Procédures modérées

Jusqu'à quarante séances d'imagerie de deux heures sous anesthésie générale et quarante injections par animal : 500 souris et 100 rats vont être utilisés ainsi, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. L'objectif déclaré tient à la mise au point de protocoles d'imagerie par bioluminescence et par fluorescence, et à la formation de nouveaux utilisateurs de ces machines, en amont des projets scientifiques des équipes. Le porteur signale des phénotypes dommageables possibles, perte de motricité empêchant l'animal de s'alimenter, crises convulsives, amaigrissement, tumeur de plus d'un centimètre cube gênant l'alimentation ou provoquant une douleur permanente. Il présente ce projet de plateforme comme un moyen de réduire le nombre d'animaux utilisés ailleurs, en évitant de lancer de grandes études dont les résultats ne seraient pas satisfaisants.

Objectifs

L’imagerie par bioluminescence ou par fluorescence du petit animal sont des techniques non invasives qui permettent de suivre des cellules spécifiques en temps réel et au cours de plusieurs sessions (suivi longitudinal). Ce suivi longitudinal est notamment utilisé pour le suivi de la progression d'une maladie ou d'un traitement thérapeutique, la validation de nouveaux biomarqueurs, l’étude du trafic cellulaire, la surveillance des cellules transplantées et les modèles d’expression génique. L’objectif de ce projet consistera d’une part à mettre au point différents protocoles d’imagerie pour répondre par la suite aux besoins des équipes de recherche, et d’autre part à la formation des nouveaux utilisateurs à cette technique. Pour atteindre cet objectif, des expériences en conditions réelles sur animaux anesthésiés doivent être menées.

Bénéfices attendus

Du point de vue scientifique, ce projet permettra de proposer des techniques à la pointe de la technologie pour répondre à des questions scientifiques diverses (suivi au cours du temps de la progression d'une maladie ou d'un traitement, la validation de nouveaux marqueurs, la surveillance des cellules transplantées). Ce projet permettra de mettre en place ou d’optimiser des protocoles d’imagerie par bioluminescence ou par fluorescence sur des lots d’animaux pilotes. A la fin de chaque étude, nous pourrons estimer sa faisabilité avec la méthode choisie et l’équipement disponible, ce qui permettra de ne pas initier d’études impliquant un grand nombre d’animaux lorsque les résultats obtenus ne seront pas satisfaisants. Au contraire, l’acquisition de ces données préliminaires lorsqu’elles sont robustes et pertinentes pourraient être utilisées pour justifier les futures demandes d’autorisation de projets à portée scientifique.

Procédures

Les examens d’imagerie seront réalisés sous anesthésie générale. Nous réaliserons 40 séances maximum par animal (2h maximum par séance) avec minimum 48h entre chaque imagerie. Les injections de molécule pour détecter la bioluminescence seront réalisées sur animal éveillé ou endormi en fonction des nécessités : 40 injections maximum (durée inférieure à 1 minute), avec minimum 48h entre chaque injection. Tous les animaux seront euthanasiés par une méthode réglementaire

Impact sur les animaux

L’anesthésie générale nécessaire pour les examens d’imagerie sera associée à une hypothermie, un risque de difficultés cardiorespiratoires, et un risque rare de non-récupération de la vigilance suite à l’anesthésie. Les injections seront associées à une brève et légère douleur au point d’injection, avec un risque d’hématome possible très localement. En ce qui concerne les phénotypes dommageables, nous pourrons observer une perte de motricité empêchant l'alimentation, des crises convulsives, un amaigrissement, un développement d'une tumeur supérieur à1cm3 gênant l'alimentation et/ou l'hydratation et/ou entraînant une douleur permanente.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés afin de prélever puis analyser des tissus d’intérêt

Remplacement

Les développements méthodologiques et optimisations des protocoles existants seront réalisés dans un premier temps sur des échantillons de tissu ou de cellule. Seules les études nécessitant un organisme vivant complexe seront intégralement développées sur l'animal. En effet, les premières étapes permettent de valider des cibles d’intérêt puis l’utilisation d’un organisme vivant dans sa globalité permet d'étudier la complexité des échanges que ce soit au niveau cellulaire, structurel ou entres organes.

Réduction

Le nombre total d’animaux utilisé (600) est réduit au maximum. Selon les études, entre 5 et 10 animaux par lots pourront être utilisés pour valider les protocoles. Cinq animaux est le minimum nécessaire pour obtenir une preuve de concept en validant la faisabilité de la méthode. Un maximum de 10 animaux par lots sera utilisé pour avoir un échantillon suffisant et plus représentatif. L’imagerie par bioluminescence ou par fluorescence est de fait une méthode non invasive pouvant être répétée pour un suivi au cours du temps, évitant ainsi certaines euthanasies à des temps d’intérêt en récoltant les données par ce moyen. De plus afin de limiter le nombre d’animaux, les équipes seront formés avec les animaux utilisés pour les études pilotes quand cela sera possible. Ce projet permettra également de réduire le nombre d’animaux utilisés à une échelle plus globale en réalisant des études pilotes pour des projets scientifiques, ce qui permettra de n’engager qu’un faible effectif d’animaux pour la mise au point des imageries. Ainsi si les résultats ne s’avéraient pas concluants un plus nombre d’animaux ne seraient pas engagés.

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans des conditions contrôlées de température, hygrométrie et éclairage. Les cages sont enrichies (nids, bâtonnets de bois à ronger). Les animaux bénéficieront d’une période d’acclimatation d’une semaine à leur arrivée. Ils sont laissés au calme pendant une demi-heure dans la salle d’expérimentation pour qu’ils s’habituent à ce nouvel environnement. Lors de l’anesthésie générale nécessaire pour réaliser l’imagerie, du gel oculaire sera appliqué sur les yeux des animaux pour éviter tout dessèchement oculaire. De plus, leur température corporelle sera maintenue durant toute la durée de l’anesthésie à l’aide d’une chambre d’induction et de réveil chauffées et d’un plateau chauffant intégré au système d’imagerie. Les animaux seront remis dans leur cage d’origine une fois qu’ils seront parfaitement réveillés. Ils seront à nouveau examinés sous 24 heures pour vérifier leur récupération et plus si le besoin s’en fait ressentir. Nous limiterons le nombre d’imagerie dans la vie de l’animal et nous assurerons d’un délai de récupération de 48h minimum entre chaque session tout en vérifiant au préalable son bon état de récupération. Les animaux seront observés quotidiennement par la zootechnie et une fois par semaine par un membre de l’équipe.

Choix des espèces

Les rongeurs (souris et rat) sont les seules espèces utilisées dans ce type de machine pour acquérir des images capables de donner des détails anatomiques et fonctionnels qui contribuent à répondre aux questions scientifiques posées. Dans notre contexte, les projets de recherche porteront sur l’étude des maladies neurodégénératives, les cancers ou les maladies du foie ou du poumon, pathologies pour lesquelles il existe de nombreux modèles de rongeurs déjà développés. Les animaux pourront être imagés entre 3 semaines et 18 mois, en fonction du protocole des équipes utilisatrices ou de la réutilisation au cours du temps des animaux. Nous essaierons donc de nous placer dans un stade physiologique similaire aux pathologies étudiées afin d’obtenir les meilleures chances de réussite de la transposition de nos résultats à l’Homme. Néanmoins, en l’absence de besoin spécifique pour le développement de la méthode, les animaux utilisés seront de jeunes adultes (âgés de 2 à 6 mois) afin d'avoir des conditions physiologiques les plus courantes possibles pour nos tests.

Faire pousser sur un animal vivant des cellules tumorales de patientes, pour ensuite les cultiver en laboratoire : 75 souris immunodéficientes sont utilisées à cette fin, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune reçoit sous la peau un fragment de tumeur mammaire triple négative au cours d'une intervention de dix minutes sous anesthésie générale, puis sa tumeur est mesurée deux fois par semaine. Le porteur indique que la greffe peut devenir assez volumineuse pour limiter les déplacements de la souris, réduire son appétit et lui faire perdre du poids. Il affirme que l'établissement d'une lignée cellulaire à partir de tumeurs de patientes passe nécessairement par cette amplification sur des animaux "réceptifs", c'est-à-dire dépourvus de défenses immunitaires.

Objectifs

Parmi les différents types de cancer du sein, les tumeurs triple négatives ne peuvent bénéficier de thérapie ciblée et ont le plus mauvais pronostic, de plus la chimiothérapie a une efficacité limitée. Les dérèglements d'une voie de signalisation sont fréquents mais les thérapies ciblant cette voie sont peu efficaces et donc peu utilisées. Nous proposons de dériver des organoïdes à partir de tumeurs de patients déjà établies afin de mener des recherches in vitro. Dans une étude déjà publiée, il a été mis en évidence que certaines tumeurs triple négatives hébergent des mutations provoquant une perte de fonction dans un gène suppresseur de tumeurs . Cette découverte suggère que ce sous-ensemble de patients pourrait potentiellement bénéficier d'une thérapie ciblée sur cette voie.

