Rongeurs
Immunogénicité de stocks de MOPEVACLAS à différents ratios « ARN/particule infectieuse » chez la souris S129 IFNAR MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Immunodéficientes par construction, 192 souris de lignée IFNAR vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Réparties en seize groupes de douze, six mâles et six femelles, elles sont identifiées par des encoches pratiquées dans les oreilles, reçoivent une ou deux injections de vaccin à un mois d'intervalle et subissent un prélèvement de sang submandibulaire sur animal éveillé. La moitié de chaque groupe est tuée par dislocation cervicale au quinzième jour, l'autre après une seconde injection, au quarante-cinquième, pour prélever le sang et la rate. Les vaccins testés visent la fièvre de Lassa, la fièvre hémorragique de Crimée-Congo et cinq filovirus, et le porteur écrit que le recours à des "organismes entiers" reste "indispensable" pour tester l'immunogénicité des candidats vaccins.
Objectifs
MODIFICATION Les objectifs de ce projet sont : -de confirmer qu’un vaccin contre la fièvre de Lassa conserve ses propriétés immunogéniques indépendamment du ratio ARN/particules infectieuses. Ces résultats sont essentiels pour le développement clinique de ce candidat vaccin ; - DE CONFIRMER QU’UN VACCIN MONOVALENT MV-CCHFV EST AU MOINS AUSSI IMMUNOGENIQUE QU’UN VACCIN BIVALENT ; - DE TESTER L’IMMUNOGENICITE DE 5 VACCINS MONOVALENTS ROUGEOLE DIRIGES CONTRE 5 FILOVIRUS (ZEBOV, SEBOV, BDBV, TAFV, MARV) ET L’IMMUNOGENICITE D’UN VACCIN PANFILOVIRUS PENTAVALENT DIRIGES CONTRE TOUS LES FILOVIRUS PATHOGENES.
Bénéfices attendus
MODIFICATION CONCERNANT LA PARTIE LASSA, l’efficacité d’un vaccin contre la fièvre de Lassa a déjà été démontrée chez le primate non humain. Des lots cliniques de ce vaccin sont actuellement en production et présentent des ratios ARN/particules infectieuses variables. Ce projet nous permettra de vérifier que ces ratios n’impactent pas l’immunogénicité du vaccin, permettant ainsi le développement du vaccin vers des essais cliniques. CONCERNANT LA PARTIE CCHF, L’EFFICACITE D’UN VACCIN BIVALENT MV-CCHF A DEJA ETE DEMONTREE DANS LE MODELE SOURIS IFNAR-/-. CEPENDANT, UN VACCIN MONOVALENT SERAIT PREFERABLE POUR UN DEVELOPPEMENT TECHNIQUE VERS LES PHASES CLINIQUES ET UNE POTENTIELLE MISE SUR LE MARCHE. CE PROJET NOUS PERMETTRA DE VERIFIER QU’UN VACCIN MONOVALENT INDUIT DES REPONSES IMMUNITAIRES COMPARABLES OU MEILLEURES QUE LE VACCIN BIVALENT. CONCERNANT LA PARTIE FILOVIRUS ; IL N’EXISTE A CE JOUR AUCUN VACCIN PANFILOVIRUS NI DE VACCIN CONTRE LES FILOVIRUS TAFV ET BDBV. CE PROJET NOUS PERMETTRA DE METTRE EN EVIDENCE L’IMMUNOGENICITE DE NOUVEAUX VACCINS CONTRE LES FILOVIRUS QUI POURRONT CONTINUER LEUR DEVELOPPEMENT PRECLINIQUE PUIS CLINIQUE.
Procédures
Après répartition en 16 groupes de 12 animaux (6 mâles + 6 femelles par groupe, 3 vaccins testés en prime seul ou prime/boost et un groupe non vacciné), les 192 animaux subiront les interventions suivantes : - Identification au sein d’un même groupe par encoches au niveau des oreilles. - Une ou deux injections de vaccins (prime + boost) à un mois d’intervalle sur animaux vigiles - Un prélèvement de sang en submandibulaire sur animaux vigiles. - Une mise à mort par dislocation cervicale. Chacun des gestes effectués sur les animaux dans l’animalerie A3 ne durera pas plus de 2 à 3 minutes.
Impact sur les animaux
MODIFICATION Peu d’effets indésirables sont à prévoir. LES PLATEFORMES VACCINALES MOPEVAC ET ROUGEOLE ONT déjà été utilisée chez le rongeur et n’a pas causé d’effets secondaires chez les animaux. Les nuisances attendues devraient donc être très faibles. Les injections intrapéritonéales et les prélèvements sanguins peuvent provoquer une douleur et un inconfort de sévérité légère de courte durée. Les ponctions intracardiaques et prélèvements de rate seront effectués après la mise à mort et tous les gestes seront réalisés par du personnel qualifié.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure expérimentale afin de prélever les organes qui seront utilisés pour déterminer les réponses à la vaccination.
Remplacement
Il est impossible à l’heure actuelle de déterminer par des expérimentations in vitro l’induction de réponses immunitaires humorales et cellulaires spécifiques que peut conférer une solution vaccinale. Le recours à des organismes entiers reste indispensable pour tester l’immunogénicité des candidats vaccins.
Réduction
Dans ce projet, 4 (LASSA), 5 (CCHF) OU 7 (FILOVIRUS) groupes de 12 animaux seront constitués. Chaque groupe de 12 souris est constitué de 6 animaux mâles et 6 animaux femelles. Dans chaque groupe, les animaux recevront une injection de milieu de resuspension (contrôles sham) ou une injection de vaccin (prime). La moitié des animaux de chaque groupe sera mise à mort à J15 pour prélever sang et rate qui permettront de déterminer les réponses humorales et cellulaires à la vaccination. L’autre moitié des animaux recevra une seconde injection à J30 (boost) et sera mise à mort à J45 pour prélever sang et rate qui permettront de déterminer les réponses humorales et cellulaires après une seconde vaccination. La mise à mort de douze animaux par groupe constitue un minimum nécessaire pour évaluer la reproductibilité des observations d’un animal à l’autre et réaliser des tests statistiques robustes de comparaison de groupes (Mann-Whitney ou one way anova selon le cas). La réduction du nombre d’individus dans chaque groupe pourrait altérer de façon significative la qualité de l’analyse des données, compromettant ainsi l’ensemble de la procédure et l’intérêt du recours à cet effectif animal pour comparer l’immunogénicité de ces vaccins.
Raffinement
Les animaux, du fait de leur immunodéficience, seront hébergés dans des conditions sanitaires strictes avec des cages autoclavées avec nourriture et boisson stériles pour éviter tout risque de contamination microbienne indésirable. Chaque geste technique (injections, prélèvements) sera réalisé sous poste de sécurité microbiologique et une désinfection avant et après de la zone à injecter/prélever sera réalisée par application de désinfectant. Un enrichissement de l’environnement, une réhydratation des animaux à l’aide de sérum physiologique, l’ajout de gel hydrique peuvent être appliqués ainsi qu’un réchauffement si besoin. Des points limites sont établis et les mesures adaptées mises en place pour réduire la douleur pendant les procédures expérimentales.
Choix des espèces
La lignée de souris utilisée est un modèle largement utilisé pour analyser les réponses immunes induites par des vecteurs vaccinaux et que nous avons déjà utilisé. Les animaux utilisés seront des adultes (à partir de 2 mois). Il est nécessaire que le développement de leur système immunitaire soit mature pour évaluer au mieux la réponse immune mise en place suite à la vaccination.
Caractérisation des sous-populations de neurones « Ghost » de l’hypothalamus dans l’obésité. MODIFICATION
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
3 168 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. 1 440 d'entre elles sont gavées une fois par jour pendant cinq jours, 864 subissent une injection stéréotaxique bilatérale de virus dans le cerveau sous anesthésie, d'environ soixante minutes, 240 reçoivent des injections d'hormone et 48 une ovariectomie ou une orchidectomie de trente minutes. Le porteur indique que le gavage est indolore tout en immobilisant totalement la souris, décrit des douleurs post-opératoires après l'incision de la peau du crâne et, pour les ablations de gonades, des douleurs, une déshydratation et des risques cardiorespiratoires pendant l'anesthésie. Les souris sont maintenues en vie après ces interventions et pendant des durées définies de régime hypercalorique, puis tuées pour le prélèvement de leurs organes.
Objectifs
L'obésité est un problème mondial, touchant plus de 13% de la population et entraînant des comorbidités graves telles que le diabète, l'hypertension et les maladies cardiaques. Cette condition résulte principalement de troubles de la balance énergétique. Cependant, les thérapies actuelles ont des limites en termes d'efficacité à long terme. Pour développer de nouvelles stratégies, il est essentiel de comprendre les mécanismes biologiques régulant la balance énergétique. Dans ce contexte, il existe dans notre cerveau des neurones capables de détecter différents nutriments issus de l’alimentation, afin d’adapter nos choix alimentaires. Certains de ces neurones ont longtemps été considérés comme responsables de la satiété, mais des études récentes ont dévoilé leur grande hétérogénéité. L'objectif est d'identifier ces sous-populations de neurones susceptibles de dysfonctionner dans l'obésité. Pour cela, une caractérisation de la structure, de l'activité électrique et de la fonction de ces neurones grâce à des lignées de souris transgéniques sera effectuée. Les bénéfices escomptés incluent une meilleure compréhension des mécanismes moléculaires impliqués dans les dysfonctionnements neuronaux liés à l'obésité, ouvrant la voie à de nouvelles stratégies thérapeutiques.
Bénéfices attendus
À l’heure actuelle, l’Organisation Mondiale de la Santé estime à plus d’1 milliard le nombre de personnes obèses à travers le monde, ce qui représente un problème de santé publique de la plus haute importance. Malheureusement, les traitements disponibles à l’heure actuelle ne sont que peu efficaces pour lutter contre cette pathologie, et seules des techniques extrêmement invasives comme la chirurgie bariatrique permettent une perte de poids durable (sans garantie de succès systématique). Il est donc crucial d’approfondir nos connaissances sur les mécanismes biologiques participant au développement de l’obésité, dans l’espoir de fournir à l’avenir de meilleurs traitements aux personnes affectées. À court terme, notre projet apportera des informations nouvelles sur les mécanismes biologiques qui favorisent le développement de l’obésité et des comorbidités associées. En outre, il s’inscrit pleinement dans un contexte de recherche international visant à décrypter les rôles spécifiques des différentes souspopulations de "neurones de la satiété". À plus long terme, ce projet pourrait ainsi conduire à la mise au point de nouvelles approches thérapeutiques pour lutter contre l’obésité.
Procédures
Gavage oral (1440 animaux) : un gavage oral sera réalisé 1 fois par jour durant 5 jours, sans anesthésie. La durée de l’administration orale de tamoxifène ne dure que 15 secondes par animal, en prenant en compte la contention de l’animal et l’administration de l’agent pharmacologique à proprement parler. La durée de l'administration de la dose d’euthanasiant quant à elle ne dure que 10 secondes à prenant en compte la contention et l’administration en elle même. Neurochirurgie : Cette technique sera réalisée sous anesthésies générale. Une seule chirurgie sera effectuée dans la vie de l’animal. Le temps estimé d’une telle chirurgie, de l’anesthésie au réveil, est d’environ 60 minutes (864 animaux). AJOUT PROCEDURE 5 : L'INJECTION D'HORMONE (240 ANIMAUX): L'ADMINISTRATION DE L'HORMONE SERA REALISE 1 FOIS PAR JOUR DURANT 5 JOURS, SANS ANESTHESIE, A L'EXCEPTION D'UNE HORMONE QUI SERA INJECTE TOUS LES TROIS JOURS A PARTIR DU 10e JOUR POSTNATAL. L'ADMINISTRATION DE L'HORMONE NE PREND QUE 10 SECONDES, Y COMPRIS LE TEMPS NECESSAIRE POUR IMMOBILISER L'ANIMAL ET L'ADMINISTRATION ELLE-MEME. L'OVARIECTOMIE/ ORCHIDECTOMIE (48 ANIMAUX EN TOTALE) : L'INTERVENTION D'OVARIECTOMIE/ORCHIDECTOMIE DURE 30 MINUTES, Y COMPRIS L'INDUCTION DE L'ANESTHESIE.
