Procédures sans réveil

608 souris vont être utilisées, toutes tuées, dans des procédures dont une partie se déroule sans réveil et l'autre à un niveau de souffrance modéré. Elles sont anesthésiées, saignées en quantité importante pendant vingt minutes au maximum, puis tuées par dislocation des vertèbres cervicales, un lot recevant en plus une injection dix jours avant le prélèvement. Ce sang alimente des tests en tube destinés à évaluer deux anticorps contre la formation de caillots, sur des souris dont les récepteurs plaquettaires ont été remplacés par leurs équivalents humains. Sur le remplacement, le porteur écrit avoir "besoin de faire nos tests sur du sang de souris" avant de passer à des études in vivo chez la souris, ce qui fait de ces 608 mises à mort une étape préalable à d'autres expériences.

Objectifs

Lorsqu'on se blesse, notre corps a un système pour arrêter les saignements, appelé hémostase. Les plaquettes sanguines jouent un rôle important dans ce processus. Lorsqu'un vaisseau sanguin est endommagé, les plaquettes se collent au vaisseau et ensemble, s'activent et forment une sorte de bouchon qui arrête le saignement. Cependant, ce processus peut également se produire de manière exagérée dans les artères malades, entraînant une thrombose artérielle qui désigne ainsi la formation d’un caillot sanguin dans les vaisseaux sanguins. Cela peut causer des problèmes graves tels qu'un accident vasculaire cérébral (un caillot au niveau du cerveau). Actuellement, il existe trois classes de médicaments utilisés en clinique pour traiter la thrombose artérielle, mais ils ont comme effet secondaire d'augmenter le risque de saignement. Dans ce projet, nous souhaitons tester deux nouvelles approches thérapeutiques pour réduire la formation de caillot. Elles consistent à cibler spécifiquement des récepteurs avec des anticorps, en utilisant des souris dans lesquelles ces récepteurs ont été remplacés par leurs équivalents humains. En utilisant ces modèles de souris spécialement conçus, nous espérons découvrir de nouvelles options de traitement pour prévenir la formation de thrombose sans augmenter le risque de saignement. Cela pourrait ouvrir la voie à de nouveaux médicaments plus efficaces et plus sûrs pour les patients.

Bénéfices attendus

L'objectif est de trouver des traitements antiplaquettaires qui soient à la fois efficaces pour prévenir les caillots, mais qui aient également moins de risques de provoquer des saignements, ce qui pourrait être le cas de nos anticorps . Cela pourrait aider à améliorer le traitement des patients atteints de thrombose artérielle et à leur offrir des options thérapeutiques plus sûres et efficaces.

Procédures

Un lot d’animaux sera soumis à un prélèvement sanguin sous anesthésie (20 minutes maximum). MODIFICATION : Un lot d’animaux sera soumis à 1 injection unique sous anesthésie et à un prélèvement sanguin (20 minutes maximum) au maximum 10 j après l’injection.

Impact sur les animaux

Une des nuisances attendues est un impact de l’anesthésie sur le rythme respiratoire. On pourra également observer une douleur localisée de courte durée au point d’injection, ainsi que d’éventuels saignements suite à l’injection.

Devenir

A l’issue du prélèvement de sang en quantité importante, les animaux sont mis à mort par dislocation des vertèbres cervicales sous anesthésie.

Remplacement

Le but de ce projet est d’évaluer l’efficacité d’anticorps spécifique sur la thrombose artérielle. C’est un processus complexes impliquant l’adhérence, l’activation et l’agrégation des plaquettes. Nous avons besoin de faire nos tests sur du sang de souris pour vérifier l’efficacité de nos approches thérapeutiques avant de pouvoir passer à des études in vivo chez la souris

Réduction

Le projet se fera par étapes. Le nombre d’animaux utilisés lors de cette étude est réduit au minimum et permet l’obtention de résultats statistiquement significatifs. Les effectifs sont calculés par des tests statistiques adaptés.

Raffinement

Une période d’acclimatation de 2 semaines entre l’arrivée des souris à l’animalerie et leur utilisation sera respectée. Une habituation à la manipulation et à la contention est prévue 5 jours avant le début de l’expérimentation. Le stress et la douleur de tous les animaux utilisés dans ce projet seront diminués au minimum : Par une anesthésie de l’animal avant et pendant la durée de la procédure Par l’injection d’analgésique et d’anesthésique local avant chaque procédure Par l’installation de l’animal sur une plaque chauffante afin de lutter contre l’hypothermie pendant la procédure . Des points limites ont été déterminés afin de soustraire les animaux à toute souffrance inutile.

Choix des espèces

L’utilisation de sang de souris pour évaluer la formation de caillot sanguin dans un contexte simplifié (in vitro) est un modèle bien maitrisé au sein du laboratoire et qui permet une évaluation précise de la formation d’un thrombus. Nous souhaitons aller vers le développement clinique d’anticorps dirigés contre nos récepteurs d’intérêts. Ainsi, la première étape consiste à étudier l’effet de nos anticorps in vitro avant de passer dans des modèles de thrombose artérielle réalisés dans la souris (in vivo). Il est donc nécessaire d’évaluer leurs efficacités sur sang de souris avant de démarrer les études in vivo. Ainsi, pour étudier nos récepteurs d’intérêt, nous utiliserons des souris spéciales modifiée génétiquement et exprimant ainsi des récepteurs humains. Ceci nous permettra de mieux comprendre les effets sur l’homme des molécules que nous souhaitons tester. Les souris seront utilisées au stade adule entre 2 et 6 mois. Cet âge correspond à la période utilisant des souris pubères et ne présentant pas encore de vieillissement.

Anesthésiées pour une ablation de la rate d'environ trente minutes, réveillées, puis suivies pendant quarante jours, une partie des 930 souris subit ensuite la formation provoquée d'un caillot dans une artère ou dans la circulation pulmonaire. D'autres reçoivent deux prélèvements sanguins rétro-orbitaux sous anesthésie puis un prélèvement intracardiaque terminal, et celles qui servent à l'apprentissage d'un geste technique sont opérées sans réveil, prises sur les "surplus" d'élevages couverts par d'autres autorisations. Les niveaux de souffrance déclarés vont de la procédure sans réveil au modéré, l'obstruction aiguë de la circulation sanguine pouvant selon le porteur avoir "des conséquences sévères sur l'état de l'animal", certaines souris pouvant mourir en cours d'expérimentation. Toutes sont mises à mort à l'issue, le volume de sang requis ne permettant pas de les maintenir en vie et les organes étant prélevés pour les analyses.

