Rats
Evaluation de l’effet de candidats médicaments sur la fonction cardiaque dans un modèle rongeur d’insuffisance cardiaque diastolique
- Recherche appliquée
- Troubles cardiaques
- Troubles endocriniens
Rats : 1170
2 340 rongeurs, 1 170 souris et 1 170 rats, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger ou modéré. Une injection d'un composé qui bloque la production de monoxyde d'azote et un régime riche en graisses leur provoquent une insuffisance cardiaque : leur cœur se remplit mal, ils prennent du poids, se fatiguent, ont du mal à bouger et peuvent peiner à atteindre mangeoires et biberons. Ils subissent des prises de sang éveillés, dont certaines après une incision du bout de la queue, une échographie cardiaque mensuelle sous anesthésie, un jeûne de six heures, puis une ouverture du thorax sous anesthésie pour mesurer la pression dans le cœur avant leur mise à mort. Le bénéfice annoncé est une "preuve de concept", avec de nouvelles stratégies thérapeutiques qui "pourront être testées en clinique", indique le porteur. Sur le remplacement, il écrit : "L'utilisation d'un modèle animal est essentielle pour étudier l'insuffisance cardiaque", parce qu'elle permet d'analyser un composé "dans un organisme entier".
Objectifs
L’insuffisance cardiaque est une maladie progressive qui se caractérise par une incapacité du cœur à assurer un débit de sang suffisant pour couvrir les besoins du corps en oxygène, d’abord en cas d’effort puis même au repos. Il existe 2 formes d’insuffisance cardiaque. La première due à un défaut de la contraction cardiaque, généralement consécutive à un infarctus. La seconde forme d’insuffisance cardiaque est due à un défaut de relaxation du muscle cardiaque et ses causes sont multiples : âge, hypertension, obésité, diabète… Malgré les nombreuses recherches et études cliniques menées ainsi que l’arsenal thérapeutique déployé et testé, aucune thérapie ne semble être efficace en termes d’allongement de la durée de vie pour cette forme d’insuffisance cardiaque. Afin de pouvoir tester de nouveaux composés médicaments, le développement et l’utilisation de modèles animaux aux plus proches des atteintes cardiovasculaires de l’insuffisance cardiaque est nécessaire. Le modèle rongeur mimant cette pathologie est obtenu en combinant une injection d'un composé qui bloque la production de monoxyde d’azote (une molécule essentielle pour la dilatation des vaisseaux sanguins), et un régime alimentaire riche en graisses. Cette combinaison entraîne une insuffisance cardiaque où le cœur a du mal à se remplir correctement entre deux battements en raison d’une rigidité accrue du muscle cardiaque. Ainsi, l’objectif du projet est d’utiliser ce modèle d’insuffisance cardiaque pour évaluer l’efficacité de nouveaux composés à visée thérapeutique sur la progression de l’insuffisance cardiaque et la fonction cardiaque.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d’apporter une preuve de concept de l’efficacité de nouveaux traitements sur un modèle animal d’insuffisance cardiaque. Ces nouvelles stratégies thérapeutiques pourront être testées en clinique afin de les proposer ensuite comme traitement aux patients souffrant d’insuffisance cardiaque.
Procédures
Au cours du protocole, plusieurs prélèvements de sang sont réalisés sur animaux vigiles au niveau de l'une des veines de la mâchoire pour la souris ou d’une veine de la queue pour le rat ainsi qu’au niveau de la pointe de la queue après une légère incision (1min par prélèvement). Les animaux sont soumis mensuellement à une analyse d'imagerie cardiaque (30min par analyse) réalisée sous anesthésie générale. Une mise à jeun de 6 heures est appliquée pour explorer la glycémie à jeun. A la fin du protocole, les animaux sont à nouveau anesthésiés et mis sous analgésie dans le but d'exposer le coeur par chirurgie et d'évaluer la pression sanguine directement dans le coeur (15min).
Impact sur les animaux
Ce modèle de maladie du cœur chez les rongeurs est causé par deux choses : une substance empêchant le bon fonctionnement des vaisseaux sanguins et causant de l'hypertension, et un régime très gras, qui rend les animaux plus gros et perturbe leur métabolisme. À cause de cela, leur cœur fonctionne moins bien, ils sont plus fatigués et ont du mal à bouger. Ils mangent différemment et sont plus stressés. Pour vérifier leur état de santé, des prises de sang et des tests de glycémie sont faits, ce qui peut être stressant. Les échographies du cœur nécessitent une anesthésie gazeuse qui peut irriter leur respiration. L’épilation des animaux pour l'échographie peut entrainer une irritation cutanée. À la fin, une opération sous anesthésie permet de mesurer la pression du sang. Enfin, le médicament testé peut avoir des effets secondaires, surtout s’il s’agit d’une nouvelle substance encore peu connue. Le traitement par injection intra-péritonéale peut entrainer une inflammation de l'abdomen et le traitement par voie orale peut entrainer des fausses routes.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort à la fin de la procédure car les mesures effectuées en fin de procédure sont des mesures terminales nécessitant l’ouverture de la cage thoracique pour les mesures de pression.
Remplacement
Ce projet vise à démontrer l’efficacité de nouveaux composés chez le rongeur. L’utilisation d’un modèle animal est essentielle pour étudier l’insuffisance cardiaque, car il prend en compte les comorbidités influençant la maladie et pouvant être ciblées par les traitements. Contrairement aux modèles cellulaires, il permet d’analyser les effets du composé dans un organisme entier et d’évaluer son action sur les organes de manière réaliste.
Réduction
Le nombre d’animaux par groupe (n=15) est basé sur des données issues de la littérature (n=12), en tenant compte des critères d’inclusion stricts et d’une possible mortalité liée aux procédures. Les différences entre groupes sont analysées statistiquement. Les animaux sont randomisés après les pesées et mesures de glycémie à jeun. L’échocardiographie permet un suivi d'un même individu au cours du temps réduisant le nombre d’animaux nécessaires. Des échantillons de plasma et/ou de tissus des animaux contrôles sont conservés pour d’autres recherches, limitant ainsi l’utilisation d’animaux supplémentaires. Avec l’expérience acquise, le nombre d’animaux pourrait être ajusté à la baisse.
Raffinement
A l’arrivée des animaux, une période d'acclimatation d’au moins 5 jours est respectée. Une importance particulière est portée au suivi des animaux pour prévenir et remédier à l’apparition de douleur ou de mal-être. Les points limites sont fixés avant le début des expérimentations. Des enrichissements multiples sont proposés aux animaux. Les cages des animaux sont transparentes et disposées les unes à côtés des autres afin que les animaux puissent se voir et se sentir. Les animaux sont observés quotidiennement et tout signe de douleur ou de détresse entraîne l’établissement d’un score grâce à une grille d’évaluation du bien-être animal. En fonction du score obtenu, un protocole approprié est mis en place si besoin. Les actes pouvant générer de la douleur seront réalisés sur animaux calmés et endormis. Ce protocole entrainant une prise de poids, les animaux peuvent avoir des difficultés à atteindre les mangeoires et les biberons. Ainsi, l’hydratation et la bonne nutrition des animaux sont surveillées avec une prise en charge adaptée : tétines plus longues sur les biberons et nourriture au sol. Les animaux sous anesthésie lors de l’échographie sont placés sur un plateau chauffant et du gel ophtalmique est déposé sur leurs yeux. Après chaque prélèvement, une injection de solution saline est réalisée (au moins 2 fois le volume prélevé injecté en sous cutané) afin de compenser la perte de volume sanguin. Les doses et volumes d’injection des anesthésiques chimiques, calmants et de sérum physiologique seront réalisés selon les recommandations éthiques (doses, volume). Les mesures de la pression sanguine réalisées en fin de protocole nécessitent une chirurgie et se font sous anesthésie et calmants.
Choix des espèces
Les rongeurs, souris et rats, classiquement utilisés en laboratoire, présentent des similitudes importantes avec l’humain d’un point de vue de l’anatomie et du fonctionnement vasculaire et cardiaque. La réponse corporelle dans les insuffisances cardiaques est comparable à celle des humains notamment en termes de remodelage cardiaque et de modification des pressions. Les animaux utilisés auront au minimum 6 semaines permettant qu’ils soient matures sexuellement.
MODIFICATION Chirurgies d’implantations de dispositifs d’administration ou de mesures pour les études de toxicologie et pharmacologie règlementaire.
- Tests réglementaires
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Chiens : 250
Ouistitis et tamarins : 320
Macaques à longue queue : 225
Opérés puis intégrés à des études de toxicologie et de pharmacologie réglementaires, 2 400 rats, 320 ouistitis et tamarins, 250 chiens et 225 macaques à longue queue subissent des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Chacun reçoit par chirurgie un dispositif d'enregistrement de ses constantes ou un cathéter veineux, une opération de trente minutes à deux heures selon l'espèce, suivie d'un isolement pouvant aller jusqu'à vingt-quatre heures. Le porteur reconnaît des risques d'inflammation, d'infection et de douleurs opératoires et post-opératoires, et présente ces implants comme un moyen de réduire le stress des manipulations invasives qui viendront ensuite. Il indique que les lignes directrices ICH/EMA imposent deux espèces, un rongeur et un non-rongeur, et prévoit de recourir à des animaux juvéniles quand le produit vise des indications pédiatriques.
Objectifs
L’objectif du projet est de réaliser des chirurgies d’implantation de système de mesure, d’administration ou de prélèvements de différents paramètres physiologiques, produits d’études ou fluides biologiques. Ces systèmes sont nécessaires à la réalisation d’études de toxicologie et pharmacologie réglementaire suivant les lignes directrice ICH/EMA afin d’évaluer la sécurité, l’efficacité et la toxicité de candidats médicaments ou substances chimiques chez différentes espèces animales avant leur utilisation chez l’humain ou l’animal.
Bénéfices attendus
Ces chirurgies permettent de : - Faciliter et sécuriser le traitement des animaux et donc diminuer leur stress induit par des manipulations invasives répétées. - Faciliter les prélèvements de sang et limiter le nombre de site de prélèvement - Evaluer de manière fiable certains paramètres physiologiques comme la fréquence cardiaque, des bio-potentiels comme l’électroencéphalogramme, des températures comme la température corporelle ou l’activité motrice. - Collecter des données sur la sécurité, l’efficacité et/ou la toxicité, de candidats médicament avant administration chez l’Homme ou chez l’animal.
Procédures
Les animaux se verront implantés par chirurgie un système d'enregistrement des paramètres physiologies et/ou un système de cathétérisation veineuse afin de pouvoir administrer des molécules testés dans le cadre d'essais pré-cliniques de développement de médicaments. La pose de ces implants prends de 30 minutes à 2h, selon l'espèce. Si un prélèvement sanguin est nécessaire, il est fait vigile, en quelques minutes.
Impact sur les animaux
La chirurgie représente un risque de nuisance modérée pour les animaux. Les risques sont une inflammation ou un gonflement des zones de chirurgie, d’infection, de douleurs opératoires et post opératoire. L’isolement post opératoire, bien que limité à 24h maximum, représente aussi une source de stress pour les animaux.
Devenir
Les procédures décrites dans ce projet permettront d'intégrer les animaux dans des projets de toxicologie et pharmacologie pré-cliniques dans le cadre du développement de médicaments. Cette intégration se fait dans le cadre d'une utilisation continue des animaux sur des projets liés à la même question scientifique.
