Tests réglementaires

3 260 souris vont être utilisé·es, dont 2 960 réutilisées dans d'autres procédures, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Immunodéprimées, elles reçoivent des cellules souches humaines après irradiation, puis des injections, gavages et prélèvements sanguins répétés jusqu'à huit fois, avec un suivi par imagerie. Il s'agit d'une plateforme produisant à la demande des souris "humanisées" pour le système immunitaire, fournies à des laboratoires pour tester vaccins et traitements. Le porteur présente ce modèle comme une alternative au primate non-humain et affirme qu'il est le "seul modèle d'hématopoïèse humaine expérimentale".

Objectifs

L’étude in vivo de la physiopathologie de nombreux pathogènes humains ainsi que l’analyse de l’activité et de l’innocuité des traitements et vaccins contre ces pathogènes ne peut être réalisé chez l’Homme pour des raisons éthiques. Pour répondre à la nécessité croissante d’utiliser des modèles expérimentaux reproduisant l’infection par ces pathogènes dans un modèle expérimental, des modèles de souris humanisées pour le système immunitaire (souris HIS) ont été développés au cours des deux dernières décennies. Ces souris HIS sont des modèles in vivo précliniques qui permettent d’étudier l’immunité antitumorale, les interactions hôte/pathogène mais également de tester l’efficacité et la toxicité potentielle de nouveaux vaccins ou traitements (anticorps, immunomodulateurs…). Dans ce projet, nous proposons de produire des souris HIS qui seront par la suite soit utilisées par des laboratoires de recherche dans le cadre de leurs projets de recherche sur les pathologies humaines et/ou de développement de nouveaux vaccins ou traitements. Dans ce projet, nous testerons l’activité de nouvelles immuno-modulateurs thérapeutiques ou de nouveaux vaccins afin de tester leur activité et/ou leur impact sur le système immunitaire humain.

Bénéfices attendus

Ces souris HIS générées dans ce projet permettront d’étudier l’immunité antitumorale, les interactions hôte/pathogène de pathogènes humains mais également de tester l’efficacité et la toxicité potentielle de nouveaux vaccins ou traitements (anticorps, immunomodulateurs…).

Procédures

irradiation (1 par animal, durée : quelques minutes) - prélèvement sanguin (1 à 8 par animal, durée : quelques secondes, intervalle 2 à 4 semaines) - injection hydrodynamique (1 par animal, durée 7-8 secondes) - injection intra-péritonéale (1 à 8 par animal, durée quelques secondes, intervalle 1jour à 1 mois) ) - injection intra-veineuse (1 à 8 par animal, durée quelques secondes, intervalle 1 jour à 1 mois) - injection intra-musculaire (1 à 3 par animal, durée quelques secondes, intervalle 1semaine à 1 mois) - injection sous-cutanée (1 à 8 par animal, durée quelques secondes, intervalle 1 jour à 1 mois) -administration dans eau de boisson (1 à 8 par animal, durée 24h à 1 mois, intervalle 1 jour à 1 mois) - administration par gavage (1 à 8 par animal, durée quelques secondes, intervalle 1 jour à 1 mois) - imagerie IVIS (2 à 10 par animal, durée 5min, intervalle entre 3 jours et 1 mois)

Impact sur les animaux

Immunodéficience : du fait de leur degré d’immunodéficience, ces animaux sont très sensibles aux infections. TSLP : Après irradiation les souris transgéniques pour TSLP peuvent développer avec l’âge des tumeurs d’origine murine. Après humanisation, ces souris peuvent développer des dermatites. L’apparition des signes cliniques est suivie régulièrement et des soins seront apportés en cas d’apparition de symptômes. Irradiation : de potentiels effets néfastes à long terme de l’irradiation, tels que le développement de tumeurs, pourraient apparaitre. Cependant, cette procédure est appliquée depuis de nombreuses années dans le laboratoire et il n’a été constaté des signes cliniques de ces effets néfastes que dans une minorité (5 mois). Injection Hydrodynamique : un risque de dyspnée peut arriver dans les 5-10 minutes après injection. Si une dyspnée est observée la souris sera mise à mort.

Devenir

Les animaux portant un système immunitaire humain générés dans une procédure pourront être inclus d'autres procédures du même projet (par exemple pour booster certaines cellules humaines, augmenter le nombre de cellules myeloides humaines, valider l’activité d’immuno-modulateurs) ou d'autres projets à la demande des utilisateurs de la plateforme). Les autres souris utilisées pour valider l’activité d’immuno-modulateurs seront mises à mort pour analyse des différents organes post-mortem.

