet) et sensibilisés au bien-être animal. MODIFICATION : en cas de besoin, une crème sera appliquée en soins post-opératoires (2×/jour, 1–2 semaines) pour améliorer le confort et limiter la variabilité liée aux complications locales. Lors des enregistrements électrophysiologiques, une anesthésie locale est réalisée aux points d’insertion des électrodes. La température est maintenue par couverture chauffante.
Choix des espèces
La compensation vestibulaire est un processus présent chez les mammifères. Précédemment, notre laboratoire étudiait le modèle félin, espèce la mieux adaptée au comportement d’équilibration. Les tests comportementaux utilisés chez le chat ont ensuite été adaptés chez le rat. Le modèle rongeur présente de nombreux avantages en termes de manipulation et il reproduit le syndrome vestibulaire rencontré chez différentes espèces, dont l’humain. De plus, la durée totale du syndrome vestibulaire est significativement réduite chez le rat (2 à 3 semaines) par rapport à l’humain (90 jours). Ce gain temporel est avantageux pour l’étude de composés anti-vertigineux et pour la compréhension des mécanismes neurobiologiques responsables du syndrome. De plus, à un niveau cellulaire, nous retrouvons les mêmes modifications post-lésionnelles que celles observées chez le chat (production de cellules, modification dans l’inflammation et dans les marqueurs de l’excitabilité neuronale). La présente étude s’intéresse aux processus de compensation post-lésionnelle adultes présents après lésion vestibulaire et à l’effet anxiolytique de la bétahistine. L’étude de ces mécanismes dans les noyaux vestibulaires sera donc réalisée sur des rats adultes (10 à 13 semaines), afin de s'assurer d’être sorti de la période développementale. Pour un rat, la maturation des neurotransmetteurs et la densité synaptique est atteinte à plus de 8 semaines. De plus, en période développementale, un marqueur de l’excitabilité neuronale (co-transporteur membranaire) est moins exprimé qu'à l'âge adulte. Puisque nous étudions cet élément comme étant une des modifications post-lésionnelles, il est nécessaire d'avoir des rats adultes d'au moins 10 semaines pour tester nos différents composés et avoir une maturation complète du système nerveux central.