Rats

210 rats et 24 souris vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. On leur provoque une douleur inflammatoire de la patte par des stimulations thermiques ou mécaniques répétées, ou une douleur post-opératoire par incision et sutures, avec un risque d'automutilation de la plaie. L'objectif est de tester des nanomédicaments à base d'enképhalines contre la douleur, une partie des animaux étant tuée pour doser les substances dans le sang. Le porteur affirme que la complexité de la douleur rend le recours à l'animal "incontournable" et présente le rat comme l'espèce "de référence".

Objectifs

La morphine et les opioïdes synthétiques apparentés sont les analgésiques les plus largement utilisés mais leur utilisation est associée à des effets secondaires graves, tels que la dépression respiratoire, l'accoutumance et la dépendance. Dans ce contexte, les enképhalines, qui sont des opioïdes existant naturellement dans le corps humain, sont une option intéressante car elles jouent le rôle d’une morphine endogène, inhibitrice de la douleur mais sans effets secondaires. Cependant, l'utilisation des enképhalines a toujours été limitée car elles sont rapidement dégradées après leur injection dans la circulation sanguine. Ainsi, la conception de systèmes d'administration les protégeant de la dégradation et leur permettant d'atteindre leur cible pour délivrer leur action est un objectif ambitieux. Notre équipe a développé une nouvelle approche de nanomédecine permettant la protection des enképhalines. La preuve de concept a été faite sur un modèle classique de douleur inflammatoire chez le rat et l’étude a montré que les nanomédicaments contenant les enképhalines ont protégé la substance active qui s’est accumulé au site de la douleur et a montré une action analgésique périphérique. Cette étude préliminaire est très encourageante et une des voies d’amélioration de l’activité analgésique des enképhalines repose sur l’augmentation de leur stabilité par l’utilisation de médicaments qui empêche leur dégradation (appelés inhibiteurs d’enképhalinases) et ainsi prolonger encore leur durée de vie et donc leur action anti-douleur. Notre objectif est de tester cette piste d’amélioration en développant de nouveaux médicaments à base d’inhibiteurs des enképhalinases pour booster la concentration en enképhalines et traiter efficacement et durablement la douleur.

Bénéfices attendus

La douleur représente un important défi sanitaire mondial en raison de l'absence relative de traitement efficace, en particulier pour soulager la douleur neuropathique. Actuellement, les médicaments les plus puissants et les plus fréquemment utilisés pour soulager la douleur sont la morphine et les opioïdes de synthèse. Toutefois, leur utilisation chronique est associée à de graves inconvénients, tels que la dépression respiratoire, la tolérance et la dépendance. Chaque jour, plus de 130 personnes aux États-Unis meurent après une surdose d'opioïdes. Il existe donc un besoin important de médicaments antidouleur efficaces dépourvus d’effets secondaires. L’objectif de ce projet est le développement de nouveaux traitements innovants de la douleur. Les enképhalines qui sont des opioïdes naturellement existants dans le corps humain représentent un moyen prometteur d'atténuer la sensation de douleur, sans les effets secondaires de la morphine. Cependant, leur dégradation rapide une fois administrés limite leur utilisation clinique. Ainsi, la conception de nanosystèmes d'administration de médicaments protégeant les enképhalines de la dégradation et leur permettant d'atteindre les récepteurs opioïdes situés dans le système nerveux périphérique (effet local et non central) est un objectif majeur. Cette nouvelle approche permettrait de lutter contre la crise des opioïdes qui a englouti l'Amérique, et d’autres pays dans une moindre mesure, dans une vague d'addiction et de décès par overdose.

Procédures

Pour le modèle de douleur inflammatoire au niveau de la patte, le rat subira 2 injections, d’une durée de quelques secondes, sous anesthésie générale. La voute plantaire des pattes arrière du rat sera soumise une douzaine de fois (toutes les 30 minutes environ) à un stimulus thermique ou mécanique, qui va déclencher le retrait spontané de la patte, l’animal n’étant pas contraint. La procédure durera au maximum 24h. Pour le modèle de douleur post-opératoire, le rat ou la souris subira une incision qui sera refermée avec 2 points de suture sous anesthésie générale (durée de l’intervention : 5 minutes). Pour la pharmacocinétique, chaque rat sera soumis à une injection et à 4 ou 5 prélèvements de sang sur 24 ou 48 h. Ces gestes seront réalisés sous anesthésie à l’isoflurane et dureront moins d’une minute. Pour la biodistribution, chaque souris sera soumise à une injection unique de traitement et sera suivi en imagerie à différents temps sur une période de 24h. Les injections et l’imagerie seront réalisées sous anesthésie générale et dureront moins d’une minute.

Impact sur les animaux

Le modèle d’inflammation de la patte induira une douleur locale modérée pendant 3 à 8 h avec une réduction de la motricité mais sans autres manifestations comportementales notables. La voute plantaire des pattes arrière du rat sera soumise à un stimulus thermique, qui va déclencher le retrait de la patte. La douleur reste modérée car les animaux ont la possibilité d'échapper à la stimulation en retirant leur patte, l’animal n’étant pas contraint. Le modèle de douleur post-opératoire, équivalent à la suture d’une plaie superficielle aux urgences de l’hôpital sous anesthésie locale, induira une douleur locale pendant 2 à 3 jours avec un pic de douleur à 24h. Une éventuelle infection au site d’incision ou une désunion de la cicatrice seront à surveiller ainsi que des comportements d’automutilation au niveau de la plaie.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à l’issue des procédures, soit parce que l’étude est terminée et qu’ils ne pourront pas être ré-utulisés dans une autre procédure, soit pour réaliser des prélèvements sanguins pour doser les substances actives dans le plasma.