Bénéfices attendus

Il existe plusieurs options thérapeutiques permettant d’inhiber l’activation aberrante d'une voie de signalisation et certaines sont déjà utilisées en clinique. Cela ouvre donc de nouvelles pistes pour le traitement des patientes atteintes d’un cancer ayant une mutation dans cette voie. La création et l’étude de ces modèles aideront à la compréhension du rôle de de la voie impliquée dans le cancer du sein triple-négatif et à l’identification de thérapie ciblant sa fonction aberrante.

Procédures

Implantation d'un petit morceau de tumeur de patiente, une fois par animal, sous anesthésie générale, durée 10 minutes.

Impact sur les animaux

La greffe de tumeurs de patients nécessite la réalisation de procédures qui peuvent entraîner des nuisances pour les souris. Implantation de la tumeur : La greffe, peut engendrer du stress et de une douleur légère et temporaire chez l'animal. La mesure de la croissance tumorale s'effectue deux fois par semaine, lors desquels nous examinons individuellement les souris (observation du comportement et mesure de la taille tumorale). Cette observation peut entraîner un stress lors de l'intervention, mais celui-ci diminue avec le temps à mesure que nous observons une habituation chez nos souris. Si la tumeur greffée en sous-cutanée devient trop volumineuse, elle peut limiter la mobilité de la souris, affectant ainsi son comportement et son bien-être général, ceci peut aboutir à une diminution de l'appétit pouvant aller jusqu'à une perte de poids modéré.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés pour analyses sur tissus et organes post-mortem.

Remplacement

L’objectif de ce projet étant la mise en place de modèles cellulaires permettant par la suite d’évaluer l’effet de nouvelles stratégies thérapeutiques, cela ne peut pas être remplacé par des modèles in vitro ou in silico. En effet, l'établissement d'une nouvelle lignée cellulaire tumorale à partir de cellules de cancer de patientes passe nécessairement, au moins dans un premier temps, par une amplification des cellules tumorales sur animaux réceptifs (immunodéficients). Ceci permet de conserver les interactions entre cellules, l’architecture tissulaire de la tumeur d'origine, et d'approcher au mieux microenvironnement de la tumeur. La complexité biologique des organismes vivants est extrêmement élevée, et les interactions entre différents systèmes biologiques peuvent être difficiles à reproduire en dehors d'un organisme vivant. Les modèles animaux peuvent fournir des informations cruciales sur la physiologie, la pathologie et les mécanismes de la maladie qui ne peuvent pas être obtenues par d'autres moyens. De plus, ils peuvent souvent mieux représenter les processus biologiques humains que les modèles cellulaires ou informatiques.

Réduction

Le nombre de souris par lot expérimental a été déterminé par calcul de puissance de manière à en utiliser le moins possible tout en conservant une puissance statistique satisfaisante. Les résultats obtenus seront exploités par des études statistiques.

Raffinement

Aucun animal ne sera maintenu seul dans sa cage. Les animaux seront surveillés quotidiennement et font l’objet d’une observation clinique individuelle afin d’évaluer leur état de santé. Cette observation permettra de vérifier si l’animal se nourrit et s’hydrate bien mais aussi permet de voir l’aspect général de l’animal, sa posture, son comportement afin de déceler tout signe de détresse. En cas de besoin, ils reçoivent une médication contre la douleur et une surveillance renforcée afin de vérifier sa bonne alimentation et hydratation. Les animaux bénéficient d’enrichissement environnemental dans les cages d’hébergement des animaux avec la mise place de jouets, de cachettes et de matériaux pour construire un nid. Cette optimisation des conditions de vie permet aux animaux de s’exprimer, de se sociabiliser, de s’adapter à leur nouvel environnement mais aussi d’être moins stressés en restant occupés durant leur période de captivité. Ce projet fait l'objet de procédures rigoureuses réalisées par un personnel formé et vigilant quant au suivi régulier de l’état de santé des animaux. Des points limites précoes ont été définis et seront strictement appliqués.

Choix des espèces

Nous utiliserons des souris qui sont le meilleur modèle en oncologie préclnique. Des souches immunodéficientes existe dans cette espèce et peuvent être greffées avec des tumeurs humaines. Des souris âgées de 5 à 9 semaines, jeunes adultes, seront utilisées pour standardiser la procédure et ainsi réduire la variabilité intra-expérience. Par ailleurs, l’utilisation de souris âgées de 5 à 9 semaines permet d’améliorer le taux de prise des greffes.

Pour décrire la maturation des mitochondries des astrocytes qui bordent les vaisseaux sanguins du cerveau, 120 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Trois injections intrapéritonéales consécutives leur sont administrées dès le premier jour après la naissance, sans anesthésie, le porteur les décrivant comme sans douleur tout en signalant une irritation possible au point d'injection. Toutes sont ensuite tuées sous anesthésie générale à cinq, quinze, trente et soixante jours de vie pour prélever leur cerveau. L'effectif ne repose sur aucun calcul de puissance, le porteur reconnaissant ne pas disposer d'assez de données et retenant cinq animaux par expérimentation d'après ses résultats antérieurs et la littérature.

Objectifs

Le système nerveux central, dont fait partie le cerveau, est composé de plusieurs types cellulaires : les neurones mais également les cellules gliales dont les astrocytes. Ces derniers sont reconnus comme des acteurs essentiels à la physiologie cérébrale. Ces cellules possèdent deux interfaces, une communicante avec les neurones et une autre avec les vaisseaux sanguins. Des études récentes ont montré que les mitochondries astrocytaires sont importantes pour la mise en place des synapses au cours du développement post-natal. Cependant aucune étude ne s'est intéressée à l'interface avec les vaisseaux sanguins. Dans ce projet nous souhaitons caractériser la maturation de ces mitochondries dans les astrocytes bordant les vaisseaux. Toutes nos analyses seront réalisées à plusieurs stades de la naissance jusque chez l'adulte.

Bénéfices attendus

Aucune étude à ce jour n'a étudié l'importance des mitochondries astrocytaires sur le développement du réseau vasculaire. Or les mitochondries jouent un rôle important dans le métabolisme des cellules et permettent leur bon développement. Cette étude permettra d'identifier de nouvelles cibles spécifiques de ces mitochondries astrocytaires et ainsi apporter de nouvelles connaissances sur le développement cérébral et vasculaire.

Procédures

Deux interventions seront utilisés dans ce projet. 1) Trois injections intrapéritonéale consécutives chez des nouveau-nés à partir du 1er jour post-natal, ce geste dure 1 minute au maximum (temps d'injection et délai avant de retirer l'aiguille pour que la solution ne sorte pas). Il est sans douleur et ne nécessite pas d'anesthésie. 2) Les animaux inclus dans la procédure 1 seront ensuite mis à mort sous anesthésie générale à des stades de développpements différents. Le temps de procédure comprend à la fois l'induction (analgésie/anesthésie) et la perfusion, cette procédure n'excède pas 30 minutes.

Impact sur les animaux

Les animaux subiront trois injections intra-péritonéales pouvant entraîner une lègère irritation au point d'injection. La manipulation des animaux sera minimisée afin d'éviter tout rejet par la mère.

Devenir

Les animaux utilisés pour les différentes études (histologiques, biochimiques, biomléculaires) seront mis à mort afin de prélever les cerveaux et de faire nos analyses.

Remplacement

L’expérimentation animale sur un système murin est essentielle, car nous ne pouvons le remplacer par un système in vitro où il est impossible de recréer les multiples interactions cellulaires d’un système complexe en développement. Il n’existe pas non plus d’autres modèles à l’heure actuelle permettant de répondre à nos questions biologiques

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés sera réduit autant que possible et correspond au minimum nécessaire pour obtenir des résultats scientifiques significatifs. Nous ne possédons pas assez de données pour réaliser une analyse de puissance. Ainsi, le nombre d’animaux utilisés dans ce projet (nombre d’animaux par expérimentation : 5) a été évalué au regard de nos données antérieures et de la littérature disponible.

Raffinement

Les élevages sont effectués en groupe avec enrichissement de l’environnement et toutes les précautions sont assurées afin de respecter au mieux le bien-être animal. Pour tout protocole nécessitant une anesthésie, des analgésiques seront coadministrés pour limiter toute souffrance à l’animal. En plus de l'anesthésie, une analgésie sera mise en place. Le personnel est formé sur l’ensemble de la prise en charge des animaux (gestion optimale de l’élevage, injection intrapéritonéale, gestion de l’anesthésie/analgésie). Les animaux subiront trois injections intrapéritonéale pouvant entraîner une lègère irritation au point d'injection. Une observation particulière des animaux les jours suivants sera réalisée. La manipulation des animaux sera minimisée afin d'éviter tout rejet par la mère. Pour vérifier la bonne tolérance des animaux à l'injection répétée du produit chimique, une procédure avec des points limites gradés a été mise en place adaptée à l'âge étudié (Annexe 1). Elle est bassée sur l'apparence physique (manque de toilettage, poil ébouriffé), la mobilité des animaux (prostataion), l'absence de lésion ou saignement, la présence d'un nid dans la cage. Ces points limites intermédiaires permettent la mise en place de soins des animaux évitant la mise à mort des animaux.

