Enseignement supérieur

36 rattes vont être utilisées, toutes tuées par inhalation de CO2 pour prélever leur utérus, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune subit une ovariectomie sous anesthésie puis des injections quotidiennes de stéroïdes pendant six jours. Ces actes servent des travaux pratiques de licence, les gestes sur l'animal vivant étant réalisés par l'enseignant tandis que les étudiants ne manipulent que l'organe isolé. Le porteur justifie l'ensemble par les exigences du Programme Pédagogique National et affirme qu'aucune méthode ne reproduit les effets de l'ovariectomie sur l'"organisme entier".

Objectifs

Dans le contexte d’une formation de Licence de Sciences, Technologies, Santé, le présent projet s’inscrit dans une démarche globale d’initiation à l’expérimentation animale et aux règles éthiques en vigueur dans ce domaine, selon une organisation en 2 ans : - En deuxième année, les étudiants sont sensibilisés à l’acquisition numérique de signaux biologiques à partir de paramètres enregistrables chez l’homme. Ils sont également initiés à la manipulation des animaux dans le cadre d’enregistrements non invasifs de paramètres biologiques chez l’animal vigile. - En troisième année sont réalisés des travaux pratiques sur le rat anesthésié dans le cadre du projet faisant l’objet de la présente demande. L'utilisation d'animaux, ainsi que la chirurgie pratiquée par des personnels formés et habilités, constituent un apprentissage concret de la démarche scientifique et, surtout, des conditions et limites d'utilisation des animaux en expérimentation. Les aspects essentiels de la physiologie et de la pharmacologie seront mis en pratique par les étudiants grâce à la technique de l'organe isolé, permettant l’intégration de leurs connaissances théoriques. Le contexte scientifique du projet porte sur l'impact des hormones stéroïdes sexuelles sur les conséquences physiologiques au niveau de l'utérus, notamment en termes de contractilité et de sensibilité à des agents contracturants ou relaxants. La thématique générale vise ainsi à comprendre le contrôle hormonal de la gestation et de la parturition, ainsi que les mécanismes cellulaires associés au sein d’un système intégré. Ce projet constitue donc la première sensibilisation des étudiants à l'expérimentation animale.

Bénéfices attendus

Ce projet s’intègre dans une démarche de formation technique et scientifique fondamentale pour l’obtention d'une Licence scientifique dans le domaine de la biologie-santé. Il vise à familiariser les étudiants avec les approches précliniques et l’analyse de signaux biologiques. Dans ce cadre, les gestes sur l’animal vivant sont réalisés exclusivement par du personnel formé et habilité. Les étudiants interviennent uniquement sur des préparations ex vivo (organe isolé), ce qui leur permet d’acquérir les bases méthodologiques de l’analyse physiologique et pharmacologique sans manipulation directe de l’animal vivant. La procédure est organisée sous forme d’un mini-projet intégrant les différentes étapes d’une démarche de recherche préclinique, jusqu’à la rédaction d’un compte rendu des données analysées et la présentation des résultats sous forme d’un exposé scientifique. Ce projet contribue ainsi à la formation des étudiants en vue de leur future activité professionnelle et notamment l’éducation aux 3R.

Procédures

En préopératoire, chaque ratte recevra un antalgique. La durée totale pour chaque contention et injection sera inférieure à 10 secondes. Sous anesthésie générale gazeuse, chaque ratte sera l’objet d’une ovariectomie qui n’excédera pas 60 min. En post-opératoire, les rattes auront une injection d'un antalgique (après 24h) puis des injections journalières sous-cutanées de stéroïdes pendant 6 jours.

Impact sur les animaux

Les nuisances attendues sont les effets connus du stress ainsi qu'une douleur transitoire au moment de la contention, des injections d’analgésique et de l’induction de l'anesthésie lors de la phase d'endormissement. Par la suite, les animaux ont une injection sous-cutanée journalière de stéroïdes qui n'est pas décrite comme irritante, ce qui a été constaté lors des deux précédentes autorisations de projet et publié dans des revues internationales. Un stress lié à la pesée individuelle des animaux et aux injections est possible.

Devenir

La procédure expérimentale n’autorise pas la réutilisation des animaux car nécessite un prélèvement de l'utérus pour la mesure en cuve à organe isolé. Tous les animaux seront mis à mort en fin d'expérience par inhalation de CO2 en caisson automatisé selon la réglementation en vigueur.

Remplacement

Ce projet vise à répondre aux exigences du Programme Pédagogique National prévoyant des travaux pratiques d’initiation à l’évaluation de fonctions physiologiques et de l’activité biologique de molécules médicamenteuses dans un contexte préclinique sur des modèles animaux in vivo. Il constitue un apprentissage concret de la démarche scientifique ainsi que des conditions et limites d’utilisation des animaux dans un cadre expérimental adapté à la formation. A ce jour, aucune méthode alternative ne permet de reproduire de manière intégrée les conséquences physiologiques de l'ovariectomie suivie d’une imprégnation hormonale sur l'organisme entier.