Remplacement
Les chirurgies préparatoires menées dans le cadre de ce projet permettent la réalisation d’études règlementaires évaluant l’efficacité, la sécurité et la toxicité de candidats médicament ou de substances chimiques en vue de leur mise sur le marché. Ces études réglementaires sont des prérequis aux essais cliniques de phase I, II et III et sont réalisées en suivant des guidelines nationales et internationales (ICH/EMA). Selon ces guidelines, ces études doivent être effectuées sur des modèles animaux, il n’est donc pas possible actuellement de remplacer les modèles in vivo par des modèles in vitro ou in silico.
Réduction
Une fois les animaux implantés ils participent à plusieurs études, ce qui permet d’en réduire le nombre nécessaire. De plus, pour les études réglementaires le nombre d’animaux est réduit au minimum pour permettre la détection d’effet indésirables/toxicologique/pharmacologique en accord avec les lignes directrices ICH/EMA.
Raffinement
Afin de réduire les nuisances liées à la chirurgie, un protocole anesthésie/analgésie est avec une prémédication (qui permet de rendre plus rapide et plus stable l’anesthésie et d’apporter une analgésie), une application d’anesthésique locale avant l’incision et générale en fin de chirurgie et une anesthésie générale gazeuse avec inhalation d’isoflurane sont mis en place pour permettre une chirurgie et un réveil rapide et sans douleur. Le suivi post-opératoire sera quotidien, et inclus l’administration d’analgésie injectable et/ou par voie orale systématiquement durant 2 à 3 jours. Des points limites ont été définies afin de mettre en place des actions correctives afin d'éviter tout souffrance.
Choix des espèces
Toutes les espèces retenues pour ce projet sont des espèces reconnues pour leur aptitude à prédire les effets pharmacologiques, indésirables et/ou toxiques de candidats médicament ou substances chimiques. Les lignes directrices requièrent deux espèces (rongeurs et non rongeurs) selon la nature du produit à tester (molécule chimique de synthèse, peptide, protéine, anticorps monoclonal ou produit de thérapie génique ou cellulaire). Ce projet utilise des rongeurs à partir de 6 semaines, des chiens à partir de 6 mois, des macaques à partir de 2 ans et des marmousets à partir d’un an. Exceptionnellement, ce projet pourra être menées sur des animaux juvéniles pour des produits à visée pédiatrique afin de révéler des effets toxiques dépendant de l’âge (retard de croissance, effet sur la maturation sexuelle, effet toxique lié à l’immaturité de certaines fonctions physiologiques). La ligne directrice suivie est : “guideline on the need for non-clinical testing in juvenile animals of pharmaceuticals for paediatric indications - EMEA/CHMP/SWP/169215/2005”.
Projet matrice témoin chez les rongeurs
- Production de routine
- Tests réglementaires
Rats : 90
Saignés à blanc sous anesthésie puis tués, 900 souris et 81 rats fournissent du sang et du plasma exempts de molécule active, destinés à calibrer des méthodes de dosage. 100 souris et 9 rats, placés jusqu'à 24 heures en cage individuelle pour un recueil d'urine et de fèces, sont gardés vivants et réutilisés, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Le porteur écrit qu'il est "indispensable" de disposer de cette matrice témoin et qu'aucune méthode alternative ne permet de la produire. Il précise qu'aucune approche statistique n'a été faite pour réduire le nombre d'animaux, le seul levier étant d'abaisser le seuil de quantification de la méthode analytique.
Objectifs
L'objectif de ce projet est de fournir la matrice témoin (par exemple du sang, du serum, du plasma, urine , fécès) en utilisant les animaux contrôles et/ou les animaux de remplacement afin de permettre le dosage des échantillons. Si ces animaux ne sont pas suffisants pour recueillir les quantités nécessaires, exceptionnellement des animaux pourront être commandés dans ce but et devra être préalablement validé par la SBEA. Il est indispensable d'avoir à disposition de la matrice témoin, exempte de molécule active, pour pouvoir valider la méthode de dosage et valider les dosages.
Bénéfices attendus
Les matrices témoins permettent de réaliser une gamme ou des contrôles qualités pour quantifier la molécule dans le même type d'échantillon pour éviter un "effet matrice" (réponse de la molécule différente selon l'échantillon). Ainsi la moléculde d'intérêt se comporte de la même manière dans les échantillons qui servent à quantifier que dans ceux qui doivent être dosés. Cela valide le rendement d'extraction de la molécule d'intérêt et permet d'assurer l'exactitude de la méthode. Pour ce projet, il est envisagé d'utiliser environ 90 rats, 1000 souris sur 5 ans soit 18 rats et 200 souris par an. Cela représente environ 6 études rats et 20 études souris par an. C'est le nombre d'animaux minimal pour pourvoir fournir les quantités des différentes matrices témoins nécessaires.
Procédures
Pour un prélèvement de sang: Les animaux seront soumis à une anesthésie générale (anesthésie gazeuse) et un prélèvement terminal sera réalisé. Les animaux seront euthanasiés à la suite du prélèvement. La durée du prélèvement sera de l'ordre de la minute. Ce prélèvement sanguin servira à fournir de la matrice témoin en plasma ou en sang. Pour générer de la matrice témoin de féces ou d'urine, la collection d'échantillons se fera de manière individuelle dans des hébergements dédiés, sans manipulation. Les échantillons d'urine et de fecès seront collectés sans aucune manipulation des animaux, en individuel dans une cage prévue pour une durée maximale de 24h.
Impact sur les animaux
Pour réaliser le prélèvement de sang terminal, le placement de l'animal dans la boite d'anesthésie peut engendrer du stress. Pour effectuer des recueils d'urine ou de fècès de façon individuelle, l'animal sera placé dans une cage de recueil prévu à cet effet. Il aura un contact visuel et olfactif avec ses congénères et la durée maximale inférieure à 24h. Cela peut également engendrer un stress pour l'animal.
Devenir
Les animaux ayant eu un prelèvement sanguin terminal seront tous mis à mort. Le prélèvement terminal correspond à un prélèvement sanguin trop important correspondant la l'exsanguination de l'animal. La survie des animaux et leur réutilisation n'est pas possible. Le prélèvement sanguin terminal sera réalisé selon les bonnes pratiques vétérinaires et la réglementation en vigueur. Les animaux ayant eu seulement un recueil d'urine et de fèces pourront être gardés en vie et être réutilisés dans un autre projet ou pour générer de la matrice témoin sang, plasma, serum.
Remplacement
Aucune méthode alternative ne permettant actuellement de générer de la matrice témoin, il est indispensable de recourir à l’animal. En effet la non utilisation de matrice témoin entraine un biais dans la méthode. Si l'échantillon qui permet la quantification est différent de celui à quantifier, la méthode n'est pas exacte.
Réduction
Pour ce projet, il est envisagé d'utiliser environ 90 rats et 1000 souris sur 5 ans soit 18 rats et 200 souris par an. C'est le nombre d'animaux minimal pour générer de la matrice témoin sur une durée de 5 ans. Aucune approche statistique n'a été faite pour réduire le nombre d'animaux dans ce projet. La seule méthode pour réduire ce nombre est de diminuer le seuil de quantification de la méthode analytique ce qui diminue les besoins en matrice et donc les besoins en animaux. Pour chaque demande, un formulaire justifiant les volumes et le nombre d'animaux nécessaire est demandé au Donneur d'Ordre.
Raffinement
Le prélèvement terminal et la mise à mort des animaux seront réalisés sous anesthésie générale en absence d'autres congénères. Les animaux sont placés dans le compartiment d'anesthésie un par un et le délai entre la mise dans le compartiment et le moment de l'endormissement de l'animal est inférieur à 2 minutes. La mise à mort des animaux se fait dans une autre salle pour éviter tout contact visuel ou olfactif chez les autres animaux en attente d'anesthésie, pouvant provoquer un stress pour eux. Pour les recueils d'urine ou de fécès, les animaux seront placés en cage de recueil individuellement mais auront toujours un contact visuel et olfactif entre eux. Une attention particulière sera portée à l'enrichissement du milieu. Les animaux hébergés en groupe auront, dans leurs hébergements, la présence d'enrichissements variés et renouvelés (buchettes et balles en bois, cachettes, tunnels ...). Un visite des hébergements est réalisée à minima 1 fois par semaine par le vétérinaire responsable. Dans ce projet les points limites sont : - Animal présentant une perte de poids supérieur à 20 % par rapport à son poids basal; - Animal ayant un comportement inhabituel (prostré, poils ébouriffé, signes d'agressivités); - Animal présentant des fèces liquides, diarrhéiques. Si l'un des points limites est atteint, alors l'animal sera exclu du projet et sera pris en charge par le vétérinaire désigné. L'animal pourra être euthanasié, décision prise par le vétérinaire désigné, conformément aux bonnes pratiques vétérinaires.
Choix des espèces
Dans les études précliniques, le rat et la souris sont les espèces de référence pour les études réglementaires, il est très souvent nécessaire d'avoir de la matrice témoin (sang, serum, plasma, excretas). Ceci est indispensable pour pouvoir valider la méthode de dosage et valider les dosages. Jeunes adultes ayant un âge entre 7 et 12 semaines environ. Cela dépendra des objectifs de l'étude pour laquelle la ou les matrices témoins seront collectées.
Mécanismes neurobiologiques impliqués dans la compulsion à consommer de la nourriture sucrée chez le rat.
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Une chirurgie crânienne de deux heures, l'implantation d'un dispositif d'enregistrement, puis cent jours d'isolement et soixante-sept jours consécutifs de restriction alimentaire : 1 488 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués pour prélever le cerveau. Les tests de compulsion associent une récompense sucrée à des stimulus électriques, jusqu'à quatre-vingts sessions d'une heure par animal. L'objet déclaré est de comprendre pourquoi certaines personnes résistent mal aux aliments sucrés, et de tester si la modification d'un gène du système endocannabinoïde prévient ou corrige ce comportement chez le rat. Le porteur ramène la justification de ces 1 488 rats à un calcul statistique dont il ne donne ni les paramètres ni les tailles de groupes.
Objectifs
Ce projet cherche à mieux comprendre pourquoi certaines personnes ont du mal à résister à manger des aliments très sucrés, même si cela peut être mauvais pour leur santé (comme l’obésité ou le diabète). Ce comportement ressemble parfois à une addiction, un peu comme avec la drogue, où la personne continue même si elle sait que c’est mauvais. Nous souhaitons observer ce qui se passe dans le cerveau quand un animal mange de façon compulsive (c’est-à-dire sans pouvoir s’arrêter), pour cela nous nous concentrerons sur deux parties du cerveau : le striatum et le cortex insulaire. D’abord, nous mettrons en place un système pour enregistrer l’activité des neurones dans ces zones. Cela permettra de voir comment le cerveau réagit quand l’animal mange trop de sucre. Ensuite, nous regarderons si l’activité de ces neurones change quand l’animal commence à avoir un comportement compulsif. Cela nous aidera à mieux comprendre ce lien entre le cerveau et le comportement. Dans les étapes suivantes, nous étudierons un gène particulier lié à un récepteur appelé endocannabinoïde, par deux approches : 1.Prévenir la compulsion en modifiant ce gène avant que le comportement apparaisse, pour voir si cela peut empêcher le problème. 2.Soigner en modifiant le gène après que la compulsion soit installée, pour voir si cela peut réduire ou faire disparaître le comportement. Au total, il y a donc quatre étapes dans ce projet : • Les deux premières servent à observer et comprendre le fonctionnement du cerveau. • Les deux dernières testent des solutions pour prévenir ou soigner le comportement compulsif chez l’animal. Grâce à ce travail, nous espérons mieux comprendre le rôle du cerveau et de certains gènes dans la compulsion alimentaire, et évaluer l’efficacité de certaines stratégies pour réduire cette compulsion.