Remplacement

Les modèles in vitro ne permettent pas d’étudier la réponse du système immunitaire humain dans son ensemble, contre des tumeurs ou des pathogènes à tropisme exclusivement humain ni de prédire l’efficacité et l’innocuité de nouveaux vaccins ou traitements immunomodulateurs contre ces tumeurs ou pathogènes. Historiquement, le modèle de choix pour ces études est le primate non humain, le modèle de souris HIS est un modèle alternatif qui peut permettre de limiter le nombre d’études sur le primate non humain.

Réduction

Nous évaluons notre niveau de production de souris HIS à 380 souris la première année, 570 la deuxième année, 770 chaque année pour les 3 années suivantes, soit un total de 3260 souris sur 5 ans. Ces chiffres ont été calculés en tenant compte 1. du nombre d’opérateurs de la plateforme (facteur limitant la production la première année et qui passera de 2 à 4 FTE entre les années 1 et 3), 2. du nombre d’utilisateurs intéressés par les modèles développés par notre plateforme qui est estimé à 4 la première année, 6 la deuxième année et devrait se stabiliser à 8 par an à partir de la 3ème année. 3. du fait qu’environ 80% des animaux présenteront un niveau d’humanisation >10%, 4. du fait que la plateforme fournira en moyenne 75 souris humanisées par utilisateur et par an (15 pour étude pilote et 30 pour expérience principale, en comptant 1 étude pilote et 2 expériences principales /utilisateur/an).

Raffinement

La planification des expériences en amont et la concertation entre le personnel de la plateforme et les utilisateurs sont des atouts pour l’élaboration d’une méthodologie efficace, et le recours à un nombre limité d’animaux. Par ailleurs, lorsque cela sera nécessaire, des études pilotes seront réalisées en amont des études principales. Enfin, l’état clinique (pelage, mouvement, activité, pâleur, signes de bagarres, apparition de tumeurs) des animaux sera suivi deux fois par semaine pour permettre la détection de signes de souffrance. En cas d’apparition de signes de souffrance, un analgésique pourra être administré aux souris. Si les signes de souffrance persistent, une mise à mort sera effectuée pour prévenir toute souffrance inutile.

Choix des espèces

La souris humanisée présentant un système immunitaire humain (HIS) est le seul modèle d’hématopoïèse humaine expérimentale. Il s’agit d’un modèle de petite taille, d’une manipulation aisée et d’un coût relativement faible par rapport aux modèles classiques de l’infection (primates non-humains). A l’heure actuelle, seule la souris propose un niveau d’ingénierie génétique suffisante pour permettre la construction à façon de souches profondément immunodéficientes, ce qui est la condition sine qua non à une prise de xénogreffe humaine efficace et prolongée. Les souris HIS sont générées par injection de cellules souches isolées dans des souriceaux nouveau-nés de moins de 9 jours car les nouveaux nés sont plus permissifs à la greffe dans les premiers jours de vie. Le contrôle qualité par vérification du niveau d’humanisation dans le sang sera réalisé à l’âge adulte entre 8 et 12 semaines. Ce nombre de semaines correspond au temps minimum nécessaire au développement du système immunitaire humain dans une souris à partir de cellules souches hématopoïétiques. Les souris HIS seront ensuite utilisées entre 12 et 25 semaines de vie. Cet intervalle d’âge correspond à la période pendant laquelle le système immunitaire humain est le plus stable chez la souris.

28 poulets vont être utilisé·es, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils sont gavés pendant dix jours de nitrofurazone, un antibactérien interdit et cancérogène, ou de son métabolite, subissent jusqu'à huit prélèvements sanguins, puis sont tués par groupes à quatre échéances pour prélever plasma, foie et muscle. L'objectif est réglementaire, mesurer la cinétique d'un traceur permettant de repérer l'usage illégal de cette molécule dans les élevages avicoles, en particulier à l'importation. Le porteur affirme qu'aucun modèle in vitro ne permet cette étude cinétique et la juge "indispensable" sur "l'espèce cible".

