Rats
Evaluation de l’effet d’un nouveau traitement sur la douleur dans un modèle d’inflammation aigüe microcristalline.
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
650 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Une injection de cristaux d'urate dans une articulation déclenche une crise de goutte, puis leurs pattes subissent des stimulations mécaniques et thermiques répétées jusqu'à six fois par jour et des administrations de composés par de multiples voies, pour tester des candidats analgésiques. Le porteur indique que l'inflammation peut provoquer douleur, gonflement, ulcères et automutilation, et que ce modèle sévère laisse les animaux douloureux, ce qui exclut selon lui de les garder en vie. Sur le remplacement, il affirme que les méthodes in vitro n'étudient que la nociception et non la douleur avec sa composante émotionnelle, et conclut que l'animal vigile reste la "seule option" avant l'humain.
Objectifs
Ce projet répond à un besoin important de santé, celui du traitement des poussées aiguës d’arthrite goutteuse, qui occasionnent une souffrance importante, un handicap, et des séquelles à terme. Les dépôts de cristaux d’urate de sodium au sein des articulations sont fréquents et touchent plus de 17.5% des personnes âgées de plus de 75 ans. Ils peuvent être responsables d’inflammation articulaire aiguë récidivante Certains médicaments utilisés pour contrer cette pathologie induisent des effets secondaires parfois mortels, en particulier chez des patients avec insuffisance rénale. Les anti-inflammatoires non stéroïdiens ou les corticoïdes sont aussi capables de contrôler l’inflammation goutteuse. Enfin, de nombreux patients ne peuvent pas utiliser ces médicaments en raison des comorbidités. Ainsi, il existe un réel besoin de traitement local efficace, et rapidement actif sur la douleur, qui est intense au cours d’un accès goutteux. Les modèles expérimentaux d’arthrite sont utilisés depuis longtemps pour comprendre les mécanismes physiopathologiques de la maladie. Les études pré-cliniques sont menées principalement pour évaluer la capacité de nouveaux traitements à inhiber l’inflammation et la destruction des articulations, et non à inhiber la douleur. Celle-ci est très rarement étudiée dans les modèles animaux d’arthrite, or c’est d’un intérêt clinique majeur pour les patients. L’objectif de ce projet est d’évaluer de nouveaux candidats médicaments innovants dans un modèle d’arthrite induite par des cristaux d’urate.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour objectif d'améliorer la prise en charge des patients par la mise au point de nouveaux traitements. Il répond à un besoin important de santé, celui du traitement des poussées aiguës d’arthrite goutteuse, qui occasionnent une souffrance importante, un handicap, et des séquelles à terme.
Procédures
Induction du modèle : injection intra-articulaire afin d’induire le modèle (quelques secondes à 2-3 minutes). Tests : stimulation mécanique ou thermique d’une durée inférieure à 1 min par stimulation. La stimulation est stoppée dès réaction de l’animal. Les tests peuvent être répétés plusieurs fois sur une même journée dans la limité de 6 points de mesure par jour. Ils peuvent être réalisés sur plusieurs jours. Les animaux recevront des traitements de composés (voie intrapéritonéale, intra-articulaire, orale, sous-cutanée, intramusculaire, intranasale, intra-rectale, intra-colonique, intraveineuse, intrathécale, intra-articulaire). Ces actes durent quelques secondes. Ils pourront être réalisés une seule fois, ou plusieurs fois par jour espacé de 0min (simultanément) à plusieurs heures (2-4-6-8-12) ou même de plusieurs jours (une fois par semaine, un jour sur deux) Ceci est dépendant de la pharmacocinétique du composé testé. De plus, les animaux pourront subir des prélèvements de sang en répétés ou en prélèvement unique afin de suivre la pharmacocinétique du composé testé. Les prélèvements de sang durent maximum 3 minutes et les animaux peuvent être sous anesthésie pendant 5minutes. Les prélèvements sont limités à un maximum par jour selon les recommandations en vigueur.
Impact sur les animaux
L’injection de cristaux d’urate est faite au niveau d’une articulation : Ceci peut entrainer une douleur articulaire ainsi que les symptômes d’une inflammation locale : rougeur, gonflement, chaleur. Quand l’inflammation est trop importante, les animaux peuvent se mutiler ou des zones ulcéreuses peuvent apparaître. - Nuisances liées aux tests : les animaux sont isolés en compartiments plexiglas, et leurs pattes arrière sont stimulées à plusieurs reprises. Les tests peuvent être répétés plusieurs fois sur une même journée dans la limité de 6 points de cinétique par jour. Ils peuvent être réalisés sur plusieurs jours. - Nuisances liées à l’administration de composés clients. Les composés administrés peuvent induire des effets secondaires qui sont listés dans les points limites (sédatio, posture anormale..)
Devenir
Le modèle d’arthrite est un modèle sévère. Les animaux restent donc douloureux. Il n’est donc pas concevable de les replacer. De ce fait, dès la fin de la phase expérimentale, les animaux sont mis à mort par le personnel habilité.
Remplacement
L’objectif de ce projet est d’évaluer l’efficacité de candidats médicaments analgésiques. Les modèles in silico et in vitro permettent seulement d’étudier les effets de ces molécules sur la nociception, c’est-à-dire les mécanismes biologiques encodant les stimuli endommageant, ou susceptibles d’endommager les tissus. Selon sa définition, la douleur est une « expérience sensorielle et émotionnelle ». L’étude de potentiels traitements analgésiques doit donc être conduite dans des modèles restituant à la fois la composante sensorielle et émotionnelle et permettant l’analyse du comportement en plus de la physiologie; faute de quoi c’est la nociception et non la douleur qui est étudiée. L’étude des candidats médicaments analgésiques chez l’animal vigile reste la seule option pour démontrer l’efficacité sur la douleur avant le passage chez l’homme.
Réduction
Une expérience préliminaire permettra de valider le modèle et de déterminer le nombre d’injections nécessaires afin de réduire le nombre de groupes et donc d’animaux dans l’expérience principale. Pour chaque étude, le nombre d'animaux utilisé est réduit au minimum nécessaire pour l’obtention d’informations robustes et statistiquement pertinentes. Le nombre d’animaux par groupe de traitement a été fixé à n=10 en se basant sur les données bibliographiques disponibles. En fonction du design de chaque étude des analyses statistiques seront réalisées.
Raffinement
Les animaux ont accès dès leur arrivée dans l’animalerie à de l’enrichissement (briquettes en bois, tunnel en polycarbonate rouge transparent) et sont habitués à la salle d’expérimentation et aux tests (contention, enceinte…) afin de limiter leur stress. Lors des tests, des valeurs dites de cut-off sont fixées et correspondent à la stimulation maximale que peut subir l’animal. Ceci permet d’éviter les lésions dues au test ou les stimulus plus douloureux que nécessaire. Dans le cadre des tests thermiques, le choix des températures est fait afin de limiter la douleur et de mesurer une allodynie (stimulus non douloureux pouvant être ressentie comme douloureux par des animaux pathologiques). Une anesthésie est appliquée avant chaque acte le nécessitant/le permettant : prélèvements, traitements particuliers, … Une surveillance accrue des animaux est mise en place au vu de la thématique de la recherche. Des points limites sont clairement établis et des mesures sont mise en place suite à l’induction du modèle : aliments placés dans la cage de l’animal si difficultés à se nourrir, sous cutanée de NaCl ou de Glucose en cas de déshydratation. Un système de fiche de scoring est également mis en place afin de donner une vision objective des paramètres à suivre.
Choix des espèces
La question du remplacement des rongeurs par d’autres espèces est critique et suivie avec attention au sein de l'entreprise. Chez ces espèces la démonstration la capacité à ressentir la douleur telle que définie par l’IASP (International Association for the Study of Pain) est récente et les modèles in vitro d’étude de la pharmacologie de la douleur à visée clinique ne sont pas encore développés. Le rat a été sélectionné pour ce projet en se basant sur plusieurs critères : a) sensibilité aux stimuli nociceptifs utilisés dans ce projet ; b) large caractérisation du comportement et des modèles dans la littérature ; c) efficacité dans cette espèce des médicaments utilisés chez l’homme sont efficaces pour soulager une douleur équivalente suggérant l’existence de mécanismes biologiques communs. Les animaux utilisés pour l’ensemble des procédures sont des animaux péri-adolescents à adolescents. (5-7semaines ; 190-240g le jour d’induction du modèle). Ce stade a été choisi car il est adapté au développement du modèle, il permet un suivi sur plusieurs semaines des animaux, évitant d’avoir des animaux âgés pour lesquels des pathologies liées à l’âge pourraient interférer avec nos résultats. Ce stade de développement permet aussi d’avoir des animaux dans une gamme de poids adaptée aux tests réalisés ce qui limite le stress engendré par la contention.
Etablissement d’un modèle de défaillance hépatique aigue induit par un stress oxydatif et une inflammation. Evaluation de propriétés de composés actifs dans ce modèle expérimental.
- Recherche appliquée
- Troubles gastrointestinaux
Rats : 1380
2 760 souris et rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance légers à sévères, 2 400 étant classés en gravité sévère. Après un jeûne nocturne, ils reçoivent trois injections en trois jours, de pyrazole imitant une alcoolisation massive et de lipopolysaccharide, pour provoquer une défaillance hépatique aiguë, puis sont tués pour prélever foie, cerveau et reins. Le porteur indique attendre baisse d'activité, baisse de température et signes de douleur après les injections. Il présente le modèle comme un outil d'évaluation rapide de composés pour un "programme de développement pharmaceutique" et justifie le choix des espèces en une seule phrase.
Objectifs
La cirrhose est une maladie irréversible du foie caractérisée par un état inflammatoire continue de l’organe qui use les cellules, perturbe le fonctionnement des cellules et entraine leur destruction. La défaillance hépatique aigue ou acute-on-chronic liver failure (ACLF) est un syndrome fulminant qui évolue rapidement vers une défaillance de multiples organes et qui survient de manière aiguë, généralement en raison d'événements précipitants de différentes natures, tels qu’un épisode infectieux, une affection virale ou une prise excessive d’alcool ou de médicaments. Lors de phase aigüe d’aggravation, il se produit un emballement de la réaction immunitaire et inflammatoire déterminante pour la survie des patients cirrhotiques dont le foie fragilisé n’est pas armé pour lutter contre cette agression. L’alcool est principalement métabolisé dans le foie, il produit un stress oxydant pour les cellules et les tissus par une forte production de composé toxiques oxydants et une diminution des moyens de défense naturelle antioxydante. L’alcool et certain produit toxique et aussi des médicaments sont pris en charge dans le foie par les mêmes mécanismes de détoxification. Le pyrazole fait partie de ces produits qui sont métabolisés par les mêmes voies que l’alcool, et son utilisation permet de développer des modèles expérimentaux animaux qui miment le phénomène de « binge drinking ou alcoolisation massive rapide » qui est un facteur déclenchant de la défaillance hépatique aigue. En associant chez un animal sain, l’utilisation du pyrazole à l’origine d’un stress oxydatif à celle d’un agent pro-inflammatoire similaire à celui qui est naturellement présent sur les bactéries et qui infecte les patients, nous reproduisons in vivo 2 conditions importantes dans le mécanisme de survenue de la défaillance hépatique. Nous développerons ce modèle chez les rongeurs dans l’optique de disposer d’un modèle d’évaluation rapide des propriétés de composés destinés à poursuivre un programme de développement pharmaceutique dans cette indication de décompensation cirrhotique.
Bénéfices attendus
Lors d’épisodes de défaillance hépatique aigue, notamment chez le patient cirrhotique, il est nécessaire que la prise en charge intervienne le plus précocement pour sauvegarder au maximum la fonction hépatique, ce qui peut se révéler être vital lors d’une récidive. Le stress oxydant est un des mécanismes qui entraine la mort cellulaire, il est donc essentiel de le limiter de manière à préserver le capital hépatocytaire qui subsiste après une défaillance hépatique. L’identification de composés et la mise en place de solutions thérapeutiques que nous espérons proposer visent à agir simultanément sur les différentes voies qui sont à l’origine des défaillances multiples donc sur les mécanismes à l’origine des effets fulminants observés. (Infection, inflammation, immunité et métabolisme).