Bénéfices attendus
Cette recherche vise à mieux comprendre ce qui se passe dans le cerveau lorsqu’on mange de façon compulsive (c’est-à-dire sans pouvoir s’arrêter), en étudiant deux zones importantes du cerveau : le striatum et le cortex insulaire, qui jouent un rôle dans ce type de comportement. Nous nous intéressons également à un gène du système des endocannabinoïdes qui est un système qui influence l’appétit et le plaisir. En changeant l’activité de ce gène chez des animaux, nous observeront comment cela modifie le fonctionnement du cerveau et le comportement alimentaire. - À court terme, cette étude permet de mieux comprendre comment fonctionne le cerveau dans les cas de compulsion alimentaire. Ce savoir est très utile pour faire avancer la recherche scientifique. - À moyen et long terme, ces découvertes pourraient aider à créer des traitements pour les personnes qui souffrent de troubles alimentaires, en ciblant plus précisément les zones ou mécanismes du cerveau impliqués. Mais il faut bien comprendre que cette étude est encore préliminaire : elle est faite sur des animaux, donc on ne peut pas encore utiliser les résultats directement chez l’humain. Le but est d’abord de poser les bases pour de futures recherches qui, elles, pourraient aboutir à des traitements pour les humains.
Procédures
Sur animaux anesthésiés : - chirurgie crâniale pour injections pour moduler l'activité neuronale et implantation du dispositif d’enregistrement de l’activité des neurones : 1 fois (2 heures par animal, pour 848rats). - chirurgie crâniale pour injections pour moduler l’expression d’un gène : 1 fois (2 heures par animal, pour 640rats) Sur animaux vigiles : - 40 sessions de mesure de compulsion (1 session / jour, 60minutes/session, pour 640rats) - 80 sessions de mesure de compulsion (1 session / jour, 60minutes/session, pour 320rats) - enregistrement de l’activité cérébrale (6 sessions maximum, 1 session / jour, 60minutes/session pour 848 rats)
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues pour ce projet sont : -Chirurgies : inconfort au réveil (maximum 2 heures), et douleur postopératoire minorée par des antalgiques (pendant 2 jours) -Dispositif de mesure de l’activité cérébrale : gène légère pendant 100 jours maximum - Isolement nécessaire dès lors que l’animal est équipé avec le dispositif de mesure de l’activité cérébrale : cause un stress modéré pendant 100 jours maximum. -Restriction alimentaire nécessaire pour l’induction et la mesure de la compulsion : léger stress pendant les 3 premiers jours de la restriction alimentaire (la restriction dure pendant 67 jours consécutifs) -Les tests de compulsion sur animal vigile avec stimulus électriques induisent un stress modéré (20 secondes de stimulus cumulé par session de 60 minutes, pendant 20 sessions).
Devenir
Tous les animaux, à l’issue des procédures seront mis à mort afin de prélever le cerveau pour des études moléculaires.
Remplacement
Ce type de recherche, visant à comprendre les mécanismes comportementaux et neurobiologiques impliqués dans la compulsion à consommer de la nourriture sucrée peut-être uniquement menée sur un animal vivant. En effet, l’étude du comportement nécessite la présence de réseaux neuronaux intacts et fonctionnels qui sont uniquement accessibles dans des modèles d’animaux intègres et donc vivants. Après vérification, il n’a pas été trouvé de test in vitro ou in silico permettant d’effectuer cette recherche et il n’est donc pas envisageable d’utiliser des méthodes de substitution à l’animal entier.
Réduction
Dans cette étude, nous faisons tout pour utiliser le moins d’animaux possible tout en obtenant des résultats fiables. Nous adoptons une démarche par étape avec la réussite d’une étape qui conditionne la réalisation de la suivante. Ainsi le nombre d’animaux indiqué est donc un maximum. Nous utilisation un calcul avec une méthode statistique pour déterminer le nombre d'animaux à utiliser par lot permettant l'obtention de résultats robustes malgré la variabilité biologique.
Raffinement
Le bien-être des animaux est pris en compte à chaque étape par une surveillance régulière de l’état de santé des animaux (alimentation, apparence, comportement) et des actions seront mises en place en cas de problème(s) observé(s), avec la mise en place d’une grille de score, l’utilisation de points limites adaptés, gradés, précis et spécifiques, d’un arbre décisionnel et de critères d’intervention et d’arrêt de souffrance suffisamment précoces. Un animal atteignant un des points limites définis nécessitant une intervention est pris en charge sans délai. Les procédures débuteront après une période d’acclimatation à l’animalerie de 10 jours minimum. Lors des chirurgies un recours à une anesthésie générale, additionnée d’une anesthésie locale en présence d’antalgiques, ainsi que d’un maintien de la température par tapis chauffant sera effectué. Un traitement antalgique sera poursuivi en postopératoire durant 48heures, soit une couverture totale de 72 heures. Une semaine avant les enregistrements de l'activité neuronale, les rats seront connectés par la fibre optique dans une cage opérante pendant 5-10 minutes / jour pour une habituation.
Choix des espèces
Le rat est l’animal le plus utilisé pour l’étude de l’addiction et de la compulsion dans les modèles animaux.En effet, les rats montrent des comportements compulsifs vis-à-vis des récompenses similaires à ceux de l’humain. Nous utiliserons des rats avec un niveau de consanguinité limité ce qui permet une certaine variabilité génétique entre les individus pour un meilleur reflet de ce que l’on trouve chez l’humain. Dans cette étude, nous utiliserons des rats « jeunes adultes » de 7-8 semaines au début du projet afin de limiter le risque de variabilité qui pourrait être lié à l’utilisation de rats en phase d’adolescence (juvéniles).
Étude du potentiel thérapeutique de l’inhibition d’un transporteur de glucose (SGLT2) dans l’insuffisance ventriculaire droite chez le rat
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
200 rats vont être utilisés, 160 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, tous tués pour analyser leur cœur et leurs poumons. Une chirurgie de 25 minutes installe une insuffisance cardiaque droite chronique, suivie d'une échocardiographie sous anesthésie chaque semaine pendant quatre ou huit semaines. Le porteur décrit des douleurs thoraciques, une forte fatigue, une mobilité réduite, de l'inconfort respiratoire et un essoufflement à l'effort, tout en affirmant que les conditions d'entretien sont contrôlées pour que les animaux ne subissent aucun stress. Il conclut qu'aucune simulation in vitro ou in silico ne reproduit la mise en place de cette insuffisance et que l'étude ne peut se faire sans ce modèle de cerclage chez le rat.
Objectifs
L'hypertension pulmonaire (HTP) est un groupe de maladies rares et sévères qui touchent environ 1% de la population mondiale et dont la survie à long terme est très limitée. En effet progressivement les patients atteints d'HTP développent une insuffisance ventirculaire droite (IVD). Cette insuffisance ventriculaire droite correspond à un mauvais fonctionnement du ventricule droit, qui va amener à un mauvais fonctionnement du ventricule gauche et donc de tout le cœur, qui à terme entraine le décès des patients. Actuellement l'IVD n'est ciblée par aucun médicament. L'objectif du projet est donc d'améliorer la compréhension de l’insuffisance ventriculaire droite et de déterminer si l’inhibition in vivo, d'un transporteur de glucose, serait bénéfique pour réduire le développement l'IVD, ce qui permettrait d'ouvrir le champ à des nouveaux candidats thérapeutiques pour cette maladie.
Bénéfices attendus
La réalisation de ce projet permettra de confirmer l’implication d'un transporteur de glucose (SGLT2) dans le développement de l’insuffisance ventriculaire droite, et permettra de déterminer s’il est possible de repositionner les inhibiteurs de SGLT2 dpour réduire l'insuffisance ventriculaire droite. Au vu de l'absence de thérapeutique curative pour lutter contre le développement de l’insuffisance ventriculaire droite, ce projet présente une utilité majeure dans la prise en charge de ces malades.
Procédures
Le début de protocole commence par l'induction de l'insuffisance ventriculaire droite, qui sera réalisée par chirurgie sous anesthésie générale et analgésie (25 min par animal). Tous les animaux subiront des échocardiographies, une fois par semaine (pendant 4 ou 8 semaines selon le protocole) réalisées sous anesthésie générale (15 min par animal). A la fin des procédures, tous les animaux subiront un prélèvement sanguin à la veine caudale ainsi qu'un dernier bilan de ses fonctions cardiaques sous anesthésie générale (25 min par animal, J28 ou J56).
Impact sur les animaux
Comme décris précédemment, les procédures chirurgicales conduiront au développement d'une insuffisance cardiaque droite chez tous les animaux opérés. Celle-ci va dans un premier temps engendrer des douleurs au niveau thoracique pour l’animal. Puis à une forte fatigue conduisant à une mobilité réduite de l'animal, surtout dans les premiers jours post-chirurgies. Enfin, cela conduira également à des effets secondaires important tels que de l'inconfort respiratoire ou encore de l'essoufflement à l'effort. En effet, une maladie dite « chronique » va alors se mettre en place comme chez l’humain. Les réveils des anesthésies réalisées pour les échographies peuvent également être une source de stress pour l'animal. Tout comme le gavage ainsi que la contention pour réaliser les traitements. Les animaux auront également une prise de sang en fin de protocole sous anesthésie peuvent également être source de nuisance pour l’animal.
Devenir
Euthanasie de tous les animaux pour analyses post-mortem sur le coeur et les poumons.
Remplacement
L’objectif de recherche est d’étudier et de comprendre le rôle du transporteur SGLT2 dans le développement de l'insuffisance ventriculaire droite et de déterminer si ce transporteur peut être une nouvelle cible thérapeutique dans l'hypertension pulmonaire en ciblant directement le ventricule droit. Le recours à des animaux se justifie par la nécessité d’étudier la fonction cardiovasculaire dans un contexte dit normal ou sain (physiologique) et un contexte ou l'animal est malade (physiopathologique). Il se justifie par l'impossibilité de simuler ex vivo, que ce soit in vitro ou in silico, la mise en place de cette insuffisance ventriculaire droite qui est un processus complexe. L'obtention des nouvelles connaissances, nécessaires à une meilleure compréhension de la maladie et de futures thérapies, recherchées par cette étude ne peuvent donc pas avoir lieu sans l'utilisation de ce modèle de banding et donc de rats.
Réduction
Les fonctions cardiovasculaires seront étudiées par des méthodes non invasives chaque semaine (échocardiographie) permettant de limiter le nombre d'animaux utilisés. Un dernier bilan de leur fonction cardiaque est réallisé à la fin de l'expérimentation afin de collecter un maximum de données. Le nombre total de rats utilisés sera de 200 sur l'ensemble de l'étude en combinant plusieurs approches expérimentales sur le même animal. Des expériences de biochimie et de biologie moléculaire à partir des différents tissus collectés et des études sur cellules isolées seront également effectuées. Le test statistique adéquat (test Wilcoxon-Mann-Whitney avec une valeur alpha de 0,05 et une valeur Beta de 0,1) permet de bien définir le nombre d’animaux nécessaires à cette étude.
Raffinement
Une semaine d’acclimatation sont prévues à l’arrivée des animaux. Toutes les procédures seront pratiquées en utilisant des anesthésiques par voie gazeuse (Isoflurane®) et des analgésiques (Buprecare®) afin de minimiser le stress des animaux. L'eau ainsi que la nourriture sera en illimité pour les animaux. De l'enrichissement sera ajouté dans les cages des animaux. La procédure conduira à une insuffisance cardiaque droite, les animaux seront donc surveillés quotidiennement (évaluation de la présence de points limites précoces, notamment la perte de poids, qualité de la fourrure et posture des animaux en post-chirurgie) et leur entretien sera effectué dans des conditions soigneusement contrôlées pour s'assurer que les animaux ne subissent aucun stress.