Remplacement

La douleur est un phénomène très complexe. C’est une expérience sensorielle et émotionnelle désagréable, associée à une lésion tissulaire. Le stimulus générant la douleur va activer les terminaisons nerveuses de neurones spécialisés dans la perception de la douleur. Ce signal se propage ensuite le long des fibres nerveuses jusqu’à la moelle épinière et le cerveau. Il existe dans le cerveau et la moelle un puissant système de contrôle de la douleur qui fait notamment intervenir des endorphines et régule le transfert des informations douloureuses en provenance de la périphérie. Cette complexité est actuellement impossible à modéliser in vitro ou in silico et le recours à l’animal est incontournable pour évaluer nos nanomédicaments sur la douleur. Le rat constitue un bon modèle d’étude de la douleur car il possède une organisation nerveuse comparable à celle de l’homme. Les modèles de douleur inflammatoire sont validés par la communauté internationale (International Association for the Study of Pain, IASP)

Réduction

Le dimensionnement des groupes expérimentaux a été réalisé à l’aide d’un logiciel de statistique qui permet de déterminer le nombre juste et minimal d’animaux qui garantira la validité statistique de l’étude. Un plan d’expérience a été construit afin de réduire au maximum le nombre d’animaux. Les animaux seront répartis dans les groupes expérimentaux de manière aléatoire. L’attribution des traitements se fera en simple aveugle pour éviter les biais expérimentaux. Si les traitements innovants testés ne présentent pas l’effet analgésique escompté l’étude s’arrêtera là. Pour l’étude de pharmacocinétique, afin de réduire le nombre d’animaux, plusieurs prélèvements sanguins seront réalisés sur le même animal dans la limite du volume maximal prélevable en 24h. L’étude de biodistribution se fera en imagerie par fluorescence ce qui permettra un suivi longitudinal des animaux et de réduire considérablement le nombre d’animaux utilisés.

Raffinement

La semaine précédent la mise en place du modèle, les rats seront manipulés tous les jours et habitués aux gestes de la procédure afin de minimiser le stress le jour de la procédure expérimentale. Les injections, lesprélèvements et la chirurgie se feront sous anesthésie générale associée quand cela est possible à une anesthésie locale (quand pas d’interférence entre le traitement et l’anesthésique). Notre modèle de douleur inflammatoire et post-opératoire induit une douleur modérée dans la patte qui est raisonablement bien supportée par l’animal. Dans les tests utilisés pour évaluer la sensibilité nociceptive, l’animal n’est pas contraint pendant les mesures et l’intensité de la stimulation est progressivement augmentée jusqu’à une valeur minimale seuil pour déclencher la réaction nociceptive et donc le retrait de la patte. La stimulation n’est jamais poursuivie au-delà. Pour des raisons scientifiques évidentes, les anti-douleurs et les anti-inflammatoires ne peuvent pas être utilisés. Toutefois, une grille de score permettra de suivre l’état général des animaux et de définir des points limites qui seront strictement appliqués. Les animaux seront stabulés en groupes sociaux, dans un environnement enrichi afin de favoriser un comportement naturel.

Choix des espèces

Cette étude sera effectuée sur des rats car c’est l’espèce de référence dans la littérature pour les études sur la douleur. Les rats sont calmes, faciles à manipuler et s’acclimatent progressivement à l’expérimentateur. L’étude de biodistribution sera menée sur des souris afin de pouvoir réaliser une étude longitudinale en imagerie de fluorescence, les rats étant trop grands pour être imagés en entier dans l’appareil d’imagerie. Nous utiliserons des rats et des souris adultes car la population cible est adulte.

580 souris et 190 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent des injections de cellules cancéreuses dans le cerveau, le cœur ou une veine, ou de biomatériaux, puis des examens IRM sous anesthésie répétés deux fois par semaine, les tumeurs pouvant provoquer titubation, léthargie et perte de poids. L'objectif n'est pas de soigner mais de développer des séquences d'imagerie IRM plus rapides et quantitatives, destinées à terme à la clinique humaine. Le porteur qualifie l'imagerie du petit animal vivant de "maillon indispensable" et ne prévoit que des essais in vitro préliminaires.

Objectifs

L’Imagerie par Résonance Magnétique (IRM) apparait comme une technique d'imagerie pouvant remplacer le scanner du fait de son innocuité. Cette technique est devenue un outil de plus en plus utilisé pour le diagnostic médical, grâce à sa bonne résolution spatiale, son caractère non-traumatique et sa grande variété de contrastes. Ces progrès n'ont pu être réalisés sans d'importants développements méthodologiques. Afin de poursuivre ces avancées techniques, notre projet consiste à développer des stratégies pour analyser les systèmes biologiques dans une réelle approche intégrative en cherchant autant que possible à limiter la perturbation et l’influence de l’exploration sur le comportement du système analysé. Plus précisément il s'agit d'une part d'optimiser ou de développer de nouvelles méthodes en imagerie permettant d'obtenir des informations sur la structure et/ou la fonction d'une partie d'un organe ou sur la totalité de l'organisme dans le temps et dans l'espace et de mettre en évidence des dysfonctionnements. Ces méthodes ont pour objectifs d’être, à terme, utilisées en routine clinique chez l’homme. D'autre part, dans le cadre de développement de thérapies (cellulaires) ciblées, il est important de perfectionner ou d'inventer des méthodes innovantes de ciblage et de marquage cellulaire afin de les détecter et suivre leur devenir par IRM. Ces méthodes nécessitent l'injection d'un agent ciblant stable et biocompatible agissant comme des agents de contraste intelligents. Ce projet est donc basé sur le développement de séquences IRM sur le petit animal pour obtenir des informations précises et fiables, en 3D et en des temps d’acquisition rapides. C’est pour cela que des techniques originales d’acquisition des données seront développées, et combinées à des techniques de traitement du signal. Les principaux problèmes auxquels ces nouvelles méthodes devront répondre sont le manque de contraste du tissu d’intérêt, les mouvements respiratoires et cardiaques qui rendent les images floues, le signal hyperintense de la graisse, la sensibilité aux hétérogénéités de champ magnétique et la quantification précise, fiable et reproductible de paramètres physiques.

Bénéfices attendus

Ce projet va permettre de, non seulement apporter plus de connaissances sur l’anatomie du cerveau, mais aussi de développer des méthodes IRM plus rapides, plus informatives, pour obtenir des diagnostics plus précoces et précis pour l’oncologie. Finalement, en ingénierie des biomatériaux, ce projet permettra d’évaluer l’efficacité de la régénération tissulaire et vasculaire dans des organes profonds, avant leur transfert à l’homme.