Objectifs

La nitrofurazone est un principe actif antibactériens, interdit depuis 1995 sur tout le territoire Européen. Cette molécule présente une toxicité avérée (cancérogène, mutagène) et représente donc un risque pour le consommateur. Cependant, de la nitrofurazone peut être trouvée dans les denrées alimentaires d’origine animale et qui sont destinées à la consommation humaine. Sur le plan cinétique la nitrofurazone est rapidement métabolisées et ce dès les premières heures après son administration. De ce fait la surveillance des résidus de nitrofurazone dans les denrées d’origine animale est basée uniquement sur la surveillance d’un métabolite, le semicarbazide (SEM). Ce métabolite est plus persistant au niveau des muscles et du foie avec des demi-vies d’élimination respectivement de 4,5 jours et de 2,2 jours. Cependant, le SEM n’est pas spécifique de la nitrofurazone et il peut être détecté dans certains produits alimentaires d’origine animale, notamment lorsque ces denrées ont subi un procédé agroalimentaire (transformation industrielle par exemple) alors qu’il n’y a pas eu usage d’un traitement vétérinaire chez l’animal producteur de la denrée. Ce manque de spécificité implique que le contrôle basé uniquement sur le SEM peut engendrer des résultats d’analyse faussement positif. Un autre métabolite a été identifié et il pourrait être utiliser pour détecter l’utilisation de nitrofurazone en élevage. Ce métabolite est le 5-nitrofuraldéhyde. Cependant aucune information n'a été publiée sur sa cinétique et en particulier sur- ses caractéristiques cinétiques telle que sa vitesse d’élimination de l’organisme et sur sa persistance dans les tissus d’animaux. Ce projet permettra de générer des connaissances sur le devenir et la persistance de la nitrofurazone et de son métabolite le 5-nitrofuraldéhyde dans les matrices animales (muscle, foie), chez le poulet, et d’établir si ce métabolite peut devenir le traceur pour suivre l’utilisation de la nitrofurazone dans les élevages aviaires, en particulier lors d’importation.

Bénéfices attendus

L’usage de la nitrofurazone a été interdite sur tout le territoire de l’Union Européenne. Le dépistage dans les denrées alimentaires d’origine animale est basée sur la détection du métabolite marqueur persistant, le SEM qui se lient aux protéines des tissus animaux. L’analyse de ce métabolite traceur peut engendrer des résultats d’analyse faussement positifs car il peut provenir d’autres sources. On ne peut donc pas distinguer si l’occurrence du SEM dans les aliments d’origine animale provient d’un traitement thérapeutique illégal en élevage par nitrofurazone ou bien d’une contamination par exemple lors du processus de transformation agro-alimentaire. Notre projet s’intéresse donc sur l’analyse du 5-nitrofuraldéhyde qui est un autre métabolite potentiel à tous les nitrofuranes. L’étude pharmacocinétique réalisée in vivo documentera le devenir du 5-nitrofuraldéhyde et de la nitrofurazone afin de caractériser le métabolisme, la persistance, et la demi-vie dans différents organes du poulet.

Procédures

Des prélèvements sanguins sont prévues sur les poulets avant et lors de l’exposition avec la nitrofurazone et le 5- nitrofuraldehyde (sur la durée de l’étude, 8 prélèvements maximum de 0.5 ml de sang par animal traités). La durée des prélèvements sera environ de 30 secondes. Les poulets témoins seront mis à mort avant l’exposition au nitrofurazone et le 5-nitrofuraldehyde. Les animaux seront traités pendant 10 jours par voie orale (durée du gavage 1à 2 minutes). Il a été prévu quatre échéances (4 dates différentes) de mise à mort. A chaque échéance trois poulets exposés au nitrofurazone et trois poulets exposés 5-nitrofuraldéhyde seront mis à mort pour prélever différent tissus et organes. Ces opérations seront effectuées par des opérateurs habilités et expérimentés

Impact sur les animaux

Le gavage ainsi que les prélèvements sanguins seront effectuées sur des poulets vigiles par des opérateurs formés ce qui limitera le stress de l’animal.

Devenir

Les poulets seront mis à mort pour obtenir différents tissus et organes (plasma, foie et muscle) afin d’en évaluer la teneur en nitrofurazone et en nitrofuraldéhyde.

Remplacement

Il n’existe pas de modèle in vitro permettant de réaliser une étude de cinétique. En conséquence l’étude pharmacocinétique simultanée de la nitrofurazone et de son métabolite le 5-nitrofuraldéhyde est indispensable après que des animaux reçoivent de la nitrofurazone. Cela permettra d’étudier la cinétique des molécules dans le plasma et dans le foie et le muscle. La comparaison avec l’administration du métabolite seul permettra d’évaluer si sa cinétique est influencée par la présence de nitrofurazone. Il est également important que cette étude soit réalisée chez l’espèce cible.