Procédures
Au cours des procédures décrites dans ce dossier nous procèderons à différents geste ou acte sur les animaux qui peuvent avoir une action négative sur leur comportement, leur confort ou stress, il s’agit de mise à jeun, injections, et prélèvements La mise à jeun « over-night » c’est-à-dire au cours d’une nuit complète, qui est la période d’alimentation normale du rongeur. La privation de nourriture est source de stress. Les stimulations des processus pro-oxydatifs et inflammatoires sont réalisés par une injection intrapéritonéale, ces injections au nombre de 3sont faites au cours de 3 jours successifs : 2 fois le pyrazole et une fois le LPS ou TNFa. Elles durent chacune environ 15 secondes. Ceci concerne les procédures 1 et 2. Au cours des procédures d’évaluation des activités de composés, nous réaliserons en plus une administration dudit composé par une injection par voie intraveineuse ou intrapéritonéale, cette administration sera unique et durera également une quinzaine de secondes. Ceci sera appliqué au cours des procédures 3 et 4 Un prélèvement sanguin intermédiaire pourra être réalisé sur les rats au cours des procédures 2 et 4 , il sera pratiqué sur des rats anesthésiés à l’isoflurane par une ponction à la veine sub-linguale, l’action est unique et dure 15 à 20 seconde. Les prélèvement sanguin terminaux se feront également sous anesthésie générale et précéderont la mise à mort.
Impact sur les animaux
Lors des procédures décrites dans ce projet, les animaux subiront des injections en intra-péritonéales ou intra-veineuses, à la suite desquelles, on s'attend à constater une diminution de l'activité, une diminution de la prise alimentaire, une diminution de la température corporelle ainsi que des signes de douleurs ou d'inconfort tels que fourrures ébourriffées, larmoiements.
Devenir
L'évaluation histologique, biochimique et transcriptomique des organes tels que le foie, le cerveau et le rein ainsi qu'une évaluation des taux plasmatiques de marqueurs inflammatoires et hépatiques nécessitent la mise à mort des animaux.
Remplacement
Une première phase de sélection des meilleurs composés est effectuée sur des modèles acellulaires ou cellulaires, contribuant ainsi à l’utilisation de méthodes alternatives visant à remplacer partiellement l’utilisation des animaux. L’évaluation finale du potentiel thérapeutique des produits dans des modèles animaux reste nécessaire. L’administration des composés dans le contexte d’un animal vivant permet d’évaluer la réelle efficacité des composés dans un système biologique complexe et «global».
Réduction
La méthode est majoritairement basée sur l’expérience déjà réalisée et publiée. Dans certaines conditions, à partir de données expérimentales disponibles, la variance des paramètres peut être connue. A l’aide de ces données, un calcul de puissance et la déduction par le calcul théorique des effectifs est possible. Le test de Welsh permet de définir cet effectif théorique permettant d’atteindre la significativité recherchée. Cette approche statistique permet d’affiner les plans d’expérience pour lesquelles une étude pilote par exemple a permis d’approcher un résultat très proche de la significativité. Sans cette condition, les effectifs calculés par la méthode de Welsch sont généralement démesurés.
Raffinement
Les procédures utilisées se feront dans le cadre adapté d'un hébergement agréé avec des personnes habilitées, respectant au maximum le bien-être des animaux avec un enrichissement du milieu (morceaux de bois à ronger, filaments de papier kraft pour faire un nid), en limitant la souffrance par le respect des méthodes anesthésiques et analgésiques afin de raffiner au maximum les procédures. Afin de prévenir des souffrances non nécessaires, une grille de scoring permettant de quantifier la douleur perçue par l'animal sera établie et des points limites seront définis, au-delà desquels les animaux seront retirés de l'étude et mis à mort de façon éthique. Compte tenu du fait que la pathologie implique un emballement du système immunitaire et une défaillance multi -organes, il nous est impossible de remplacer cette expérimentation par des expériences in vitro.
Choix des espèces
Les espèces souris et rats sont décrites dans la littérature comme des espèces en capacité de répondre biologiquement au stimulus par le pyrazole.
Modèle animal de mouvements anormaux après privation en oxygène chez le rat – projet pilote
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
100 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures classées en gravité sévère. Privés d'oxygène sous anesthésie pour reproduire le syndrome de Lance-Adams, ils subissent ensuite des stimulations sonores quotidiennes pendant quatre semaines et des injections de molécules anti-myocloniques, avant la mise à mort pour analyses. Le porteur reconnaît que la privation d'oxygène peut tuer certains animaux et provoquer des secousses gênant leur déplacement et leur alimentation, tout en rappelant que ces secousses ne sont pas jugées douloureuses chez l'humain. Il affirme qu'aucun modèle non animal ne peut étudier la mort des neurones et présente ce projet pilote comme un préalable à des travaux ultérieurs.
Objectifs
Chez l’homme, l’arrêt brutal de l'oxygénation du cerveau (ou anoxie cérébrale) peut être liée à des causes variées comme un arrêt cardiaque ou une crise d’asthme très sévère. Chez les survivants, ce manque d’oxygène peut entraîner des problèmes neurologiques chroniques comme le syndrome de Lance-Adams (LAS). Le LAS est caractérisé par des secousses musculaires involontaires (qu’on appelle myoclonies) très importantes et qui ne sont pas qualifiées comme douloureuses par les patients. Elles apparaissent spontanément ou en réaction aux sons notamment. Elles rendent impossible la réalisation de nombreux gestes de la vie quotidienne : marcher, s’alimenter, se laver ou aller aux toilettes. Les patients reçoivent souvent de nombreux médicaments qui exposent à des effets secondaires parfois graves et aux risques d’interactions entre médicaments. Malheureusement, l'efficacité de ces médicaments est souvent insuffisante pour traiter les secousses musculaires du LAS. Les mécanismes à l'origine du LAS restent peu connus. A ce jour, le principal modèle animal de secousses musculaires induites par un manque d’oxygène (donc équivalent du LAS chez l’humain) existe chez le rat. Compte-tenu des limites de cet ancien modèle, l'objectif de notre projet pilote est donc de mettre au point un nouveau modèle animal de secousses musculaires après un manque d'oxygène reproduisant les caractéristiques du LAS chez l’Homme. Avec une procédure expérimentale plus simple, moins invasive et plus représentative du mécanisme du LAS chez l’humain, nous souhaitons identifier les divers paramètres expérimentaux permettant d’obtenir un modèle fiable et reproductible tout en limitant la mortalité et la douleur chez l’animal, indispensable pour vérifier nos hypothèses concernant les mécanismes à l'origine du LAS.
Bénéfices attendus
La prise en charge des patients atteints du syndrome de Lance-Adams (LAS) est aujourd’hui limitée avec des traitements globalement peu voire pas efficaces. L’amélioration de la prise en charge des patients passe avant tout par une meilleure compréhension des mécanismes aboutissant aux secousses involontaires (appelées myoclonies) du LAS. Cela repose donc notamment par l’exploitation des modèles animaux qui reproduisent cette pathologie. Comme évoqué précédemment, le principal modèle déjà publié de LAS a des points faibles. Nous souhaitons donc développer ce nouveau modèle de LAS chez le rongeur pour ensuite l’explorer finement afin d’approfondir nos connaissances sur les mécanismes pathologiques du LAS. Les études animales déjà réalisées avec le modèle existant donnent des résultats assez hétérogènes. Chez l’homme, les études cliniques semblent indiquer que les secousses des patients avec un LAS pourraient provenir de l'écorce du cerveau appelée cortex. Dans notre groupe de patients atteints de LAS, les premiers résultats sont très en faveur d’une atteinte du cortex pouvant être à l'origine des secousses. Par ailleurs, certains neurones spécifiques du cortex sont très consommateurs d'oxygène. Le manque d'oxygène pourrait donc en priorité affecter le fonctionnement de ces neurones-là. Nous faisons donc l’hypothèse que les secousses musculaires du LAS sont, au moins en partie, dues à un souffrance de cette population de neurones au sein du cortex responsable des mouvements. A court terme, cette étude pilote permettra d’établir les différents paramètres expérimentaux permettant d’obtenir un nouveau modèle animal de LAS. A long terme, le bénéfice de la mise en place de ce nouveau modèle sera d’approfondir, dans un projet ultérieur, les connaissances déjà acquises sur le LAS, en particulier par des méthodes électrophysiologiques et immunohistochimiques afin de tester notre hypothèse.
Procédures
Le protocole des stimulations auditives sera réalisé chez tous les animaux, pendant 45 secondes, une fois par jour tous les jours pendant la semaine précédant la procédure de privation en oxygène, puis une fois par jour tous les jours pendant les 4 semaines suivant la procédure de privation en oxygène. Ces stimulations auditives se feront chez des animaux vigiles. Le protocole de privation en oxygène sera réalisé à une seule reprise sur tous les animaux, entre 0et 10 minutes. Cette procédure se déroulera alors que les animaux seront anesthésiés et après injection de médicaments anti-douleur. Au cours de la procédure d’évaluation de la survenue des secousses pendant les semaines suivant le manque d’oxygène, des injections de molécules anti-épileptiques et anti-myocloniques (durée d’injection et temps de maintien : 1 minute) seront réalisées une fois pour chaque animal par voie intra-péritonéale.
Impact sur les animaux
Ce projet pilote va permettre d’évaluer les effets indésirables possibles de ce protocole expérimental. Le risque anesthésique est à prendre en considération. La mort des animaux au cours de la procédure de privation en oxygène est une possibilité expérimentale. Les secousses musculaires engendrées dans un délai de quelques jours après l’anoxie pourront entrainer des difficultés de déplacement pour les animaux ainsi que des difficultés d’alimentation. Il nous semble également important de rappeler que, chez l’humain, les myoclonies (secousses musculaires) ne sont pas considérées comme étant douloureuses.
Devenir
Les mêmes animaux sont impliqués dans les manipulations de privation en oxygène et d’évaluation des secousses musculaires. A l’issue de ces manipulations, les animaux seront euthanasiés par une méthode réglementaire, l’euthanasie étant requise pour réaliser des prélèvements et analyses post-mortem.
Remplacement
Certaines questions d’intérêt scientifique nécessitent des expériences sur les animaux. Bien que des procédures alternatives existent, ni les processus aboutissant à la mort des neurones ni les processus favorisant l'apparition de crises d'épilepsie ou de secousses musculaires involontaires (myoclonies) ne peuvent être légitimement bien étudiés chez l’homme ou dans d’autres modèles non animaux. De plus, il n’est pas légitime de provoquer une crise d’épilepsie ou des myoclonies chez un patient pour des études scientifiques. Enfin, lors des expériences sur les animaux, l’environnement est mieux contrôlé et la qualité des données est nettement supérieure.
Réduction
Nous sommes sensibles au besoin d’utiliser le moins d’animaux possible et de diminuer la souffrance animale tout en respectant la rigueur scientifique. C’est dans cette objectif que nous conduisons cette étude pilote afin d’établir les paramètres du protocole permettant de réduire au maximum la mortalité du protocole donc le nombre d’animaux à utiliser. Le nombre d’animaux utilisés sera réduit au minimum (100) pour produire une conclusion scientifique et statistique tenable. Une fois le modèle établi grâce à cette étude, nous calculerons plus précisément les différents indicateurs statistiques permettant d’évaluer le nombre d’animaux nécessaires.
Raffinement
Une période d’une semaine d’acclimatation à la zone d’hébergement est respectée après la livraison des animaux. De façon à réduire le stress et l’anxiété, les animaux seront maintenus au sein de groupes sociaux de plusieurs individus. Les conditions d’hébergement, incluant température, éclairage, bruit et espace ainsi que les conditions d’enrichissement de l’environnement, d’alimentation et soins si nécessaire, seront adaptées aux animaux et à leur âge. Un soin particulier sera apporté à la réduction de l’inconfort, de la douleur ou du stress des animaux. Un protocole d’intervention sera mis en place pour chaque indicateur de souffrance (modification de comportement, signes identifiables de douleur ou d’inconfort, perte de poids, difficultés d’alimentation). Une période d’une semaine d’habituation à la manipulation humaine est respectée avant la réalisation de nos procédures. Avant le début de chaque expérience, une période d’acclimatation de 30 minutes sera observée au cours de laquelle les animaux, laissés dans leur cage, ne seront pas manipulés. Cela leur permettra de s’habituer à leur nouvel environnement et éviter toute forme de stress. Les animaux bénéficieront alors de nourriture et d’eau à volonté ainsi que d’un environnement enrichi à l’aide de tunnels. Pendant la procédure d’anoxie, les paramètres physiologiques (fréquence cardiaque et saturation en oxygène) seront surveillés constamment. Tout au long de la procédure expérimentale, des points limites adaptés ont été définis afin de limiter la douleur à son minimum.