Réduction

La mutualisation des utérus et des résultats entre plusieurs groupes de travaux pratiques permet d’atteindre un nombre minimal d'animaux compatible avec le maintien de la qualité pédagogique et scientifique de la formation. Ainsi, le nombre d'animaux est réduit de moitié, passant de 4 animaux par groupe de TP dans la configuration précédente à 2 animaux par groupe de TP dans la nouvelle organisation. Pour un effectif maximal de 6 groupes de TP, le besoin annuel est de 12 rattes. Sur la durée totale du projet (3 ans), le nombre total d’animaux s’élève donc à 36 rattes, soit une réduction globale de 36 animaux par rapport au projet antérieur.

Raffinement

Les animaux sont hébergés par groupe de 2 dans des cages ventilées et adaptées au nombre et à l’espèce, avec enrichissement du milieu et accès ad libitum à la nourriture et à l’eau. Ils bénéficient d’une période d’acclimatation de 14 jours à compter de leur arrivée dans l’animalerie. À l’issue de cette période, une habituation progressive aux manipulations et à l’environnement expérimental sera réalisée 24 h avant la chirurgie afin de permettre leur adaptation à cet environnement spécifique. Les interventions chirurgicales sont réalisées sous anesthésie générale gazeuse dans des conditions de température contrôlée (tapis chauffant) avec utilisation d’Ocrygel. Une analgésie locale est assurée avant toute incision. Les animaux reçoivent une analgésie préemptive, au moins 30 min avant l’induction de l’anesthésie. À l’issue de la chirurgie, une analgésie efficace durant la phase douloureuse aiguë post-ovariectomie est pratiquée dans une stratégie d’analgésie multimodale visant à prévenir la sensibilisation centrale et à optimiser le bien-être animal ainsi que la récupération post-chirurgicale. Des analgésiques de type AINS sont également utilisés dans les 24h suivant la chirurgie. Les animaux opérés seront maintenus dans une zone chauffée jusqu’à leur réveil complet, puis remis dans leur cage d’origine selon les modalités décrites ci-dessus. L’ensemble des actes de contention, d’injections, de chirurgie et de mise à mort est effectué par l’enseignant qualifié et formé à l’utilisation des animaux à des fins scientifiques et à la chirurgie. Les étudiants assurent la surveillance per- et post-opératoire sous supervision directe de l’enseignant, en suivant une grille d’évaluation individualisée des signes cliniques pour chaque animal. Des seuils d’alerte ont été définis pour chaque phase expérimentale.

Choix des espèces

Le rat est une espèce de référence largement utilisée en recherche biomédicale pour l’étude de la physiopathologie et la pharmacologie. Son organisation anatomique et fonctionnelle, notamment au niveau des systèmes neuroendocriniens et reproducteurs, présente des similitudes pertinentes avec celles de l’Homme. La taille importante des deux cornes utérines chez la ratte permettra une mutualisation des utérus entre différents groupes de TP. Les animaux utilisés sont des rattes adultes matures sexuellement, pesant entre 250 g et 350g. Le recours à des animaux adultes est nécessaire afin de disposer d’un appareil reproducteur pleinement développé et fonctionnel, condition indispensable à la réalisation d’une ovariectomie et à l’étude des effets des traitements hormonaux. Par ailleurs, ce poids garantit une taille corporelle adaptée à la réalisation des gestes chirurgicaux dans des conditions optimales de sécurité et de précision technique.

Trois cents souris vont être utilisées puis tuées pour des travaux pratiques d'étudiants de licence, dans des procédures classées d'un niveau de souffrance modéré. Chaque animal est mis à jeun, anesthésié à l'isoflurane, subit une ponction sanguine intracardiaque terminale puis une dislocation cervicale, avant le prélèvement du foie, du pancréas, de la rate et du cerveau. Ces séances ont une finalité pédagogique, l'apprentissage de techniques d'hématologie et de biochimie, le sang d'une seule souris étant mutualisé entre quatre étudiants. Le porteur justifie le maintien d'animaux vivants par la nécessité d'étudier des paramètres sanguins dans un "organisme entier".

Objectifs

Ce projet s’inscrit dans le cadre de la formation universitaire d’étudiants en biologie et en sciences de la santé. Son objectif est d’aider les étudiants à mieux comprendre le fonctionnement du sang à l’aide d’un modèle animal couramment utilisé en recherche scientifique : la souris. Lors de ces travaux pratiques, les étudiants apprennent à observer et analyser les différents composants du sang. Ils réalisent notamment des frottis sanguins afin d’identifier les différentes cellules sanguines, étudient la résistance des globules rouges dans différentes conditions, et effectuent des comptages de cellules sanguines telles que les globules rouges, les globules blancs et les plaquettes. Les étudiants analysent également certains paramètres biochimiques du plasma sanguin, comme le taux de sucre et de lipides (cholestérol et triglycérides), afin de mieux comprendre l’équilibre physiologique de l’organisme. Ces activités permettent d’acquérir des compétences pratiques essentielles en hématologie et en biochimie, tout en développant une meilleure compréhension du fonctionnement du sang. Elles sont réalisées dans le respect strict des règles éthiques, du bien-être animal et des bonnes pratiques de laboratoire.

Bénéfices attendus

Ce projet présente un intérêt essentiellement pédagogique et scientifique. Il permettra aux étudiants de niveaux L2 et L3 d’acquérir des compétences pratiques indispensables en physiologie, hématologie et biochimie, à travers la manipulation d’un modèle animal murin largement utilisé en recherche biomédicale.