Objectifs

Ce projet s’intéresse à une maladie rare du sang associée à des anomalies des globules rouges. Chez les personnes atteintes, ces anomalies peuvent entraîner des douleurs et des complications. Par le passé, l’ablation de la rate était parfois proposée pour soulager les symptômes, mais cette intervention a été abandonnée car elle peut augmenter le risque de formation de caillots sanguins, dont le délai d’apparition reste imprévisible. Aujourd’hui, il n’existe pas de traitement satisfaisant pour ces patients. Des résultats préliminaires suggèrent que plusieurs types de cellules sanguines pourraient participer à ce phénomène, notamment les globules rouges, qui peuvent favoriser la coagulation dans certaines conditions. La rate jouant normalement un rôle de filtre en éliminant les cellules anormales, son absence pourrait permettre à ces cellules de rester plus longtemps dans la circulation et ainsi favoriser la formation de caillots. L’objectif de ce projet est donc de mieux comprendre comment cette anomalie et l’absence de la rate peuvent, ensemble, augmenter le risque de formation de caillots sanguins. Pour cela, l’étude sera réalisée chez la souris, en comparant des animaux présentant des anomalies du sang à des animaux sans anomalie, avec ou sans ablation de la rate. Ce modèle permet d’étudier l’ensemble des interactions entre les cellules du sang dans un organisme vivant, ce qui n’est pas possible avec d’autres approches. Ce projet permettra d’améliorer les connaissances sur cette maladie et pourrait, à terme, contribuer à une meilleure prise en charge des patients.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de mieux comprendre pourquoi le risque de formation de caillots sanguins augmente chez certains patients après l’ablation de la rate. Il aidera à identifier le rôle des différentes cellules du sang dans ce phénomène. À terme, ces résultats pourraient améliorer la prise en charge des patients et orienter de nouvelles approches thérapeutiques.

Procédures

Pour cette étude, nous utiliserons un modèle d’ablation de la rate réalisé sous anesthésie générale et analgésie chez la souris. La chirurgie dure environ 30 minutes. Ce modèle sera combiné à trois interventions permettant d’étudier la formation de caillots sanguins : soit par application locale d’un agent chimique sur une artère, soit par injection intraveineuse de substances favorisant la formation de caillots, soit par prélévement sanguin intracardiaque permettant une analyse ex vivo des fonctions cellulaires. Selon la procédure, chaque animal sera soumis à l’une des séquences d’interventions suivantes : • une seule intervention terminale, sans réveil, pour l’apprentissage d’un geste technique ; • une chirurgie avec réveil — ablation de la rate ou chirurgie simulée — suivie, 40 jours plus tard, d’une procédure terminale de formation d’un caillot dans une artère ; • une chirurgie avec réveil — ablation de la rate ou chirurgie simulée — suivie, 40 jours plus tard, d’une procédure terminale de formation de caillots dans la circulation pulmonaire ; • une ablation de la rate avec réveil, associée à deux prélèvements sanguins rétro-orbitaux de faible volume, l’un avant la chirurgie et l’autre à J40, puis à un prélèvement intracardiaque terminal à J40 ; • ou un unique prélèvement intracardiaque terminal, sans chirurgie préalable. Les procédures de formation de caillots et les prélèvements intracardiaques sont réalisés sous anesthésie générale profonde, sans réveil. Les prélèvements rétro-orbitaux sont également réalisés sous anesthésie générale et durent environ deux minutes. Les animaux opérés sont suivis pendant une période maximale de 40 jours avant la procédure terminale. Toutes les interventions invasives sont réalisées sous anesthésie et avec une analgésie adaptée. Les animaux sont mis à mort à la fin de la procédure terminale. Les poumons sont prélevés après la procédure de formation de caillots dans la circulation pulmonaire afin de réaliser les analyses histologiques prévues.

Impact sur les animaux

Les animaux pourront présenter des effets liés aux différentes interventions réalisées. La chirurgie d’ablation de la rate entraîne une douleur post-opératoire modérée et transitoire, pouvant s’accompagner d’une diminution de l’activité et d’une perte de poids temporaire. Des complications rares, telles qu’un saignement ou une atteinte d’organes proches, peuvent également survenir. Les anesthésies générales peuvent induire un stress physiologique transitoire et une altération temporaire de l’état général. Les injections peuvent provoquer une douleur légère et de courte durée ainsi qu’un stress passager. Les modèles de formation de caillots peuvent entraîner des effets plus marqués : une atteinte locale des vaisseaux sanguins dans le cas d’une induction ciblée, ou une obstruction aiguë de la circulation sanguine dans le cas d’une induction systémique, pouvant avoir des conséquences sévères sur l’état de l’animal.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à l’issue des procédures. Dans les procédures d’induction de thrombose, certains animaux peuvent décéder au cours de l’expérimentation en raison des effets induits ; les animaux survivants seront ensuite mis à mort afin d’éviter toute souffrance prolongée. Pour les autres procédures, le volume de sang requis pour la caractérisation des différents mécanismes étudiés est important et ne permet pas de maintenir les animaux en vie à l’issue des prélèvements. Les animaux sont donc mis à mort afin de permettre également le recueil d’organes indispensables aux analyses prévues dans le projet.

Remplacement

Des études préalables ont été réalisées sur des cellules humaines du sang en utilisant une molécule chimique qui mime l’anomalie observée chez les patients. Elles ont mis en évidence un état cellulaire qui favorise la formation de caillots sanguins. Toutefois, ces approches ne permettent pas de reproduire la complexité des interactions entre les différentes cellules et organes impliqués dans la formation de ces caillots, notamment après ablation de la rate. À ce jour, aucune méthode alternative ne permet d’étudier ces phénomènes à l’échelle de l’organisme entier. L’utilisation d’un modèle animal reste donc indispensable pour répondre aux objectifs du projet.

