Rongeurs

Avant une étude de toxicité, il s'agit de vérifier que des hamsters dorés, des lapins et des furets réagissent à des candidats vaccins contre la grippe et d'autres infections respiratoires. 300 animaux non-humains, 150 hamsters dorés, 75 lapins et 75 furets, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués sous anesthésie générale à la fin des études. Chacun reçoit une à quatre injections intramusculaires de vaccin, espacées d'une semaine à un mois, et des prises de sang en cours d'étude, puis la mise à mort permet de prélever la rate, des nœuds lymphatiques et "une grande quantité de sang". Le porteur précise que ces études d'immunogénicité sont "exigées par les autorités". Il affirme que les trois espèces retenues sont "les plus appropriées" pour réagir correctement aux vaccins, sans dire ce qui justifie chacune.

Objectifs

Selon l’Organisation Mondiale de la Santé, la grippe représente une menace sérieuse pour la santé publique, surtout dans les pays à faible revenu. Les infections respiratoires aiguës, dont l'influenza, sont parmi les principales causes de mortalité, particulièrement chez les enfants de moins de 5 ans et les personnes âgées ou ayant des maladies chroniques. La vaccination est essentielle pour protéger les populations vulnérables contre ces maladies. Plusieurs vaccins saisonniers sont disponibles, mais leur efficacité peut varier d'une année à l'autre en raison des mutations virales. Chaque année, les virus de la grippe subissent des changements, ce qui nécessite souvent l'ajustement des formulations vaccinales. L'objectif de la recherche est de développer des vaccins plus stables qui pourraient offrir une protection durable, réduisant ainsi la nécessité de modifier fréquemment les vaccins. La recherche se concentre également sur le développement de vaccins contre d'autres agents pathogènes respiratoires. Ce processus nécessite la sélection d'antigènes capables de déclencher une réponse immunitaire efficace, souvent renforcée par des adjuvants. Après des phases préliminaires in silico (par ordinateur) et in vitro (tests sur des cellulaires), il est important de tester les candidats vaccins sur des modèles animaux, car la complexité du système immunitaire ne peut être entièrement reproduite en laboratoire. Notre projet a donc pour objectif d'utiliser des animaux pour évaluer l'immunogénicité de candidats vaccins contre l'influenza, afin d'améliorer la protection des populations à risque.

Bénéfices attendus

Le projet vise à évaluer l'immunogénicité et la tolérance de candidats vaccins, ainsi il permet de sélectionner des molécules qui seront ensuite étudieées plus en détail en vue de leur mise sur le marché. En développant des vaccins plus stables et durables, nous espérons réduire la morbidité et la mortalité liées aux infections respiratoires. De plus, les résultats contribueront à la recherche sur d'autres maladies respiratoires, enrichissant notre compréhension des réponses immunitaires et renforçant l'importance de la vaccination dans la prévention des maladies infectieuses. D’autre part, il est encore possible d’améliorer le confort, la tolérance et l’efficacité des vaccins déjà existants.

Procédures

Les animaux seront soumis à un ensemble d'administration et de prélèvements :(1) Administration du vaccin par voie intramusculaire (2) Prélèvements sanguins en cours et fin d'étude sous anesthésie (3) Prélèvements d'organes après l'euthanasie en fin d'étude. Le nombre d’immunisation (administration du vaccin) et les volumes d’administration respecteront les recommandations éthiques : ils dépendront de l’espèce animale, de la voie d’administration et du poids de l’animal. Cependant, il sera compris entre 1 à 4 immunisations selon le plan d’administration avec 1 semaine à 1 mois entre deux immunisations. Le volume et la fréquence des prélèvements sanguins respecteront les recommandations éthiques : ils dépendront de l’espèce animale et du poids de l’animal. La durée pour les administrations et les prélèvements seront de quelques secondes. En fonction de l'espèce et de la voie de prélèvement, les animaux seront préalablement anesthésiés (anesthésie gazeuse réversible en quelques minutes ou anesthésie chimiques d'environ 20min).

Impact sur les animaux

La principale nuisance attendue chez les animaux est liée aux injections de vaccin ainsi qu’aux prélèvements sanguins, ce qui est susceptible d’apporter un inconfort et/ou de générer du stress chez l’animal. Le nombre d’immunisations et les volumes administrés respecteront les recommandations éthiques : ils dépendront de l’espèce animale, de la voie d’administration et du poids de l’animal. Les prélèvements sanguins et les volumes de prélèvement respecteront également les recommandations éthiques : ils varieront en fonction de l’espèce animale et de son poids. Un temps de repos nécessaire sera observé entre deux prélèvements, en fonction du volume prélevé. De plus, comme tout produit de santé, un vaccin peut entraîner des effets indésirables. Ces derniers surviennent généralement dans les deux semaines suivant la vaccination, ou plus rarement deux mois après. Dans l’immense majorité des cas, ces effets sont légers à modérés. Il s’agit principalement de réactions inflammatoires naturelles dues à la mobilisation du système immunitaire après l’injection du vaccin. Cette inflammation peut provoquer des symptômes tels que fièvre, douleur et rougeur au site d’injection. Plus rarement, des réactions allergiques à l’un des composants du vaccin peuvent survenir.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés sous anesthésie générale. Pour les besoins des études, certains organes sont prélevés après l'euthanasié (exemple : rate, noeuds lymphatiques), ainsi qu’une grande quantité de sang.

Remplacement

Les premières phases de sélection des antigènes se déroulent in vitro. Cependant, étant donné que le vaccin à développer a une visée clinique, il est essentiel d’obtenir des données dans des conditions réelles d’utilisation. L’utilisation d’un organisme complet et vivant devient donc indispensable, notamment pour le suivi post-immunisation. Par ailleurs, le fonctionnement du système immunitaire est très complexe et implique des mécanismes qu’il est impossible de reproduire autrement. De plus, des études d’immunogénicité sont exigées par les autorités dans le cadre du développement des vaccins.