Impact sur les animaux
Certaines souris de l'étude seront soumises à une administration orale de tamoxifène. Le tamoxifène est un agent pharmacologique susceptible d’induire des effets indésirables. Il induit une perte temporaire de tissu adipeux. Il entraine donc une perte de poids, qui est néanmoins temporaire. Le gavage oral est une méthode indolore, mais implique une immobilisation totale de l’animal, induisant du stress chez ce dernier. Des douleurs post-opératoires sont possibles pour les souris qui subiront une injection stéréotaxique bilatérale de virus (deuxième partie du projet), par neurochirurgie. Ces douleurs sont les plus importantes lors de la neurochirurgie. L’incision de la peau du crâne et la déshydration induite par l’anesthésie peuvent provoquer des douleurs post-opératoires, celles-ci devraient s’estomper dans les jours suivant la chirurgie, grâce au traitement analgésique mis en place. AJOUT DES PROCEDURES D'OVARIECTOMIE ET ORCHIDECTOMIE EN RAISON DE L'INCISION PRATIQUEE SUR LA PEAU ET L'ABDOMEN, DES DOULEURS POST-OPERATOIRES PEUVENT ETRE ATTENDUES, AINSI QU'UNE DESHYDRATATION OU DES RISQUES CARDIORESPIRATOIRES PENDANT L'ANESTHESIE. SA SEVERITE EST CONSIDEREE COMME MODEREE. AVEC L'INJECTION D'HORMONES, UN CHANGEMENT DE POIDS PEUT ETRE ATTENDU. CELUI-CI NE DEVRAIT PAS DEPASSER UNE PERTE DE POIDS DE PLUS DE 10 % PAR RAPPORT AU POIDS INITIAL. PARMI LES AUTRES RISQUES ASSOCIES AUX INJECTIONS, ON PEUT CITER L'IRRITATION ET L'INFLAMMATION AU NIVEAU DU SITE D'INJECTION DUES A LA PENETRATION DE L'AIGUILLE.
Devenir
Toutes les souris seront gardées en vie à l'issue du gavage. Après des temps précis de régime hypercalorique, LES SOURIS SERONT MISES A MORT POUR PRELEVEMENTS D’ORGANES. Pour les procédures 2 et 5 : toutes les souris seront gardées en vie après la chirurgie. A la fin de l’expérience, LES SOURIS SERONT MISES A MORT POUR PRELEVEMENTS D’ORGANES.
Remplacement
Le but de ce projet est d’étudier la relation entre l’activité des sous populations de neurones et la consommation de régime obésogène. Dans ce contexte, les neurones que nous étudions interagissent avec d’autres structures du cerveau mais également avec des organes périphériques qui influencent l’activité neuronale via des signaux hormonaux. Les effets que nous étudions sont donc la résultante de cette communication entre divers réseaux de neurones et la périphérie. Des interactions aussi complexes ne peuvent être modélisées in vitro, et les variables mesurées ici telles que le comportement alimentaire nécessite évidemment un animal vivant. De même, il n’existe aucun modèle informatique qui pourrait remplacer l’animal dans le cadre de cette étude.
Réduction
Nous avons utilisé un test de puissance pour déterminer le nombre minimum d’animaux nécessaires chez les deux sexes, pour obtenir des résultats exploitables statistiquement. Le nombre d’animaux que nous demandons est le nombre maximal dont nous estimons avoir besoin. Si nous nous rendons compte en cours de projet que ce nombre peut encore être réduit, il le sera bien évidemment.
Raffinement
Nous avons défini différents points de raffinement tout au long de l’étude : 1) Les animaux arriveront dans la pièce d’hébergement à l’âge de 6 semaines et seront habitués pendant au moins 2 semaines. Toutes les expériences seront réalisées par du personnel formé et entraîné. 2) Nous utiliserons ces tunnels pour transporter les souris, qui est la méthode de manipulation la moins stressante pour ces animaux. L'enrichissement comprend des maisons ou des tunnels en polycarbonate + du safe crinklets (bandes de papier kraft) 3) Des points limites précoces et terminaux appropriés ont été définis : ces critères prennent en compte l'apparence, l'évolution du poids, le comportement, les signes cliniques (température et respiration) et l'aspect de la plaie (le cas échéant). Des mesures conservatoires sont prévues pour chaque critère, afin de prendre en charge promptement toute modification de l’état de l’animal. Lorsqu’un point limite précoce est atteint, nous demanderons un avis vétérinaire afin d’envisager la mise en place de soins personnalisés compatibles avec le maintien de l’animal dans l’étude. En cas d’échec ou si un point limite terminal est atteint, l’animal sera retiré de l’étude et mis à mort, pour lui éviter toute souffrance que nous ne pourrions soulager.
Choix des espèces
La régulation du poids corporel et du comportement alimentaire sont depuis longtemps etudies chez la souris, qui represente donc une espece adaptee a ce type d’études. De plus, les lignées transgéniques dont nous avons besoin pour mener à bien ce projet ont été créées chez la souris. Enfin, la forte proximite biologique entre l’Homme et la souris en ce qui concerne le controle de la prise alimentaire fait de cette espèce un bon modele predictif. Toutes les souris de ce projet arriveront à l’âge de 6 semaines dans notre animalerie, mais nous ne débuterons les expériences qu’à partir de l’âge de 8 semaines, sur des souris adultes. Il est admis qu’à 8 semaines, la croissance des os est achevée, ce qui facilite les procédures impliquant une chirurgie stéréotaxique (car les points de repère anatomiques se situent sur le crâne). Les souris seront logées dans des cages collectives pour favoriser les interactions sociales.
Mesure de la biodisponibilité et de la pharmacocinétique de produits pharmacologiques chez la souris – Prélèvements répétés – MODIFICATION
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
Mesurer la concentration sanguine de quatre-vingts candidats-médicaments par an, pour affiner leur posologie avant les études d'activité : 1 200 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune reçoit de une à vingt et une administrations espacées d'au moins huit heures, subit la section de la pointe de la queue, puis jusqu'à dix micro-prélèvements sanguins sur quarante-huit heures au minimum, et une partie une chirurgie d'implantation d'un implant médicamenteux sous anesthésie. Le porteur écarte toute grille de score, au motif qu'elle "nécessite de maintenir la souffrance de l'animal pour en évaluer l'évolution", et annonce la mise à mort dès qu'apparaît une différence de poids de 2 à 5 %. L'effectif déclaré se déduit d'un calcul simple, trois souris par condition testée et quatre-vingts composés par an sur cinq ans, le porteur précisant qu'aucune comparaison statistique n'est requise.
Objectifs
Pour le développement de nouveaux médicaments, il est nécessaire d'étudier le devenir de la substance active dans l'organisme, dans le but de déterminer : l’absorption, la distribution, le métabolisme et l’élimination du composé (ADME), des propriétés qui vont influencer la posologie du candidat-médicament (dose administrée et fréquence d'administration). L’objectif scientifique est de suivre la concentration sanguine de produits pharmacologiques en cours de développement chez la souris. Les produits pourront être de différentes natures (chimique, peptidique, oligo-nucléotidique) et/ou pour diverses applications : analgésie, anti-inflammatoire, antibiotique, immunodépresseur, anticancéreux, cardio-protecteur, anti-arthrosique, antidépresseurs, neuro-protecteur…
Bénéfices attendus
La mesure de la concentration sanguine au court du temps des candidats-médicaments permettra de sélectionner les plus adaptés et d’en affiner la posologie (dose et fréquence d’administration) selon les résultats de l’ADME. Ce projet s'inscrit pleinement dans les étapes indispensables au développement des candidats-médicaments. Il permet de réduire drastiquement le nombre de candidat-médicament à tester dans les études d’activité et le nombre d'études nécessaires pour mesurer ensuite l’activité des candidats-médicaments sélectionnés, tout en augmentant les probabilités d'obtenir un médicament.
Procédures
Les animaux seront soumis à des injections pour l'administrer les candidat-médicaments étudiés. Les candidat-médicaments et médicaments étudiés seront administrés 1 à 21 fois avec un minimum de 8h entre chaque administration. Une anesthésie de quelques minutes est nécessaire pour le rasage des animaux et pour les administrations ID, IN, IT. Afin de suivre la concentration sanguine du candidat médicament au cours du temps, un maximum de 10 micro-prélèvements de sang (environ 1min) seront réalisés à l’extrémité de la queue et sur une durée minimum de 48h. Une partie des animaux pourront être soumis à une chirurgie sous anesthésie (environ 15 min) et analgésie pour l’implantation d’un implant médicamenteux.
Impact sur les animaux
Les injections entraînent une douleur légère de courte durée, de même que la section de la pointe de la queue (moins d’un demi millimètre) utilisée pour permettre les prélèvements sanguins. [Modification] L’implantation chirurgicale d’un implant médicamenteux peut potentiellement induire une douleur modérée et une altération de l'état de santé général des animaux durant les 48h premières heures suivant l’implantation (sensibilité de la zone d’implantation, gène dans les déplacements, une activité moindre, une appétence modérée pour la nourriture pouvant entrainer une très légère et transitoire perte de poids…)
Devenir
Les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure expérimentale afin de recueillir les échantillons nécessaires aux analyses
Remplacement
Les candidats-médicaments auront été sélectionnés préalablement pour leur activité et leur innocuité sur les modèles cellulaires, ainsi que pour leur caractéristiques pharmacochimiques (solubilité, stabilité plasmatique et microsomale…). Cependant, tous les essais réalisés ne peuvent prédire avec exactitude l’ADME d’un composé car aucun modèle alternatif (bio-informatique, moléculaire et/ou cellulaire) n’est suffisamment intégré et complexe pour reproduire l’ensemble des phénomènes biologiques impliqués dans l’absorption, la distribution, la dégradation et l’élimination des médicaments. Ces phénomènes biologiques sont liés à la circulation sanguine, aux barrières biologiques et aux voies d'élimination (dégradation par le foie, élimination biliaire et rénale...) et régulent l’activité des médicaments. Pour ces raisons, une approche chez l’animale reste indispensable pour sélectionner les candidats-médicaments les plus prometteurs avant de poursuivre leur développement. La mesure de la pharmacocinétique sera réalisée chez le souris, car cette espèce est la plus utilisée pour cette approche dans le cadre du développement des candidats-médicaments.
Réduction
La réalisation des procédures par un technicien rompu à ces manipulations garantit une bonne reproductibilité et permet de limiter le nombre d’animaux à engager dans les protocoles. La procédure expérimentale parfaitement maîtrisée permet une mesure efficace à l’aide de 3 souris par condition testée. La mise en place de micro-prélèvements répétés chez un même animal permet de réduire drastiquement le nombre d’animaux utilisés pour suivre la concentration sanguine des candidats médicaments. Les résultats sont exploités sous la forme de courbes cinétiques et aucune comparaison statistique n’est requise. Il est prévu de mesurer la pharmacocinétique de 80 composés chaque année sur une période de 5 ans soit un maximum de 1200 souris.
Raffinement
La procédure expérimentale est conçue pour garantir le bien-être de l’animal et réduire au maximum l’inconfort, le stress et la souffrance. La souris étant un animal social, les souris seront maintenues en groupes sociaux, dans des cages enrichies d’un tube de change et de matériaux de « nidification ». Une période d'acclimatation et d'habituation de 2 semaines sera respectée mais pourra exceptionnellement être ramenée à une semaine minimum en cas de contraintes temporelles. Le bien-être des animaux sera pris en compte tout au long de l’étude, avec un suivi journalier de l’état des animaux par l’expérimentateur. [Modification] La douleur liée aux injections est une douleur ponctuelle réversible qui fera l’objet d’une surveillance de l’animal. Lorsque les caractéristiques du composé le permettront (solubilité et stabilité), l'usage d'un implant médicamenteux pourra être mis en place pour éviter le recourt à des administrations répétées génératrices de stress et de douleur. Les souris seront anesthésiées pour permettre certaines administrations (intranasale, intratrachéale, intradermique, intramusculaire) ou l’implantation d’un implant médicamenteux qui fera aussi l’objet d’une couverture analgésique pré et post opératoire. L’implantation chirurgicale sera réalisée dans des conditions d’asepsie strictes et sous un poste de sécurité microbiologique dédié. Les souris anesthésiées seront placées sur un tapis chauffant afin de prévenir une hypothermie. Une alimentation hydratée sera mise à disposition des animaux pour assurer une récupération postopératoire rapide. Les animaux seront particulièrement surveillés après l’administration des candidats-médicaments ou des sondes, pour mettre en évidence tous signes de toxicité imprévue qui nécessiterait la mise à mort de l’animal. Aucun animal ne sera maintenu en vie s’il présente des signes de douleur ou d’inconfort. Pour cette même raison, aucun « scoring » n’est envisagé, car il nécessite de maintenir la souffrance de l’animal pour en évaluer l’évolution. Il arrive cependant qu’aucun signe extérieur de douleur ne puisse être observé, et que seule une perte ou absence de prise de poids soit mise en évidence. Dans ce cas, les animaux seront mis à mort dès la mise en évidence d’une différence significative (généralement dès 2 à 5% d’écart). Les micro-prélèvements de sang sont réalisés sur les animaux vigiles et non contraints (sans boite ou tube de contention), à même de signifier librement tout manquement
Choix des espèces
La mesure de la pharmacocinétique est réalisée chez la souris, car cette espèce est la plus utilisée pour cette approche dans le cadre du développement des candidats-médicaments. Certain candidat-médicament sont très difficile à synthétiser et la petite taille de la souris nécessite beaucoup moins de composé. Enfin, ce choix permet aussi de mesurer l’ADME d’un composé chez la même espèce que pour les futures études d’activités, elles-mêmes nécessitant le plus souvent le recourt à des animaux génétiquement modifiés, plus facile à trouver ou générer chez la souris. L’âge des souris sera déterminé en fonction de l’objectif scientifique et de la pathologie visée. Les souris seront âgées d’au minimum 4 semaines afin que la procédure puisse être réalisée sans remettre en cause le bien-être de l’animal.