Choix des espèces
Le rat est l’espèce choisie pour ce projet. Les méthodes d’investigations électrophysiologiques et immunohistochimiques (qui seront utilisées dans un deuxième temps au cours d’un projet ultérieur) sont maîtrisées au laboratoire et ont déjà permis la publication d’études sur d’autres modèles d’anoxie et d'épilepsie réalisées sur des rats adultes. Par ailleurs, les études déjà publiées sur les modèles animaux de syndrome de Lance-Adams (LAS) précédemment citées ont été faites chez le rat. Nous allons utiliser des rats adultes entre 5 et 10 semaines de vie. Le LAS chez l’humain est en effet décrit uniquement chez des adultes. Par ailleurs, les études électrophysiologiques d’anoxie cérébrale et d’épilepsie réalisées dans l’équipe dans d’autres projets ont été faites chez des rats adultes. Ces mêmes techniques seront utilisées dans un deuxième temps sur un projet ultérieur.
Développement de nouveaux radiotraceurs de la neuroinflammation par imagerie en tomographie par émission de positons chez le rat
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
900 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance légers à modérés. Ils subissent pose de cathéters, injections de radiotraceurs, séances d'imagerie TEP d'une heure sous anesthésie et, pour certains, une injection cérébrale stéréotaxique d'un vecteur viral ou d'un agent neuro-inflammatoire, avant une euthanasie par exsanguination pour prélever le cerveau. Le porteur indique que les radiotraceurs sont administrés à très faible dose et qu'aucune toxicité n'est attendue, les nuisances venant surtout des manipulations. Il décrit de nombreuses caractérisations in vitro et in silico en amont mais conclut que l'étape in vivo reste "indispensable" pour prédire l'affinité et le métabolisme réels.
Objectifs
La tomographie par émission de positons (TEP) est une technique d’imagerie médicale non invasive utilisée à l’hôpital pour le diagnostic qui utilise essentiellement le fluorodésoxyglucose marqué au fluor-18. Le développement de nouveaux radiotraceurs plus spécifiques donne accès à une imagerie moléculaire de hautes sensibilité et spécificité pour le diagnostic et la thérapie et pour une meilleure compréhension des maladies, notamment celles du système nerveux central. L’objectif de ce projet est de caractériser et de valider chez le rongeur de nouveaux radiotraceurs pour l’imagerie TEP en évaluant leur interaction avec des cibles impliquées dans différentes maladies neurodégénératives associées à la neuroinflammation Trois types de caractérisations seront effectuées au cours du projet : - les caractérisations pharmacologiques in vitro aident au choix du radiotraceur et permettent d’optimiser sa structure chimique ; - les caractérisations ex vivo permettent d’étudier la biodistribution tissulaire du radiotraceur et ses métabolites. Lors de cette étape, nous développerons de nouvelles méthodes analytiques originales pour localiser et quantifier les nouveaux radiotraceurs et leurs principaux métabolites dans le cerveau, en amont des étapes de radiomarquage pour maximiser le transfert en clinique et diminuer le nombre d’animaux nécessaires. Cette première étape de validation nécessitant des animaux est limitante et cruciale dans la sélection des meilleurs candidats ; - l’évaluation préclinique in vivo nécessite ensuite l’administration du radiotraceur chez l’animal afin d’étudier son métabolisme et sa pharmacocinétique plasmatique ainsi que sa spécificité et sélectivité pour la cible d’intérêt par imagerie TEP et de déterminer les paramètres pharmacocinétiques caractéristiques de cette interaction. Cette étape in vivo est indispensable et nous permet d’obtenir les données nécessaires pour l’utilisation ultérieure du radiotraceur chez l’homme (transversalité).
Bénéfices attendus
Ce projet vise à développer de nouveaux radiotraceurs pour l’imagerie de la neuroinflammation associée à différentes maladies neurodégénératives à travers des cibles cérébrales impliqués dans le métabolisme des stéroïdes du cerveau comme le cholestérol. En effet, la modification de ces cibles pharmacologiques a été associée à des pathologies comme les maladies d’Alzheimer, de Parkinson, de Huntington, la sclérose en plaques ou encore l’épilepsie. A court terme, la sélection et la validation de nouveaux radiotraceurs évalués en préclinique (sur les animaux) permettront de tester des molécules plus spécifiques chez l’homme dans des protocoles de recherche. A long terme, le développement et l’utilisation en routine clinique de traceursspécifiques de la neuroinflammation pourraient permettre le diagnostic, le suivi et l’évaluation de nouvelles approches thérapeutiques dans des maladies neurodégénératives pour lesquelles il n’existe que très peu ou pas de traitement efficace, en particulier dans la maladie d’Alzheimer. Ces marqueurs permettront également d’optimiser les traitements en matière de dose et de limitation des effets toxiques potentiels. Cela implique l’étude et la compréhension de l’action des traitements et de leur devenir dans l’organisme.
Procédures
Dans ce projet, les interventions sur les animaux seront réalisées sous anesthésie à l’isoflurane afin de limiter au maximum douleur, souffrance et angoisse. Elles comprennent la pose de cathéters veineux/artériels (environ 15 min) pour les prélèvements sanguins, les injections de produits (durée
Impact sur les animaux
Les radiotraceurs développés dans ce projet seront administrés à doses extrêmement faibles, ce qui limite voire élimine tout risque de toxicité. Concernant les autres molécules utilisée, les doses chez l’animal sont généralement connues dans la littérature, notamment chez les rongeurs, en terme d’efficacité et d’effet secondaires. Ainsi aux doses prévues dans cette étude, aucune toxicité n’est attendue. Cependant, des effets indésirables ou nuisances possibles comme du stress, changement de comportement, douleur éventuelle peuvent provenir des manipulations (en particulier lors de l’injection d’une durée maximale de 5 min ou lors de la phase de réveil d’une durée maximale de 60 min avant l’euthanasie) oudes pathologies induites (animaux AD en particulier).
Devenir
A l’issue de chaque procédure, les animaux seront euthanasiés afin de collecter le cerveau (et autres organes) pour des analyses ex vivo (radio-HPLC, spectrométrie de masse, immunohistochimie, autoradiographie…).
Remplacement
Nous mettons en œuvre de nombreuses approches in vitro pour les premières caractérisations des radiotraceurs et la sélection des meilleurs candidats. Ces expériences sur membranes, homogénats tissulaires, cellules, protéines recombinantes nous permettent d’estimer leur affinité et leur sélectivité pour une cible d’intérêt et de détecter leurs principaux métabolites et les enzymes responsables de ces biotransformations. Cette étape nous permet aussi de modifier éventuellement la structure des composés pour les rendre plus stables in vivo en diminuant le niveau de métabolisme. En parallèle, des études in silico peuvent également être mises en œuvre pour sélectionner les composés les plus enclins à interagir avec une cible d’intérêt (récepteur/enzyme). Cependant l’étude in vivo sur les rongeurs s’avère indispensable par la suite car les approches in vitro ne sont pas suffisamment quantitativement prédictives de l’affinité/spécificité in vivo et du taux de métabolisme in vivo. L’extrapolation in vitro-in vivo nécessite la mise en place de modèles mathématiques complexes qui ne sont pas adaptés à tous les paramètres pharmacologiques. Par ailleurs, les paramètres d’absorption, de distribution et de pharmacocinétique du radiotraceur dans le sang et les organes doivent être mesurés dans l’organisme de l’animal. Cette étape préclinique est essentielle à l’évaluation du meilleur candidat pour un passage chez l’homme (transversalité).
Réduction
Dans cette étude, le nombre d’animaux prévu a été déterminé d’après des études antérieures réalisées au laboratoire et des articles bibliographiques. Pour les études de biodistribution et de métabolisme, des groupes de 120 animaux ont été prévus, correspondant à l’analyse de 3 animaux/temps (nombre minimum pour obtenir des résultats statistiquement significatifs,). Pour les études d’imagerie, les groupes de 6 animaux permettent d’obtenir des résultats significatifs compte tenu des variations interindividuelles observées chez le rat. L’ensemble des études in vitro permettant de caractériser pharmacologiquement les radiotraceurs et de ne sélectionner que quelques candidats présentant des propriétés adéquates pour l’imagerie nous permettent de réduire considérablement le nombre d’animaux. Parmi ces propriétés, nous vérifierons par des méthodes alternatives que la molécule peut entrer dans le cerveau, présente une haute affinité et sélectivité pour sa cible, peut être radiomarquée avec des isotopes compatibles avec l’imagerie et que son métabolisme n’est pas incompatible avec son développement. Nous développerons par ailleurs des méthodes analytiques de quantification des radiotraceurs et de leurs métabolites, les plus sensibles possibles pour utiliser des volumes de sang ou de tissus les plus faibles possibles et réduire ainsi le nombre d’animaux.
Raffinement
Les animaux seront acclimatés aux conditions d’hébergement pendant au moins 7 jours avant le début des expérimentations et seront entraînés à la manipulation avant le début du protocole ce qui permet de diminuer l’état de stress et d’améliorer leur bien-être. Ils seront hébergés par paire dans une cage enrichie avec un tunnel de camouflage, bâtonnets de bois et du matériel pour la fabrication de nids. Lors de toutes les expériences in vivo et/ou ex vivo, biodistribution, métabolisme et imagerie, les animaux seront anesthésiés. Dans certains cas particuliers, afin d’éviter toute influence de l’anesthésique sur le métabolisme d’un radiotraceur ou une pollution du signal par l’anesthésique, les injections pourront être réalisées sur animaux vigiles placés dans un tube de contention. Dans ce cas, les animaux seront entraînés à la manipulation de manière à limiter la douleur et le stress le jour de l’expérimentation. Les animaux seront étroitement suivis tout au long de l’étude par du personnel expérimenté, permettant l’application des critères d’arrêt en amont afin d’empêcher toute souffrance animale. En cas de complications, le vétérinaire de l’installation sera alerté afin de mettre en œuvre des traitements appropriés.
Choix des espèces
Les rongeurs et en particulier le rat font partie des modèles animaux les plus décrits dans la littérature pour les études de biodistribution, de métabolisme et d’imagerie cérébrale. Il existe par ailleurs de nombreux modèles de maladies neurodégénératives décrits chez le rat (Alzheimer, Sclérose en plaques, Huntington, …) qui nous permettent de tester les meilleurs candidats sélectionnés sur des animaux pathologiques/génétiquement modifiés et d’étudier les modifications de leur interaction avec la cible d’intérêt. Les animaux utilisés dans ce projet auront entre 4 semaines et 6 mois selon les modèles de rats (sains ou pathologiques) et les procédures. Pour les études de métabolisme, des rats jeunes seront utilisés (environ 40 jours). En effet, une diminution du métabolisme avec l’âge a été observée et décrite dans la littérature. Pour les études d’imagerie, le cerveau doit être assez développé. Les rats transgéniques et contrôles seront utilisés à l’âge de 6, 12 et 18 mois afin d’investiguer la capacité des traceurs à détecter leur cible à un stade précoce (6 mois), moyen (12 mois) ou tardif (18 mois) du développement de la maladie d’Alzheimer. Pour le modèle de rat injecté par un vecteur viral l’imagerie sera réalisée entre 5 et 10 semaines après l’injection du vecteur afin de vérifier l’absence de vecteur viral et l’expression du récepteur humain. L’injection du vecteur viral étant réalisée à l’âge de 8 semaines, les rats auront entre 13 et 18 semaines lors de l’examen d’imagerie.
Evaluation de l’efficacité de molécules pour le traitement des accidents vasculaires cérébraux dans un modèle d’attaque thromboembolique chez le rat (acronyme : MATERAVC-2023)
- Recherche fondamentale
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Oncologie
308 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Chaque rat subit une chirurgie du cou de 40 minutes pour injecter des caillots dans une artère et déclencher un accident vasculaire cérébral, puis un traitement à tester et des tests comportementaux de J1 à J21 mesurant les déficits moteurs, avant la mise à mort et le prélèvement du cerveau. Le porteur indique que le modèle reproduit paralysie et déficits sensorimoteurs, et écrit vouloir "reproduire une gravité qui sera jugée sévère mais qui permette de maintenir des animaux dans un état acceptable". Il affirme qu'aucune méthode in silico ou in vitro ne modélise l'ischémie-reperfusion cérébrale, et résume les bénéfices en une seule phrase sur de possibles nouveaux traitements.
