Rats

18 000 souris, 2 000 rats et 2 050 hamsters dorés vont recevoir pendant jusqu'à soixante semaines une nourriture riche en graisses et en sucres, et une eau sucrée, afin de développer obésité, diabète, dyslipidémie et stéatose hépatique. Les procédures relèvent d'un niveau de souffrance modéré, avec jusqu'à 240 piqûres de la veine caudale par animal pour mesurer la glycémie, et le porteur reconnaît que la maladie induite peut aller jusqu'à la fibrose, la cirrhose ou un cancer du foie. La majorité de ces 22 050 rongeurs part ensuite vers le laboratoire d'un client qui les utilisera dans son propre projet, les cinquante hamsters servant à entraîner le personnel au prélèvement sanguin étant, eux, tués. Rendre malades des rongeurs par lots pour les livrer comme modèles d'évaluation de médicaments : le porteur compte ce travail parmi les bénéfices pour l'animal, au titre de "l'amélioration des connaissances scientifiques pour l'espèce utilisée".

Objectifs

A l’échelle mondiale, les maladies liées au surpoids représentent une part non négligeable des décès estimé à plus de 1,2 million par an. En 2016, 650 millions d’adultes étaient obèses, soit 3 fois plus qu’en 1975. En 2021, le diabète affecte plus de 537 millions de personnes. La dyslipidémie et la NASH (stéatose hépatique non- alcoolique) sont provoqués par le diabète et l’obésité. La dyslipidémie touche quelques milliers de patients chaque année en France et la société nationale française de gastro-entérologie considère qu’un quart de la population française est touché par la NASH. Par l'alimentation de rongeurs avec un régime riche en lipides et glucides, il est possible d'induire ces phénotypes spécifiques : obésité, dyslipidémie, diabète et NASH. Ces rongeurs avec syndromes métaboliques seront utilisés chez nos clients pour évaluer les effets de médicaments.

Bénéfices attendus

Ce projet aura des bénéfices pour l’homme. Ce projet pourra amener à long terme des solutions thérapeutiques pour traiter les syndromes métaboliques du surpoids et du diabète. Ce projet permettra de générer des données scientifiques robustes chez l'animal pour pouvoir passer ultérieurement aux premières administrations chez l'homme, étape indispensable dans le processus de développement et de mise sur le marché de nouvelles molécules. Pour l’animal, les bénéfices attendus sont principalement une amélioration des connaissances scientifiques pour l’espèce utilisée grâce au développement de méthodes de raffinement de plus en plus adaptées et à la sélection de l’espèce la plus adéquate pour répondre aux objectifs scientifiques attendus.

Procédures

Les animaux auront à disposition un aliment standard et/ou un aliment riche en gras et/ou en sucre et une eau standard et/ou une eau additionnée de sucre, pendant 60 semaines maximum. Des prélèvements sanguins pour mesurer la glycémie pourront être faits, et consisteront en un prélèvement d'une goutte de sang au niveau de la veine caudale, avec ou sans mise à jeun (mise à jeun de 4 à 6 heures maximum), sur les animaux en aigue (maximum 2 mesures par jour par animal, avec 3 jours de récupération entre 2 séries de mesures, ce qui fait 240 prélèvements sur toute la durée du protocole) ou en chronique (une mesure par animal par semaine, ce qui fait 60 prélèvements sur toute la durée du protocole). La durée du prélèvement ne dépassera pas 1 minute.

Impact sur les animaux

Au fil de la prise alimentaire riche en gras et/ou sucres et d’un abreuvement standard ou riche en sucre, les animaux pourront exprimés des signes cliniques plus ou moins modérés. Les animaux vont développer une obésité et des syndromes métaboliques tels diabète, dyslipidémie, insulino-résistance, NASH pouvant aller jusqu’à une fibrose, une cirrhose ou un cancer du foie à long terme (après la phase préparatoire). Le prélèvement sanguin peut induire un léger stress transitoire et une légère douleur.

Devenir

La majorité des animaux sont expédiés à un laboratoire de recherche pour une utilisation dans son projet de recherche. Les animaux qui auront servi à l’entrainement au prélèvement sanguin seront mis à mort, ne pouvant être utilisés dans une autre procédure.

Remplacement

L’induction de modification métabolique chez l’animal fait intervenir plusieurs types cellulaires produisant des facteurs tendant à moduler ou amplifier la réponse. Toute cette cascade d’événement faisant intervenir des facteurs autocrines, paracrines ou exocrines aussi variés que complexes ne permet pas une étude significative et déterminante in vitro. Par ailleurs, l'objet de cette étude est d'évaluer l'impact sur une fonction vitale de l'organisme, ce qui ne peut être fait que sur un organisme vivant.

Réduction

Nous réalisons ce protocole alimentaire pour proposer un modèle animal pertinent avec un nombre minimal et suffisant d’animaux pour atteindre l'objectif scientifique. Le nombre d’animaux pour chaque espèce est estimé selon un prévisionnel de demandes basé sur les années précédentes. Les animaux dédiés à l’entraînement ne concernent que les hamsters, car la maîtrise du prélèvement sur la veine saphène nécessite une phase d’apprentissage préalable avant toute manipulation sur les animaux du protocole.Un nombre de 5 hamsters pourra être utilisé pour l’entrainement des personnes au prélèvement à la veine saphène avant chaque lot. Avec 2 lots par an, il sera utilisé 50 hamsters sur les 5 ans.

Raffinement

Une surveillance des animaux est faite quotidiennement pour déceler tout signe clinique anormal et atteinte des points limites tout au long de cette phase préparatoire. En cas d'anomalie clinique observée sur un animal, une grille de scoring général sera utilisée afin de déterminer l'atteinte de points limites et de décider du devenir de l'animal. Enfin, les contentions et prélèvements seront réalisés par un personnel formé et expérimenté.

Choix des espèces

Les souris, rats et hamsters sont des espèces animales les plus pertinentes et les plus couramment utilisées pour évaluer les effets bénéfiques d'un produit sur les maladies métaboliques liés au surpoids car elles développent naturellement ce type de pathologie ayant une affinité à la nourriture grasse et sucrée similaire à l’Homme. Pour les hamsters syriens dorés, ils ont un métabolisme des lipoprotéines imitant la dyslipidémie humaine car il exprime la protéine de transfert des esters de cholestérol (CETP). Les animaux pourront commencer le régime alimentaire à partir de l’âge de 4 semaines (âge minimum). À cet âge, le métabolisme est encore en développement, ce qui permet une meilleure induction de l’obésité par le régime enrichi en graisses et/ou en sucre. De plus, une mise en place précoce du régime permet une meilleure standardisation entre les individus et augmente la robustesse du modèle.

