Rats

Une injection d'ARN interférents dans le ganglion trigéminal provoque une douleur modérée, puis des filaments fins sont appliqués sur la face et un jet d'air envoyé toutes les trente minutes pendant quatre heures. 150 rats mâles et femelles vont être utilisés, tous tués pour prélèvement du cerveau, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Il s'agit de savoir si moduler l'activité des cellules satellites gliales perturbe la transmission de la douleur, avec une comparaison entre les sexes. La description des procédures se limite à la mesure de sensibilité cutanée, sans préciser la durée de l'injection intra-ganglionnaire ni les modalités du modèle de migraine que la rubrique réduction mentionne.

Objectifs

L'objectif de cette étude est de moduler l'activité des cellules satellites gliales du ganglion trigéminal à l'aide d'ARN interférents (siRNA) pour observer l'impact sur les mécanismes de la douleur chez les rats. Les cellules gliales jouent un rôle clé dans la réponse à la douleur en produisant des médiateurs inflammatoires qui amplifient la douleur. En ciblant ces cellules par siRNA, l'étude cherche à déterminer si la modulation de leur activité perturbe la transmission de la douleur, ce qui pourrait améliorer la compréhension des mécanismes physiopathologiques de la douleur. L'étude inclura aussi des comparaisons entre rats mâles et femelles pour explorer les différences liées au sexe dans la réponse à la douleur, en tenant compte des influences hormonales et génétiques sur l'intervention gliale.

Bénéfices attendus

Ce projet vise à comprendre comment la douleur se transmet en modifiant l'activité de cellules spécifiques, les cellules satellites gliales, qui jouent un rôle clé dans la douleur, notamment dans des pathologies comme la migraine. En ciblant ces cellules, nous espérons découvrir de nouvelles cibles pour des traitements plus efficaces, notamment contre les douleurs chroniques. Nous comparerons aussi les réponses à la douleur entre les rats mâles et femelles pour voir si le sexe influence la douleur, ce qui pourrait mener à des traitements plus personnalisés. En résumé, ce projet pourrait améliorer les traitements de la douleur en les adaptant mieux à chaque patient.

Procédures

Mesure de la sensibilité cutanée : le jour de l'injection pendant 4h ; cette mesure se fait par l'application de filaments fins sur la peau de l'animal et par l’envoi d’un jet d’air toutes les 30 min pendant 4 h après l'injection des molécules en intra-ganglionnaire (chaque application dure 3 secondes).

Impact sur les animaux

Nous utilisons un modèle par injection de siRNA qui provoque une douleur modérée de l’animal. Cette douleur est ressentie après les injections, mais n’empêche pas les mouvements de l’animal. Les rats doivent pouvoir continuer à se mouvoir, se toiletter, exercer leurs gestes habituels. Afin de diminuer le stress lié aux tests de comportement et aux injections, les animaux ont une période d’adaptation suite à la livraison suivie d'une période d’habituation. Une grille de score est mise en place afin d'évaluer le bien-être des animaux au quotidien suite aux injections. Enfin, les stimulations mécaniques ou les jets d’air induisent un retrait de la face/patte signe d’une douleur modérée. L’animal peut échapper à cette stimulation puisqu’il n’est pas en contention. Cette stimulation dure au maximum 3 secondes. S’il apparait un comportement correspondant aux points limites définis par la grille de scores, alors les animaux seront exclus de l'expérimentation et seront mis à mort.

Devenir

La procédure ne permet pas de réutiliser les animaux. En effet, elle se termine par des études immunohistochimiques qui nécessitent de prélever le cerveau : les animaux seront donc mis à mort à la fin de la procédure.

Remplacement

Aucune méthode alternative ne permet de remplacer ce protocole. En effet il est nécessaire de réaliser ces études in vivo, car l’intégration de la douleur implique de nombreuses régions du système nerveux central et périphérique simultanément.

Réduction

Le nombre d'animaux par groupe est fixé à un maximum de 10 pour assurer une étude fiable, en tenant compte des étapes clés comme l’habituation, les injections, les observations comportementales, les prélèvements et la préparation des échantillons. Les études comportementales étant un facteur limitant, nous prévoyons suffisamment d'animaux pour garantir des résultats solides pour ce modèle de migraine. Enfin, pour prendre en compte les différences entre mâles et femelles dues aux hormones, l’étude inclura les deux sexes.

Raffinement

Avant les études comportementales, les animaux sont placés dans des cages enrichies (tunnels et contacts sociaux) pendant une semaine, puis habitués au nouvel environnement pendant 4 jours pour réduire leur stress. Avant les injections, les rats sont anesthésiés, vérifié par l'absence de réflexe de retrait. La douleur est la principale nuisance identifiée, et pour les stimulations mécaniques, nous suivons les recommandations internationales pour limiter leur durée et intensité.

Choix des espèces

Le rat est couramment utilisé au sein du laboratoire depuis de nombreuses années et dans les études précédentes sur le sujet dans d’autres laboratoires. C’est par ailleurs un des modèles les plus utilisés pour les études comportementales dans le domaine de la douleur. Les animaux seront âgés de 6-8 semaines pour la comparaison avec les autres données de la littérature.

5 652 souris et 1 296 rats vont être utilisés sur cinq ans, tous tués pour prélèvement d'organes, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Les mères subissent des injections et des gavages à l'état vigile, une césarienne sous anesthésie, une perfusion de deux heures et une traite de quinze à trente minutes, tandis qu'une partie de la descendance reçoit un produit chimique déclenchant une colite pendant deux cycles de six jours. Les régimes imposés aux mères simulent un retard de croissance intra-utérin ou un diabète gestationnel, pour observer les conséquences sur l'immunité intestinale des petits, tués à trois ou cinq semaines. Aucun modèle cellulaire in vitro ne pourrait reproduire l'intégralité de ces interactions, affirme le porteur, qui annonce par ailleurs recourir à des organoïdes intestinaux pour l'analyse fine des mécanismes.

Objectifs

La période périnatale (gestation et allaitement) est une période déterminante pour le développement de l'immunité chez le bébé. Certaines complications pendant la grossesse, comme un retard de croissance du bébé dans l'utérus ou le diabète gestationnel, augmentent le risque que l'enfant développe plus tard des maladies inflammatoires chroniques. Et nous manquons encore de données scientifiques pour comprendre précisément comment ces problèmes perturbent l’immunité du bébé et comment cela perdure dans le temps. Nous utilisons différents régimes alimentaires sur des modèles de rongeurs pour simuler ces complications de la grossesse et étudier leur impact sur le développement de l’immunité du bébé et si cela augmente le risque de maladies chroniques intestinales à l’âge adulte.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de confirmer ou d’infirmer notre hypothèse quant au problème de transfert de l’immunité de la mère à son bébé lors de complications de la grossesse. Notre projet permettra d’identifier les acteurs et les mécanismes mis en jeu, responsables du problème initial et à l’âge adulte. Il permettra de trouver le ou les nutriments manquants pour restaurer les défauts. Le projet devrait ainsi fournir des bases scientifiques pour de futurs essais cliniques afin d’améliorer la santé de la maman et de son bébé, réduisant l'impact des maladies inflammatoires chroniques chez le futur adulte en vue de l'amélioration de la santé de toute la population.

Procédures

Nos deux premiers groupes d'animaux recevront 2 à 3 injections à l'état vigile, et notre troisième groupe, à l'état vigile, recevra 4 administrations par voie orale. Chacun de ces actes sera d’une durée réduite de quelques secondes à 1 minute. Le prélèvement de lait réalisé sous anesthésie durera entre 15 et 30minutes. L'étude des flux de nutriments nécessite de réaliser une perfusion sur animal anesthésié d'une durée de 2h. Les animaux subiront un seul acte chirurgical, une césarienne, effectué sous anesthésie et analgésie, la durée de cet acte est de 10 à 15 minutes.