Circuits neuronaux de la prise de décision en contexte émotionnel
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Deux chirurgies du cerveau sous anesthésie générale, espacées de plusieurs semaines, de quarante à soixante minutes chacune, pour injecter des vecteurs viraux puis implanter les dispositifs d'enregistrement : 600 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Elles sont ensuite hébergées seules pour protéger les implants, et une partie subit une restriction d'eau que le porteur décrit comme une contrainte modérée pouvant durer plusieurs semaines, destinée à les motiver pendant les tests. Ces tests, de dix à vingt jours à raison de séances de trente à soixante minutes, portent sur le choix entre éviter un danger et obtenir une récompense, avec enregistrement de l'activité cérébrale. Le résumé ne précise ni la nature du danger auquel les souris sont exposées, ni les tests employés, désignés seulement comme des situations "associées à des conséquences positives ou négatives".
Objectifs
Ce projet vise à mieux comprendre comment le cerveau prend des décisions dans des situations impliquant des émotions, par exemple lorsqu’un individu doit choisir entre éviter un danger ou obtenir une récompense. Dans la vie quotidienne, ces décisions reposent sur l’évaluation de différents éléments, comme le caractère positif ou négatif d’un événement et son importance relative. Les chercheurs cherchent à comprendre comment ces informations sont traitées par le cerveau et comment elles influencent le comportement. L’objectif est d’identifier les mécanismes cérébraux qui permettent d’adapter les décisions en fonction du contexte et des expériences passées.
Bénéfices attendus
À court terme, ce projet permettra de mieux comprendre les mécanismes cérébraux impliqués dans la prise de décision liée aux émotions. Il contribuera à améliorer les connaissances fondamentales sur le fonctionnement du cerveau et sur la manière dont les individus évaluent leur environnement. À moyen terme, ces résultats permettront de mieux comprendre comment certaines situations peuvent conduire à des comportements inadaptés, notamment lorsqu’un individu accorde trop d’importance à un danger ou, au contraire, ne le prend pas suffisamment en compte. À plus long terme, ces travaux pourraient contribuer à améliorer la compréhension de certaines maladies psychiatriques, comme les troubles anxieux ou le stress post-traumatique, et aider à identifier de nouvelles pistes pour leur prise en charge.
Procédures
Les animaux subissent deux interventions chirurgicales réalisées sous anesthésie générale et espacées de plusieurs semaines. Chaque intervention dure environ 40 à 60 minutes et permet soit l’injection de vecteurs viraux dans le cerveau, soit l’implantation des dispositifs nécessaires aux enregistrements et aux manipulations expérimentales. Après une période de récupération, les animaux participent à des tests comportementaux visant à étudier leurs réactions face à différentes situations associées à des conséquences positives ou négatives. Ces tests sont réalisés pendant une période de 10 à 20 jours selon le protocole expérimental et les performances de l’animal. Chaque session dure généralement entre 30 et 60 minutes. Au cours de ces tests, l’activité cérébrale est enregistrée afin de mieux comprendre les mécanismes neuronaux impliqués dans les comportements observés. Le nombre exact de séances comportementales dépend de la progression de l’apprentissage de chaque animal.
Impact sur les animaux
Les animaux peuvent ressentir une douleur post-opératoire modérée liée aux interventions chirurgicales. Cette douleur est limitée par la mise en place d’une prise en charge analgésique adaptée. Un inconfort temporaire peut également être observé pendant la phase de récupération. L’hébergement individuel nécessaire à la protection des implants et au suivi expérimental peut constituer une source de stress liée à l’isolement social. Cet effet est limité par la mise en place d’un enrichissement adapté des cages ainsi que par le maintien de contacts visuels, auditifs et olfactifs avec les autres animaux hébergés dans la même salle. Les tests comportementaux peuvent entraîner un stress modéré lié aux manipulations répétées et à l’exposition à des situations nouvelles. Dans certains groupes, une restriction hydrique contrôlée est mise en place afin de motiver les animaux lors des tests comportementaux. Cette contrainte est étroitement surveillée et adaptée individuellement, mais peut représenter une contrainte modérée pendant plusieurs semaines.
Devenir
Euthanasie des animaux pour prélèvements du cerveau pour des études post mortem
Remplacement
L’utilisation d’animaux vivants est nécessaire pour étudier le fonctionnement du cerveau dans des situations réelles impliquant des comportements et des émotions. Ces phénomènes résultent d’interactions complexes entre différentes régions du cerveau et ne peuvent pas être reproduits de manière fiable avec des modèles informatiques ou des cellules en laboratoire.
Réduction
Le nombre d’animaux a été déterminé sur la base d’une estimation de la variance associée à ce type de données, afin d’assurer l’atteinte d’une puissance statistique suffisante. Le calcul théorique conduit à un effectif de 15 souris par groupe. Le projet comprend une phase pilote (20 groupes) permettant d’optimiser les paramètres expérimentaux et comportementaux avant la mise en œuvre de l’étude principale (20 groupes). Cette étape permet de limiter les ajustements méthodologiques en cours d’étude et contribue ainsi à réduire le nombre total d’animaux utilisés. Le nombre total d’animaux nécessaires à la réalisation de ce protocole est estimé à 600.
Raffinement
Des mesures sont mises en place pour limiter au maximum la douleur, le stress et l’inconfort des animaux. Les interventions chirurgicales sont réalisées avec une prise en charge adaptée de la douleur. Les animaux sont progressivement habitués aux manipulations afin de réduire leur stress. Les conditions expérimentales sont adaptées à chaque animal, notamment en ce qui concerne la motivation et les contraintes liées aux tests. Un suivi régulier permet de s’assurer de leur bon état de santé. Des points limites prédéfinis sont utilisés afin de détecter précocement toute altération de l’état des animaux. En cas de signes cliniques, des soins conservatoires adaptés sont mis en place. La prise en charge des animaux repose sur un arbre décisionnel structuré, permettant d’adapter les mesures à la gravité de la situation. Des critères d’arrêt des souffrances sont définis et conduisent, si nécessaire, à l’arrêt de la procédure et à une mise à mort anticipée.
Choix des espèces
La souris est utilisée car elle constitue un modèle de référence pour l’étude des mécanismes cérébraux impliqués dans l’apprentissage, l’adaptation comportementale et le traitement des informations sensorielles. Ses capacités d’apprentissage et d’adaptation permettent d’étudier des comportements complexes dans des conditions expérimentales contrôlées. Des souris jeunes adultes âgées de 8 à 12 semaines au début des expérimentations seront utilisées. À cet âge, les animaux présentent un cerveau mature et des performances comportementales stables, tout en limitant les effets liés au développement ou au vieillissement qui pourraient influencer les résultats. Par ailleurs, les nombreuses connaissances accumulées sur cette espèce ainsi que la disponibilité d’outils génétiques, viraux et neurobiologiques adaptés permettent d’interpréter les résultats de manière fiable et de les comparer avec ceux de la littérature scientifique, ce qui est essentiel pour faire progresser les connaissances dans ce domaine.
Mécanismes cellulaires impliqués dans la régénération du muscle squelettique
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
600 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Toutes reçoivent sous anesthésie une injection de chlorure de baryum dans les muscles pour en détruire le tissu et déclencher sa régénération, 380 d'entre elles sont gavées deux fois au tamoxifène et 120 sept fois avec des modulateurs de la voie WNT avant leur mise à mort. Le porteur écrit qu'aucune complication majeure n'a été observée dans son expérience, tout en n'excluant pas "une diminution importante de l'utilisation de la patte, pouvant aller jusqu'à une paralysie" et une nécrose des tissus. Le bénéfice qu'il annonce tient en une phrase, comprendre si la cascade régulatrice étudiée est propre aux cellules satellites, et il affirme que l'étude de ces processus "au sein d'un organisme dans son ensemble, où toutes les cellules impliquées sont en étroite communication, est nécessaire et ne peut être substituée qu'en partie par des approches in vitro".
Objectifs
Parmi les tissus des organismes vertébrés, le muscle squelettique est l’un des plus remarquables : il présente un développement et une croissance prodigieux et possède de grandes capacités régénératrices. Ces capacités de croissance et de régénération font de lui un organe très plastique. À l’origine de cette plasticité musculaire se trouve un réservoir de cellules souches, dont les plus étudiées à ce jour sont les cellules satellites qui, comme leur nom l’indique, se localisent en périphérie des fibres musculaires. Ces cellules sont mises en place au cours du développement. Le développement et le maintien de ces cellules par cet environnement sont cruciaux à l’équilibre et à la régénération musculaire et déterminés par les gènes Hira et Daxx. Il a été récemment montré que l’absence de la protéine Hira ou Daxx dans les cellules souches musculaires adultes (cellules progénitrices, caractérisées par l’expression du gène Pax7 et, dans certains muscles, Pax3) a pour conséquence une inhibition de la régénération musculaire. De plus, il a été démontré que Hira et Daxx sont des facteurs clés pour garder l’identité myogénique des cellules satellites pendant la régénération du muscle. Nous souhaitons étudier la fonction spécifique de chacun de ces gènes dans les cellules satellites pendant la régénération musculaire. Dans un but de suivre le principe des 3R et de réduire et remplacer l’utilisation excessive d’animaux impliqués dans les expériences in vivo, nous avons établi des lignées cellulaires dérivées de muscles pour les expériences préliminaires. Nous avons caractérisé et étudié ces lignées in vitro pour cibler les expériences les plus pertinentes à développer chez la souris pour la validation in vivo. Les deux procédures principales visent à analyser et caractériser les fonctions d’Hira et Daxx au cours de la régénération musculaire. Pour essayer de minimiser la souffrance et le stress induits aux animaux, des analgésiques seront administrés avant et après la procédure d’induction de la régénération musculaire. De plus, de la nourriture humidifiée sera ajoutée dans les cages les 3 premiers jours pour faciliter l’alimentation des animaux qui peuvent présenter une mobilité réduite pendant cette période. Notre étude fera appel à un maximum de 600 souris au total, réparties sur 4 procédures expérimentales.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de comprendre si cette cascade régulatrice est spécifique des cellules satellites ou si elle joue un rôle plus général dans le maintien de l’identité cellulaire d’autres types de cellules composant le muscle squelettique.
Procédures
380 de la totalité des animaux (600) seront soumis au gavage de tamoxifène 2 fois avec un intervalle d’une semaine. Les gavages sont faits sur l’animal en vigile et ce geste ne prend que quelques secondes. La totalité des animaux (600) seront anesthésiés sous isoflurane (induction 4%, maintien 2%) et soumises à des injections de BaCl2 dans les muscles. L’intervention sera faite une seul fois par souris et la durée de l’intervention est de 10 minutes (après endormissement des animaux). Finalement, 120 de la totalité des animaux (600) seront soumis au gavage de modulateurs de la voie WNT 7 fois de suite avant mis à mort. Les gavages sont faits sur l’animal en vigile et ce geste ne prend que quelques secondes.
Impact sur les animaux
Dans notre expérience, aucune complication majeure liée à la régénération musculaire n’a été observée. Cependant, une diminution importante de l’utilisation de la patte, pouvant aller jusqu’à une paralysie, ainsi qu’une dégradation des tissus (nécrose) ne peuvent être totalement exclues. Les animaux seront surveillés régulièrement afin de détecter rapidement tout signe anormal et d’intervenir si nécessaire.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort au plus tard 28 jours post-lésion intramusculaire pour prélèvement des tissus nécessaires à l’analyse.
Remplacement
Nos projets s’intéressent à des processus biologiques qui reposent sur l’évolution au cours du temps et l’interaction entre de nombreux types cellulaires. De fait, l’étude de ces processus au sein d’un organisme dans son ensemble, où toutes les cellules impliquées sont en étroite communication, est nécessaire et ne peut être substituée qu’en partie par des approches in vitro. Pour réduire le nombre d’animaux nécessaires lors cette phase in vivo, des études préliminaires ont néanmoins été faites sur des lignées cellulaires musculaires.
Réduction
Le nombre d’animaux a été calculé sur la base de protocoles publiés utilisant 10 animaux par lot, ce qui est le minimum pour avoir une pertinence statistique et obtenir suffisamment de matériel biologique pour réaliser l’ensemble des analyses nécessaires.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans des cages enrichies conformément aux recommandations en vigueur. Les enrichissements comprendront du matériel de nidification, des abris permettant aux animaux de se cacher ainsi que des éléments manipulables et/ou à ronger favorisant l’expression des comportements naturels. Les animaux seront maintenus en groupes sociaux stables lorsque cela est compatible avec les objectifs scientifiques et leur bien-être. Ces mesures visent à réduire le stress et à améliorer les conditions de vie des animaux tout au long de l’étude. Des points limites ont été définis et seront appliqués dans les cas nécessaires.
Choix des espèces
Nous avons choisi la souris pour des raisons multiples. Les approches de transgénèse et recombinaison homologue nécessaires à l’étude de mécanismes moléculaires de processus biologiques sont facilement réalisables. La recombinaison homologue permet de modifier de manière efficace et contrôlée le locus des gènes murins. Ce modèle étant couramment utilisé, de nombreuses lignées transgéniques, notamment lignages spécifiques, sont aujourd’hui disponibles à toute la communauté. Des lignées pures et génétiquement caractérisées sont disponibles pour ce modèle. La courte durée de temps pour avoir des animaux adultes (8 semaines) est aussi compatible avec la durée du projet demandé. Nos expérimentations concernent les jeunes adultes de 8 semaines, date à laquelle le muscle adulte est complètement formé.