Choix des espèces
Les rats sont des modèles standards de maladies cardiovasculaires. Ils présentent une anatomie vasculaire et des caractéristiques hémodynamiques similaires à celle de l’homme. De plus notre équipe travaille en routine avec des modèles expérimentaux utilisant les rats pour l’étude de maladies vasculaires pulmonaires et cardiaque. Jeune adulte (8 semaines, 200g à 250g). A ce stade de développement (pleine phase de croissance) l’induction de l’insuffisance ventriculaire droite est plus rapide. De plus, chez l'Homme l'hypertension pulmonaire et l'insuffisance ventriculaire droite se développe chez les jeunes adultes.
Etude de toxicité systémique après administration(s) orale(s) d’un produit de santé
- Formation professionnelle
- Tests réglementaires
- Toxicologie et autres tests de sécurité
3 280 rats vont être utilisés, 2 980 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, tous tués à l'issue pour autopsie. Ils reçoivent par sonde orale un produit de santé, sur des durées allant de trois jours à un an, avec des prélèvements sanguins en cours d'étude. Le porteur décrit une irritation liée au passage répété de la sonde, des vocalises lors de la manipulation, de l'agressivité, des douleurs abdominales et une possible détresse respiratoire. L'étude est conduite pour un client qui s'engage par contrat à ne pas dupliquer les essais, et le porteur indique que l'utilisation d'animaux est "requise" par la réglementation et donc "obligatoire".
Objectifs
Le projet vise à respecter les exigences des autorités réglementaires et des normes en vigueur avant l’utilisation d’un produit de santé chez l’Homme. Il évalue la toxicité (i.e. les éventuels effets néfastes sur le corps) du produit de santé ou de ses composants après administration orale (une seule ou plusieurs administration(s)) chez le rat, sur une durée de 3 jours à un an, tout en reproduisant au mieux l'utilisation clinique. Les risques éventuels liés à l’utilisation de ce produit doivent être acceptables et garantir une haute protection de la santé et de la sécurité des patients et des utilisateurs.
Bénéfices attendus
Ce projet permet de s’assurer avant sa mise sur le marché que l’utilisation du produit de santé est sûr pour les patients afin de répondre aux exigences des autorités réglementaires et des normes en vigueur. Il permet d’évaluer les risques éventuels liés à l’utilisation de ce produit et de s’assurer que les éventuels risques sont acceptables par rapport aux bienfaits/bénéfices apportés aux patients. Les résultats des études aideront à décider si le produit peut être mis ou maintenu sur le marché pour utilisation chez l'Homme, conformément aux règles en vigueur.
Procédures
La fréquence et la dose d’administration orale sont définies en fonction des textes auxquels on se réfère. L’administration sera réalisée de sorte à minimiser autant que possible les nuisances à l’animal (maximum 4 minutes par administration par animal). Pendant l'étude (si besoin), selon une fréquence et un volume n'affectant pas l'animal, des prélèvements sanguins (environ 5 minutes par animal) pourront être réalisés. La durée des interventions en fin d'étude est d'environ 10 minutes chez le rat.
Impact sur les animaux
L’administration par voie orale peut engendrer chez les animaux un stress lié à la contention, un stress ou une gêne légère lié au passage de la sonde, une légère irritation liée au passage répété de la sonde avec gêne légère à la déglutition. Ceci pouvant entraîner de petites pertes de poids, une baisse d'appétit, des comportements atypiques pour l’espèce, vocalises lors de la manipulation et/ou agressivité. Les effets liés au produit (si une toxicité systémique est constatée) et/ou à une mauvaise administration sont des pertes de poids, une baisse d’activité, des douleurs abdominales, voire une détresse respiratoire.
Devenir
Pour les besoins de l'étude, une autopsie est nécessaire. Ceci permet d'évaluer les effets potentiels de toxicité systémique du produit de santé à tester. Ces analyses expliquent l'impossibilité en fin d'étude de maintenir en vie les animaux utilisés. De plus, l’analyse des paramètres sanguins ainsi qu'une évaluation des tissus au microscope (analyse histopathologique) pourra s’avérer nécessaire.
Remplacement
L’utilisation d’animaux est requise dans la réglementation. Les méthodes alternatives existantes ne permettent pas d’évaluer les effets toxiques à court, moyen ou long terme des produits de santé en raison de la complexité des mécanismes de régulation d’un organisme vivant. Il n'existe pas de test in vitro validé ni de modèle simulé par ordinateur capable de reproduire la complexité d'une réaction tissulaire et/ou des effets systémiques. L’utilisation d’animaux est alors obligatoire pour y parvenir.
Réduction
A la constitution de l’étude, le nombre minimal d'animaux requis par les textes de références est considéré. Dans la mesure du possible, les animaux témoins sont mutualisés entre les différents essais (un même groupe d’animaux "témoin" pour plusieurs groupes d’animaux "test" recevant des produits à tester différents). Pour chaque étude, le client pour lequel l'étude est conduite s’engage à ne pas dupliquer les essais via la signature du protocole d’essai. Les études dites "de faisabilité", sur un nombre restreint d’animaux, peuvent aussi servir à orienter les choix de poursuite de développement d'un produit avant d'entamer les études réglementaires à plus grande échelle et devant répondre aux normes en vigueur. Le cas échéant, le nombre d'animaux doit être suffisant pour permettre une analyse statistique pertinente (i.e. nombre minimum d’animaux requis) et cela est défini dans la norme. Les analyses statistiques sont réalisées sur le poids des animaux, le poids des organes (absolus et relatifs) et les paramètres sanguins.
Raffinement
La stratégie de raffinement est établie afin de limiter le stress et la douleur des animaux. Elle repose sur la présence d’enrichissements du milieu en systématique, un suivi sanitaire et clinique renforcé pendant la/les phase(s) d’administration avec une visite vétérinaire en cas d’anomalie clinique, sanitaire ou comportementale, pour permettre une gestion adéquate de la douleur ou de l’anomalie constatée selon chaque cas. Un suivi des points limites spécifiques au projet sera mis en place et tracé en temps réel au moment des observations.
Choix des espèces
L’espèce animale choisie est définie dans le(s) texte(s) de référence. De plus, il est largement utilisé, rendant disponibles de nombreuses données dans la littérature (données sur différents modèles - raffinement, données basales de pathologie…). Le choix du stade de développement est décrit dans le(s) texte(s) de référence qui recommande(nt) l'utilisation d'animaux adultes, âgés d’environ 6 à 12 semaines.
Les vésicules extracellulaires comme approche thérapeutique dans un modèle d’ischémie cérébrale chez le rat
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Une perte de poids supérieure à 15 pour cent, des troubles neurologiques persistant plus de 48 heures ou un refus de boire au-delà de 24 heures déclenchent la mise à mort. 240 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue pour prélever le cerveau. Chacun subit une heure de chirurgie pour provoquer une ischémie cérébrale, une injection dans la carotide et deux séances d'imagerie, 120 d'entre eux passant en plus des tests de marche spontanée, de latéralisation et de mémoire à court terme. Le porteur annonce une récupération complète de l'état général en une semaine et attend de cette combinaison de vésicules extracellulaires et d'une molécule mimétique un impact socioéconomique très important.
Objectifs
Dans le cadre de développement de traitements permettant de protéger et/ou réparer le cerveau après un AVC, ce projet a pour but dd’évaluer une nouvelle thérapie combinant les vésicules extracellulaires (VE) et un traitement moléculaire mimétique des héparanes sulfates, à la suite d’une ischémie cérébrale chez le rat. Les effets bénéfiques des VE et du traitement moléculaire, administrés séparément, ont déjà été montrés dans des modèles in vitro et in vivo, y compris dans notre laboratoire. Les VE seront issues des cellules souches mésenchymateuses (CSM) humaines préalablement traités ou non par le traitement moléculaire.
Bénéfices attendus
Les accidents vasculaires cérébraux (AVC) constituent un problème majeur de santé public. Ils représentent la 2ème cause de mortalité et la 1ère cause d’handicap chez l’adulte. Plusieurs facteurs de risque favorisent le déclenchement de cette pathologie dont l'hypertension artérielle chronique qui est le facteur de risque le plus important. Dans les AVC de types ischémiques, la thrombolyse et la thrombectomie mécanique sont les seules interventions approuvées par les autorités de santé. Cependant, ces interventions ne sont applicables que chez une minorité de patients. Aussi, il est crucial de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques pour les AVC. Dans ce contexte, notre projet devrait permettre le développement d’une nouvelle intervention thérapeutique associant les VE et le traitement moléculaire pour protéger et réparer le cerveau et améliorer la récupération neurologique après un AVC. L’impact socioéconomique d’un tel développement sera très important.
Procédures
Les animaux sont soumis à plusieurs types d’interventions : - Chirurgie (induction de l’AVC sous anesthésie générale) : 1 heure maximum par animal, réalisée une seule fois sur chaque animal, les 240 animaux sont concernés. - Injection intra-carotidienne (animal anesthésié) : 1 fois (1 h après l’induction de l’AVC) ; 5 min maximum par animal, les 240 animaux sont concernés - Séances d’imagerie cérébrale : réalisées sous anesthésie générale pour visualiser l’ischémie. Il s’agit de deux séances (à 24h et 14 jours après ischémie) d’une durée maximum de 10-15min par rat. 240 animaux sont concernés. - Evaluations comportementales : les tests de comportement réalisés ont pour but l’évaluation de l’état général de l’animal (la marche spontanée, fonctionnement de différents membres …), la latéralisation après ischémie, la mémoire à court terme ainsi que la composante spatiale de la mémoire à court terme. De plus, le dysfonctionnement sensorimoteur et l’asymétrie motrice seront évalués. La durée minimale est de 10min jusqu’à 30min. 120 rats sont concernés. L’objectif est de quantifier les déficits moteurs et la récupération fonctionnelle. - Chirurgie sans réveil pour prélèvement du cerveau : sous anesthésie profonde précédée d’une couverture antalgique administrée 30 min auparavant. La durée est de 15-20 min par rat. 240 rats sont concernés.
Impact sur les animaux
Dans le modèle d’ischémie, les nuisances attendues sont directement liées à l’induction de l’ischémie et aux manipulations associées. L’anesthésie générale préalable, induite par l’isoflurane, est considéré comme nuisance légère. L’occlusion temporaire d’une artère cérébrale entraîne des déficits neurologiques transitoires (hypoactivité, troubles locomoteurs) et une perte de poids d’environ 15 % pendant les 3 à 4 jours suivants, qualifiés de nuisances modérées. Ces altérations sont généralement réversibles, avec une récupération complète de l’état général en une semaine. La procédure se termine par une mise à mort sous anesthésie profonde, sans nuisance perçue. Toutes ces nuisances seront prises en compte dans la définition des points limites.
Devenir
A la fin de chaque procédure, les animaux sont mis à mort dans le but de récupérer les cerveaux pour des analyses en post-mortem.
Remplacement
L’AVC, une pathologie complexe, fait intervenir différents acteurs moléculaires et cellulaires (y compris neurones, les cellules gliales et les cellules endothéliales). Bien que des tests aient déjà été réalisés sur des modèles cellulaires in vitro, pour l’instant, il n’existe aucun modèle de substitution qui permet de mimer, dans sa complexité, la physiopathologie de l’AVC.