Réduction

Le nombre de poulet nécessaire à la modélisation de la cinétique des résidus est de 28 poulets (1 parquet de 4 Témoins, 2 parquets de 6 pour le traitement avec la nitrofurazone et 2 parquets de 6 pour le traitement avec le 5- nitrofuraldéhyde). Les prélèvements de sang seront réalisés sur 3 poulets par échéance de temps. La quantité de sang prélevé par animal n’excédera pas 10% du volume total sanguin de l’animal. Il est prévu quatre échéances de mise à mort ou le muscle et le foie seront prélevés afin d’établir la présence et la quantité de nitrofurazone et de son métabolite. La modélisation cinétique basée sur les répétitions des animaux aux échéances permettra de caractériser la variabilité interindividuelle des paramètres cinétiques et d’établir un modèle cinétique qui a terme permettra de réduire le nombre d’animaux. Il ne sera pas réalisée d’analyse statistique comparative, la modélisation permettant de réaliser une description quantitative et qualitative de l’évolution des concentrations chez le poulet.

Raffinement

Dans un premier temps, avant de commencer les procédures expérimentales, une phase d'acclimatation des poulets de 7 jours sera effectuée pour habituation au nouvel environnement : 5 parquets au sol seront à disposition et permettra la répartition de 6 animaux traités par parquet et 4 pour le lot témoin. Ces espaces permettront de favoriser la mobilité grâce à une répartition de zone d’enrichissement pour les animaux soit par l’espace paillé sollicitant le fouissage, zone perchoir qui constituera la zone de repos et une zone alimentation avec un accès illimité à l’eau et à la nourriture. La manipulation des animaux sera effectuée par des opérateurs formés afin de minimiser le stress des animaux. Une contention régulière sera effectuée pour habituation à l’immobilisation notamment lors des pesées. Une température d’ambiance sera appliquée allant de 23 degrés à leur arrivée et diminuant en fonction du développement de leur plumage. Le respect des rythmes de luminosité sera respecté par un passage de 8h d’obscurité durant les nuits. Une surveillance quotidienne du comportement et de l’état général des animaux sera effectuée au regard de leur consommation d’eau, de leur alimentation, et en effectuant des mesures du poids. Ces points clefs vont déterminer les points limites qui seront appliqués dès l'apparition de signes précoces de la douleur. Il ne sera pas possible d’utiliser une co-médication pour éviter d’éventuelles interactions. Néanmoins, une mise à mort compassionnelle pourra être effectuée si les points limites sont atteints.

Choix des espèces

Le poulet de chair est l’espèce la plus importante en élevage avicole et c’est également la viande la plus importés en ce qui concerne les volailles. C’est donc l’espèce cible qu’il faut étudier pour établir la cinétique de la nitrofurazone et de son métabolite. Au début de l’expérimentation, les poulets seront âgés de 3 semaines (soit une moyenne d’1kg à l'arrivée des animaux). Ce stade correspond à l'âge standard des animaux traitées sur élevage conventionnel.

300 lapins vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils subissent l'implantation chirurgicale d'un produit de santé sous la peau ou dans l'os, avec prélèvements sanguins et injections, sur une période pouvant aller jusqu'à vingt-quatre mois, puis sont mis à mort pour analyse des organes et des tissus. Le porteur décrit comme nuisances attendues une perte de poids, des douleurs ostéo-articulaires, des complications de la plaie chirurgicale et l'hébergement individuel d'une espèce sociale. Il présente ces essais réglementaires comme "obligatoires" faute de test in vitro validé, et choisit le lapin pour la taille du dispositif à implanter.

Objectifs

Le projet s’inscrit dans les démarches réglementaires recommandées avant utilisation d’un produit de santé chez l’homme. En effet, tout fabricant doit s’assurer que l’utilisation de son produit ne compromette ni l’état clinique et la sécurité des patients, ni la sécurité et la santé des utilisateurs. Dans ce projet, il s’agit plus précisément d’évaluer la toxicité systémique (c’est-à-dire la toxicité non limitée aux effets défavorables au niveau du contact entre le corps et le dispositif) et éventuellement locale d’un produit fini ou de ses différents constituants, après implantation/injection chez le lapin sur une période allant de 14 jours à 24 mois. Le lapin est privilégié du fait de la taille du dispositif à implanter. Toute étude de toxicité systémique peut, par ailleurs, être couplée à une évaluation des effets locaux (= toxicité locale). Dans ce cas, les réactions locales à étudier dépendent directement des caractéristiques du produit à tester (ex : étude de la tolérance locale après implantation/injection dont la localisation est proche de l'utilisation clinique chez l'homme).

Bénéfices attendus

S’assurer avant sa mise sur le marché que l’utilisation du produit de santé ne compromet ni l’état clinique et la sécurité des patients, ni la sécurité et la santé des utilisateurs. Evaluer les risques éventuels liés à l’utilisation de ce produit et s’assurer le cas échéant qu’ils constituent des risques acceptables au regard des bienfaits/bénéfices apportés aux patients et sont compatibles avec un niveau élevé de protection de la santé et de la sécurité des patients comme des utilisateurs. Les résultats seront disponibles à l’issue des études et leur incorporation dans les dossiers de soumissions aux autorités de santé compétentes avant leur mise (ou leur maintien) sur le marché pourront en découler à court terme.