Evolution longitudinale de l’activité neuronale dans le cortex et l’hippocampe chez la souris saine et dans des modèles d’autisme.
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Des souriceaux dès leur naissance, et des embryons modifiés génétiquement dans l'utérus de leur mère, forment une part des 2 357 souris utilisées dans ce projet, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Dès la naissance, les souriceaux sont tatoués à la patte, un fragment de queue est prélevé pour le génotypage et une solution contenant un traceur est injectée dans leur cerveau sous anesthésie par le froid, que le porteur qualifie de "technique indolore adaptée aux nouveau-nés". Une zone de l'os du crâne est ensuite retirée et remplacée par une lamelle de verre fixée sur la tête, pour observer le cerveau au microscope pendant que la souris éveillée se déplace sur un tapis roulant, ces séances étant répétées de la naissance à l'âge adulte. Les mères ayant subi la laparotomie et l'électroporation in utero allaitent leur portée jusqu'au sevrage à vingt et un jours, puis sont tuées.
Objectifs
Ce projet fait suite à nos précédents travaux visant à comprendre comment le cerveau s'organise très tôt après la naissance, et comment cette période clé de développement influence son bon fonctionnement à l'âge adulte. Ce nouveau projet comporte deux volets complémentaires : Caractériser le développement normal des réseaux hippocampiques et néocorticaux (les circuits de cellules situés dans les régions du cerveau responsables de la mémoire, de l'apprentissage et de la perception sensorielle), avec une attention particulière portée au rôle des interneurones (des neurones "régulateurs" qui agissent comme des chefs d'orchestre pour freiner et synchroniser l'activité globale du cerveau). Identifier les altérations de cette mise en place observées dans des modèles pathologiques, plus particulièrement liés aux troubles du spectre autistique (TSA). Nous utiliserons le modèle de la souris afin de suivre l'activité neuronale au cours du temps par des techniques d'imagerie optique sur l'animal vivant. Notre équipe dispose d'une solide expertise dans l'application de ces techniques, tant chez les souris nouveau-nées que chez les adultes.
Bénéfices attendus
Ce projet est essentiel pour comprendre comment s'organisent les réseaux de cellules de notre cerveau, en particulier dans les zones responsables des fonctions intellectuelles et de la mémoire, qui sont souvent touchées par diverses maladies. À court terme, il permettra de découvrir de façon très précise le rôle de chaque type de cellule nerveuse et la manière dont elles évoluent pendant la croissance. Concernant les maladies liées au développement du cerveau, comme les Troubles du Spectre Autistique (autisme), notre hypothèse est que les anomalies génétiques modifient le développement normal du cerveau, affectant la manière dont les cellules grandissent et se connectent entre elles. En observant la maturation de ces cellules, notre approche permettra de faire le lien entre le rôle des gènes et la mise en place des réseaux cérébraux, apportant ainsi des connaissances clés pour comprendre l'origine de ces troubles.
Procédures
Les animaux seront soumis à plusieurs interventions chirurgicales et d'observation réalisées sous anesthésie et avec une prise en charge stricte de la douleur. Un suivi quotidien de leur bien-être sera assuré. Les interventions comprennent : L'identification et le prélèvement génétique : Dès la naissance, les souriceaux sont identifiés rapidement par un petit tatouage sur la patte. Un infime fragment de queue est prélevé pour vérifier leur profil génétique. Une injection intracérébrale : Chez le nouveau-né, une petite quantité d'une solution contenant un traceur microscopique est injectée dans le cerveau, sous anesthésie par le froid (technique indolore adaptée aux nouveau-nés). Une chirurgie d'observation du cerveau : Sous anesthésie générale, une petite zone de l'os du crâne est retirée et remplacée par une fine lamelle de verre. Cette "fenêtre" transparente, fixée sur la tête, permet d'observer l'intérieur du cerveau au microscope. L'observation de l'activité du cerveau (imagerie) : Grâce à la fenêtre crânienne et aux traceurs injectés, nous observons l'activité des cellules du cerveau de l'animal lorsqu'il est éveillé et qu'il se déplace librement sur un tapis roulant. Les animaux y sont habitués en douceur et les séances sont de courte durée. Ces observations sont répétées sur plusieurs jours à différents âges (de la naissance à l'âge adulte). L'intervention sur l'embryon : Pour un groupe spécifique, une chirurgie abdominale (laparotomie) est réalisée sur la mère au milieu de sa gestation, sous anesthésie générale. Cette opération permet d'insérer, à l'aide d'un léger courant électrique, des modifications génétiques directement dans le cerveau de l'embryon pour étudier l'autisme. La mère se réveille ensuite et met bas naturellement. Les petits suivront alors le même parcours d'observation au microscope décrit ci-dessus. Le prélèvement des tissus : À la fin de toutes les observations, les souris sont euthanasiées sans douleur sous anesthésie très profonde. Leur cerveau est prélevé à l'aide d'un produit fixateur pour pouvoir l'analyser en détail au microscope.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables possibles sur les animaux sont principalement liés à la douleur causée par les injections intra cérébrales ou à l’implantation d’une fenêtre d’imagerie sur le crâne. Ces deux opérations sont faites sous anesthésie générale. Bien que le cerveau lui-même ne soit pas sensible à la douleur, les tissus l’entourant (crâne, dure-mère) peuvent s'enflammer et produire de la douleur. Pour parer à cette éventualité, la douleur au moment de l’opération sera prise en charge par un analgésique. Par ailleurs, la douleur et le stress occasionnés par l’implant chronique de la fenêtre optique seront suivis de près tous les jours et la douleur sera minimisée, si besoin, par l'administration d'analgésiques. Si les points limites sont atteints, les animaux seront euthanasiés. De notre expérience, cet implant ne génère pas de douleur excessive et ne nécessite généralement pas l'administration d’analgésique en dehors de la chirurgie proprement dite. Les procédures de ce projet étant classées en gravité sévère, une appréciation rétrospective sera réalisée à l'issue du projet afin d'évaluer l'atteinte des objectifs et les dommages réels subis par les animaux.
Devenir
Tous les animaux du projet sont mis à mort (euthanasiés) sans douleur à la fin des expérimentations. Cette procédure est indispensable pour prélever leur cerveau et réaliser des analyses microscopiques sur les tissus. Ces analyses permettent de vérifier les observations faites du vivant de l'animal et de valider que les bons réseaux de neurones ont bien été ciblés. Concernant les souris gestantes ayant subi la chirurgie abdominale visant à modifier génétiquement les embryons (pour étudier l'autisme), elles se réveillent après l'opération, bénéficient d'une prise en charge de la douleur et mettent bas naturellement. Leurs petits sont ensuite inclus dans les étapes d'observation au microscope et seront, à leur tour, euthanasiés à la fin des observations pour l'analyse de leur cerveau. Les mères ayant subi la laparotomie pour l’électroporation in utero ne seront pas gardées en vie à l'issue de l'étude. Elles assurent l’élevage et l’allaitement de leur portée jusqu’au sevrage (P21), puis sont euthanasiées.
Remplacement
Pour atteindre nos objectifs, il est indispensable d'étudier le cerveau au sein d'un organisme entier, sur un animal vivant, éveillé et libre de ses mouvements. À ce jour, seules des recherches menées sur l'animal peuvent apporter ces connaissances, dont bénéficieront à terme les études chez l'homme. En effet, les méthodes de remplacement menées en laboratoire (comme la culture de cellules ou de « mini-cerveaux » en éprouvette) ne permettent pas de reproduire un cerveau complet et adulte avec toutes ses connexions. Par ailleurs, nous ne connaissons pas encore assez bien le cerveau pour pouvoir remplacer ces expériences par des simulations sur ordinateur. C’est d’ailleurs l'un des grands enjeux de notre projet : en observant très précisément comment communiquent les différentes cellules du cerveau, nous espérons récolter suffisamment de données pour permettre, à l'avenir, la création de telles simulations informatiques.
Réduction
Notre méthode de travail vise à réduire fortement le nombre d'animaux utilisés, tout en garantissant des résultats fiables. Le principal moyen d'y parvenir est d'utiliser une technique d'observation au microscope qui permet de suivre les mêmes souris au fur et à mesure de leur croissance. Contrairement aux méthodes classiques qui obligent à utiliser et à euthanasier de nouveaux groupes d'animaux à chaque âge étudié pour comprendre leur évolution, notre méthode permet d'observer plusieurs fois les mêmes individus à différentes étapes clés de leur vie, depuis leur naissance jusqu'à l'âge adulte.
Raffinement
Tout au long de l'expérimentation, un suivi quotidien sera assuré. Des décisions relatives au bien-être animal seront prises selon des règles strictes permettant d'interrompre l'expérience ou d'euthanasier l'animal en cas de souffrance. Le bien-être des animaux (tant pour les souris gestantes que pour leurs petits, ou après les chirurgies) fera l'objet d'évaluations régulières : prise de poids, croissance, aspect général et comportement. Une attention particulière sera portée aux nouveau-nés et aux jeunes souris lors des chirurgies afin de réduire la douleur et le stress. Le protocole inclut l'utilisation systématique d'anesthésies, la gestion de la douleur, l'utilisation de tapis chauffants, le respect strict des règles d'hygiène, la protection des yeux, la réhydratation, ainsi qu'un suivi très attentif après l'opération (notamment au moment de replacer les nouveau-nés avec leur mère). Les mères et leurs nouveau-nés, opérés ou non, seront hébergés dans des armoires ventilées où l'environnement est contrôlé. Leurs cages seront enrichies avec de petites cabanes en carton et du papier spécial permettant aux femelles de construire des nids douillets. Les souris plus âgées bénéficieront des mêmes conditions de confort. Enfin, lors des observations au microscope, les animaux seront maintenus bien au chaud à l’aide d’une lampe chauffante pour éviter qu'ils ne se refroidissent en dehors de leur cage.
Choix des espèces
Le modèle de la souris est particulièrement adapté pour répondre à nos objectifs scientifiques : Il a été démontré que les cellules régulatrices du cerveau que nous étudions sont très similaires entre l'humain et la souris, ce qui en fait un excellent modèle. Notre équipe possède une grande expérience technique sur la souris, que ce soit pour la mise en place minutieuse de la "fenêtre" sur le crâne ou pour l'observation de son cerveau au microscope du vivant de l'animal. Il existe chez la souris de nombreuses lignées génétiquement modifiées indispensables à ce projet, qui permettent de cibler très précisément certaines familles de cellules pour observer ou manipuler leur activité. La souris étant très largement utilisée en recherche sur le cerveau, nos résultats seront d’un intérêt majeur pour l'ensemble de la communauté scientifique afin de mieux comprendre le développement du cerveau et les mécanismes liés aux maladies infantiles (troubles neurodéveloppementaux). Stades de développement utilisés : Les animaux seront étudiés à quatre stades clés de leur développement après la naissance : Stade nouveau-né (de la naissance à 5 jours) Stade jeune (de 5 à 14 jours) Stade adolescent (de 15 à 30 jours) Stade adulte (au-delà de 2 mois) L'objectif de ce projet est de comprendre comment l'activité des réseaux de cellules du cerveau évolue au cours du temps, à la fois dans un développement normal, dans des modèles d'autisme, et jusqu'à l'âge adulte. Le découpage de nos observations en ces quatre fenêtres temporelles est absolument indispensable pour couvrir toutes les étapes critiques de la construction et de la maturation du cerveau.
Caractérisation par imagerie d’une exérèse de glioblastome avec injection ou non d’un hydrogel de chitosane (EU1/2)
- Recherche appliquée
- Cancers
Greffés de cellules tumorales dans le cerveau à J0, transportés deux jours plus tard pendant quatre heures vers une plateforme d'imagerie, opérés à J10 pour un retrait partiel de la tumeur, 27 rats subissent ensuite trois examens TEP avec injection d'un traceur radioactif et quatre IRM sous anesthésie, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Le porteur classe la greffe et l'exérèse comme sévères, note que la chirurgie est "assez invasive" et que la tumeur peut provoquer des symptômes neurologiques. L'objet est de suivre par imagerie la dégradation d'un gel de chitosane déposé dans la cavité opératoire, et la reprise de la tumeur. Tous les rats sont mis à mort après le dernier examen, le porteur écrivant qu'ils sont "tous porteurs d'une tumeur cérébrale (avec un pronostic défavorable)".