Procédures

Toutes les procédures seront réalisées sous anesthésie générale. Un premier groupe de 70 souris et 30 rats sera soumis à une injection de cellules cancéreuses ou de biomatériaux dans le cerveau (en une seule fois, chirurgie ne dépassant pas 15min par animal) puis subiront des examens IRM (ne dépassant pas 1h par animal) répétés deux fois par semaine. Un deuxième groupe de 30 souris animaux sera soumis à une injection de cellules cancéreuses via une injection via le coeur (en une seule fois, intervention de quelques minutes) puis subiront des examens IRM (ne dépassant pas 1h par animal) répétés deux fois par semaine. Un troisième groupe de 30 souris sera soumis à une injection intraveineuse de cellules cancéreuses via la veine cave (intervention de quelques minutes) puis subiront des examens IRM (ne dépassant pas 1h par animal) répétés deux fois par semaine. Un quatrième groupe de 580 souris et 190 rats sera soumis à une injection intraveineuse de cellules cancéreuses ou d’agents de contraste IRM via la veine caudale (intervention de quelques minutes) puis subiront des examens IRM (ne dépassant pas 1h par animal) répétés deux fois par semaine. Un cinquième groupe de 60 souris et 40 rats sera soumis à une injection sous-cutanée de cellules cancéreuses ou de biomatériaux (intervention de quelques minutes) puis subiront des examens IRM (ne dépassant pas 1h par animal) répétés deux fois par semaine.

Impact sur les animaux

Le création des modèles tumoraux et d’implantation de biomatériaux peuvent induire des douleurs dues aux chirurgies correspondantes, notamment au niveau de la tête et de l’abdomen. Les modèles tumoraux pourraient induire des effets indésirables sur le comportement de l’animal (titubation, léthargie), sur son apparence (yeux mi-clos, dos vouté), une perte de poids, des signes neurologiques tels que la tête penchée, et des signes de modification de la fonction respiratoire. L’implantation des biomatériaux devrait générer une inflammation locale et temporaire.

Devenir

Les suivis IRM sont nécessaires à l'évaluation de l’efficacité des nouvelles méthodes IRM dans la détection, le diagnostic et le pronostic. Afin de confirmer la détection de tumeurs ou de biomatériaux par IRM, les animaux seront euthanasiés en fin de chaque procédure pour extraire des organes et tissus d’intérêt et ainsi réaliser des études histologiques.

Remplacement

Nous souhaitons développer des séquences IRM permettant un diagnostic plus précoces et fiables grâce à l’obtention d’images avec des résolutions spatiales et temporelles plus élevées, et des informations plus quantitatives. L’imagerie du petit animal vivant est donc un maillon indispensable dans ce processus. En revanche, nous réaliserons des expérimentations in vitro préliminaires avant tout passage à l’animal, concernant l’efficacité du marquage cellulaire et la détection des biomatériaux. Pour cela, les cellules marquées ou les biomatériaux seront piégés dans du gel d’agarose puis imagés. Cela permettra de réaliser une 1e optimisation des nouvelles méthodes IRM.

Réduction

Des contrôles sains seront nécessaires pour vérifier la validité des diagnostics IRM des animaux pathologiques. Cependant, du fait de la non-invasivité de l’IRM, les mêmes animaux seront imagés plusieurs fois avec un minimum de trois jours entre chaque examen. De plus, les structures contralatérales (ou éloignées du site d’implantation) de chaque tissu d’intérêt serviront de contrôle interne. Cette démarche permet de limiter le nombre d’animaux au strict nécessaire.

Raffinement

Les animaux seront gardés dans des cages séparées, avec de l’enrichissement et de la nourriture et de l’eau à volonté. L'utilisation d'anesthésies gazeuses générales lors des procédures, d'une couverture analgésique pendant les chirurgies, la présence d'un tapis chauffant permettant de maintenir la température interne des animaux et le contrôle de la respiration permettent d'assurer un réveil rapide des animaux et sans douleur. L’expérience d’IRM en elle-même ne génère aucun signe de souffrance visible. L’agent de contraste utilisé est quotidiennement employé lors des examens sur les patients. Cet agent de contraste n’entraîne pas d’effets secondaires. De plus, les animaux seront injectés à une dose 5 fois inférieure à la dose clinique. Une grille de scorage a été instaurée pour surveiller la santé et le bien-être des animaux, comprenant des signes au niveau du comportement, de la mobilité, de la perte de poids, et de l’apparition de symptômes cliniques. Les souris pathologiques seront étudiées jusqu’à ce que leurs poids aient diminué de 15% ou que les autres points limites soient atteints. Si des signes de mal-être apparaissent, les animaux seront pris en charge par un analgésique et pourront être séparés et placés dans des cages individuelles. Des points limites ont aussi été instaurés, induisant une euthanasie immédiate. L’état de santé des animaux sera suivie quotidiennement.

Choix des espèces

Les souris C57Bl/6N sont des souris sans modification génétique, représentant des animaux d’étude de l’anatomie du cerveau sain, et de l’efficacité de régénération tissulaire suite à l’implantation d’un biomatériau. De même, des rats Wistar seront utilisés du fait de leur taille importante comparée à la souris permettant de faciliter l’implantation de biomatériaux. Les souris BalbC et Swiss Nude permettront d'obtenir des modèles de tumeurs d'origine murine ou humaines. Tous les animaux seront utilisés à l'âge adulte.

4 875 souris et 1 950 rats mâles vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal subit une vasectomie chirurgicale sous anesthésie, avec un risque de douleur post-opératoire, de saignement et de mauvaise cicatrisation, afin de produire par accouplement des femelles pseudogestantes pour des transferts d'embryons. Après six mois à un an d'accouplements, ils sont tués par inhalation de CO2 ou dislocation cervicale. Le porteur indique qu'aucune alternative de type injection d'hormones n'existe chez les rongeurs et présente l'accouplement avec un mâle vasectomisé comme la méthode "de référence" pour ce "besoin".

Objectifs

Ce projet de vasectomies de rongeurs de laboratoires a pour objectif de fournir des mâles stériles dont la libido n'aura pas été altérée. Ils sont destinés à la production de femelles pseudogestantes pour des chirurgies de transferts embryonnaires. La pseudogestation est obtenue après accouplement d'une nuit avec un mâle vasectomisé dont la fréquence de mise en accouplement n'exédera pas 1 jour sur 3. Les femelles accouplées sont préalablement triées en fonction de leur cycle et seules les femelles en oestrus sont sélectionnées. Le lendemain matin de l'accouplement, la présence d'un bouchon vaginal témoignera des coïts et sera le premier signe de pseudogestation potentielle. Cette dernière sera confirmée au cours de la chirurgie de transfert d'embryons par la présence de corps jaunes sur les ovaires et d'un ampoulla au niveau de l'infundibulum pour les stades de gestation 0.5 dpc (days post-coïtum).