Impact sur les animaux

Pour nos trois procédures expérimentales, les préhensions, injections ou administrations par voie orale sur les animaux vigiles devraient constituer un stress et une douleur de faible intensité et d’une durée réduite de quelques secondes à 1 minute, il s'agit d'actes expérimentaux de sévérité légère. Néanmoins, la réalisation consécutive de plusieurs actes expérimentaux incluant nos manipulations à l'état vigil, cités précédemment, avec des actes sur animaux anesthésiés et sous anti-douleur, requalifie nos procédures 1 et 2 en procédures de sévérité modérée. Notre procédure 3 constitue une procédure de sévérité modérée. En effet, l’administration du produit induisant la colite, a un impact modéré au dosage administré au vu des tests déjà effectués au sein de notre animalerie. Cet acte expérimental devrait occasionner une inflammation de grade modéré au niveau du côlon distal durant les deux cycles de 6 jours de traitement. Celle-ci peut être associée à des selles molles ou des diarrhées et une perte modérée de poids. L’arrêt de l’administration du produit (remplacé par de l’eau de boisson seule) entraîne l’arrêt progressif de ces symptômes et une récupération de l’état physiologique normal au bout de 4 jours. Pour toutes nos procédures, l’habituation à la préhension et l’administration par voie orale par des techniciens expérimentés, et l’utilisation de sondes souples, réduira les nuisances à leur niveau minimum. Les animaux auront une inflammation modérée du côlon, ou colite, qui durera 6 jours sur deux périodes espacées d'une période de 14 jours. Cette inflammation peut être associée à des selles molles ou des diarrhées et une perte modérée de poids. L’arrêt du traitement inflammatoire au bout des 6 jours entraine l’arrêt progressif de ces symptômes et un retour à la normale dès 4 jours.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort pour prélèvements d'organe.

Remplacement

Notre étude implique de suivre l’évolution physiopathologique de la transmission de l’immunité de la mère à sa descendance en situation de complications de la gestation tels que le retard de croissance intra-utérin ou le diabète gestationnel, et d’analyser les conséquences sur la santé intestinale de l’adulte en devenir. L’utilisation d’animaux est indispensable dans les études évaluant l’impact au long cours des complications de la gestation qui sont initiées in utero et qui nécessitent d’étudier l’interface mère-enfant. Par ailleurs, notre projet de recherche implique des interactions multi-systèmes complexes, tels que le microbiote intestinal, l’écosystème microbien le plus riche sur terre, et la muqueuse intestinale, qui met en jeu un système immunitaire très dense. Il n’existe pas de modèle cellulaire in vitro pouvant reproduire l’intégralité de ces interactions. Néanmoins, nous envisageons d’utiliser, pour les analyses plus précises des mécanismes en jeu, des systèmes in vitro de culture cellulaire et des cultures d’organoïdes intestinaux.

Réduction

Ce projet de recherche sur cinq ans implique l'utilisation d'un total de 5652 souris et 1296 rats pour trois procédures distinctes. Le nombre d'animaux par procédure a été déterminé en tenant compte de la variabilité intra- et intergroupe inhérente à l'expérimentation in vivo, avec un minimum de trois répétitions indépendantes pour assurer la reproductibilité des résultats. Cette stratégie permettra une évaluation statistique robuste des effets des régimes alimentaires sur les réponses immunitaires placentaires et intestinales, ainsi que sur l'inflammation intestinale, en incluant des analyses statistiques guidées par des logiciels et des références bibliographiques d’aide à la décision statistique. Ces différents outils nous ont permis de déterminer le nombre optimal d’animaux par groupe pour obtenir des résultats significatifs permettant de répondre à nos hypothèses. Enfin, les schémas expérimentaux et le nombre d'animaux associés à chaque procédure ont été validés par les statisticiens de l'équipe pour garantir leur robustesse et leur efficacité dans la génération de données scientifiques fiables.

Raffinement

L’environnement des souris sera enrichi (tunnel, bâton à ronger, frisottis, dôme). Après deux semaines d'acclimitation à leur environnement les femelles seront mises en reproduction. Une observation hebdomadaire avec suivi du poids des animaux sera réalisée dès leur arrivée dans l’animalerie de façon à identifier un éventuel problème. Les quatre gavages de la procédure 3 seront effectués par un personnel animalier expérimenté et ils seront réalisés en utilisant des sondes fines et souples. Lors de l’induction de l’inflammation intestinale (colite par traitement chimique), les animaux seront suivis quotidiennement par le personnel animalier compétent pour détecter d’éventuels signes de souffrance. L’évaluation de l’état des animaux sera effectuée selon des critères définis (poids, apparence physique -pelage, posture-, activité, comportement, fréquence respiratoire). Si une douleur était constatée chez un animal durant le traitement induisant la colite, un analgésique de type central sera administré. Les points limites définis conduiront, s’ils sont observés, à la mise à mort des animaux le cas échéant.

Choix des espèces

La souris est largement utilisée en nutrition, est idéale pour les études sur les régimes obésogènes, les colites expérimentales et l'âge maternel avancé. Elle offre l'avantage d'être immunologiquement bien caractérisée et d'accéder à de nombreux modèles génétiquement modifiés dans ce fond génétique. La ratte est un modèle maîtrisé au laboratoire, est adaptée à l’étude du retard de croissance intra-utérin induit par un régime pauvre en protéines. Son système immunitaire, proche de celui de l’humain, renforce le potentiel translationnel des résultats. Ce modèle permet également d’évaluer, lors de transferts de microbiote, d’éventuels obstacles interespèces liés à des spécificités microbiennes d’hôte. Ces analyses anticipent la faisabilité du transfert de microbiote humain à murin et ajustent le choix du modèle axénique. De façon à étudier l’effet de l’âge maternel sur le transfert immunitaire de la mère à la descendance, les animaux (rattes et souris) commandés auprès de l’établissement éleveur, pour la première partie du protocole, seront âgés soit de 7 semaines soit de 24 semaines. Après une phase d’acclimatation de deux semaines, les animaux seront mis en reproduction. De façon à étudier l’effet de nos différents régimes sur le transfert d’immunité de la mère à la descendance, une partie des mères gestantes et des fœtus sera mise à mort au dernier tiers de la gestation. L’autre partie des animaux sera maintenue sous leurs régimes respectifs jusqu’au sevrage. Au sevrage, les mères seront traites pour récupération du lait puis mises à mort pour l’analyse de populations immunitaires intestinales. Les petits âgés de 3 semaines seront alors mis à mort pour l’analyse des marqueurs de maturation immunitaire intestinale ou seront placés sous régime contrôle. L’évolution de leur maturation immunitaire sera étudiée et les derniers groupes de descendants seront mis à mort à 5 semaines de vie. Pour la troisième partie du projet, les souris axéniques, sans germe, âgées de 3-4 semaines seront commandées auprès de l’établissement éleveur de façon à réaliser immédiatement à leur arrivée un transfert microbien en période de sevrage. Une partie des animaux sera mise à mort à l’âge de 8 semaines avant l’induction de la colite pour regarder l’état de maturation immunitaire puis à 4 temps différents au cours de la colite pour suivre l'évolution inflammatoire et mimer la pathologie humaine.

Identifiés sous anesthésie dans les trois jours précédant la greffe, castrés ou ovariectomisés pour moins d'un dixième d'entre eux, parfois privés de surrénales, 400 souris et 100 rats reçoivent ensuite une injection de cellules tumorales. Suivent les pesées et les mesures de volume tumoral sous contention, puis un regroupement avec de nouveaux congénères le jour de la randomisation. Les procédures relèvent d'un niveau de souffrance modéré et servent à amplifier du matériel tumoral pour greffer par la suite des cohortes plus nombreuses, dans le cadre d'une prestation de services en recherche préclinique. Porteurs de tumeurs, tous sont mis à mort en fin de procédure.

Objectifs

Au niveau mondial, il a été constaté une forte augmentation de l’incidence du cancer du fait du vieillissement de la population et de facteurs environnementaux qui se dégradent. En 2020, quelque 19,3 millions de nouveaux cas de cancers ont été diagnostiqués et 10 millions de décès sont à déplorer des suites de cette maladie, selon des données publiées par le Centre international de recherche contre le cancer (CIRC). Selon l’OMS, une personne sur cinq souffrira d’un cancer dans sa vie. Un homme sur huit et une femme sur onze en décèderont. Le cancer se caractérise par une dégradation pathologique des processus contrôlant la prolifération cellulaire, la différenciation et la mort programmée de certaines cellules. Tous les tissus ou organes peuvent être atteints. Bien que possédant des caractéristiques communes, différents types de cancers ont des causes très éloignées et répondent de façon extrêmement différente à un traitement. L’objectif de ce projet est d’amplifier du matériel tumorale de modèles déjà mis en place chez les rongeurs (rats ou souris), dans le but de pourvoir greffer par la suite une cohorte d’animaux plus important permettant de réaliser des études d’évaluation d’efficacité de nouveaux composés thérapeutiques en développement.

