Souris

Injectées dans le cervelet au cours d'une procédure de 45 minutes à une heure sous anesthésie générale, 178 souris sont utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré et toutes tuées à la fin pour prélever leurs tissus. Elles sont d'abord génotypées par biopsie de queue à sept jours, puis passent jusqu'à deux tests comportementaux par jour, entre un et quatorze mois d'âge selon les groupes. L'objectif est de tester une thérapie génique contre l'ataxie récessive liée au gène COQ8A, une maladie rare sans traitement efficace. Le porteur affirme que le déficit de coordination motrice n'a "pas d'impact sur la vie normale des animaux" et qu'aucun signal de douleur n'a été détecté, tout en indiquant que ce phénotype apparaît à dix semaines et s'aggrave tout au long de la vie.

Objectifs

La CoQ10, également appelée ubiquinone, ubiquinol ou coenzyme Q10, est une molécule très connue. Vous avez probablement déjà vu ce nom sur l'emballage de crèmes pour la peau ou d'aliments de remise en forme. La CoQ10 a une fonction plus spécialisée, agissant à l'intérieur de nos cellules et contribuant à de nombreuses fonctions, comme un ouvrier qui aide d'autres molécules à faire leur travail. Même si nous pouvons consommer de la CoQ10 dans certains aliments tels que la viande, le poisson ou les noix, la quantité n'est pas suffisante. Nos cellules ont donc un moyen de fabriquer la CoQ10 pour nous. Lorsqu'il y a un défaut et que nos cellules ne sont pas en mesure d'effectuer cette construction correctement, les niveaux de CoQ10 diminuent à l'intérieur de notre corps. De faibles niveaux de CoQ10 conduisent à des maladies que nous appelons : déficiences primaires en CoQ10. L'une des déficiences en CoQ10 les plus connues est l'ataxie autosomique récessive de type 2 ou ARCA2, qui se caractérise chez les patients par une intolérance à l'exercice, une cardiomyopathie, une épilepsie, une déficience intellectuelle, une néphropathie et un déséquilibre. L'ARCA2 est considérée comme une maladie rare et il n'existe pas encore de traitement efficace. C'est pourquoi ce projet de recherche tente de trouver de nouveaux traitements qui, à l'avenir, pourront aider les patients atteints d'ARCA2 à avoir une vie meilleure.

Bénéfices attendus

Nous espérons que les résultats de ce projet apporteront à la communauté scientifique de nouvelles thérapies possibles et contribue également à clarifier de nouveaux mécanismes moléculaires concernant l'ataxie autosomique récessive. L'ataxie COQ8A est une maladie rare sans traitement efficace. La supplémentation en CoQ10 est utilisée par les patients pour atténuer les symptômes, cependant tous les patients ne répondent pas de la même manière à ce traitement, donc notre projet de recherche peut apporter une nouvelle perspective thérapeutique et accélérer le processus de traitement, ce qui pourrait à l'avenir donner aux patients une meilleure qualité de vie grâce à de nouvelle approches thérapeutiques.

Procédures

Ce projet comprend : • Un protocole de génotypage par biopsie de la queue sera effectué à 7 jours de vie, ce protocole provoquera une légère douleur de courte durée. La durée du protocole sera d'environ 2 minutes par animal • Une étape incluant des tests comportementaux sera réalisée sur les animaux vigiles. La durée de ces tests est comprise entre 30 secondes et 5 minutes par souris, un maximum de deux tests comportementaux différents sera effectué par jour. • Un protocole d'injection intracérébral se fera sous anesthésie générale pour la délivrance du vecteur exprimant la protéine d’intérêt dans le cervelet. La durée totale de la procédure est de 45 minutes à 1 heure par souris.

Impact sur les animaux

Les nuisances et les effets indésirables pour les animaux seront décrits en termes de 5 libertés et de la manière dont le phénotype et les procédures affectent chacun de ces paramètres : (1) Liberté de faim et de soif : selon nos résultats précédents concernant la caractérisation des animaux, ceux-ci n'ont pas présenté de problèmes pour manger et boire de l'eau tout au long de leur vie. Les protocoles utilisés pour le comportement et l'injection ne modifient pas non plus ces paramètres. (2)Liberté d'inconfort : un certain niveau d'inconfort peut être causé par les tests de comportement. Nous prévoyons de l'atténuer grâce à des séances d'entraînement et à l'adaptation préalable des animaux à tout test. L'inconfort éventuel causé par l'injection intracrânienne sera contrôlé par l'application d'analgésiques. (3)Liberté en cas de douleur, de blessure ou de maladie : Le processus de génotypage peut provoquer des douleurs légères et de courte durée. Le protocole d'injection intracérébral peut provoquer des douleurs chez les animaux. Pour atténuer cet effet, nous prévoyons d'administrer des analgésiques au moins 4 jours après les injections afin d'éviter l'inflammation et la douleur. En ce qui concerne le phénotype de la maladie, aucun signal de douleur ou de lésion n'a été détecté conformément aux caractérisations précédentes. Les tests comportementaux ne provoquent pas de douleur. (4)Liberté d'exprimer un comportement normal : Comme nous mentionné précédemment, le phénotype de la maladie (déficience de la coordination motrice) n'a pas d'impact sur la vie normale des animaux, puisqu'ils peuvent se déplacer, manger et boire normalement tout au long de leur vie, en présentant un comportement normal par rapport aux animaux de contrôle. Le phénotype est simplement constaté à l'aide de tests comportementaux spécifiques. Les tests comportementaux ne modifient pas ces paramètres et la douleur ou l'inconfort éventuels causés par l'injection intracrânienne seront contrôlés par l'application d'analgésiques. (5)Liberté face à la peur et à la détresse : Pour réduire le stress, nous prévoyons d'enrichir l'environnement de chaque cage et de réduire autant que possible le bruit. Les animaux seront surveillés tous les jours et tout signal de stress ou de peur sera signalé. Pour soulager les stress éventuels des tests comportementaux et de la douleur de l'injection intracranienne, une séance d'adaptation sera organisée avant chaque test et des analgésiques seront utilisés.