Choix des espèces

La souris est un mammifère où les processus qui régissent le développement du système nerveux central et sa plasticité sont similaires à l'Homme. Les animaux seront utilisés à 4 stades de développement post-nataux à 5, 15, 30 et 60 jours après la naissance. Ces stades correspondent à des moments clés du développement cérébral et en particulier des astrocytes et de leurs interactions avec les vaisseaux sanguins.

Une chirurgie d'environ dix heures implante une électrode dans le noyau subthalamique et un neurostimulateur sous la peau de quatre macaques à longue queue, auxquels sont ensuite injectées des neurotoxines pour provoquer un syndrome parkinsonien qui persistera jusqu'à la fin de l'étude. Tous sont tués à l'issue, dans des procédures déclarées d'un niveau de souffrance modéré, pour vérifier après leur mort que l'électrode était bien placée. Ils réalisent une tâche de vigilance trente minutes par jour cinq jours sur sept, passent jusqu'à cinq séances de trois heures en cage de sieste par condition, subissent des ponctions lombaires sous anesthésie générale et restent isolés pendant les injections de toxine et les soixante-douze heures suivantes. Le porteur indique que deux animaux suffisent, deux autres étant commandés en cas de problème, et retient le macaque parce que sa taille permet d'évaluer un implant destiné aux patients, contrairement aux rongeurs dont les cycles de sommeil sont inversés.

Objectifs

Avec une incidence d’environ 60 à 70%, les troubles du sommeil sont très fréquents chez les patients parkinsoniens. Les patients présentent des insomnies associées à une désorganisation de l’architecture du sommeil. De plus dans la journée, les patients sont somnolents et ont du mal à rester éveillés ce qui se traduit par un temps excessif diurne passé à dormir avec des endormissements irrépressibles. Les somnolences diurnes excessives sont très invalidantes car incompatibles avec la réalisation d’activités quotidiennes nécessitant de l’attention, comme la conduite automobile, et de ce fait, elles contribuent à fortement limiter l’autonomie des patients. Ces troubles ne sont pas du tout diminués par les traitements disponibles et sont même souvent aggravés. La prise en charge de ces troubles du sommeil peut donc considérablement améliorer la qualité de vie des patients. La stimulation cérébrale profonde d’une structure cérébrale appelée noyau subthalamique est devenue un traitement chirurgical de choix pour améliorer les symptômes moteurs de la maladie de Parkinson. Il serait intéressant de pouvoir utiliser ce traitement à la fois sur les troubles moteurs et sur les troubles du sommeil. L'objectif de cette étude est donc de déterminer de nouveaux paramètres de stimulation du noyau subthalamique pour réduire les troubles du sommeil dans le cadre de la maladie de Parkinson. Nous ne pouvons pas tester ces nouveaux paramètres sur des patients déjà implantés. En effet ceux-ci font partie d'un programme de stimulation bien définit, adapté pour traiter au mieux leurs symptômes moteurs. De plus nous utiliserons une nouvelle génération d'implants, avec laquelle les patients ne sont pas implantés. Le primate non humain est le modèle qui a permis la mise en place de la stimulation cérébrale profonde. C’est un modèle qui permet de reproduire un syndrome parkinsonien s'accompagnant d'un trouble de sommeil comme chez le patient parkinsonien.

Bénéfices attendus

Ce projet propose de définir des paramètres de stimulations du noyaux subthalamique pour traiter les troubles du sommeil dont souffrent la majorité des patients parkinsoniens. Cela permetterait d'utiliser la stimulation cérébrale profonde pour traiter non seulement les symptomes moteurs mais également les troubles du sommeil des patients.

Procédures

Tout au long du projet, les animaux réaliseront une tâche comportementale de vigilance qui prendra au maximum 30min par jour, à heure fixe et 5j sur7. Elle se déroulera à l’état conscient dans leur cage d'hébergement. La chirurgie d’implantation durera environ 10h. Une électrode de stimulation sera implantée dans le noyau subthalamique et connectée à un neurostimulateur implanté sous la peau. De l’équipement, pour des enregistrements de sommeil, sera placé sur le crâne et sous la peau. Des enregistrements de sommeil, sans fil, se feront dans la cage d’hébergement de l’animal sans manipulation. Un maximum de 5 nuits et de 5 jours de 12h pourra être enregistré dans chaque condition : animal sain, animal sain avec stimulation la nuit, animal parkinsonien, animal parkinsonien avec stimulation la nuit. Des tests pour mesurer le temps d’endormissement des animaux seront réalisés dans une cage de sieste, à laquelle ils sont habitués. Le test dure 3h et sera effectué au maximum 5 fois dans chaque condition. Les animaux seront rendus parkinsoniens par des injections de neurotoxine. Les animaux seront isolés pendant les injection et 72h après la dernière injection jusqu’à l’élimination de la toxine. Les injections permettent l’obtention d’un syndrome parkinsonien modéré et stable. Cette phase dure 1 semaine. Des ponctions lombaires seront réalisées sous anesthésie générale.

Impact sur les animaux

La chirurgie peut engendrer une douleur post-opératoire pouvant durer jusqu’à 1 semaine après l’implantation et potentiellement une hemoragie non détectable. L'implant peut être mal toléré par l'animal pouvant engendrer des irritations au niveau du site d'implantation, nécessitant des soins/reprises. Lors de la chirurgie un produit pouvant parfois induire des crises d’épilepsie est injecté. La mise place du modèle engendrera un syndrome parkinsonien modéré présent jusqu’à la fin de l’étude. Lors de la mise en place du modèle, les injections nécessiteront un isolement pour ne pas contaminer les autres animaux ainsi que le personnel. Les ponctions lombaires peuvent engendrer des maux de tête.

Devenir

A la fin du projet il est nécessaire de mettre à mort tous les animaux ayant participé à l'étude, afin d’effectuer une étude post-mortem du cerveau pour confirmer la bonne implantation de l'électrode de stimulation.

Remplacement

Cette étude du comportement de veille/sommeil nécessite une analyse des cycles du sommeil. Il nous est donc impossible de remplacer l’animal vivant par un modèle cellulaire ou de simulation informatique. Il est aussi impossible de tester de nouveaux paramètres de stimulation sur les patients déjà implantés. Le recours à des animaux est donc nécessaire dans cette étude qui constitue une étape vers la validation d’un traitement chirurgical applicable à l’humain.

Réduction

C’est une étude dans laquelle l’animal est son propre contrôle. Peu d’animaux seront donc nécessaires, 2 sont suffisants. La répétition des mesures dans les différents états (sain avec ou sans stimulation, parkinsonien avec ou sans stimulation) permettra d’évaluer l’impact de la stimulation cérébrale profonde du noyau subthalamique avec un test statistique. Le nombre utilisé espéré d'animaux est de 2, et 2 autres sont prévus et seront commandés uniquement en cas de problème.

Raffinement

Durant la chirurgie et pour les prélevements, des analgésiques, anesthésiques et antibiotiques seront administrés aux animaux afin de supprimer les douleurs. En post-opératoire il sera aussi administré des analgésiques afin de réduire au maximum les douleurs et en cas de signe d'infections, des antibiotiques seront administrés aux animaux. Du doliprane pédiatrique sera donné après les ponctions pour éviter les maux de tête. Lors de la mise en place du modèle, les animaux seront isolés, mais auront un contact visuel avec leurs congénaires. Le syndrome Parkinsonien sera surveillé et des traitements adaptés seront donnés en cas de détection de mal être de l'animal.. Afin de diminuer le stress des animaux, un programme d’habituation aux conditions expérimentales est mis en place dans l’animalerie. Ces habituations consistent en des entrainements et se feront selon un protocole progressif, dans lequel chaque étape est apprise progressivement et est récompensée par un petit volume de liquide (jus, sirop) ou solide (bonbons, fruits secs) selon leurs préférences. Un tableau de progression sera utilisé pour suivre les progrès des animaux. Les techniciens de l’animalerie et les membres de la cellule bien-être animal s’assureront par des visites régulières qu’aucune souffrance ou mal être n’est ressenti par l’animal au cours de l’expérimentation. Le personnel impliqué sur le projet est formé au bien-être animal. Des points limites suffisamment précoces et adaptés à la procédure expérimentale sont mis en place pour intervenir le plus rapidement possible afin de limiter la souffrance animale.

Choix des espèces

L'anatomie cérébrale du macaque est très proche de celle du cerveau humain. En effet ces primates non humains, qui ne sont pas une espèce menacée d’extinction, possèdent des circuits neuronaux sous-corticaux proches de ceux de l’humain et permettent ainsi la compréhension des circuits neuronaux impliqués dans les mécanismes du comportement de veille/sommeil. Ce qui n’est pas le cas des rongeurs qui ont un rythme inversé avec des cycles plus courts. Il est possible de reproduire chez cet animal un syndrome parkinsonien similaire à celui observé chez les patients s'accompagnant d'un trouble de sommeil comme chez le patient parkinsonien. De plus la taille de cet animal et de son cerveau permettent l'utilisation et l'évaluation d'un système enregistreur/stimulateur implantable qui est prévu pour être utilisé chez le patient. Des adultes seront utilisés, car les traitements évalués dans cette étude ciblent des patients adultes. De plus l'utilisation d'animaux adultes assure que le dévelopement du cerveau soit achevé.