Bénéfices attendus

Notre société, prestataire de services en recherche préclinique propose un large panel de modèles in vivo nécessaires à l’évaluation de nouveau composés thérapeutiques pour la recherche contre le cancer. Ce projet a pour finalité de sélectionner des molécules thérapeutiques grâce à des modèles précliniques les plus prédictifs possibles afin de pouvoir transposer l’utilisation de ces molécules chez l’homme lors d’essais dans différentes phases cliniques. Pour cela, les expériences chez l’animal, qui représente un système d’essai physiologiquement proche de l’homme, permettent d’évaluer l’efficacité, la toxicité, la pharmacocinétique et la pharmacodynamique de nouveaux composés afin d’éviter ces essais directement chez l’homme. Au cours des expériences réalisées, il sera possible d’étudier les mécanismes de croissance d’une tumeur dans un environnement mimant la pathologie chez l’homme, d’étudier les mécanismes de résistance après des traitements avec de nouvelles molécules ou des molécules déjà utilisées en clinique, et les mécanismes de progression tels que la formation de métastases. Grâce à ces études dans un environnement adapté, il sera aussi par exemple possible de suivre la réaction du système immunitaire de l’hôte face à la progression de la maladie, de moduler et/ou orienter le système immunitaire afin de donner à l’organisme les moyens de se défendre contre le cancer. Pour réaliser ces évaluations, il est nécessaire d’amplifier le matériel tumoral afin pouvoir greffer des cohortes d’animaux plus important nécessaire pour les études d’efficacité.

Procédures

Mise en place d’un système d’identification de l’animal, sous anesthésie générale (en conditions d’asepsie, réalisée entre 0 et 3 jours avant la greffe (

Impact sur les animaux

La greffe tumorale pourra engendrer une douleur et un stress léger. L’évolution du volume tumoral entrainera une distension de la peau. Il est aussi possible, que la progression tumorale entraîne une cachexie constatée par une perte de poids. Pour les études sur modèles hormonodépendants (modèles prostatiques/ovariens), les animaux pourront être castrés/ovariectomisés avec ou sans surrénalectomie entrainant une douleur modérée sur 1 ou 2 jours et un stress modéré. Au cours d’une étude, les animaux seront manipulés. Les mesures de poids et de volume tumoral entraînent un stress que l’on peut considérer comme faible, et qui diminue avec l’habituation. Le jour de la randomisation, les animaux seront potentiellement mis avec de nouveaux congénères. Cela pourra engendrer un stress de 1-2j.

Devenir

Du fait que les animaux sont porteurs de tumeurs, ils seront tous mis à mort en fin de procédure

Remplacement

Les méthodes alternatives ne permettent pas, à ce jour, de prévoir l’efficacité in vivo de potentiels candidats-médicaments, car les étapes nécessaires au développement d’un médicament pour lesquelles il est nécessaire d’étudier les interactions du médicament dans un contexte globale ne peuvent pas être étudiées dans un système alternatif (in vitro par exemple). Des méthodes alternatives de reconstruction d’organes ou de tumeurs en 3D sont utilisées mais reste toutefois marginales et les résultats obtenus restent à ce jour difficilement transposable à l’homme.

Réduction

Dans le cadre des amplifications de matériel tumoral, le nombre d’animaux à greffer est défini selon les données historiques de prise tumorale incluant l’hétérogénéité du modèle tumoral. En fonction de ces données, un nombre limité mais suffisant d’animaux sera engagé dans cette procédure. La règle générale est la suivante : le nombre d’animaux engagé dans la phase d’amplification sera déterminé sur la base qu’une tumeur d’un volume d’environ 800 mm3 permettra de greffer 8 à 10 animaux par la suite, en fonction de la qualité du matériel tumoral. Un coefficient de 1.3 sera également appliqué afin de palier à l’hétérogénéité de la prise tumorale des modèles. Par conséquent, une étude d’activité antitumorale nécessitant la greffe de 60 animaux nécessitera d’inclure en 8 et 10 animaux dans la phase d’amplification. Cette règle générale pourra être ajustée en fonction des spécificité du modèle (taux de prise tumoral faible ou forte hétérogénéité)

Raffinement

Toutes les procédures sur les animaux seront réalisées selon les standards validés par le vétérinaire. L’impact de ces procédures sera toujours analysé par la structure chargée du bien-être des animaux. Toutes les procédures invasives et faiblement invasives, sont réalisées sous anesthésie générale par des techniciens formés et dont les compétences ont été validées. La fréquence de mesure des volumes tumoraux seront adaptée à la vitesse de croissance du modèle. La fréquence de pesée des animaux sera adaptée à leur état général. Les animaux sont observés quotidiennement. Dès l’apparition des premiers signes cliniques qui pourront amener aux points limites des antalgiques pourront être prescrits sous l’autorité du vétérinaire. Les chirurgies pratiquées dans ce projet sont des procédures de gravité modérée, réalisée sous anesthésie. Les chirurgies sont réalisées de façon aseptique et les animaux reçoivent des l’antalgiques, avec surveillance post opératoire et soins post opératoires adaptés si nécessaires. Les injections/prélèvements seront effectués en suivant les recommandations vétérinaires. Un document de référence est à disposition des concepteurs et des techniciens. Les expérimentateurs sont formés pour reconnaître les signes de mal être des animaux. Les expérimentateurs et les personnes en charge du bien-être et du soin des animaux veillent au respect des points limites. En cas de suspicion de toxicité, un système d’alerte est mis en place pour statuer sur la mise à mort de l’animal ou sur l’arrêt des traitements. Les principaux points limites concernent l’état général de l’animal et sont listés en détail dans les procédures. Si l’un des signes cliniques liés aux points limites (mais sans dépassement du point limite) est observé, l’animal est mis en observation et un traitement de soins est mis en place. Par exemple, en cas de douleur constatée, le vétérinaire prescrira un traitement antalgique.

Choix des espèces

Les petits rongeurs, outre l’avantage lié à leurs caractéristiques physiologiques, sont les seules espèces animales disponibles pour l’expérimentation présentant un statut immunodéprimé (avec des mutations spontanées ou génétiquement modifiées) indispensable à l’implantation de cellules tumorales humaines dans le cadre de la recherche en oncologie. De plus, diverses souches de souris et rats immunocompétents sont également disponibles pour l’établissement de modèles tumoraux syngéniques. De plus, les rats et les souris autorisent une variété de techniques d’administration, de prélèvement et de chirurgie présentant des analogies avec ce qui peut être réalisé en recherche clinique sur l’homme. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (7-8 semaines lors de leur première manipulation). Toutefois, ils pourraient être reçus à partir de 5 semaines mais ne seront pas manipulés avant 7 semaines minimum. Des animaux adultes sont utilisés afin qu’ils aient leur poids et leur morphologie adulte pour faciliter l’injection des cellules tumorales.

Sélectionnés pour deux mutations spontanées qui les rendent obèses et diabétiques, 600 rats reçoivent une à deux administrations quotidiennes du composé à tester, puis cinq prises de sang après six heures de jeûne, avant traitement puis à deux, quatre, six et huit semaines. À six semaines viennent les tests de tolérance au glucose et à l'insuline, de 210 minutes, la surcharge en insuline pouvant les mettre en difficulté pour revenir à une glycémie normale. Des cathéters sont ensuite implantés dans la jugulaire et la carotide sous anesthésie, avec cinq jours d'isolement, avant un "clamp" terminal de 210 minutes à jeun sous perfusion continue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Tous sont tués pour récupérer tissus et sang, le porteur ne rapportant l'effectif de 600 qu'au besoin de dix animaux exploitables par groupe en fin de clamp.

Objectifs

Le diabète a touché 8,5% de personnes de plus de 18 ans dans le monde. 90% des personnes diabétiques sont atteintes de diabète de type 2, forme de diabète associé à l’obésité. Le nombre de personnes diabétiques ne cesse d’augmenter. Le diabète a des conséquences dramatiques sur le fonctionnement de certains organes comme le foie, le système nerveux, les reins ou le cœur et certaines de ces conséquences sont mortelles. Le diabète de type 2 se caractérise par deux phases, la phase de résistance à l’insuline où les niveaux plasmatiques d’insuline sont très élevés pour essayer de contrer l’hyperglycémie puis au fur et à mesure les cellules béta pancréatiques sécrétant l’insuline se fatiguent, ne sont plus capables de répondre et meurent. On parle alors de phase de dépendance à l’insuline. Plus le diabète de type 2 est traité précocement, moins les conséquences sont dramatiques. Ainsi, il est important de développer des thérapies qui ciblent la phase de résistance à l’insuline. Pour se faire, des animaux rendus obèses et diabétiques par l’apparition de deux mutations spontanées ont été séléctionnées puis reproduits entre eux pour créer une lignée. La résistance à l’insuline peut être évaluée de différentes manières : en réalisant des tests de tolérance à l’insuline et au glucose mais la technique dite "clamp" car elle permet la mesure de la sensibilité à l’insuline au niveau des différents organes et de façon bien précise, en utilisant des radiotraceurs. Ainsi, au cours de ce projet, des rats obèses seront traités ou non par des molécules et leur résistance à l’insuline sera évaluée par des tests de tolérance puis un "clamp".