Objectifs
Les accidents vasculaires cérébraux (AVC) sont la 2ème cause de mortalité dans le monde. Environ 80% des AVC sont induits par une interruption de la circulation sanguine dans le cerveau. A l’heure actuelle, le rt-PA est le seul médicament préconisé dans cette pathologie. Toutefois, ce traitement possède de nombreuses limites : efficacité limitée et risque de complication avec aggravation des symptömes. Ainsi, il parait indispensable de développer de nouveaux médicaments visant à traiter efficacement cette pathologie.
Bénéfices attendus
Cette étude pourra mettre en évidence de nouveaux traitements dans la lutte contre l'AVC.
Procédures
L'ensemble des animaux seront soumis à une chirurgie au niveau du cou afin de pouvoir injecter des caillots dans une artère pour induire l'accident vasculaire cérébral. Cet acte chirurgical durera 40 minutes sous anesthésie générale. Deux heures plus tard, sur animaux vigiles, un traitement sera administré. Avant et après chirurgie, un prélèvement sanguin sera réalisé sur animaux vigiles. Des séries de tests comportementaux, s'étalant de J1 à J21 post-AVC, seront réalisés pour une durée totale de 30 minutes maximum, afin de mesurer les déficits moteurs et sensoriels liés à l'accident vasculaire cérébral et la récupération au cours du temps des animaux. Enfin, à la fin du projet, un ensemble d'organes sera prélevé. Les procédures pouvant engendrer une douleur seront réalisées sous anesthésie générale associée à une analgésie.
Impact sur les animaux
L’hébergement en cage individuelle des animaux induits, nécessaire durant les 72h suivant la chirurgie, pour éviter qu’ils ne s’arrachent entre eux les points de suture ou le cathéter nécessaire au traitement, peut conduire à un stress par la limitation des interactions sociales directes. Le modèle par définition reproduit les effets d’un AVC à savoir : déficit sensorimoteur et lésions cérébrales. Cela peut occasionnellement entrainer des pertes d’équilibre, une faiblesse musculaire des membres opposés à la lésion et une atteinte des fonctions motrices. L’AVC est un évènement grave chez un patient et sa survie est engagée. Le modèle d’étude chez l’animal présente, lors de l’induction et durant les 48 premières heures suivant l’induction, des signes cliniques d’inconfort manifestes (paralysie). Certains animaux atteindront des stades qui nécessiteront un point d’arrêt anticipé et une mise à mort en conformité avec les recommandations éthiques. Pour évaluer les effets de notre composé, nous nous fixons comme objectif de reproduire une gravité qui sera jugée sévère mais qui permette de maintenir des animaux dans un état acceptable du point de vue éthique et conservant toute pertinence scientifique.
Devenir
Tous les animaux nécessaires à la réalisation de ce projet seront mis à mort 3 ou 21 jours après l’induction de l’AVC, c’est-à-dire à la fin de la procédure expérimentale 1 (seule procédure expérimentale), afin de récupérer le cerveau et les organes pour des analyses histologiques.
Remplacement
Le remplacement des expérimentations animales par des méthodes alternatives n’est pas envisageable dans le contexte de ce projet. Les études in silico ou in vitro ne permettant pas de prédire l’efficacité d’un traitement dans le cadre d’une intervention visant par exemple à limiter la taille des lésions cérébrales au cours d’un AVC thromboembolique chez l’Homme. Le nombre et la complexité des mécanismes mis en jeux au cours de l’ischémie-reperfusion du tissu cérébral chez l’Homme ne sont actuellement pas modélisés par des méthodes alternatives alors qu’ils sont présents de façon similaire chez le rat. L’ensemble de ces facteurs complexes ne peut donc être appréhendé qu’in vivo sur un modèle animal.
Réduction
Nous utiliserons le nombre minimum d’animaux nécessaire à la réalisation de ce projet mais permettant d’obtenir des résultats prédictifs et représentatifs. Sur la base de notre expérience de ce modèle, le nombre de rats utilisé pour chaque étude est réduit au minimum et révisé à la baisse au fur et à mesure de nos expériences tout en garantissant une interprétation statistique et scientifique des résultats. Ce modèle présente une variabilité importante en ce qui concerne les résultats obtenus lors des évaluations comportementales ou des observations neuroanatomiques post-mortem. Cette variabilité, bien que comparable à ce qui se passe dans la réalité clinique, entraine l’utilisation d’un nombre important d’animaux par groupe afin d’obtenir des résultats statistiquement exploitables.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans des cages standards répondant aux normes européennes actuelles. Les rats seront 3 par cage avec du papier kraft et une brique d'Aspen comme enrichissement, auront de la nourriture et de l’eau ad libitum. Leur bien-être sera suivi bi-quotidiennement par du personnel qualifié 5j/7 et quotidiennement pendant les week-ends et jours fériés. Une attention toute particulière sera portée aux animaux pendant la chirurgie (analgésie pré-opératoire, anesthésie générale, maintien de la température corporelle, désinfection et anesthésie locale du site d’incision) ainsi qu’après (analgésie post-opératoire). Le choix de la technique de sutures se portera sur la méthode des points séparés, offrant une plus grande résistance que le surjet par exemple, limitant le risque pour l’animal de rompre ses points. Après chirurgie, les animaux seront placés en cage individuelle dans une pièce dédiée chauffée à 28°C jusqu’à leur réveil. Pour pallier aux problèmes liés aux signes cliniques du modèle (perte d’équilibre, faiblesse musculaire, atteinte des fonctions motrices), les animaux seront habitués quelques jours avant la chirurgie à une nourriture sous forme de gel nutritif en plus de leurs granulés conventionnels. Ce gel riche en glucides et en électrolytes améliore la prise en charge des rats pendant les phases post-opératoires, et demeure davantage accessible (placé sur le sol de la cage, contrairement aux granulés situés en hauteur). Une litière à forte granulométrie sera également utilisée pour éviter les risques d’étouffement en phase post-opératoire. Même si la surveillance des animaux s’effectuera en continue, elle sera accrue pendant les premières heures de réveil et durant les 48h suivantes. Les critères d’arrêt de la douleur, de la souffrance et de l’angoisse seront pris en compte. Si en période postopératoire, un dépassement des points limites précédemment fixés est constaté, l’animal sera mis à mort dans des conditions éthiques. La remise en cage par 3 ne sera réalisée que lorsque la récupération des animaux sera suffisante (reprise de poids après la perte attendue liée à l’induction du modèle). Les animaux d’une même cage recevront le même traitement afin de limiter le risque de dominance d’un animal avec traitement sur un animal sans traitement par exemple. Une surveillance stricte des rats sera réalisée pendant l’intégralité du projet : pesée des animaux et contrôle des points limites.
Choix des espèces
Les mécanismes et les conséquences physiologiques de l’ischémie-reperfusion cérébrale sont similaires chez le Rat et chez l’Homme. Le Rat est donc une espèce pertinente pour modéliser les AVC thromboemboliques chez l’Homme. Les animaux utilisés seront des rats mâles Wistar Han de 300-350g à l’arrivée au laboratoire. Nous effectuerons notre modèle sur des adultes afin de pouvoir comparer les données de cette étude avec la majorité des données déjà disponibles sur les modèles d’AVC.
Impact de l’administration chronique de médicaments psychoactifs sur la cognition et les mécanismes associés chez le rat
- Recherche fondamentale
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Oncologie
- Système nerveux
312 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Seuls des mâles sont retenus, recevant chaque jour pendant six semaines un antidépresseur ou du tramadol par micropipette, puis passant des tests comportementaux nommés, piscine de Morris, actimétrie et reconnaissance d'objet, avant une mise à mort par overdose d'anesthésique et décapitation pour prélever le cerveau. Le porteur décrit les troubles cognitifs recherchés, sédation, confusion et pertes de mémoire, comme l'objet même de l'étude. Il affirme qu'aucune approche in vitro ou in silico ne reproduit la "complexité de notre organisme" et justifie le rat par son "large répertoire comportemental" et son volume sanguin.
Objectifs
L’objectif de cette étude est d’évaluer l’impact de l’administration chronique de médicaments psychoactifs sur la cognition et l’équilibre chez le rat. Nous souhaitons évaluer en particulier l’impact de l’administration chronique des antidépresseurs, largement prescrits chez la personne âgée du fait de la présence de troubles anxiodépressifs dans cette population. Les médicaments ayant une activité anticholinergique, comme certains antidépresseurs, sont un facteur de risque de troubles confusionnels, c’est-à-dire une altération de la vigilance ou des capacités attentionnelles. Cela peut toucher l’ensemble des fonctions cognitives : mémoire, orientation temporo-spatiale… Son incidence est élevée chez les personnes âgées et sa survenue associée à une augmentation de la morbi-mortalité. Cette étude permettra également d’évaluer le lien entre troubles cognitifs et potentiel anticholinergique des antidépresseurs testés. L’objectif de notre étude est donc d’évaluer les effets cognitifs à court et long terme de différents antidépresseurs, appartenant à des classes médicamenteuses différentes et ayant une affinité différente sur les récepteurs muscariniques, dans un modèle rongeur. Les différents effets observés seront comparés selon la population observée (animaux jeunes ou âgés). Dans le but de valider le protocole mis en place, et pour avoir une évaluation la plus sensible possible des troubles cognitifs, nous réaliserons ce même protocole une première fois avec le tramadol. En effet, le tramadol est une substance active connue pour ses effets indésirables négatifs sur la cognition et ses effets sont décrits dans la littérature. Il altère notamment les performances mnésiques. De plus, la méthode d’administration que nous souhaitons utiliser pour l’ensemble de cette étude n’a, à notre connaissance, jamais été utilisée pour le tramadol. Il s’agit de l’administration de substances actives par micropipette (méthode MDA pour Micropipette-guided Drug Administration) à l’aide de lait concentré sucré dilué au 3/10. Le tramadol sera donc utilisé pour valider le protocole mis en place et son utilisation. Ce protocole sera ensuite répété pour les antidépresseurs à tester : duloxétine, citalopram, paroxétine et imipramine. Les effets de ces différentes substances actives sur la cognition des animaux jeunes ou âgés seront évalués et pourront confirmer ou infirmer les effets observés chez l’Homme.
Bénéfices attendus
Cette étude permettra d’abord de développer un protocole complet d’étude des troubles cognitifs d’origine iatrogénique chez l’animal. Ce protocole sera ensuite utilisé pour l’identification des médicaments psychoactifs à risque d’entrainer des troubles cognitifs et potentiellement accroître le risque de chute, notamment chez la personne âgée. Ainsi, nous espérons prévenir l’apparition de ces troubles chez la personne âgée et ainsi avoir une action préventive en apportant un conseil quant aux posologies les plus adaptées chez la personne âgée ou des alternatives thérapeutiques lorsqu’il en est possible.
Procédures
Les animaux seront soumis à une administration quotidienne de substance active par micropipette pendant 6 semaines soit un total de 42 administrations. Lors de nos précédents travaux, nous avons mis en évidence que la durée de cette administration est d’une minute environ. Ces administrations seront précédées d’une pesée de chaque animal soit 42 pesées au total (1 minute par pesée).
Impact sur les animaux
Plusieurs tests comportementaux seront réalisés durant l’étude : piscine de Morris, actimétrie, reconnaissance d’objet. Ces tests peuvent entrainer un stress chez les animaux. Concernant les molécules administrées, elles peuvent entrainer des troubles cognitifs chez les animaux, c’est ce que nous cherchons à évaluer. Le tramadol est un antalgique de palier II, pouvant entraîner des troubles digestifs comme une constipation. La duloxétine est un IRSNa pouvant avoir un effet sédatif. La paroxétine et le citalopram sont des ISRS pouvant entrainer des troubles digestifs, une confusion par hyponatrémie, une somnolence. L’imipramine est un antidépresseur tricyclique pouvant entrainer une sédation, une confusion, une constipation.
Devenir
Tous les animaux de l’étude seront mis à mort à la fin de la procédure. En effet, la récupération de pièces cérébrales conditionne les études électrophysiologiques ex-vivo, sur tranches de cerveau. Par conséquent, ceux-ci seront mis à mort à l’issu du dernier test comportemental. Ces analyses nous permettent d’évaluer si l’administration chronique des différentes substance actives étudiées affecte la plasticité synaptique. Lors de la mise à mort, des prélèvements sanguins seront également réalisés pour un dosage sanguin en substances actives.