400 souris génétiquement modifiées pour développer une néphropathie à IgA vont être utilisées, toutes tuées à seize semaines, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent pendant douze semaines des croquettes enrichies en algues ou dépourvues de vitamine A, des antibiotiques dans l'eau de boisson trois fois par semaine pendant huit semaines, puis un gavage de bactéries trois fois par semaine pendant quatre semaines. Chaque semaine elles sont isolées cinq minutes dans une cage sans litière pour récupérer leurs urines et leurs fèces, l'opération étant répétée dans la journée si la quantité recueillie ne suffit pas. Le porteur écrit que la maladie ne leur cause aucune nuisance et que l'utilisation de la souris est "indispensable" pour apporter la preuve du concept avant des essais chez les patients.

Objectifs

La néphropathie à IgA (NIgA), une maladie rénale inflammatoire, est la plus courante en France et dans le monde. Elle a été décrite en 1968 par le professeur Berger. À ce jour, il n’existe pas de traitement pour guérir cette maladie, qui est devenue l’une des principales causes de perte de fonction rénale. Cela nécessite des traitements comme la dialyse (qui remplace la fonction des reins en filtrant le sang pour éliminer les déchets et l'excès de liquide) ou la transplantation de rein. La NIgA se produit lorsque le système immunitaire ne fonctionne pas correctement et attaque par erreur certaines protéines du corps. Cela entraîne une accumulation anormale d’une protéine (l'IgA) dans les reins. Avec le temps, cette accumulation provoque une inflammation qui peut endommager les reins et les empêcher de filtrer correctement le sang. Des modèles des souris génétiquement modifiées ont montré qu’elles développent une forme de la NIgA similaire à celle des humains. L'absence d’une protéine spécifique favorise l’accumulation de ces protéines dans les reins, ce qui accélère la progression de la maladie. Les causes exactes de la NIgA ne sont pas encore totalement comprises, mais des facteurs comme l’alimentation et la flore intestinale (l'ensemble des micro-organismes vivant dans notre corps, comme les bactéries) semblent jouer un rôle important. Ce projet de recherche cherche à mieux comprendre l’impact des régimes alimentaires et de la flore intestinale sur l’évolution de la NIgA. Par exemple, il étudie l’effet d’un régime riche en algues, qui modifie la flore intestinale et favorise des bactéries spécifiques. Ces bactéries sont retrouvées en plus grande quantité chez les patients atteints de NIgA. D’autres recherches montrent que l’élimination de la vitamine A de l’alimentation des souris améliore les symptômes de la maladie, en réduisant l’accumulation de protéines du système immunitaire dans les reins. L’objectif global de cette étude est d’identifier de nouvelles pistes thérapeutiques basées sur l’alimentation et la flore intestinale. Ces résultats, encore en phase préclinique, pourraient permettre le développement de nouvelles stratégies pour ralentir ou prévenir la progression de la NIgA, ouvrant ainsi la voie à de futurs essais cliniques chez les patients.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de mieux comprendre les mécanismes impliqués, tels que l’effet de l’alimentation (riche en algues et déficiente en vitamine A) et de la flore intestinale dans une maladie inflammatoire rénale, la NIgA, afin de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques pour les patients atteints de la NIgA.

Procédures

Pour étudier l'effet de l'alimentation (riche en algues ou carencée en vitamine A) sur la maladie de la NIgA, les souris seront nourries pendant 12 semaines avec des croquettes contenant des algues ou des croquettes dépourvues de vitamine A, disponibles en libre accès. Le poids des souris sera mesuré une fois par semaine pendant 16 semaines. Des prélèvements seront réalisés toutes les deux semaines pour les urines et chaque semaine pour les fèces pendant 16 semaines. Afin d'étudier l'interaction entre l'alimentation et les bactéries de la flore intestinale dans la maladie de la NIgA, les souris recevront des antibiotiques dans leur eau, trois fois par semaine pendant 8 semaines. A l’âge de 8 semaines, elles seront gavées avec des bactéries, trois fois par semaine pendant 4 semaines. Le poids des souris sera également mesuré chaque semaine dès le début de l'étude pendant 16 semaines. Les prélèvements seront effectués toutes les deux semaines pour les urines et toutes les quatre semaines pour les fèces pendant 16 semaines. Dans les deux cas, les prélèvements d'urine et de fèces seront réalisés sur des souris vigiles. Les souris seront isolées pendant 5 minutes dans des cages sans litière pour effectuer le prélèvement. Les échantillons d'urine seront collectés à l'aide d'une pipette dans la cage, après que les souris aient uriné d'elles-mêmes. Les échantillons de fèces seront également prélevés dans la cage après que les souris aient fait leurs besoins. Si les échantillons sont insuffisants, l'opération sera répétée au cours de la journée. Les prélèvements d'urine et de fèces seront réalisés le même jour. A l’âge de 16 semaines, les animaux seront euthanasiés conformément aux réglementations en vigueur. Un prélèvement sanguin sera effectué directement au niveau du cœur après la mort des animaux, et les reins, le foie, la rate et l’intestin seront récupérés pour analyse.

Impact sur les animaux

Toutes les souris utilisées ne présentent pas de problème de santé lié à la maladie. La NIgA ne cause pas de nuisances pour elles. Les bactéries ne sont pas des bactéries infectieuses. L’administration des antibiotiques n’a pas d’effet négatif sur les souris. Celles-ci ont bien toléré l’alimentation riche en algues. Les seules nuisances possibles pourraient être liées aux gestes du gavage, comme un stress temporaire ou un léger inconfort dû à l’introduction de la sonde gastrique.

Devenir

A l'issue de la procédure, tous les animaux seront euthanasiés afin de prélever le sang et différents organes pour réaliser les analyses et répondre à la question scientifique.

Remplacement

Les connaissances issues de cette étude ne peuvent pas être obtenues actuellement par d'autres méthodes de remplacement compte-tenu de la complexité de l’interaction entre le microbiote intestinale et la réponse inflammatoire (L’organisme fabrique des substances chimiques qui produisent une réponse immunitaire pour lutter contre l'infection ou guérir les tissus endommagés), et les effets rénaux qui nécessitent de travailler à l'échelle d'un organisme entier vivant. L'utilisation de modèle murin est donc indispensable pour montrer le rôle du microbiote apportant ainsi la preuve du concept et permettrait d'envisager des essais cliniques chez des patients.

Réduction

Les souris utilisées présentent un faible taux de mortalité. Nous avons déterminé le nombre d'animaux nécessaires pour obtenir des résultats fiables et statistiquement significatifs. Le nombre de souris par groupe a été fixé en tenant compte des différences possibles dans les effets de la NIgA. Ce calcul a été basé sur des résultats préliminaires et sur un calcul statistique.

Raffinement

Dans le respect de la loi des 3R et dans un souci de bien-être animal, des matériaux comme du coton et du kraft seront ajoutés dans les cages pour permettre aux animaux de faire des nids et éviter les comportements stéréotypés. Nous nous assurerons qu'aucun animal ne soit isolé durant l'expérience afin de préserver leurs groupes sociaux. Des seuils de sécurité, définis de manière précoce, ont été établis pour éviter toute douleur, souffrance ou angoisse chez les animaux. Ces seuils, basés sur des critères comme la variation du poids, l’apparence extérieure et les changements de comportement, permettront d’adapter les mesures prises : augmentation des observations, administration d'antalgiques renouvelables toutes les 12 heures, ou euthanasie anticipée si nécessaire. Les animaux seront surveillés quotidiennement par le personnel responsable, et les seuils de sécurité seront vérifiés une fois par semaine (état général et pesée). Lorsqu'un geste comme le gavage est effectué, les souris seront surveillées le lendemain pour vérifier leur état général. À la fin de l’expérience, tous les animaux seront euthanasiés.

Choix des espèces

Le modèle murin est le meilleur choix pour développer le modèle de néphropathie à IgA, similaire à celle de la NIgA chez l'homme. Cela nous permettra d'analyser et d'étudier les effets de la maladie avec des interactions entre le régime alimentaire et le rôle du microbiote. Cette espèce présente l'avantage d'être un petit mammifère dont la génétique est bien connue ce qui nous permet d'utiliser un modèle génétiquement modifié bien établi. Pour ce faire, nous utiliserons des souris âgées de 4 semaines, car l'alimentation a un impact sur la composition de la flore intestinale comme montré chez l'homme, dès le plus jeune âge.