Réduction

Le nombre d’animaux doit permettre d’identifier une différence significative entre les produits testés, sur la base de la comparaison quantitative et qualitative des immunisations obtenues (taux d’anticorps, affinité, spécificité, etc.). Les premières études sont réalisées avec des nombres reduits d'animaux, par exemple 3 lapins par groupe. En fonction des résultats obtenus, ce nombre peut être affiné s’il est possible de mettre en évidence des différences significatives avec moins d’animaux. Les effectifs et les tests statistiques seront définis en fonction du nombre de série d’observation, la dépendance ou indépendance de ces séries d’observation, la nature des variables (quantitative ou qualitative), et la nature du test (test paramétrique ou non paramétrique).

Raffinement

Après réception, les animaux auront une période d’acclimatation d’une durée propre à chaque espèce animale. Les animaux feront l'objet d'un conditionnement positif, basé sur des intéractions amicales avec les personnels en charge des soins, ceci afin de permettre des manipulations sans stress et avec un minimum de contraintes. Les animaux seront hébergés en groupe sociaux et recevront un enrichissement du milieu adapté à leur espèce, régulièrement renouvelé (rotation des jouets par exemple). Des évaluations cliniques sont mises en place (observation quotidienne de l’état général, du comportement, etc.). Les actes douloureux ou provoquant un stress élevé, seront réalisés sous anesthésie, avec analgésie adaptée. Tout au long des études les animaux sont manipulés/observés par un personnel formé et habilité à travailler chez les espèces en question. Les voies et volumes de prélèvement et d’administration suivront les recommandations des publications. De plus, des points limites suffisamment prédictifs sont mis en place pour suivre l'état de l'animal.

Choix des espèces

Le but de cette manipulation, qui précède une étude de toxicité, est de s'assurer que l’espèce est adaptée aux vaccins que nous allons tester. Il est important de choisir un modèle qui réagit correctement au vaccin, et pour cela, trois espèces sont les plus appropriées. Les animaux seront de jeunes adultes (car croissance terminée, paramètres physiologiques stables, réponse immunologique optimale) mais pourront également être des animaux jeunes, dont le système immunitaire ne serait pas mature.

Dix à douze prélèvements de sang hebdomadaires et jusqu'à huit séances d'imagerie sous anesthésie par animal : 1 856 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées entre la douzième et la quatorzième semaine suivant l'injection de cellules cancéreuses. Une partie reçoit ces cellules par voie intraveineuse, une autre sous la peau, pour reproduire les deux formes de la mastocytose. Le porteur signale que l'expansion des cellules dans la peau provoque des démangeaisons et que leur installation dans les membres inférieurs et le bassin gêne progressivement les déplacements, des mouvements d'étirement des pattes signalant selon lui une greffe qui prend. Il précise aussi que les souris d'élevage non utilisées sont tuées, en particulier les mâles, dont le taux de greffe est inférieur à celui des femelles.

Objectifs

Le projet vise à démontrer, chez l’animal, comment deux gènes mutés dans la même cellule contribuent au développement de la mastocytose, une maladie qui affecte plusieurs organes ou uniquement la peau. Nous pourrons ainsi valider les observations réalisées in vitro sur l'implication de nouveaux gènes dans la maladie et qui soulignent la nécessité de développer des traitements personnalisés ciblant les effets de ces gènes sur les patients. Avant de tester de nouveaux médicaments, il est crucial de comprendre comment ces gènes influencent la maladie.

Bénéfices attendus

Les résultats de ce projet confirmeront la nécessité de développer des thérapies personnalisées ciblant les dérégulations qui ont lieu chez les patients. La réalisation de ce projet est indispensable avant de prévoir l’étude pré-clinique qui consistera à tester l’efficacité de nouvelles drogues. Cette stratégie a démontré son efficacité dans notre précédente étude.

Procédures

Une seule injection de cellules cancéreuses sera réalisée chez les souris, soit par voie intraveineuse (dans la veine) soit par voie sous-cutanée (sous la peau). L’injection, effectuée sous anesthésie générale dans les deux cas, dure seulement quelques secondes. Un petit échantillon de sang sera prélevé chaque semaine sur les souris ayant reçu une injection intraveineuse, avec un total de 10 à 12 prélèvements ; chaque prélèvement dure moins de 5 secondes. Ces animaux seront également examinés par imagerie 3 à 5 fois au total. Les deux méthodes d’analyse sont complémentaires pour le suivi précis de la cinétique de multiplication des cellules. Pour les souris ayant reçu une injection sous-cutanée, un seul prélèvement de sang sera réalisé à la 10ème semaine, pour vérification, car les cellules ne devraient pas migrer dans le sang. Le suivi de la greffe cutanée est fait par imagerie (8 au total). L’imagerie est réalisée sous anesthésie générale et dure maximum dix minutes.

Impact sur les animaux

L’anesthésie générale provoque une baisse de la température corporelle, un assèchement des yeux et un stress dû à la manipulation. L’injection des cellules pourrait provoquer une douleur légère et de courte durée après le réveil. L’imagerie peut entrainer du stress et une gêne de courte durée liée à l’anesthésie. Les prélèvements de sang, bien que brefs et sous anesthésie, peuvent provoquer du stress et une douleur légère durant les minutes qui suivent le réveil. L’expansion des cellules au niveau cutané peut provoquer des démangeaisons. L'expansion des cellules préférentiellement au niveau des membres inférieurs et du bassin, peuvent entrainer une difficulté progressive de se mouvoir. Des mouvements d’étirements des pattes indiquent une greffe réussie qui évolue, à surveiller de près.

Devenir

Les animaux utilisés sont mis à mort entre la 12ᵉ et la 14ᵉ semaine suivant l’injection des cellules, ce délai correspondant au stade où la greffe est suffisamment développée pour permettre l'analyse des souris. Les animaux d’élevage non utilisés sont mis à mort, notamment les mâles en raison d'un taux de greffe inférieur à celui des femelles.