Procédures

Les animaux seront soumis à une procédure unique, terminale et non chirurgicale. Chaque souris sera placée sous anesthésie générale par inhalation d’isoflurane, puis un prélèvement sanguin intracardiaque sera réalisé. Ce prélèvement sera effectué une seule fois par animal, avant la mise à mort, afin de permettre l’analyse des paramètres hématologiques et biochimiques. Après le prélèvement, les animaux seront euthanasiés sous anesthésie, puis les organes d’intérêt (foie, pancréas, tissus adipeux, rate, cerveau) seront prélevés. La durée totale de la procédure par animal est estimée à 5 à 10 minutes, incluant l’induction anesthésique, le prélèvement sanguin et l’euthanasie. Aucune intervention sur animal vigile ni procédure chirurgicale n’est prévue dans ce projet. Ces procédures sont classées comme légèrement à modérément invasives, mais entièrement justifiées par les objectifs pédagogiques et menées dans le respect strict des principes des 3R

Impact sur les animaux

Les nuisances et effets indésirables attendus chez les animaux sont limités et de faible intensité, compte tenu de la nature strictement terminale des procédures. Les principales contraintes pour les animaux sont : • Mise à jeun de 6 heures, pouvant entraîner un inconfort transitoire (sensation de faim), sans impact significatif sur l’état de santé des animaux. • Anesthésie par isoflurane, susceptible d’induire un stress léger et transitoire lors de l’induction, rapidement supprimé par l’effet anesthésique. • Prélèvement sanguin par ponction cardiaque, réalisé sous anesthésie profonde, ne provoquant pas de douleur perçue par l’animal. • Euthanasie par dislocation cervicale, effectuée immédiatement après le prélèvement sanguin sur les animaux profondément anesthésiés Aucune douleur prolongée, souffrance chronique ou atteinte durable du bien-être animal n’est attendue, les animaux étant maintenus sous anesthésie jusqu’à l’euthanasie.

Devenir

Le prélèvement sanguin unique réalisé en fin de procédure est incompatible avec la survie des souris. En conséquence, les animaux ne peuvent être maintenus en vie à l’issue de la procédure. Ainsi, toutes les souris seront mises à mort immédiatement après ce prélèvement sanguin.

Remplacement

Le remplacement complet de l’utilisation d’animaux vivants n’est pas possible dans ce projet, car les objectifs pédagogiques nécessitent l’étude de paramètres physiologiques sanguins et biologiques dans un organisme entier, incluant les interactions entre les différents organes et systèmes. Cependant, le recours à l’animal est limité au strict nécessaire et justifié par l’impossibilité de reproduire fidèlement ces phénomènes par des modèles in vitro, des simulations numériques ou des supports pédagogiques virtuels. Lorsque cela est possible, des supports alternatifs (cours théoriques, vidéos pédagogiques, données expérimentales préexistantes) sont utilisés en amont afin de réduire le nombre d’animaux manipulés et de préparer les étudiants aux expérimentations.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés est strictement limité au minimum nécessaire pour atteindre les objectifs pédagogiques du projet. Environ 300 étudiants sont concernés. Chaque étudiant nécessite 170 µL de sang ; toutefois, afin de réduire le nombre d’animaux, les manipulations seront mutualisées. Ainsi, au minimum quatre étudiants travailleront sur la thématique de la numération formule sanguine (NFS) à partir d’un même échantillon (besoin total de 680 µL), correspondant à une seule souris. Cette organisation permet d’optimiser l’utilisation de chaque animal et de réduire significativement le nombre total de souris nécessaires. Par ailleurs, les organes d’intérêt (foie, pancréas, tissus adipeux, rate et cerveau) seront prélevés après la mise à mort et utilisés à d’autres fins pédagogiques dans le cadre des travaux pratiques, contribuant ainsi à maximiser l’exploitation scientifique de chaque animal.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en groupes dans les conditions habituelles de l’animalerie, le calme sera maintenu tant que possible dans la salle d’hébergement et une visite quotidienne sera réalisée. Pour le bien-être des souris, du matériel d’enrichissement permettant la construction de nid sera fourni en permanence avec un accès libre à la nourriture et la boisson. Une anesthésie générale sera réalisée avant la mise à mort.

Choix des espèces

La souris (Mus musculus), et plus particulièrement la souche C57BL/6J ou BALB/c, a été choisie pour sa forte pertinence scientifique et pédagogique. Des souris mâles et femelles seront utilisées, âgées de 4 à 20 semaines. L’âge et le sexe ne constituent pas des facteurs déterminants pour les objectifs pédagogiques du projet, qui portent principalement sur l’apprentissage des techniques de base en hématologie et en biochimie plasmatique. D’un point de vue scientifique, la souris est un modèle de référence en recherche biomédicale en raison de sa proximité physiologique avec l’humain, notamment pour l’étude des paramètres hématologiques et métaboliques. D’un point de vue technique, la large disponibilité des outils expérimentaux (anticorps, kits de dosage, réactifs), la standardisation des protocoles, ainsi que les coûts limités de maintenance, en font un modèle particulièrement adapté à un cadre d’enseignement universitaire.