Réduction

Le nombre d’animaux a été réduit au minimum nécessaire pour obtenir des résultats fiables, en s’appuyant sur notre expérience, les données déjà disponibles et des calculs statistiques adaptés. Les expériences sont organisées de manière séquentielle afin d’éviter les répétitions inutiles et de ne poursuivre les étapes suivantes que lorsqu’elles restent nécessaires. Les analyses sont également concentrées sur un nombre limité de conditions et sur un seul temps d’étude. Lorsque cela est possible, plusieurs analyses sont réalisées à partir des prélèvements et des organes obtenus chez un même animal, afin d’éviter l’utilisation d’animaux supplémentaires. Enfin, les animaux utilisés pour l’acquisition des gestes techniques dans la procédure 1 proviennent des surplus issus des élevages couverts par d’autres autorisations et qui ne peuvent pas être inclus dans les procédures principales.

Raffinement

Afin de limiter la douleur et le stress, toutes les interventions seront réalisées sous anesthésie adaptée, associée à un traitement antalgique. Les animaux feront l’objet d’une surveillance attentive après les procédures, avec un suivi régulier de leur état général. Une attention particulière sera portée à la détection de tout signe de souffrance. L’application de points limites stricts et spécifiques au projet permettra d’identifier rapidement les animaux en difficulté, qui seront alors retirés de l’étude sans délai. Les animaux seront hébergés en groupe dans un environnement enrichi, et les procédures seront réalisées par du personnel formé afin de réduire au maximum la durée des interventions et les risques de complications.

Choix des espèces

La souris est un modèle couramment utilisé pour étudier les maladies du sang et la formation de caillots, car son fonctionnement est proche de celui de l’être humain pour ces mécanismes. Elle permet également d’utiliser des modèles reproduisant certaines caractéristiques de la maladie étudiée, ce qui est indispensable pour répondre aux objectifs du projet. De plus, les phénomènes étudiés nécessitent un organisme vivant intégrant l’ensemble des interactions entre les cellules du sang et la circulation, ce qui ne peut pas être reproduit par d’autres approches. Les souris seront utilisées à l’âge adulte (à partir de 8 semaines), car les fonctions du sang et de la circulation sont alors stabilisées, permettant une étude fiable. Les stades précoces de développement ne seront pas utilisés, car les mécanismes étudiés ne dépendent pas de la croissance ou du développement de l’animal.

Les souris utilisées sont génétiquement modifiées pour des gènes impliqués dans la réparation du foie, et une partie reçoit trois injections de tamoxifène pour marquer des lignées cellulaires. 5 761 souris vont être utilisées, une partie dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, les autres opérées sous anesthésie et tuées avant tout réveil. Une fibrose du foie leur est provoquée par trois injections hebdomadaires pendant quatre, six ou huit semaines, ou par un régime alimentaire spécifique sur la même durée, certaines subissant en plus une chirurgie de vingt à trente minutes. Toutes finissent sous anesthésie profonde, le foie perfusé et les organes prélevés, et le porteur compte parmi ses mesures pour limiter les effectifs le fait d'"éviter la production d'animaux inutiles" en planifiant les croisements.

Objectifs

Les maladies du foie représentent un enjeu majeur de santé publique, notamment dans les contextes de maladies chroniques qui peuvent conduire à une altération progressive du fonctionnement hépatique. Le foie possède normalement une capacité remarquable de régénération après une atteinte. Cependant, dans certaines situations pathologiques, ce processus est perturbé, entraînant une désorganisation du tissu hépatique et l’apparition de fibrose. Le bon fonctionnement du foie repose sur l’organisation coordonnée de différents types cellulaires. Parmi eux, les cellules endothéliales sinusoïdales du foie (LSEC) jouent un rôle important dans le maintien de l’architecture du tissu et dans la régulation des échanges au sein de l’organe. Des altérations de ces cellules sont observées dans différentes maladies hépatiques et pourraient contribuer à une régénération inefficace. Ce projet vise à mieux comprendre le rôle des LSEC dans les processus de régénération du foie et à analyser les modifications de ces cellules au cours de la maladie et lors de la phase de récupération. Il permettra également d’identifier les mécanismes qui favorisent ou limitent une régénération efficace, ainsi que les interactions entre les LSEC et les autres cellules du foie impliquées dans ces processus. À cette fin, des modèles expérimentaux chez la souris seront utilisés afin de reproduire différentes situations de maladie et de régénération hépatique. Ces approches permettront d’étudier les modifications du tissu hépatique et les mécanismes impliqués dans sa réparation.

Bénéfices attendus

Les maladies du foie sont fréquentes et peuvent évoluer vers des formes sévères en l’absence d’une régénération efficace du tissu hépatique. Pourtant, les mécanismes qui contrôlent la réparation du foie restent encore partiellement compris, en particulier le rôle des cellules endothéliales sinusoïdales (LSEC) dans ces processus. Ce projet permettra de mieux comprendre les mécanismes impliqués dans la régénération du foie et les altérations observées au cours des maladies hépatiques chroniques. Il contribuera notamment à préciser le rôle des LSEC dans l’organisation du tissu hépatique et dans la coordination des processus de réparation après une atteinte. À plus long terme, ces travaux pourraient contribuer à identifier de nouvelles pistes de recherche visant à améliorer la réparation du foie ou à limiter la progression des maladies hépatiques.

Procédures

Les animaux seront soumis à différentes interventions dans le cadre du projet. Dans les expériences de traçage de lignée, les animaux recevront trois injections intrapéritonéales de tamoxifène (une injection par jour pendant trois jours consécutifs, durée

Impact sur les animaux

Certaines procédures peuvent engendrer des effets indésirables modérés : altération progressive de l’état du foie dans les modèles de maladie hépatique, pouvant s’accompagner d’une fatigue modérée ou d’une modification de l’état général (modéré) ; douleur post-opératoire de courte durée liée aux interventions chirurgicales, prise en charge par une anesthésie et une analgésie adaptées (modéré). Les animaux sont surveillés régulièrement et des critères sont définis afin de permettre leur retrait de l’étude si nécessaire.

Devenir

À l’issue des procédures expérimentales, les animaux seront mis à mort afin de permettre la réalisation des analyses histologiques et moléculaires nécessaires au projet. Ces analyses, sont nécessaires pour mieux comprendre les mécanismes impliqués dans la régénération et les maladies du foie.