Remplacement

Au cours des trois dernières années, nos recherches en laboratoire ont cherché à comprendre comment certains gènes interagissent dans la mastocytose, un type de cancer qui peut se manifester soit dans plusieurs organes, soit uniquement sur la peau. Cependant, ces études en laboratoire ont leurs limites, car elles ne reproduisent pas entièrement les conditions réelles, où l'environnement autour des cellules joue un rôle crucial dans le développement du cancer, sa propagation et la résistance aux traitements. Les souris sont essentielles pour recréer, même partiellement, les conditions pathologiques chez les humains et pour explorer comment les gènes interagissent afin de tester de futurs traitements. Par exemple, pour mieux étudier la forme cutanée de la maladie, nous utilisons des souris sans poils. Ce modèle nous aide à suivre de près comment les cellules cancéreuses envahissent la peau, de manière similaire à ce qui se passe chez les patients.

Réduction

Nous avons choisi deux types de souris pour notre étude en raison de leur pertinence pour notre travail et de leur utilisation fréquente en recherche. Le premier type nous aide à étudier le cancer quand il touche différents tissus dans le corps, tandis que le second est utilisé pour observer la forme du cancer qui se manifeste uniquement dans la peau. Grâce à notre expérience et aux informations recueillies de précédentes études, nous savons combien de cellules injecter, comment les tumeurs se développent avec le temps, à quelle fréquence nous devons prélever du sang, quand et comment réaliser l’imagerie et quand il est nécessaire de mettre fin à l’étude.

Raffinement

Dans le cadre de notre projet, nous mettrons en place des méthodes de raffinement qui visent à garantir que les modèles animaux sont traités de manière éthique et que leur bien-être est pris en compte. 1.Anesthésie pendant les procédures douloureuses d’injection ou de prélèvement de sang pour réduire la douleur et l'inconfort des animaux. 2.Monitoring de la santé : La surveillance régulière de la santé des animaux permet de détecter rapidement toute anomalie ou signe de détresse, ce qui permet une intervention précoce. 3. Enrichissement de l'environnement avec des éléments tels que des abris, des jouets, ou des matériaux à mâcher pour stimuler les comportements naturels et améliorer le bien-être des souris. 4.Protocoles de manipulation douce : Les procédures de manipulation des animaux doivent être effectuées avec précaution pour minimiser le stress, l'anxiété et la douleur. 5.Les étudiants travaillant avec les animaux sont formés pour mettre en œuvre les actes diminuant le stress. 6.Réduction du nombre d'animaux en utilisant le nombre minimal pour atteindre les objectifs du projet. 7.Respect les cycles circadiens et éviter les manipulations tardives.

Choix des espèces

Le modèle souris s'avère particulièrement approprié pour notre étude sur la mastocytose, car il répond à notre besoin de comparaison avec la pathologie observée chez les patients et repose sur des recherches préexistantes, éliminant ainsi la nécessité de mises au point supplémentaires. Les souris seront greffées entre 5 et 8 semaines d'âge. Les expériences antérieures montrent que ce stade est optimal pour une bonne prise de greffe dans les deux souches, bien qu'il soit possible de les greffer jusqu'à 12 semaines d'âge.

180 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour analyse des tissus, chacune passant deux séances d'imagerie par semaine pendant six semaines, soit jusqu'à douze anesthésies, avec pose d'un cathéter dans la veine de la queue. Deux injections de collagène à trois semaines d'intervalle déclenchent chez elles une polyarthrite, puis viennent deux injections de traitement par semaine pendant trois semaines et une contention quotidienne de cinq à dix minutes. Le porteur indique que le gonflement des articulations peut gêner le déplacement et la préhension jusqu'à faire perdre du poids, et que l'irritation au point d'injection peut conduire l'animal à se gratter jusqu'à la plaie. Il attend de ces expériences l'identification d'une cible thérapeutique et le repositionnement d'un anticancéreux déjà commercialisé, bénéfices renvoyés à des étapes ultérieures quand les gonflements et les plaies, eux, sont prévus au protocole.

Objectifs

La polyarthrite rhumatoïde (PR) est une maladie inflammatoire chronique, caractérisée par une atteinte articulaire, souvent bilatérale et symétrique, évoluant par poussées vers la déformation et la destruction des articulations atteintes. Il s’agit du plus fréquent rhumatisme inflammatoire chronique, touchant entre 0,5 et 1% de la population mondiale, et touchant 4 fois plus les femmes que les hommes. Les premiers symptômes se traduisent par des douleurs articulaires, des rougeurs et des gonflements des articulations, en particulier des mains et des pieds. A l’heure actuelle, il n’existe pas de traitement de la PR, seulement des moyens de soulager la douleur ou réduire l’intensité des symptômes. Il est donc nécessaire de développer des médicaments à la fois efficaces contre la progression de la maladie mais aussi ses symptômes, ainsi que de développer des moyens diagnostics précoces. Différentes études suggèrent que la modulation d’EZH2, une histone méthyltransférase, pourrait être une cible thérapeutique intéressante pour le traitement de la PR. En effet, des études in vitro et in vivo ont démontré que l’inhibition d’EZH2 permet de réduire l’inflammation dans de nombreux contextes physiopathologiques. Plus particulièrement, le laboratoire a démontré que dans des modèles murins d’arthrose, une autre pathologie articulaire inflammatoire, l’inhibition d’EZH2 par un médicament, l’EPZ-6438, permet de réduire la progression de la maladie (destruction de l’articulation), et la douleur associée. Dans la mesure où, comme dans l’arthrose, l’expression d’EZH2 est augmentée dans l’articulation des patients arthritiques, il a été proposé que l’inhibition d’EZH2 pourrait réduire la progression de la PR. Dans ce contexte, le but de cette étude est d’évaluer l’effet de l’inhibition d’EZH2 dans un modèle expérimental de PR afin de mieux comprendre les mécanismes de la maladie et d’envisager de nouvelles pistes de traitements. L'étude du rôle d'EZH2 sera effectuée in vivo grâce à l'imagerie à particules magnétiques (MPI). L'objectif est de tester un nouvel agent de contraste qui a montré une sensibilité de détection en MPI supérieure à celle en imagerie par résonnance magnétique (IRM).