182 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, chacune privée d'eau en dehors d'une heure trente par jour pendant trois semaines, et cela à trois reprises au cours de sa vie, à cinq, douze et dix-huit mois. Un second groupe subit en plus une chirurgie stéréotaxique de trois heures sous anesthésie générale, à quatre mois, pour implanter un dispositif d'enregistrement, puis reçoit une heure de stimulation visuelle par jour pendant trente jours, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur indique que les souris s'adaptent bien à la restriction et stabilisent leur poids autour de 92 % du poids initial, et qu'il a retenu cette privation d'eau parce qu'elle stresse moins qu'une privation de nourriture. La stimulation lumineuse est annoncée comme totalement non invasive et transposable rapidement aux personnes âgées, quand l'usage immédiat consiste à ouvrir le crâne de souris pour enregistrer leur activité cérébrale.

Objectifs

Le vieillissement normal s'accompagne souvent de troubles de la mémoire qui affectent la qualité de vie des personnes âgées. Ces troubles touchent particulièrement la mémoire de travail, qui nous permet de maintenir temporairement des informations en mémoire pour guider nos actions. Cette fonction repose sur la communication entre deux régions cérébrales principales : l'hippocampe, impliqué dans la mémoire, et le cortex préfrontal, essentiel à la prise de décision. Des études récentes suggèrent que les troubles de la mémoire liés à l'âge pourraient résulter d'une perturbation de la communication entre ces régions cérébrales. Notre projet vise à comprendre précisément comment cette communication évolue au cours du vieillissement normal et comment ses altérations conduisent aux troubles de la mémoire. De manière innovante, nous testerons si une stimulation visuelle à une fréquence spécifique, dont nous avons démontré qu'elle augmente significativement la dynamique cérébrale, pourrait restaurer une communication normale entre ces régions cérébrales et ainsi améliorer la mémoire. Ce projet est rigoureusement conçu en conformité avec les principes des 3 R (Réduction, Raffinement, Remplacement). Les animaux seront soumis à une surveillance quotidienne et bénéficieront de soins méticuleux dans des conditions expérimentales strictement contrôlées. Une analyse statistique robuste justifie l'utilisation de 182 souris sur une période de 5 ans pour l'exécution complète de l'étude. Les résultats de ce projet pourraient ouvrir la voie au développement de nouvelles approches thérapeutiques non-invasives pour maintenir les capacités cognitives au cours du vieillissement normal.

Bénéfices attendus

Cette étude permettra de mieux comprendre les mécanismes cérébraux responsables du déclin cognitif lié à l'âge, tout en ouvrant de nouvelles perspectives thérapeutiques facilement transposables chez l'humain. En effet, la stimulation visuelle rythmique étant totalement non-invasive, elle pourrait rapidement être adaptée en une intervention thérapeutique pour maintenir les capacités cognitives des personnes âgées. Les résultats de ce projet pourraient donc ouvrir la voie au développement de nouvelles approches thérapeutiques non-invasives pour maintenir les capacités cognitives au cours du vieillissement normal.

Procédures

Le premier groupe sera soumis à des tests comportementaux à trois âges différents (5, 12 et 18 mois). Chaque période de test comprend une restriction hydrique (accès à l'eau 1h30 par jour pendant environ 3 semaines), deux jours d'habituation au dispositif (10 minutes par jour) suivis des sessions d'apprentissage et de test (16 essais par jour). Le second groupe sera soumis à une chirurgie stéréotaxique sous anesthésie générale (environ 3h) à l'âge de 4 mois, suivie du même protocole comportemental. À 12 mois pour un premier sous-groupe ou 18 mois pour un second sous-groupe, les animaux recevront une stimulation visuelle quotidienne pendant 30 jours (1h de stimulation encadrée par 1h avant et 1h après dans une pièce calme). Les animaux subissent également une injection pour l’anesthésie

Impact sur les animaux

La chirurgie peut induire de la douleur et une altération temporaire de l'état de santé des animaux. La restriction hydrique nécessaire aux tests comportementaux peut causer un inconfort modéré. Cependant, nos données montrent que les souris s'adaptent bien à ce protocole avec une stabilisation du poids à environ 92% du poids initial. Cette approche a été choisie car elle est moins stressante qu'une restriction alimentaire. L’injection ip d’anesthésique peut induire une douleur aigüe de courte durée

Devenir

L’ensemble des animaux sera mis à mort afin de prélever le tissu cérébral fixé

Remplacement

Notre projet vise à étudier l'évolution des interactions hippocampo-corticales au cours du vieillissement normal et leur impact sur la mémoire de travail spatiale. Ces processus reposent sur des interactions dynamiques complexes entre structures cérébrales qui ne peuvent être reproduites in vitro ou par des simulations informatiques. De plus, l'étude du vieillissement normal nécessite un suivi longitudinal qui ne peut être réalisé que chez l'animal.

Réduction

Le nombre d'animaux dans chaque groupe représente le minimum nécessaire, déterminé grâce à une analyse statistique rigoureuse. Cette analyse prend en compte plusieurs facteurs importants incluant la variation naturelle du comportement chez la souris ou la mortalité naturelle due au vieillissement. Le nombre d'animaux choisi nous permet donc d'obtenir des résultats scientifiquement valables malgré ces contraintes.

Raffinement

La chirurgie sera opérée sous anesthésie gazeuse supplémentée par une couverture analgésique locale par injection sous-cutanée au niveau de la zone d’incision chirurgicale. Une pommade d’anesthésique local limitera les douleurs aux oreilles dues aux barres d’oreilles, l’ajout de pommade à base de vitamine A limitera le dessèchement oculaire. Pendant la chirurgie une injection sous cutanée d’un anti-inflammatoire non stéroïdien assurera l’analgésie et il sera ajouté au biberon pendant 1 à 3 jours pour assurer l’analgésie post-opératoire. Enfin, la température corporelle sera maintenue grâce à un tapis chauffant thermostaté. La lutte contre l’hypothermie se poursuit jusqu’au réveil complet de l’animal en plaçant sa cage sous une lampe chauffante. L’état de santé des animaux sera surveillé tout au long de l’expérience par du personnel formé, plus particulièrement avec une observation détaillée la semaine suivant la chirurgie. En amont des expériences, les animaux seront familiarisés à la manipulation par l’expérimentateur afin de diminuer le stress. Ils seront également habitués à l’utilisation d’une boite (plutôt qu’un tunnel qui abimerait le dispositif électrophysiologique) pour le transport de l’animal depuis sa cage d’hébergement au dispositif expérimental et viceversa.

Choix des espèces

Nous utilisons la souris comme modèle car son cerveau présente des similarités importantes avec celui de l'humain, particulièrement pour les régions impliquées dans la mémoire. Nous avons choisi une lignée de souris (CD1) qui, comme les humains, présente une diversité génétique naturelle. Ceci est particulièrement important pour étudier le vieillissement, qui varie d'un individu à l'autre. L'étude suivra les souris de l'âge adulte (4-5 mois) jusqu'à un âge avancé (18 mois). Cette période nous permet d'observer l'évolution complète des capacités cognitives : depuis l'état optimal chez le jeune adulte, en passant par l'apparition des premiers changements (12 mois), jusqu'au vieillissement plus marqué (18 mois).

Une injection de cardiotoxine dans chacun des deux tibias détruit le muscle de souris endormies à l'isoflurane, après cinq jours d'injections quotidiennes de tamoxifène et avant jusqu'à sept jours d'injections de glucocorticoïdes. 3 400 souris mâles vont être utilisées ainsi, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur affirme n'attendre aucun effet secondaire majeur et décrit des procédures qui n'entraînent généralement pas de souffrance, alors que le protocole repose sur la destruction chimique des muscles des pattes et sur un prélèvement sanguin qu'il chiffre à 25 % du volume corporel juste avant la mise à mort. Celle-ci consiste en une perfusion de paraformaldéhyde dans le cœur sous anesthésie à la kétamine, pour fixer d'un coup tous les organes.

Objectifs

Dans le cadre d’une blessure les glucocorticoïdes comme la cortisone peuvent être prescris pour leurs effets anti-inflammatoires efficaces mais dont la prise prolongée peut induire une perte de la masse musculaire. Les études sur les effets des glucocorticoïdes réalisées in vitro sur des cellules en culture montrent des résultats souvent contradictoires. Ainsi, malgré cette utilisation courante le mode d’action précis grâce auquel les glucocorticoïdes produisent leurs effets bénéfiques comme délétères sont encore mal connus. L’objectif de ce projet est de comprendre les mécanismes moléculaires et cellulaires par lesquels les glucocorticoïdes sont impliqués dans la dégénérescence et la régénération musculaire via certain type de cellule immunitaire. Cette étude permettra aussi de mieux décrire, in vivo, le lien entre une partie du système immunitaire et les cellules souches du muscle. Enfin, grâce à ce projet nous espérons pouvoir identifier le meilleur moment pour administrer les traitements aux glucocorticoïdes en évitant les effets secondaires indésirables.

Bénéfices attendus

L'ensemble de ces études nous permettra d'identifier le rôle des glucocorticoïdes dans des conditions physiologiques de régénération musculaire. Ce projet permettra aussi de décrire les effets induits par des traitements aux glucocorticoïdes. Nous pourrons ainsi disséquer les conséquences d’un potentiel dysfonctionnement du système immunitaire sur les processus d’inflammation mais aussi les conséquences sur la réparation des fibres musculaires. En comprenant les cibles et le rôle précis des glucocorticoïdes des traitements pourront être développer pour cibler un type cellulaire en particulier et être administrés au moment adéquat.