Cathétérisés sous anesthésie générale pour mesurer leur fonction rénale, puis mis à mort sans réveil, 60 rats vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. L'objet n'est pas de produire des connaissances mais d'offrir à des étudiants un premier contact avec l'expérimentation sur animal vivant, à raison d'un rat pour deux étudiants. Le porteur justifie l'exercice par l'impossibilité de reproduire in vitro la complexité d'un "organisme entier". Il présente ce travail pratique comme une sensibilisation "au bien-être animal", alors que chaque rat est tué à l'issue.

Objectifs

L’objectif de ce travail pratique est d’offrir aux étudiants une première approche structurée de l’expérimentation sur animal vivant (mais endormi), en leur permettant d’observer et de mesurer quelques fonctions rénales chez le rat. Ce TP vise avant tout à les familiariser avec les bonnes pratiques de travail in vivo : compréhension du rôle de l’animal dans l’étude, respect des règles encadrant son utilisation, soin apporté à la manipulation et à la collecte de données. Il s’agit également, pour beaucoup d’entre eux, de leur premier contact avec un animal de laboratoire. À travers cette activité, les étudiants apprennent à réaliser des gestes simples en situation réelle, à comprendre l’importance de la précision et du respect des protocoles, et à se sensibiliser à la qualité des échantillons obtenus pour permettre une analyse fiable.

Bénéfices attendus

Ce TP permet aux étudiants d’acquérir des compétences essentielles en physiologie rénale et en techniques expérimentales impossibles à reproduire autrement qu’avec un modèle vivant. Il renforce leur compréhension de la physiologie à l'échelle inégrative et de l’interprétation de données biologiques. Sur le plan pédagogique, il favorise l’apprentissage rigoureux de gestes techniques, la compréhension concrète de la biologie intégrative (à l'echelle d'un organisme), la formation au respect de l’animal, à l’éthique et à la réduction du nombre d’animaux utilisés. Ce TP constitue ainsi un outil de formation complet, alliant exigence scientifique et sensibilisation au bien-être animal.

Procédures

Les rats sont utilisés dans le cadre d’un travail pratique réalisé sous anesthésie générale. Un traitement antalgique est administré avant l’anesthésie afin de prévenir toute douleur. Les animaux sont maintenus profondément endormis pendant toute la durée de l’expérience. Des dispositifs sont mis en place pour administrer des solutions, recueillir les urines et prélever du sang, afin d’étudier le fonctionnement du rein. L’ensemble des manipulations est effectué sans réveil de l’animal. À la fin de l’expérience, les rats sont mis à mort immédiatement, conformément aux règles en vigueur.

Impact sur les animaux

Les nuisances attendues sont limitées, principalement liées aux cathétérisations et à l’induction d’une diurèse et d’une hyperglycémie contrôlées. Toute douleur est prévenue par une analgésie préventive (buprénorphine) et par le maintien des animaux sous anesthésie générale profonde pendant toute la procédure, avec vérification systématique de l’absence de réflexes. Les effets physiologiques induits sont attendus, maîtrisés et réversibles, sans souffrance consciente. Les animaux ne sont pas réveillés et sont euthanasiés en fin de procédure par une méthode réglementaire. Le niveau de gravité est considéré comme modéré.

Devenir

Tous les animaux sont mis à mort en fin de procédure en raison du caractère terminal des interventions réalisées (notamment la cathétérisation invasive) et de leur sortie du confinement de l’animalerie (sortie en salles de TP), qui ne permet pas leur réintégration dans les structures d’hébergement. La mise à mort est réalisée selon des méthodes réglementaires, garantissant la minimisation de la douleur et de la souffrance.

Remplacement

Ce TP s’inscrit dans la formation d’étudiants dont le cursus implique une compréhension pratique de la physiologie animale. La complexité d’un organisme entier, notamment la régulation des fonctions rénales, ne peut aujourd’hui être reproduite in vitro. Il n’est donc pas possible de remplacer l’expérimentation animale par une approche cellulaire pour atteindre les objectifs pédagogiques et scientifiques de ce TP.

Réduction

Le nombre d’animaux est limité au strict minimum nécessaire. Chaque rat est utilisé par un binôme d’étudiants (1 rat pour 2 étudiants), et les résultats obtenus sont mutualisés au sein de la salle afin d’optimiser l’exploitation des données sans augmenter le nombre d’animaux. Cette organisation permet de garantir la validité pédagogique et scientifique tout en respectant la règle de réduction.

Raffinement

Les rats sont maintenus dans des conditions d’hébergement conformes à la réglementation, en binômes dans la même cage afin de respecter leur organisation sociale. La cage est enrichie avec des nids en papier kraft et des bâtonnets de bois à ronger pour favoriser le bien-être et l’expression de comportements naturels. Toutes les procédures sont réalisées sous anesthésie générale, avec une prise en charge de la douleur avant, pendant et après l’intervention, afin de minimiser l’inconfort et la souffrance conformément au principe de raffinement.

Choix des espèces

Les techniques et protocoles utilisés pour étudier la clairance de l’inuline et la réabsorption du glucose par le rein sont largement validés chez le rat, comme en témoignent de nombreuses publications scientifiques. Le rat constitue l’espèce de choix pour ce type d’expérimentation, en raison de la facilité de pose des cathéters et de la possibilité de réaliser des prélèvements sanguins et urinaires de volumes suffisants, supérieurs à ceux réalisables chez d’autres rongeurs comme la souris. Ces caractéristiques garantissent des mesures fiables et reproductibles, tout en limitant le nombre d’animaux nécessaires. Les animaux seront utilisés à l'âge adulte (environ 10 à 12 semaines), car ce TP se consacre à la physiologie rénale adulte.