Maintenus autour de 90 % de leur poids de forme pour rester motivés par la récompense alimentaire, 114 rats sont utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à la fin pour analyse de leur cerveau. Ils apprennent une tâche une heure par jour, au moins cinq jours sur sept pendant deux à trois mois, avant une opération d'une heure trente pour implanter des électrodes dans deux régions cérébrales, puis un à deux mois d'enregistrement. Le porteur qualifie cette restriction de temporaire et affirme qu'elle "impacte très peu" leur bien-être, tout en ajustant la ration dès que le poids passe deux jours de suite sous le seuil. L'objectif premier reste fondamental, comprendre quand le cerveau décide d'agir, les indications sur les troubles cognitifs humains venant en second et sans échéance.

Objectifs

Le comportement est adapté s'il est géré correctement et de façon flexible dans le temps, et décider quand agir est un processus fondamental dont la base neurobiologique reste largement inconnue. Le projet vise à analyser l'organisation fonctionnelle de deux zones du cerveau, et leur modulation, dans le contrôle flexible de l'action dans le temps. Sur la base de données récentes, nous faisons l'hypothèse que la coordination d'un comportement adapté dans le temps nécessite une interaction précise au sein des circuits neuronaux. L’objectif général de ce projet est d’évaluer l’implication de ces réseaux grâce à l’enregistrement de neurones de deux régions du cerveau afin de caractériser la signature neuronale et l’interaction entre les deux zones cérébrales lors de l’adaptation comportementale à différentes règles spatiotemporelles. Cette étude nous apportera des informations importantes et nouvelles sur le rôle de ces circuits dans la flexibilité temporelle.

Bénéfices attendus

Ce projet apportera une information précieuse sur les réseaux neuronaux impliqués dans la flexibilité comportementale. Outre son intérêt en recherche fondamentale (objectif premier de l’étude), ce projet devrait fournir des indications précieuses en recherche translationnelle dans la mesure où des dysfonctionnements préfrontaux avec des altérations des fonctions exécutives (dont les flexibilités cognitives) ont été décrits dans plusieurs maladies du cerveau (ex : Schizophrénie, addictions).

Procédures

Dans ce projet, tous les rats seront entraînés à réaliser une tâche comportementale qui nécessite une légère restriction alimentaire initiale (~1 semaine) suivie d'un apport de nourriture contrôlé quotidien (2-3 mois). L'apprentissage est réalisé à raison d’une séance d’une heure par jour au moins 5 jours sur 7, puis subiront une intervention chirurgicale sous anesthésie générale (durée environ 1h30) pour implanter des électrodes dans deux régions d’intérêt. Les animaux sont isolés d'un à trois jours maximum après la chirurgie pour permettre une bonne cicatrisation, puis remis en cages collectives. Après une semaine de récupération post-chirurgie, ils seront ré-entrainés à la même tâche comportementale (2 semaines) puis enregistrés pendant la réalisation de cette dernière (un à deux mois).

Impact sur les animaux

La tâche comportementale n’est pas stressante en soi, mais nécessite que l’animal ait une certaine motivation pour explorer l’environnement et chercher le renforcement positif (récompense alimentaire). Pour être au plus près du comportement naturel et favoriser la motivation, nous procéderons à une alimentation contrôlée, en donnant la nourriture immédiatement après la séance comportementale en quantité suffisante (90-95% de la ration normale), de façon à ce qu’il n’y ait pas de reste de nourriture le lendemain, mais que l’animal ait une légère sensation de faim garantissant la motivation des animaux à obtenir une récompense alimentaire. Cependant, pour amorcer leur motivation à effectuer la tâche, les animaux seront restreints dans les premiers jours de la tâche comportementales de façon à les maintenir autour de 90% de leur poids. Le poids de l’animal est vérifié quotidiennement juste avant la tâche (donc au moment le plus éloigné de la dernière ration) et la quantité de nourriture est ajustée si le poids descend en dessous de 90% deux jours consécutifs, critère basé sur nos expériences précédentes. La nourriture sera ensuite progressivement augmentée de manière à ce que les rats réatteignent leur poids de forme théorique. Cette restriction temporaire est en partie compensée par la nourriture obtenue au cours de la tâche comportementale et impacte très peu leur bien-être. Un autre point de vigilance concerne la chirurgie. La chirurgie d’implantation des électrodes est faite sous antalgique et anesthésie générale, mais présente un risque de diminution du bien-être animal dans les moments/jours qui suivent la chirurgie (inconfort, fatigue et parfois douleur).

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure (pour analyse des cerveaux).

Remplacement

Ce projet de recherche fondamentale s’inscrit dans le champ des Neurosciences comportementales. En effet, l’évaluation comportementale et neurobiologique en réponse à un changement de règle spatiotemporelle nécessite l’utilisation d’organismes entiers et vivants. L'utilisation d'animaux dans ce projet est nécessaire car nous ne pouvons pas déterminer les codes neuronaux sous-tendant le comportement sans faire appel à l’implantation d’électrodes qui ne peut se faire chez des sujets humains. De plus, les espèces d'invertébrés n'ont pas la capacité pour les comportements décisionnels étudiés dans ce projet et, à l'heure actuelle, ces comportements n'ont été démontrés que chez les mammifères et les oiseaux. De même, l’approche neurocomputationelle faisant appel à la modélisation est utile, mais complémentaire des approches invasives in vivo permettant de vérifier la véracité des modèles prédictifs. Dans ce contexte il demeure nécessaire d’avoir recours à l’expérimentation animale.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés sera minimisé autant que possible grâce à l’étude de plusieurs paramètres chez le même animal. Nous avons calculé le nombre de rats minimal par groupe pour obtenir des résultats significatifs et exploitables, en tenant compte de la perte de certains animaux (comportement temporel instable, perte à la chirurgie, mauvaise localisation des électrodes, mauvais signal d’enregistrement).

Raffinement

Après quelques jours d’acclimatation à leur arrivée dans l’animalerie, les rats sont manipulés et pesés quotidiennement au moins une semaine avant le début de l’entraînement à la tâche comportementale, afin de les habituer à l’expérimentateur et de laisser les rats s’habituer à la quantité contrôlée de nourriture. Pour la procédure chirurgicale, des protocoles appropriés d’analgésie et d’anesthésie seront appliqués. Le suivi postopératoire sera effectué quotidiennement par l’expérimentateur ou les zootechniciens pour s’assurer de la récupération complète des rats. Des points limites associés à des actions sont identifiés pour le cas où les mesures de prises en charge de la douleur et de l’inconfort pouvant résulter de l’étape chirurgicale ne seraient pas suffisantes. Nous avons aussi optimisé les équipements comportementaux pour permettre aux animaux porteurs d’implants cérébraux de se mouvoir avec le maximum de confort (mangeoire de haute taille, écran tactile à toucher avec le nez au lieu d’un trou où mettre son nez ce qui donne le risque de cogner l’implant). De plus, nous utilisons un cache des implants permettant de loger les animaux à deux par cage et nous avons dessiné et imprimé à l’imprimante 3D des supports d’implants cérébraux améliorant là aussi le confort des animaux en réduisant les possibilités d’accroches dans l’environnement de test. L’enrichissement des rats implantés est aussi modifié (maison en carton à la place des tunnels de plastique) pour empêcher les rats de se faire mal en se coinçant l’implant. Nous réduirons au maximum les techniques douloureuses ou stressantes. Chaque animal sera suivi tout au long de l’expérience afin de détecter tout indicateur de souffrance et déterminer si besoin l’arrêt de l’expérimentation en accord avec les conseils vétérinaires.