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus du projet sont de pouvoir disposer d'animaux en bonne santé et aptes à générer efficacement des femelles en état de pseudogestation après leur mise en accouplement.

Procédures

Chaque animal subira sous anesthésie, une chirurge du système reproducteur (vasectomie) pour une durée inférieure à 15 minutes.

Impact sur les animaux

Les nuisances ou les effets indérisables attendus sur les animaux sont la douleur pendant la chirurgie et celle en post-opératoire, le risque de saignement continu et une mauvaise cicatrisation.

Devenir

Les animaux seront mis à mort à la fin de leur période d'utilisation (6 mois à 1an) pour les accouplements, soit par inhalation de CO2, soit par dislocation cervicale (sous anesthésie en fonction du poids de l’animal) selon les protocoles de la directive 2010/63/UE. Il n'y a pas de possibilité pour les animaux de continuer le projet ou d’être réutilisés.

Remplacement

Contrairement à d'autres espèces, il n'est pas décrit de solution alternative efficace (type injection d'hormones) pour les rongeurs afin d'obtenir des femelles pseudogestantes. L'accouplement naturel avec un mâle vasectomisé reste la méthode de référence utilisée pour ce besoin.

Réduction

L'aspect réduction du nombre d'animaux est traité via une politique de réduction au strict minimum nécessaire de femelles pseudogestantes pour atteintre des objectifs demandés par les utilisateurs finaux de la communauté scientifique. Aucune approche statistique n'a été réalisée. Les fonds génétiques des mâles utilisés pour cette chirugie, seront de préférences ceux qui présentent les meilleures libidos au sein de ces espèces. Ceci permettra de réduire le nombre de mâles necessairepour obtenir un taux de bouchons vaginaux le plus élevé possible. Le ratio est qu'1 mâle vasectomisé peut donner de 50 à 100 femelles pseudogestantes durant son cycle d'accouplement.

Raffinement

Une surveillance des animaux est faite quotidiennement pour déceler tout signe clinique anormal et atteinte des points limites tout au long du projet. L’observation est basée sur l’utilisation d’une grille d’évaluation spécifique à la chirurgie et à l'activité d'élevage. Les chirurgies seront réalisées par un personnel formé et expérimenté avec un protocole anesthésique et analgésique adapté et un suivi post-opératoire de l’état de santé des animaux avec des soins et un enrichissement adapté afin de permettre une bonne récupération des animaux. Ils seront hébergés accompagnés d'une femelle non destinée à être opérée pour éviter l'isolement du mâle. Puis, la femelle destinée au transfert d'embryons est ajoutée à ce binome permanent pour créer pontuellement un trio.

Choix des espèces

L’espèce choisie doit être identique à celle des femelles pseudogestantes utilisées pour lesquelles le recours à la technique de transfert embryonnaires est nécessaire. Pour les souris comme pour les rats, il sera utilisé des fonds génétiques non consanguins, reconnus pour leur libido et leur longévité d'utilisation. L’âge des animaux est déterminé par celui de leur puberté pour mener à bien la production de femelles pseudogestantes avec des rendements optimums afin de réduire au maximun le nombre de femelles à accoupler et le nombre de mâles à utiliser : -Rats : mâles âgés de 5 à 8 semaines lors de la chirurgie -Souris : mâles âgés de 5 à 8 semaines lors de la chirurgie

220 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacun subit une craniectomie pour l'implantation de cellules de glioblastome dans le cerveau, puis des séances répétées d'imagerie cérébrale sous anesthésie, avant la mise à mort vingt jours après la greffe. L'objectif est d'étudier le rôle de la sécrétion des cellules tumorales dans le développement du gliome et d'identifier des cibles thérapeutiques. Le porteur affirme qu'aucune méthode in vitro ne démontre la pertinence in vivo et qu'une étude préclinique chez l'animal est requise.

Objectifs

Le gliome est un cancer du cerveau agressif au pronostic sombre et aux options thérapeutiques limitées. Le gliome est la forme maligne la plus courante de tumeur cérébrale primaire avec le taux de mortalité le plus élevé. Le glioblastome est considéré comme la forme de gliome la plus agressive, invasive et mortelle, et il représente 50% de tous les cas de gliome. Le glioblastome est considéré comme presque incurable et la survie des patients après le diagnostic est de 15 à 18 mois malgré des paradigmes de traitement agressifs tels que la résection chirurgicale combinée, la radiothérapie et la chimiothérapie. Ces tumeurs malignes très agressives sont extrêmement invasives et prolifératives. Combinés, ces facteurs contribuent à la résistance thérapeutique et à des taux de récidive de près de 100%. Pour mieux étudier la progression naturelle de cette maladie dévastatrice et pour une meilleure évaluation des nouveaux schémas thérapeutiques, des moyens de caractériser de manière non invasive et longitudinale les tumeurs dans les modèles précliniques sont très recherchés. Les modèles précliniques de gliome sont d'une valeur inestimable pour comprendre la progression du glioblastome chez les patients, pour évaluer des stratégies thérapeutiques prometteuses. Le glioblastome se caractérise notamment par une communication intense entre les cellules tumorales et leur microenvironnement, principalement par la sécrétion de protéines et d'autres facteurs par les cellules du glioblastome. Comme pour d'autres tumeurs solides, l'une des principales caractéristiques du glioblastome est l'intensité des interactions réciproques avec son microenvironnement - en particulier les neurones. Par conséquent, les mécanismes cellulaires qui contrôlent la sécrétion des cellules du glioblastome sont particulièrement importants dans le cancer et dans le fonctionnement des cellules cérébrales.

Bénéfices attendus

La greffe des cellules de glioblastomes modifiées génétiquement permettra de connaître le rôle de la sécrétion dans le développement tumoral. La co-injection de modificateurs de l'expression des gènes permettra de déterminer des potentielles nouvelles cibles thérapeutiques envisageables chez l’homme. Ces molécules pourraient le cas échéant être utilisés comme adjuvants d’une résection chirurgicale de tumeurs chez l’homme.

Procédures

Les animaux seront soumis à une procédure chirurgicale visant à implanter des cellules tumorales dans le cerveau et la visualisation de la croissance tumorale par imagerie cérébrale sous anesthésie gazeuse d'une heure. Cette greffe sera réalisée en une seule fois par animal. cette procédure prend 1h maximum par rat. Pour les chacune des 4 séances d'imagerie, chaque rat subira une anesthésie gazeuses de 40 minutes.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables des expérimentations sont liés aux anesthésies répétées, aux douleurs associées aux injections, au stress au réveil des anesthésies, aux douleurs liés au craniectomies et à un effet général altéré suite à la présence d'une tumeur cérébrale.