Devenir

Dans ce projet, les animaux seront étudiés à différents âges afin d’assurer l’étude longitudinale sur un même lot d’animaux. A la toute fin des études, les animaux seront mis à mort pour le prélèvement de tissus.

Remplacement

Comme la maladie présente comme phénotype une perte générale de coordination motrice dans des tests comportementaux spécifiques, il est difficile d'étudier la maladie en utilisant d'autres modèles que ceux de la souris. La reproduction des symptômes ainsi que l'efficacité du traitement peuvent être mieux visualisées sur ce modèle. Toutefois, parallèlement aux tests in vivo, nous allons travailler sur des stratégies in vitro pour contribuer à la découverte de nouveaux mécanismes concernant la maladie, ce qui nous aidera à clarifier et à mieux cibler notre analyse in vivo et peut également nous aider à réduire le nombre d'animaux par rapport à l'étude générale.

Réduction

Toutes les procédures sont conçues pour diminuer le nombre d’animaux utilisés, tout en tenant compte du nombre minimum nécessaire pour appliquer les tests statistiques adaptés. Les travaux de notre équipe et les données préliminaires nous permettent d’estimer le nombre de souris pour avoir une valeur statistique suffisante (10 souris de même sexe et génotype par condition). Afin de réduire au maximum le nombre d’animaux, autant que possible, nous effectuerons une étude sur un même lot d’animaux à différents âges et les mêmes animaux seront utilisés pour réaliser les différents tests de comportement, les analyses fonctionnelles, histologiques, moléculaires et biochimiques. Pour l'optimisation du promoteur, nous avons choisi de travailler uniquement avec des mâles, sinon, comme nous avons trois vecteurs différents et deux concentrations différentes, l'optimisation utilisant les deux sexes devrait utiliser le double du nombre d'animaux.

Raffinement

Les animaux seront maintenus dans les conditions standard d’hébergement et l’environnement sera enrichi (igloo polycarbonate, rouleau de cellulose,...). Les animaux controles seront hébergés dans les mêmes cages que les animaux atteints. Un accès facilité à l’alimentation et à la boisson sera mis en place en fond de cage. Mesures pour soulager la douleur : Les animaux seront observés quotidiennement et les signaux de douleur seront signalés. Les signaux peuvent inclure : posture voûtée, toilettage réduit et fourrure ébouriffée, niveau réduit d’activité spontanée, consommation réduite de nourriture et d’eau, séparation des compagnons de cage, yeux louches agressivité accrue lors de la manipulation. En présence de ces signaux, la buprénorphine sera administrée et le vétérinaire sera informé pour décider des meilleures solutions. Mesures pour soulager l'anxiété et l'inconfort : En cas d'inconfort ou de signaux d'anxiété tels que : vigilance accrue, freezing et/ou hypoactivité, fréquence cardiaque élevée et consommation alimentaire supprimée, Les animaux présentant ces signaux ne vont pas effectuer les tâches comportementales. Pour les tests comportementaux, nous disposons d'un programme d'adaptation et d'apprentissage préalable. Pour chaque comportement, les animaux seront préalablement adaptés pendant au moins une semaine, à la salle de comportement et aussi à chaque équipement utilisé. Tout au long des procédures, un suivi régulier des animaux sera réalisé. Il nous permettra de s’assurer du bon vieillissement des animaux au fil des mois. Ce suivi est basé sur la mise en place de points limites et méthodes de prise en charge d’éventuel stress et douleur spécifiques à notre projet.