Bénéfices attendus

Plusieurs laboratoires dont le nôtre ont démontré que l’inhibition d’EZH2 par l’EPZ-6438 ralentit la progression de l’arthrose en réduisant la dégradation du cartilage et l’inflammation articulaire, et améliore les fonctions motrices des souris ainsi que la douleur, ce qui suggère qu’EZH2 serait une cible thérapeutique intéressante dans le traitement de cette pathologie articulaire. Pour cette étude, nous nous attendons à des effets comparables voire plus prononcés dans la mesure où l’arthrite est une maladie articulaire à forte composante inflammatoire. Les bénéfices attendus sont donc l’identification d’une nouvelle cible thérapeutique pour le traitement de la PR, capable d’induire une réduction des signes cliniques (réduction du gonflement et de l’inflammation sur les pattes des animaux). L’EPZ-6438 étant un traitement déjà utilisé en médecine humaine pour le traitement de certains cancers, une stratégie de repositionnement du médicament dans cette nouvelle indication pourrait être envisagée. Par ailleurs, la mise au point du protocole d’imagerie de l’inflammation par imagerie à particules magnétiques (MPI) devrait permettre d'imager de manière ultrasensible, spécifique et précoce l'inflammation articulaire. Cette nouvelle méthode de diagnostic pourrait être extrêmement utile pour le suivi des troubles articulaires inflammatoires.

Procédures

Les animaux recevront deux injections à 21 jours d’intervalle pour induire l'arthrite ainsi que deux injections par semaine pendant 3 semaines pour le traitement. Une contention régulière afin d’observer les animaux et les signes cliniques de la maladie seront nécessaires quotidiennement (5-10 min par jour et par animal). Des examens d'imagerie auront lieu deux fois par semaine pendant 6 semaines (moins d'une heure par jour, sous anesthésie). Pour l’imagerie, la pose d’un cathéter dans la veine de la queue est nécessaire (intervention sous anesthésie, 15min environ).

Impact sur les animaux

L’induction de l’arthrite se traduit généralement par le gonflement des articulations des pattes ainsi que par l’apparition de rougeurs. Ces gonflements, s’ils atteignent un stade élevé, peuvent induire des difficultés à se déplacer et à la préhension et donc des difficultés à se nourrir et à une réduction de la mobilité. Une perte de poids significative peut donc être attendue. L'injection de collagène à la base de la queue peut générer une irritation conduisant la souris à se gratter au point d'injection et à former des plaies. Aucun effet secondaire ou mortalité n’ont été mis en évidence sur les souris après administration répétées du médicament, l'EPZ-6438, par gavage ou par injection dans la littérature. Les examens d’imagerie se dérouleront sous anesthésie générale des animaux mais la pose du cathéter veineux dans la queue pour l'administration de l'agent de contraste peut provoquer un hématome.

Devenir

Les animaux sont mis à mort à l’issue de la procédure afin de procéder à des analyses des tissus.

Remplacement

Au sein de notre projet scientifique, nous étudierons l’impact d’un traitement contre la polyarthrite rhumatoïde, une maladie inflammatoire chronique qui touchent plusieurs articulations. La physiopathologie est complexe avec l’implication de nombreuses cellules immunitaires (lymphocytes, macrophages, etc) et articulaires (chondrocytes, synoviocytes), ne permettant pas de récapituler l’ensemble des processus in vitro. Ainsi, l’impact du traitement par un inhibiteur d'EZH2, l’EPZ-6438 sur l’évolution de la maladie (notamment gonflement des pattes et rougeurs) ne peut pas être évalué sur un modèle ex vivo ou in vitro. Des tests in vitro ont été réalisés sur l'agent de contraste utilisé en imagerie à particules magnétiques et ont permis de montrer que les propriétés magnétiques des microparticules conféraient un signal spécifique en imagerie à particules magnétiques (MPI). Toutefois, les expériences in vivo ne peuvent pas être totalement remplacées par des études in vitro et il est nécessaire d'estimer l'affinité de l'agent de contraste pour les molécules d'adhésion présentes au niveau des vaisseaux sanguins exprimées en conditions inflammatoires. D'après des études pilotes, on sait que l'agent de contraste cible efficacement l'inflammation dans d'autres pathologies et l'on souhaite savoir si ce ciblage sera détectable en imagerie MPI pour révéler l'inflammation articulaire dans la polyarthrite rhumatoide. Ainsi, les procédures expérimentales décrites dans ce projet ont un caractère de stricte nécessité et ne peuvent pas être remplacées par d'autres méthodes expérimentales n'impliquant pas l'utilisation d'animaux vivants et susceptibles d'apporter le même niveau d'information.

Réduction

Dans des études précédentes, il a été montré que 10 animaux par groupe étaient suffisants pour obtenir une différence significative du signal en imagerie par résonance magnétique. Cependant, les données cliniques de l’arthrite indiquent que le sexe a une influence significative sur le développement de la pathologie et notamment la mise en place de la réponse du système immunitaire, nous souhaitons donc étudier l'effet du sexe. Nous prévoyons donc des groupes composés de males et de femelles. Deux modèles d'arthrite seront étudiés : un modèle de poussée et un modèle précoce de la maladie. L'incidence de l'arthrite dans le modèle de poussée est compris entre 80 et 100% tandis que l'incidence de l'arthrite dans le modèle précoce est compris entre 30 et 60%. Ainsi, un total de 60 animaux pour le modèle de poussée est nécessaire, mais 120 animaux seront nécessaires pour le modèle précoce de la maladie. Un total de 180 animaux sont donc nécessaire pour cette étude.

Raffinement

Les animaux seront contrôlés quotidiennement pour évaluer et réduire au maximum tout risque de douleur. Des points limites ont été definis pour chaque procédure. Les gestes susceptibles d’entraîner une douleur ou un stress seront réalisés sous anesthésie et l'administration d'un analgésique est prévu pour limiter la douleur. Les conditions de vie seront améliorées au maximum (5 souris maximum par cage, ajout de matériel de nidication et igloo en carton).

Choix des espèces

Deux souches de souris seront utilisées dans ce projet. L'injection de collagène de type II chez la souris DBA/1J entraine le développement d’arthrites sévères par réaction auto-immune, ce qui représente un bon modèle des phases de poussée de la maladie. La deuxième souche de souris mime les phases précoces de la maladie chez l’homme, avec l’apparition d’une arthrite moins sévère. Les souris utilisées sont âgées de 7 semaines, elles sont alors adultes et ont fini leur croissance.