Réduction
L’utilisation des méthodes d’investigation non invasives telles que l’imagerie par IRM et les tests de comportements se conforme à la réglementation en vigueur dans le respect de la réduction du nombre d’animaux. Celles-ci permettent de suivre l’évolution de l’AVC à différents temps sans nécessité d’euthanasier plusieurs animaux à chacun de ces temps. Chaque animal est dans ce cas son propre contrôle ce qui permet de réduire le nombre d’animaux nécessaires pour l’étude. Dans le but de pouvoir réaliser des tests statistiques, l’estimation du nombre d’animaux par groupe est basée sur les données de nos études antérieures chez le rat et la réalisation d’un test de puissance statistique. Ces simulations ont permis de mettre en évidence un nombre minimum de 37 animaux par groupe pour obtenir une différence significative. En raison d’une certaine variabilité observée sur les différents modèles d’ischémie cérébrale ainsi que les tests comportements au sien de l’équipe, nous estimons que le nombre d’animaux doit être augmenté à 40 animaux par groupe. Ce nombre de 40 animaux est cependant un nombre maximum et pourra être revu à la baisse durant l’étude. Les résultats de la première cohorte nous permettront de réaliser des statistiques séquentielles et ainsi de décider du nombre d’animaux à inclure dans la deuxième cohorte pour obtenir des résultats significatifs et ainsi de réduire le nombre d’animaux au total.
Raffinement
Dès leur arrivée, les animaux seront mis en groupe sociaux (2 rats par cage) dans des cages standards répondant aux normes en vigueur. Ils auront un temps d’adaptation avant toute expérimentation. Ils bénéficieront également d’enrichissement via des stimulations sensorielles par différents objets disposés dans les cages afin de favoriser l’exploration et le bien-être. Tout au long du protocole, un personnel compétent surveillera les animaux afin de déterminer leur état (poids, apparence physique) et la mise en place, si nécessaire, de mesures afin d’améliorer le bien-être animal. Cette évaluation sera réalisée quotidiennement pendant la première semaine après ischémie ensuite 2 fois par semaine durant le reste du protocole. Enfin, les différents protocoles ont été pensés de manière à limiter la souffrance animale par l’administration d’agents analgésiques et anesthésiques appropriées et par le choix de points limites cohérents. En cas de dégradation de l’état général, un arbre décisionnel sera appliqué : -Observation d’un signe léger à modéré : surveillance renforcée, environnement adapté, administration d’analgésique si nécessaire -Persistance ou aggravation malgré les soins : évaluation par une personne compétente ou le vétérinaire -Atteinte d’un ou plusieurs critères d’arrêt (points limites) : mise à mort sous anesthésie profonde suivi d’une mise à mort. Les critères d’arrêt incluent : perte de poids supérieure à 15%, troubles neurologiques sévères persistants (> 48h sans amélioration), refus de s’alimenter ou boire > 24h, souffrance non soulagée malgré les soins. L’ensemble des protocoles est conçu pour minimiser les douleurs, grâce à l’utilisation d’analgésiques adaptés, ainsi qu’une réflexion préalable sur la limitation des nuisances liées aux interventions.
Choix des espèces
Le rat est l’espèce animale qui a été la plus étudiée dans le domaine de l’ischémie cérébrale : les modèles d’ischémie focale sont bien connus et de nombreux mécanismes de cette pathologie ainsi que des essais de neuroprotection ont ainsi été étudiés chez cette espèce animale. En effet, l’anatomie ainsi que la circulation cérébrale sanguine du rat sont bien décrites et, par ses grands traits, semblables à celles de l’Homme. De plus, cette espèce se prête facilement à l’étude fine des capacités sensorimotrices et cognitives par l’intermédiaire de tests comportementaux appropriés. L’ensemble des connaissances et des acquis dont nous disposons au laboratoire et dans la littérature rend cette espèce particulièrement intéressante pour l’étude de l’ischémie cérébrale. Les animaux utilisés ont un poids d’environ 250-350 g, âgés de 7-8 semaines au début du protocole, ce qui correspond à la maturité cérébrale adulte. Nous effectuerons notre modèle sur des adultes pour comparer les données obtenues avec la majorité des données déjà disponibles sur les modèles d’AVC chez le rat. De plus, chez l’Homme, les AVC surviennent très majoritairement chez l’adulte.
Compréhension des mécanismes moléculaires d’adaptation des neurones thalamiques à l’altération de l’expérience visuelle dans l’amblyopie, une des principales causes de malvoyance qui touche 2 à 5 % de la population mondiale. MODIFICATION
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Pour reproduire l'amblyopie, une paupière est suturée en quatre points chez des ratons avant l'ouverture de leurs yeux, entre le douzième et le vingt-deuxième jour de vie. 144 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués pour prélever le tissu cérébral, dont neuf en chirurgie terminale sans réveil ajoutée par cette version modifiée du projet. L'intervention dure dix minutes, après quoi les ratons sont rendus à leur mère. Le porteur annonce une surveillance quotidienne du risque d'infection, d'arrachement des points de suture et d'isolement, l'animal touché étant écarté du lot et tué immédiatement.
Objectifs
Notre équipe a le projet de décrypter les mécanismes de plasticité neuronale mis en jeu dans l’amblyopie, une pathologie dont la conséquence première est une vision anormale. Elle est l’une des principales causes de malvoyance qui touche 2 à 5 % de la population mondiale. Ce n’est pas une maladie de l’œil, le récepteur visuel étant normal mais du système nerveux intégrateur. L’acuité visuelle à la naissance est faible à cause de l’immaturité du système nerveux visuel. Pendant une période de forte plasticité neuronale chez le petit enfant, des différences de réfraction, d’alignement entre les deux yeux ou une opacité d’un œil amènent à un défaut d’intégration des signaux neuronaux provenant de l’œil faible. Le traitement, seulement possible avant 6-7 ans, se fait d'abord en corrigeant le défaut visuel, puis en rééduquant l’œil amblyope par pénalisation de l’œil dominant. Ce projet propose de déterminer les mécanismes moléculaires et cellulaires de la plasticité cérébrale au cours du développement des neurones du corps genouillé lateral dorsal (dLGN), premiers relais thalamiques de la stimulation visuelle en mimant l’amblyopie sur le rat Long Evans par suture d’une paupière avant l’ouverture des yeux. MODIFICATION DE PROJET INITIAL SANS AJOUT D’ANIMAUX CAR NECESSITE D’UNE CHIRURGIE TERMINALE POUR LA PREPARATION ET LA COLLECTE D’ORGANE EN VUE D’ANALYSE POST MORTEM.
Bénéfices attendus
L’amblyopie est un déficit visuel fonctionnel chez l’humain qui, s’il n’est pas traité dans une période de temps limité avant 6-7 ans, est irréversible. C’est la principale cause de malvoyance qui touche 2 à 5 % de la population mondiale. Le but de ce travail est d’identifier les mécanismes neuronaux à l’origine de la perte de réponse du cortex cérébral aux stimuli visuels dans l’objectif d’allonger la fenêtre thérapeutique au-delà de l’enfance.
Procédures
Suture de la paupière (4 points de sutures) sur un matelas chauffant sous anesthésie profonde associée à une analgésie locale oculaire. Après le réveil les ratons sont remis à la mère . Durée totale de l’intervention : 10 minutes. CHIRURGIE SANS REVEIL POUR PRELEVEMENT D’ORGANE SOUS ANESTHESIE PROFONDE ET ANALGESIE LOCALE ET GENERALE POUR 9 ANIMAUX PARMI LES 144 DU PROJET.
Impact sur les animaux
Suite à la procédure de privation visuelle monoculaire par suture palpébrale, l’apparition d’effets indésirables sera contrôlée quotidiennement, en particulier : - risque d’infection au niveau des points de suture - risque d’arrachement des points de suture - risque comportemental (isolement, perte de mobilité).
Devenir
Euthanasie préalable au prélèvement du tissu cérébral sur lequel seront réalisées les expérimentations.
Remplacement
L’utilisation d’animaux à des fins scientifiques est indispensable dans le cadre de ce projet dans la mesure où il est nécessaire de priver le système nerveux d’entrées sensorielles au cours du développement. L’utilisation de culture de neurones est donc naturellement exclue.
Réduction
La réduction du nombre d’animaux sera faite -Grâce à l’utilisation de rat des 2 sexes. - En multipliant le nombre d’expérimentateurs qui travaillent en parallèle sur le cerveau d’un rat sacrifié pour les mesures des phénomènes électriques des neurones, leur durée de survie étant limitée. -En miniaturisant le matériel cellulaire à prélever pour les analyses biochimiques grâce à l’utilisation de technologies de dernière génération de grande sensibilité. -En maintenant une formation régulière du personnel sur les techniques de sutures de paupières par les praticiens hospitaliers de notre laboratoire
Raffinement
Suture de la paupière (4 points de sutures) sur un matelas chauffant sous anesthésie profonde associée à une analgésie locale oculaire. Après le réveil les ratons sont remis à la mère en vérifiant que celle-ci les reprend bien en charge. Ils sont ensuite surveillés quotidiennement par un personnel expérimenté. En cas de problème lié à la suture (par exemple infection) l’animal sera écarté du lot et sera immédiatement euthanasié pour éviter toute souffrance.
Choix des espèces
Le rat est le modèle animal le plus utilisé actuellement dans la littérature pour l’étude des mécanismes neuronaux de plasticité du système visuel. Notre laboratoire a acquis depuis quelques années une grande expertise dans le domaine de l’électrophysiologie neuronale, en particulier chez le rat. Nous avons choisi de mener notre étude sur des rats Long Evans dont l’acuité visuelle est supérieure à celle des rats Wistar habituellement utilisés au laboratoire. Les animaux seront utilisés entre J12 et J22, période critique de développement de la fonction visuelle.
Évaluation par Imagerie par Résonance Magnétique (IRM) de l’innocuité et de l’efficacité de molécules innovantes pour le traitement des AVC chez la souris et le rat.
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Rats : 5000
Venus des autres autorisations du même laboratoire, où des accidents vasculaires cérébraux leur sont provoqués, 9 600 souris et 5 000 rats sont transportés vers un appareil d'IRM installé dans un laboratoire partenaire. Cette autorisation ne couvre que les examens d'imagerie, déclarés en niveau de souffrance léger, et tous ces animaux seront tués pour prélever le cerveau. Chaque examen se fait sous anesthésie générale de dix à quarante-cinq minutes, répétée à cinq dates après l'accident vasculaire, avec pose d'un cathéter dans la veine de la queue pour injecter un agent de contraste. Le porteur qualifie l'IRM de méthode non invasive garantissant une approche respectueuse du bien-être des animaux non-humains, et affirme qu'aucune méthode alternative n'atteint le niveau d'information de l'expérimentation animale.