Choix des espèces

D’une façon générale, les rongeurs sont un bon modèle d’étude des circuits neuronaux des processus cognitifs, largement conservés le long du phylum. De plus, de nombreuses épreuves comportementales spécifiques permettent de modéliser chez le rongeur des aptitudes cognitives complexes. Les rats ont été sélectionnés pour ce projet car la littérature sur l’apprentissage temporel, dont nos propres publications, est majoritairement basée sur des études chez le rat, fournissant une base de connaissances solide. Les analyses anatomiques et fonctionnelles dans ces expériences s'appuient sur une richesse de connaissances sur la structure anatomique et la neurochimie du rat. Par ailleurs, le rat est généralement considéré comme ayant des capacités cognitives plus évoluées que la souris et la taille supérieure du rat nous permet de réaliser des interventions plus spécifiques au niveau central. Ce modèle animal est donc le plus approprié à la fois pour les études comportementales et neurobiologiques. Nous utilisons pour ce projet de jeunes adultes âgés de trois mois environ au début des expériences, pour s’assurer que le cortex préfrontal et sa connectivité soient matures dès le début de l’apprentissage de la tâche comportementale.

480 rats et 288 souris vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Trois injections par semaine pendant sept semaines leur administrent une molécule qui abîme le foie, avec une absence de prise de poids, une déshydratation et, dans les formes avancées, une dégradation de l'état général que le porteur ne peut pas exclure. Chaque animal passe ensuite une à deux séances d'IRM par semaine sous anesthésie générale, avec injection d'un agent de contraste, pour caler des marqueurs d'imagerie de la fibrose hépatique transposables au diagnostic humain. Le porteur présente l'imagerie du petit animal vivant comme un "maillon indispensable" et affirme que ces marqueurs permettraient de remplacer les "nombreux sacrifices d'animaux" des études à venir.

Objectifs

Le syndrome métabolique est un ensemble de désordres incluant le diabète, l'obésité ou la stéatose hépatique, qui constituent un problème de santé majeur dans les pays occidentaux. Sa prévalence est estimée entre 25% et 30% de la population et pour les patient atteints du diabète du type 2, elle monte à 70%. Ce syndrome est un facteur de risque pour les maladies cardio-vasculaires, la cirrhose et le cancer. Ce syndrome se caractérise par un foie gras, inflammé avec présence de fibrose. La présence de fibrose est un marqueur de la gravité de la maladie et sert à la stratification des patients. La présence de surcharge en fer est un facteur aggravant de la maladie. Afin de limiter la progression de ces désordres métaboliques, l’industrie pharmaceutique tente de développer des molécules pour restaurer la fonction des tissus endommagés (pancréas, foie, tissus adipeux...). Des études histologiques ont déjà été réalisées pour valider les modèles ani-maux. Cependant, plusieurs problèmes persistent, notamment le nombre très important d’animaux utilisés (pour évaluer l’évolution de la pathologie à différents temps, pour évaluer la sévérité de la pathologie, évaluer l’efficacité d’un traitement, etc..). L’Imagerie par Résonance Magnétique (IRM) est une technique incontournable pour le diagnostic médical, grâce à sa bonne résolution spatiale, son caractère non-traumatique et sa grande variété de contrastes. L’IRM devrait permettre de définir des bio-marqueurs IRM pour détecter la pathologie et la sévérité de la fibrose pour ensuite évaluer l’impact de médicaments sur la pathologie, sans avoir recours à une biopsie. Ces marqueurs ont pour objectifs d’être, à terme, utilisés en routine clinique chez l’homme. Ce projet est donc basé sur le développement de séquences IRM sur le petit animal pour obtenir des informations précises et fiables, en 3D et en des temps d’acquisition rapides.

Bénéfices attendus

Ce projet va permettre de développer des méthodes IRM produisant des marqueurs fiables de désordres hépatiques. Ainsi, il n’y aura plus besoin d’utiliser un grand nombre d’animaux pour les futures études, développant des traitements contre les désordres métaboliques. De plus, ces méthodes IRM seront transférables à l’homme, et limiteront ainsi le recours à des biopsies régulières sur les patients.

Procédures

Les animaux vigiles seront soumis à trois injections intrapéritonéales par semaine de sérum physiologique ou d’une molécule induisant un désordre hépatique, pendant 7 semaines. Ensuite, les animaux seront imagés par IRM sous anesthésie générale une à deux fois par semaine. Une fois par semaine (lors d’une session IRM), un agent de contraste sera injecté par voie intraveineuse. Suite à la session d’imagerie, les animaux recevront une injection intra-péritonéale d’un mélange d’antalgique et d’analgésique avant d’être euthanasiés.

Impact sur les animaux

Une absence de prise de poids et une deshydratation sont attendues dans ces modèles. De plus, dans les formes les plus avancées de la pathologie, une dégradation de l’état général n'est pas à exclure.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés afin de corréler les biomarqueurs IRM aux analyses histologiques.

Remplacement

Notre projet est à visée translationnelle. En effet, nous souhaitons développer des séquences IRM permettant le diagnostic et l’évaluation de la sévérité de désordres hépatiques chez l’homme. L’imagerie du petit animal vivant est donc un maillon indispensable dans ce processus. En effet, nous souhaitons détecter l’apparition d’une maladie (diagnostic précoce) et ensuite suivre son évolution (pronostic). Ceci permettrait de remplacer les nombreux sacrifices d’animaux en fournissant des biomarqueurs fiables et robustes grâce à l’obtention d’images avec des résolutions spatiales élevées, et des informations quantitatives. Tout cela, dans le but de suivre plus tard l’application de traitements contre les désordres métaboliques.

Réduction

Du fait de la non-invasivité de l’IRM, les mêmes animaux seront imagés plusieurs fois avec un minimum d’une semaine entre chaque examen. Ainsi chaque animal sera son propre contrôle. Cette démarche permet de limiter le nombre d’animaux au strict nécessaire. De plus, sur la base de publications scientifiques, il était estimé un écart-type standard d’environ 25% sur la plupart des expérimentations réalisées. Nous utiliserons les tests statistiques pour comparer les biomarqueurs entre des animaux pathologiques et des animaux sains, ainsi qu’entre animaux à différents stades de la pathologie.