Pour un travaux pratiques de master, 120 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Chaque animal reçoit une injection d'éthanol dans l'abdomen puis passe deux tests comportementaux, non pour produire des connaissances mais pour familiariser des étudiants aux techniques d'expérimentation. Les animaux proviennent d'un autre projet et, après mise à mort, leurs cadavres sont conservés pour de futurs travaux pratiques de physiologie. Le porteur décrit un enseignement qui prépare les étudiants se destinant à la recherche recourant à l'expérimentation animale.

Objectifs

Ce projet a pour objectif d'acquérir des connaissances concernant de grands répertoires comportementaux tel que la mémoire dans le respect de la réglementation et l’éthique en matière d’expérimentation animale. Ces objectifs peuvent être atteints en pratiquant différentes techniques et procédures d’exploration du comportement chez l’animal, ce qui est d’ailleurs plébiscité souvent par les professionnels lorsque nos étudiants sont en stage en entreprise ou en laboratoire. Les étudiants de Master ont généralement suivi un parcours adapté à la pratique de l’étude des comportements, avec notamment en Licence, l’introduction aux notions d’éthique animal et réglementations, d’approches de remplacement (travaux pratiques virtuels) ; ce projet représente donc un aboutissement de parcours de formation.

Bénéfices attendus

Dans cette enseignement, ce projet permettra aux étudiants qui envisagent de poursuivre leurs études dans le domaine de l'expérimentation animale, de mobiliser les concepts fondamentaux et de se familiariser avec des approches typiques des sciences du comportement pour traiter une problématique du domaine, d'analyser et synthétiser des données en vue de leur exploitation pour développer une argumentation avec esprit critique. Ce projet permettra également de sensibiliser les étudiants au respect des principes d’éthique, de déontologie et de responsabilité en matière d’expérimentation avec des animaux vivants. De plus, de façon secondaire dans les objectifs, les effets de l’éthanol sur les individus représenteront un aspect pédagogique non négligeable.

Procédures

Contention brève (quelques secondes) suivie de l'injection dans l'abdomen avant évaluation des effets de la substance administrée sur le comportement des animaux. Passage de deux tests comportementaux qui durent chacun au maximum 5 minutes.

Impact sur les animaux

Le stress modéré lié à la manipulation des animaux lors des travaux pratiques d'étude du comportement. Douleurs liées à la piqûre lors de l’injection abdominale.

Devenir

L'ensemble des animaux sera mis à mrot et les cadavres conservés en vue d'une utilisation lors de travaux pratiques de physiologie futurs.

Remplacement

Cet enseignement de niveau master est pertinent pour les étudiants désirant poursuivre leurs études dans les domaines de la recherche scientifique en Biologie ayant recours à l’expérimentation animale. Il s’agit d’un enseignement original et unique dans le cursus qui permet aux étudiants de se former à l'expérimentation animale dès leurs années de licence en s’initiant à des pratiques couramment utilisées lors de procédures expérimentales (approches virtuelles de remplacement + démonstrations par les enseignants) puis de master avec ce projet mettant en oeuvre l'utilisation d’animaux dans une étude comportementale (mise en œuvre in vivo). Ainsi, lors de leur cursus de Licence, les étudiants ont déjà pu se familiariser avec les méthodes de remplacement telles que la simulation; aussi ce projet est très complémentaire avec une approche in-vivo.

Réduction

Les animaux utilisés dans ce projet proviendront d'un autre projet dispensé par ailleurs. Cet enseignement qui est proposé depuis plusieurs années connaît un succès réel et comporte au maximum 2 groupes de travaux pratiques de 16 étudiants chacun. Pour assurer le bon déroulement des séances pratiques et afin de mieux faire respecter le bien-être animal, chaque groupe est divisé en quatre sous-groupes de 4 étudiants chacun. Chaque groupe est encadré par 2 enseignants-chercheurs certifiés en vertu des recommandations de l‘inspection vétérinaire. En fonction des disponibilités d’animaux redirigés de précédentes études, 3 animaux seront utilisés par sous-groupe, soit un total de 12 souris par groupe de travaux pratiques, soit un total de 24 souris par année universitaire.

Raffinement

Pendant toute la durée du projet, les animaux seront traités selon la réglementation par du personnel compétent, ils seront surveillés quotidiennement par les expérimentateurs (enseignants intervenant dans le projet) ou le zootechnicien de façon à évaluer leur état physiologique et leur comportement. Les animaux seront hébergés avec un enrichissement des conditions d'hébergement avec des buchettes de bois pour satisfaire leur besoin de ronger et des tunnels en carton pour leur permettre de se cacher et d'explorer leur environnement. L’estimation de l’inconfort et la douleur sera mise en place avec une surveillance quotidienne et l'application des points limites lors de l’hébergement (isolement, yeux fermés, dos voûté, poils hérissés, immobilité, déshydratation, yeux et abdomen creux, etc…). Tous ces paramètres concernent la phase d’hébergement à l’animalerie. Des points limites plus spécifiques sont adoptés lors de la procédure envisagée (prostration dans un secteur du labyrinthe, difficulté à se déplacer dans les dispositifs, difficulté pour se déplacer dans l’eau dans la piscine de Morris avec un risque d’épuisement, etc …).