Objectifs
Les tumeurs intracérébrales représentent la forme la plus agressive des tumeurs du système nerveux central sans possibilité curative. Une infiltration des cellules cancéreuses dans le tissu cérébral sain favorisent inévitablement la reprise tumorale. Le traitement standard actuel consiste en une résection chirurgicale (=retrait de la tumeur) suivie d’une radiothérapie (traitements par rayons X) combinée à une chimiothérapie (traitement médicamentaux). Le projet proposé s’appuie sur un modèle de tumeurs cérébrales chez le rat. Après avoir implanté la tumeur dans le cerveau des animaux, celle ci est retirée chirurgicalement (exérèse) et partiellement (comme dans le cas d'une chirurgie chez l'être humain). Les cellules résiduelles sont à l'origine de la récidive (reprise tumorale) survenant après l'opération. Lors de la chirurgie d'exerèse, la cavité formée lors du retrait de la masse initiale sera laissée telle quelle (non comblée) ou un gel formant un réseau sera déposé à l'intérieur (tapissant ainsi la cavité opératoire). L'objectif de ce projet est ainsi de caractériser par imagerie le comportement de ce gel mais aussi de caractériser la récidive tumorale. Pour ce faire, nous réaliserons d'une part des examens TEP (Tomographie par Emission de Positons) via l'injection d'un traceur radioactif qui permet de visualiser les foyers de récidive tumoraux. D'autre part, le comportement du gel sera évalué grâce à l'outil d'imagerie par IRM (Imagerie à Résonance Magnétique) via un suivi longitudinal permettant d'estimer l'évolution du volume tumoral et de suivre la dégradation du gel au cours du temps. Ce projet est un projet multisite à cause de contraintes techniques liées aux équipements, ainsi il se déroulera dans 2 établissements utilisateurs successifs (EU1/2 puis EU 2/2)
Bénéfices attendus
Les résultats attendus de ce projet initial permettront en première intention de caractériser le modèle de tumeur cérébral opéré (dont la tumeur a été retirée chirurgicalement) en présence ou non d'un gel marqué avec un agent de contraste. Le phénomène de récidivie tumorale inhérant à la chirurgie ainsi que le comportement du gel déposé au sein même de la cavité opératoire pourront ainsi être appréhendés respectivement grâce à l'imagerie TEP et aux acquisitions IRM. Cette étape de caractérisation est indispensable avant même de pouvoir proposer l'application de ce gel dans la cavité opératoire comme nouvelle voie de stratégie thérapeutique pour la recherche clinique. Le bénéfice attendu est donc à plus long terme d'utiliser ce gel comme vecteur thérapeutique et adapter à posteriori son utilisation en cancérologie humaine.
Procédures
- Greffe des cellules tumorales dans le tissu cérébral (modèle intracérébral) à J0 (1 itération/1h) - Transport sur la plateforme d'imagerie à J2=2 jours post-greffe (1 itération/4h) - Dégreffe/exerèse= chirurgie qui consiste à retirer la tumeur qui se trouve dans le cerveau à J10=10 jours post greffe (1 itération/1h) - Examens TEP : J15/J22/J29 (3 itérations/50 min par temps d'imagerie) - Examens IRM : J9, J14, J21, J28 (4 itérations/1h par temps d'imagerie. L'examen TEP (Tomographie par Emission de Positon) est une technique d'imagerie qui permet d'identifier les foyers tumoraux notamment grâce à l'injection d'un produit radioactif qui vient se fixer spécifiquement sur le tissu malade et qui permet sa visualisation en regardant l'image générée. L'examen IRM (Imagerie par Résonance Magnéique) est une technique d'imagerie qui permettra d'identifier les différentes structures cérébrales ainsi que le gel présent au sein de la cavité opératoire et de suivre sa dégradation au cours du temps. La répartition des interventions dans chaque EU se fera de la façon suivante : - EU1/2 : réception des animaux, acclimatation, puis chirurgie d'implantation des cellules tumorales (greffe des cellules tumorales dans le cerveau, EU de départ pour le transport des animaux vers l'EU 2/2, -EU2/2 : EU d'arrivée suite au transport des animaux depuis l'EU1/2, examens d'imagerie, chirurgie de retrait de la masse tumorale, mise à mort de tous les animaux en fin de projet.
Impact sur les animaux
Chirurgie d'implantation des cellules tumorales puis retrait chirurgical de la tumeur (exérèse) classées sévères mais médication pour limiter la souffrance des animaux. Le développement de la tumeur (modèle infiltrant) peut engendrer des symptômes neurologiques mais la chirurgie d'exérèse se fait assez précocement bien avant l'apparition de signes cliniques (J10). Le transport des animaux à J+2 sur la plateforme d'imagerie constitue également une nuisance. La chirurgie opératoire est assez invasive mais une surveillance accrue des animaux sera réalisée afin de garantir leur bien-être. Les sessions IRM et TEP nécessiteront des anesthésies répétées.
Devenir
Les animaux seront mis à mort selon les méthodes en vigueur à l'issue du dernier temps d'imagerie. L'ensemble des données collectées grâce aux acquisitions d'imagerie permettront de caractériser le modèle de reprise tumorale avec l'implantation d'un gel et permettront de répondre à la question scientifique initiale. Les animaux étant tous porteurs d'une tumeur cérébrale (avec un pronostic défavorable), il est donc nécessaire de mettre à mort l'ensemble des animaux du projet à l'issue du dernier examen.
Remplacement
Le remplacement des expérimentations animales par des méthodes alternatives n’est dans ce contexte clairement pas possible car le développement et la réponse au traitement de tumeurs cérébrales dépend de phénomènes biologiques extrêmement complexes qui ne peuvent pas être mimés en dehors d'un organisme entier. De plus, la mise en place d’une tumeur est un phénomène multifactoriel impliquant différents types cellulaires. L’ensemble de ces facteurs dynamiques ne peut être appréhendé qu’in vivo sur un modèle animal.
Réduction
En prenant en considération les contraintes du projet et en utilisant un logiciel de simulation afin d'établir l'effectif des animaux à inclure dans l'étude, il s'avère que 27 animaux au total seront nécessaires, pour une répartition de 9 animaux par groupe. Cet effectif intègre la perte possible d'un animal par groupe à la suite de l'intervention chirurgicale et d'éventuels problèmes rencontrés à l'issue du transport des animaux entre établissements utilisateurs (plateforme différente pour réaliser les imageries). Cet effectif est le minimum requis pour permettre des analyses statistiques pertinentes.
Raffinement
Quel que soit le site d'hébergement (projet multisite) , les animaux bénéficieront d'un hébergement selon les conditions réglementaires. Les expérimentations ne débuteront qu'après une semaine d'acclimatation suite à la réception des animaux sur chaque site. Une attention toute particulière sera portée aux animaux après le retrait chirurgical de la tumeur (médication contre la douleur, pesée quotidienne, observation quotidienne du comportement et la motricité, vérification de l'alimentation et de l'hydratation, désinfection et vérification de la bonne cicatrisation de la plaie). Des points limites précoces sont définis (perte de poids et problèmes de motricité essentiellement) afin d’anticiper toute souffrance ou dégradation de l’état général liée à la tumeur. Les examens d'imagerie seront réalisés sous anesthésie générale. Ils seront effectués par du personnel qualifié et expérimenté. Pendant l’examen, le niveau d'anesthésie sera surveillé en temps réel à l'aide de paramètres tels que la fréquence cardiaque et la fréquence respiratoire, garantissant ainsi un état stable et sécurisé pour les animaux. Après la procédure, les animaux seront surveillés pendant le processus de réveil dans un environnement calme et contrôlé. En outre, une grille de score permet un contrôle quotidien de l'état général de l'animal.
Choix des espèces
Les modèles animaux majoritairement utilisés pour les études en cancérologie sont les modèles murins : souris et rats. Les rats constituent l'espèce de référence compte tenu de leur accessibilité et de leur facilité de manipulation. En outre, le choix de cette espèce se justifie par la taille du cerveau plus importante pour une implantation intracérébrale de la tumeur dont le volume deviendra suffisamment important pour s'affranchir des limitations de résolution offertes par l’imagerie et permettre une injection du gel. Les rats immunocompétents présentent l'avantage d'avoir un système immunitaire intégralement préservé et sont une souche de référence utilisée pour le développement d’un modèle murin de tumeurs cérébrales. De plus, les cellules tumorales ont été isolées d’une tumeur chez le rat, il n'y a donc pas de risques de rejet. Des rats âgés de 6 semaines seront utilisés à un stade où leur conformation crâniale est achevée.
Etude du rôle de la voie IL-1/IL-1R1 sur la réponse à la chimio-immunothérapie dans des modèles orthotopiques de cancer du poumon 2/2
- Recherche fondamentale
- Oncologie
384 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, chacune subissant une implantation chirurgicale de cellules tumorales dans le poumon puis six séances d'imagerie thoracique sous anesthésie gazeuse. Chaque animal reçoit aussi une injection de chimiothérapie, trois injections d'immunothérapie par semaine pendant trois semaines et cinq injections quotidiennes d'interleukine-1 bêta, une partie d'entre elles portant une délétion du récepteur IL-1R1. La tumeur pulmonaire induite peut dégrader progressivement la respiration et l'état général, et le porteur signale des complications possibles au niveau de la cicatrice thoracique, infection, déhiscence de plaie, douleur. À long terme, il situe le bénéfice dans "l'intérêt de trouver et tester des molécules induisant cette voie chez la souris (futur projet), puis chez l'Homme".
Objectifs
Le cancer du poumon fait partie des cancers les plus fréquents et les plus meurtriers. Son traitement repose sur l’utilisation de chimiothérapies, qui malheureusement ne conduisent que rarement à une rémission totale du patient, en particulier dans les cas de cancers avancés. Il a été montré que le système immunitaire jouait un rôle important dans la réponse aux traitements par chimiothérapie. Ainsi, l’immunothérapie a été associée à la chimiothérapie afin d’augmenter son efficacité dans de nombreux cancers. Cependant, cette association n’est pas toujours efficace pour les tumeurs pulmonaires. Il apparait donc important d’étudier les mécanismes responsables de cette résistance. L’inflammation a un rôle ambigu dans la réponse à la chimiothérapie et peut avoir des effets pro- ou anti-tumoraux. Le but du projet est d’évaluer son rôle sur l’efficacité antitumorale de la chimio-immunothérapie utilisée en clinique, dans un modèle murin de cancer du poumon chez la souris. Cette étude nous permettra également de comprendre les mécanismes de résistance aux traitements actuellement utilisés en clinique. Ce projet sera réalisé dans 2 sites, avec un site pour toutes les étapes (EU1/2), excepté les imageries (EU 2/2).
Bénéfices attendus
Les traitements combinant chimiothérapie et immunothérapie ont montré une réelle efficacité pour de nombreux cancers. En ce qui concerne le cancer du poumon, leur efficacité reste hétérogène selon les contextes biologiques et immunologiques. L’intérêt de ce travail est donc de mieux comprendre les mécanismes responsables de la résistance dans des tumeurs pulmonaires orthotopiques.. L’identification du rôle de l’inflammation dans la résistance aux traitements aura des avantages à court terme, comme la validation (ou non) de nos résultats précédents, et à long terme en confirmant l’intérêt de trouver et tester des molécules induisant cette voie chez la souris (futur projet), puis chez l’Homme.
Procédures
5 interventions : - Implantation chirurgicale de cellules de cancer du poumon murines dans le poumon (EU1/2) : - Geste réalisé sous anesthésie générale gazeuse - Une seule injection par animal - Durée : 15 minutes - Nombre de souris : 384. - Traitements par chimiothérapie ou solution contrôle (EU1/2) : - Geste réalisé sur animal vigil - Une seule injection par animal - Durée : 1 minute - Nombre de souris : 384. - Traitements par immunothérapie ou solution contrôle (EU1/2) : - Geste réalisé sur animal vigil - Une injection trois fois par semaine pendant 3 semaines par animal - Durée : 1 minute - Nombre de souris : 384. - - Traitements par IL-1β ou solution contrôle (EU1/2) : - Geste réalisé sur animal vigil - Une injection quotidienne pendant 5 jours par animal - Durée : 1 minute - Nombre de souris : 384. Imagerie thoracique (EU2/2) : -Geste réalisé sous anesthésie générale gazeuse -1 imagerie par animal répétée 6 fois -Durée : 5 minutes -Nombre de souris : 384
Impact sur les animaux
Injection de cellules tumorales dans le poumon : croissance d’une masse tumorale intrathoracique. Une altération progressive de la fonction respiratoire peut survenir au cours de la progression tumorale. - Possible altération de l’état général du fait de la pathologie cancéreuse induite. - Éventuels effets secondaires des injections d’IL-1β : perte de poids. - Possibles complications au niveau du site opératoire et de la cicatrice thoracique : infection, déhiscence de plaie, douleur. - Effets potentiels liés aux anesthésies répétées pour l’imagerie thoracique : refroidissement, ralentissement transitoire de la respiration, récupération retardée exceptionnelle. Les souris déficientes pour IL1-R1 (Il1r1-/-) ne présentent pas de phénotype dommageable en conditions basales. Aucune nuisance spécifique liée à ce génotype n’est donc attendue dans le cadre de ce projet.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure.
Remplacement
Le cancer est une maladie complexe impliquant des mécanismes de contrôle et des interactions possibles seulement dans un organisme vivant. En effet, la recherche a permis de comprendre l’importance de l’environnement dans lequel le cancer se développe et les multiples interactions avec le système immunitaire, le stroma tumoral, le système vasculaire et le métabolisme. En conséquence, pour être prédictifs, l’évaluation de l’efficacité ou de l’échec de nouvelles combinaisons thérapeutiques en oncologie doit être réalisée sur les organismes vivants. Nous réalisons à ces fins des études translationnelles sur des modèles d‘animaux greffés avec des cellules tumorales.