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans des cages collectives, avec de l’enrichissement (bâtonnets de bois à ronger, matériaux de construction de nid, maisonnette pour le souris, tubes en carton pour les rats, litière) et de la nourriture et de l’eau à volonté. L'utilisation d'anesthésies gazeuses générales lors des procédures, la présence d'un tapis chauffant permettant de maintenir la température interne des animaux et le contrôle de la respiration permettent d'assurer un réveil rapide des animaux. Il est à rappeler que l’expérience d’IRM en elle-même ne génère aucun signe de souffrance visible. Une surveillance régulière de la santé et du bien-être des animaux sera réalisée, comprenant des signes au niveau du comportement, de la mobilité, de la perte de poids, et de l’apparition de symptômes cliniques. Si des signes de mal-être apparaissent, les animaux seront pris en charge par un analgésique. Des points limites ont aussi été instaurés, induisant une euthanasie immédiate. L’état de santé des animaux sera suivie quotidiennement.

Choix des espèces

Les animaux sélectionnés sont largement utilisés et caractérisés par la communauté scientifique afin d'étudier la progression du diabète, de l’obésité et des désordres hépatiques. Ils ont une progression pathologique similaire à celles observés chez l'Homme. En particulier, les rats sont très bien caractérisés au niveau métabolique. Tous les animaux seront utilisés à l’âge adulte. Ceci permet d'une part de reproduire ces modèles couramment utilisés par la communauté scientifique et d'autre part d'éviter de considérer les effets due à l'immaturité du tube digestif des animaux non-adultes qui pourront altérer nos conclusions.

Ligature de l'uretère, chirurgie de 30 à 60 minutes, administrations jusqu'à trois fois par jour pendant six mois, prises de sang hebdomadaires et 24 heures en cage métabolique : 5886 souris et 2736 rats vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, tous tués pour la collecte des tissus. Le porteur décrit perte de poids et d'appétit, déshydratation, démangeaisons, prostration et tremblements dans les jours qui suivent l'induction de l'insuffisance rénale. Il prévoit environ 1710 animaux par an pour tester une trentaine de candidats médicaments, avec 15 animaux par groupe parce qu'il anticipe 30 % de pertes ou de non-réponses. Le projet est justifié par l'échec fréquent des essais cliniques, attribué à des modèles animaux peu représentatifs des pathologies humaines, auxquels le porteur répond par d'autres modèles animaux.

Objectifs

Environ 10 % de la population mondiale est atteinte de maladie rénale chronique, pathologie progressive marquée par des lésions du tissu rénal entraînant une perte de sa fonction. Divers facteurs, notamment les maladies cardiovasculaires et métaboliques (comme l'hypertension et le diabète), ainsi que certains traitements médicamenteux, aggravent l'évolution vers l'insuffisance rénale chronique après des lésions aiguës. Toutefois, les mécanismes biologiques précis responsables de cette progression restent mal compris. A ce jour, il n’existe encore aucune thérapie permettant de soigner ou de limiter l’avancement des maladies rénales. Les recherches pour développer de nouveaux médicaments se heurtent à un taux d’échec élevé en essais cliniques, en grande partie à cause de modèles expérimentaux peu représentatifs des pathologies humaines. En effet, les modèles utilisés couramment ne permettent pas de reproduire les conditions observées chez l’Homme et manque de pertinence physiologique notament par l'absence de pathologies associées comme l'obésité, le diabètes ou le vieillissement. Ainsi, ce projet vise à mettre en place de nouveaux modèles animaux (chez le rat et la souris) d’insuffisance rénale aiguë à chronique afin de mieux évaluer l’efficacité de candidats médicaments dans des contextes pathologiques spécifiques. Les modèles développés mimeront des maladies rénales humaines comme la néphropathie diabétique, la fibrose rénale, lésion rénale induite par l'hypertension artérielle ou médicamenteuse.

Bénéfices attendus

La mise en œuvre et la réussite de ce projet permettront de développer de nouveaux modèles expérimentaux chez l'animal, reproduisant plusieurs troubles physiologiques similaires à ceux observés chez l’être humain. Ce modèle servira à évaluer l’efficacité de nouveaux médicaments contre les maladies rénales, dans des conditions plus proches de la réalité humaine. L’objectif est d’améliorer la pertinence des tests précliniques et de réduire le taux d’échec des candidats médicaments lors des essais cliniques.

Procédures

Le projet se déroulera en deux phases expérimentales : - Phase 1 : Validations des conditions expérimentales. Cette étape vise à optimiser les paramètres du modèle sur un nombre limité d’animaux (n=18 par procédure, 4 procédures, soit 72 animaux au total), en s’appuyant sur des protocoles établis dans la littérature. La durée dépendra de la procédure (3 jours à 6 mois). - Phase 2 : Evaluation pharmacologique. Elle consistera à tester environ 38 candidats médicaments par an, répartis en 3 groupes de 15 animaux par molécule, soit un total d’environ 1 710 animaux/an. Tous les animaux bénéficieront d’une période d’acclimatation d’au moins 7 jours avant le début des expérimentations. Les interventions prévues incluent : 1) Administrations de traitements (0.5 - 1 min par administration) réalisées sur animaux vigiles, jusqu’à trois fois par jour selon le protocole, pendant une période variant de 3 jours à 6 mois ; 2) Prélèvements sanguins (3 - 5 min par prélèvement, effectués au moins deux fois (avant et après l’induction du modèle d’insuffisance rénale). Pour les études prolongées (>7 jours), des prélèvements hebdomadaires pouurront être réalisés ; 3) Collectes d’urine, réalisée au moins une fois (jusqu'à 3 fois sur un protocole supérieure à 1 mois) par cage métabolique sur 24 heures (2 - 5 min pour la mise en cage) ou directement depuis la vessie au moment du sacrifice (1 - 2 min par animal) ; 4) Procédures chirurgicales (30 - 60 min, réalisées une fois) : effectuées sous anesthésie générale et analgésie, suivies d’un monitoring biquotidien jusqu’à la fin du protocole (5 - 10 minutes par visite/animal) ; 5) Mesures fonctionnelles rénales : incluant la diurèse sur 24h et/ou la filtration glomérulaire sur 1h30 par capteur transdermique ; 6) Euthanasies (5 - 20 min par animal) : réalisées sous anesthésie profonde, suivies du prélèvement de tissus et fluides biologiques pour analyses histologiques, biochimiques et moléculaires. Ces procédures permettront une évaluation complète et rigoureuse des effets des traitements sur la fonction rénale dans un modèle expérimental validé.

Impact sur les animaux

Les animaux impliqués dans ce projet pourront présenter différents effets indésirables liés aux procédures expérimentales : 1) Stress lié à la contention lors des manipulations répétées ; 2) Altération de la fonction rénale, se traduisant par une modification du volume urinaire (augmentation ou diminution), une perte de poids, voire une altération de l’état général (diminution de la vigilance visuelle) ; 3) Douleurs transitoires associées aux interventions chirurgicales ou aux injections médicamenteuses répectées. Au cours des premiers jours suivant l’induction du modèle d’insuffisance rénale, les signes cliniques suivants pourront être observés : perte de poids et d’appétit, déshydratation, démangeaisons, réduction de l’activité locomotrice, prostration ou tremblements. Enfin, certains effets indésirables additionnels (modification du comportement, aspect anormal des fèces, prostration) pourront apparaître lors de l’administration et de l’évaluation toxicologique des candidats médicaments.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à l’issue de chaque procédure afin de permettre la collecte des fluides biologiques et des tissus nécessaires aux analyses complémentaires.