Choix des espèces

La souris est une espèce animale couramment utilisée dans les projets de formation pour ses caractéristiques physiologiques et comportementales bien décrites. Ces animaux présentent donc toutes les qualités requises par rapport aux exigences qui sont ont imposées par ce type d’enseignement. D’autre part, les étudiants ont déjà pu suivre lors des années précédentes des démonstrations mettant en jeu des espèces rongeurs lors d'autres travaux pratiques. En fonction des disponibilités, des souris adultes âgés de plus de 10 semaines provenant d’autres projet seront utilisées.

Rendre l'élevage de truites plus résistant aux canicules : 270 truites arc-en-ciel juvéniles sont soumises pendant 18 jours à un manque d'oxygène, à des températures proches de leur limite physiologique, ou aux deux, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Toutes sont ensuite anesthésiées puis tuées par surdosage de tricaïne pour prélever leur système digestif. Le porteur annonce une léthargie initiale et une baisse de prise alimentaire de 15 à 20 %, qu'il présente comme temporaire, et n'attend aucune mortalité. Il justifie ces conditions en indiquant qu'elles correspondent à ce que les poissons rencontrent dans le milieu naturel, et rappelle que la truite arc-en-ciel est l'espèce piscicole la plus produite en France.

Objectifs

Ce projet vise à évaluer les mécanismes de réponse cellulaire du système digestif de la truite arc-en-ciel (Oncorhynchus mykiss) soumis à un stress thermique et à une diminution de la disponibilité en oxygène dans le milieu (hypoxie).

Bénéfices attendus

Le principal bénéfice attendu de ce projet est la production de données expérimentales solides sur les mécanismes cellulaires et moléculaires impliqués dans la réponse du système digestif de la truite arc-en-ciel (Oncorhynchus mykiss) soumise à un stress thermique et hypoxique. Ces connaissances apporteront des éléments essentiels pour identifier les cibles physiologiques et moléculaires clés permettant des interventions nutritionnelles adaptées, nécessaires pour renforcer la résilience des poissons face aux épisodes de canicule, dont la fréquence augmente avec le changement climatique.

Procédures

Les animaux seront soumis, pendant une durée de 18 jours, à des contraintes spécifiques, en fonction du groupe de traitement : • Traitement 2 : exposition à des conditions hypoxiques. • Traitement 3 : exposition à des contraintes de température. • Traitement 4 : exposition à des contraintes combinées de température et d’hypoxie. • Traitement 5 : exposition à des contraintes de température. • Traitement 6 : exposition à des contraintes combinées de température et d’hypoxie. À la fin de la période expérimentale, les poissons seront capturés par du personnel formé et expérimenté, anesthésiés dans un bain de tricaïne méthanesulfonate, puis euthanasiés par surdosage de tricaïne.

Impact sur les animaux

Le stress thermique et hypoxique auquel les animaux seront soumis est susceptible d’induire une léthargie au début, le temps que les poissons s'habituent, mais cette gêne sera temporaire. Par ailleurs, la prise alimentaire diminuera, mais cette réduction sera faible (de 15 à 20% retour d’expérience sur des expérimentations similaires), car l'impact global reste limité en raison de l'exposition à des températures proches de la limite physiologique des poissons. Aucune mortalité n’est attendue, du moins pas en conséquence de la manipulation des animaux, des conditions expérimentales ou des modifications physiques de leur environnement.

Devenir

Tous les poissons impliqués (270 animaux) seront euthanasiés afin de prélever des tissus pour les analyses biologiques et biochimiques essentielles aux objectifs du projet.

Remplacement

L’objectif de cette étude est d’examiner les mécanismes cellulaires et moléculaires impliqués dans la réponse digestive de la truite arc-en-ciel (Oncorhynchus mykiss) lorsqu’elle est exposée à un stress thermique et hypoxique. Ces processus physiologiques reposent sur des interactions complexes et intégrées entre plusieurs tissus du système digestif, qui ne peuvent pas être reproduites de manière fiable par des approches in vitro (culture cellulaire) ou in silico (modélisation informatique). Par conséquent, le recours à des animaux vivants est indispensable afin d’obtenir des données précises et biologiquement pertinentes sur les impacts physiologiques de ces facteurs de stress environnementaux dans des conditions expérimentales contrôlées.

Réduction

Le plan expérimental a été soigneusement conçu pour utiliser un nombre minimal de poissons, tout en garantissant la rigueur scientifique et la reproductibilité des résultats. L’étude comprend six traitements (un témoin et cinq conditions de stress), chacun répliqué dans trois bacs, soit un total de 18 bacs, avec 15 truites arc-en-ciel juvéniles par bac, pour un total de 270 poissons. Cette taille d’échantillon et ce niveau de réplication ont été déterminés afin de fournir une puissance statistique suffisante pour détecter les effets des traitements sur les réponses moléculaires, tout en évitant une surreprésentation inutile. Les poissons seront répartis aléatoirement dans les bacs et acclimatés avant le début des traitements expérimentaux, afin de minimiser la variabilité et de maximiser les informations obtenues de chaque individu. De plus, le choix des conditions de stress et de la réplication des bacs a été guidé par l’expérience préalable et la littérature scientifique, dans le but de réduire le nombre d’animaux tout en maintenant la robustesse et la fiabilité des résultats.