Rasées et greffées sous la peau du flanc avec des cellules de mélanome, 392 souris reçoivent au quatrième puis au dixième jour des anticorps qui lèvent le frein immunitaire, avant de subir au douzième jour l'ablation chirurgicale de la greffe et de la peau au-dessus. Une dépigmentation apparaît vers le trente-cinquième jour, et le suivi se poursuit par une anesthésie gazeuse hebdomadaire pendant seize semaines pour peser, mesurer et photographier, avec quatre prises de sang. 400 souris au total sont utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, et toutes sont tuées entre un et neuf mois pour les prélèvements. Le porteur décrit un arbre décisionnel dont les points limites comprennent la prostration, la taille maximale de la greffe, la nécrose et le saignement.

Objectifs

Les cytokines sont des petites protéines ayant un rôle essentiel dans la régulation du système immunitaire, lors des infections ou lors de maladies auto-immunes. L'équipe est reconnue pour avoir étudié le rôle d'une cytokine produite par les cellules de l'épiderme dans différentes maladies inflammatoires de la peau. Le vitiligo est une maladie auto-immune, caractérisée par l’apparition de taches blanches sur la peau. La prévalence de cette maladie est estimée à 1 % de la population mondiale et il n'existe actuellement aucun traitement pour la guérir. En effet, le vitiligo est une maladie complexe faisant intervenir de nombreux facteurs combinés : prédisposition génétique, stress, frottements. Avec une diminution de cette cytokine dans la peau chez le patient humain, il nous parait important d’étudier la fonction des voies de signalisation de cette cytokine dans la pathogenèse du vitiligo. En utilisant des modèles, nous pourrons développer de nouvelles thérapies. Le projet utilisera les souris initialement développées dans notre laboratoire où sont inactivées les gènes de la cytokine et d’un acteur de sa voie de signalisation dans un modèle d’induction du vitiligo décrit récemment dans les publications. Ce modèle est médié par une réaction auto-immune qui induit une dépigmentation de la peau. On greffe sous la peau des cellules d'une lignée cellulaire de mélanocytes générée à partir d’un mélanome de souris, qui vont induire une réponse immune par la production de lymphocytes T tueurs. Ceux-ci étant réprimés par des lymphocytes T régulateurs (Treg) qui seront bloqués par deux injections d’anticorps neutralisants, ces cellules T tueuses pourront provoquer une réaction auto-immune dirigée contre les cellules de la peau pigmentaires entrainant la décoloration : le vitiligo. Au bout de 12 jours, on retire les cellules greffées et la peau au-dessus de cette greffe. Au bout de 1 mois, on arrive à voir les modifications des populations de lymphocytes T. Au bout de 35 jours, on peut voir la dépigmentation se mettre en place. Entre un mois et 9 mois, nous euthanasierons les souris et effectuerons les prélèvements pour analyser le développement de cette maladie et son impact sur le système immunitaire.

Bénéfices attendus

Ce projet nous permettra de mieux comprendre les phénomènes biologiques mis en place lors du développement du vitiligo, d’expliciter le rôle de la cytokine étudiée et de sa voie de signalisation et de proposer de nouvelles thérapies à cette maladie auto-immune très invalidante.

Procédures

392 souris seront anesthésiées, puis rasées et injectées en sous-cutanée sur un des flancs, avec des cellules de mélanome (durée : 5min). Au jour 4 et 10 post-greffe, ces souris vont être pesées puis injectées sans anesthésie en intrapéritonéale par des anticorps neutralisants (durée : 1min). 3 fois par semaine (lundi, mercredi et vendredi), les souris vont être anesthésiées par voie gazeuse légère pour pouvoir les peser, mesurer et photographier le développement de la greffe (durée 5x3min). Au jour 12, elles vont subir une opération sous anesthésie générale pour réséquer la greffe (durée = 10min). Puis, 1 fois par semaine, les souris vont être anesthésiées par voie gazeuse légère pour pouvoir les peser, mesurer et photographier le développement du vitiligo autour de la cicatrice et sur la queue (durée : 16 semaines x 3min). Entre 1 et 4 mois, en plus du suivi visuel, nous prélèverons 3 fois 100µl de sang pour analyser les cellules circulantes du système immunitaire ( 3x1min). Puis, à la fin de l'expérience (de 4 à 9 mois), nous pourrons encore prélever une 4ème fois 100µl de sang pour nos analyses.

Impact sur les animaux

La piqure d’injection des cellules en intradermique dans le flanc gauche sous anesthésie légère gazeuse peut entrainer une rougeur. 392 animaux développeront une masse cellulaire localisée sur le flanc, uniquement au niveau du point d’injection des cellules. La résection par chirurgie, d’une durée de 5 à 8 minutes, entraine au réveil un état de stress lié à un léger manque de mobilité de la patte arrière à cause de la pose de 2 points de suture et des 4 à 5 agrafes le long des berges de la plaie. Durant les premières minutes après le réveil, une douleur est ressentie par les animaux qui présentent des signes (dos vouté, raideur de la patte postérieure gauche, marche avec les pattes postérieures écartées). Après 10min, les souris retrouvent leur mobilité et un comportement normal (grooming, activité exploratoire, interaction sociale). Les sites d’injections d'analgésique en sous-cutanée sous anesthésie gazeuse légère peuvent présenter une rougeur. Les prises de sang effectuées à la joue nécessitent une contention stressante pour l’animal pendant 30s. La pression sur la joue pour arrêter le saignement ajoute du stress.

Devenir

A la fin de la procédure, tous les animaux seront euthanasiés pour effectuer les prélèvements qui seront analysés.

Remplacement

Les cibles (cytokines, récepteurs et cellules) étudiées dans ce projet ont été identifiées grâce à des travaux menés in vitro et in silico par notre équipe et par d'autres laboratoires. L'étude de la réponse immunitaires met en jeu plusieurs organes et réseaux complexes impliquant plusieurs types cellulaires. Cette complexité rend nécessaire l'utilisation d'expériences in vivo pour comprendre le type d’interaction et les différentes voies de signalisation impliquées dans ces réponses immunitaires ainsi que le processus de pathogenèse du vitiligo.