Procédures

Les animaux vigiles, c’est-à-dire non anesthésiés, seront soumis principalement des injections de différents types ne nécessitant pas de contention de plus de 30 secondes. Une première vague d’injection de tamoxifène, permettant l’invalidation du récepteur des glucocorticoïdes, sera réalisée une fois par jour pendant 5 jours. Ensuite, l’induction de la lésion musculaire se fera sur des animaux endormis à l’aide d’un gaz à savoir l’isoflurane. Les animaux endormis recevront une injection unique de cardiotoxine dans chacun des tibias. Une fois l’animal endormi cette procédure dure environ 1,5 minute. Durant la régénération musculaire, les traitements par glucocorticoïdes seront réalisés grâce à une injection par jour sur une période allant de 1 à 7 jours maximum. L’injection unique d’une molécule, pour visualiser la prolifération cellulaire, sera réalisée par injection sur des animaux vigiles deux heures avant leur mise à mort. Le prélèvement de sang sera réalisé via l’artère temporo-mandibulaire sur des animaux vigiles juste avant leur mise à mort et représentera 25% de leur volume corporel. Enfin, pour l’anesthésie létale les animaux vigiles seront injectés avec un mélange de xylazine/kétamine afin de subir une chirurgie. Cette dernière consiste à réaliser une perfusion de paraformaldéhyde intracardiaque cœur afin que le système circulatoire permette au fixateur d’atteindre tous les organes. Cette technique permet de fixer et préserver les tissus de manière homogène.

Impact sur les animaux

Les procédures expérimentales prévues dans ce projet sont toutes maîtrisées par notre équipe et les expérimentateurs prévus sur ce projet. Par ailleurs, le nombre d’injection et la période prévues ont été définies car on sait qu’aucun effet secondaire majeur n’avait été observé auparavant. En effet, 7 jours de traitement aux glucocorticoïdes ne provoquent normalement pas d’atrophie musculaire. Ainsi, nous n’attendons pas d’effets secondaires majeurs causés les molécules injectées. Néanmoins nous ne pouvons exclure le risque d’infection due au point d’injection qui sera surveillé. Le projet cible les muscles squelettiques, c’est pourquoi la démarche de la souris sera examinée afin de s’assurer qu’elle ne présente pas de difficultés à se déplacer (boitement, absence de déplacement, …).

Devenir

A l'issue de la procédure tous le animaux expérimetaux seront mis à mort pour réaliser des analyses moléculaires et histologiques.

Remplacement

Afin de déterminer les effets des glucocorticoïdes endogènes et synthétiques (dexaméthasone) sur la régénération musculaire, le recours à un organisme entier est nécessaire. En effet, lors de la régénération musculaire, les cellules du système immunitaire provenant de la circulation sanguine sont impliquées mais aussi d’autres facteurs comme les hormones. Ainsi, il est nécessaire d’utiliser un animal entier afin que tous les facteurs physiologiques pouvant intervenir dans ce processus soient pris en compte (exemple : niveaux d’hormones circulantes). Nous avons choisi de travailler sur la souris, animal pour lequel le processus de régénération musculaire est semblable à celui de l'homme et pour lequel nous disposons de tous les outils nécessaires pour mener à bien cette étude. Par ailleurs, le temps de gestation de la souris est relativement court (21 jours en moyenne) et permet la production d’un nombre assez important d’individu, contribuant à la production de résultats significatifs.

Réduction

De nombreuses études menées au laboratoire sur la régénération musculaire ont mené à une bonne connaissance du modèle ainsi que des traitements à réalisés. Ainsi, comme tous les traitements sont déjà bien décris et le modèle validé, nous n’aurons à optimiser aucun traitement et disposons de protocoles précis pour chaque expérimentation. Par ailleurs, les deux pattes des souris seront systématiquement utilisées afin de réduire de moitié le nombre d'animaux requis.

Raffinement

Dans le laboratoire, les manipulateurs prévus pour ce projet possèdent une expérience importante dans la réalisation de ces procédures qui n’entraine généralement pas de souffrance pour les animaux. Néanmoins, si l’un des animaux atteint un point limite, celui-ci sera immédiatement mis à mort par afin d'éviter toute souffrance inutile. Par ailleurs, après injection, les souris seront attentivement suivies. Le projet cible les muscles squelettiques, c’est pourquoi la démarche de la souris sera examinée afin de s’assurer qu’elle ne présente pas de difficultés à se déplacer (boitement, absence de déplacement, …). De plus, le risque d’infection sera pris en considération au niveau de la zone d’administration du composé induisant un dommage musculaire. Enfin, comme tous les traitements sont déjà bien décris et le modèle validé, nous n’aurons à optimiser aucun traitement pouvant entrainer des effets secondaires délétères sur les animaux.

Choix des espèces

Nous avons choisi de travailler sur la souris, animal pour lequel le processus de régénération musculaire est semblable à celui de l'homme et pour lequel nous disposons de tous les outils moléculaires nécessaires pour mener à bien cette étude. Les effets des glucocorticoïdes sur un type cellulaire donné impliquent des voies de signalisation complexes ainsi que le microenvironnement cellulaire. Ainsi, l'utilisation de modèles cellulaires reste limitée. La souris présente un intérêt particulier pour l'administration de traitements pharmacologiques du fait de sa facilité de manipulation, mais aussi de la similarité avec l'homme, tant au niveau histologique qu'au niveau du type de réponse aux traitements. Par ailleurs, les techniques de mutagénèses conditionnelles ne sont disponibles que chez les souris et sont validées pour des études physiopathologiques de gènes. Les animaux utilisés pour ces expérimentations seront des mâles entre 10 et 30 semaines. La régénération musculaire se faisant en plusieurs étapes, nous effectuerons une cinétique. Nous étudierons les mécanismes d'action entraînant la dégénérescence musculaire et l’inflammation en analysant les souris à 1, 3, 5 , 7, 14, 28 et 60 jours après injection de la cardiotoxine. Un groupe d’animaux sera également analysé en l’absence de traitement à la cardiotoxine. Pour la majorité des expérimentations nous utiliserons les souris de la lignée LysM-Cre, cette Recombinase Cre étant constitutive elle ne nécessite pas d’injection au tamoxifène. Néanmoins, si nous observons des phénotypes sur ces souris, nous voudrions exclure une cause développementale c’est pour cela qu’il nous sera indispensable d’utiliser une seconde lignée inductible LysM-CreERT2. Il est difficile à cette étape de prévoir à quel stade nous utiliserons ces souris car cela dépendra du phénotype des souris issues de la lignée LysM-Cre. Amendement Nous voulons ajouter trois modèles. Deux modèles dans lesquels GR est invalidé dans la fibre musculaire de manière constitutive (HSA-Cre) ou inductible (HSA-CreERT2). Le second modèle proviendra d’un fournisseur agrée de souris ayants subies une surrénalectomie. Nos résultats préliminaires montrent la nécessité d'étudier des stades intermédiaires, à savoir 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 10, 14, 21, 28, 40, 60 et 80 jours après l’injection de cardiotoxine, sans se limiter aux précédemment stades mentionnés.

Dix à quinze minutes d'anesthésie pour mesurer une force musculaire puis provoquer une fatigue du muscle, une seule fois par animal : 700 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Elles absorbent pendant cinq jours une substance mélangée à un gel alimentaire qui supprime une protéine dans leurs cellules souches musculaires, l'objectif étant de comprendre la régulation de ces cellules dans la dystrophie musculaire de Duchenne. Le porteur attend un vieillissement accéléré des muscles, une perte de masse musculaire et une réduction de la mobilité, conséquences qu'il dit non encore caractérisées. Il précise que ces souris ne présentent pas les symptômes des patients, se déplacent, se reproduisent et vivent normalement, et retient malgré cela ce modèle parce que leurs muscles ressemblent à ceux de l'être humain.