Raffinement

Dans le cadre de ce projet, plusieurs mesures seront mises en œuvre afin d’améliorer le bien-être animal et de minimiser la douleur, la souffrance et le stress : • Les conditions d’hébergement seront optimisées en termes de nutrition, densité de peuplement, qualité de l’eau et photopériode. • Les stress thermiques et hypoxiques appliqués dans l’étude correspondent à des conditions naturellement rencontrées par les animaux dans le milieu naturel, ce qui limite l’introduction de facteurs de stress artificiels. • Une surveillance continue des animaux sera assurée afin de détecter précocement tout signe de détresse et de permettre la mise en place rapide de mesures correctives. Ces mesures garantissent que les procédures expérimentales sont conduites conformément aux principes de raffinement, en priorisant le bien-être des animaux tout en maintenant la validité scientifique de l’étude. Le bien-être animal sera évalué quotidiennement à l’aide d’une grille de scoring basée sur des points limites prédéfinis. Les critères pris en compte incluront : comportementaux : prostration ou isolement prolongé, anomalies de nage, diminution marquée de la prise alimentaire, positions inhabituelles dans la colonne d’eau ; physiques : altérations de l’état corporel, lésions cutanées, signes de pathologies ou dégradation de l’aspect général. En cas d’atteinte d’un seuil critique (score ≥3 pour l’un des critères), l’animal concerné sera euthanasié sans délai, conformément aux procédures réglementaires en vigueur, afin de prévenir toute souffrance inutile.

Choix des espèces

La truite arc-en-ciel (Oncorhynchus mykiss) est l’espèce piscicole la plus produite en France et présente une importance agronomique et commerciale majeure. Cependant, cette espèce est de plus en plus confrontée à la fréquence et à l’intensité croissantes des vagues de chaleur liées au changement climatique. Ces épisodes thermiques peuvent avoir des effets sévères sur sa physiologie, sa croissance et sa survie. Ainsi, l’identification de stratégies d’atténuation efficaces constitue une priorité pour assurer à la fois la durabilité de l’aquaculture et le bien-être des animaux. Pour développer de telles stratégies, il est essentiel de comprendre comment la température et la disponibilité en oxygène influencent le métabolisme cellulaire du système digestif de la truite arc-en-ciel. Les poissons auront un poids moyen compris entre 20 et 40 g au début de l’expérience, ce qui indique qu’ils seront au stade juvénile. Cette taille permettra de réaliser les expériences dans des conditions optimales au sein de l’unité expérimentale, tout en étant suffisamment grande pour prélever des échantillons de tissus digestifs en quantité adéquate pour les différentes analyses moléculaires ultérieures.

Pour un travail pratique destiné à des étudiants de master, 108 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une partie reçoit une injection de streptozotocine trois semaines avant la séance pour être rendue diabétique, d'autres sont des rats génétiquement diabétiques, et tous subissent le jour du travail pratique une injection de glucose, six prélèvements de sang par incision de la queue et deux à deux heures trente de manipulations, avant d'être tués. Le porteur affirme qu'aucune alternative non animale ne permet d'atteindre les "objectifs pédagogiques fixés" et que l'utilisation de rats est "indispensable" pour observer la régulation glycémique. Sur le choix de l'espèce, il s'en tient à une phrase sur les similitudes de physiologie entre le rat et l'humain.

Objectifs

Ce projet vise à caractériser un diabète expérimental chez le rat, en comparaison avec un animal sain, dans le cadre d’un TP pour des étudiants en Master 1. Il permet aux étudiants de comprendre les principes diagnostiques du diabète et d’analyser des données physiologiques in vivo. Les mesures ponctuelles (glycémie à jeun, tests dynamiques) donnent une valeur instantanée, tandis que les indicateurs intégratifs (hémoglobine glyquée) reflètent la glycémie sur plusieurs semaines. Leur combinaison offre une évaluation complète de la pathologie métabolique.

Bénéfices attendus

Ce projet pédagogique permet aux étudiants de mettre en pratique des compétences expérimentales en physiologie animale dans un cadre éthique et réglementé. Il favorise la compréhension des mécanismes physiopathologiques du diabète et l’interprétation de paramètres glycémiques et insulinémiques. La comparaison de deux modèles de diabète différents (STZ et GK) illustre l’hétérogénéité de la pathologie et développe l’esprit critique des étudiants. Enfin, il sensibilise les étudiants au bien-être animal, en mettant en œuvre une analgésie préventive, une anesthésie adaptée et une mise à mort contrôlée.

Procédures

Certains animaux subiront une injection intrapéritonéale de streptozotocine (STZ, 40 mg/kg) pour l’induction du diabète (réalisée 3 semaines avant le TP). Tous les animaux (témoins, rats rendus diabétiques par STZ et rats GK spontanément diabétiques) seront soumis à plusieurs interventions expérimentales : - Injection intrapéritonéale de glucose (1 g/kg) lors du test de tolérance au glucose ; - Prélèvements sanguins sous anesthésie : 6 échantillons de 100 µL par animal (plus une goutte pour glycémie à jeun) prélevés par incision caudale ; - Mise à mort contrôlée à la fin du TP. Toutes ces interventions sont réalisées sous analgésie et anesthésie, avec un suivi attentif de l’état physiologique des animaux. La durée totale des manipulations le jour du TP est d’environ 2 à 2,5 heures par animal, tandis que l’injection de STZ est ponctuelle et réalisée une seule fois, trois semaines avant le TP.