Réduction

Ce protocole sera appliqué à un maximum de 400 souris. Elles seront utilisées afin de caractériser le rôle de la cytokine étudiée ainsi que des acteurs de sa voie de signalisation dans la pathogenèse du vitiligo. Nous réaliserons une expérience pilote avec un nombre limité d’animaux sauvages pour mettre en place et valider le protocole expérimental publié récemment et déterminer le meilleur moment pour faire nos analyses. Les groupes comporteront 40 souris pour avoir un effectif minimal de 24 (60% à 80% des souris traitées développent un vitiligo d’après la publication) pour obtenir, au meilleur moment choisi lors de l’étude pilote, des résultats statistiquement interprétables pour les paramètres étudiés (fréquences des Treg et des autres populations de lymphocytes T). Nous allons tout d'abord étudier 2 lignées de souris dans laquelle le gène d'intérêt est absent dans tout l'organisme, puis, si des résultats intéressants sont produits, d'étudier ensuite les lignées de souris dans laquelle les gènes étudiés sont absents dans un type cellulaire donné (les cellules dendritiques).

Raffinement

Les souris seront maintenues en groupe pour préserver les interactions sociales. La prise de photos et le suivi nécessitent une anesthésie gazeuse légère de courte durée. Les souris seront remises dans leur cage avec une courte exposition à la lampe chauffante. En plus de la surveillance journalière, le suivi de la croissance de la greffe (pesée, photos, mesure de la taille) sera réalisé 3 fois par semaine (lundi, mercredi, vendredi). La chirurgie se fera sous anesthésie totale et sous antalgique, par des personnes ayant suivies la formation correspondante. La chirurgie, les médicaments utilisés et leurs doses seront validés par notre vétérinaire. Les observations faites lors des suivis permettront de situer l'état des animaux dans l'arbre décisionnel et d'appliquer ces points limites. L’arbre décisionnel mis en place pour ce projet tient compte de l’apparence physique ("Grimace Scaling"), du comportement (observation de la continuité des activités comportementales normales des animaux), de l’absence de signes d’infection aux lieux de piqures ou de traitements, du développement de la greffe qui ne doivent pas être invalidantes pour nos animaux. Ces critères sont assortis de points limites ou points d’arrêt, définis pour éviter des douleurs entrainant un changement dans les comportements des animaux et des blessures qui impactent nos résultats : prostration, taille maximale de la greffe, signe d’infection au point d’injection, nécrose, saignement.

Choix des espèces

La réponse immunitaire dans le contexte du vitiligo met en jeu différents organes comme la peau, les ganglions lymphatiques, le thymus, rendant nécessaire l'utilisation d'expériences in vivo pour comprendre cette réponse. Le modèle animal choisi pour étudier le mélanome est la souris car son système immunitaire est proche de celui de l'Homme avec une immunité innée et une immunité adaptative. De plus, la peau des souris présente des similitudes avec la peau humaine, rendant ce modèle pertinent pour l'étude du vitiligo. D'après la publication de référence, nous utiliserons des souris adultes âgées de 7 à 9 semaines car l'induction du vitiligo est maximal à cette période et les injections ne sont pas génées par le stade anagène du développement du système pileux.

Huit à dix heures d'anesthésie gazeuse pour une seule séance d'imagerie, après la pose chirurgicale d'une fenêtre d'observation sur le muscle : 432 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal reçoit quatre injections sous la peau, cinq gavages sur cinq jours, une injection intrapéritonéale et une injection de toxine dans le muscle pour le blesser. Le projet filme la réparation du muscle chez des souris normales et chez des souris porteuses de la mutation qui sert de modèle à la myopathie de Duchenne. Le porteur écrit que le réveil après cette longue anesthésie serait en théorie possible, qu'il n'a pas d'expérience sur ce point, et que toutes les souris seront donc tuées à la fin de la procédure.

Objectifs

L’ensemble du projet vise à apporter de nouvelles connaissances fondamentales visant à la compréhension des mécanismes cellulaires de la régénération musculaire normale et pathologique, afin à terme de développer de meilleurs traitements pour les patients atteints de dystrophies. Les muscles squelettiques représentent 40% de la masse corporelle et assurent des fonctions essentielles (locomotion, respiration, métabolisme, etc.). Ils ont une capacité remarquable à se régénérer après blessure, notamment via l’intervention de cellules souches spécialisées. Cependant, ces capacités de maintien et de régénération sont amoindries en cas de pathologies telles que les dystrophies musculaires, affectant grandement la qualité de vie des patients voire leur espérance de vie. Il est donc essentiel de comprendre les mécanismes qui contrôlent la prolifération, différentiation et auto-renouvèlement des cellules souches musculaires en conditions normales, ainsi que leur dérégulation en conditions pathologiques. La régénération musculaire est un processus dynamique complexe faisant intervenir de nombreux types cellulaires différents (cellule souches, cellules immunitaires, cellules interstitielles, fibres musculaires, etc.). Cependant, nos connaissances actuelles proviennent de modèles in vitro ou d’analyses statiques in vivo, qui ne reflètent que partiellement la dynamique in vivo. Notre projet vise donc à caractériser la dynamique des cellules souches musculaires et leurs interactions avec leur microenvironnement par imagerie dynamique in vivo directement chez l’animal vivant, en conditions normales et dystrophiques (modèle de myopathie de Duchenne). Pour cette étude, il est essentiel de recourir à des modèles murins génétiquement modifiés qui nous permettent de marquer et suivre spécifiquement les cellules souches et autres cellules musculaires pour comprendre leurs dynamiques et leurs interactions. Nos analyses seront réalisées in vivo car aucun système in vitro ne permet à ce jour de reproduire fidèlement les conditions dynamiques et complexes d’un tissu en cours de régénération.