Objectifs
Les accidents vasculaires cérébraux (AVC), qu'ils soient hémorragiques ou ischémiques, constituent des pathologies neurologiques majeures, causées respectivement par la rupture ou l'occlusion d'un vaisseau cérébral. À ce jour, il n'existe aucune stratégie pharmacologique efficace pour atténuer les conséquences d'un AVC hémorragique, et les traitements de l'AVC ischémique sont limités par des effets secondaires et une efficacité variable. Notre laboratoire a développé et validé plusieurs modèles murins (souris et rats) qui reproduisent fidèlement les différentes formes d'AVC. Ces différents modèles sont essentiels pour refléter la diversité étiologique et épidémiologique observée chez l'Homme, permettant ainsi d'évaluer l’innocuité et l'efficacité de nouvelles stratégies thérapeutiques proposées par les industriels. Chaque modèle d’AVC a fait l’objet d'une DAP spécifique, regroupant des projets de recherche distincts avec des paramètres d'évaluation communs. Toutes les procédures expérimentales décrites dans ces DAP sont réalisées au sein de l’établissement principal, à l'exception de l'imagerie par résonance magnétique (IRM) faisant l’objet de la présente DAP. L'IRM, réalisé dans un laboratoire partenaire, est un outil central dans toutes nos études et pour l’intégralité de nos modèles d’AVC. Elle permet de mesurer la taille et la localisation des volumes lésionnels et hémorragiques, d'évaluer l'intégrité de la barrière hématoencéphalique, le niveau d’inflammation parenchymateux ainsi que la diffusion sanguine et tissulaire dans des zones cérébrales précises. Ces informations sont essentielles pour comprendre les mécanismes de réponse aux traitements et leur efficacité. Cette DAP concerne l'ensemble des animaux des DAP précédemment déposées et acceptées, décrivant l’utilisation de l’IRM.
Bénéfices attendus
Actuellement, la prise en charge des patients en phase aigüe de l'AVC ischémique repose sur l'administration de l'activateur tissulaire du plasminogène (tPA), capable de dissoudre les thrombi, associée ou non à une thrombectomie chirurgicale. Cependant, en raison des effets secondaires du tPA et de la complexité de la procédure de thrombectomie, seule une minorité de patients (
Procédures
Les nuisances ou effets indésirables attendus pour les animaux se limitent principalement à l’anesthésie générale nécessaire pour les examens d'IRM. Cette procédure, bien que potentiellement répétée dans le temps, reste relativement courte : entre 10 et 45 minutes environ. La randomisation et l’équilibrage des groupes expérimentaux permettra de réduire la fréquence d’examen et donc la durée de l'anesthésie pour chaque animal. En dehors de cet aspect, l'IRM offre un avantage majeur : c'est une méthode non invasive, qui permet de déterminer l'efficacité des traitements sur de nombreux paramètres sans intervention chirurgicale ou prélèvement. Ainsi, les contraintes pour les animaux restent limitées, garantissant une approche respectueuse du bien-être animal. Les acquisitions IRM, programmées aux moments clefs de chaque projet (J0, J1, J2, J5 et J14), se dérouleront sous anesthésie générale. Après une, l’animal sera installé sur le berceau de l’IRM, où l’anesthésie sera maintenue. Pour éviter la sécheresse ophtalmique, un gel ophtalmique sera appliqué sur les yeux de l'animal. Durant l’examen, une surveillance continue sera assurée grâce à un module de contrôle respiratoire, et le berceau sera chauffé pour maintenir le confort thermique. L’administration d’un agent de contraste intraveineux sera nécessaire pour certaines séquences spécifiques, impliquant la mise en place d’un cathéter dans une veine de la queue de l’animal sous anesthésie générale. Cette procédure chirurgicale est légère.
Impact sur les animaux
Les nuisances ou effets indésirables attendus pour les animaux se limitent principalement à l’anesthésie générale nécessaire pour les examens d'IRM. Cette procédure, bien que potentiellement répétée dans le temps , reste relativement courte : entre 10 et 45 minutes environ. La randomisation et l’équilibrage des groupes expérimentaux permettra de réduire la fréquence d’examen et donc la durée de l'anesthésie pour chaque animal. Il convient de noter qu’au cours du transport des animaux entre nos locaux et l’appareil d’IRM situé à Cyceron, le trajet inclut un passage extérieur d’une dizaine de mètres. Pour minimiser le stress, nous utilisons un chariot de transport adapté, totalement fermé, maintenant les animaux dans l’obscurité complète. En dehors de cet aspect, l'IRM offre un avantage majeur : c'est une méthode non invasive, qui permet de déterminer l'efficacité des traitements sur de nombreux paramètres sans induire de douleur à l’animal. Ainsi, les contraintes pour les animaux restent limitées, garantissant une approche respectueuse du bien-être animal.
Devenir
A la fin du projet, tous les animaux seront donc mis à mort selon la DAP correspondante permettant le prélèvement du cerveau post fixation pour analyse.
Remplacement
Ces projets représentent des étapes cruciales des tests d'innocuité et d'efficacité de nouvelles thérapies in vivo, faisant suite aux nombreuses expérimentations et validations menées in vitro par nos partenaires industriels financeurs. À ce jour, aucune méthode alternative ne permet d'atteindre le niveau d'information fourni par l'expérimentation animale. Les connaissances actuelles, issues de la littérature et de l'expérience de notre laboratoire, positionnent la souris et le rat comme modèles de choix pour nos projets. Les rongeurs sont en effet parmi les espèces les plus étudiées dans le domaine de l'AVC, permettant ainsi une analyse comparative et critique fiable des résultats. L’utilisation de l’IRM constitue en lui-même une réduction et raffinement dans la mesure où il permet d’avoir un diagnostic de façon non invasive, répété longitudinalement sur le même animal. Obtenir les mêmes informations que celles produites par l’IRM utiliseraient un nombre d’animal beaucoup plus important puisque l’équivalent des données fournies par chaque séquence IRM équivaut à une analyse immunohistochimique du cerveau de l’animal. De plus, les données fournies sont translationnelles avec la clinique.
Réduction
Les données issues de la littérature préclinique, combinées à une analyse de puissance régulièrement actualisée avec nos propres résultats, permettent d’estimer le nombre minimal d’animaux par groupe, en fonction du modèle d’AVC et des procédures expérimentales. Cette estimation repose sur une analyse de puissance et une répartition équilibrée entre les groupes. Cette approche garantit la détection de différences significatives tout en limitant le nombre d’animaux utilisés. Cette approche nous offre la capacité de visualiser des différences réelles de manière statistiquement significative entre les groupes étudiés. Pour limiter le nombre d’acquisition IRM par animal, nous avons réparti les animaux en sous-groupes, chacun passant les examens à des jours spécifiques selon les besoins de l'étude. Cela permet de réduire la fréquence des anesthésies pour chaque animal tout en garantissant des données complètes et pertinentes pour chaque projet. Cette approche nous permet d'obtenir des données robustes tout en respectant les principes éthiques de réduction du nombre d'animaux utilisés, garantissant ainsi la validité scientifique de nos résultats.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans des cages standards conformes aux normes européennes et isolés des bruits extérieurs. Chaque cage sera équipée d’enrichissements variés dépendamment des souches animales et donc des projets. Ils auront également un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau pendant toute la durée de leur séjour dans nos locaux. Leur bien-être sera suivi par du personnel qualifié, avec des contrôles biquotidiens cinq jours par semaine et quotidiens les week-ends et jours fériés. De plus, les animaux seront régulièrement pesés, au moins deux fois par semaine. Les animaux seront transportés de nos locaux à l’IRM situé dans le laboratoire partenaire dans un chariot adapté et fermé, garantissant un environnement sombre pour limiter leur stress. Ce transport, qui s’effectue en environ 5 minutes, inclut un passage extérieur d’une dizaine de mètres. Pendant les examens IRM, les animaux seront anesthésiés et un gel ophtalmique sera appliqué sur les yeux pour prévenir la sécheresse oculaire. L’anesthésie générale sera maintenue jusqu’au réveil. La température corporelle sera contrôlée grâce à une couverture chauffante. La fréquence et l’amplitude respiratoire seront surveillées en continu, permettant à l’expérimentateur d’ajuster l’anesthésie si nécessaire. Bien que la surveillance soit continue durant l'examen IRM, elle sera intensifiée pendant les premières heures suivant le réveil. En cas de signes de stress ou de souffrance non anticipés, la procédure sera immédiatement interrompue. Si les points limites définis dans cette DAP sont atteints, l’animal sera euthanasié conformément aux protocoles établis.
Choix des espèces
La souris et le rat occupent une place prépondérante dans la recherche sur les maladies neurodégénératives, particulièrement dans le développement de stratégies thérapeutiques. Cette prééminence découle de divers facteurs, notamment les homologies vasculaires et génétiques entre l’Homme et le rongeur, ainsi que la facilité de manipulation génétique, le coût relativement bas, et la logistique aisée associée à l'élevage et la stabulation de ces rongeurs. Ces caractéristiques (entre autres) font de ces espèces des modèles animaux privilégiés pour la recherche préclinique. Les souris utilisées seront âgées d’environ 10 semaines le jour de l’induction de l’AVC pour un poids moyen de 35g pour les SWISS et OF1 et de 25g pour les C57BL/N. Les rats seront quant à eux âgés de 6 à 10 semaines le jour de l’induction de l’AVC pour un poids allant de 250 à 350g. Nous effectuerons notre modèle sur des adultes afin de pouvoir comparer les données de cette étude avec celles déjà disponible dans notre laboratoire et dans la littérature scientifique du domaine.
Évaluation de la toxicité et de la pharmacocinétique de composés anti-infectieux
- Tests réglementaires
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Rats : 210
Chercher la dose la plus forte qu'un animal peut recevoir avant que la toxicité devienne sévère : 760 souris et 210 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, tous tués à l'issue pour prélever organes et fluides. 45 études sont prévues sur cinq ans. Les animaux subissent des injections, un cathétérisme urétral qui peut enflammer la vessie, des administrations intranasales et des prélèvements sanguins répétés, avec pour effets annoncés une posture voûtée, un poil hérissé, des diarrhées, une gêne respiratoire et des hématomes. Le porteur présente le projet comme un moyen d'accélérer le développement de traitements contre des infections graves ou résistantes, tout en optimisant les coûts et les délais des programmes de recherche et développement.
Objectifs
Ce projet vise à déterminer la concentration maximale tolérée et à caractériser les profils pharmacocinétiques de nouvelles molécules anti-infectieuses chez la souris et le rat. L’objectif principal de l’étude est de déterminer la dose la plus élevée d’un composé pouvant être administré sans provoquer d’effets toxiques sévères chez les animaux, et ce, selon une voie d’administration donnée. Cette étape est essentielle pour évaluer la tolérance aiguë ou subaiguë d’un composé chez l’animal. Les traitements évalués incluent des antibiotiques, des antifongiques, des antiviraux, ainsi que des biothérapies innovantes comme les anticorps. Des observations cliniques et des analyses biologiques permettront d’évaluer les éventuels signes de toxicité ou d’effets secondaires. Les études de pharmacocinétique visent à déterminer comment un composé anti-infectieux est absorbé, distribué, métabolisé et éliminé dans l’organisme. Elle permet de mesurer l’exposition systémique après administration, notamment dans les tissus ciblés. Ces données servent à optimiser la posologie et à établir la relation entre la concentration et l’efficacité. Elle est essentielle pour prédire les conditions dans lesquelles le traitement sera le plus efficace. 45 études sont prévues pour la totalité du projet de 5 ans
Bénéfices attendus
À court terme, ce projet permettra de sélectionner les doses maximales tolérées et les schémas d’administration optimaux des candidats thérapeutiques, afin de sécuriser leur usage dans les modèles infectieux. La concentration maximale tolérée constitue une étape fondatrice de la caractérisation préclinique ; elle assure à la fois la sécurité des animaux, la pertinence des doses testées, et la robustesse des données biologiques qui en découleront. Ce projet génèrera également des données de pharmacocinétiques robustes permettant de modéliser précisément la relation dose-exposition-efficacité. Ces informations orienteront le choix des molécules à prioriser et réduiront le recours inutile à des expérimentations ultérieures inefficaces. À moyen terme, les résultats obtenus renforceront la prédictibilité des études précliniques et amélioreront la transposabilité des données vers l’Homme ou l’animal. Cela contribuera à accélérer le développement de traitements innovants contre des infections graves ou résistantes, tout en optimisant les coûts et délais des programmes de recherche et développement.