Procédures

Implantation chirurgicale sous-cutanée sous anesthésie : 1 environ 40 minutes maximum en fonction du nombre de sites et de l'implant Implantation chirurgicale intraosseuse sous anesthésie : 1 environ 60 minutes maximum Prélèvement sanguin sur animaux vigiles : 2 (1 en début et 1 en fin d’étude) environ 5 minutes chacun (total de maximum 10 minutes) Injection intramusculaire : 1 environ 1 minute Injection intraartérielle : 1 environ 1 minute par molécule (total de maximum 4 minutes) Anesthésie volatile : 1 environ 10 minutes

Impact sur les animaux

Les nuisances attendues suivant nos procédures expérimentales sont les suivantes : perte de poids, baisse d’activité, baisse d’appétit, comportements atypiques pour l’espèce, vocalises, hébergement individuel pour les espèces sociales, douleurs myo-arthro-squelettiques, complications post-chirurgie (inflammation de la plaie chirurgicale).

Devenir

Pour les besoins de l'étude, une analyse des paramètres sanguins ainsi qu'une évaluation des tissus au microscope (analyse histopathologique) est nécessaire. Ceci permet d'évaluer les effets potentiels de toxicité systémique et/ou la tolérance locale au niveau de la zone d'implantation du produit de santé à tester. Ces analyses expliquent l'impossibilité en fin d'étude de maintenir en vie les animaux utilisés.

Remplacement

Les méthodes alternatives existantes ne permettent pas d’évaluer les effets toxiques à moyen ou long terme des produits de santé en raison de la complexité des mécanismes de régulation d’un organisme vivant. Il n'existe pas de test in vitro validé ni de modèle simulé par ordinateur capable de reproduire la complexité d'une réaction tissulaire post-chirurgicale et/ou des effets systémiques. L’utilisation d’animaux est alors obligatoire pour y parvenir.

Réduction

Le nombre minimal d'animaux* (nombre minimal d'animaux/sites requis par les textes de références, lots témoins communs entre différents essais si possible, engagement du donneur d'orde de non duplication des essais, évaluation de la toxicité systémique couplée à une évaluation de la tolérance locale si possible), l'espèce et la durée de l'essai sont alors définis. * Dans le cadre d'essai de toxicité systémique, le nombre d'animaux doit être suffisant pour permettre une analyse statistique pertinente (e.g. toxicité subaiguë: minimum 4/sexe/groupe; toxicité subchronique: minimum 5/sexe/groupe; toxicité chronique: minimum 7/sexe/groupe. Dans le cadre de l'évaluation des effets locaux, minimum 10 sites sur minimum 3 animaux différent sont nécessaires)

Raffinement

La stratégie de raffinement est établie afin de limiter le stress et la douleur des animaux et repose sur l’acclimatation des animaux pendant laquelle les animaux ne subissent aucune manipulation non indispensable ; la présence d’enrichissements du milieu systématique ; l’utilisation d’anesthésiques et d’antalgiques ; un suivi sanitaire et clinique quotidien et renforcé en phase post-opératoire avec une visite vétérinaire en cas d’anomalie clinique, sanitaire ou comportementale, pour permettre une gestion adéquate de la douleur ou de l’anomalie constatée selon chaque cas. Un suivi des points limites spécifiques au projet sera mis en place (suivi de l'alimentation, du comportement et de la lomotion)

Choix des espèces

Espèce animale définie dans le (ou les) texte(s) de référence. En général, les animaux sont utilisés au stade jeune adulte (lapins de minimum 2,5 kg) ; lorsque la procédure le nécessite (ex : quantité et/ou taille du matériel à tester importante, implantation intra-osseuse), des animaux plus "âgés" (donc d’un poids plus important) peuvent être utilisés. L'implantation intra-osseuse nécessite des animaux plus gros d'au moins 26 semaines.

4 575 animaux non-humains, 1 525 souris, 1 525 rats et 1 525 lapins, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Après retrait des couches superficielles de la cornée sous anesthésie, un agent pro-inflammatoire est appliqué sur un œil, suivi de traitements en gouttes ou en injections oculaires, les animaux ressentant une douleur et une inflammation de la surface de l'œil pendant toute l'étude. Le projet vise à identifier des traitements de l'inflammation et de la douleur oculaires. Le porteur affirme qu'aucune méthode alternative n'existe pour évaluer un traitement dans un modèle d'inflammation cornéenne et choisit le lapin pour la taille de son œil.