Bénéfices attendus

Les capacités de maintien et de régénération des muscles squelettiques sont amoindries en cas de pathologies telles que les dystrophies musculaires, affectant grandement la qualité de vie des patients voire leur espérance de vie. Il est donc essentiel de comprendre les mécanismes qui contrôlent la prolifération, différentiation et auto-renouvèlement des cellules souches musculaires en conditions normales, ainsi que leur dérégulation en conditions pathologiques. En visant à caractériser la dynamique des cellules souches musculaires et leurs interactions avec leur microenvironnement par imagerie directement in vivo en conditions normales et dystrophiques (modèle de myopathie de Duchenne), notre projet apportera des informations nouvelles sur les mécanismes cellulaires de la régénération musculaire et de ce fait, des informations essentielles pour les thérapies à développer en cas de myopathies.

Procédures

Le projet comporte une seule procédure, qui regroupe en tout quatre injections sous-cutanées (quelques secondes), un acte chirurgical (sous anesthésie, une heure), cinq injections intragastriques (gavage, quelques secondes, une fois par jour sur 5 jours), une injection intrapéritonéale (quelques secondes), une injection intramusculaire (quelques secondes, sous anesthésie gazeuse 30 minutes), et une session d’imagerie sur animal anesthésié (anesthésie gazeuse, 8 - 10 heures) avant mise à mort.

Impact sur les animaux

Nous veillerons dans nos expériences à impacter le moins possible le bien-être des souris. À la suite de la chirurgie permettant l’installation de la fenêtre d’observation, des douleurs post-opératoires et une perte de poids peuvent apparaitre dans la semaine suivante. La blessure musculaire par injection de toxine peut induire une boiterie pendant une heure. L’imagerie en elle-même est indolore mais nécessite une anesthésie générale pour permettre la contention de l’animal.

Devenir

La procédure s’achève par une session d’imagerie longue (8 – 10 heures) sous anesthésie gazeuse profonde. Bien que le réveil des animaux soit en théorie possible, nous n’avons pas d’expérience sur ce point et ne pouvons pas anticiper leur état après réveil. Nous ne pouvons ainsi pas garantir le bien-être des animaux qui seraient ainsi réveillés. Tous les animaux seront donc mis à mort à la fin de la procédure.

Remplacement

Les cellules souches musculaires peuvent être cultivées in vitro, seules ou avec d’autres cellules musculaires. Cependant, il n’existe actuellement pas de système in vitro suffisamment élaboré pour rendre compte de la dynamique cellulaire existant in vivo lors de la régénération musculaire. Par ailleurs, les cellules souches musculaires perdent rapidement leurs capacités souches in vitro, soulignant l’importance du microenvironnement tissulaire. Ce projet vise à déterminer cette dynamique et complexité cellulaire in vivo en contextes normal et pathologique. Le recours à l’animal est donc ici essentiel et ne peut être remplacé.

Réduction

Les effectifs des groupes expérimentaux ont été ajustés : - en tenant compte de notre expérience, - en fonction de la nature de l'expérience et des paramètres mesurés, - de la variabilité de ces paramètres, - de façon à produire des résultats interprétables, permettant d'atteindre une signification statistique (tests : comparaison de deux moyennes sur données appariées). Par ailleurs, des schémas de reproduction des souris transgéniques sont réalisés afin d’obtenir efficacement les cohortes de souris appropriées.

Raffinement

Les animaux sont manipulés le moins possible et un suivi régulier des animaux inclus dans le projet selon leur état général de santé est prévu. Pour l’installation de la fenêtre d’imagerie, les animaux seront opérés dans une pièce dédiée, calme, bien éclairée, avec peu de passage. Un cocktail analgésique et antibiotique sera injecté en pré-opératoire et post-opératoire. De la nourriture gélifiée est ajoutée dans la cage pour faciliter l’accès de l’animal à la nourriture après la chirurgie. Les cages sont chauffées en post-opératoire (2 heures après réveil) pour limiter l’hypothermie éventuelle des animaux. Les animaux sont placés sur une litière douce (cellulose) pendant une semaine après la chirurgie pour limiter l’irritation de la zone opérée. L’effet local de l’injection intramusculaire de toxines peut être une paralysie transitoire du muscle injecté. Au réveil de l’anesthésie, l’animal présente une boiterie transitoire (

Choix des espèces

L’utilisation de la souris repose sur plusieurs critères : • Les souris sont des petits Mammifères. Ils partagent donc de nombreuses similarités avec l’homme. • Elles constituent un modèle très maîtrisé par l’ensemble des équipes de recherche. • Leur temps de génération est court et les effectifs des portées élevés, ce qui permet d’avoir rapidement accès à un grand nombre d’animaux. • De nombreuses lignées existent (souris génétiquement modifiées) pour étudier les acteurs de la régénération musculaire. • Modèles de pathologies humaines : l’accès à des souris « modèles de pathologies humaines » que nous étudions est un avantage considérable pour développer des thérapies (ex : souris mutante « mdx » comme modèle de la myopathie de Duchenne). Nous utiliserons des adultes de plus de 8 semaines. La myopathie de Duchenne se manifeste par une dégénération/régénération chronique du muscle, bien établie et donc facilement observable chez des souris modèle « mdx » (modèles de la pathologie) adultes de plus de 8 semaines.

64 souris privées de système immunitaire reçoivent chacune une greffe de cellules de glioblastome humain directement dans le cerveau, au cours d'une chirurgie de trente minutes. S'ajoutent trois injections de chimiothérapie sur trois jours consécutifs, trois séances d'irradiation de 4 Gy, des IRM de suivi et, pour 48 d'entre elles, jusqu'à vingt-cinq injections de la molécule testée sur cinq semaines, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur attend une perte de poids, de motricité et de sensibilité chez les souris dont la tumeur se développe, ainsi qu'une dégradation de l'état général après l'irradiation du cerveau, avec sécrétions au museau et pelades sur la tête. Ces mêmes signes constituent les points limites du protocole, leur apparition déclenchant la mise à mort de l'animal, et le porteur annonce avoir adapté le suivi pour éviter d'y arriver.

Objectifs

L'étude a les objectifs suivants : • Déterminer l'efficacité in vivo de la molécule vasodilatatrice en présence de radiochimiothérapie en tant que composé candidat dans deux modèles de xénogreffes murines de glioblastome humain, déterminée par la survie des animaux et la charge tumorale. • Déterminer l'effet de la molécule vasodilatatrice sur l'hypoxie tumorale telle que déterminée par immunomarquage, afin de déterminer si elle peut augmenter la sensibilité tumorale aux rayonnements ionisants.