Impact sur les animaux

Les rats diabétiques, qu’ils soient issus du modèle chimique (STZ) ou du modèle spontané (GK), présentent une hyperglycémie chronique, qui peut entraîner des manifestations physiologiques telles que polyurie et légère perte de poids. Ces effets font partie de la pathologie étudiée et nécessitent une surveillance accrue et un entretien adapté des cages (changement deux fois par semaine pour maintenir l’hygiène). Chez les rats STZ, la procédure de suivi de la glycémie implique des prélèvements sanguins hebdomadaires et limités (10 µL) réalisés sur la queue, effectués de manière ponctuelle et rapide. Cette manipulation est considérée comme minimale et ne nécessite pas de prise en charge analgésique supplémentaire. L’ensemble des manipulations prévues durant le TP (analgésie, anesthésie, prélèvements sanguins, mis à mort contrôlée) est conçu pour limiter au maximum le stress et l’inconfort des animaux et garantir leur bien-être pendant toute la durée de l’expérience.

Devenir

A l'issue de la procédure 1, les rats sont maintenus en vie 3 semaines pour aller en procédure 2. A l'issue de la procédure 2, tous les animaux seront mis à mort.

Remplacement

Ce projet s’inscrit dans une approche expérimentale physiologique, et à ce stade, aucune alternative non animale ne permet d’atteindre les objectifs pédagogiques fixés. L’utilisation de rats est indispensable pour étudier l’impact du diabète sur la régulation glycémique et la réponse insulinique in vivo, ainsi que pour observer de manière intégrée les paramètres physiopathologiques associés à l’hyperglycémie. Les modèles diabétiques choisis, rats STZ pour le diabète induit par STZ et rats Goto-Kakizaki (GK) pour le diabète spontané, constituent des modèles bien établis et largement validés dans la littérature scientifique. Ils présentent des caractéristiques physiologiques et métaboliques proches de celles observées chez l’homme, ce qui permet aux étudiants de comprendre et d’analyser de manière réaliste les mécanismes du diabète.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés dans ce TP est limité au strict minimum nécessaire pour atteindre les objectifs pédagogiques. Chaque binôme de deux étudiants travaille sur deux rats, comprenant un rat sain et un rat diabétique. Pour le modèle diabétique, la moitié des binômes utilise un rat STZ et l’autre moitié un rat Goto-Kakizaki (GK). Le modèle STZ présente une variabilité individuelle dans l’intensité et l’installation de l’hyperglycémie, liée à la sensibilité variable des cellules β pancréatiques à la streptozotocine. Pour garantir que tous les binômes disposent d’un rat diabétique stable, un surplus de 10 % de rats STZ est prévu, soit 1 rat supplémentaire, portant le nombre total de rats STZ à 9 au lieu de 8. De plus, le nombre de rats STZ injectés pourra être légèrement augmenté si le nombre de rats GK disponibles pour la date du TP est insuffisant. En effet, en raison de l’état diabétique, le rat GK se reproduit moins efficacement que le rat Wistar sain, ce qui peut limiter la disponibilité des animaux diabétiques pour le TP. Cet ajustement permet de maintenir un nombre suffisant d’animaux diabétiques, tout en restant conforme à la règle de réduction. Le TP s’adresse à 32 étudiants, soit 16 binômes, nécessitant 32 rats au total. Les résultats obtenus par chaque binôme sont mutualisés et discutés au sein de la salle, optimisant l’exploitation des données et évitant l’utilisation d’animaux supplémentaires.

Raffinement

Tous les rats seront surveillés quotidiennement (aspect global, signes de stress ou de douleur). De même pour les paramètres environnementaux des pièces d'hébergement : la température, les horaires des cycles jours/nuits, les taux d'hydrométrie. Pour les rats Wistar le change de litière est fait une fois par semaine avec un enrichissement sous forme de cubes de papier pour qu'ils puissent faire un nid et un bout de bois à ronger. Le changement de l'eau des biberons est fait 2 fois par semaine. Pour les rats STZ et les rats GK diabétiques qui ont une augmentation du volume et de la fréquence des urines, le change des biberons sera fait 3 fois par semaine. Pour ces rats, le change des cages est fait 2 fois par semaine dans une litière ultra absorbante pour leur apporter un maximum de confort ; nous éviterons le nid qui une fois souillé par l'urine entraine des mauvaises odeurs et de l'humidité ; sera disposé dans la cage un bout de bois à ronger pour favoriser le bien-être et et l’expression de comportements naturels, propres aux rongeurs. Les prélèvements sanguins hebdomadaires réalisés sur la queue de l’animal, d’un volume de 10 µL, ne provoquent pas de douleur notable et ne nécessitent donc aucune prise en charge analgésique. Une fois par semaine nous évaluerons par grille de score adapté, l'apparence, le comportement, et l'hydratation des animaux. Seront mis à mort les rats ayant un score caractéristique de souffrances sévères (moins de 10% attendus).

Choix des espèces

Le choix du rat pour cette étude réside dans le fait que cette espèce présente de grandes similitudes dans sa physiologie et physiopathologie avec celles de l’humain.