Objectifs

L’objectif du projet est de mettre en place, dans le plus grand respect du bien-être animal, un modèle expérimental induisant une inflammation et douleur modérée chez l’animal afin de pouvoir identifier et évaluer des traitements susceptibles de les réduire.

Bénéfices attendus

Les bénéfices susceptibles de découler de ce projet sont l’identification et la sélection de futurs traitements pouvant améliorer le bien-être des patients atteints de signes d'inflammations et de douleur au niveau de la surface oculaire.

Procédures

Au premier jour de la procédure, quinze minutes après avoir enlevé sous anesthésie les couches superficielles de la cornée, une goutte d’un agent pro-inflammatoire va être appliquée sur un œil. Au troisième jour, d’une procédure qui en durera cinq, l’application sera renouvelée. Une série de traitements est ensuite administrée suivant les groupes soit sous formes de gouttes soit sous formes d’injections oculaires en fonction du type de produit et de son mode d’action. Ces administrations par gouttes sont quotidiennes et sont répétés une à quatre fois par jour. Les injections oculaires se font moins fréquemment, généralement pas plus de cinq administrations sur la durée de la procédure. Ces administrations peuvent se faire chez l’homme sous anesthésie locale. Ici, l’animal est endormi à l’aide d’une anesthésie générale légère afin de l’immobiliser, de faciliter l’injection et de réduire un stress éventuel. Une série d’observations est ensuite réalisée quotidiennement afin d’évaluer l’efficacité des traitements sur l’inflammation et la douleur oculaire. Tous les examens réalisés durant ces cinq jours de procédure sont des examens réalisés chez l’homme en cabinet d’ophtalmologie ou en clinique vétérinaire. Ils sont de plus totalement indolores et ne durent que quelques minutes (cinq minutes tout au plus). Ils seront éventuellement réalisés sous anesthésie générale légère afin d’immobiliser l’animal, de faciliter la procédure et de réduire un stress éventuel.

Impact sur les animaux

Le projet a pour but de trouver des traitements à l'inflammation et à la douleur oculaire. Les animaux vont sur la durée de l'étude ressentir une douleur légère à modérée et une inflammation de la surface oculaire (cornée, conjonctives).

Devenir

A l'issue de chaque procédure, tous les animaux sont mis à mort pour l'analyse des tissus.

Remplacement

L’œil est un organe complexe. Il est composé de plusieurs tissus anatomiquement et physiologiquement très différents (très vascularisés ou très innervés pour certains, totalement avasculaires ou faiblement innervés pour d’autres). Il est soumis à d'importantes variations environnementales (température et humidité ambiantes), mécaniques (mouvements des globes, des paupières) et physicochimiques (osmolarité…), ainsi qu'à de nombreuses interactions biologiques avec les tissus et organes voisins. Contrairement aux tests d’irritation oculaire (test d’irritation oculaire de Draize par exemple) où plusieurs méthodes alternatives permettant de s’affranchir d’essais sur l’animal ont été validées, il n’existe pas à ce jour de méthode alternative permettant d’évaluer l’efficacité et la tolérance d’un nouveau traitement dans un modèle d’inflammation cornéenne. Les mécanismes impliqués dans les phénomènes inflammatoires et neuro-inflammatoires associés à des douleurs cornéennes sont nombreux et font intervenir différents acteurs (cellules immunes, cellules nerveuses, médiateurs pro-inflammatoires, facteurs de croissances…) présents bien sûr au niveau de l’œil mais aussi au niveau d’autres organes voisins (ganglions, noyaux sensitifs, système nociceptif présent dans le cerveau…). C'est pour cela que l’utilisation d’animaux vivants dans ces procédures expérimentales sont nécessaires pour atteindre les objectifs de ce projet, les modèles alternatifs ne pouvant pas prendre en compte ou faire intervenir à ce jour, toutes les interactions et tous les acteurs impliqués dans ces phénomènes neuro-inflammatoires.

Réduction

Le nombre maximum d’animaux prévu pour ce projet a été déterminé en fonction de la distribution théorique rencontrée dans les données bibliographiques et historiques de l'établissement, du nombre d'études estimées et tient compte des variations du métabolisme, de la robustesse des mesures et de notre expérience. Ce nombre limité doit nous permettre de conclure sur l’efficacité ou non d’un traitement. L'efficacité d'un traitement sera évaluée à chaque moment à l'aide de tests statistiques; chaque groupe traité sera comparé à celui du groupe témoin non traité. De plus, un calcul de l’effectif sera réalisé avant chaque étape afin d’ajuster et de revoir à la baisse si possible le nombre d’animaux à inclure dans les procédures. Dès que les procédures expérimentales le permettront, des évaluations non invasives seront choisies tout au long du projet pour améliorer la condition animale et éviter la mise à mort inutile des animaux. De même, l'analyse des deux yeux sera privilégiée autant que possible afin de réduire le nombre d'animaux utilisé.