Remplacement

L’objectif de ce projet est d’évaluer différents aspects de la régénération hépatique et du rôle des cellules endothéliales sinusoïdales du foie dans la physiopathologie des maladies hépatiques, dans un contexte de remodelage tissulaire et d’interactions cellulaires complexes. Pour répondre à cette problématique, il sera utilisé des modèles de souris génétiquement modifiés pour des gènes impliqués dans ces processus, mais également des procédures d’induction de lésions hépatiques et de régénération. L'utilisation d'animaux vivants revêt donc un caractère de stricte nécessité avec le développement d’approches de physiologie intégrée. Le laboratoire est néanmoins conscient de l’aspect nécessaire de recourir à des méthodes alternatives quand cela est possible. Ainsi pour un certain nombre d’études cellulaires et moléculaires ne nécessitant pas de modèles animaux, nous utiliserons différents modèles cellulaires, notamment des cellules hépatiques primaires et des systèmes de culture en 3D, afin d'étudier les interactions intercellulaires impliquées dans la régénération du foie.

Réduction

Le nombre total d’animaux concernant l’ensemble des procédures du projet sur les 5 ans à venir est estimé à 5761. Cette utilisation permet de maximiser les données obtenues à partir de chaque animal, ce qui limite le recours à des animaux supplémentaires, sans compromettre le bien-être animal. La réduction du nombre d’animaux utilisés repose sur trois moyens principaux : 1. Optimisation des élevages : éviter la production d’animaux inutiles en planifiant les croisements génétiques de manière ciblée afin d’obtenir uniquement les génotypes nécessaires. 2. Optimisation des groupes expérimentaux : le nombre d’animaux par groupe est déterminé sur la base de l’expérience de l’équipe et de données disponibles, afin d’obtenir des résultats statistiquement robustes tout en respectant le principe des 3R. 3. Formation adéquate : assurer une bonne formation des personnes manipulant les animaux afin de maîtriser les gestes techniques, minimiser le stress des animaux et réduire la variabilité expérimentale. La maîtrise technique permet ainsi de limiter le nombre d’animaux nécessaires pour mettre en évidence un effet biologique. De plus, lorsque cela est possible, plusieurs analyses sont réalisées à partir d’un même animal, ce qui permet de limiter encore davantage le nombre total d’animaux utilisés.

Raffinement

Les animaux sont hébergés dans des conditions favorables à leur bien-être, incluant une température régulée à 22°C ± 2°C, 2 à 6 souris par cage, et une alternance lumière/obscurité de 12h/12h. Les animaux disposent de nourriture et d’eau ad libitum, sauf dans les procédures impliquant un régime alimentaire expérimental. Le milieu est enrichi à l’aide d’abris et de matériaux de nidification permettant la confection de nids. Les animaux sont vérifiés quotidiennement et un suivi du bien-être animal est assuré par le personnel de l’animalerie. Lors de la mise sous régime alimentaire spécifique, une vigilance accrue est portée à l’état général des animaux ainsi qu’à la consommation alimentaire. L’utilisation de techniques adaptées, d’anesthésiques et d’analgésiques appropriés, ainsi que l’expérience du personnel manipulant les animaux, contribuent à réduire le stress et l’inconfort des animaux durant l’expérimentation. La définition précise de points limites précoces associés à chaque procédure, ainsi qu’une surveillance régulière pendant toute la durée du protocole, permettent de limiter l’apparition d’une souffrance ou d’une altération de l’état général des animaux. En cas d’atteinte de ces points limites, les animaux sont retirés de l’étude et mis à mort.

Choix des espèces

La souris (Mus musculus) a été choisie comme espèce animale car elle constitue un modèle de référence largement utilisé en recherche biomédicale, avec une littérature scientifique abondante décrivant le fonctionnement du foie et de ses différents types cellulaires. Les cellules endothéliales sinusoïdales hépatiques (LSECs) de la souris présentent des caractéristiques morphologiques et fonctionnelles très proches de celles observées chez l’Homme, ce qui rend ce modèle particulièrement pertinent pour l’étude de ces cellules. À ce jour, il n’existe pas de modèles alternatifs permettant d’obtenir des LSECs fonctionnelles sans recourir à l’animal. Les souris seront utilisées à l’âge adulte (environ 8 semaines), âge auquel le foie est pleinement mature et présente une meilleure homogénéité physiologique. Cela permet d’obtenir des cellules primaires de qualité et de limiter la variabilité des résultats, contribuant ainsi à réduire le nombre d’animaux nécessaires.

Trente minutes par ponction de liquide céphalo-rachidien, jusqu'à trois par souris : 282 souris vont être utilisées, une partie dans des procédures menées sous anesthésie sans reprise de conscience, les autres dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur reconnaît un risque de lésion du tronc cérébral si l'aiguille pénètre trop profond, et un risque d'hémorragie autour du cerveau. Toutes sont tuées à l'issue pour prélever le cerveau, le tube digestif et le sang, dans le but de comparer des méthodes de diagnostic précoce d'Alzheimer présentées comme non invasives pour le patient. Les souris portent des transgènes qui leur font exprimer des protéines toxiques, et sont utilisées à un, trois et six mois pour couvrir trois stades de la maladie.

Objectifs

La maladie d'Alzheimer est la principale cause de démence chez l’Homme. Elle se caractérise par une destruction lente et définitive des neurones, ce qui entraîne une perte progressive de la mémoire et des capacités à apprendre. Cela est dû à une accumulation de protéines toxiques dans le cerveau. Les patients subissent une dégradation irréversible de leurs fonctions cérébrales car, à l'heure actuelle, aucun traitement ne permet de stopper l'évolution de la maladie. Ce manque de traitement s'explique en partie par un diagnostic trop tardif. L'objectif est donc de tester de nouvelles méthodes de diagnostic, qui soient à la fois précoces et non invasives pour le patient.

Bénéfices attendus

Ce projet vise à comparer l'efficacité des nouvelles méthodes de diagnostic non invasive de la maladie d'Alzheimer. Cette étude pourrait mener au développement d'outils de diagnostic précoce, non invasif, facilement généralisable et peu coûteux pour la maladie d'Alzheimer. Cela permettrait une prise en charge thérapeutique anticipée.

Procédures

Les animaux subiront une injection dans l'abdomen (moins de 5 minutes), une prise de sang (moins de 10 minutes) ainsi qu'un prélèvement de liquide céphalo-rachidien (équivalent de la ponction lombaire chez l'Homme : 30 minutes). Les prélèvements de sang et de liquide céphalo-rachidien (3 prélèvements maximum) se dérouleront sous anesthésie.