Objectifs

Le muscle se régénère complètement après une lésion grâce aux cellules souches musculaires. A la détection d’une blessure, elles produisent de nouvelles fibres musculaires en s’activant, s’expandant, se différenciant puis en fusionnant entre elles. Les cellules souches musculaires s’adaptent aux différents changements au cours de ces étapes, grâce à leur métabolisme. Cependant, l’activité de ces cellules souches musculaires est défectueuse chez des patients atteints de Dystrophie musculaire de Duchenne. Cette maladie est dégénérative. Elle est causée par l’absence d’une protéine dans le muscle, ce qui le rend extrêmement sensible aux blessures à la moindre contraction. Cela entraîne le recrutement constant des cellules souches musculaires, qui n’arrivent pas à réparer le muscle correctement. En conséquence, les patients atteints de cette maladie perdent la capacité de marcher après une dizaine d’années de vie et meurent par insuffisance cardiaque ou respiratoire. Aucun traitement n’existe actuellement, les thérapies actuelles réduisent les symptômes, mais ont de lourds effets indésirables. Il y a donc une nécessité d’étudier plus profondément cette maladie, pour pouvoir développer d’autres approches thérapeutiques dans le futur. Notre projet consiste donc à étudier le rôle d’une protéine dans la régulation métabolique des cellules souches musculaires dans un modèle de souris mimant la Dystrophie musculaire de Duchenne. Ce modèle de souris est cependant moins impacté que les patients atteints de la maladie. En effet, ces souris se déplacent, se reproduisent et vivent normalement. Cependant, leurs muscles ont une fonction altérée et des signes de lésions. Nous pouvons donc nous servir de ce modèle pour étudier la régulation métabolique des cellules souches musculaires. En enlevant une protéine d’intérêt dans les cellules souches musculaires de ce modèle, nous déterminerons son rôle dans la régulation des cellules souches musculaires dans la Dystrophie musculaire de Duchenne. Ce projet permettra ainsi de mieux comprendre comment sont régulées les cellules souches musculaires dans cette maladie. Ce travail supportera le développement de stratégies thérapeutiques ciblant les cellules souches musculaires, pour améliorer durablement la qualité de vie des patients.

Bénéfices attendus

Le projet vise à améliorer les connaissances sur les régulations métaboliques des cellules souches musculaires dans la dystrophie musculaire de Duchenne. Étant donné qu’il n’existe actuellement pas de traitement pour soigner cette pathologie, apporter de nouvelles connaissances est primordial afin d’identifier de nouvelles approches thérapeutiques pour la prise en charge de cette pathologie. Nous déterminerons pour la première fois comment les cellules souches musculaires sont métaboliquement altérées dans la DMD. Notre étude permettra ainsi le développement de futures stratégies thérapeutiques ciblant les cellules souches musculaires pour améliorer durablement la qualité de vie des patients.

Procédures

Un groupe de souris sera soumis à une mesure de force et à une stimulation musculaire au cours de leur vie, sous anesthésie générale. L’intervention ne dure que 10 min maximum et la potentielle douleur ressentie lors de la stimulation musculaire sera prise en charge par l’administration d’un anti-douleur en amont.

Impact sur les animaux

Le fait d’enlever une protéine dans les cellules souches musculaires de modèle de souris de la dystrophie musculaire de Duchenne peut avoir des conséquences, qui ne sont pas encore caractérisées. Nous nous attendons à un vieillissement accéléré des muscles, se traduisant par une perte de la masse musculaire et une réduction de la mobilité de l’animal. Nous souhaitons analyser la force musculaire de ces souris. Pour cela, les animaux doivent être anesthésiés pour une durée totale de 10-15min, le temps de mesurer la force musculaire et de réaliser un test de fatigue musculaire. Le test de fatigue musculaire peut entraîner une légère douleur.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort car le projet nécessite une analyse détaillée du tissu musculaire, qui ne peut pas être réalisée sur animal entier vivant.

Remplacement

Ce projet découle de précédents résultats montrant l’implication d’une protéine dans l’activité déréglée des CSM dystrophiques. Cependant, l’étude des cellules souches musculaires est complexe, elles interagissent avec d’autres cellules et des molécules au sein du muscle. Ainsi, étudier la régulation métabolique de ces cellules en culture devient vite limité, puisque nous ne pouvons mimer correctement toutes les interactions et signaux présents dans le muscle. Ainsi, l’expérimentation animale est indispensable pour déterminer les fonctions de cette protéine en analysant les tissus, cellules et molécules.

Réduction

L’utilisation des animaux est strictement réduite au nombre nécessaire au projet. Plusieurs échantillons seront prélevés post-mortem sur le même animal pour optimiser le nombre d’animaux utilisés. Certains échantillons post-mortem peuvent être analysés dans différentes procédures, ils seront donc réutilisés pour limiter le nombre d’animaux utilisés dans ce projet. Des analyses statistiques ont été faites pour estimer le nombre d’animaux nécessaires à différentes expériences. Le nombre d’animaux a également été calculé sur la base de précédents résultats et selon le nombre d’expériences planifiées.

Raffinement

Les souris absorberont pendant 5 jours une substance permettant la suppression de notre protéine d’intérêt au sein des cellules souches musculaires. Cette substance sera mélangée à un gel alimentaire qui remplacera les croquettes habituelles des souris. Cela permet d’éviter les injections de cette substance, cause de stress et d’inflammation chez l’animal. Les souris seront acclimatées à ce changement de nourriture une semaine à l’avance. Les souris seront surveillées et pesées quotidiennement lors de la durée du traitement et hebdomadairement après traitement. Cette surveillance s’effectue grâce à l’établissement de différents critères, se basant sur l’aspect et le comportement de l’animal. Cela permettra de prendre en compte et minimiser le moindre signe de douleur ou de mal-être de l’animal, en adaptant les conditions d’hébergement. Pour suivre les cellules souches musculaires en activité dans le muscle en analyse post-mortem, nous administrerons une autre substance aux souris, qui se fixera sur les cellules en activité. Pour éviter les injections, cette substance sera mélangée à l’eau de boisson des souris, qui contiendra 1% de glucose, pour donner un léger goût sucré. Les souris seront acclimatées à ce changement d’eau de boisson (1% de glucose) une semaine avant traitement. Cette substance n’est pas connue pour entraîner des effets indésirables chez les animaux après un mois d’administration. Lors de l’analyse de la force musculaire, les animaux seront anesthésiés puisque cette procédure nécessite l’immobilisation de l’animal. La mesure de force et le test de fatigue seront réalisés consécutivement sur le même animal, sous une seule anesthésie, grâce à un dispositif permettant de réaliser ces deux mesures, de façon concomitante. Cela réduit ainsi le nombre d’animaux utilisés, et la qualité des résultats en est améliorée. La procédure dure environ 10-15 min et ne sera effectuée qu’une seule fois par animal. Un anti-douleur sera administré lors de l’anesthésie, pour éviter toute légère douleur pouvant être causée par le test de fatigue.

Choix des espèces

Le modèle de souris de la Dystrophie musculaire de Duchenne ne présente pas de symptômes contrairement aux patients atteints de DMD. Toutefois, les muscles de ces souris présentent des signes de régénération et de lésions, plus ou moins importants au cours de leur vie. Cela n’empêche cependant pas les animaux de se déplacer, de se reproduire et de vivre normalement. Nous utilisons un modèle de souris puisque les muscles, par leur structure et leur fonctionnement, ressemblent aux muscles de l’Homme. Pour mieux caractériser le rôle de notre protéine d’intérêt, nous analyserons les conséquences de son absence dans les cellules souches musculaires, à différents âges des souris, correspondant aux différents stades de progression de la maladie. A 3 semaines d’âge, les muscles des souris ne présentent aucun signe de lésion ou de régénération. Enlever notre protéine d’intérêt à ce moment-là, nous permettrait ensuite d’observer comment les cellules souches musculaires se comportent à 8-12 semaines d’âge, période où ces cellules sont normalement fortement sollicitées pour réparer/régénérer le muscle. Une autre stratégie de ce projet consiste à enlever notre protéine d’intérêt à la fin de la période où les cellules souches musculaires sont fortement sollicitées, entre 10 et 12 semaines d’âge. Nous observerons ensuite les conséquences de l’absence de cette protéine sur le long terme, de 5-6 mois à 15-17 mois d’âge, correspondant au début et à la fin de la phase dite de « faible intensité » de la maladie chez ces souris.

Toutes tuées à l'issue pour prélever leurs tissus, 1 515 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, afin d'établir un modèle d'hépatoblastome, cancer du foie de l'enfant, chez des souris au système immunitaire intact. Une partie subit une chirurgie abdominale ou lombaire pour une injection dans le foie ou la rate, ou la greffe d'un fragment tumoral dans le foie. Toutes subissent jusqu'à dix prélèvements sanguins, vingt échographies sous anesthésie et deux séances d'IRM qui imposent un transport vers un autre établissement, et des vecteurs viraux sont injectés à des souriceaux avant la naissance puis à deux, cinq et quinze jours de vie. Le porteur écrit que le développement des tumeurs hépatiques n'entraîne pas de nuisances en soi, parce que les souris seront tuées avant que ces tumeurs ne dégradent leur état général.

Objectifs

L’hépatoblastome (HB) est le cancer du foie le plus fréquent chez l’enfant. La survie globale à 5 ans actuellement est de 80 pour cent. Le traitement associe de la chimiothérapie à base de Cisplatine à une résection chirurgicale de la tumeur. Mais 20 pour cent des enfants traités vont développer une résistance au Cisplatine au cours de la chimiothérapie néoadjuvante ou au cours de la récidive de la maladie. Il existe actuellement peu d’alternatives thérapeutiques, avec des données insuffisantes sur les alternatives proposées. Il est donc crucial de pouvoir tester de nouvelles associations de traitement ou de nouveaux traitements. Les modèles pré-cliniques d’hépatoblastome qui existent aujourd’hui sont réalisés sur des souris nude, souris immunodéprimées, chez qui un fragment d’HB humain, ou des suspensions cellulaires issues de culture cellulaires d’HB sont implantés en sous cutané ou en situation orthotopique, c’est-à-dire directement dans le foie. Cependant le système immunitaire a un rôle primordial dans la réponse anti-tumorale. Il est donc très important de développer des modèles syngéniques d’hépatoblastomes chez la souris immunocompétente afin de pouvoir, une fois le modèle établi, étudier l’effet de nouveaux traitements et également étudier la réponse immunitaire impliquée dans la réponse anti-tumorale. Le projet se déroule dans deux établissements utilisateurs.