Devenir

La procédure vise à l'implantation des cellules tumorales dans le cerveau, et à réaliser un suivi longitudinal tous les 5 jours par imagerie cérébrale. Elle termine 20 jours après par la mise à mort des animaux.

Remplacement

Ce projet vise à obtenir une preuve de concept in vivo. Les expériences in vitro, y compris de co-culture glioblastome-neurones indiquent un rôle de la sécrétion dans l’état souche des cellules cancéreuses. Aucune méthode in vitro ne permet de démontrer la pertinence in vivo pour établir le rôle de la sécrétion dans le développement tumoral dans un environnement pertinent pour la pathologie humaine. De plus, l’utilisation potentielle d’oligos anti-sens pour contrôler la sécrétion dans le cadre du glioblastome chez l’homme nécessite une étude pré-clinique chez l’animal.

Réduction

Les effectifs ont été déterminés par une évaluation statistique appropriée et prend en compte les échecs dus à une mortalité en cours de procédure. Le suivi longitudinal par imagerie de type Doppler permet de restreindre le nombre d’animaux utilisés mais nous procéderons à une analyse finale par histologie ainsi que par le suivi de marqueurs moléculaires. Pour ces raisons, des groupes de 25 rats par condition (8 au total) seront nécessaire. La procédure n'ayant pas été encore utilisée par l'équipe, une phase de mise au point et formation au geste avec 20 rats injectés avec des cellules de glioblastome contrôle sera nécessaire. Le projet utilisera un total de 220 rats.

Raffinement

Les rats, non isolés, ont dans leur cage un environnement enrichi. Les soins sont toujours effectués par les mêmes expérimentateurs et animaliers afin de réduire le stress des animaux. Les signes de douleur éventuels amèneront aux traitements appropriés avec des analgésiques. Nous avons défini des points limites.

Choix des espèces

Nous utiliserons un modèle des rats Fischer 344, un modèle pertinent pour l'implantation de cellules de gliomes. L’utilisation de ces modèles va nous aider à mieux appréhender la croissance tumorale et surtout avoir un modèle animale très proche des procédures effectuées chez les patients. Les cellules utilisées nous permettent de contrôler la croissance tumorale par imagerie cérébrale. Nous utiliserons des jeunes rats adultes de 6 à 8 semaines, ~200g, pour avoir une croissance tumorale optimale. En effet, les expériences s’étaleront sur 3 semaines donc l’implantation sur des jeunes animaux permet de s’affranchir de l’affaiblissement d’individus plus âgés.

1500 souris et 450 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent des administrations répétées de composés chimiques ou biologiques par diverses voies, avec des prélèvements sanguins pouvant atteindre 20 % du volume circulant et jusqu'à une vingtaine d'interventions par semaine, pour évaluer la toxicité de candidats médicaments sur des rongeurs génétiquement modifiés au niveau du système immunitaire. Le porteur indique que les effets attendus vont de la perte de poids aux atteintes rénales, hépatiques ou immunitaires liées à la souche et au produit testé. Il affirme que ces études réglementaires "nécessitent encore" l'animal et ne peuvent pas être réalisées in vitro.

Objectifs

Ces études peuvent servir à mettre en évidence la nécessité de travailler avec un type de rongeurs en particulier, en recherchant/vérifiant les homologies avec l'homme (par exemple vérification de la liaison du candidat médicament à sa cible pharmacologique dans cette espèce). Ces études permettent d’obtenir des données sur la réponse immunitaire, la toxicité éventuelle du composé, de bien choisir les doses dans les premières études règlementaires, et peuvent également être des études règlementaires. Elles peuvent permettre de comprendre grâce à des investigations perfectionnées les mécanismes de toxicité (toxicité rénale, hépatique, testiculaire...) ou les profils d’immunotoxicité, afin d'établir la pertinence de ces effets observés chez le rongeur en comparaison avec l'humain, avec pour objectif d'assurer la santé des patients humains. Elles permettent également de sélectionner un composé possédant un rapport efficacité/toxicité optimal dans une espèce rongeur. L'efficacité d'un composé peut également être testée sur un modèle pathologique ou un animal transgénique, ici des animaux génétiquement altérés au niveau du système immunitaire. Il est attendu d'utiliser en moyenne 30 rats ou 50 souris par étude et de réaliser jusqu'à 15 études rat et 30 études souris sur la durée du projet (soit environ 3 études rat/an et 6 études souris/an).

Bénéfices attendus

Le développement de composés pharmaceutiques ou chimiques requiert des explorations in vivo chez le rongeur ainsi que des études réglementaires à proprement parler. Ces études peuvent être demandées par les autorités réglementaires, pour affiner ou mettre en place des conditions expérimentales, ou pour répondre à des questions de sécurité, ou pour explorer les mécanismes d’action. Ces études peuvent donc servir à affiner les expériences en amont des études réglementaires qui devront être réalisées par la suite, en permettant de limiter le nombre global d'animaux utilisés dans le développement d'un produit. Elles peuvent aussi directement contribuer à assurer la sécurité non-clinique des médicaments en comprenant mieux leurs mécanismes.

Procédures

Les animaux sont traités, par différentes voies (principalement orale et injection intramusculaire, sous-cutanée ou intraveineuse) de façon journalière ou hebdomadaire (ex : composés biologiques), avec le produit d’intérêt. La durée des administrations est généralement rapide (quelques secondes à quelques minutes) et peut atteindre 30 minutes maximum, dans le cas de perfusions intraveineuses chez le rat. La durée des études peut être courte (un jour) ou longue [en général de 1, 3 ou 6 mois pour les études règlementaires].. Des prélèvements sanguins et urinaires sont également possibles pour bilan hémato-biochimique ou hormonal par exemple ; ils sont réalisés à une fréquence et aux volumes conformes aux recommandations éthiques en vigueur : -Prélèvements multiples: -jusqu’ à 7,5% du sang total circulant peut être prélevé en 24h sans récupération - jusqu’ à 10% du sang total circulant peut être prélevé en 24h avec 7 jours de récupération - jusqu’ à 15% du sang total circulant peut être prélevé en 24h avec 2 semaines de récupération - jusqu’ à 20% du sang total circulant peut être prélevé en 24h avec 3 semaines de récupération -Prélèvement unique: maximum 15% du volume sanguin circulant Tout prélèvement dépassant ces recommandations devra être justifié et fera l'objet d'une réévaluation par le comité d'éthique (balance bénéfice/ contrainte pour l'animal). La manipulation des animaux durant les interventions est généralement inférieure à 1 heure par animal par jour (en considérant, par exemple, une journée avec 1 administration + 6 prélèvements sanguins soit environ 30 min).. Jusqu’à une vingtaine d’interventions peuvent être réalisées par animal et par semaine (en considérant, par exemple, une administration quotidienne et 12 prélèvements sanguins dans la semaine). Une mise en diurèse, n’excédant pas 18h est aussi possible.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus correspondent : - au phénotype dommageable de la souche utilisée (ex : sensibilité aux infections opportunistes...) ; - aux effets pharmacologiques du produit administré (ex : action au niveau du système nerveux central), à l’inconfort lié aux procédures (prélèvements, administration répétée) ; - aux effets systémiques (ex : pertes de poids, baisse de consommation alimentaire) qui peuvent être observés.