Remplacement
Des études in vitro ou in silico ne permettent pas de mettre en évidence l’impact de la consommation chronique de substances actives dans l’apparition de troubles cognitifs et de l’équilibre. Il ne serait pas non plus possible de démontrer les mécanismes mis en jeu dans l’apparition de ces troubles. En effet, ce qui fait la complexité de la compréhension de l’installation des effets indésirables médicamenteux est justement la complexité de notre organisme (système sensoriel, système musculosquelettique, système nerveux etc.). Ce système complexe est modulé en fonction de nombreux facteurs, extrinsèques (liés à l’environnement, mode de vie) comme intrinsèques. Parmi les facteurs intrinsèques, on retrouve la prise de médicaments, qui peut entrainer des modifications physiopathologiques chez les patients. S’ajoute à cela un autre facteur intrinsèque, l’âge, qui va induire, là encore, une variabilité pharmacocinétique et pharmacodynamique. Il est donc nécessaire de réaliser ces tests comportementaux in vivo car il est impossible de prévoir la résultante cognitive à toutes ces contraintes. De plus, nos résultats seront comparés aux données obtenues chez l’Homme lors de nos précédents travaux, il est donc important de travailler chez l’animal pour avoir une meilleure comparabilité, le rongeur ayant un large répertoire comportemental, les résultats seront comparables à ce qui peut être observé chez l’Homme. Pour les enregistrements électrophysiologiques, nous avons besoin de tranches de cerveaux obtenues à partir d’organismes ayant été exposés de façon chronique aux substances actives d’intérêt dans notre projet. La technique utilisée dans notre étude est la MultiElectrode Array (MEA). Celle-ci permet de réaliser des enregistrements extracellulaires et fournit une vue globale du réseau neuronal. Les études électrophysiologiques consisteront en l’enregistrement de potentiels par l’évaluation de la transmission de base et de la potentialisation à long terme dans l’aire CA1 hippocampique (tranche d’hippocampe). Nous avons également besoin d’échantillons sanguins pour réaliser des dosages pharmacocinétiques, ce qui n’est pas possible in vitro ou in silico. Nous avons choisi le modèle rat afin d’avoir un répertoire comportemental plus large et un volume sanguin plus important pour nos prélèvements et ainsi réaliser les dosages nécessaires.
Réduction
Le nombre d’animaux prévus dans les expérimentations a été réduit à son strict minimum. Seuls des mâles seront utilisés dans cette étude afin de réduire le nombre d'animaux nécessaires. Dans la littérature, les mâles représentent la majorité des animaux utilisés dans la recherche sur les rongeurs. Notre méthode d’administration est par voie orale par micropipette en utilisant du lait concentré sucré dilué. Après la puberté, les femelles montrent une nette augmentation de la préférence pour la saccharine, qui est en partie sous contrôle hormonal. Après la maturation, les mâles préfèrent une solution de glucose, tandis que les femelles préfèrent une solution de saccharine. Les femelles préfèrent également des concentrations plus élevées de saccharine que les mâles. Le lait concentré sucré contient du sucre de betterave et du sucre de canne, qui sont tous deux des saccharoses. Si les rats mâles sont suffisamment motivés pour prendre la micropipette, les femelles le seront encore plus. Des groupes de 12 rats mâles seront formés afin d’avoir une puissance statistique suffisante. De plus, en utilisant des rats (et non des souris), nous pouvons réduire le nombre d’animaux utilisés car le rat possède un volume sanguin plus important que celui de la souris et nous permet donc de pouvoir effectuer tous les dosages sanguins en un seul prélèvement. Tous les animaux utilisés pour les études comportementales seront également utilisés pour les études post-mortem ce qui permet de réduire considérablement le nombre d’animaux.
Raffinement
Diverses mesures seront prises pour raffiner les expérimentations qui ne seront réalisées que par du personnel formé et ayant un livret de compétences à jour. Les animaux seront hébergés par deux tout au long de l’expérimentation dans des cages standards, répondant aux normes d’éthique. La stabilité des groupes permettra de réduire une éventuelle agressivité. Les animaux seront maintenus dans des conditions contrôlées d’hébergement, c’est-à-dire dans un environnement stabilisé en température, hygrométrie, luminosité et en cycle normal. Après leur arrivée au laboratoire, les animaux ne seront pas manipulés (hormis la surveillance quotidienne et le change de cage bi-hebdomadaire) pendant 1 semaine afin de les laisser s’acclimater à leur nouvel environnement. La semaine suivante, les animaux seront habitués à leur expérimentateur, pendant 5 min par jour, afin de réduire le stress lié aux manipulations. Lors des tests comportementaux, les rats seront placés dans la pièce expérimentale 1h avant le début des tests pour s’acclimater à la pièce. Leur environnement est enrichi avec des lamelles de papier kraft et un rouleau de carton afin d’assurer un enrichissement minimum, permettant aux animaux de trouver un abri en cas de conflit et d’avoir une activité minimale (construction de nid). L’eau sera fournie ad libitum et l’apport en nourriture sera contrôlé. Leur poids sera mesuré tous les jours et un responsable des animaux vérifiera leur apparence physique externe (poils hérissé, chromodacryorrhée…) ou des changements de comportement (attitude de prostration, animal ne répondant plus à son environnement ou réagissant de manière inhabituelle à l’expérimentateur, réduction importante de l’activité motrice…). Un animal présentant un tel état de mal-être ou de souffrance sera immédiatement exclu de l’étude et une discussion sera entreprise avec des membres de la SBEA concernant son éventuelle mise à mort sous anesthésie et analgésie si jugé nécessaire (cf grille de points limites). Lors de la mise à mort des animaux, une overdose d’anesthésique sera réalisée sous isoflurane suivie d’une décapitation pour récupération des cerveaux.
Choix des espèces
L’espèce choisie est la rat (Rattus norvegicus), il s’agit avec la souris, d’espèces très utilisées en recherche pré-clinique. Le rat est une espèce facile à maintenir, en termes de coût et de place, son comportement est bien connu et détaillé dans la littérature et sa proximité génétique avec l’espèce humaine permet d’accéder à des mécanismes cérébraux communs et à des fonctions cognitives et des comportements en beaucoup de points similaires et mesurables (anxiété, mémoire, locomotion). Du fait de sa taille supérieure, le rat possède un plus grand volume sanguin que la souris et permet donc d’augmenter le nombre d’analyses sanguines réalisées tout en réduisant le nombre d’animaux utilisés Pour les expérimentations sur rats jeunes, des rats âgés de 6 semaines seront utilisés. Ils auront plus de 4 mois pour l’étude de la plasticité synaptique hippocampique par électrophysiologie, leur croissance et développement cérébral seront atteints. Pour les expérimentations sur rats âgés, des rats âgés de 22 semaines seront utilisés. Ce groupe permettra de réaliser une comparaison avec le groupe de rats jeunes.
Mise en place de modèles de glioblastomes implantés en stéréotaxie chez le rat immunocompétent Fischer puis opérés (EU2/2)
- Recherche appliquée
- Cancers
88 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant une souffrance modérée à sévère. Une tumeur cérébrale leur est greffée par stéréotaxie, laissée se développer une vingtaine de jours, puis retirée par une chirurgie que le porteur classe en gravité sévère, avec des anesthésies répétées pour l'imagerie. Il reconnaît que le développement de la tumeur peut provoquer une atteinte de la motricité et de la coordination et une perte de poids, trente-six rats étant mis à mort pour atteinte d'un point limite. Il veut mettre au point un modèle de glioblastome opéré chez le rat immunocompétent et juge le remplacement par des méthodes alternatives "clairement pas possible".
Objectifs
Le glioblastome (=tumeur intracérébrale) est la forme la plus agressive des tumeurs du cerveau avec des récidives systématiques malgré des traitements lourds. Le traitement actuel consiste en une chirurgie pour enlever la tumeur accompagnée d’un traitement par chimiothérapie et radiothérapie. Notre laboratoire affiche une bonne expertise dans l'utilisation de modèles tumoraux d'origines humaines développés sur rongeurs immunodéficients. Cependant, ces animaux apportent une réponse incomplète à nos recherches menées sur les tumeurs cérébrales de par l'absence de la prise en charge de l’immunité. Pour cela, nous souhaitons développer des modèles issus de tumeurs de rongeurs portées par des rongeurs immunocompétents, dont la réponse immunitaire joue un rôle primordial dans le développement de la tumeur ou dans la réponse antitumorale. Notre choix s'est porté sur 2 types de glioblastomes (2 différents) de rat qui sont caractérisés par une forte capacité d'invasion et d'infiltration dans le tissu cérébral sain mais aussi par des capacités de radiorésistance et de chimiorésistance : cet échappement aux stratégies thérapeutiques standards en fait de bons candidats permettant l'extrapolation en cancérologie humaine. L’objectif à terme de ce projet de mise au point de modèle opéré (chirurgie pour enlever la tumeur) permettra de repositionner nos travaux futurs dans un contexte clinique de prise en charge thérapeutique (dont le traitement de référence inclut entre autre la chirurgie pour enlever de la masse tumorale principale). Ce projet sera réalisé dans deux établissements utilisateurs.
Bénéfices attendus
Ce projet préliminaire permettra de mettre en place un modèle de tumeurs cérébrales enlevées par chirurgie sur rats immunocompétents au sein du laboratoire, l'intégration de la composante immunitaire étant primordiale dans la continuité de nos travaux. En outre, ce projet de mise au point d'un modèle expérimental avec notamment l'intégration de la chirurgie pour enlever la tumeur servira dans des études pour lesquelles une stratégie thérapeutique sera menée en utilisant la cavité laissée suite à la chirurgie. A plus long terme, le bénéfice attendu est de proposer une stratégie thérapeutique pour améliorer la prise en charge du glioblastome humain.
Procédures
-Procédure 1 et 2 : greffe intracérébrale de tumeurs cérébrales réalisée une fois au début de l'étude à J0 (durée 45min) Puis développement de la tumeur du cerveau jusqu’à 21 jours. - Procédure 2 : Chirurgie pour enlever la tumeur : réalisée une fois au milieu de l'étude (durée 45 min). - Anesthésie isoflurane réitérée 4 fois (procédure 1) et 5 fois (procédure 2) pour l’imagerie durant 15 minutes. L’imagerie sera réalisé dans l’établissement utilisateur 2/2, toutes les autres procédures seront réalisées dans l’établissement utilisateur 1/2.
Impact sur les animaux
La première nuisance, modérée, est liée à l'implantation même de la tumeur dont le développement conduit chez les rats à une possible atteinte neurologique (atteinte de la motricité et de la coordination) associée à des pertes de poids. Notre recherche bibliographique a mis en avant une survie des animaux comprise entre J21 et J24 . La seconde nuisance est liée à la chirurgie pour enlever la tumeur (classée sévère). Enfin, le transport depuis l'animalerie (établissement utilisateur 1/2) jusqu'au site d'imagerie IRM (établissement utilisateur 2/2) et l’anesthésie à l’isoflurane hebdomadaires des animaux représentent une nuisance légère .
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à l'issue de chaque procédure. 44 pour prélèvement du cerveau et analyse histologique et 36 pour atteinte d'un point limite (suivi de la croissance tumorale par imagerie).
Remplacement
Le remplacement des expérimentations animales par des méthodes alternatives n’est dans ce contexte clairement pas possible puisque le développement de tumeurs cérébrales dépend de phénomènes biologiques complexes. De plus, la mise en place d’une tumeur est un phénomène impliquant différents types de cellules. L’ensemble de ces facteurs complexes ne peut être appréhendé que sur un modèle animal.
Réduction
S’agissant d’une étude prospective, aucune analyse statistique ne sera réalisée. Afin de limiter le nombre d’animaux, les expérimentations seront menées étape par étape par pallier, tout d'abord en se concentrant sur une tumeur nécessitant 44 rats maximum (36 + 8 surnuméraires). Dans un premier temps, 8 rats seront utilisés pour réaliser le suivi de croissance. Ce nombre a été évalué comme minimum pour caractériser la croissance tumorale par imagerie et analyses histologiques. Dans un second temps, la tumeur sera enlevée par chirurgie sur 10 rats à condition que les résultats sur la 1ère série de 8 rats correspondent à nos attentes (prise de tumeur visible à l’imagerie et analyse histologique correspondant). Si cette série de chirurgie pour enlever la tumeur est satisfaisante, nous complèterons les effectifs avec respectivement 8 animaux pour le suivi de la croissance tumorale et 10 animaux pour la chirurgie pour enlever la tumeur. Les 2 séries ne seront répétées (avec la même stratégie) pour les 2ème type de tumeurs, que si les résultats obtenus avec la 1ère tumeur ne donnent pas les résultats escomptés en termes de croissance et de chirurgie pour enlever la tumeur (2° tumeur : 44 rats maximum (36 + 8 surnuméraires).