Remplacement

En parallèle des modèles expérimentaux utilisant des animaux (rats, souris), des modèles in vitro basés sur la culture de cellules rénales humaines sont en cours de développement. Cependant, ces approches in vitro ne permettent pas de reproduire la complexité physiologique et les réponses systémiques observées chez l’animal. Elles constituent donc un outil complémentaire, mais ne peuvent remplacer totalement les expérimentations in vivo, indispensables pour évaluer les effets globaux et la tolérance des candidats médicaments.

Réduction

Les procédures expérimentales seront établies sur la base de protocoles déjà décrits dans la littérature. Le nombre d’animaux par groupe sera limité au strict nécessaire, tout en permettant de prendre en compte la variabilité interindividuelle et de réaliser des analyses descriptives et quantitatives robustes. La première phase de ce projet, dédiée à la validation des modèles et la mise en place des conditions expérimentales, sera menée sur un nombre restreint d'animaux (n=18). Chaque modèle inclura trois groupes de 3 animaux (groupe contrôle, groupe groupe "induit" et groupe traité avec une molécule de référence), soit 18 animaux par espèce, pour un total de 72 animaux (2 espèces, rat et souris). Cette première phase permet également de s’assurer de la robustesse et la reproductibilité de la procédure, d'habituer les expérimentateurs aux gestes techniques (notamment chirurgicaux) et ainsi de réduire le nombre d’animaux nécessaires aux phases ultérieures. Lors de la seconde phase, dédiée aux tests des candidats médicaments, 15 animaux par groupe seront utilisés pour chaque composé testé. Ce nombre a été déterminé en tenant compte d’un taux de perte ou de non-réponse estimé à 30 %. Ainsi, il est prévu qu’en fin d’expérimentation, environ 9 animaux par groupe puissent être exploités pour les analyses, ce qui reste suffisant pour obtenir des résultats scientifiquement et statistiquement pertinents. Les effets des candidats médicaments seront évalués par comparaison avec les groupes témoins traités par le solvant seul. Les animaux seront randomisés afin d’éviter les biais expérimentaux et les données obtenues feront l'objet de tests statistiques appropriés.

Raffinement

Dans le cadre de ce projet, des mesures strictes seront mises en œuvre pour garantir le bien-être des animaux. Le personnel en charge assurera un contact régulier durant la période d’acclimatation afin de familiariser les animaux avec la présence humaine et les manipulations, réduisant ainsi leur stress. Les animaux seront hébergés en groupes sociaux stables de 2 à 5 individus, selon l’espèce, dans le respect de la réglementation en vigueur. Certaines procédures pourront être réalisées sous anesthésie et analgésie appropriées afin de limiter toute douleur ou inconfort. Pendant les interventions chirurgicales, les paramètres physiologiques (température, fréquence cardiaque et respiratoire, coloration des muqueuses) seront surveillés en continu. Les animaux seront installés sur un tapis chauffant pendant et après la chirurgie afin de prévenir l’hypothermie. Un suivi clinique rapproché (2 à 3 fois par jour) sera effectué après l’induction du modèle. Un traitement analgésique pourra être administré par voie sous-cutanée ou via l’eau de boisson durant les jours suivant l’intervention pour atténuer la douleur. Afin de favoriser l’alimentation post-opératoire, des aliments facilement accessibles (croquettes humidifiées, gels nutritifs) seront disposés au fond des cages pour limiter les déplacements. Une réhydratation sous-cutanée sera également réalisée si nécessaire. Un système de scoring clinique et des points limites spécifiques à chaque procédure seront appliqués afin d’évaluer l’état des animaux et de déterminer les seuils de retrait. Les conditions d’hébergement respecteront les standards de bien-être animal : propreté des cages, accès permanent à l’eau, à la nourriture et à des éléments d’enrichissement (tubes, matériaux de nidification, papier absorbant, friandises). Pendant le traitement avec les candidats médicaments, une surveillance quotidienne de la masse corporelle et de l’état général (sutures, pelage, respiration, locomotion) sera assurée. Toutes les observations seront consignées et analysées. En cas de dégradation persistante de l’état général pendant trois jours consécutifs (isolement, apathie, altération du pelage, troubles respiratoires), l’animal sera retiré de l’étude et euthanasié conformément aux règles éthiques et aux procédures validées.

Choix des espèces

Les souris et les rats sont couramment utilisés pour l’étude de la fonction rénale et le développement de modèles d’insuffisance rénale, en raison de leur excellente transposabilité aux pathologies humaines. Les lignées de souris sélectionnées répondent de manière fiable aux procédures d’induction, notamment la ligature de l’uretère, permettant de reproduire la fibrose rénale observée chez l’Homme. Leur statut immunitaire spécifique limite le risque d’infection post-opératoire. Certaines lignées génétiquement modifiées développent spontanément un phénotype d’insuffisance rénale, permettant d’évaluer l’efficacité des traitements sans recourir à des procédures invasives supplémentaires. Les animaux proviendront d’élevages agréés et seront utilisés à l’âge adulte (≥ 7 semaines pour les souris, ≥ 6 semaines pour les rats). Les souris diabétiques seront un peu plus âgées (environ 12 semaines) afin de présenter des atteintes rénales établies, nécessaires à l’évaluation des effets thérapeutiques.

Un trou est percé dans l'os du crâne ou dans la mandibule de chaque rat, sous anesthésie profonde, pour y implanter un biomatériau. 600 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, avec des douleurs postopératoires de vingt-quatre heures au crâne, de trois jours à la mâchoire, des hématomes, des œdèmes mandibulaires et un risque de fracture. Le porteur présente le percement des deux côtés du crâne d'un même animal comme une économie d'animaux, et précise que la lésion mandibulaire ne sera faite que d'un côté pour ne pas empêcher les rats de s'alimenter. Tous sont tués à l'issue pour que les os implantés soient examinés au microscope.