Devenir

Les études de toxicologie incluent souvent une analyse histopathologique pour évaluer les potentiels effets toxiques sur les organes et tissus. De plus, les animaux ayant un phénotype dommageable pendant les études ou bien se développant avec l’âge, aucun animal ne sera gardé à l’issue de ces études.

Remplacement

L’évaluation de la toxicité de candidats médicaments selon les règlementations en vigueur nécessite encore l’utilisation d’animaux, et ces études ne peuvent pas être réalisées in vitro. Il n’existe pas encore de méthode alternative in vitro pour mettre en évidence certains effets, en raison notamment de la complexité des organismes vivants, et en particulier des réponses immunitaires. De plus, certaines études ne peuvent pas être réalisées dans des souches sauvages ou transgéniques à phénotype non- dommageable qui ne sont pas adaptées à la recherche de mécanismes d’action ou d’un effet toxique spécifique (ex : immunotoxicité…). Un animal transgénique ou exprimant certaines caractéristiques ou déficiences dans le système immunitaire représente parfois un meilleur modèle pour l’évaluation d’un produit.

Réduction

Le nombre d’animaux par groupe est très variable en fonction du design de l’étude: un ou deux sexes, animaux satellites ou non pour analyses de toxico-/pharmacocinétique ou pharmacodynamie, nombre de temps intermédiaires pour des sacrifices ou analyses spécifiques, type de marqueurs mesurés (sensibilité des méthodes d’analyse), comparaison avec des composés de référence, nombre de doses testées, criblage de plusieurs produits, etc. Pour les études à objectif règlementaire, le nombre d’animaux est précisé dans les lignes directrices correspondantes. En se basant sur des tests statistiques, comprenant a minima des tests de normalité, analyse de la variance et tests comparant les moyennes des groupes, le nombre d’animaux utilisés sera le minimum possible en fonction de ces considérations et des objectifs de l’étude.

Raffinement

L'état général des animaux est surveillé quotidiennement. Les paramètres suivants peuvent être contrôlés régulièrement (en fonction des signes attendus) afin d’évaluer l’état de santé des animaux : poids corporel et consommation de nourriture et d’eau, température corporelle, signes cliniques, morbidité/mortalité (liste non exhaustive). Toute anomalie est signalée au Directeur d’étude et si besoin, au vétérinaire selon la sévérité et le degré d’urgence. Si un ou plusieurs points limites sont atteints (perte de poids continue, signes locaux ou généraux ne pouvant être traités/soulagés...) et que la douleur ne peut pas être suffisamment limitée à son minimum, la décision d'interrompre le traitement ou d'euthanasier l'animal sera prise. Prélèvements sanguins : Des techniques de prélèvement (ex : veine caudale, sublinguale, jugulaire, sous-mentonnière, mandibulaire...) sont utilisées quand elles sont compatibles avec les volumes de sang/fréquences à obtenir. Certains traitements peuvent être réalisés sous anesthésie pour éviter stress, douleur ou inconfort, comme par exemple les administrations intramusculaire, intra-articulaire ou intra-vésicale Les animaux sont hébergés conformément à la Directive 2010/63 avec enrichissements. En général l’hébergement est groupé mais peut être individuel si un protocole expérimental particulier le requiert ou si des problèmes de comportements antisociaux sont anticipés chez certains animaux (notamment les souris mâles âgées de plus de 6 semaines); dans ce cas, ce choix devra être dûment argumenté. Des portoirs ventilés pourront être utilisés selon le phénotype dommageable, le cas échéant après avis du vétérinaire sanitaire.

Choix des espèces

Le choix du rongeur est justifié par : - les objectifs de l’étude : disponibilité d’un modèle de maladie, rongeurs utilisés pour d’autres études précliniques, présence du récepteur pour le composé, données de pharmacocinétique, pharmacodynamie, modèle de déficience dans un gène ou d’un mécanisme d’intérêt, - la comparaison possible avec d’autres études dans ces espèces, - la quantité de données disponibles sur la souche, - des aspects pratiques de manipulation, - sa place dans la phylogénie (l'utilisation de rongeurs sera privilégiée, en première intention, plutôt que celle du chien, du porc ou du primate). Les animaux ont en général 6 à 8 semaines d’âge en début de traitement, correspondant à un âge de croissance, selon les recommandations générales de la règlementation. L’âge peut varier en fonction des objectifs de l’étude (par exemple animaux juvéniles de moins de 6 semaines, matures de plus de 8 semaines, âgés...).

100 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. La moitié reçoit une injection de streptozotocine pour induire un stress oxydant, tous sont gavés d'eau ou d'extraits de tomate ou de baie de goji, puis anesthésiés pour des mesures de fonction vasculaire avant prélèvements. L'objectif déclaré est d'évaluer l'effet antioxydant de poudres alimentaires, la tomate étant décrite comme un ingrédient stratégique pour l'industrie agroalimentaire. Le porteur affirme qu'aucun modèle de substitution in vitro n'existe pour évaluer l'impact d'un aliment sur la fonction vasculaire.