Réduction
Les expériences seront réalisées sur des petits effectifs, ce qui permet donc de réduire le nombre d’animaux de l’étude. Les souris C57BL/6 doivent être utilisées comme contrôles des souris Il1r1-/-. Les expériences seront conduites en même temps sur les souris Il1r1-/-, afin de ne pas doubler le nombre de souris contrôles. Le test statistique utilisé sera celui de Kruskal-Wallis en raison de la présence de nombreux groupes. Le nombre de souris par groupe et le nombre de répétitions des expériences ont été déterminés afin de garantir la possibilité d’utiliser ce test statistique et sa fiabilité. Les expériences visant à étudier la charge tumorale, l’imagerie thoracique et les infiltrats immunitaires seront réalisées sur les mêmes souris. Le suivi longitudinal par imagerie micro-CT permet une mesure intra-individuelle de la charge tumorale, permettant de confirmer la prise tumorale et de déterminer le moment opportun pour débuter les traitements, participant ainsi à la réduction du nombre d’animaux nécessaires. Les différents modèles utilisés dans ce projet sont nécessaires. En effet, selon les mutations intrinsèques des cellules cancéreuses utilisées, le microenvironnement tumoral sera différent et affectera par conséquent la réponse aux traitements.
Raffinement
Les animaux seront habitués aux techniques de préhension. Les animaux sont suivis au minimum 3 fois par semaine par des techniciens responsables d’études. Une anesthésie générale gazeuse (isoflurane 3 % + oxygène 1,5 L/min) sera réalisée avant chaque chirurgie et entretenue tout au long de la procédure, avec contrôle de l’absence de réflexe de la patte, surveillance de la fréquence respiratoire et protection de la cornée avec un collyre ophtalmique. Pour l’analgésie, des anti-inflammatoires (carprofène 4 mg/kg et buprénorphine 0.05 mg/kg, une fois par jour) seront administrés en sous-cutané en pré-opératoire à distance du site opératoire et prolongés pendant 48 h après l’opération, ainsi que des anesthésiques locaux (lidocaïne 4 mg/kg + bupivacaïne 2 mg/kg) au niveau du site opératoire. La surveillance post-interventionnelle sera réalisée 2 fois par jour durant les 3 premiers jours, puis quotidiennement pendant 2 jours et enfin espacée à 3 fois par semaine. Pour chaque imagerie, les souris seront transportées d’un EU à l’autre dans leur cage emballée dans un sac opaque afin d’éviter le stress extérieur. Des anesthésies courtes supplémentaires seront réalisées pour l’imagerie thoracique micro-CT. Les animaux seront réchauffés pendant la procédure et surveillés jusqu’au réveil complet. Durant toute l’expérience, suivi du poids et évaluation de la NEC (Note d’Etat Corporel) au minimum trois fois par semaine. L’apparition d’éventuels points limites sera recherchée.
Choix des espèces
Les souris présentent des caractéristiques physiologiques qui permettent une variété de techniques d’administration et de prélèvements présentant des analogies avec ce qui est réalisé en recherche clinique sur l’Homme. Diverses souches de souris immunocompétentes sont disponibles pour l’établissement de modèles tumoraux syngéniques, indispensables à la recherche préclinique en immuno-oncologie. De plus, l’existence de souris génétiquement modifiées renforce le choix de cette espèce. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (entre 8 et 12 semaines d’âge) pour la mise en œuvre de modèles expérimentaux stables et reproductibles avec des animaux possédant un système immunitaire mature et un poids corporel > 20g.
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
Retirées de l'étude et tuées dès que leur état dépasse un seuil défini, 876 souris femelles vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère. Chacune subit une irradiation du corps entier sur animal éveillé, ou une irradiation abdominale sous anesthésie gazeuse, avant des traitements par injection ou par voie orale, des injections de cellules et des prélèvements sanguins répétés jusqu'au cent-vingtième jour. Le porteur décrit une atteinte possible de l'intestin et de la moelle osseuse conduisant à des diarrhées, un amaigrissement rapide, une baisse durable des cellules du sang, des risques d'infection, de saignement et d'anémie, et une "altération sévère de l'état général". Les bénéfices annoncés, des traitements "réellement disponibles, transportables et administrables rapidement" en cas d'afflux massif de victimes, restent une ambition, quand l'irradiation et ses suites sont infligées dès maintenant.
Objectifs
Ce projet part d’un constat simple : après une irradiation sévère, la survie largement conditionnée par deux atteintes majeures : celle de l’intestin et celle de la moelle osseuse. Lorsque ces organes ne remplissent plus leurs fonctions, les options thérapeutiques sont limitées et le pronostic se dégrade rapidement. L’enjeu est donc clair : intervenir sur les mécanismes qui déterminent la récupération, en restaurant les fonctions biologiques essentielles plutôt qu’en se limitant à un soutien passif. Le projet associe deux traitements cellulaires : l’un vise à rétablir la production du sang par la moelle osseuse ; l’autre vise à réparer l’intestin endommagé par l’irradiation. Ces interventions sont volontairement mises en œuvre de manière différée, afin de refléter les contraintes réelles de prise en charge des personnes exposées à une irradiation accidentelle. Les travaux sont conduits chez la souris pour identifier les fenêtres de temps pendant lesquelles une intervention peut modifier le pronostic, comprendre les mécanismes de récupération et sélectionner les approches présentant le meilleur équilibre entre efficacité, faisabilité et sécurité. L’objectif est concret : disposer de stratégies capables non seulement de soutenir, mais de restaurer des fonctions vitales, tout en restant compatibles avec les contraintes d’une situation d’urgence radiologique.
Bénéfices attendus
Le projet évalue en parallèle l’efficacité des traitements et leur faisabilité en situation réelle.: des approches complémentaires, préparables à l’avance, mobilisables rapidement et adaptées à des contraintes de temps et de logistique. À plus long terme, l’objectif est de faire évoluer les soins : ne plus seulement soutenir l’organisme, mais aussi rétablir la production des cellules du sang et favoriser la réparation de l’intestin, par thérapies cellulaires. L’ambition est de transformer une preuve scientifique en traitements réellement disponibles, transportables et administrables rapidement, même face à un afflux massif de victimes.
Procédures
Pour tous les animaux : - Irradiation corps entier sur animal vigile, et/ou abdominal sous anesthésie gazeuse, 1 fois, durée : quelques minutes - Administration de traitements par injection ou par voie orale (sur animal vigile, 1 ou plusieurs fois selon les groupes, durée : quelques secondes à 1 minute) - Suivi clinique avec pesée et observation de l’état général (sans anesthésie, 3 fois par semaine en phase aiguë (J1 à J14) puis hebdomadaire, durée brève) Selon le groupe expérimental : - Injection de cellules par voie intraveineuse (sur animal vigile, 1 fois par animal, durée : quelques secondes) - Prélèvements sanguins pour suivi biologique (sur animal vigile, suivant procédures J1, J3,5, J30 et/ou J14, J30, J120) : quelques secondes) Aucune procédure chirurgicale n’est réalisée dans ce projet.
Impact sur les animaux
Les procédures peuvent provoquer une altération sévère de l’état général, principalement liée aux atteintes intestinales et médullaires induites par l’irradiation, auxquelles s’ajoutent les effets cumulés des manipulations, injections et prélèvements sanguins. Les animaux peuvent présenter une perte de poids importante, une diminution de l’alimentation et un pelage hérissé, une baisse marquée de la mobilité et de la réactivité. L’atteinte intestinale peut entraîner diarrhées et amaigrissement rapide. L’atteinte de la moelle osseuse peut provoquer une diminution durable des cellules sanguines, augmentant les risques d’infection, de saignement, d’anémie. Les injections et prélèvements peuvent occasionner stress, douleur transitoire, hématome, réaction locale ou générale et perte sanguine cumulative. Dans les formes les plus sévères, l’association des atteintes digestives et médullaires peut conduire à une dégradation rapide de l’état général en l’absence d’application des points limites.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés afin de réaliser les prélèvements d’organes pour analyse ultérieure
Remplacement
Le projet nécessite l’étude des effets systémiques d’une irradiation et l’évaluation de traitements combinés impliquant des interactions complexes entre organes et système immunitaire. Aucune méthode alternative ne permet de reproduire la réponse intégrée de l’organisme, ni l’évolution globale des lésions, en particulier en situation de lésions combinées. L’évaluation de la survie, de la récupération fonctionnelle et de l’efficacité des traitements dans le temps impose un modèle in vivo. Le recours à l’animal est donc indispensable pour atteindre les objectifs du projet.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans ce projet a été défini de manière à obtenir des résultats fiables tout en limitant leur utilisation au strict nécessaire. La stratégie expérimentale repose sur une organisation en lots intégrant plusieurs groupes comparatifs au sein d’une même session, ce qui permet de réduire le nombre total d’animaux en évitant la répétition inutile d’expériences similaires. Chaque lot inclut des groupes témoins partagés, limitant ainsi le recours à des animaux supplémentaires. Les effectifs ont été ajustés pour garantir une interprétation robuste des résultats, en tenant compte de la variabilité attendue dans des modèles d’atteintes sévères. Cette variabilité est particulièrement importante dans les modèles d’irradiation, ce qui nécessite un nombre suffisant d’animaux pour identifier de manière fiable les effets des traitements. Le projet est également structuré de manière progressive, avec des étapes successives permettant de sélectionner les conditions les plus pertinentes avant de passer à des phases plus complexes. Cette approche évite de tester inutilement des combinaisons inefficaces à grande échelle. Par ailleurs, le recours à des suivis longitudinaux sur les mêmes animaux permet de collecter plusieurs types de données au cours du temps, réduisant ainsi le besoin d’augmenter les effectifs. Enfin, les données issues des premières étapes du projet sont utilisées pour optimiser les phases suivantes, limitant ainsi le nombre d’animaux nécessaires pour répondre aux objectifs scientifiques. L’ensemble de ces mesures permet de réduire significativement le nombre d’animaux utilisés, tout en garantissant la qualité et la pertinence des résultats obtenus.
Raffinement
Plusieurs mesures sont mises en place pour réduire autant que possible l’inconfort, la douleur et le stress des animaux tout au long du projet. Les animaux sont observés régulièrement, et plus fréquemment dans les jours suivant l’exposition aux rayonnements, période où leur état peut évoluer rapidement. Cette surveillance permet de repérer rapidement tout signe de fatigue, de perte de poids ou de troubles digestifs, et d’adapter leur prise en charge. Des soins adaptés sont proposés dès qu’une altération de l’état général est observée. Les animaux disposent notamment d’un accès facilité à l’eau et à la nourriture, par exemple sous forme plus facilement consommable. Des apports complémentaires peuvent être fournis pour éviter la déshydratation et soutenir leur état général. Les conditions d’hébergement sont ajustées pour limiter le stress et améliorer le confort. L’environnement est aménagé pour permettre aux animaux de se reposer et de conserver des comportements naturels, tout en facilitant leur accès à l’alimentation et à l’eau. Les manipulations sont réduites au minimum nécessaire et réalisées par du personnel formé, afin qu’elles soient rapides et maîtrisées. Lorsque cela est possible, plusieurs interventions sont regroupées pour éviter des manipulations répétées. Les gestes techniques, comme les injections ou les prélèvements, sont réalisés de manière à être les plus courts et les moins contraignants possible. Enfin, des critères d’arrêt anticipé sont définis : si l’état d’un animal se dégrade au-delà d’un certain seuil, il est retiré de l’étude afin d’éviter toute souffrance prolongée. L’ensemble de ces mesures vise à garantir le meilleur niveau de bien-être possible, tout en permettant la réalisation du projet scientifique.
Choix des espèces
Le projet utilise exclusivement la souris, une espèce largement utilisée en recherche biomédicale. Ce choix s’explique par le fait que la souris permet d’étudier de manière fiable et reproductible les effets d’une exposition importante aux rayonnements sur l’organisme, en particulier sur l’intestin et la moelle osseuse. La souris présente également des caractéristiques biologiques bien connues et des outils expérimentaux adaptés, ce qui permet d’obtenir des résultats robustes et comparables. Elle constitue un modèle pertinent pour évaluer l’efficacité de nouvelles approches thérapeutiques, notamment lorsqu’il s’agit d’interventions combinant plusieurs types de traitements. Deux types de souris sont utilisés dans le projet. Des souris dites « standard » permettent d’étudier les mécanismes des lésions et les effets des traitements dans un organisme avec un système immunitaire fonctionnel. Des souris dites « immunodéficientes » sont également utilisées, car elles permettent d’administrer et d’étudier des cellules d’origine humaine sans rejet, ce qui est indispensable pour certaines étapes du projet. Dans ce projet, seules des souris femelles sont utilisées afin d’homogénéiser les groupes expérimentaux et de limiter la variabilité des résultats liée au sexe des animaux. Si les résultats obtenus chez les femelles confirment l’intérêt de la stratégie thérapeutique, une validation ultérieure chez les mâles pourra être envisagée afin d’évaluer la reproductibilité des effets indépendamment du sexe. Les animaux sont utilisés à un stade de jeune adulte, correspondant à un organisme mature mais encore homogène sur le plan biologique. Les souris standard sont utilisées entre 7 et 8 semaines d’âge, ce qui correspond à un stade stable permettant une bonne reproductibilité des résultats. Les souris immunodéficientes sont reçues à l’âge de 4 semaines, puis utilisées à 6 semaines après une période d’acclimatation. Ce choix permet de garantir une homogénéité entre les animaux, une bonne tolérance aux interventions et des conditions optimales pour l’étude des traitements, en particulier ceux impliquant des cellules humaines. Ainsi, le choix de l’espèce et de l’âge des animaux est adapté aux objectifs du projet, en assurant un équilibre entre pertinence scientifique et qualité des données obtenues.