Objectifs

Les os du crâne et du visage sont particulièrement exposés aux pertes osseuses d’origine traumatique, tumorale, infectieuse ou congénitale. Leur réparation nécessite le développement de matériaux capables de soutenir mécaniquement la zone tout en favorisant la repousse osseuse. Avant toute application clinique, ces matériaux doivent être testés dans des modèles animaux adaptés. Le modèle le plus couramment utilisé est la réalisation d’une petite lésion dans l’os du crâne du rat. Cet os n’est pas soumis à des forces mécaniques importantes (il ne supporte pas de charge). Ce modèle est simple et reproductible ; il permet d’implanter deux matériaux chez le même animal (un de chaque côté du crâne), ce qui permet de vérifier la reproductibilité de la réparation de l’os au sein du même animal. Il est donc idéal pour sélectionner et comparer plusieurs matériaux selon leur capacité à favoriser la formation osseuse. Cependant, ce modèle ne reproduit pas les conditions réelles pour les os soumis à des forces mécaniques importantes, comme la mâchoire inférieure. C’est pourquoi un second modèle est utilisé en complément consistant en une petite lésion réalisée sur un seul côté de la mâchoire inférieure. Ce modèle simule un environnement mécanique plus réaliste, d’un seul côté pour ne pas gêner l’alimentation des rats. L’utilisation séquentielle et complémentaire de ces deux modèles permet de combiner leurs avantages : •Le modèle crânien, sans contrainte mécanique, sert à sélectionner les matériaux les plus prometteurs dans un contexte simple et reproductible. •Le modèle de la mâchoire inférieure, soumis à la mastication, permet ensuite de valider l’intégration osseuse de ces matériaux dans des conditions proches de la réalité clinique. L’objectif final est de développer et valider des matériaux capables de restaurer efficacement les pertes osseuses importantes de la tête et du visage, afin de préparer leur utilisation future chez les patients.

Bénéfices attendus

Ce projet est un projet de recherche fondamentale pré-clinique pour la réparation des os du crâne et de la face. Alors que la prévalence des grandes pertes osseuses causées par des traumatismes diminue dans les pays de l'UE, les cas de cancer maxillo-faciaux attribués au papillomavirus humain augmentent, en particulier chez les jeunes adultes. Les techniques actuelles de reconstruction osseuse altèrent considérablement la qualité de vie des patients. Pouvoir proposer des matériaux qui s’intègre à l’os quel que soit les contraintes mécaniques qu’il subit, sans casser permettrait d’apporter de nouvelles solutions aux patients, y compris sur des os difficiles à reconstruire comme ceux de la mâchoire inférieure.

Procédures

Réalisation d'une petite lésion osseuse dans le crâne ou dans la mandibule, l'animal étant profondément endormi, (10min, n=12 rats / groupe / temps d'analyse), Prélèvement sanguin (1min, n= 6 rats/groupe/temps d'analyse), Imagerie scanner sous anesthésie gazeuse (10min, tous les rats non mis à mort). Injection de produit de contraste d'imagerie, l'animal étant endormi profondément (1min par injection/œil et 10 min entre les deux injections, n= 6 rats /groupe/temps d'analyse). Injection d'un produit de marquage vasculaire l'animal étant profondément endormi (1min, n= 6 rats /groupe/temps d'analyse).

Impact sur les animaux

Douleurs post-opératoires modérées au niveau du crâne pendant 24h, hématomes. Douleurs post opératoires modérées au niveau de la machoire pendant 3 jours, hématomes et œdèmes mandibulaires. Faible risque de fracture mandibulaire. Pour les rats subissant des injections, ils peuvent avoir des douleurs légères au point de prélèvement.

Devenir

Tous les animaux implantés seront mis à mort à la fin de chaque procédure afin de permettre des analyses histologiques.

Remplacement

La régénération osseuse présente une biologie complexe impliquant la participation et l’interaction de différents types cellulaires. Les matériaux utilisés seront tous validés préalablement in silico par des tests de simultations informatiques et des tests mécaniques; puis par des tests in vitro pour vérifier leur biocompatibilité cellulaire. Néanmoins, les processus complexes impliqués dans la régération osseuse ne peuvent être mimés en utilisant uniquement des cultures in vitro ou des modèles informatiques. La réalisation de défaut osseux dans le crane et la mandibule chez le rat permettra de sélectionner les matériaux adéquats pour favoriser leur intégration osseuse, y compris dans des situations de contraintes mécaniques importantes.

Réduction

Le nombre d'animaux par groupe et par temps d'analyse est justifié en fonction de nos objectifs de mise au point. Sur le plan statistique, la réparation osseuse et la vascularisation seront quantifiés et les différents groupes comparés grâce à l'application de différents tests statistiques adaptés. Une veille bibliographique sera systématiquement effectuée pour éviter toute expérience redondante.

Raffinement

La souffrance animale sera réduite au maximum par le raffinement des méthodes expérimentales notamment l'utilisation d’anesthésie générale, l’utilisation d’une anesthésie locale, et d’analgésique adaptée durant les procédures avec une médication systématique en per et également post-opératoire 72h, et l’établissement de points limites adéquats. Concernant le modèle mandibulaire, une nourriture en gelée sera donnée 15 jours suivant la chirurgie pour prévenir au mieux tout risque de douleur et de fracture, le retour à la nourriture en croquette sera validée par l'imagerie à J15. Une surveillance biquotidienne des animaux sera effectuée les 5 premiers jours puis quotidienne (6 jours sur 7). Les conditions d’élevage sont présentes pour le bien-être animal de façon à réduire le stress et l’anxiété dans un environnent enrichi au sein de groupes sociaux de 2 individus, avant et après les procédures.

Choix des espèces

Le rat est une espèce de laboratoire appropriée et classiquement utilisée pour l’étude du tissu osseux. A partir de 8 semaines et jusqu'à 5 mois, les rats ont terminés leur croissance et sont considérés comme de jeunes adultes.

Trois ou quatre injections et jusqu'à sept prélèvements sanguins sous anesthésie gazeuse par animal : 36 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue pour des analyses post-mortem. Ils reçoivent de fortes doses d'un vecteur viral de thérapie génique, puis une molécule qui détruit une partie des cellules immunitaires de leur foie. Le projet existe précisément parce que ces doses abîment le foie des patients et font perdre aux rats l'expression du gène transféré. Le porteur écrit pourtant que l'injection intraveineuse du vecteur "est connue pour ne provoquer aucun effet indésirable", et ne décrit aucune conséquence de la destruction des cellules hépatiques.

Objectifs

Les virus adéno-associés recombinants (AAVr) sont de petits virus modifiés utilisés comme « véhicules » pour transporter des gènes dans les cellules. Ils servent aujourd’hui dans plusieurs thérapies géniques, notamment pour traiter des maladies de l’œil, du foie, des muscles ou du système nerveux. Sept traitements basés sur ces vecteurs sont déjà disponibles pour les patients. Pour certaines maladies plus complexes, il faut injecter de grandes quantités d’AAVr. Mais à fortes doses, ces traitements peuvent provoquer des effets secondaires, en particulier au niveau du foie, qui peut être endommagé. Notre équipe a mis au point un modèle de rat pour mieux comprendre ce problème. Nous avons injecté de fortes doses d’AAVr contenant un gène fluorescent . Nous avons observé que certains rats perdaient l’expression de ce gène dans leur foie, comme cela se produit parfois chez les patients. On ne sait pas encore si cette perte vient d’une toxicité directe ou d’une réaction du système immunitaire. L’objectif de notre étude est donc d’analyser le rôle des cellules immunitaires du foie dans cette toxicité. Pour cela, nous utiliserons une molécule (le clodronate) capable d’éliminer certaines de ces cellules. En parallèle, nous testerons des versions « inoffensives » du gène fluorescent pour disposer d’un bon contrôle.