Bénéfices attendus

Par cette étude, de nouveaux traitements ciblant la résistance à l’insuline et donc les phases précoces du diabète peuvent être trouvés. Également, comme le diabète évolue très vite vers une stade d’insulinopénie, c'est à dire que le corps ne sécrète plus d'insuline, des traitements ciblant les phases plus avancées du diabète peuvent être trouvées.

Procédures

Les composés à tester/de référence seront administrés une à deux fois par jour par toutes voies possibles. L'administration dure environ 1 minute sur animal vigile et 5 minutes sur animal anesthésié. Cinq prélèvements de sang seront réalisés au cours de la vie de l’animal (avant traitement et 2, 4, 6 et 8 semaines après traitement) afin de suivre des paramètres biologiques ou l’élimination des produits testés. Un prélèvement de sang se fait sur animal vigile et libre de ses mouvements, il est préalablement habitué à ce geste. La prise de sang dure environ 2 minutes par animal, et nécessite que l'animal ait un jeun de 6h. Un test de tolérance au glucose et un test de tolérance à l’insuline pourront être effectués après 6 semaines de traitement, ces tests durent 210 minutes. La surcharge en insuline pour un animal diabétique induit une difficulté de retour à l’euglycémie. Si l’animal montre des signes de détresse, nous pourrons l’aider à retrouver une glycémie normale en administrant du glucose. L’implantation de cathéters à demeure dans la veine jugulaire et dans l'artère carotide : la chirurgie est faite sous anesthésie et analgésie, par du personnel formé et l’état des animaux est surveillé de près. Les animaux seront hébergés en cage individuelle pendant les 5 jours post chirurgie. Une manipulation de 210 minutes appelée « clamp » est réalisée après 8 semaines de traitement. Pendant toute la durée du clamp, l’animal est à jeun, il est connecté à une perfusion et reçoit de l’insuline et du glucose par voie veineuse de façon continue.

Impact sur les animaux

1 – L’évolution de la maladie liée au phénotype des rats va induire une obésité et donc une baisse d’activité des animaux, lorsque le diabète va s’installer, les animaux vont uriner plus et avoir besoin de s’hydrater plus, ils peuvent également perdre du poids lors des stades plus avancés. 2 – Les traitements : le geste de traitement réalisé à répétition génère un stress chronique. Après chaque geste technique, l’état de l’animal sera surveillé. 3 – Les mises à jeun (6h) lors des prélèvements de sang peuvent être une source de stress, notamment pour des animaux diabétiques. 4- Lors de la mesure de la composition corporelle, l'animal est placé dans un tube à contention pendant environ 2 minutes, cela peut engendrer un stress modéré. 5 –La surcharge en insuline pour un animal diabétique induit une difficulté de retour à l’euglycémie. Si l’animal montre des signes de détresse, nous pourrons l’aider à retrouver une glycémie normale en administrant soit du glucose. 6 – La chirurgie (implantation des cathéters jugulaire et carotide) est faite sous anesthésie et analgésie, par du personnel formé et l’état des animaux est surveillé de près. L’anesthésie et la cicatrisation sont plus difficiles chez un animal diabétique. 7- Les animaux seront hébergés en individuel après la chirurgie pendant 5 jours, cela va induire un stress. 8- Clamp : Pendant toute la durée du clamp, l’animal est à jeun, il est connecté à une perfusion et reçoit de l’insuline et du glucose par voie veineuse de façon continue. Cette manipulation terminale peut être source de stress.

Devenir

En fin de projet, tous les animaux seront euthanasiés pour récupération de tissus et de sang, et évaluation de critères d’efficacité des composés (comptage des radioéléments, paramètres métaboliques et de fonction hépatique dans le sang...).

Remplacement

Des projets de cultures ainsi que de co-cultures cellulaires sont de plus en plus développées pour tenter de mimer les différents organes. Ce seront des alternatives à l'utilisation de l'animal, notamment pour les études de screening, de toxicité et d'efficacité sur l’organe cible. D’ailleurs, la société possède aujourd’hui une plateforme in vitro pour y répondre. Cependant, ces modèles ne sont encore suffisamment développés et ne sont pas un miroir suffisamment fiable de ce qu'il se passe dans la complexité de l’organisme. Les dysfonctions métaboliques associées aux complications hépatiques, cardiovasculaires et rénales ne peuvent être envisagées et reproduites que dans un système in vivo pour le moment.

Réduction

Toutes les étapes de la procédure seront réalisées sur le même animal. Des étapes de screening sont réalisées afin d’obtenir des groupes homogènes et les animaux ayant les meilleurs critères permettant d’avoir des données fiables et exploitables en fin d’étude et d’éviter de répéter plusieurs fois la dite étude. Nous effectuerons des tests statistiques, le nombre de données par groupe nécessaire pour être statistiquement robuste et donc pouvoir conclure sur l’effet d’un traitement est de 10 en fin de clamp.

Raffinement

Plusieurs types d'enrichissements seront placés dans les cages hébergeant les animaux : des objets en bois seront systématiquement ajoutés pour permettre aux rats de les mordiller. Après chaque prélèvement de sang, nous ajouterons des rouleaux de coton en guise de « récompense ». La durée de ces projets étant longue, nous alternerons les enrichissements au fil du temps (petits ou gros tunnels, boules ou briquettes en bois, lanières de papier ou morceaux de coton). L'état des animaux sera contrôlé quotidiennement, le poids corporel, la prise alimentaire et la prise hydrique seront mesurés par du personnel compétent afin de s'assurer de leur bien-être. Si un animal présente des signes de stress ou de douleur, il sera pris en charge par l'équipe zootechnique et la structure du bien-être animal. La chirurgie sera effectuée sous une couverture analgésique adaptée. Si l’état clinique de l’animal venait à se dégrader et atteindre plusieurs des points limites définis, l'animal serait euthanasié. En cas de déshydratation, une injection sous cutanée de soluté de réhydratation est envisagée. En cas d’hypothermie, l’animal peut être placé en armoire chauffante. Les prélèvements de sang effectués en cours d’étude se feront en respectant les volumes préconisés par les règles éthiques.

Choix des espèces

L’espèce a été choisie car son phénotype altéré induit le développement d’un diabète et de l’obésité sous régime normal avec une phase d’hyperinsulinémie à 5-7 semaines d’âges et une phase d’insulinopénie à l’âge de 13-15 semaines. Le rat est une espèce adaptée pour l’étude de la résistance à l’insuline par clamp lors de son jeune âge puisque les données obtenues sont assez homogènes. La chirurgie pour la mise en place du cathéter impacte très peu l'obésité et la résistance à l'insuline. Lors des âges plus avancés, ces rats spontanément diabétiques et obèses développent un diabète avec une insulinopénie et une mort des cellules béta ce qui permet d’identifier ce modèle de rat comme étant adapté pour l’étude des stades avancés du diabète. Ainsi, il permet aussi d’évaluer l’effet préventif de certains traitements sur l’évolution du diabète. L’espèce a été choisie car son phénotype altéré induit le développement d’un diabète et de l’obésité sous régime normal avec une phase d’hyperinsulinémie à 5-7 semaines d’âge et une phase d’insulinopénie à 13-15 semaines d'âge.

Deux sessions de douze heures pendant lesquelles l'animal s'injecte lui-même de la cocaïne, puis cinq sessions de deux heures : 192 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués pour prélèvement du cerveau. Chacun reçoit un cathéter intraveineux posé sous anesthésie, jusqu'à quinze pesées et quatorze injections, et 96 d'entre eux subissent une chirurgie crânienne sans réveil de deux à quatre heures. Le projet vise à raccourcir un protocole d'auto-administration déjà en usage, qui sera validé si plus de 90 pour cent des rats rechutent. Le porteur retient le rat parce qu'il s'auto-administre spontanément toutes les drogues consommées par les humains, ce que d'autres espèces font moins facilement.