Raffinement

Un suivi quotidien des animaux sera effectué afin de minimiser au maximum l’impact des procédures sur leur bien-être. Les rongeurs seront placés en groupe dans des cages d’hébergement contenant nourriture et boisson ad libitum et enrichissement à ronger et un abri. Les lapins seront placés préférentiellement par deux dans des cages avec boisson ad libitum, nourriture et enrichissement à ronger. Les examens choisis pour évaluer les signes cliniques de la maladie sont non invasifs et semblables à ceux pratiqués chez l'homme en cabinet d'ophtalmologie ou chez l’animal en clinique vétérinaire. Afin de réduire le stress de l'animal lors d'examens nécessitant l'immobilisation de l'animal, une administration d'anesthésique sera réalisée. Il en ira de même pour les procédures plus invasives afin de supprimer la douleur provoquée pendant et en l’atténuant après l’intervention. Des points limites adaptés, suffisamment prédictifs et précoces permettent de limiter une éventuelle douleur à son minimum. Ce projet a été soumis pour évaluation à un comité d’éthique et sera suivi par la structure en charge du bien-être animal de l'établissement

Choix des espèces

Les modèles expérimentaux présentés sont largement utilisés et décrits sur le lapin et le rongeur dont les publications de référence citées sur lesquelles le projet est basé. Le lapin sera choisi pour la taille de son œil. Les observations des paramètres observées en sont facilitées. Si la quantité de produit à évaluer est limitée (difficulté à synthétiser, coût), le rongeur sera alors choisi. Il le sera aussi si des analyses histologiques spécifiques sont nécessaires, le catalogue d’anticorps par exemple y est plus développé. Enfin le choix de l’espèce, sera guidé aussi par les données existantes sur le produit à évaluer (spécificité d’action, données historiques sur l’espèce choisie). C’est pour ces raisons que des souris, des rats et des lapins ont été retenus pour tenir compte des particularités anatomiques et physiologiques de chaque espèce afin d’augmenter les chances de mener ce projet à terme. Les animaux seront de jeunes adultes : les rongeurs auront un minimum de 6 semaines au début de l’étude et les lapins environ 8 à 12 semaines. Ces âges correspondent à la maturité visuelle chez ces animaux.

1 530 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, 1 050 réutilisés ensuite dans d'autres projets et 480 tués pour prélèvement d'organes. Une partie subit la pose d'une mini-pompe ou d'un cathéter sous anesthésie, puis reçoit le produit à tester avant l'évaluation neurologique par le test d'Irwin, avec un isolement social pouvant durer jusqu'à trois semaines et une mise à jeun jusqu'à seize heures. L'objectif est d'évaluer les effets secondaires de candidats médicaments sur le système nerveux central avant leur passage chez l'humain. Le porteur affirme qu'il n'existe pas de méthode de substitution suffisante et que l'animal constitue un "passage obligatoire", le rat étant selon lui l'espèce la plus adaptée.

Objectifs

La développement de nouveaux médicaments s'accompagne d'une évaluation de leurs potentiels effets secondaires chez l'animal avant toute administration chez l'homme. Cette évaluation pré-clinique de la sécurité du candidat médicament au niveau du système nerveux central peut être effectuée par le test d'Irwin chez le rat. Le test consiste à effectuer une batterie d'observations fonctionnelles incluant des paramètres neurologiques après administration d'un candidat médicament afin d'évaluer les effets secondaires de ce dernier sur le système nerveux central du rat.

Bénéfices attendus

A long terme, les bénéfices attendus sont la découverte de nouveaux médicaments avec peu d'effets secondaires pour le patient et de traiter diverses maladies dans de nombreuses indications thérapeutiques (par exemple, les cancers, les maladies du système nerveux central). Ces composés pourraient avoir aussi une application en médecine vétérinaire. A court terme, les bénéfices attendus sont d'évaluer les éventuels effets secondaires du composé testé avant son passage en phases cliniques. Pour l’animal, les bénéfices attendus sont une acquisition de connaissances sur l’espèce utilisée (rat) par le développement d’outils de raffinement de plus en plus adaptés et le choix de l’espèce la plus prédictive.