Objectifs

L'objectif est d’évaluer l’effet antioxydant de poudres issues de différents lots de tomates contrastées ainsi que d'un lot de baie de goji. En effet, la tomate et la baie de goji sont des aliments dont la consommation est associée à des effets bénéfiques pour la santé, mais leur profil nutritionnel dépend du génotype et des conditions de production. La poudre de tomate est un ingrédient stratégique pour l’industrie agroalimentaire et utilisée dans diverses préparations (soupes, snacks, préparation pour bébés). Les effets santé de la tomate sont partiellement attribués aux caroténoïdes qui sont reconnus, entre autres, pour leur rôle d’antioxydants ou de précurseurs biodisponibles de la vitamine A. La tomate est la première source d’apports alimentaires en lycopène, un caroténoïde principalement accumulé dans le tissu adipeux et ayant des propriétés antioxydantes importantes. Lors de la digestion, les caroténoides sont métabolisés et distribués dans l'organisme. Peu d'études mettent en évidence un effet protecteur de ces métabolites sur la fonction cardiovasculaire in vivo. De plus, l'effet propre au génotype de tomate associé à son cocktail de micronutriments ainsi que celui de la baie de goji, au delà des caroténoides, reste à évaluer.

Bénéfices attendus

Le projet doit apporter une meilleure connaissance des mecanismes de protection apportés par les caroténoides et antioxydants présent dans notre alimentation.

Procédures

La moitié de animaux recevra une injection intrapéritonéale d'une molécule induisant une hausse de la glycémie 72 heures avant l'évaluation de la fonction vasculaire. Les animaux seront soumis à une supplémentation orale aigue (1 traitement oral) en eau ou extraits de tomate ou baies de goji (15ml/kg). Une anesthésie sera réalisée et associée à une injection d'analgésique afin de réaliser des doses-réponse de molécules vasomotrices au niveau des tissus vasculaires.

Impact sur les animaux

La supplémentation par voie orale ainsi que l’induction de l’anesthésie gazeuse pouvant être source de stress ou de douleurs modérées pour l’animal, les animaux seront habitués au gavage par un manipulateur expérimenté. L'injection de Streptozotocyne peut entrainer des douleurs faibles au site d'injection. De plus, l'induction de l'anesthésie et la mise en place du stress oxydant par injection de Streptozotocine se tiendront strictement en dehors du lieu d'hébergement.

Devenir

La réalisation de prélèvements sanguins et tissulaires post-mortem nécessite la mise à mort des 100 rats Wistar en fin de procédure.

Remplacement

L'impact d'un stress oyxdant et les potentiels effets compensatoires apportés par la consommation d'une préparation à base de tomate ou de baies de goji sur le flux de perfusion ne peut s'étudier qu'à l'aide d'un modèle in vivo sur l'animal. En effet il n'existe à l'heure actuelle aucun modèle de substitution in vitro pour évaluer l'impact d'un aliment sur la fonction vasculaire.

Réduction

Compte tenu de la variabilité et de la stabilité de la mesure, Un n de 10 animaux par groupe apparait comme le nombre minimum nécessaire pour mettre en évidence des variations relatives de 10% de flux de perfusion entre les groupes.

Raffinement

Les animaux sont stabulés une semaine après leur arrivée, avant toute procédure, pour s’acclimater à leurs conditions d’hébergement. Afin de permettre la formation de groupes sociaux, les rats sont hébergés en cages de 3 individus avec un enrichissement du milieu ((tubes, coton, bâtons à ronger). La température et l’hygrométrie sont contrôlées dans des conditions constantes de température avec des cycles jour/nuit de 12 heures et un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau. Les animaux sont visités quotidiennement par un personnel formé qui contrôle le bien-être des animaux à l’aide d’une fiche intégrant les différents point limites. Afin d’éviter toute douleur, les procédures seront réalisés sous anesthésie associée à une analgésie. Une phase d'habituation au gavage sera réalisée pendant 3 jours avant le début de l'étude. Cette période d'habituation vise à diminuer le stress lié à la préhension et au gavage.

Choix des espèces

Le rat est un modèle de choix car la physiologie digestive et cardiovasculaire des rongeurs présente de grandes similitudes avec celle de l’homme. Afin d'éviter des modifications liées au développement des animaux, les animaux seront utilisés à un stade mature (rats de 12 semaines) pour être représentatif d’une population adulte.

1 800 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils subissent deux chirurgies cérébrales pour l'injection de virus et l'implantation d'une lentille d'imagerie, une consommation forcée d'alcool sur plusieurs semaines et une tâche d'auto-administration, pour étudier les circuits cérébraux de l'addiction. Le porteur indique que les rats ne développant pas de consommation excessive ou échouant à la tâche sont euthanasiés en cours de route, ce qui explique le grand nombre d'animaux engagés. Sur le remplacement, il affirme que ces effets ne peuvent être étudiés sur modèles cellulaires et que seuls des rats modifiés permettent de cibler les neurones visés.

Objectifs

L’alcoolo-dépendance est une maladie chronique et hautement récidivante en dépit des thérapies existantes puisque 70% des patients rechutent après 12 mois de prise en charge (plus de 90% après 4 ans). Le trouble de l’usage d’alcool (TUA) et toutes les conséquences liées à la consommation d'alcool représentent une charge importante pour la santé publique et les économies du monde entier, notamment en France et particulièrement dans notre région. À l'instar des autres dépendances aux drogues, le TUA est défini comme un syndrome pathologique caractérisé par une perte de contrôle et des envies incontrôlables (« craving »), la persistance de la consommation en dépit des conséquences (usage compulsif), un mal-être et des symptômes physiques à l’arrêt de la consommation (sevrage) et des rechutes qui peuvent survenir même après des années d'abstinence. C’est une maladie grave, complexe, fréquente et hautement invalidante qui est dévastatrice non seulement pour l’individu mais aussi pour l’entourage et la société. Pour identifier les cibles thérapeutiques qui amélioreront les options de traitement disponibles pour le TUA, il y a donc un besoin critique de comprendre les mécanismes neurobiologiques qui sous-tendent l'apparition, le maintien et la rechute de cette addiction à d'alcool.