Objectifs

L'addiction aux drogues est une maladie chronique qui a des conséquences importantes sur la santé, la société et l'économie. Un des problèmes principaux de l'addiction est le risque de rechute, même après une longue période d'arrêt. Ce risque est lié à des changements durables dans le cerveau causés par la drogue. Comprendre ces changements est essentiel pour développer de nouveaux traitements qui aident les personnes dépendantes à rester abstinentes. Pour étudier l'addiction et la rechute à la cocaïne, les chercheurs utilisent un modèle sur des rats où les animaux s'administrent eux-mêmes de la drogue pendant 10 sessions de 6 heures, avec une session par jour. Ce projet a pour but de modifier ce protocole pour rendre les expériences plus efficaces tout en réduisant l'exposition des rats à la drogue. L'idée est de remplacer les 10 sessions habituelles par une ou deux sessions plus longues (de 8 à 12 heures), suivies de 5 sessions plus courtes de 2 heures. Les chercheurs veulent voir si ces changements donnent les mêmes résultats que le protocole classique, en observant le comportement des rats et l'activité de leurs neurones. Ce projet s'inscrit parfaitement dans tous les axes de recherche de l'équipe en proposant un nouveau protocole d'auto-administration, qui est complémentaire des travaux actuels et permettra de mettre en place de façon plus efficace des projets pilotes.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de valider ou non un nouveau protocole d’auto-administration de cocaïne chez le rat afin de proposer une optimisation des expériences au laboratoire (moins de sessions, sessions plus courtes). Ce protocole sera validé si plus de 90 pour cent des animaux rechutent (taux de rechute comparé aux résultats publiés) et si l’activité dopaminergique est diminuée significativement comparé aux animaux contrôle.

Procédures

Sur animaux anesthésiés : - chirurgie d’implantation de cathéter intraveineux (durée : 15minutes par animal, 192 animaux) pour permettre l’auto-administration. - chirurgie crâniale sans réveil avec enregistrement de l’activité des neurones : 1 fois (2-4 heures par animal, 96 animaux). Sur animaux vigiles : - en amont de chaque chirurgie, 1 injection sous cutanée d'antalgiques (192 animaux) - après la chirurgie, 2 injections sous cutanée d’antalgiques (192 animaux) - au maximum 15 pesées par animal, d'une durée d'environ 1 minute (2 fois par semaine, sur toute la durée du projet, 192 animaux) - 1 injection intraveineuse (par le cathéter), les 5 premiers jours après la chirurgie d’implantation de cathéter et tous les jours d’auto-administration (14 injections , 192 rats) -au maximum 7 sessions d’auto-administration (2 sessions de 12 heures et 5 sessions de 2 heures, 1 session / jour, 192 animaux) - test de recherche de drogue (1 session / rat de 6 heures, 96 rats)

Impact sur les animaux

Les nuisances attendues pour ce projet sont : -Chirurgies : inconfort transitoire au réveil, douleur minimisée par le traitement antalgique pendant et après la chirurgie -Cathéter intraveineux : gène légère pendant la durée de l’expérience -Période d’abstinence : peut causer un léger stress -Isolement : stress modéré -L’acte de pesée, l'injection sous-cutanée et les tests comportementaux sur animal vigile peuvent induire un léger stress transitoire.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort pour des prélèvements et analyse des cerveaux.

Remplacement

Cette recherche vise à comprendre les effets des drogues sur le comportement en utilisant des animaux vivants, car il est essentiel d'observer leur comportement dans des situations réelles. Cela ne peut pas être fait avec des cellules en laboratoire ou des modèles informatiques. En effet, pour étudier le comportement, il faut que les réseaux de neurones soient intacts et fonctionnent comme dans un cerveau vivant, ce qui n'est possible qu'avec des animaux entiers. Après vérification, aucune méthode alternative en laboratoire ou sur ordinateur ne permet de mener ce type d'étude, donc l'utilisation d'animaux est nécessaire.

Réduction

Le nombre d'animaux nécessaires pour ce projet est basé sur un calcul qui tient compte des variations dans les tests de comportement et d’activité cérébrale. Ce calcul permet de déterminer combien d'animaux par groupe sont nécessaires pour obtenir des résultats fiables et détecter des différences significatives entre les groupes. Pour cette étude, nous nous appuyons sur des expériences précédentes et des analyses statistiques. Nous avons calculé que 24 animaux par groupe sont nécessaires pour obtenir des résultats solides. Comme il existe des différences entre les mâles et les femelles dans le phénomène de rechute, nous devons inclure des groupes des deux sexes. Toutefois, pour réduire le nombre d'animaux utilisés, nous commencerons avec 12 mâles et 12 femelles par groupe. Si les premiers résultats montrent des tendances à la différence, nous ajouterons 12 mâles et 12 femelles supplémentaires pour atteindre les 24 animaux par groupe. Au total, pour cette étude, un maximum de 192 rats pourrait être nécessaire. Si, après l'analyse des données de deux groupes d'animaux, aucune tendance n'est observée, l'étude sera arrêtée. À l'inverse, si un effet significatif est détecté avant d'atteindre un total de 24 animaux/lot, l'étude sera également interrompue. Par conséquent, le nombre d'animaux indiqué correspond à un maximum prévu et non à une valeur absolue.

Raffinement

Le bien-être des animaux est une priorité à chaque étape du projet. Nous surveillons régulièrement leur état de santé, y compris leur alimentation, leur apparence et leur comportement. Si un problème est détecté, des actions correctrices sont mise en place immédiatement, selon une grille d’évaluation précise. Nous utilisons un système de points limites qui nous permet d'intervenir rapidement si un animal montre des signes de souffrance. Si un animal atteint l'un de ces points limites, il est pris en charge sans délai. Les rats sont pesés chaque semaine pour suivre leur état de santé. Ils sont hébergés dans des conditions normales, avec une température et une humidité contrôlées, dans des cages ventilées. Des éléments pour ronger, comme des bâtonnets ou des morceaux de bois, sont fournis pour répondre à leur besoin naturel de ronger. Ils ont accès à de la nourriture et de l'eau en permanence. Avant de commencer les procédures, les rats s'acclimatent pendant au moins 7 jours à leur nouvel environnement. Pendant les chirurgies, les animaux sont sous anesthésie générale et locale, avec des médicaments contre la douleur et un tapis chauffant pour maintenir leur température. Le traitement contre la douleur se poursuit pendant 48 heures après la chirurgie, pour un total de 72 heures avant et après. De plus, les animaux sont habitués à la manipulation par l’expérimentateur deux fois avant la chirurgie pour réduire leur stress.

Choix des espèces

Le rat est l’animal le plus utilisé pour l’étude de l’addiction dans les modèles animaux. En effet, les rats ont des réponses aux drogues qui sont similaires à celles de l’Homme et ils s’auto-administrent toutes les drogues abusées par l’Homme de façon spontanée, ce qui n’est pas aussi évident avec d’autres espèces, pour lesquelles la réalisation de tâches opérantes modélisant l’addiction est plus difficile à obtenir. Nous utiliserons des rats avec un niveau de consanguinité limité ce qui permet une variabilité génétique majeure entre les individus pour un meilleur reflet de ce que l’on trouve chez l’Humain. Dans cette étude, nous utiliserons des rats « jeunes adultes » de 7-8 semaines au début du projet afin de limiter le risque de variabilité qui pourrait être lié à l’utilisation de rats en phase d’adolescence (juvéniles).

Dès l'âge de 4 ou 6 semaines et jusqu'à 60 semaines, des souris, des rats et des hamsters dorés reçoivent une alimentation hypercalorique, avec ou sans boissons enrichies en fructose, en éthanol ou en composé pro-inflammatoire, pour provoquer obésité, diabète ou stéatose du foie. 4 750 rongeurs, soit 2 750 souris, 500 rats et 1 500 hamsters dorés, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent les composés testés une à deux fois par jour, par la bouche, sous la peau, dans l'abdomen ou dans une veine sous anesthésie, subissent trois prises de sang et passent à trois reprises 40 heures seuls en cage sans enrichissement, et 24 heures sur grille en cage métabolique en fin de projet. Le porteur retient le hamster parce qu'il "consomme spontanément" l'éthanol, et invoque la hausse de la consommation d'alcool depuis la pandémie de COVID-19. En fin de projet, tous sont tués pour prélever leurs tissus et leur sang.