Impact sur les animaux

L'injection dans l'abdomen ainsi que la prise de sang peuvent induire de légères douleurs post-opératoire. Les animaux pourraient également présentés des risques de lésion du tronc cérébral (si l'aiguille pénètre trop profond lors du prélèvement de liquide céphalo-rachidien) ou un risque d'hémorragie autour du cerveau.

Devenir

Les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure afin de permettre le prélèvement du cerveau, du tube digestif, du sang et des autres tissus nécessaires aux analyses biochimiques, histologiques et moléculaires prévues dans le protocole. Ces prélèvements sont incompatibles avec le maintien en vie des animaux et ne peuvent être remplacés par des méthodes alternatives.

Remplacement

Il n’existe pas de méthodes alternatives, n’impliquant pas d’animaux vivants permettant notre étude. Nous nous intéressons à des fluides et tissus biologiques corporels qu’il n’est pour le moment pas possible de reproduire dans des modèles de culture cellulaire. De plus, le modèle souris permet d’avoir accès à des lignées génétiquement modifiées, modèles de la maladie humaine.

Réduction

Grâce à une approche statistique, le nombre d'animaux sera limité au minimum nécessaire par groupe sans compromettre les objectifs du projet. Les mises au point seront réalisées sur de petits groupes d’animaux.

Raffinement

L'état de santé des animaux sera suivi tout au long de l'expérience. Des médicaments anti-douleur généraux et locaux seront injectés en pré-opératoire afin de prévenir le développement de douleurs. Les prélèvements de sang et de liquide céphalo-rachidien se feront sous anesthésie. Les yeux seront protégés durant l’anesthésie avec un protecteur oculaire. Les animaux seront disposés sur une couverture chauffante à température contrôlée afin d’éviter l’hypothermie. Aussi, des critères d'arrêt des souffrances seront clairement identifés afin de limiter les souffrances des animaux.

Choix des espèces

Dans ce projet, l'existence de modèles transgéniques rongeurs exprimant des protéines toxiques impliquées dans les formes familiales génétiques de la maladie permet de mimer la maladie d’Alzheimer. Les animaux seront utilisés à 1, 3 et 6 mois, il s’agira de trois stades différents dans la progression de la maladie.

Ouverture du crâne pendant trente minutes à deux heures quinze, pose d'une fenêtre crânienne, injections de vecteurs viraux dans des régions précises du cerveau au moyen d'un cadre stéréotaxique : 194 souris et 65 rats, 259 individus au total, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré ou menées sous anesthésie sans réveil. Certains enchaînent des séances d'imagerie répétées pendant quelques semaines à plusieurs mois, jusqu'à ce que la qualité des données ne permette plus de poursuivre. L'objectif est de mettre au point l'imagerie photoacoustique, une technique dont les applications médicales sont renvoyées au long terme. Le porteur indique que l'effectif n'a pas été calculé statistiquement, les informations requises manquant encore pour cette technologie, et l'avoir fixé d'après son expérience et celle d'autres équipes.

Objectifs

Les techniques actuelles de microscopie permettent d’observer l’activité des neurones dans le cerveau avec une très grande précision. Cependant, la lumière utilisée pour ces observations ne pénètre que sur une faible profondeur, de l’ordre d’un millimètre. L’étude de régions cérébrales plus profondes nécessite alors des interventions chirurgicales invasives pouvant altérer les tissus observés. L’imagerie photoacoustique est une technologie émergente qui pourrait permettre d’observer l’activité cérébrale à des profondeurs plus importantes tout en limitant ces contraintes. Cette technique utilise la lumière pour stimuler les tissus et les ultrasons pour recueillir l’information. Elle pourrait ainsi permettre d’accéder à des régions du cerveau aujourd’hui difficiles à étudier. L’objectif de ce projet est de développer et d’optimiser cette technologie afin de la rendre utilisable pour l’étude de l’activité neuronale. Les travaux porteront sur trois aspects complémentaires : l’amélioration des performances de l’instrument d’imagerie, le développement de fenêtres crâniennes adaptées permettant le passage de la lumière et des ultrasons, et l’identification des marqueurs biologiques les plus adaptés à cette nouvelle méthode. Une première phase d’optimisation sera réalisée sur des échantillons de tissu nerveux, avant une phase d’évaluation chez l’animal vivant. À terme, ce projet pourrait contribuer au développement de nouvelles approches d’imagerie cérébrale permettant d’étudier le fonctionnement du cerveau de façon moins invasive et à plus grande profondeur que les techniques actuellement disponibles.

Bénéfices attendus

La compréhension du fonctionnement du cerveau repose sur la capacité à observer l’activité des neurones dans des conditions aussi proches que possible de leur état naturel. Ces connaissances sont essentielles pour mieux comprendre de nombreuses maladies neurologiques, psychiatriques ou neurodégénératives et pourraient, à plus long terme, contribuer au développement de nouvelles méthodes de diagnostic ou de traitement. Les techniques actuelles d’imagerie permettent déjà d’observer l’activité cérébrale avec une très grande précision, mais elles sont principalement limitées aux régions superficielles du cerveau. L’étude de structures plus profondes nécessite souvent des interventions invasives susceptibles de perturber les tissus observés. L’imagerie photoacoustique constitue une approche prometteuse pour dépasser cette limitation. Elle pourrait permettre d’observer l’activité cérébrale à plusieurs millimètres de profondeur, voire davantage, tout en limitant les perturbations induites par la mesure elle-même. À terme, cette technologie pourrait permettre l’étude de structures cérébrales profondes impliquées dans la mémoire, le mouvement, les émotions ou certaines pathologies neurologiques. Le projet vise ainsi à développer et optimiser une nouvelle méthode d’imagerie fonctionnelle du cerveau, capable de fournir des informations plus détaillées et moins invasives que celles actuellement accessibles pour les régions profondes du système nerveux central. Les connaissances acquises bénéficieront principalement à la recherche fondamentale en neurosciences, mais elles pourraient également contribuer, à plus long terme, à l’amélioration de la compréhension et de la prise en charge de nombreuses maladies du cerveau.