Bénéfices attendus

Sur le plan scientifique, les données du présent projet offrent non seulement une meilleure compréhension des mécanismes neurobiologiques à la base de l’addiction à l’alcool, mais aussi ouvrent des possibilités en termes de nouveaux traitements cellulaires et génétiques de cette maladie. Ce projet scientifique est très ambitieux et très original car il va combiner des techniques de pointes avec l’utilisation des modèles animaux validés pour évaluer le développement d’addiction à l’alcool. Vu la pertinence et l’innovation du projet, les retombées seront importantes en termes de mise en place de techniques originales in vivo, chez l’animal vigile, ce qui n’est pas courant et mérite donc d’être souligné. Les résultats permettront aussi d’avoir des données en fonction du sexe, ce qui est important à l’heure actuelle car ce facteur est assez peu étudié dans les recherches du domaine. Le protocole est aussi original, dans le sens ou l’approche longitudinale va nous permettre d’obtenir des données aux différentes étapes des processus impliqués dans l’addiction et nous serons donc en mesure de proposer des interventions dans le champ de la prévention, avec l’idée d’intervenir précocement. Nous serons en mesure d’identifier des mécanismes dans des voies neuronales spécifiques et dans des types de neurones spécifiques et de démontrer que leur modulation permet de jouer sur la consommation d’alcool et sur certains critères de l’addiction. Cela avancera notre compréhension de comment les structures du circuit de récompense, impliquées dans l’évaluation de la récompense et le control cognitifs (système top-down), sont modifiées suite à l’exposition à l’alcool et comment ces régions cérébrales sont impliquées dans les comportements liés à l’addiction à l’alcool.

Procédures

Les animaux vont subir deux chirurgies espacées de 3 semaines dans le but d'injecter un virus dans différentes structures cérébrales en premier lieu, d'implanter une lentille d'imagerie et de placer une base crânienne d'un miniscope en deuxième lieu. La première chirurgie durera environ 30 minutes, tandis que la deuxième prendra environ une heure. Des prélèvements de sang pour évaluer l'alcoolémie seront réalisés à la lors des différentes étapes de la procédure 1 (début et à la fin de la procédure de la consommation volontaire et à la fin de l'apprentissage opérant d'alcool) et 2 (expériences visant à tester la compulsivité et de la rechute). Nous prévoyons de prélever entre 150 et 200 μL de sang veineux à chaque prélèvement, en respectant un intervalle d'au moins 2 semaines entre chaque prélèvement. Les rats seront anesthésiés pendant le prélèvement, ce qui prendra moins de 2 minutes.

Impact sur les animaux

Ces expériences doivent être réalisées avec des animaux placés individuellement dans des cages, ce qui peut entraîner un stress social chez notre modèle animal. D'expérience, les étapes de consommation volontaire d'alcool ne conduisent à aucune souffrance ou douleur chez nos animaux. Les phases qui vont faire subir aux rats une certaine douleur sont les procédures chirurgicales visant à injecter les vecteurs viraux et à implanter des lentilles intracrâniennes.

Devenir

Pour induire une forte consommation d'alcool chez les rats, une première étape de consommation volontaire intermittente est réalisée pendant environ 8 semaines. Les rats ont accès à deux bouteilles pendant 24 heures : une contenant de l'alcool à 20% v/v et une contenant de l'eau. Certains rats développent une consommation excessive d'alcool après environ 10 à 12 sessions, tandis que d'autres ne le font pas. Ceux qui ne développent pas une consommation excessive d'alcool sont euthanasiés, et des échantillons de tissus tels que le foie ou le cerveau peuvent être prélevés sur ces animaux pour des tests ultérieurs. Les rats qui réussissent la tâche d'auto-administration opérante d'alcool sont sélectionnés pour les chirurgies. Ceux qui ne parviennent pas à acquérir cette compétence sont également euthanasiés eet des échantillons de tissus peuvent être prélevés sur eux. À la fin de l'étude, les animaux tous les animaux seront anesthésiés.

Remplacement

Les conséquences de l’exposition répétée à l’alcool sur le circuit de la récompense ne peuvent pas être étudiés en utilisant des modèles cellulaires, qui par nature ne récapitulent pas la complexité de l’organisation cérébrale en réseaux neuronaux complexes. L’étude de ces effets nécessite donc l’analyse d’organismes vivants et entiers. De plus nous utiliserons des rats génétiquement modifiés permettant de cibler spécifiquement les différentes population neuronale dans nos régions d’intérêt dans le cadre de ce projet, ces modèles n’existent que chez Le rongeur.

Réduction

Pour les tests comportementaux, nous identifions le minimum d’animaux nécessaires pour un résultat statistiquement significatif, qui est déterminé en utilisant une « power analysis » basée sur nos résultats précédents, et un n = 30/groupe est généralement suffisant. Il est donc nécessaire de commencer avec un grand nombre d'animaux dans nos groupes. Si nous avons initialement 30 rats par groupe, nous perdrons ensuite environ 15 à 20 % des rats après la première étape d'acquisition de consommation volontaire excessive d'alcool, puis encore 15 à 20 % à la seconde étape d'acquisition de tâche opérante. Cela nous amènera à avoir une vingtaine de rats par groupe avant les tests de compulsivité. Théoriquement, nous aurons au maximum 5 à 6 rats qui développeront un comportement compulsif. Cela représente le nombre minimum nécessaire pour effectuer des tests statistiques. A noter donc qu’il est des fois nécessaires de répéter chaque expérience sur deux cohortes indépendantes, si le nombre de rats compulsif est inférieur à 5. Ces études se feront de manière longitudinale, afin de tester plusieurs paramètres (la consommation du type «binge »; perte de contrôle ; motivation ; consommation compulsive ; abstinence et rechute) chez le même animal afin de réduire au maximum le nombre de rats utilisés. Par ailleurs, les animaux sont surveillés quotidiennement.

Raffinement

Les conditions d’hébergement sont optimisées en fonction des comportements naturels des rongeurs : les rats sont hébergées en groupe sociaux de 2 animaux par cage (Sauf besoin expérimental), et chaque cage est enrichie avec un barreau à ronger et des papiers absorbants pour faire un nid. Enfin, les procédures invasives seront réalisées sous anesthésie (anesthésique profond et un anesthésique local autour du site de chirurgie) et les animaux recevront un traitement antidouleur. La température corporelle de l’animal sera maintenue grâce à un tapis chauffant thermostaté jusqu’au complet réveil de l’animal. Les animaux seront ensuite suivis et la souffrance sera évaluée. En plus des points limites spécifiques à chaque procédure, nous utiliserons une grille d’évaluation jusqu’à la mise à mort des animaux.

Choix des espèces

Le rat est l’animal le plus couramment utilisé dans les études d’auto-administration opérante d’alcool de part ses capacités d’apprentissage de la tâche opérante mais également pour son attrait naturel pour l’alcool. Les rats adultes seront agés de 8 semaines à leur arrivée au laboratoire pour une utilisation allant de quelques semaines à plusieurs mois.