Raffinement
Les animaux bénéficieront en permanence d'un enrichissement sous forme de feuilles de papier craft et de buchettes en bois à ronger et bénéficieront d'un cycle jour/nuit inversé dans leur salle d'hébergement. Ils seront hébergés par 2 ou 3 dans des cages de 900 cm2 et les expérimentations ne débuteront qu'après une semaine d'acclimatation suite à la réception des animaux. Une attention toute particulière sera portée aux animaux après l'implantation de la tumeur et après son retrait chirurgical (pesée quotidienne, observation quotidienne du comportement et de la motricité, vérification de l'alimentation et de l'hydratation, désinfection et vérification de la bonne cicatrisation de la plaie). Des points limites précoces sont définis (perte de poids et problèmes de motricité essentiellement) afin d’anticiper toute souffrance ou dégradation de l’état général liée à la tumeur. Le transport des animaux vigiles entre l’animalerie et le site d’imagerie sera réalisé en maintenant une température optimale par l'intermédiaire de bouillottes chauffantes placées sous les cages.
Choix des espèces
Dans les études menées pour traiter le cancer, les modèles animaux utilisés sont majoritairement les modèles murins (souris et rats). Les rats constituent l'espèce de référence compte tenu de leur accessibilité et de leur facilité de manipulation. Le choix de cette espèce se justifie par la taille du cerveau plus importante permettant une implantation de la tumeur dont le volume deviendra suffisamment important pour permettre l’imagerie. Par soucis de cohérence avec les données et protocoles de la littérature, les rats utilisés seront des âgés de 6 semaines à la réception. Au moment de l'implementation de la tumeur, ces rats seront pubères (envron 7 semaines pour un poids de 200 à 250g).
Exploration des effets de la kétamine aux niveaux comportemental et électrophysiologique dans un modèle de dépression.
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
450 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils subissent six semaines de stress chronique destiné à provoquer un état anxio-dépressif chez la moitié d'entre eux, quatre-vingt-dix d'entre eux étant en outre opérés pour l'implantation d'électrodes intracérébrales, avant des tests comportementaux de locomotion et d'anxiété. Le porteur reconnaît que le protocole de stress peut induire de l'agressivité entre congénères et impose un isolement en cage individuelle. Il cherche des biomarqueurs de la réponse à la kétamine et affirme qu'on ne peut se passer de l'"animal entier" pour ce type d'exploration.
Objectifs
Dans le cadre de la dépression, il existe une catégorie de patients résistants aux traitements conventionnels, qu'ils soient pharmacologiques ou basés sur la stimulation transcrânienne. Récemment, la kétamine a été proposée pour ses effets bénéfiques chez ce type de patients. Notre étude fait partie d'un projet translationnel, comprenant un versant clinique et un versant préclinique. Dans notre laboratoire elle a pour but de déterminer chez un modèle animal de dépression résistante aux traitements conventionnels, des biomarqueurs permettant de mieux comprendre et prédire la réponse à la kétamine.
Bénéfices attendus
Le projet a pour but de révéler les biomarqueurs les plus pertinents de la réponse à la kétamine comme traitement antidépresseur afin d'améliorer nos connaissances sur ces effets et améliorer la prise en charge des patients et leur orientation vers un tel traitement.
Procédures
Dans le projet, 180 rats seront soumis à un protocole de stress léger chronique pendant 6 semaines en tout, lors d'une première session d'une durée de 4 semaines, puis lors d'une deuxième session d'une durée de 2 semaines à la suite de procédures comportementales. Ce protocole de stress léger chronique comportera plusieurs situations stressantes légères - une par jour - d'une durée allant de 6 à 12 heures. Quatre-vingt-dix des 450 rats seront soumis à une opération chirurgicale sous anesthésie gazeuse et analgésie d'une durée de 150 minutes. Tous les rats seront soumis à 3 sessions de tests comportementaux visant à analyser leur comportement locomoteur (durée 24h) ou d’anxiété (durée moyenne de 5 minutes) répartis sur 2 sessions de 1 semaine et 1 session de 2 semaines avec une durée de 2 jours entre chaque test quand il y en aura plusieurs.
Impact sur les animaux
L’exposition à des situations stressantes légères répétées induit du stress pouvant conduire sur 50% des rats à l’apparition d’un comportement anxio-dépressif incluant notamment une prise de masse inférieure sur la durée du protocole de stress comparé à des rats non stressés, ce qui est l’objet de la question ; de plus, l’une des situations stressantes pourrait induire de l’agressivité entre congénère, qui serait immédiatement arrêtée si elle se produisait. La chirurgie peut induire de l’inflammation et une perte de masse transitoires. Les tests comportementaux peuvent induire un stress transitoire.
Devenir
Les rats seront mis à mort à des fins expérimentales dans toutes les procédures, soit, dans le cadre de la procédure expérimentale 1, pour vérifier histologiquement la position des électrodes d'enregistrement intra-encéphaliques, soit, dans le cadre des procédures expérimentales 2 et 3, pour prélever le cerveau afin de pratiquer les mesures correspondant à chaque procédure expérimentale (procédure expérimentale 2: électrophysiologie in vitro; procédure expérimentale 3: mesure de régulations génétiques et épigénétiques).
Remplacement
Il n'est pas possible de se passer de l'animal entier dans des études visant à étudier une stratégie thérapeutique dans le cadre de la dépression, avec des explorations comportementales incluant des tests d'anhédonie et d'anxiété.
Réduction
L’étude a été mise en place afin de réduire le nombre de rats utilisés selon les contraintes statistiques. Notre expérience nous a appris que les résultats lors des tests comportementaux suivent une loi normale avec un effectif de 15 rats par groupe selon une analyse de pouvoir statistique. Ce nombre de 15 rats par groupe sera appliqué aux rats témoins ; en ce qui concerne les rats soumis au SLC, comme le protocole de SLC entraine un phénotype anxiodépressif chez 50 % des rats ("vulnérables"), les 50 % restant étant "résistants", il faudra donc, pour obtenir des groupes de 15 rats, doubler le nombre de rats soumis au départ SLC, par rapport au nombre de rats témoins. Les données obtenues seront analysées statistiquement afin d'observer les conséquences comportementales néfastes du SLC et si ces dernières sont contrecarrées par l'administration de kétamine.
Raffinement
Tout sera mis en oeuvre pour limiter la souffrance et l'inconfort des animaux tout au long de cette étude. Si les animaux soumis au protocole de stress léger chronique devont être en cage isolée, les animaux des groupes témoins seront maintenus à 2 par cage avec des pièces de bois à ronger constamment présentes. Les procédures chirurgicales se feront sous anesthésie générale et analgésie. La température corporelle des animaux sera maintenue pendant toute la durée de la procédure chirurgicale, ainsi que pendant la phase de réveil, grâce à un tapis chauffant. Pendant les deux semaines suivant la chirurgie les animaux seront suivis quotidiennement et leur état général évalué selon une grille de scoring validée par notre structure du bien être animal. En cas de signes d'infection suite à la procédure chirurgicale, ou en cas de blessure ou de mal-être pouvant survenir suite à certaines situations du protocole de stress léger chronique, des décisions seront prises en accord avec la structure du bien-être animal et la vétérinaire référante.
Choix des espèces
Le Rat est un bon modèle de la physiologie humaine en ce qui concerne les réseaux cérébraux impliqués dans la réponse au stress et la dépression. L'exposition à un protocole de stress léger chronique est un modèle validé et reconnu en ce qui concerne la dépression résistante aux traitements conventionnels. Il a de plus été démontré que la kétamine produit des effets antidépresseurs sur ce modèle. Nous utiliserons des animaux adultes au moment du démarrage de la procédure de SLC car nous avons besoin d’un système nerveux arrivé à maturité afin de constater les effets du stress et de la kétamine.
Evaluation des effets secondaires de composés pharmacologiques de différentes classes à l’aide d’un service de screening basé sur une batterie de tests chez le rat.
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
1 840 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger pour 640 d'entre eux et modéré pour 1 200, 800 étant tués pour prélèvement de tissus et 1 040 pouvant être récupérés. Ils reçoivent des candidats médicaments par de multiples voies puis subissent une batterie de tests, dont le Rotarod pour la coordination, un prélèvement d'estomac pour évaluer les ulcères et un test au charbon avec prélèvement d'intestin pour la motilité digestive. Le porteur présente l'ensemble comme une "offre de services" commerciale destinée à profiler les effets secondaires des molécules de ses clients. Il affirme que l'étude de la douleur chez l'animal vigile reste la "seule option" avant le passage chez l'homme.
Objectifs
La dimension sensori-discriminative de douleur a été largement étudiée sur une variété importante de modèles animaux et quasiment la totalité des antalgiques disponibles actuellement sur le marché ont été testés dans des modèles précliniques classiques chez le rongeur. Cependant, l’utilisation de ces antalgiques est souvent associée à de nombreux effets secondaires. Il est donc nécessaire d’évaluer ces effets secondaires indésirables sur l’organisme. De plus, une utilisation abusive des opiacés s’est développée ces dernières années mettant à jour une crise appelée « crise des opioïdes ». D’autres classes de molécules comme les anti-inflammatoires non stéroïdiens présentent également des effets secondaires notamment, la formation d’ulcère qui est le principal effet indésirable. De plus, les Gabapentinoides (Gabapentine, prégabaline) qui sont indiqués dans le traitement des crises partielles d’épilepsie et dans les douleurs neuropathiques, provoquent généralement une forte sédation, une somnolence et ont donc un impact sur la démarche et la coordination motrice. Un autre effet secondaire pouvant apparaitre après une prise d’un composé est la catalepsie. Celle-ci se caractérise par est un état comportemental de rigidité musculaire associé aux médicaments antipsychotiques et à plusieurs autres classes de médicaments. L’objectif de ce projet est de pouvoir caractériser les effets secondaires d’un candidat médicament. Cet outil permettra l’évaluation des effets secondaires cités :la formation d’ulcère, la sédation, la catalepsie, la locomotion, la constipation.
Bénéfices attendus
Cet outil d’évaluation sera proposé à l’offre de services de l’entreprise qui pourra ainsi offrir à ses clients la possibilité d’établir des profils de nouveaux candidats médicament en discriminant les effets secondaires potentiels. Ainsi, les molécules testées pourront être orientées vers un profil antlagique d'une certaine classe pharmacologique.
Procédures
Les animaux peuvent recevoir un traitement par voie orale (p.o), intrapéritonéale (i.p), sous cutané (s.c) intraveineuse (i.v), sous-cutané plantaire (s.c.pl), Intramusculaire (i.m), intrathécale (i.t), Intranasal (i.n). Des traitements en co-adminsitration peuvent également se réaliser. Ces injections durent entre 30 secondes et 1minute. Dans le cadre de certaines études, des prélèvements de sang peuvent être réalisés sous anesthésie (IC, jugulaire, retro-orbital). Ces prélèvements sont rapides et durent quelques minutes. Il peut également y avoir des prélèvements répétés. Le test du Rotarod a pour objectif l'évaluation de la coordination motrice lors d'un test de vitesse de rotation constante. Ce test dure 3minutes, les animaux réalisent 3 passages sur la roue et cela est répété 2 fois. Le test pour évaluer l'apparition d'ulcères consiste à admnistrer un composé qui dure environ 1 minute puis à prélever l'estomac. Le prélèvement dure environ 5minutes. Le test pour évaluer les effets indésirables d'un composé sur la motilité gastro-intestinale consiste à administrer un composé (durée : 1minute) puis une solution de charbon (durée 2minutes) et enfin de prélever l'intestin grêle. Le prélèvement dure environ 2 minutes. Pour ces deux tests décrits (ulcer et test au charbon),une mise à jeun est nécessaire la veille des tests et dure maximum 24h. Enfin le test de l'irwin couplé aux tests de l'openfield et de la catalepsie permettent d'évaluer d'une part les effets d'une nouvelle substance sur le système nerveux et les fonctions physiologiques de l'animal, et d'autre part d'évaluer la rigidité musculaire et la locomotion de l'animal. Pour ces 3 tests, les animaux recoivent une adminsitration d'un composé d'une durée d'environ 1 minute et l'enchainement des 3 tests dure environ 10 minutes.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables attendus dépendent des procédures, mais pour l'ensemble des animaux, les nuisances pourront être liées à l'administration unique ou répétée de composés (risque d'irritation des zones d'injection, lésion superficielle, nuisance légère). Une injection de produit dure environ 1minute. Lles animaux peuvent également subir des prélèvements de sang en répétés ou unique afin de suivre la pharmacocinétique du composé (nuisance modérée); selon la voie de prélèvement le temps est peut être estimé de 30secondes à quelques minutes. Dans le cadre de certaines études, des prélèvements de sang unique (intracardiaque,) ou en répété peuvent être réalisés sous anesthésie (jugulaire, retro-orbital, veine caudale, nuisance modérée). Pour certains tests, les animaux sont mis à jeun (nuisance modérée). Pour un test, les animaux peuvent chuter du dispositif d'une hauteur de 30cm (nuisance légère).