Procédures

Les animaux pourront être soumis à différentes interventions réalisées sous anesthésie générale : * Injection de faibles volumes de vecteurs viraux dans des régions précises du cerveau à l’aide d’un dispositif stéréotaxique. Cette intervention dure généralement entre 1 heure 15 minutes et 1 heure 45 minutes et est suivie d’une période de récupération post-opératoire. * Réalisation d’une ouverture limitée de l’os du crâne (craniotomie) afin de permettre l’accès aux structures cérébrales d’intérêt et, selon les procédures, la mise en place d’une fenêtre crânienne destinée à l’imagerie. Selon la procédure, la durée de l’intervention est comprise entre 30 minutes et 2 heures 15 minutes. Les animaux récupèrent ensuite de l’anesthésie et bénéficient d’un suivi post-opératoire adapté. * Séances d’imagerie réalisées sous légère sédation ou sous anesthésie générale selon la procédure considérée. Ces séances permettent d’enregistrer l’activité cérébrale sans provoquer de douleur supplémentaire. * Dans les procédures où la dernière intervention est terminale, les animaux sont placés sous anesthésie profonde et ne sont pas réveillés. Selon les objectifs scientifiques, cette intervention se termine soit par une perfusion intracardiaque, soit par l'administration d'un agent euthanasiant. Ces procédures terminales durent généralement une quinzaine de minutes.

Impact sur les animaux

Les principales nuisances attendues sont liées aux interventions chirurgicales nécessaires à la réalisation du projet, notamment les injections ciblées dans le cerveau et la mise en place de fenêtres crâniennes permettant l’imagerie. Comme pour toute intervention chirurgicale, ces procédures peuvent entraîner une douleur ou un inconfort transitoire après l’opération ainsi qu’une perte de poids temporaire pendant la phase de récupération. Toutes les interventions sont réalisées sous anesthésie générale et bénéficient d’une prise en charge antalgique avant, pendant et après la chirurgie afin de limiter au maximum la douleur et la souffrance des animaux. Les animaux font également l’objet d’un suivi post-opératoire rapproché permettant de détecter rapidement tout signe d’inconfort ou de complication. Dans un faible nombre de cas, des irritations locales, une inflammation ou une infection peuvent apparaître au niveau de la zone opérée ou autour de la fenêtre crânienne. Si nécessaire, des traitements adaptés (anti-inflammatoires, analgésiques ou traitements locaux) sont mis en œuvre et des points limites prédéfinis permettent d'interrompre la procédure et de procéder à une euthanasie anticipée si le bien-être de l’animal est compromis. Les séances d’imagerie elles-mêmes sont non invasives. Elles sont réalisées sous légère sédation ou sous anesthésie selon les procédures et ne devraient pas entraîner de douleur supplémentaire pour les animaux.

Devenir

À l'issue de toutes les procédures prévues dans ce projet, les animaux sont mis à mort. Les procédures 1 et 2 se terminent par une perfusion intracardiaque réalisée sous anesthésie générale profonde. Cette intervention terminale est nécessaire à la préparation, à la conservation et à l'analyse des tissus nerveux dans le cadre du projet. Dans les procédures 3, 4 et 5, les animaux participent à des séances répétées d'imagerie cérébrale pendant une période pouvant aller de quelques semaines à plusieurs mois, en fonction de la qualité et de l'intérêt scientifique des données recueillies. Lorsque les objectifs scientifiques du projet sont atteints ou que la qualité des données ne permet plus de poursuivre les acquisitions dans des conditions satisfaisantes, les animaux sont euthanasiés. En outre, tout animal atteignant l'un des points limites prédéfinis garantissant son bien-être est immédiatement retiré de l'étude et mis à mort. La dernière phase de la procédure 6 est réalisée sous anesthésie terminale. Les animaux ne sont pas réveillés après la séance d'imagerie et sont euthanasiés sous anesthésie générale profonde à l'issue de celle-ci. Aucun animal ne peut être replacé ou réutilisé à l'issue des procédures, en raison des interventions chirurgicales réalisées, de la présence d'implants crâniens, des injections intracérébrales effectuées et, selon les procédures, de la nécessité de prélever ou de préserver les tissus dans des conditions compatibles avec les objectifs scientifiques du projet.

Remplacement

Les cultures cellulaires et les autres méthodes réalisées en dehors de l’organisme vivant constituent des outils précieux pour réduire le recours aux animaux et sont utilisées dans ce projet chaque fois qu’elles permettent de répondre à une question scientifique. Cependant, elles ne permettent pas de reproduire toute la complexité du fonctionnement du cerveau ou de la moelle épinière, qui reposent sur les interactions entre de très nombreuses cellules organisées en réseaux et en communication permanente avec le reste de l’organisme. Les préparations de tissu nerveux (tranches) préservent une partie de ces connexions et seront utilisées lors de la phase initiale d’optimisation du projet. Elles permettent d’obtenir des informations importantes tout en limitant le nombre d’animaux utilisés. Néanmoins, elles ne reproduisent qu’imparfaitement le fonctionnement du système nerveux dans un organisme vivant. L’objectif principal du projet étant de développer une méthode permettant d’observer l’activité cérébrale dans des conditions physiologiques, certaines questions scientifiques nécessitent l’étude du cerveau chez l’animal vivant. À l’heure actuelle, aucune méthode alternative ne permet d’obtenir l’ensemble des informations recherchées.

Réduction

Le nombre d'animaux a été limité au strict nécessaire pour atteindre les objectifs scientifiques du projet. Les animaux sont hébergés dans des conditions contrôlées, conformes aux bonnes pratiques, afin de limiter le stress et les problèmes sanitaires susceptibles d'influencer les résultats. Cette standardisation permet d'obtenir des données plus fiables et de réduire le nombre d'animaux nécessaires. Habituellement, le nombre d'animaux utilisé dans une étude est déterminé à l'aide de méthodes statistiques. Toutefois, le présent projet vise à développer et optimiser une nouvelle technologie d'imagerie, pour laquelle les informations nécessaires à ce type de calcul ne sont pas encore disponibles. Les effectifs ont donc été définis à partir de notre expérience et de celle d'autres équipes utilisant des approches similaires. Plusieurs mesures sont mises en œuvre pour limiter le nombre d'animaux utilisés. Lorsque cela est possible, plusieurs expériences sont réalisées sur un même animal. Pour les procédures où cela est pertinent, une première phase d'optimisation technique, conduite sur un nombre limité d'animaux, permet d'identifier les meilleures conditions expérimentales avant le lancement des expériences principales. Cette stratégie réduit les échecs d'origine technique et contribue ainsi à limiter l'utilisation d'animaux. Enfin, les expériences sont réalisées chez des animaux des deux sexes afin d'éviter la production d'animaux non utilisés et de garantir que les résultats obtenus soient représentatifs des femelles comme des mâles.