Objectifs

L’augmentation de l'urbanisation dans le monde, combinée à la consommation d'aliments contenant des quantités importantes de graisses, d’acides gras saturés et de fructose sont considérés comme les principaux responsables des troubles métaboliques. Les mécanismes physiologiques ancestraux favorisant le stockage de l'énergie sous forme de graisse dans le tissu adipeux, le foie et le sang pour assurer la survie de l’individu en cas d’absence de nourriture, sont maintenant associés à l’obésité, la résistance à l'insuline, au diabète de type 2 et la Stéatose Hépatique Non-Alcoolique (NASH) . Dans ce contexte, un effort de recherche continu est engagé pour développer un ou des traitement (s) pour lutter contre ces dysfonctionnements. Ces dysfonctions métaboliques sont très complexes et sont liées entre elles, les études in vitro servent pour cibler le potentiel thérapeutique des molécules mais il est essentiel de pouvoir tester ces molécules sur des modèles animaux proche de l'Homme. Il est important de mesurer les dysfonctions métaboliques, cardiaques et rénales car à ce jour, il n’y a pas de thérapies efficaces pour les traiter. En outre, ces modèles animaux ne tiennent pas compte du fait que les patients atteints de NASH consomment également de l'alcool. Il a été démontré que la consommation d'alcool favorise la progression de la NASH vers des formes plus sévères. De plus, cette consommation d'alcool a considérablement augmenté dans la population générale depuis la pandémie de COVID-19, à cause des périodes de confinements. Par conséquent, il est important d'inclure la contribution de l'alcool dans les complications hépatiques liées à l'obésité et la NASH afin de mieux modéliser le contexte humain. Si les modèles d'alcool chez le rat ou la souris ne sont pas très pertinents car ces deux espèces ne sont pas naturellement attirées par l’alcool, le hamster est un modèle intéressant car il consomme spontanément et métabolise efficacement l'éthanol. Cette capacité serait liée à l'anatomie particulière de l'estomac du hamster, qui se compose de deux compartiments où la fermentation alcoolique des aliments ingérés, a lieu dans la poche pré-gastrique. Ces modèles seront utiles pour tester des thérapeutiques potentielles ciblant l'obésité, le diabète, la dyslipidémie, la stéatose, la NASH, la fibrose et l'inflammation.

Bénéfices attendus

L'intérêt de ce projet est le développement de modèles nutritionnels ressemblant à la réalité humaine occidentale (sédentarité et régime hyperénergétique avec ou sans alcool) qui permettront de mieux comprendre les mécanismes impliqués dans le développement des maladies métaboliques et ainsi de tester et valider plus rapidement de nouvelles thérapies pour le traitement de l'obésité, de la NASH, de la fibrose, des maladies cardiovasculaires et rénales associées aux maladies métaboliques, qui sont parmi les maladies les plus problématiques pour la santé publique française et mondiale.

Procédures

Pour induire des dysfonctions métaboliques chez la souris, le rat et le hamster, des régimes hypercaloriques associés ou non à des boissons enrichies en fructose et/ou en éthanol et/ou en composé chimique pro-inflammatoire seront mis à disposition dans les cages d'hébergement à partir de 4 ou 6 semaines d'âge en fonction de la procédure et jusqu'à la fin du projet (jusqu’à 60 semaines). Les composés à tester/de référence seront administrés une à deux fois par jour par toutes voies possibles : orale, sous-cutanée et intrapéritonéale sur animal vigile et intraveineuse sur animal anesthésié. L'administration dure environ 1 minute sur animal vigile et 5 minutes sur animal anesthésié. Trois prélèvements de sang seront réalisés au cours de la vie de l’animal (en début, milieu et fin de projet) afin de suivre des paramètres biologiques ou l’élimination des produits testés. Un prélèvement de sang dure environ 2 minutes par animal. Dans le cas de prélèvements de sang visant à quantifier des paramètres métaboliques, les animaux seront mis à jeun 6h maximum avant le prélèvement. Un test de tolérance au glucose et un test de tolérance à l’insuline pourront être effectué la semaine précédant la fin de projet. La surcharge en glucose ou en insuline pour un animal diabétique induit une difficulté de retour à l’euglycémie. Si l’animal montre des signes de détresse, nous pourrons l’aider à retrouver une glycémie normale en administrant soit du glucose soit de l’insuline. Afin de déterminer si le traitement a un impact sur la fonction cardiaque, nous ferons des échocardiographies sur animal anesthésié en fin de projet (durée inférieure à 30 min). Pour mesurer la dépense énergétique, nous hébergerons les animaux pendant 40h en cage individuelle sans enrichissement, en début, milieu et fin de période de traitement. Pour mesurer l'impact sur la fonction rénale des animaux, nous mesurerons le débit de filtration glomérulaire (GFR) en début et en fin de projet et la mesure de divers paramètres urinaires en cage métabolique uniquement en fin de projet. La GFR consiste à administrer un composé fluorescent par voie veineuse (sous anesthésie pendant environ 10 minutes) et de mesurer sa distribution via un capteur posé sur la peau pendant 2h (animal vigile). Pour faire les échographies et les GFR, nous devrons au préalable épiler les animaux, sous anesthésie pendant environ 10 minutes. Les récoltes d'urine se feront sur 24h en cage métabolique.

Impact sur les animaux

Les animaux seront nourris à partir de 4 ou 6 semaines d'âge en fonction de la procédure et jusqu'à la fin du projet (jusqu’à 60 semaines) avec des régimes enrichis en graisse et ou en sucre, cela va modifier leur métabolisme. Les effets indésirables sont les dysfonctions métaboliques : obésité, diabète, stéatose hépatique qui peuvent engendrer de la douleur. Les administrations et les prélèvements peuvent engendrer un léger stress et une douleur légère. Les animaux auront des mises à jeun alimentaires de 6 heures maximum. Certaines techniques nécessitent une anesthésie légère, l’animal peut mettre quelques minutes à récupérer. Durant les récoltes urinaires, les animaux seront isolés et hébergés sur grille pendant 24h.

Devenir

En fin de projet, tous les animaux seront euthanasiés pour récupération de tissus et de sang, et évaluation de critères d’efficacité des composés (histologie, immuno marquages et expression de gènes dans le foie, paramètres métaboliques et de fonction hépatique dans le sang...)

Remplacement

Des projets de cultures ainsi que de co-cultures cellulaires sont de plus en plus développées pour tenter de mimer les différents organes. Ce seront des alternatives à l'utilisation de l'animal, notamment pour les études de screnning, de toxicité et d'efficacité sur l’organe cible. Cependant, ces modèles ne sont encore suffisamment développés et ne sont pas un miroir suffisamment fiable de ce qu'il se passe dans la complexité de l’organisme. Les dysfonctions métaboliques associées aux complications hépatiques, cardiovasculaires et rénales ne peuvent être envisagées et reproduites que dans un système in vivo pour le moment.

Réduction

Avec un nombre final d'animaux égal à 10 par groupe de traitement, une différence de +/- 30% est théoriquement détectable. La stratégie expérimentale consiste à mesurer les valeurs de chaque paramètre mesurable de façon longitudinale (taux de lipides, glycémie, taux de transaminases, marqueurs inflammatoires dans le sang/plasma), l'animal est donc son propre contrôle, dans la mesure du possible, ce qui permettra de réduire le nombre d'animaux par groupe.

Raffinement

Plusieurs types d'enrichissements seront placés dans les cages hébergeant les animaux : des objets en bois seront systématiquement ajoutés pour permettre aux rongeurs de les mordiller. En effet, le régime gras est assez mou contrairement aux croquettes classiques, donc cet enrichissement est très adapté. La durée de ces projets étant souvent longue, nous alternerons les enrichissements au fil du temps (petits ou gros tunnels, boules ou briquettes en bois, lanières de papier ou morceaux de coton). L'état des animaux sera contrôlé quotidiennement, le poids corporel, la prise alimentaire et la prise hydrique seront mesurés par du personnel compétent afin de s'assurer de leur bien-être. Si un animal ne suit pas la courbe de poids attendue, une recherche approfondie d’éventuels symptômes sera faite. Les points limites de ce projet seront les suivants : absence de mouvement, piloérection et dos courbé. Si un animal présente des signes de stress ou de douleur, il sera pris en charge par l'équipe zootechnique et la structure du bien-être animal. Des soins tels que : hydratation et mise en place de nourriture dans la litière si nécessaire seront effectués. Si l'animal présente une dermatite, par exemple, un protocole de soin sera effectué (nettoyage / désinfection / cicatrisation). Si l'état de l'animal ne s'améliore pas dans les 48 heures, les expérimentateurs compétents excluront l'animal de l'étude et l'euthanasieront. Si un animal atteint l'un des points limites, il sera euthanasié immédiatement. Pendant la phase de traitement, si la perte de poids est supérieure à 20% en l'espace de 3 jours et associée à d'autres signes tels que la prostration, le dos courbé et l'absence de toilettage, l'animal doit être euthanasié ou la dose et la fréquence de traitement adaptées.