Identification de nouvelles molécules pour lutter contre les maladies de l’œil chez la souris
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Jusqu'à quatre injections dans l'œil, sous anesthésie de cinq minutes, et jusqu'à huit injections de chaque côté dans la veine ou dans le ventre : 2 202 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Le porteur indique que les injections intraoculaires peuvent enflammer ou endommager l'œil, que les injections répétées dans la veine peuvent abîmer celle-ci et que celles dans le ventre peuvent provoquer une inflammation. L'objet déclaré est de tester des molécules identifiées au laboratoire, censées protéger le nerf optique et le faire repousser dans un contexte de glaucome. Le résumé ne dit pas comment le glaucome ou l'élévation de la pression intraoculaire est provoqué chez ces souris, ni combien d'entre elles subissent chaque type d'injection.
Objectifs
Le glaucome concerne plus de 10 millions de patients dans le monde. Cette maladie entraine la dégénération du nerf optique, le seul lien entre l’œil et le cerveau ce qui induit une perte définitive de la vue. Notre projet consiste à protéger les neurones de la mort et à faire repousser le nerf optique pour maintenir la vision. Ce projet a pour but de tester de nouveaux molécules identifiés dans le laboratoire pour induire la neuroprotection et la régénération du système nerveux.
Bénéfices attendus
Le projet permettra de définir des molécules pour proteger et faire repousser le nerf optique. De ce fait il est important de comprendre leurs actions dans un contexte de glaucome. Ainsi ce projet contribuera à identifier des approches thérapeutiques pour des maladies comme le glaucome où les neurones doivent être protégés.
Procédures
Les souris peuvent subir une ou plusieurs injections : - dans l’œil (au maximum 4) : les souris sont endormies environ 5 min. L’injection dans l’œil dure 20s. - dans la veine ou dans le ventre (au maximum 8 de chaque coté) 20s.
Impact sur les animaux
- L’injection intraoculaire ou dans la chambre antérieure de l’œil peut entrainer l’inflammation de l’œil et/ou endommager l’œil - - injections répétées dans la veine peut endommager la veine. - injections dans le ventre répétées peuvent induire une inflammation.
Devenir
Les animaux seront mis à mort pour des analyses moléculaires ou pour analyse de tissus
Remplacement
Pour atteindre nos objectifs, les modèles murins sont essentiels et non remplaçables car i) les structures anatomiques sont similaires à l’humain, et ii) les mécanismes de mise en place de l’augmentation de la pression intra-oculaire nécessitent l’intervention de différents composante de l'oeil neurones, cellules gliales, environnement de la rétine et ne peuvent être mimés efficacement dans une culture de cellule ou par modèle informatique. Le modèle murin est le standard international reconnu pour la recherche sur la régénération du système visuel.
Réduction
Plusieurs mesures sont appliquées pour permettre la réduction du nombre d’animaux utilisés dans ce projet : -L’entrainement de toutes les personnes qui pratiquent les expériences pour ne pas perdre d’animaux dû à de mauvaises chirurgies. -L’utilisation de tests statistiques optimaux pour avoir le nombre d’animaux le plus restreint possible tout en gardant une valeur biologique et statistique suffisante. -Nous testerons d’abord les molécules identifiées en culture cellulaire. Seuls les candidats qui donneront des résultats satisfaisants en culture seront utilisés dans les souris.
Raffinement
L’état de santé des animaux sera suivi quotidiennement tout au long de l’expérience, notamment suite à la chirurgie. Les interventions sur l’œil sont des chirurgies et seront réalisées sous anesthésie générale. Les souris recevront une injection d’un médicament antidouleur et anti-inflammatoire adapté avant l’opération. Après chaque anesthésie, les souris seront placées sous une lampe chauffante jusqu’à leur réveil. Les critères de poids, d’apparence physique, et de comportement basés sur la grille proposée par le comité d’éthique n°004 seront pris en compte dans le suivi des animaux qui subissent une intervention chirurgicale. Nous serons également vigilants quant à l’état de l’œil.
Choix des espèces
La régénération du nerf optique et l’augmentation de la pression intraoculaire sont des phénomènes multifactoriels. La modélisation de ces processus dans un système unicellulaire (telle que la culture cellulaire) ne permet ni d’identifier correctement les voies moléculaires ni de tester efficacement les capacités de régénération. La souris représente le modèle in-vivo standard dans la communauté scientifique grâce à une grande similitude anatomique avec l’homme. Ceci n’est pas possible avec d’autres modèles telles que le poisson zèbre dont le système nerveux central régénère spontanément ou la drosophile dont le système nerveux est trop éloigné de celui des mammifères. Enfin, les modèles transgéniques nécessaires à notre projet sont disponibles chez la souris ce qui n’est pas le cas pour d’autres modèles tels que le rat. Pour l’ensemble des expériences proposées nous utiliserons des souris adultes (animaux de 28 jours minimum). Nous voulons étudier les mécanismes de neuroprotection dans le système visuel adulte pour être le plus proche possible des lésions chez l’homme.
Comprendre la plasticité cellulaire dans la récidive du glioblastome après traitement MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Une greffe de cellules tumorales dans le cerveau, puis l'ouverture du crâne pour retirer la tumeur, avec des hémorragies possibles et une pression intracrânienne modifiée : 1 434 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Trois jours après la résection, une partie reçoit radiothérapie et chimiothérapie jusqu'à trois fois en trois jours, une autre se voit poser une fenêtre d'observation sur le crâne, et le sang est prélevé deux à trois fois par semaine pendant toute l'étude. Le porteur écrit que la craniotomie est "à l'origine d'une douleur mesurée" mais que "la résection de la tumeur en elle-même ne provoque pas de douleurs puisque le cerveau ne possède pas de terminaisons nerveuses". Il ajoute qu'aucun effet secondaire n'est décrit dans la littérature pour les thérapies ciblées envisagées, et qu'aucune douleur n'est donc attendue de leur administration.
Objectifs
Les glioblastomes (GBM) sont les tumeurs cérébrales les plus fréquentes et les plus agressives chez l’adulte. Malgré un traitement lourd associant chirurgie (résection pour réduire au maximum la tumeur), chimiothérapie et radiothérapie (protocole de Stupp), la survie moyenne des patients n’excède pas 15 mois en raison de l’apparition, quasi-systématique, de récidives. Le principal facteur supposé pouvant expliquer l’apparition de ces récidives est la repousse de cellules très invasives, se propageant à partir de la masse tumorale. L’environnement protecteur empêche l’élimination de ces cellules par le protocole de Stupp. L'unité gliovasculaire (UGV) faite de cellules tumorales, de cellules immunitaires et de cellules cérébrales localisées à proximité des vaisseaux sanguins- est une niche protectrice favorisant la survie, la résistance au traitement et la dissémination des cellules de GBM. Elle a la pleine compétence pour jouer un rôle clé dans la récidive mais son rôle dans ce processus est encore mal connu. Mieux comprendre le comportement des cellules tumorales ainsi que le rôle du microenvironnement au sein de l'unité gliovasculaire et identifier des biomarqueurs spécifiques de la récurrence pourraient transformer considérablement notre vision actuelle de la thérapie des GBM et ainsi améliorer la prise en charge des GBM chez l’Homme.
Bénéfices attendus
Le glioblastome est la tumeur cérébrale agressive la plus fréquente chez l’adulte et l’un des cancers les plus mortels. Malgré des traitements très lourds (chirurgie, chimiothérapie et radiothérapie), la rechute est pratiquement inévitable (90%). Des données de la littérature ainsi que les résultats préliminaires obtenus au laboratoire, suggèrent que l’unité gliovasculaire (cellules tumorales, endothéliales, péricytaires, astrocytaires et immunitaires) pourrait jouer un rôle déterminant dans la survie des cellules tumorales après traitement. Cette étude nous permettra de définir précisément le rôle de l’unité gliovasculaire dans la résistance au traitement et sera déterminante pour l’identification de cibles thérapeutiques. Ce projet s’insère dans une grande étude réalisée en collaborations avec plusieurs équipes de recherche sur le glioblastome (cliniciens et chercheurs). Les résultats obtenus dans notre modèle préclinique murin seront ensuite validés à partir de biopsie de patients traités ou non au protocole de Stupp. L'application directe et immédiate de ces connaissances pourrait ainsi favoriser le développement de nouvelles thérapies ciblées, dont le GBM a urgemment besoin puisqu’ aucune amélioration thérapeutique pertinente n'a été apportée ces 15 dernières années. Malgré les efforts massifs déployés dans le domaine clinique et de la recherche, le traitement du GBM reste l'un des défis les plus difficiles à relever en oncologie clinique. Presque tous les patients atteints de GBM reçoivent le protocole de Stupp, qui est la norme en matière de soins ; par conséquent, beaucoup d'entre eux bénéficieraient de stratégies thérapeutiques visant à accroître son efficacité. Dans ce contexte, il s'agit d'une approche entièrement nouvelle issue d'une idée novatrice. Les résultats de ce projet jetteront les bases des objectifs futurs : déterminer de nouvelles voies et stratégies pour cibler les voies de résistance gliovasculaire post-Stupp et améliorer le traitement en collaboration avec les cliniciens. La compréhension de la résistance des GBM au protocole Stupp et de la biologie de l’unité gliovasculaire pourraient transformer considérablement notre vision actuelle du traitement des GBM dans le but ultime d’améliorer la survie des patients.
Procédures
L’objectif 1er de cette étude est d’établir un modèle pré-clinique de traitement du GBM chez la souris (protocole de Stupp). Pour cela, différents groupes de souris seront constitués. Des cellules tumorales seront injectées dans le cerveau de tous les lots d’animaux (anesthésie de 20min/souris). Groupe 1 : dans cette première procédure visant à mettre au point le retrait chirurgical de la tumeur, des cellules tumorales sont injectées dans le cerveau (durée de l’anesthésie : 30 min). Après le développement de la tumeur les souris sont opérées afin de procéder au retrait de la tumeur (durée de l’anesthésie : 30min). Groupe 2 : Après mise au point du retrait de la tumeur avec le groupe 1, nous implanterons des cellules tumorales dans de nouvelles souris. Après développement de la tumeur, elle sera retirée. 3 jours après la résection de la tumeur, les animaux anesthésiés seront traités par radiothérapie (durée 15 minutes). Un traitement sera également administré directement dans l’abdomen de l’animal vigile (5 minutes). Ces traitements (radiothérapie et chimiothérapie) seront répétés au maximum 3 fois sur 3 jours consécutifs. Groupe 3 : sur certaines souris du groupe 2, une fenêtre d’observation sera posée après la résection (durée d’anesthésie 30 min). Ces animaux seront également traités par chimiothérapie et radiothérapie selon le même protocole décrit plus haut. Les animaux seront suivis par imagerie une fois avant le début du traitement puis en fin de traitement à raison d’une fois par semaine pendant 3 semaines. MODIFICATION Des prélevements de sang seront réalisés à raison de 2 à 3 fois par semaine pendant toute la durée de l’étude (1min/souris). Groupe 4 : un dernier lot d’animaux bénéficiera en plus du protocole Stupp (comme décrit pour le groupe 2 : retrait chirurgical de la tumeur, irradiation, chimiothérapie), une thérapie ciblée par injection ou par voie orale (environ 1 min/souris, 7 administrations max /semaine), qui pourra être administrée pendant le protocole Stupp, quelques jours après, ou quelques semaines après selon la dynamique d’activation des cibles identifiées.
Impact sur les animaux
Lors de l’injection : Les animaux greffés avec les cellules tumorales vont développer une tumeur cérébrale dont la taille sera évaluée fréquemment par dosage sanguin. Lors la résection : L’os du crane étant peu innervé, la craniotomie est à l’origine d’une douleur mesurée. La résection de la tumeur en elle-même ne provoque pas de douleurs puisque le cerveau ne possède pas de terminaisons nerveuses. Cependant, la craniotomie peut engendrer un changement de pression intracrânienne et la résection en elle-même peut être à l’origine de petites hémorragies. Suite à cette intervention, une réduction des mouvements et de la mobilité de l’animal, une perte de coordination peuvent subvenir dans les heures qui suivent la chirurgie. Dans les jours suivant, une perte de poids peut également être observé. Le traitement aux rayonnement ionisants n’entraine pas d’inconfort en lui-même et est réalisé sur des animaux anesthésiés Les nuisances attendues suite à l’injection de la chimiothérapie seront celles liées à l’injection (douleur légère de courte durée). D’après notre expérience aucune douleur n’est attendue suite à l’administration de ce traitement. MODIFICATION Lors de l’injection des thérapies ciblées : Les nuisances attendues suite à l’administration des traitements seront celles liées à l’injection (stress et douleur légers, de courte durée). D’après la littérature disponible, aucun effet secondaire n’est décrit pour les drogues envisagées. De fait, aucune douleur n’est attendue suite à l’administration de ces traitements. Les prélèvements sanguins réalisés au niveau de la queue de l’animal provoqueront une douleur légère et un stress de courte durée chez la souris.