Raffinement

Le projet a été conçu de manière à réduire autant que possible la douleur, la souffrance, l’angoisse et les contraintes imposées aux animaux. Les animaux sont hébergés en groupes afin de préserver leurs interactions sociales (2 à 5 souris ou 2 à 3 rats par cage). Leur environnement est enrichi à l’aide de matériaux de nidification, d’abris et d’objets à explorer ou à ronger. Ces enrichissements sont régulièrement renouvelés afin de favoriser l’expression de comportements naturels et d’améliorer leur bien-être. Toutes les interventions chirurgicales sont réalisées sous anesthésie générale. L’anesthésie par inhalation est privilégiée car elle permet un endormissement et un réveil rapides ainsi qu’un meilleur contrôle de la profondeur anesthésique. Des traitements antalgiques sont administrés avant et après les interventions afin de prévenir et limiter la douleur. Une analgésie locale est également réalisée au niveau de la zone opérée. Pendant les interventions, la température corporelle des animaux est maintenue à l’aide d’une couverture chauffante et un gel ophtalmique est appliqué afin de protéger les yeux. Les instruments chirurgicaux sont stérilisés et la zone opératoire est désinfectée afin de limiter les risques d’infection. Après les interventions, les animaux bénéficient d’un suivi renforcé permettant de détecter rapidement tout signe de douleur ou de complication. Leur état général, leur poids et leur comportement sont évalués à l’aide d’une grille de suivi standardisée. Si des signes de douleur ou d’altération du bien-être sont observés, des traitements adaptés sont administrés. Si l’état de l’animal ne s’améliore pas malgré ces mesures, des points limites prédéfinis conduisent à une euthanasie anticipée afin d’éviter toute souffrance prolongée. Notre expérience montre que les interventions prévues dans ce projet sont généralement bien tolérées lorsque ces mesures de prise en charge et de suivi sont appliquées.

Choix des espèces

Les souris et les rats sont les espèces les plus couramment utilisées en recherche en neurosciences. Leur système nerveux présente de nombreuses similitudes d’organisation et de fonctionnement avec celui des autres mammifères, ce qui en fait des modèles particulièrement adaptés pour développer et évaluer de nouvelles méthodes d’imagerie du cerveau. Le projet utilise à la fois des souris et des rats, car ces deux espèces présentent des avantages complémentaires. Les souris permettent notamment de tirer parti des nombreuses ressources génétiques disponibles, en particulier des lignées transgéniques exprimant des marqueurs biologiques d’intérêt pour l’étude de l’activité neuronale. Des souris sauvages et transgéniques adaptées aux objectifs du projet seront utilisées. Les rats seront principalement utilisés lors des expériences d’imagerie chez l’animal vivant. Leur taille plus importante est mieux adaptée aux caractéristiques techniques du système d’imagerie photoacoustique utilisé dans ce projet et facilite l’étude de structures cérébrales plus profondes. Certaines souches de rats, notamment les rats Long-Evans, pourront être privilégiées lorsque leurs caractéristiques sont particulièrement adaptées aux procédures prévues. Le projet nécessite l’utilisation d’animaux à différents stades de développement. Les expériences réalisées sur des échantillons de tissu nerveux utilisent préférentiellement de jeunes animaux, car leurs tissus sont mieux adaptés à la préparation de tranches destinées aux études préliminaires. Les expériences d’imagerie chez l’animal vivant sont réalisées chez des animaux plus âgés, dont le système nerveux est suffisamment développé pour répondre aux objectifs du projet.

420 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, ou menées sous anesthésie sans réveil. Elles reçoivent une implantation de cellules tumorales sous la peau, ou directement dans la prostate, opération de dix minutes qui peut entraîner des saignements, des lésions des tissus voisins et des difficultés urinaires, et sont suivies trente jours, les tumeurs étant mesurées sous anesthésie deux fois par semaine. Le porteur signale des douleurs de longue durée possibles au site de greffe, une perte de poids, une faiblesse musculaire et une altération du comportement, et annonce une mise à mort par dislocation cervicale après anesthésie à l'isoflurane. Les femelles qui ne seront pas utilisées feront l'objet, selon ses termes, d'une "valorisation tissulaire ex vivo" ou seront affectées à des "usages sentinelles", afin de limiter "tout gaspillage biologique".

Objectifs

Le taux de cholestérol peut modifier la prolifération et l’activation des cellules immunitaires. La concentration du cholestérol dans les cellules est contrôlée par des récepteurs spécifiques, les récepteurs nucléaires LXRs (Liver X Receptors). Le rôle de ces LXRs dans la composante immunitaire de la prostate tumorale n’est pas clairement établi. Il existe deux récepteurs LXRs, alpha et beta codés par des gènes différents. Au niveau des cellules immunitaires, les deux types de récepteurs semblent avoir des rôles distincts et spécifiques de certains sous-types cellulaires. Ce projet consiste à définir si les deux types de récepteurs ont des conséquences différentes sur la nature et la fonction de l’infiltrat immunitaire des tumeurs prostatiques. Les études seront conduites sur des tumeurs greffées sur des souris avec des cellules immunitaires dont le gène codant pour chacun des récepteurs LXRs est non fonctionnel. Le but de ces travaux sera de définir l’impact de l’absence des récepteurs LXRs dans l’infiltrat immunitaire tumoral prostatique.