Bénéfices attendus

Le projet devrait permettre de mieux comprendre les mécanismes responsables de l’immuno hépatotoxicité observée chez les patients après utilisation de fortes doses d’AAVr dans des modèles précliniques. Cette étude pourrait contribuer à mieux comprendre et mieux anticiper l’impact potentiel de l’immunotoxicité du transfert de gènes sur l’efficacité et la sécurité du traitement dans les essais cliniques.

Procédures

24 rats subiront trois injections ainsi que 3 prélèvements sanguins. 12 rats subiront quatre injections et 7 prélèvements sanguins. Des protocoles d'anesthésie et d’analgésie seront mis en place selon la procédure. Les injections et les prélèvements sanguins se dérouleront sous anesthésie gazeuse de courte durée (environ 5 à 10min). L’état général et l’alimentation des animaux seront surveillés quotidiennement par les techniciens animaliers et le vétérinaire.

Impact sur les animaux

Pour les prélèvements sanguins et les injections, les animaux seront sous anesthésiés gazeuse. Les animaux ressentiront au réveil, une légère douleur au point du prélèvement sanguin et au point d’injection , due à la pénétration de l’aiguille. Par ailleurs, l’injection intraveineuse d’un vecteur chez le rongeur est connue pour ne provoquer aucun effet indésirable. Pour l'euthanasie, que ce soit pour la perfusion hépatique terminale ou le prélèvement sanguin terminale au niveau de la veine cave, cela n’engendrera pas de stress ou de douleur pour les animaux, puisque cet examen sera réalisé sous anesthésie générale renforcée par une analgésie ce qui limitera une éventuelle douleur liée au geste invasif.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de la procédure pour des études post-mortem.

Remplacement

L’enjeu majeur des protocoles de thérapie génique développés à l’aide de virus consiste à s’affranchir de la réponse immunitaire anti-vecteur observée chez l’humain. À ce jour, il n’est pas possible de reproduire in vitro un système immunitaire et encore moins de le combiner avec des cellules d’autres organes (également transduits par le vecteur de thérapie génique). Le modèle animal demeure donc incontournable. Pour ce protocole précis, nous avons choisi un modèle de rat , car c’est le seul modèle de petit animal, qui développe une réponse immunitaire contre le virus et une immunotoxicité vis-à-vis du virus similaire à celle observée chez l’humain.

Réduction

Chez l’homme, l’apparition d’une réponse immune dirigée contre le vecteur de thérapie génique ainsi que son intensité varient d’un individu à l’autre. Cette variabilité a également été observée dans une étude précédente réalisée au laboratoire où environ 60% des rats injectés développent une réponse immunitaire. Le nombre d’animaux par groupe 6 est donc basé sur nos expériences précédentes lors desquelles nous avons pu obtenir des résultats cohérents et reproductibles dans des groupes de cette taille, pour les analyses qui seront réalisées ici (biodistribution du vecteur, analyses biochimiques et analyses histologiques). Cela semble être un nombre minimal qui permette d’assurer la robustesse des résultats sans qu’il soit excessif en termes d’animaux à inclure. Afin d’obtenir des résultats statistiquement interprétables, le nombre d’animaux par groupe devra être porté à au moins 6.

Raffinement

Toutes les interventions sur animaux se feront sous anesthésie générale et locale renforcée si nécessaire par des compléments analgésiques appropriés, pour réduire la contrainte imposée aux animaux. Le bien-être animal passera également par : 1) de bonnes conditions d'hébergement selon la réglementation en vigueur (animaux hébergés à plusieurs par cage, dans la limite réglementaire ; accès à la nourriture et à l’eau ad libitum) avec un enrichissement du milieu (mise à disposition d’éléments d'enrichissement comme des carrés de coton, des tunnels en carton, des sizzle dry (papier) et des morceaux de bois) 2) un suivi régulier des animaux (observations quotidiennes, pesées régulières, analyse du comportement) 3) l'instauration de points limites pertinents et la mise en place de mesures adaptées si nécessaire (anesthésies, traitements analgésiques ou autre, ou euthanasie si pas d'autre alternative). 4) Une grille de scoring de la douleur sera mise en place dès que celle-ci s'avère nécessaire afin de pouvoir détecter précocement tout point limite et mettre en place les actions adéquates. 5) la mise en place de mesures adaptées en fonction des interventions éventuelles (anesthésie et analgésie si nécessaire).

Choix des espèces

Dans la majorité des études de thérapie génique ou d'immunologie, une espèce mammifère est requise pour avoir une pertinence clinique. Récemment, nous avons développé un modèle de rat dans lequel nous observons une réponse cellulaire et de l’hépatotoxicité après injection de fortes doses de vecteur. Ce modèle semble reproduire les effets secondaires observés chez l’homme dans les essais cliniques après injection à forte dose. L'utilisation du rat est donc justifiée par la preuve de concept de modélisation de la réponse immune et de l’hépatotoxicité. De plus, l’utilisation du modèle rat permet de constituer des groupes suffisamment larges pour effectuer des analyses statistiques. Les rats seront injectés entre 7 et 8 semaines, à l’âge adulte afin d’avoir un système immunitaire mature.

840 femelles, 756 souris et 84 rates, vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tuées dès la fin de l'opération sans attendre le réveil. Chaque animal reçoit deux injections en étant conscient, puis subit une ovariectomie de quarante-cinq minutes, laparotomie, dissection, ligature des vaisseaux, ablation des ovaires et sutures, avec un risque d'hémorragie si l'hémostase du stagiaire est insuffisante. Un animal par participant, quarante participants par session, quatre sessions par an pendant cinq ans : le compte est celui d'une obligation réglementaire de formation, pas d'une recherche. Le porteur indique que les stagiaires s'entraînent d'abord sur des substituts synthétiques, des pièces de boucherie et des cadavres de rongeurs, avant de conclure que la maîtrise du geste "nécessite" un animal vivant.

Objectifs

Les personnes amenées à concevoir ou à réaliser des interventions chirurgicales sur des animaux dans le cadre des projets scientifiques, ont l’obligation réglementaire de suivre un enseignement théorique et pratique à la chirurgie expérimentale. Le projet concerne les travaux pratiques d’une formation aux bases de la chirurgie expérimentale à destination de ces personnes. Elle s’adresse à des personnes ayant validé préalablement une formation initiale à l’expérimentation animale (niveau applicateur ou concepteur). Chaque session de formation totale (formation théorique + formation pratique) dure 22h. Au cours de celle-ci, les participants sont préalablement sensibilisés à tous les aspects théoriques à l’occasion des cours et travaux dirigés. La formation pratique vise en particulier, sur un exemple pratique d’ovariectomie réalisée chez le rongeur, 1/ à leur dispenser les moyens de raffiner les procédures chirurgicales et à réduire le nombre d’animaux nécessaires, 2/ à acquérir les gestes nécessaires au bon déroulement d’une intervention chirurgicale réalisée dans le respect du bien-être animal. Cette formation a pour vocation de dispenser tous les concepts inhérents et indispensables à toute chirurgie expérimentale (asepsie, anesthésie, analgésie, respect des structures anatomiques, choix du matériel, principe des sutures, suivi des animaux). Elle enseigne ainsi dans le respect des 3R les différentes étapes d’une intervention chirurgicale incluant la préparation de l’animal, l’anesthésie, les soins péri- et post-opératoires, la bonne conduite de l’analgésie, la maitrise de la technique opératoire.