Devenir
Les animaux sont mis à mort pour des analyses post-mortem
Remplacement
Des résultats préliminaires du laboratoire couplés à des données de la littérature nous mènent à penser que les modifications de comportement des cellules tumorales après traitement (protocole de Stupp) sont intimement dépendantes de leur environnement. Or, le microenvironnement tumoral est un système complexe aux paramètres extrêmement nombreux et dont la plupart sont inconnus : il est aujourd’hui impossible de recréer totalement cet environnement ex vivo. C’est pour cela que nous devons avoir recours à des études sur l’animal dans lequel tous les paramètres sont réunis. Notre hypothèse est qu’après le traitement les cellules tumorales résiduelles localisées au sein de l’unité gliovasculaire protectrices sont à l’origine de la récidive. Nous avons développé des méthodes alternatives pour éviter au maximum d’avoir recours aux animaux. Ainsi, nous avons au préalable observé in vitro que des cellules de GBM acquéraient un phénotype de résistance lorsqu’elles étaient au contact de vaisseaux sanguins. Cependant, ce modèle ne représente qu’une version simplifiée du microenvironnement tumoral. En effet, le microenvironnement tumoral est un système complexe aux paramètres extrêmement nombreux et dont la plupart sont inconnus il nous est donc impossible de recréer totalement cet environnement ex vivo.
Réduction
Afin de réduire le nombre d’animaux, nous avons fait un travail de recherche bibliographique rigoureux. De plus, notre expérience passée nous permet de limiter le nombre d’animaux. En effet : 1-Nous avons identifié le nombre de cellules à injecter pour obtenir une tumeur qui sera résécable environ un mois après l’injection. Nous ne testerons donc pas différentes concentrations de cellule. 2-Nous maitrisons la résection de la tumeur 3-Pour le traitement radio et chimiothérapeutique, nous avons mené de nombreuses expériences in vitro qui nous permettent de cibler les doses et le timing de traitement ce qui réduit considérablement le nombre d’animaux utilisés. 4-Le suivi régulier de la progression tumorale grâce à la mesure d’un marqueur sanguin nous permet de savoir quand effectuer la résection mais également de monitorer la récurrence de la tumeur ce qui réduira également le nombre d’animaux utilisés. 5-Les analyses requièrent une faible quantité de matériel et permet donc de réduire le nombre d’animaux utilisés. 6-Nos analyses bioinformatiques poussées nous aideront dans le choix des cibles thérapeutiques, ce qui nous permet de diminuer le nombre de cibles à tester et de privilégier les plus pertinentes.
Raffinement
En accord avec les recommandations internationales, en particulier dans le domaine de la cancérologie, les animaux sont suivis individuellement et ce plusieurs fois par semaine (2 à 3 fois) afin d’assurer leur bien-être. Celui-ci sera évalué selon une grille de score. Si nécessaire, les expérimentations seront stoppées avant toute souffrance. Les manipulations lourdes sont faites sous anesthésie et les animaux recevront systématiquement les traitements antibiotiques et analgésiques adaptés pendant et après les opérations. Dès l’apparition d’une tumeur de taille importante (évaluée par un marqueur sanguin) les animaux sont suivis quotidiennement afin d'évaluer leur bien-être selon la grille de score jointe. En cas de signes de détresse les soins adaptés seront apportés (analgésie, hydratation …). Si aucun soulagement n’est possible ils seront mis à mort.
Choix des espèces
Nos expérimentations seront menées chez la souris, modèle de choix pour les expériences en cancérogenèse. Leur petite taille, et la méthodologie expérimentale bien établie en font une espèce animale pertinente pour les expériences de laboratoire. Nous étudierons des lignées cellulaires humaines et murines. Deux souches de souris seront utilisées dont des souris immunodéficientes pouvant recevoir des injections de cellules humaines sans développer de réactions immunitaires contre celles-ci. A l’inverse, l’autre lignée de souris est immunocompétente et permet donc de réaliser notre étude dans un contexte de réponse immunitaire complète. Adulte de 7-8 semaines, un âge qui permet une bonne prise tumorale mais également avec un potentiel de croissance limité afin d’éviter que les dispositifs chirurgicaux (fenêtres crâniennes) ne gênent leur croissance ; les animaux à cet âge supportent mieux l’anesthésie et la chirurgie.
Essai réglementaire de toxicité par implantation sous-cutanée et/ou intramusculaire avec ou sans injection (couplé ou non à une évaluation de la tolérance locale)
- Formation professionnelle
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Lapins : 3760
Pour constituer les dossiers réglementaires de produits de santé implantables, 11 230 rats et 3 760 lapins, soit 14 990 individus, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. La chirurgie ouvre un ou plusieurs sites sous la peau du dos, quinze à vingt minutes, ou dans le muscle du dos ou de la cuisse, trente à quarante minutes, avec parfois des injections et des tatouages dans la même séance, puis le retrait des fils ou des agrafes après environ quatorze jours de cicatrisation. Les implants restent en place de quatorze jours à deux ans, et la mise à mort finale prend dix à quinze minutes chez le rat, trente à quarante minutes chez le lapin, la perte de conscience survenant en dix à vingt minutes chez ce dernier. Le porteur indique que le lapin est "généralement privilégié" par rapport au rat quand la taille du dispositif à implanter est plus grande, l'espace sous-cutané ou intramusculaire y étant plus important.
Objectifs
Le projet vise à respecter les exigences des autorités réglementaires et des normes en vigueur avant l’utilisation d’un produit de santé chez l’Homme. Il évalue la toxicité (i.e. les éventuels effets indésirables sur le corps) du produit de santé ou de ses composants après implantation sous la peau et/ou dans le muscle, avec ou sans injection dans la peau, dans le sang, dans le ventre, dans le derme et/ou dans le muscle (sur une durée de 14 jours à deux ans, afin de reproduire au mieux la façon dont le produit sera utilisé chez les patients). L'objectif est de vérifier que le produit de santé ne présente pas de risque indésirable pour l'organisme, notamment si certains de ses composants ou particules peuvent se retrouver dans le sang. Les risques éventuels liés à l’utilisation de ce produit doivent être acceptables et garantir une haute protection de la santé et de la sécurité des patients et des utilisateurs.
Bénéfices attendus
Ce projet permet de s’assurer, avant sa mise sur le marché, que le produit de santé est sûr pour les patients afin de répondre aux exigences des autorités réglementaires. Il permet ainsi d’évaluer les risques éventuels liés à l’utilisation de ce produit et de s'assurer que ces risques sont acceptables par rapport aux bienfaits/bénéfices apportés aux patients. Les résultats des études aideront à décider si le produit peut être mis ou maintenu sur le marché, conformément aux règles en vigueur.
Procédures
Lors de la chirurgie réalisée sous analgésie/anesthésie, un ou des site(s) sous la peau au niveau du dos (environ 15 à 20 minutes) et/ou dans le muscle au niveau du dos ou de la cuisse (environ 30 à 40 minutes) seront réalisés. Il est possible d'ajouter à cela des injections dans la peau, dans le sang, dans l’abdomen (rat uniquement) ou dans le muscle, ainsi que le tatouage de ces sites pendant la même procédure sous anesthésie/analgésie (10 minutes additionnelles). Pour une administration dans le sang, afin de faciliter la visualisation du vaisseau, si nécessaire, les animaux pourront être placés sous lampe infrarouge maximum 20 minutes (chez le rat), maximum 5 minutes (chez le lapin). Après cicatrisation (environ 14 jours), retrait des fils ou des agrafes utilisés pour fermer les plaies (maximum 5 minutes par animal). La réalisation de prélèvements sanguins pendant l’étude (si besoin et selon une fréquence et un volume n'affectant pas l'animal), représente une durée maximale de 5 minutes par prélèvement (incluant l’analgésie et l’anesthésie lorsque nécessaire). Pour le prélèvement de sang réalisés par l’artère centrale ou la veine marginale de l’oreille chez le lapin, afin de faciliter la visualisation du vaisseau, si nécessaire, les animaux pourront être placés sous lampe infrarouge maximum 5 minutes. En fin d’étude, les animaux sont de nouveau traités contre la douleur et anesthésiés. Des prélèvements sanguins et parfois urinaires ont lieu. L’animal est mis à mort ainsi en 10 à 15 minutes (après perte de conscience en 5 à 10 minutes) chez le rat, 30 à 40 minutes (avec perte de conscience en 10 à 20 minutes) chez le lapin, pour prélèvement des organes.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables pouvant être observés sont principalement dus à l’implantation sous la peau et/ou dans le muscle, ou à l’injection dans la peau, dans le sang, dans l’abdomen (rat uniquement) ou dans le muscle, qui peut engendrer un stress et/ou une douleur localisée au lieu d'implantation/d'injection (par l’acte en lui-même ou la réaction pouvant apparaitre dans la zone). Des effets liés au produit en cas d'effets indésirable peuvent aussi être constatés, avec des signes de douleur ou de mal-être.
Devenir
Pour les besoins de l'étude, une autopsie est nécessaire afin d’observer les organes. Ceci permet d'évaluer les effets potentiels de toxicité du produit de santé à tester. Ces analyses réalisées sur le sang et sur les organes prélevés expliquent l'impossibilité en fin d'étude de maintenir en vie les animaux utilisés.
Remplacement
L’utilisation d’animaux est requise dans la réglementation. Les méthodes alternatives existantes ne permettent pas d’évaluer les effets toxiques à court, moyen ou long terme des produits de santé sur les différents organes, en raison de la complexité des mécanismes de régulation d’un organisme vivant. Il n'existe pas de test in vitro validé ni de modèle simulé par ordinateur capable de reproduire la complexité d'une réaction locale des tissus et/ou des effets à distance sur l’organisme. L’utilisation d’animaux est alors obligatoire pour y parvenir.
Réduction
Le nombre d’animaux est limité au strict nécessaire, conformément aux attendus réglementaires en vigueur. Lorsque cela est possible, les groupes témoins sont mutualisés et le maximum de données sont recueillies sur tous les animaux. Des études préliminaires, réalisées sur un nombre restreint d’animaux, peuvent être menées pour orienter la suite du projet de développement du produit avant la réalisation d’étude réglementaire sur un nombre plus important d’animaux.
Raffinement
Elle repose sur l’utilisation d’analgésiques et d’anesthésiques lorsque cela est nécessaire, ainsi qu’un suivi sanitaire et clinique renforcé durant les phases post-opératoires. En cas d’anomalie clinique le nécessitant, un examen par l’équipe vétérinaire est réalisé afin d’assurer une prise en charge adaptée de l’animal. Le suivi des animaux permet la mise en place de mesures très rapidement après détection d’un point limite précoce.
Choix des espèces
Les espèces animales choisies (rat et lapin) sont définies dans les textes de référence. De plus, elles sont largement utilisées, rendant disponibles de nombreuses données dans la littérature et permettant ainsi une interprétation robuste des effets observés. Le modèle lapin est généralement privilégié par rapport au modèle rat lorsque la taille du dispositif à implanter est plus grande car l’espace sous-cutané ou intramusculaire est plus important. Au démarrage de l’étude, les rats sont généralement utilisés au stade jeune adulte (rats âgés d’environ 6 à 8 semaines) et les lapins devront peser au minimum 2.5 kg, l’organisme étant ainsi entièrement développé sur le plan physiologique et métabolique. Ce stade permet une évaluation fiable et reproductible des effets systémiques, sans interférence liée à la croissance ou au vieillissement, et limite la variabilité biologique. Lorsque la procédure le nécessite ou dans le cas des propriétés intrinsèques du produit à tester (ex : quantité et/ou taille du matériel à tester importante), des animaux d’un poids plus important (donc plus âgés) peuvent être utilisés. Le choix du stade de développement est décrit dans le(s) texte(s) de référence qui recommande(nt) généralement l'utilisation d'animaux adultes. Au démarrage de l’étude, les rats sont généralement utilisés au stade jeune adulte (rats âgés d’environ 6 à 8 semaines) et les lapins devront peser au minimum 2.5 kg, l’organisme étant ainsi entièrement développé sur le plan physiologique et métabolique. Ce stade est recommandé pour les études de toxicité systémique selon la norme ISO 10993-11, car il permet une évaluation fiable et reproductible des effets systémiques, sans interférence liée à la croissance ou au vieillissement, et limite la variabilité biologique. Lorsque la procédure le nécessite ou dans le cas des propriétés intrinsèques du produit à tester (ex : quantité et/ou taille du matériel à tester importante), des animaux d’un poids plus important (donc plus âgés) peuvent être utilisés.