Bénéfices attendus

Le bénéfice attendu est une amélioration des stratégies thérapeutiques actuelles sur le glioblastome (RT+CT)

Procédures

Les animaux sont soumis à plusieurs types d’interventions : - Chirurgie (implantation cérébrale de cellules tumorales sous anesthésie générale) : 30 minutes maximum par animal, réalisée une seule fois sur chaque animal, 64 animaux sont concernés. - Injection intrapéritonéale de la chimiothérapie(animal vigile) : 3 fois sur 3 jours consécutifs ; 5 minutes maximum par animal, 64 animaux sont concernés. - Injection intrapéritonéale de la molécule (animal vigile) : 5 fois consécutifs par semaine pendant 5 semaines post radiothérapie au maximum ; 5 minutes maximum par animal, 48 animaux sont concernés. - Irradiation (sous anesthésie générale) : 3 séances de 4 Gy sur 3 jours consécutifs : 10 minutes maximum par animal, 64 animaux sont concernés. - Injection sous-cutanée de buprénorphine (animal vigile) : 1 fois avant la mise à mort pour tous les animaux ; 2 minutes maximum par animal, tous les animaux sont concernés. - Imagerie IRM pour suivi de croissance tumorale

Impact sur les animaux

Suivant l’expérience du laboratoire concernant les procédures expérimentales, nous nous attendons à avoir une perte de poids, de motricité et de sensibilité chez les animaux qui auront un développement de tumeur. Toutefois, ces critères représentent les points limites de l’étude et ainsi, si l’un ou plusieurs de ces éléments apparaissaient, alors les animaux seraient mis à mort. Nous nous attendons également à une fatigue et une dégradation de l’état général (porphyrine autour des yeux et de la bouche, sécrétions au niveau du museau, pelades sur la tête) induit par l'irradiation cérébrale jusqu’à une semaine après l’irradiation. Nous avons adapté en conséquence le suivi des animaux, le raffinement des conditions expérimentales et le scoring afin d’anticiper et d’éviter l’exclusion des animaux par atteinte de points limites.

Devenir

A la fin de chaque procédure, les animaux sont mis à mort dans le but de récupérer différents organes pour analyses post-mortem.

Remplacement

Les tumeurs sont connues pour être multi-compartimentales, c'est-à-dire qu’au-delà du simple compartiment de la cellule tumorale existent la vascularisation, l’hypoxie et l’inflammation qui influent fortement sur la croissance tumorale. L’utilisation de modèles in vivo permet d’intégrer ces différentes composantes, indispensables à la compréhension des mécanismes de développement tumoral et de réponses aux différents traitements. Dans ce projet, nous nous intéressons aux phénomènes de vasodilatation, impossibles à appréhender in vitro.

Réduction

L’utilisation des méthodes d’imagerie non invasive se conforme à la réglementation en vigueur dans le respect de la réduction du nombre d’animaux car elles permettent de suivre à différents temps l’évolution de la tumeur chez le même animal sans nécessité d’euthanasier plusieurs animaux à chacun des temps. Chaque animal est, dans ce cas, son propre contrôle et permet de réduire le nombre total d’animaux nécessaires pour l’étude. . Afin de pouvoir réaliser des analyses statistiques, nous estimons qu’au minimum, 12 animaux par groupe au départ sont nécessaires afin de réaliser des tests statistiques puissants , et ainsi comparer les effets des différents traitements et ce, en fonction du temps. Ces 12 animaux sont calculés sur la base d’un test de puissance connaissant la variabilité intrinsèque des modèles tumoraux (environ 25%) basés sur nos travaux antérieurs et en espérant une valeur statistique de 5% pour une puissance de 80%. De plus, 4 animaux par groupe sont nécessaires pour évaluer le niveau d’hypoxie cérébral juste après la RT par une étude immuno-histochimique.

Raffinement

A leur arrivée, les animaux seront placés en groupe sociaux (4 souris par cage) dans des cages standards répondant aux normes européennes. Ils bénéficieront d’un temps d’adaptation avant toute expérimentation et bénéficieront également d’enrichissement (roue d’activité, stimulation sensorielle par différents objets). Les animaux seront surveillés de leur arrivée à la fin du protocole par un personnel compétent afin de déterminer leur état (poids, apparence physique) et la mise en place, si nécessaire, de mesures afin d’améliorer le bien-être animal. Cette évaluation sera réalisée quotidiennement pendant les phases critiques (implantation, irradiation) et 3 fois par semaine par la suite. Enfin, les différents protocoles ont été pensés de manière à limiter au maximum la souffrance animale par l’administration d’agents analgésiques et anesthésiques appropriés et par le choix de points limites cohérents. Il est à noter que les animaux étant immunodéprimés, ils sont placés dans des cages ventilées individuellement par des portoirs spécifiques (portoirs Innovive), ces deniers étant eux-mêmes dans une zone spécifique et dédiée à la manipulation des animaux immunodéprimés pour la recherche en cancérologie.

Choix des espèces

La souris immunodéprimée est une espèce de choix pour évaluer l’évolution du volume tumoral dans le temps dès lors que les cellules tumorales utilisées sont d’origine humaine. Notre expertise des différents modèles de tumeurs cérébrales, nous a permis d’établir que suivant le type cellulaire, nous obtenons des tumeurs plus ou moins hypoxiques et plus ou moins vascularisés. Ces deux composantes, influençant la croissance tumorale et l’efficacité des traitements actuels, il est nécessaire de travailler avec ces différents modèles in vivo, afin de se rapprocher de la situation clinique. 3.4.11. Indiquez à quels stades de développement les animaux seront utilisés et le justifier : L’ensemble des animaux utilisés dans cette étude seront de jeunes adultes, âgés de 8 à 12 semaines en début de protocole. Cela permettra le développement de tumeurs plus reproductibles. De plus, à ce stade, le cerveau est mature et il est possible de suivre l’évolution des animaux sur des temps longs. Cet âge leur confère également une résistance aux protocoles expérimentaux utilisés.