Bénéfices attendus

Chaque participant recevra ainsi une formation pratique pour mener à bien une intervention chirurgicale prenant en compte le respect du bien-être animal et la règle des 3R. La qualité de ces formations contribue ainsi à court terme à la maitrise des gestes chirurgicaux permettant d’obtenir à moyen terme des résultats scientifiques plus fiables et reproductibles tout en réduisant au maximum le stress et la souffrance des animaux et leur nombre.

Procédures

Chaque animal recevra en vigile une injection sous-cutanée (analgésique) 15s, puis une injection intrapéritonéale (anesthésique)15s. Ces gestes induisent un stress/et ou douleur légère de courte durée (15s) chez les animaux. L'anesthésie peut également être réalisée par anesthésie gazeuse. Il subira ensuite une intervention chirurgicale (ovariectomie) réalisée sous anesthésie d'une durée totale de 45 minutes de douleur modérée consistant en une laparotomie, une dissection atraumatique, une ligature vasculaire, une exérèse d’organes et des sutures dans le plan musculaire et cutané. La mise à mort des rates sera réalisée par injection intrapéritonéale réalisée sous sédation (15s)

Impact sur les animaux

Chaque animal recevra en vigile une injection sous-cutanée (15s) puis une injection intrapéritonéale (15s). Ces gestes induisent un stress/et ou douleur légère de courte durée chez les animaux. L'anesthésie peut également être réalisée par anesthésie gazeuse à l'isofluorane ( 3-4% en induction 30 secones à 2 min pour les souris et 1 à 3 minutes pour les rates puis 1,5-2% ). Il subira ensuite une intervention chirurgicale (ovariectomie) réalisée sous anesthésie d'une durée totale de 45 minutes au maximun.. L’animal peut être victime d’une hémorragie en cas d’une hémostase insuffisante. La couverture analgésique proposée permet de réduire au maximum la douleur liée à l’intervention chirurgicale.

Devenir

42 animaux mis à mort par session de formation soit au total 840 animaux sur 5 ans Un seul animal par participant permettra la réalisation d’une chirurgie complète (rat ou souris). L’utilisation d’animaux supplémentaires sera de 2 animaux/session grâce à l’entrainement préalable que les participants recevront en amont, diminuant ainsi le risque d’échecs. Au maximum, 4 sessions de cette formation réglementaire seront réalisées par an dans cet établissement et le nombre de stagiaires par session de formation est limité à 40 participants. Le nombre d’animaux pour la durée du projet sera donc de (1 animal /participant X 40 participants/session X 4 sessions/an X 5 ans) + 2 animaux supplémentaires/session X 4 sessions/an X 5 ans) = 800+40 soit 840 animaux pour la durée du projet.

Remplacement

La formation est réalisée de telle façon que les participants peuvent s’entraîner et répéter, à leur rythme, les gestes chirurgicaux, sans avoir le stress de la surveillance du respect de l’asepsie, de l’anesthésie et des fonctions vitales de l’animal vivant en utilisant des substituts synthétiques inertes, des pièces de boucherie ou des cadavres de rongeurs euthanasiés indépendamment des besoins de la formation. Cela favorise la sérénité́ et la confiance dans l’apprentissage de la chirurgie expérimentale. La maitrise des gestes associés à une procédure chirurgicale nécessite cependant dans l’état actuel des connaissances un entrainement pratique sur modèle animal.

Réduction

De notre expérience, 75 à 95% des animaux nécessaires à cette formation sont couverts par des animaux de surplus et donc destinés à être euthanasiés dans l’établissement utilisateur accueillant cette formation. Seuls 5 à 25% maximum des animaux nécessaires à cette formation nécessiteront une provenance d’un fournisseur. Ce qui contribue à la réduction. Afin de réduire le nombre total d’animaux utilisés, et grâce à l’entrainement préalable que les participants recevront en amont, un seul animal par participant permettra la réalisation d’une chirurgie complète (rat ou souris). En effet, le passage à la chirurgie pratique ne sera pas réalisé tant que l’apprentissage des gestes n’est pas suffisamment bien maîtrisé, diminuant ainsi le risque d’échecs et l’utilisation d’animaux supplémentaires.

Raffinement

Les animaux sont gardés dans une salle d’hébergement à part et ne sont amenés en salle de travaux pratiques qu’au dernier moment afin de réduire au maximum le stress des animaux. Les gestes réalisés sur animaux vigiles (sous cutanée, intrapéritonéale) sont normalement maitrisés par les participants qui ont validé au préalable une formation initiale à l’expérimentation animale niveau applicateur ou concepteur, limitant ainsi le stress et la douleur liés à la réalisation de ces gestes techniques. Les encadrants ayant sensibilisé les participants aux différentes phases de l’anesthésie, s’assurent que chaque participant réalise l’intervention chirurgicale sous anesthésie générale conformément aux bonnes pratiques de narcose, myorelaxation et analgésie. Un analgésique est administré 30 min avant le début de la procédure chirurgicale en quantité suffisante pour limiter toute douleur per-opératoire, sa durée d’action couvrant la totalité de la procédure chirurgicale. Les animaux sont euthanasiés dès la fin de la chirurgie sans attendre le réveil, leur évitant ainsi toute douleur post-opératoire. Enfin, l’encadrant veille tout au long de la séance de travaux pratiques au respect des bonnes pratiques, il sensibilise en continu les stagiaires au raffinement des techniques chirurgicales. Cette procédure chirurgicale sera réalisée dans un ratio encadrant/ participant (1/4) permettant de détecter précocement tout signe de souffrance des animaux ou une couverture anesthésique insuffisante et de prendre les mesures correctives adéquates (prolongation de l’anesthésie ou mise à mort précoce).

Choix des espèces

Cette formation a pour vocation de dispenser tous les concepts inhérents et indispensables à toute chirurgie expérimentale (asepsie, anesthésie, analgésie, respect des structures anatomiques, choix du matériel, principe des sutures, suivi des animaux). Les notions enseignées sont applicables à toutes les espèces de mammifères utilisés à des fins scientifiques. Les rongeurs étant très majoritairement utilisés dans la recherche, ces travaux pratiques sont réalisés sur rongeurs. Le choix de l’espèce (souris ou rat) est fait en fonction de l’agrément de l’établissement d’accueil de la formation, et des besoins pédagogiques exprimés par les participants. Pour les travaux pratiques de chirurgie, la procédure chirurgicale enseignée étant une ovariectomie, des femelles sont utilisées.