Bénéfices attendus

Notre équipe s’intéresse à deux grands types de tumeurs malignes du foie : les carcinomes hépatocellulaires (CHC) principalement développés chez l’adulte et les hépatoblastomes (HB) qui se développent chez l’enfant de moins de 5 ans. L’HB est une maladie rare mais c’est le cancer du foie le plus fréquent chez l’enfant. L'incidence est de 1 à 1,5 /1000000 d'enfant de moins de 15 ans, et cette incidence est en cours d'augmentation. Il touche 20 enfants par an en France. Dans le cas des HB, bien que la majorité des patients répondent aux traitements conventionnels, environ 20 pour cent sont réfractaires et décèdent. Les modèles de xénogreffes de lignées tumorales ou de greffes orthotopiques de tumeurs dérivées de pièces opératoires de patients représentent les modèles précliniques les plus pertinents actuellement pour étudier la réponse thérapeutique. Mais ces modèles sont développés chez des souris immunodéficientes et ne permettent pas d’étudier le rôle du système immunitaire. Cette étude nous permettra de mieux comprendre les mécanismes mis en jeu, et notamment les mécanismes immunitaires, et de tester de nouvelles approches thérapeutiques pouvant être bénéfiques aux patients réfractaires aux traitements habituels.

Procédures

Les animaux pourront être soumis, selon les cas, à l’un des gestes suivants : 1) une chirurgie abdominale ou lombaire pour injection dans le foie ou la rate (une seule fois, animal anesthésié et analgésié, 15min maximum) (réalisé dans l'établissement utilisateur 1 (EU1), 2) injection percutanée (animal vigile, 1 fois maximum, 15sec) (EU1), ou 3) une chirurgie abdominale pour greffe d’un fragment tumoral dans le foie (une seule fois, animal anesthésié et analgésié, 15min maximum) (EU1). L’ensemble des animaux seront amenés à avoir : des prélèvements de sang de faible volume (animal anesthésié, 10 fois maximum avec une intervalle d’une semaine minimum entre chaque, 1min) ; un suivi par échographie abdominale (animal anesthésié, 20 fois maximum, 15 min) (EU1) ; pour certains un transport dans un autre établissement afin d’effectuer une imagerie non invasive par IRM (animal anesthésié, 2 fois, 30 min) (réalisé dans l'établissement utilisateur 2 (EU2)). En fin de période de maintien les animaux seront anesthésiés, un dernier prélèvement sanguin (1 min) sera réalisé et ils seront immédiatement euthanasié par une méthode réglementaire.

Impact sur les animaux

Les nuisances prévues sont principalement celles engendrées par les procédures chirurgicales réalisées, qui peuvent engendrer une douleur au niveau de l’incision au réveil de l’animal et avoir une incidence sur l‘état général de santé de l‘animal (perte d‘appétit, baisse de l‘activité, infection de la cicatrice, détresse de l’animal dans les cas les plus grave), ainsi qu’entrainer une légère gêne dans la locomotion. Un risque anesthésique est également à prendre compte (détresse respiratoire, réveil intempestif). L’utilisation d’animaux à des âges précoces peut engendrer un abandon de la part de la mère, voir du cannibalisme dans le cas des nouveau-nés. Un stress de l’animal peut aussi être constaté lors des contentions, ainsi qu’un inconfort lors des injections. Le développement des tumeurs hépatiques est généralement asymptomatique et n’entraîne donc pas de nuisances en soit, car les animaux seront euthanasiés avant que les tumeurs entrainent une dégradation de l’état général des animaux. Une imagerie non invasive (IRM) sera réalisée dans un autre établissement utilisateur, ce qui nécessite un transport des animaux qui peut entraîner une nuisance. Une imagerie non invasive (IRM) sera réalisée dans un autre établissement utilisateur, ce qui nécessite un transport des animaux qui peut entraîner une nuisance du fait du stress lié à la néophobie des rongeurs. Un risque anesthésique est également à prendre compte car l'IRM est effectuée sous anesthésie générale (détresse respiratoire, risque d'hypothermie, réveil intempestif).

Devenir

Le prélèvement des tissus d’intérêt étant nécessaire pour la réalisation de nos analyses, l’ensemble des animaux sera euthanasié à la fin des procédures grâce à une méthode réglementaire, et dans le respect des bonnes pratiques.

Remplacement

Les modèles in vitro ne miment que partiellement la pathologie humaine car ils ne permettent pas de modéliser certains paramètres biologiques pouvant influencer le développement tumoral ou la réponse thérapeutique, tels que les interactions des cellules tumorales avec leur environnement ou encore l'hétérogénéité intra-tumorale. Il est donc essentiel de disposer de modèles in vivo reproduisant le plus fidèlement possible les caractéristiques de la pathologie humaine. Le recours à des modèles animaux est donc indispensable pour mieux comprendre l'histoire naturelle de la maladie et identifier de nouvelles cibles thérapeutiques.

Réduction

Les effectifs ont été réduits au maximum et les groupes seront composés de 8 à 12 animaux. Cet effectif a été déterminé grâce à un calcul de puissance, afin d’utiliser le moins d’animaux possibles tout en permettant d’obtenir des résultats suffisamment robustes, et les expériences pourront être réitérées jusqu’à 3 fois si nécessaire. Il sera nécessaire de procéder à des tests statistiques pour une interprétation fiable des résultats. Afin de limiter au maximum les éventuelles variations entre les expériences, les paramètres d’hébergement et de soin des animaux seront contrôlés. Le suivi tumoral hépatique sera réalisé grâce à une méthode non invasive, l’imagerie par échographie et par IRM, ce qui diminue également le nombre d’animaux utilisés. Le nombre total d'animaux utilisés sur la totalité du projet s'élève à 1515.

Raffinement

Les paramètres d'hébergement sont conformes à la réglementation en vigueur. Les cages seront enrichies avec du coton de nidification, des maisonettes en plastique ainsi que des batônnets à ronger. Les femelles gestantes seront regroupées à 2 par cages afin d’éviter leur isolement, et ne seront séparées qu’après avoir mis bas afin d’éviter la surpopulation au sein d’une même cage. Les animaux issus d’établissement fournisseur observeront une durée d’acclimatation de 7 jours minimum avant toute utilisation. Un change sera réalisé par le personnel de l’animalerie une fois par semaine (sauf indication contraire) et une surveillance quotidienne rigoureuse des animaux sera réalisée tout au long de leur vie. Des pesées seront également réalisées à intervalles réguliers et une grille de suivi est utilisée. Les procédures seront raffinées afin de limiter au maximum la douleur et l’inconfort des animaux (personnel formé et compétent, anesthésie et analgésie adéquate suite aux procédures chirurgicales puis surveillance rapprochée des animaux avec étiquetage spécifique des cages concernées), et des points limites précis seront établis. Si un animal présente des signes de douleur ou de détresse, il sera immédiatement euthanasié par une méthode réglementaire afin d’éviter toute souffrance animale. La Structure chargée du Bien-Etre Animal et/ou le vétérinaire pourront être sollicités pour conseil si besoin. Les transposrts des animaux entre l'EU1 et l'EU2 est assuré par un transporteur agréé, dans des boîtes de transport appropriées, ventilées, sécurisées et suffisament spacieuses. Un apport en nourriture et en eau gélifiée sera fourni durant le transport. Le temps de transport est de moins de 20 minutes entre les 2 EU.

Choix des espèces

La souris est un modèle expérimental de choix pour l'étude des pathologies humaines car c'est un petit mammifère qui se reproduit rapidement, est facile à manipuler, et dont nous avons une bonne connaissance du comportement et de la génétique. De plus, le génome de la souris est identique à plus de 95 pour cent à celui du génome humain, ce qui suggère une bonne homologie des mécanismes observés. On peut également facilement apprécier les modifications physiques et/ou comportementales traduisant une souffrance et/ou douleur, ce qui conduirait à l’euthanasie de l’animal. De nombreux outils moléculaires sont également disponibles chez ce modèle animal. La première procédure sera réalisée sur des femelles gestantes âgées de 2 à 3 mois, ce qui correspond à l’âge adulte et également à l’âge optimal permettant le bon déroulement de la gestation d’une part, et une bonne récupération de l’acte chirurgical d’autre part. Les vecteurs viraux seront injectés à différents âges (prénatal, 2, 5 et 15 jours de vie post natal), présentant un foie encore immature et en prolifération, afin de développer un hépatoblastome.