Choix des espèces

Les souris et les rats sont suffisamment caractérisés pour l'étude des maladies métaboliques. Les hamsters présentent un métabolisme du cholestérol et des acides biliaires semblable à celui des humains. Les rats et les hamsters peuvent aider à étudier les effets de médicaments potentiels pour les complications cardiovasculaires (dysfonctionnement diastolique) et rénales. Chez les hamsters, la combinaison d'un régime riche en graisses, en cholestérol et en fructose et de la consommation d'alcool peut imiter le mode de vie de certains patients atteints de NASH, notamment pendant et après le confinement lié à la pandémie COVID-19. Si le modèle associé à la consommation d'alcool chez le rat ou la souris n'est pas très pertinent, le hamster est un modèle intéressant car il consomme et métabolise l'éthanol très facilement. Cette capacité serait liée à l'anatomie particulière de l'estomac du hamster, qui se compose de deux compartiments où la fermentation alcoolique des aliments ingérés a lieu dans la poche prégastrique. Les animaux sont utilisés à partir de 4 ou 6 semaines d’âge afin d'être similaire à la problématique humaine (sédentarité et alimentation hyper énergétique) dès le jeune âge.

Pour tester si une protéine protège les vaisseaux du cerveau pendant un sepsis, 280 rats reçoivent une injection de lipopolysaccharide qui déclenche une inflammation généralisée, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal reste anesthésié environ deux heures trente, dont une heure trente d'imagerie, avec deux prélèvements sanguins à la veine de la queue et une injection de radiotraceur dans la veine du pénis. L'inflammation provoquée peut entraîner une perte de poids, une baisse de mobilité et une diminution des interactions sociales. Tous les rats sont tués pour prélever organes et cerveau, et le porteur justifie le choix du rat plutôt que de la souris par sa plus grande taille, qui donne des images de meilleure qualité.

Objectifs

Le sepsis est une réaction inflammatoire exagérée qui force le corps à s’attaquer à ses propres tissus et organes. Il peut se produire en réponse à n’importe quelle infection, que ce soit par la présence d’une bactérie, d’un virus ou d’un parasite dans le corps. La forme la plus grave est le choc septique qui est une cause fréquente de décès. Cette inflammation entraîne des problèmes dans tout le corps, jusqu’à la baisse de la pression sanguine qui peut causer des défaillances d'organes. Si cette défaillance atteint le cerveau et les vaisseaux sanguins qui l’alimentent il peut y avoir des conséquences graves pour les patients, en accélérant l'apparition de problèmes de mémoire à long terme. Si l’inflammation reste excessive et continue dans le temps, elle va endommager la barrière qui sépare le sang et le cerveau entraînant un gonflement du cerveau et l'activation de certaines cellules immunitaires qui vont accentuer l'inflammation au niveau du cerveau. De plus, il peut y avoir des problèmes avec la circulation sanguine et provoquer des saignements dans le cerveau. Pour traiter le choc septique, on utilise des antibiotiques et on traite l'infection initiale. On s'assure aussi que la pression sanguine reste normale pour que les organes fonctionnent de manière normale. Actuellement, il n'y a pas de traitement spécifique pour traiter les problèmes qui touchent les vaisseaux altérés par cette maladie, ni l'inflammation du cerveau. Notre équipe de recherche étudie une protéine qui pourrait aider à conserver la fonction des vaisseaux pendant l'inflammation et empêcher les problèmes qu’elle provoque. Pour cela, nous utilisons un modèle chez le rat chez qui nous allons injecter une substance appelée Lipopolysaccharide (LPS). Le LPS est une molécule qu’on retrouve autour de certaines bactéries et son injection va provoquer l'inflammation au niveau du cerveau. Nous allons faire des imageries du cerveau de ces animaux pour voir si la protéine d’intérêt peut empêcher les problèmes liés à l'inflammation dans le cerveau, en étudiant l’intégrité de la barrière qui sépare le sang du cerveau.

Bénéfices attendus

Cette étude vise à examiner comment la protéine agit sur la réponse de la barrière entre le sang et le cerveau en cas d'inflammation dans tout le corps. Avant de pouvoir envisager de tester cette protéine chez l'homme, il est important de vérifier son efficacité dans le traitement de l'infection grave chez le rat. Les résultats attendus aideront à mieux comprendre comment traiter ce genre d'inflammation chez les humains et à réduire le risque de développer des troubles de la mémoire graves. Il est possible qu'une première phase d'essais chez l'homme puisse être envisagée dans les cinq prochaines années.

Procédures

Dans cette étude, nous avons besoin d'endormir les animaux pour les examens d'imagerie. Les animaux seront imagés pendant environ 1h30. La phase de sommeil va durer aux alentours des 2h30 heures, du démarrage de l’anesthésie jusqu’à la fin du protocole complet. Pour induire l’anesthésie générale, nous injecterons au niveau abdominal un produit dont on ajustera la concentration en fonction du poids de l’animal. Après 5 minutes et confirmation de l'anesthésie générale, un prélèvement de sang sera effectué au niveau de la veine de la queue, ce geste expérimental prend 2 à 3 minutes. Nous allons mesurer dans ce prélèvement les différentes protéines impactées par la protéine d’intérêt pour voir si elle a bien effet. Ce prélèvement sera réalisé 2 fois au cours de ce projet, une première après vérification de la qualité d’anesthésie et une deuxième en fin de protocole d’imagerie toujours sous anesthésie générale. L’injection de lipopolysaccharide est réalisée par une injection au niveau abdominal en moins d’une minute, de même pour la protéine d’intérêt. L’injection du produit radiotraceur est réalisée au niveau de la veine du pénis après anesthésie générale et dure moins d’une minute.

Impact sur les animaux

Nous utiliserons des injections dans la cavité abdominale pour administrer la protéine d’intérêt, le lipopolysaccharide (LPS) pour provoquer l’inflammation générale ainsi que pour le produit anesthésique. Lors de ces injections l’animal est tenu dans les mains de l’opérateur ce qui peut entraîner du stress et une légère douleur lors de l’injection. L'injection du produit d'anesthésie peut être répétée avec une concentration plus faible pendant l'examen d'imagerie dans le cas où l'animal commence à présenter des signes de réveil. Le LPS est la substance qui va provoquer une réaction inflammatoire généralisée semblable à celle observée dans le sepsis. L’inflammation provoquée peut entraîner à court terme une perte de poids, une réduction de la mobilité et une diminution des interactions sociales chez les animaux.

Devenir

L'ensemble des animaux inclus dans ce projet seront euthanasiés pour effectuer des prélèvements d'organes et de sang. Ces prélèvements seront utilisés pour une analyse tissulaire au niveau microscopique afin d'évaluer le rôle protecteur de la protéine. Plus particulièrement pour les prélèvements de cerveau, nous allons les comparer aux données obtenues par imagerie.

Remplacement

L'inflammation du cerveau est un phénomène complexe résultant de l'interaction de différents types cellulaires et la barrière qui sépare le sang du cerveau. Cette interaction est encore partiellement connue. L'approche avec des modèles théoriques ou de remplacement ne permet pas de rendre compte de façon fiable de ces différentes interactions. Le modèle animal utilisé sera celui le plus validé à l'heure actuelle pour l'étude de l'inflammation du cerveau.

Réduction

Le nombre d'animaux pour ce projet a été déterminé à l’aide d’outils mathématiques spécialisés pour permettre une analyse cohérente et juste des données obtenues. Les données d'imagerie seront analysées au fur et à mesure, si les résultats sont satisfaisants avec moins d'animaux que prévu, les protocoles d'imagerie seront arrêtés afin de réduire le nombre d'animaux utilisés sur la totalité du projet.