Procédures
Les nuisances principales concernent la douleur et l'inconfort induits par les injections et les douleurs liés au traitement. Des efforts sont faits pour limiter ces impacts en suivant des protocoles de réduction de la douleur et du stress. L'anesthésie avec l'isoflurane induit un stress de courte durée (15 secondes). Les piqûres d’aiguille pour traiter les animaux entraînent une douleur légère de courte durée (2 secondes). L'administration par voie urétrale nécessite l'installation d’un cathéter et peut induire une inflammation locale de la vessie, causant un léger inconfort temporaire (1 minute). L'administration par voie intranasale de molécules peut entraîner une inflammation : douleur modérée (10 secondes).
Impact sur les animaux
Dans le cadre des études de dose maximale tolérée et de pharmacocinétique, les composés anti-infectieux testés peuvent induire certains effets indésirables transitoires chez la souris et le rat. Des réactions légères sont attendues, telles qu'une diminution temporaire de l’activité, une perte de poids modérée ou une légère réaction inflammatoire au point d’injection. En fonction des doses et de la voie d’administration, des signes de toxicité plus marqués peuvent apparaître, comme un poil hérissé, une posture voûtée, une réduction de la mobilité, ou une altération de la respiration. Des troubles digestifs (comme une diarrhée), une irritation locale ou des complications liées aux prélèvements sanguins (hématome, saignement) peuvent également survenir. Tous les animaux seront suivis au moins quotidiennement, et en cas de signes cliniques sévères, des soins adaptés seront appliqués par le responsable du projet (sur avis du vétérinaire).
Devenir
A la fin de chaque procédure tous les animaux sont mis à mort, afin d’en prélever les organes et fluides biologiques afin de quantifier des biomarqueurs divers.
Remplacement
Plusieurs approches alternatives sont utilisées en amont pour limiter le recours à l’expérimentation animale pour l'évaluation des effets secondaires ou de la biodistribution. Les tests ex vivo, comme les coupes de poumon ou les explants intestinaux, permettent de tester localement des anticorps monoclonaux ou des peptides antimicrobiens, mais ne reflètent pas les effets systémiques, ni la diffusion du traitement. Les organoïdes intestinaux ou pulmonaires humains, ou les organes sur puce permettent d’étudier les effets localisés d’un traitement, mais ne modélisent pas la pharmacocinétique, la biodistribution ou l’immunité adaptative. Les modélisations informatiques, comme les simulations de liaison médicament-récepteur, ou les réseaux d’interactions immunitaires, sont utilisées pour affiner les posologies ou prédire des toxicités, mais nécessitent toujours une validation expérimentale. Seule l’expérimentation animale permet d’intégrer la complexité de la réponse immunitaire, de la clairance, de la toxicité systémique et de l’efficacité dans un organisme complet. Ces approches non animales sont néanmoins systématiquement mobilisées en phase précoce pour sélectionner les meilleurs candidats et optimiser les doses.
Réduction
Nous utilisons systématiquement des tests alternatifs comme le test de viabilité cellulaire, l’essai de cytotoxicité, l’analyse de paramètres inflammatoires, ou encore des modèles d’organoïdes humains pour sélectionner les composés les plus prometteurs avant toute phase expérimentale chez l'animal. Des modèles d'explant de poumon et de peau humaine reconstituée sont également utilisés pour évaluer la diffusion et l’irritation locale des produits candidats. Grâce à cette combinaison d’approches, nous réduisons significativement le nombre d’animaux utilisés tout en sécurisant la progression des thérapies testées.
Raffinement
Dans les études pharmacocinétiques, le raffinement repose sur des prélèvements sanguins peu invasifs (comme le micro-échantillonnage) et la réduction du stress par contention douce et habituation des animaux. L'utilisation de plans expérimentaux optimisés et de modèles bio-informatique permettent de raffiner nos protocoles. Le choix judicieux des temps de prélèvement et l'exploration de matrices alternatives (urine, salive) réduisent les interventions tout en assurant la qualité des données. Pour la détermination de la dose maximale tolérée, des protocoles adaptatifs avec escalade progressive des doses permettent de mieux contrôler l’apparition de toxicités. Des grilles d’évaluation clinique précises assurent l’arrêt rapide du traitement en cas de signes de souffrance. L’inclusion de biomarqueurs précoces permet d’anticiper les effets délétères avant qu’ils ne deviennent irréversibles. Des critères d'arrêt stricts sont définis pour éviter la souffrance excessive des animaux. Par exemple, l’apparition de signes cliniques graves tels qu'une respiration difficile, ou une perte de réponse à un stimulus conduiront à l’interruption immédiate de l’expérience. L’objectif est de garantir que l’état de l’animal est constamment suivi et que des soins vétérinaires sont fournis dès que nécessaire. La prévention du stress est intégrée au protocole expérimental par l'utilisation d'une anesthésie gazeuse (isoflurane) et administration d'analgésique au préalable des gestes douloureux (injection par piqûre...).
Choix des espèces
L’utilisation de la souris et du rat pour les procédures de détermination de la dose maximale tolérée et d’études pharmacocinétiques repose sur des considérations scientifiques, réglementaires et techniques. D’une part, la souris est l’espèce de référence en infectiologie préclinique, en raison de sa petite taille, de sa sensibilité bien documentée à de nombreux agents infectieux, et de la disponibilité de lignées standardisées. Elle permet une évaluation rapide de la tolérance aiguë d’un composé et de ses premiers paramètres pharmacocinétiques dans un modèle robuste, avec un nombre limité d’animaux et un faible volume de substance requis. D’autre part, le rat est utilisé en complément ou en seconde intention, car il permet des prélèvements sanguins en série plus volumineux, offrant une meilleure résolution temporelle dans l’analyse pharmacocinétique, et il est plus adapté à certaines voies d’administration. La complémentarité entre ces deux espèces permet donc d’obtenir des données fiables et conformes aux exigences des agences réglementaires. Dans le cadre des procédures de dose maximale tolérée et de pharmacocinétique, seuls des animaux adultes sexuellement matures ou jeunes adultes seront utilisés. Il s’agit d’un choix visant à garantir une réponse pharmacologique homogène, une tolérance physiologique suffisante, et une réduction des variables liées au développement ou au vieillissement. Chez la souris, les animaux seront âgés de 6 à 10 semaines, un stade où la croissance est stabilisée, la physiologie métabolique est mature, et le volume des fluides corporels est adapté aux manipulations et aux prélèvements sans risque excessif. Chez le rat, les animaux seront âgés de 8 à 12 semaines, âge auquel les volumes sanguins autorisent des prélèvements sériels et où les capacités d’absorption, de métabolisme et d’élimination sont représentatives de l’âge adulte.
Évaluation in vivo de l’efficacité anticancéreuse des traitements innovants pour le glioblastome chez le rat
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Greffés d'une tumeur cérébrale puis réopérés pour l'exciser, avant de recevoir un traitement déposé dans la cavité laissée par la chirurgie ou injecté dans le sang, 199 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Certains reçoivent en plus un médicament par voie orale et de la radiothérapie, sous anesthésies répétées, chaque acte anesthésié ne devant pas dépasser trente minutes. Le porteur indique que la craniotomie et la résection peuvent provoquer des hémorragies locales et des douleurs post-opératoires, que la radiothérapie peut entraîner des troubles moteurs, et que la progression du glioblastome conduit à une perte d'appétit puis de poids. Les animaux de l'étude de survie sont tués dès qu'ils atteignent un point d'arrêt, et ceux qui tiennent jusqu'au cent-vingtième jour sont déclarés guéris puis tués pour analyse.
Objectifs
Le glioblastome est une forme de cancer du cerveau particulièrement agressive. Malgré les traitements actuels (chirurgie, chimiothérapie et radiothérapie), l’espérance de vie des patients dépasse rarement 15 mois. Deux grands défis limitent l’efficacité des traitements : une barrière naturelle du cerveau qui empêche les médicaments d’atteindre facilement la tumeur et la présence de cellules cancéreuses très résistantes, difficiles à éliminer. Après chirurgie, la tumeur revient souvent près de la zone où elle a été retirée. Cette région, appelée le bord chirurgical, favorise la repousse des cellules cancéreuses. Pour améliorer les traitements, les chercheurs explorent actuellement deux stratégies prometteuses. La première consiste à implanter directement dans le cerveau des matériaux contenant des traitements, comme des médicaments ou des molécules qui bloquent certains gènes responsables des récidives. Cette méthode permet de libérer les substances actives là où elles sont vraiment nécessaires, et sur une longue durée. La seconde approche repose sur les nanomédicaments, de minuscules transporteurs capables de protéger le médicament, de mieux cibler les cellules cancéreuses, de franchir les barrières du cerveau et de limiter les effets secondaires. Ce projet vise à tester et comparer l’efficacité de deux traitements administrés localement dans le cerveau et de deux nanomédicaments administrés dans tout le corps, afin de mieux lutter contre ce type de cancer.
Bénéfices attendus
L’objectif de ce projet est de vérifier l’efficacité anticancéreuse de quatre nouveaux traitements véhiculant des agents thérapeutiques pour le glioblastome. Les retombées de ce projet pourraient permettre de répondre à un besoin médical non pourvu dans le traitement du glioblastome qui n’a pas bénéficié d’innovation thérapeutique depuis 2005.
Procédures
Les animaux subiront : 1) une intervention chirurgicale pour réaliser la greffe tumorale ; 2) une excision chirurgicale de la tumeur suivie de l’administration, en une seule dose, d’un traitement innovant soit dans la cavité laissée par la chirurgie, soit par voie sanguine. Certains animaux recevront également un traitement médicamenteux par voie orale ainsi que de la radiothérapie, accompagnés d’anesthésies répétées. La durée approximative de chaque chirurgie ou de tout acte nécessitant une anesthésie ne dépassera pas 30 minutes.
Impact sur les animaux
Les nuisances anticipées dans ce projet concernent la greffe, l'excision chirurgicale de la tumeur, l'administration de traitements et la douleur liée aux actes chirurgicaux. La manipulation, contention des animaux, les injections répétées d'anesthésiques ou d'analgésiques sont générateurs de stress pour les animaux. Les injections entrainent également une douleur légère de courte durée. La résection peut induire des hémorragies locales et avec la craniotomie elles peuvent générer des douleurs post-opératoires. La radiothérapie est susceptible de provoquer des troubles moteurs. La progression tumorale induite par la maladie (glioblastome) provoque à terme une perte d'appétit, donc une malnutrition et finalement une perte de poids.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de la procédure expérimentale. Ceux de l’étude de survie seront mis à mort dès qu’ils atteindront l’un des points d’arrêt définis (modifications du poids corporel, changements dans l’apparence physique, le comportement, les réponses aux stimuli, ou apparition de signes cliniques de souffrance évalués à l’aide d’une grille de score adaptée). Si ces critères ne sont pas atteints au jour 120 post-greffe tumorale, les animaux seront considérés comme guéris et euthanasiés pour analyses post-mortem. Quant aux animaux de l’étude de tolérance, visant à évaluer la sécurité des traitements, ils seront euthanasiés une semaine après le traitement pour réaliser des analyses post-mortem.
Remplacement
L’objectif de ce projet est de vérifier l’efficacité anticancéreuse des traitements innovants véhiculant des agents thérapeutiques pour le glioblastome. Les équipes impliquées dans le projet ont établi les différentes étapes expérimentales sur la base des résultats obtenus préalablement. L'étape de validation de l'efficacité du traitement in vivo est indispensable avant toute évaluation clinique chez le patient. Il n’existe à l’heure actuelle, aucune autre méthode qui pourrait se substituer à l’expérimentation animale dans ce domaine.