Procédures

Avant de réaliser le test d'Irwin et afin de permettre une administration chronique ou sous perfusion sanguine du produit à tester, les animaux pourront être sujets à l'implantation d’une minipompe ou d'un cathéter veineux (environ 35 mins) ou également d'un cathéter artériel (35 mins) pour réaliser des prélèvements sanguins. Cela est fait sous anesthésie générale avec une analgésie morphinique. Ils receveront également un suivi post-opératoire selon les bonnes pratiques vétérinaires. Les animaux peuvent également recevoir le produit à tester par différentes voies d'administration (-2 minutes) à un volume respectant les recommandations éthiques. Les animaux seront ensuite évalués d'un point de vue neurologique par le test d'Irwin, un test durant 6 minutes et qui consiste en l'évaluation de différents paramètres à différents temps de mesure post-administration. Leur activité locomotrice pourra également être évaluée dans un actimètre (environ 60 minutes). Une observation peut être réalisée avant l'administration et la période d'observation post-administration sera de 24h à 72h. Celle-ci pourra être allongée en fonction de la durée de demi-vie du candidat-médicament. Des prélèvements de sang (environ 1 min) pourront également être effectués en cours d'étude en respectant les recommandations éthiques pour les volumes et la récupération entre les séries de prélèvements.

Impact sur les animaux

Les animaux peuvent être soumis a une chirurgie réalisée sous anesthésie qui peut induire un stress à l'endormissement. Les cicatrices de la chirurgie peuvent indurie un inconfort. Les animaux peuvent également être mis en isolement social après la chirurgie et jusqu'à 3 semaines post-chirurgie ce qui peut induire du stress. Le test d'Irwin en lui-même ne provoque pas plus de nuisance pour l'animal qu'un éventuel stress lié à la préhension et au déplacement de ce dernier. L'administration de molécules dont les effets sont connus peuvent induire des effets secondaires modérés et limités par les doses utilisées dans cette procédure. Les animaux peuvent également être mis à jeun pour une période de 16h maximum avec complémentation en glucose ou non ce qui peut induire une sensation de faim chez l'animal.

Devenir

A la fin de l'étude, les animaux pourront être euthanasiés pour réaliser des prélèvements d’organes/ fluides corporels à un volume ne permettant pas la survie de l’animal. Un certain nombre d'animaux pourra également être réutilisé dans un autre projet ayant un degré de sévérité sans réveil, léger ou modéré après accord du vétérinaire.

Remplacement

Dans le cadre du développement de nouveaux médicaments, ce projet est réalisé chez le rat car il n’existe pas de méthode de substitution (in vitro ou in silico) pour évaluer les effets d’une nouvelle molécule sur les symptômes comportementaux ou neurologiques. Ou si elles existent, elles ne sont pas suffisantes pour répondre aux objectifs scientifiques du projet. Or, avant toute administration à l’homme, l’animal constitue un passage obligatoire pour l’évaluation de la toxicité et de la pharmacocinétique d’un candidat médicament. A ce jour, le rat est l’espèce qui est la plus adaptée à ce type de modèle d’étude.

Réduction

Un nombre minimal et suffisant d’animaux par groupe est utilisé (n=10/groupe) afin d’analyser de façon rigoureuse et efficace les résultats des expériences et d’effectuer des analyses statistiques.

Raffinement

Dans ce projet, le raffinement sera obtenu par : • la mise au point de procédures rigoureuses, • la formation du personnel, • un suivi quotidien de l’état de santé des animaux, • le recours à des procédures les moins invasives possibles, • Le suivi d’éventuels signes cliniques, • La détermination des points limites, • Le recours aux procédures d’euthanasie dès que nécessaire, • Un protocole analgésique adapté pour la chirurgie et la période post-opératoire et un suivi post-opératoire de l’état de santé des animaux avec des soins et un enrichissement adaptés afin de permettre une bonne récupération des animaux, • La réduction du volume sanguin prélevé grâce à l’amélioration de la sensibilité des méthodes d’analyse, • La familiarisation des animaux aux procédures expérimentales.

Choix des espèces

Le rat est l'une des espèces animales les plus pertinentes et les plus couramment utilisées pour évaluer les potentiels effets secondaires d'un produit sur le système nerveux central car il s'agit de l'espèce la plus pratique et la plus utilisée et donc charactérisée pour évaluer les effets de médicaments en développement sur le système nerveux central. Animaux adultes. Ce projet n’a pas pour objectif d’étudier les effets du produit sur l’animal à d’autres stades de développement afin de s'affranchir de divers effets liés au développement et à l'âge (par exemple les changements hormonaux).