Raffinement

Une période minimale d'acclimation de 7 jours à la réception des animaux du fournisseur sera respectée. Le nombre d'individus par cage sera adapté à leur taille mais aucun animal ne sera laissé seul en cage de plus les animaux auront à disposition du coton pour fabriquer leur nid et des objets récréatifs. La profondeur de l’anesthésie est vérifiée par l’absence de mouvement par pression sur la patte. Une évaluation en temps réel de l'anesthésie sera réalisée pendant les protocoles d’imagerie. Si la fonction respiratoire se dégrade et se maintient dégradée, le protocole d'imagerie sera interrompu pour permettre une surveillance accrue de l'animal dans une cage de réveil dédiée placée sous une lampe chauffante. Pour garantir un maintien de la température corporelle pendant le protocole d'imagerie, l’animal est réchauffé pendant tout le protocole d’imagerie. Les animaux seront observés quotidiennement par le personnel de l’animalerie et les points limites seront étudiés par les responsables de projet 2 fois par semaine pour s’assurer du bien-être des animaux et qu’ils soient traités avec le plus grand respect et le moins de douleurs possible. Si la mise en place d’un traitement anti-douleur ne permet de pas d’améliorer le bien-être animal, le protocole d’euthanasie sera réalisé.

Choix des espèces

Nous utiliserons des rats pour cette étude car c'est l'espèce utilisée dans les études sur ce modèle pathologique. Le rat est une espèce couramment utilisée pour les travaux d'expertise par imagerie chez le petit animal et les outils utilisés sont dédiés à cette espèce. De plus, c’est une espèce de plus grande taille par rapport à la souris ce qui permet d’avoir une qualité d’image supérieure avec plus de détails et précision pour les expérimentations d’imagerie préclinique. Nous utiliserons des animaux âgés de 10 à 12 semaines pesant entre 400 et 600g. Le stade de développement des animaux correspond à de jeunes adultes afin de mimer au mieux les conditions pathologiques retrouvées chez l'Homme.

Opérés une première fois pour rétrécir l'urètre, puis six à huit semaines plus tard pour implanter des cathéters dans la vessie, 1 350 rats subissent des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue pour prélèvement d'organes. Leur vessie est perfusée pendant au moins trois heures sur animal éveillé, et ils peuvent passer 24 heures en cage à métabolisme ou 48 heures en cage individuelle. L'objet est de tester, pour des clients, des candidats médicaments contre l'instabilité vésicale. Le porteur écrit que chaque geste est très rapide et limite le stress, tout en indiquant environ 30 % de mortalité dans ce modèle et en reconnaissant qu'aucun test statistique ne fixe les quinze animaux par groupe.

Objectifs

L’objectif de cette étude est d’évaluer l’effet de nouveaux candidats médicaments sur un modèle d’instabilité vésicale chez le rongeur éveillé. L’instabilité vésicale est un trouble urologique chronique qui se caractérise par une envie soudaine et fréquente d’uriner. Cette envie peut survenir le jour ou la nuit et peut être accompagnée de fuites urinaires. Quand on souffre d’instabilité vésicale, la vessie se contracte de façon involontaire même quand la vessie n’est pas pleine, ce qui provoque une envie soudaine et parfois extrêmement pressante d’uriner. Le syndrome de la vessie instable pose problème au quotidien : besoin d’avoir des toilettes à proximité en permanence, fuites urinaires… Cela peut créer un handicap aussi bien au niveau personnel que professionnel et affecte sérieusement la qualité de vie de nombreux patients. Le modèle d’instabilité vésicale provoqué par obstruction urétrale partielle chronique chez le rat est largement décrit dans la littérature.

Bénéfices attendus

Le projet permettra de tester de nouveaux candidats médicaments pour trouver de nouvelles molécules plus efficaces et avec moins d’effets secondaires que les molécules utilisées actuellement pour traiter les patients atteints de dysfonctions vésicales.

Procédures

Les animaux vont subir des chirurgies sous anesthésie générale qui durent environ 30 min chacune (1 pour induire le modèle et 1 autre 6-8 semaines après pour l’implantation des cathéters). Les animaux vont recevoir plusieurs administrations par les voies classiques décrites. Chaque geste étant réalisé par du personnel compétent est très rapide (moins d’une minute), limitant le stress des animaux. Des cathéters vont être implantés dans la vessie et cette dernière sera perfusée avec du liquide physiologique pour pouvoir mimer le remplissage naturelle de la vessie et les mictions (3 H minimum). Des cathéters veineux ou pour d’autres voies d’administrations pourront être implantés. Les animaux pourront être mis dans des cages à métabolisme pendant 24 heures (avec eau de boisson et nourriture à volonté). Pour certaines procédures expérimentales, les animaux seront hébergés individuellement dans des cages à métabolisme (pendant 24H maximum) ou dans des cages individuelles après des chirurgies (pendant 48H)) mais pourront toujours avoir un contact visuel, auditif et/ou olfactif avec leurs congénères. Des prélèvements sanguins (1 prélèvement maximum par semaine) durant l’expérimentation ou en terminal pourront être réalisés. Ces gestes sont très rapides et demandent environ 2-3 minutes selon les volumes souhaités.

Impact sur les animaux

Nous testons des molécules clients dont nous ne connaissons ni la nature ni les effets secondaires possibles, il nous est, pour cette raison, difficile d’anticiper les nuisances pour les animaux dues aux candidats médicaments. Toutefois, des manipulations, administrations répétées, prélèvements de sang, anesthésies sur les animaux peuvent provoquer du stress, une légère douleur (douleur de l’aiguille). L’obstruction urétrale peut provoquer des troubles urinaires chez les animaux pouvant conduire à la mort de l’animal si celle-ci est trop importante (environ 30% de mortalité dans ce modèle). L’hébergement en cage individuelle, dans des cages à métabolisme peut entraîner du stress chez l’animal du fait de ne pas être avec ses congénères. La cystométrie sur animal éveillé peut également induire du stress chez l’animal.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à la fin du projet et des organes seront collectés.

Remplacement

Aujourd’hui il n’existe pas de thérapie pharmacologique efficace pour le traitement des dysfonctions vésicales. Actuellement, aucun modèle in silico, in vitro ou ex vivo ne peuvent mimer la pathologie dans son ensemble et dans sa complexité. Ces limitations rendent incontournables le recours à l’expérimentation animale pour tester l’efficacité de nouveaux candidats médicaments.

Réduction

Nous avons établi une stratégie d’expérimentation nous permettant dans la mesure du possible, de mesurer la valeur basale de chaque animal (l’animal est son propre contrôle). Cette stratégie permet donc de réduire sensiblement le nombre d’animaux par groupe. Aucun test statistique sera utilisé pour calculer le nombre d’animaux par groupe mais de par notre forte expérience en expérimentation animale, les publications scientifiques publiées, un nombre minimum de 15 animaux par groupe sera utilisé pour avoir des résultats statistiquement différents et fiables. Des tests statistiques seront réalisés pour évaluer la différence entre les groupes.

Raffinement

En accord avec la règle de raffinement, les procédures chirurgicales seront réalisées sous anesthésie générale avec maintien de la température corporelle via l’utilisation de plaque chauffante thermo-régulée. Dès leur arrivée dans la zone d’exploration fonctionnelle, les animaux seront hébergés dans des conditions définies par la directive européenne 2010/63/UE et auront une phase d’acclimatation de 3-4 jours minimum avant d’être manipulés. Un enrichissement (type tunnel, aspen brick (morceau de bois à ronger)…) sera introduit dans l’hébergement des animaux. L’état des animaux sera suivi quotidiennement par du personnel compétent afin de s’assurer de leur bien-être et de l’absence de point limite. Après chaque intervention chirurgicale, une attention particulière sera apportée sur le réveil des animaux et l’absence d’agressivité vis-à-vis de ces congénères. Une vidange vésicale sera nécessaire pendant 3 jours après la chirurgie afin que l’animal reprenne de lui-même son réflexe mictionnel naturel. Une attention particulière à chaque animal sera donc apportée. Une administration d’analgésique en pré et post-opératoire sera réalisée ainsi qu’un traitement antibiotique. De plus, un gel oculaire sera utilisé pour éviter la déshydratation des yeux des animaux lors des chirurgies. Si un animal présentait un point limite, il serait isolé dans un premier temps et hydraté et mis en présence de nourriture dans la litière si besoin ou autre soin (désinfection de plaie par exemple). Si son état ne s’améliorait pas dans les 72h, les expérimentateurs compétents excluraient l’animal de l’étude et l’euthanasieraient.

Choix des espèces

Le modèle d’instabilité vésicale provoqué par obstruction urétrale partielle chronique chez le rat est largement décrit dans la littérature. Les animaux utilisés seront au moins âgés de 7 à 8 semaines afin d’avoir des animaux sexuellement matures permettant de mimer au mieux les conditions cliniques humaines.