Réduction
Le nombre d'animaux prévu dans chaque groupe est basé sur un calcul d'effectif permettant de prédire que nous avons 80% de chance d’obtenir un résultat statistiquement significatif. Animaux des deux sexes seront utilisés dans les procédures expérimentales.
Raffinement
Les rats seront hébergés à raison de 2 animaux par cage et leur bien-être sera assuré par un enrichissement de leur environnement grâce à l'utilisation d'une litière à base de cellulose, de dômes autoclavables et de morceaux de bois à ronger, dans toutes les cages. Les animaux seront soumis à une observation quotidienne, et familiarisés avec des comportements susceptibles de provoquer du stress afin de minimiser les nuisances. Une échelle d'évaluation de la souffrance sera utilisé pour quantifier la souffrance en fonction des changements de poids corporel, des changements dans leur apparence physique, comportement, de réponses aux stimuli ou de l’apparition de signes cliniques de souffrance. En fonction du score total obtenu grâce à cette échelle des mesures visant à soulager la détresse (ex. eau gélifiée, nourriture dans la cage, ajout d’enrichissement, remise d’un animal isolé en hébergement de groupe) et la douleur (ex. analgésie) seront mises en place.
Choix des espèces
Le modèle rat (avec le modèle souris) représente le modèle le plus étudié dans le traitement des tumeurs cérébrales. Nous avons choisi un modèle de rat pour tester nos traitements locaux et non pas un modèle souris car il représente un modèle plus grand et qui permettra donc d'obtenir une meilleure localisation in vivo de la tumeur, de la distribution du traitement dans le tissu cérébral et d'administrer des volumes plus importants de traitement, ce qui nous rapproche davantage de la clinique. Les différents travaux scientifiques dans ce domaine ont utilisé très majoritairement des rats Fischer 344 de 5 à 8 semaines : afin de pouvoir confronter nos résultats avec la littérature et avec nos travaux précédents nous avons choisi d’utiliser des rats de 5-8 semaines.
[MODIFICATION] Essai d’une thérapie cellulaire chez le rat avec des précurseurs de photorécepteurs édités génétiquement
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
- Système nerveux
Les rats utilisés appartiennent à une lignée dont le système immunitaire est altéré et dont la rétine dégénère, choisie pour que la greffe de cellules humaines ne soit pas rejetée sans recourir à des traitements antirejet. 325 rats vont ainsi être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Chacun subit une chirurgie de quinze à vingt minutes pour recevoir dans l'espace sous-rétinien des photorécepteurs dérivés de cellules souches humaines, puis jusqu'à six séances mensuelles d'imagerie et d'électrorétinogramme sous anesthésie générale, un électrorétinogramme durant environ trente minutes. Tous sont tués en fin de procédure pour examiner la rétine et vérifier la survie des cellules greffées, le porteur affirmant par ailleurs qu'une injection dans le second œil reste sans impact parce que la rétine ne possède pas de récepteurs de la douleur.
Objectifs
Ce projet a pour objectif de valider le potentiel de restauration visuelle de cellules rétiniennes appelées photorécepteurs rendues artificiellement sensibles à la lumière grâce à la présence d’un canal ionique. Ces photorécepteurs sont obtenus in vitro à partir de cellules souches humaines, appelées cellules iPS. L’objectif principal de ce projet est d’évaluer dans un modèle de rats présentant une perte visuelle provoquée par une dégénération de la rétine similaire à celle observée chez l’homme et immunodéficient, le potentiel thérapeutique de ces cellules modifiées après transplantation. L’utilisation de cellules rendues artificiellement sensibles à la lumière vise à contourner les difficultés rencontrées par différents groupes, et rapportées dans différentes études, d’obtenir une restauration fonctionnelle. L’ajout d’une injection intraoculaire chez les animaux nécessite une modification du projet initial sans ajout d’animaux.
Bénéfices attendus
Les travaux de thérapie cellulaire développées ces dernières années utilisant des photorécepteurs dérivés de cellules souches pluripotentes ont permis d’obtenir un certain succès en termes de survie et d’intégration dans le tissus hôte des cellules transplantées. En revanche, la plupart des études témoignent d’une absence ou d’une faible récupération fonctionnelle, liée notamment à un défaut de maturation des cellules transplantées. L’approche proposée ici vise à contourner cet obstacle à l’aide de cellules rendues photosensibles artificiellement par une approche d'édition du génome qui devrait permettre d’observer une récupération fonctionnelle beaucoup plus importante. Les bénéfices attendus sont donc une restauration au moins partielle de la vue chez les animaux modèles aveugles. Ces résultats pourraient permettre à terme de proposer à des patients souffrant de cécité irréversible une thérapie visant à rendre au moins partiellement la vue ; les seuls traitement disponibles à l’heure actuelle permettent au mieux un ralentissement de la perte visuelle avant la cécité complète.
Procédures
Trois groupes d’animaux subiront une procédure chirurgicale sous anesthésie générale qui consiste en l’injection de cellules (2 groupes pour deux types de cellules différentes), ou de solution tampon (1 groupe) ; cette opération dure 15 à 20 minutes et est réalisée une seule fois. l'anesthésie s'accompagne d'un traitement analgésique délivré avant le début de l'acte et en post-opératoire. Tous les animaux feront l’objet d’un examen par imagerie permettant l’observation de l’anatomie et la structure de la rétine (tomographie par cohérence optique) et d’un examen électrophysiologique (Electrorétinogramme) qui permette l’étude de la fonction de ce tissu; ces examens qui nécessitent l’immobilité de l’animal se feront sous anesthésie générale ; Les examens d’imagerie ont une durée de 10 à 15 minutes; l’électrorétinogramme a une durée de 30 minutes environ. Ces examens seront réalisés une fois par mois (maximum de 6 fois pour les animaux gardés le plus longtemps). Les animaux réaliseront également des tests comportementaux à l’état vigil sans contrainte particulière. Ces tests de la fonction visuelle sont rapides (5 à 10 minutes environ). Ces examens seront réalisés une fois par mois (maximum de 6 fois pour les animaux gardés le plus longtemps). [MODIFICATION] Une injection d’un indicateur d’activité cellulaire est réalisé sous anesthésie/analgésie. Aucun prélèvement ne sera réalisé sur les animaux vivants. Les animaux sont euthanasiés en fin de procédure par des méthodes règlementaires pour des explorations post-mortem.
Impact sur les animaux
Les nuisances ou effets indésirables possibles de l’étape chirurgicale consistant en la transplantation cellulaire dans l’espace sous-rétinien sont une douleur oculaire et péri-oculaire dans une courte période post-opératoire et un risque accru d’infection en raison de l’immunité réduite. Les procédures post-opératoire (tests visuels, imagerie) n’ont pas d’effets indésirables avérés. L’animal étant déjà anesthésié pour la procédure chirurgicale, par conséquent il n’y aura pas d’impact significativement négatif sur le fait de pratiquer une injection intra-oculaire dans chaque œil. La rétine ne possède pas de récepteurs spécifiques de la douleur et, par conséquent, une injection dans l’œil contralatéral n'aura pas d'impact significatif sur la santé globale de l'animal. Dans de rares cas, une inflammation anormale de l’œil peut être observée en post-opératoire.
Devenir
A la suite de chacune des procédures, les animaux sont euthanasiés pour permettre des analyses histologiques ou fonctionnelles (électrophysiologiques) des tissus (rétine). Ces explorations sont nécessaires pour évaluer le bénéfice de la transplantation au cœur du projet et le devenir des cellules transplantées (survie cellulaire ; différenciation et intégration aux tissus de l’hôte ; réponse à la lumière des cellules transplantées ; reconnexion avec les autres types cellulaire).
Remplacement
Le projet consiste à évaluer la capacité d’une greffe de cellules à permettre une récupération fonctionnelle visuelle. Cette évaluation ne peut donc pas être faite par des approches in vitro. Ce projet ne peut être réalisé que chez l’animal. La capacité des cellules transplantées à répondre de manière intrinsèque à la lumière est entièrement évaluée et validée en amont par des approches in vitro permettant de réduire le nombre d’animaux utilisés.
Réduction
Afin de réduire au maximum le nombre d’animaux, les transplantations seront réalisées dans les deux yeux. Par ailleurs, la majorité des actes peut être réalisée sur les mêmes animaux permettant ainsi de réduire le nombre d’animaux utilisés. Le nombre total d’animaux pour cette étude est de 325 réparti en trois groupes distincts. Nous avons réduit le nombre d’animaux par groupe au minimum requis en tenant compte de la variabilité plus importante des mesures effectuées (en raison d’un taux d’échec évalué à environ un quart des expérimentations (chirurgie, rejet de greffe, opacification du cristallin, etc..). Cet effectif a été déterminé à l’aide d’un calcul de puissance permettant une analyse statistiquement robuste et ainsi l’interprétation fiable des données obtenues.
Raffinement
Les animaux sont élevés en cages de stabulation avec éléments d’enrichissement pour toute la durée du protocole ; nourriture et abreuvement à volonté. Les procédures prévoient une surveillance de leur état physique général (et particulièrement du système oculaire). Les procédures utilisées comportent plusieurs tests comportementaux d’évaluation de la fonction visuelle, qui n’ont pas d’effets indésirables avérés ou documentés et ne génèrent pas de douleur avérée. Le risque d’une légère irritation de la surface oculaire ne pouvant pas être totalement exclue pour certains examens (imagerie) les animaux feront l’objet d’une surveillance accrue pendant les 24h suivant ces différents actes. Les deux gestes chirurgicaux, qui peut générer une nuisance ou une douleur temporaire est géré en pré et post-opératoire par un traitement analgésique puis un anti-inflammatoire non stéroïdien à durée d’action longue. Les signes de comportement anormal, signe de possible souffrance, seront également surveillés. Les points limites adaptés sont définis de manière adaptée aux procédures mises en œuvres et inclus une surveillance de l’état physique et comportemental de l’animal. L’observation d'un de ces points limites entraînera l’euthanasie immédiate de l’animal selon les méthodes adaptées et réglementaires. En raison du caractère immunodéficient des animaux, ces derniers sont hébergés dans des cages stérilisées et dans un portoir ventilé distinct avec étiquetage spécifique. Les manipulateurs changent de gants entre chaque animal lors du change ou des différents examens/gestes.
Choix des espèces
Le rat est une espèce couramment utilisée dans les études précliniques. Ce choix permettra une comparaison des résultats obtenus avec ceux de la littérature. La taille de l’animal rend le geste technique (transplantation sous-rétinienne) moins difficile que chez la souris par exemple, ce qui réduira significativement le risque d’échec de la procédure et donc le nombre d’animaux nécessaire à l’étude. Nous utiliserons une lignée particulière, chez laquelle le système immunitaire est altéré, Ce modèle permet l’étude de xénogreffes (greffe entre donneur et hôte d'espèces différentes) sur le long-terme en réduisant drastiquement le rejet des cellules transplantées normalement provoqué par une forte réponse immunitaire (xénogreffe). Il permet également d’éviter les traitements anti-rejets potentiellement toxiques à long terme ; Les animaux sont inclus dans l’étude à l’âge de 3 mois, stade auquel la dégénérescence de la rétine est effective et l’ensemble des procédures s’étalera sur une durée de 6 mois (étude jusqu'à 6 mois post-transplantation) donc jusqu’à un âge maximal de 9 mois.