Bénéfices attendus

Plusieurs études montrent que les LXRs peuvent moduler le paysage immunitaire de différentes tumeurs avec des rôles différentiels pour les deux isoformes de LXRs . L’objectif de ce travail est de définir les différences d’implication des deux LXRs sur la croissance tumorale et sur la réponse immune antitumorale dans un modèle pré-clinique de cancer de la prostate. L’utilisation d’un modèle syngénique (cellules greffées et hôte de la même espèce) est pertinent pour s’approcher au mieux d’une réponse immunitaire réelle et complète, à l’inverse de l’utilisation de modèles xénogreffés sur souris immunodéprimées. A court terme ce projet donnera des arguments pour poursuivre l’investigation entre les LXRs et la réponse immune chez la souris, notamment pour établir des modèles transgéniques dans lesquels on manipulera de façon génétique l’expression des LXRs dans certaines cellules immunitaires. L’élucidation des rôles précis des LXRs dans ces sous-types immunitaires et la possibilité d’utiliser des modulateurs de leur activité permettrait le développement de thérapies adjuvantes pour accroître l’efficacité de l’immunothérapie du cancer de la prostate.

Procédures

Les animaux seront soumis à 2 interventions :1) implantation sous-cutanée de cellules tumorales de souris réalisé 1 seule fois durée de la procédure maximum 10 secondes 2) une implantation intra-prostatiques des cellules tumorales de souris réalisé une seule fois, durée de la procédure maximum 10 minutes. Toutes les souris seront observées deux fois par semaine selon une grille de score permettant d'évaluer leur comportement et les tumeurs sous-cutanées mesurées deux fois par semaine sous anesthèsie gazeuse (environ 30 secondes).

Impact sur les animaux

Le projet proposé est susceptible d’induire des nuisances, telles qu’une perte de poids, un stress, une perte d’appétit et des douleurs successives au geste chirurgical et à la prise tumorale. En particulier , l’implantation de tumeur en sous-cutanée peut induire des grosseurs susceptibles de gêner les mouvements normaux de l’animal. Il peut induire des douleurs de longue durée ou gonflements au niveau du site de greffe. Une infection/inflammation locale au site d’injection, ainsi que l’apparition d’hématomes font également partie des effets indésirables possibles (sévérité modérée). Des effets systémiques peuvent être attendus : perte de poids, faiblesse musculaire, altération du comportement (sévérité modérée). Ces effets peuvent apparaître pendant toute la durée de la procédure c'est a dire 30 jours. L’implantation de tumeur en orthotopique (intra-prostatique) est une procédure pouvant également induire des effets néfastes, tels qu’une inflammation locale et des douleurs moyennes, de moyenne durée. L’insertion de cellules tumorales dans la prostate (organe richement vascularisé) peut entraîner des saignements locaux de courte durée. Malgré un geste maitrisé, la lésion des structure et tissus environnants est possible, entrainant des difficultés urinaires. La prise tumorale et le développement d’une masse pelvienne peuvent également entrainer des douleurs, et des difficultés urinaires et de motilité de l’animal (sévérité modérée). Ces effets peuvent apparaître pendant toute la durée de la procédure c'est a dire 30 jours. Des effets indésirables consécutifs à l’anesthésie sont possibles : détresse respiratoire, hypotension, bradycardie, hypothermie. Ces effets indésirables sont immédiats et seront pris en charge dans les minutes post-observation. Les données de la bibliographie n’indiquent pas de potentiel métastatique de cette lignée cellulaire, les effets indésirables liés aux métastases ne sont donc pas attendus.

Devenir

Les animaux seront mis a mort par dislocation cervicale apres une anesthesie à l'isoflurane pour les prélèvements de tumeurs, organes lymphoïdes et foie pour analyses.

Remplacement

Ces études sont précédées par des études in vitro de cocultures de milieu tumoral obtenu à partir de lignées cellulaires (cellules tumorales de souris ou autres cellules de cancer de la prostate) et de cellules immunitaires. Nous évaluons notamment l’effet de l’activité ou de l’inactivation des LXRs sur les mécanismes cellulaires impliquant les cellules immunitaires (activation, capacités phagocytaires et migration), permettant de limiter le recours à l’expérimentation animale. Cependant l’utilisation de modèles tumoraux syngéniques (mêmes espèces entre tumeur greffée et animal receveur) permettra d’avoir une cartographie de l’ensemble des cellules immunitaires en fonction de l’état d’activation des LXRs au sein d’un système complet. .

Réduction

Une étude pilote, permettant d’ajuster la dose/le modèle de souris à utiliser dans l’étude principale, effectuée sur un petit lot d’animaux, permettra de limiter le nombre d’animaux inclus dans l’étude. Le nombre d’animaux par groupe a été calculé et minimisé tout en maintenant la puissance statistique de l’étude. Le prélèvement de plusieurs organes par animal à la fin des expérimenations permet également d’optimiser ce nombre utilisé. Des données préliminaires obtenues par l’équipe in vitro/sur d’autres études ont également été utilisées dans la mise en place du design expérimental, afin d’affiner les hypothèses de recherche et d’éviter l’utilisation trop importante d’animaux. MODIFICATION Les femelles non utilisées feront l’objet d’une valorisation tissulaire ex vivo (banque d’organes/cellules, contrôles histo/moléculaires), ou seront affectées à des usages sentinelles par exemple, afin de limiter au maximum tout gaspillage biologique

Raffinement

Les animaux seront hébergés en cage de 4 souris avec un milieu enrichi renforcé (cabane plastique, tube carton, pad-fibre). L’ensemble des enrichissements est adapté aux éventuels changements de corpulence du rongeur induits par la prise tumorale (grosseurs/gènes locomotrices). Les animaux bénéficieront d’un suivi pré, per et post-opératoire renforcé, qui permettra de détecter toute apparition de souffrance ou de mal être (feuille de score pour chaque animal). Une observation quotidienne est réalisée par les zootechniciens et un suivi bihebdomadaire par les participantes au projet. Une intervention par des traitements analgésiques et anti-inflammatoires est prévue le cas échéant.

Choix des espèces

La réponse immunitaire anti-tumorale est un processus complexe impliquant le dialogue entre de nombreux types cellulaires notamment les cellules de la tumeur et les cellules immunes. L’utilisation d‘animaux immunocompétents permet d’étudier les mécanismes mis en jeu dans un organisme complet, ce qui est majeur pour le developpement de nouvelles stratégies anti-cancéreuses. L’utilisation du modèle souris permet aussi d’utiliser des organismes modifiés génétiquement et d’étudier des régulateurs spécifiques. Nous utiliserons des individus post-puberts de 2 à 4 mois, correspondant à a période optimale pour les procédures d’implantation au niveau de la prostate.