Devenir
Pour certains tests, les animaux sont soumis à des prélèvements de tissus, ils sont donc mis à mort. De plus, pour tous les tests décrits, les administrations de candidat médicaments peuvent aussi créer des interactions ou des modifications biologiques difficiles à évaluer dans le cadre de ce travail. Il n’est donc pas cohérent de réutiliser ces animaux pour d’autres modèles. De ce fait, dès la fin de la phase expérimentale, les animaux sont mis à mort par le personnel habilité de la société. Pour d'autres procédures, les animaux pourront être récupérés sous réserve d'absence d'effets secondaires.
Remplacement
L’objectif de ce projet est le développement de modèles permettant de tester l’efficacité de candidats médicaments analgésique. Les modèles in silico et in vitro permettent seulement d’étudier les effets de ces molécules sur la nociception, c’est-à-dire les mécanismes biologiques encodant les stimuli endommageant, ou susceptibles d’endommager les tissus. Selon sa définition par IASP, la douleur est une « expérience sensorielle et émotionnelle » . L’étude de potentiels traitements analgésiques doit donc être conduite dans des modèles restituant à la fois la composante sensorielle et émotionnelle et permettant l’analyse du comportement en plus de la physiologie. L’étude des candidats médicaments analgésiques chez l’animal vigile reste la seule option pour démontrer l’efficacité sur la douleur avant le passage chez l’homme.
Réduction
Le nombre d’animaux par groupe de traitement a été fixé à n=5 en se basant sur les tests de puissance réalisés lors du développement du modèle et confirmé lors des études subséquentes réalisées. Cet effectif par groupe a été confirmé lors des stades initiaux de développement du modèle par la réalisation d’un calcul de puissance via BiostaTGV. De plus, cet outil vise à fournir une évaluation rapide des composés testés dans des conditions très calibrées, il est donc réalisé sans les groupes contrôles usuels (groupe recevant le véhicule des composés, groupe recevant une molécule de référence), ce qui permet une réduction du nombre d’animaux et une démarche 3R.
Raffinement
Un soin particulier est apporté à la réduction de la souffrance et du stress des animaux au strict nécessaire et à l’amélioration de leur bien-être (enrichissement et paramètres environnementaux contrôlés tout au long de l’étude, habituation une semaine à la salle de stabulation, habituation des animaux aux dispositifs des tests). Les tests possèdent des valeurs de Cut off afin de limiter le temps d’exposition d’un animal à un stimulus douloureux. De l’enrichissement est présent dans les cages afin de limiter le stress et d’améliorer la qualité de vie des animaux (Tunnel en plastique et briquettes en bois à ronger). L’anesthésie générale est utilisée pour la réalisation de prélèvements par exemple. Des points limites, pour chaque protocole d’étude sont définis et résumé en un arbre décisionnel qui conduit si nécessaire l’interruption des expérimentations si les critères d’arrêts sont atteints. Au vu du domaine d’expertise du laboratoire (spécialisation dans l’étude de la douleur), les expérimentateurs sont strictement formés au respect de l’animal et sensibilisés à la surveillance de signes de douleur ou de souffrance. La maitrise des gestes techniques est contrôlée régulièrement.
Choix des espèces
La question du remplacement des rongeurs par des espèces « moins évoluées » est critique et suivie avec attention au sein du laboratoire. Chez ces espèces la démonstration la capacité à ressentir la douleur telle que définie par l’IASP est récente et les modèles d’étude de la pharmacologie de la douleur à visée clinique ne sont pas encore développés. Le rat a été sélectionné pour ce projet en se basant sur plusieurs critères : a) sensibilité aux stimuli nociceptifs utilisés dans ce projet ; b) large caractérisation du comportement et des modèles dans la littérature ; c) efficacité dans cette espèce des médicaments utilisés chez l’homme sont efficaces pour soulager une douleur équivalente suggérant l’existence de mécanismes biologiques communs. Les animaux utilisés sont âgés d’environ 5 semaines pour toutes les procédures. Ces âges et gamme de poids correspondent à ceux d’animaux jeunes adultes couramment utilisés dans les différents modèles de douleur sur lesquels les procédures ont été validées dans l’entreprise. De plus, des rats plus âgés pourraient présenter des pathologies supplémentaires et interférer avec le screening de molécules.
Formation continue en chirurgie expérimentale chez les rongeurs
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
Rats : 200
300 souris et rats vont être utilisés, opérés sous anesthésie puis tués avant tout réveil. Ils servent de support à une formation continue à la chirurgie, subissant une canulation de vaisseaux sanguins ou une castration réalisées par des stagiaires, non pour produire des connaissances mais pour que ces derniers soient ensuite autorisés à opérer. Le porteur indique avoir ramené la formation de quatre à deux séances de travaux pratiques et réserver l'entraînement aux sutures à des dispositifs artificiels. Il affirme qu'il est "difficile d'envisager" la formation chirurgicale sur les seuls simulateurs.
Objectifs
Les objectifs du projet sont de former les stagiaires de la formation continue aux gestes de base de la chirurgie chez les rongeurs: préparation des locaux, des animaux, du chirurgien, anesthésie, techniques chirurgicales, sutures, réveil et soins post-opératoires.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour but d’apprendre aux stagiaires de notre formation les bases de la chirurgie chez les rongeurs et qu'ils soient ensuite autorisés à pratiquer la chirurgie. Tout concepteur ou réalisateur de projet en expérimentation animale a l'obligation d'acquérir et de maintenir les compétences qui lui seront nécessaires pour l'accomplissement de ses projets. Notre formation fait partie des formations réglementaires agréées par le ministère de l'agriculture et de la souveraineté alimentaire. Elle entre donc parfaitement dans le cadre de l'aquisition de compétences pour les personnels souhaitant pratiquer la chirurgie sur les rongeurs dans le cadre de leurs projets.
Procédures
Les animaux seront soumis à des injections intra-péritonéales d'anesthésiants chimiques sous anesthésie gazeuse. Ils subiront ensuite des opérations chirurgicales: - deux opérations de canulation de vaisseaux sanguins chez des rats (entre 1h et 1h30 pour l'opération complète). - une opération de castration chez la souris (30 min d'opération max). Afin d'éviter de potentielles douleurs post-opératoires, tous les animaux sont mis à mort avant leur réveil.
Impact sur les animaux
Les opérations chirurgicales sont des sources potentielles de douleurs, essentiellement post-opératoires. Les animaux seront traités préventivement pour les douleurs per-opératoires et ils seront mis à mort avant leur réveil pour supprimer toute douleur post-opératoire.
Devenir
Les animaux seront mis à mort immédiatement à la fin des opérations chirurgicales afin d'éviter d'éventuelles douleurs post-opératoires après le réveil.
Remplacement
L'objectif est de former des stagiaires aux principaux gestes chirurgicaux chez les rongeurs. Il est difficile d'envisager cela uniquement sur des dispositifs artificiels. L'entraînement à la réalisation des points de sutures est réalisé sur des dispositifs articifiels.
Réduction
Cette formation comprenait à l'origine 4 séances de travaux pratiques sur les animaux. Petit à petit, nous avons réduit le nombre de séances de travaux pratiques, ce qui a permis de fait de réduire le nombre d'animaux utilisés. Il n'y a plus que 2 séances de travaux pratiques aujourd'hui. Avec l'aide du service audiovisuel de l'Université, nous avons réalisé des vidéos commentées et légendées des différentes opérations chirurgicales réalisées par les stagiaires. Cela nous permet de montrer les opérations aux stagiaires de façon très efficace et sans avoir à faire des démonstrations sur des animaux.
Raffinement
Les animaux sont hébergés en groupe sociaux d'une dizaine d'individus avec présence systématique de dispositifs d'enrichissement ( bâtons à ronger, tunnel en carton, maisonnette en plastique...). Les animaux sont acclimatés dans les locaux pendant au moins une semaine. Les souris et les rats sont hébergés dans des pièces différentes. Les animaux sont surveillés quotidiennement par du personnel qualifié. Seuls les animaux en parfaite santé seront intégrés dans les procédures de chirurgie.
Choix des espèces
Les rongeurs sont les animaux les plus utilisés en expérimentation animale. D’autre part, notre formation est spécifique aux rongeurs. Les animaux utilisés sont de jeunes adultes. Ils sont ainsi atteint leur taille adulte, mais ne possèdent pas trop de tissu adipeux sous-cutané, ce qui pourrait compliquer les opérations chirurgicales pour des stagiaires peu expérimentés.
Examens IRM sur modèles rongeurs en provenance d’établissements utilisateurs extérieurs
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Recherche fondamentale
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Oncologie
- Système nerveux
Rats : 200
600 rongeurs, 400 souris et 200 rats, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Chaque animal peut subir jusqu'à six examens d'IRM sous anesthésie gazeuse de quatre heures, parfois avec injection d'un produit de contraste au gadolinium, le porteur signalant un risque de non-réveil après la narcose. Il s'agit d'un service de plateforme mutualisant un appareil d'imagerie pour des équipes extérieures, chaque animal étant ensuite réintégré au protocole autorisé dont il relève, où les procédures se poursuivent. Le porteur affirme qu'aucune approche in vitro ou in silico ne permet d'étudier le cerveau entier et présente l'IRM répétée comme un moyen de réduire le nombre d'animaux.
Objectifs
L'imagerie par résonance magnétique (IRM) du petit animal est une technique non invasive et non destructive des tissus in vivo. Elle permet l'étude longitudinale et tri-dimensionnelle notamment du cerveau normal et pathologique. Les divers types de contrastes et de modalités structurelles, fonctionnelles et spectroscopiques font de l'IRM une technique de choix pour la recherche en neurosciences expérimentales. Les applications de l'IRM expérimentale sont notamment le phénotypage d'une cohorte d'animaux, le suivi longitudinal de la progression d'une maladie ou d'un traitement thérapeutique, la validation de nouveaux biomarqueurs d'imagerie. Une IRM à très haut champ magnétique ainsi que des antennes dédiées à l’imagerie du cerveau de souris et de rat sont des déquipements de pointe qui peuvent apporter des informations déterminantes dans des projets scientifiques variés impliquant le petit animal via l’utilisation d’un large spectre de protocoles d’imagerie standards mais aussi avancés et innovants. Ce projet a pour but de faciliter la mise en place de collaborations avec des équipes externes pour réaliser des études d’imagerie IRM sur des modèles rongeurs de diverses pathologies ou des modèles de rongeurs sains afin d’investiguer des questions plus fondamentales sur le fonctionnement cérébral. Pour atteindre cet objectif, des expériences sur animaux anesthésiés doivent être menées.
Bénéfices attendus
Ce projet présente des bénéfices scientifiques à long terme aussi bien pour la plateforme que pour les équipes utilisatrices. Du point de vue scientifique, il permet d’intégrer de nouvelles données d’imagerie pour répondre à une question scientifique précise (expliquée dans les projets scientifiques autorisés par le ministère de l’étude concernée) et aider à la compréhension de pathologie humaine sur les modèles animaux en vue d’un traitement thérapeutique ou de l’aide au diagnostic. D’autre part, dans le cas d’étude longitudinale l’imagerie par résonance magnétique (IRM) présente un grand intérêt en réduisant le nombre d’animaux.
Procédures
Les animaux, 600 au total incluant 400 souris et 200 rats, seront soumis à des examens d'imagerie par résonance magnétique (IRM) sous anesthésie gazeuse avec ou sans injection intraveineuse dans la veine de la queue d’un agent de contraste à base de gadolinium selon le besoin de l’étude. La procédure IRM dure 4h maximum (de l’induction de l’anesthésie au réveil de l’animal). Les examens pourront être répétés au maximum 6 fois sur le même animal avec un délai de 72h minimum de récupération.
Impact sur les animaux
Différents risques sont identifiés : (i) Risques liés à l’anesthésie: stress thermique (hypothermie), difficultés cardio-respiratoires, non récupération de la vigilance suite à la narcose ; (ii) Risques liés à l’injection intraveineuse de produit de contraste : douleur au point d’injection , hématome, saignement possible très localement ; (iii) Risques liés au transport (stress) lors du changement d’établissement utilisateur.
Devenir
A l’issue des examens IRM (imagerie par résonance magnétique), les animaux seront réintégrés dans leur hébergement d’origine pour réaliser les procédures décrites dans le projet scientifique global autorisé par le ministère de l’étude concernée. Les examens IRM ne couvrent qu'une étape dans le cadre du projet scientifique global. Il s'agit ici d'une utilisation continue des animaux et non d'une réutilisation car les animaux ne peuvent être remplacés par d'autres. Ils sont inclus dans un projet scientifique global autorisé par le ministère et subissent une suite de procédures (avant et après les examens IRM) décrites dans le projet global.
Remplacement
Il n’existe pas d'alternatives (études in vitro, in silico ou sur animaux invertébrés) qui permettent d’étudier des mécanismes cellulaires, moléculaires, métaboliques complexes à l’échelle global du cerveau. Le rongeur est une des espèces les plus appropriées pour les études d'imagerie par résonance magnétique (IRM) dans un contexte neurologique, d’autant plus que l’IRM permet l’étude longitudinale des paramètres d’intérêt de façon non invasive.
Réduction
600 animaux au total sont inclus dans le projet dont 400 souris et 200 rats. Le nombre d’animaux est réduit au maximum. Des études pilotes et tests statistiques ont préalablement étaient réalisés pour estimer le nombre d’animaux nécessaires pour atteindre une puissance statistique satisfaisante pour chaque étude. Les tests statistiques seront dépendants des différentes études qui auront une phase d’imagerie dans leurs protocoles.
Raffinement
Les animaux sont hébergés dans leur établissement utilisateur avec les mesures de raffinement et conditions d’hébergement décrites dans projet initial autorisé par le ministère. Les animaux sont transportés de leur lieu d’hébergement initial vers le laboratoire au calme dans une cage adaptée avec de la nourriture, de l’eau à dispositions des animaux ainsi que l’enrichissement mis en place dans leur hébergement d’origine. L’arrivée se fait au niveau du quai de livraison où l’expérimentateur réalisant les IRM (imagerie par résonance magnétique) amène les animaux dans la pièce de préparation à l’aide d’un chariot en empruntant un monte charge. Les animaux sont laissés dans leur cage pendant 30 min à 1h dans la pièce de préparation, et une vérification de l’état des animaux (état du poil, comportement dans la cage, position des oreilles et du museau) est réalisée à la fois par l’expérimentateur réalisant les IRM et une personne responsable des animaux de l’établissement extérieur. La tête des animaux est maintenue immobile par un système de contention (barres d’oreille et mors à dent) intégré au berceau. Un anesthésique local est appliqué au niveau des points d'appui des barres d'oreilles, un gel ophtalmique est appliqué pour limiter la déshydratation oculaire. De la vaseline sera également appliquée avant d’introduire la sonde rectale. Tout au long de l’examen IRM (4h maximum), la profondeur de narcose et la température interne de l'animal sont contrôlées. La procédure sera immédiatement arrêtée et l’animal sorti pour vérification en cas de souffrance/angoisse chez les animaux pendant l’IRM, repérée par : une respiration anormale (trop rapide ou trop basse malgré l'ajustement d'anesthésique) ou une température anormale (trop élevée ou trop basse malgré l'ajustement de la consigne de température du bain marie ou de la modification de l’anesthésie). Nous accorderons également une grande importance à la période de réveil (chambre thermostatée, stimulation régulière de l’animal). Une personne référente des animaux à imager sera présente de façon à guider l’expérimentateur qui réalise l’IRM et à contrôler au mieux l’anesthésie de l’induction au réveil complet de l’animal.
Choix des espèces
Les rongeurs sont les principales espèces utilisées sur notre plateforme, leur taille permet de les utiliser dans ce type de machine pour acquérir des séquences capables de donner des détails anatomiques et fonctionnels qui contribue à répondre aux questions scientifiques posées. De plus, les rongeurs permettent l’étude de comportements complexes et de nombreux modèles de rongeurs génétiquement modifiés sont développés pour mimer des pathologies humaines. En raison de sa taille, le rat possède un cerveau plus facile à imager (plus gros). Il est donc plus facile d’obtenir un meilleur signal chez le rat, notamment dans des zones cérébrales de petite taille. Cependant, de nombreuses pathologies cérébrales sont préférentiellement induites et étudiées chez la souris que nous pouvons imagées plus aisément avec des antennes adaptées. Le stade de développement sera décrit dans le projet initial autorisé par le ministère de l’étude concernée. L’âge minimum requis pour passer un examen par imagerie par résonance magnétique (IRM) est fixé à 3 semaines (rats et souris confondus), en raison des contraintes de berceau IRM que nous possédons à la plateforme IRM et de l’anesthésie gazeuse qui sera optimale sur des animaux sevrés qui ont acquis une capacité respiratoire suffisante. De même pour la récupération, elle sera plus facile si on travaille sur des animaux qui sont sevrés.
Évaluation d’un système de prélèvements sanguins chez le rat et le hamster
- Recherche appliquée
- Bien-être animal
Hamsters dorés : 24
48 rats et hamsters dorés vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Présenté comme un projet de raffinement destiné à améliorer le bien-être des animaux non-humains lors des prélèvements, il compare la ponction sous contention à un dispositif implanté chirurgicalement, le "Vascular Access Button", en imposant gavages, tests de tolérance au glucose et prélèvements sanguins hebdomadaires jusqu'à obturation du dispositif. Le porteur indique n'attendre "normalement" aucun effet indésirable tout en anticipant la perte de quelques animaux par complication chirurgicale, une nécropsie clôturant l'étude. L'amélioration annoncée du confort des animaux sert d'abord à valider un outil pour les futurs projets de recherche de la société.
Objectifs
La règle des 3R (remplacer, réduire, raffiner) est un des piliers majeurs du bien-être animal et il est aujourd’hui encore impossible de se passer totalement du modèle in-vivo pour certains projets de recherche. Quand cela est possible, l’utilisation d’animaux peut être remplacée, par des modèles in vitro (culture cellulaire, enzymologie …), des modèles non régi par l’expérimentation animale (drosophile, c elegan …) ou encore en ayant recours à de la modélisation informatique (in silico). Nos projets de recherche en développement nécessitent d’avoir recours à des prélèvements répétés de sang chez les rongeurs vigiles. Ces prélèvements en plus d’être chronophages, peuvent induire un stress aigu notamment à cause de la contention de l’animal ce qui peut participer à la variabilité des résultats. Pour répondre à cette problématique et dans un contexte de raffinement, l’objectif de ce projet de comparer deux techniques de prélèvement sanguin chez le rat et le hamster vigile. La première méthode est une des méthodes de référence pour obtenir un échantillonnage de sang via une contention de l’animal et une ponction au niveau de la veine gingivale (hamster) et de la veine caudale (rat). La seconde méthode de prélèvement nécessite d’avoir recours à une légère chirurgie pour permettre l’implantation du système « Vascular Access Button ». Ce bouton transcutané comporte un port externe avec un septum pour un accès rapide, propre et répété au cathéter implanté sur l’animal. Les applications incluent le dosage bolus ou continu, le prélèvement sanguin et l’auto-administration IV. Pour un accès intermittent, il est possible d’utiliser une seringue équipée d'un injecteur PinPort™ sans aiguille ; et pour un accès continu depuis l'extérieur de la cage, il est possible d’utiliser une attache d'accouplement. Ce système permettrait : - D’améliorer les prélèvements en contrôlant mieux le volume, la zone et la « propreté » du prélèvement (raffiner). - De diminuer le stress des animaux au moment du prélèvement (aucune contention n’est nécessaire) - D’améliorer le confort manipulateur
Bénéfices attendus
Si les résultats de ce projet sont concluants, le VAB pourra être utilisé sur hamsters ou rats sur notre plateforme de recherche. Le système de prélèvement VAB permettrait de pouvoir réaliser des échantillonnages sanguins sans avoir recours à la contention de l’animal ou sans introduction multiples d’aiguilles, notamment dans le cadre de cinétiques sanguines (type OGTT, PK).
Procédures
Évaluation de la composition corporelle : 1 fois en début d'étude et 1 fois au moment du test de tolérance au glucose. Cet examen implique une légère contention inférieure à 1 min par animal. Test de tolérance au glucose : 1 fois (composé d'un gavage d'une solution sucrée puis de 5 prélèvements sanguins). Ce test dure 2h et inclus 1 gavage durant moins de 30 secondes et 4 contentions durant chacune moins de 1 min. Mise à jeun de 5h : 1 fois avant l'OGTT. Prélèvements de sang hors OGTT : 1 fois par semaine jusqu'à obturation du dispositif (fin de la procédure). Nécessite une contention inférieure à 1 min. Chirurgie d'implantation d'un système de prélèvement sanguin : 1 fois. L’anesthésie, la chirurgie et le réveil de l’animal sont réalisés entre 30 et 45 min par animal. Chacun de ces actes sont réalisés par des personnes formées et expérimentées.
Impact sur les animaux
L’objectif étant de mettre en place un système de prélèvement permettant d'améliorer le bien-être animal lors de prélèvements répétés, aucun effet indésirable sur les animaux n'est normalement attendu. S’agissant cependant d’un projet de mise au point passant par la pose d’un VAB par technique chirurgicale, des complications liées à cette pose se traduisant par perte d’un nombre restreint d’animaux dans le temps chirurgicale pourrait apparaitre en début de projet.
Devenir
Une nécropsie de fin d'étude sera nécessaire pour évaluer le site d'implantation des dispositifs. Les animaux ne pourront pas être réutilisés ou replacés.
Remplacement
Le prélèvement sanguin est un acte in vivo par définition. L’utilisation d’animaux est donc indispensable. D’autres techniques de prélèvement sur animaux vigiles sans recours à la chirurgie préalable existent, mais ils sont moins adaptés que la pose d’un cathéter lorsqu’il s’agit de recourir à des prélèvements répétés.
Réduction
La taille des groupes est choisie de manière à obtenir une puissance statistique minimale, mais suffisante pour les paramètres clés (évaluation de la perméabilité des capteurs dans le temps et glycémie lors de la cinétique OGTT). Les valeurs seront présentées comme la moyenne ± SEM. Les différences seront considérées comme statistiquement significatives à p
Raffinement
Tous les animaux de ce projet suivront une période d’habituation d’au moins une semaine avant de commencer les procédures, ils seront hébergés dans un environnement contrôlé et adapté (cages ventilées, 22°C, 30-70% d’humidité, cycle J/N 12 :12). Les cages seront enrichies à l’aide de matériel de nidification et d’un tube rouge permettant aux animaux de se cacher et aux techniciens de les manipuler. Un contrôle quotidien sera réalisé pour permettre de relever et documenter l’apparition de signes cliniques. Un traitement analgésique sera mis en place en péri-opératoire. La chirurgie sera réalisée sur animaux anesthésiés sous isoflurane 2.5% durant la procédure. Un traitement analgésique sera mis en place en péri-opératoire. Enfin des points limites sont déterminés et appliqués pour chaque procédure.
Choix des espèces
Les animaux utilisés dans ces projets correspondent aux espèces et souches utilisées dans nos différents projets de recherche et developpement. Il est nécessaire de valider le dispositif dans les conditions expérimentales de son utilisation ultérieure. Les animaux utilisés pour ce projet seront âgés de 8 semaines à la réception et suivront une chirurgie à 10 semaines. À cet âge un poids de 100/110g pour le hamster et de 300/350g pour le rat est attendu et correspond à un stade de développement de jeune adulte. Cet âge et ce poids sont compatibles avec l’acte chirurgical à réaliser et correspondent à l’âge et au poids d’utilisation des animaux dans les différents projets de développement de la société.