Choix des espèces

AAvec 98% d’identité protéique avec l’Homme, la souris est l'espèce de choix pour générer des modèles de maladies humaines. Son anatomie, sa physiologie et la génétique sont bien connues. Les méthodes pour la manipulation génétique de ces animaux sont les plus développées. La nécessité d'utiliser des souris génétiquement modifiée est liée à l'absence de modèle mammifère naturel correspondant à la maladie humaine. Par ailleurs, nos données de l’étude du modèle murin KO montrent que ce modèle reproduit les caractéristiques pathologiques nécessaires pour tester des solutions thérapeutiques. Les souris étudiées dans le cadre de l’injection du vecteur seront étudiées de l’âge de 1 mois à l’âge de 11 mois (tests comportementaux) dans la condition pré-symptomatique. Les souris étudiées dans le cadre d’une administration post-symtomatique de l’injection du vecteur seront étudiées de l’âge de 4 mois à l’âge de 14 mois (tests comportementaux). La fenêtre temporelle pour les tests comportementaux est choisie en tenant compte du fait que le phénotype chez les animaux commence à apparaître à 10 semaines et s'aggrave tout au long de la vie. A un mois (dans la condition pré-symptomatique), nous effectuons une séance comportementale pré-symptomatique comme preuve de concept que les animaux sont réellement pré-symptomatiques à ce stade.

Jusqu'à dix injections intrapéritonéales par animal, une injection intraveineuse sous anesthésie générale, une injection sous-cutanée : le protocole décrit ne va pas plus loin pour 1 488 souris, utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré et toutes tuées pour des analyses post-mortem. Il s'agit d'ouvrir la barrière qui protège le cerveau afin de voir si un médicament y diffuse mieux lors d'une maladie cérébrale. Sur le remplacement, le porteur écrit en une phrase que la complexité de cette barrière ne peut pas être répliquée in vitro et qu'elle est conservée entre humain et souris. Il annonce des phénotypes dommageables, perte de mobilité, baisse de la consommation alimentaire et survie médiane de 250 jours, sans nommer la maladie induite ni préciser combien de souris la subiront.

Objectifs

Le cerveau est un organe sensible aux contaminants chimiques ou biologiques éventuellement transportés par le sang. Afin de le protéger, les vaisseaux sanguins du cerveau sont plus imperméables que ceux du reste du corps et forme ainsi une véritable barrière. Cependant, cette barrière représente un véritable obstacle à l'utilisation de médicaments pour traiter les maladies se développant dans le cerveau. Des travaux ont mis en évidence le rôle de protéines impliquées dans l’intégrité de cette barrière. Le but de ce projet et d’étudier l’impact d’une ouverture de la barrière du cerveau sur la diffusion et l’efficacité d’un médicament lors d’une maladie cérébrale.

Bénéfices attendus

Les résultats obtenus au cours de ce projet permettront de mieux comprendre les processus d’administration et de diffusion des médicaments dans le cerveau lors de maladie ou la barrière du cerveau limite fortement leurs efficacités.

Procédures

Injection intrapéritonéales (< 1 minute) : Maximum de 10 injections par souris. Injection intraveineuse (1 minute) : Maximum de 1 injection par souris. Les injections intraveineuses seront effectuées sous anesthésie générale. Anesthésie générale (maximum 1 heure) : 1 injection par animal. Injection sous-cutanée (1 minute) : Maximum de 1 injections par souris.

Impact sur les animaux

Douleurs légères et transitoires liées aux injections intrapéritonéales ou intraveineuses. Nuisances liées à l’apparition de phénotypes dommageables lors de la progression d’une maladie cérébrale : diminution des propriétés locomotrices (perte de mobilité), diminution de la consommation d’aliment induisant une perte progressive de poids et survie médiane de 250jours (des points limites adaptés ont été mis en place pour les différentes procédures)

Devenir

Les souris seront mises à mort à la fin des procédures pour analyses post-mortem.

Remplacement

La complexité de la barrière du cerveau ne peut pas être répliquée mais se retrouve conservé entre humains et souris, faisant de la souris est un modèle nécessaire pour cette étude.

Réduction

Le nombre d’animaux a été réduit au maximum. La taille des échantillons permettant une analyse statistique efficace des résultats a été déterminée à partir de données collectées au cours d’expériences précédentes ainsi que via l’utilisation d’un logiciel statistique en fonction des critères de taille d'effet et d'écart type propre à chaque procédure. Les résultats seront analysés par tests statistiques appropriés.

Raffinement

Les animaux seront maintenus dans des groupes de plusieurs individus dans un environnement enrichi. Pour éviter le stress et la douleur, les injections intraveineuses seront réalisées sous anesthésie générale. Les perfusions intracardiaques seront réalisées sous anesthésie générale et antalgie Les procédures se dérouleront sous la surveillance d'expérimentateurs formés. Des points limites adaptés ont été établis dans les différentes procédures, entraînant la mise à mort anticipée de l’animal si nécessaire.

Choix des espèces

La souris est un modèle nécessaire pour cette étude de part : 1- La complexité de la barrière du cerveau qui ne peut pas être répliquée in vitro, mais qui est conservé entre humain et souris 2- L’existence de modèles de souris transgéniques recapitulant des maladies cérébrales humaine. La barrière du cerveau commence à se mettre en place durant le développement embryonnaire, et mature durant le développement post-natal jusqu’au 33ieme jour de vie chez la souris (J33). Ainsi, l’étude se fera aux stades nouveau-nées et adultes avec le but d’étudier l’impact d’une ouverture de la barrière du cerveau pendant la maturation ou pendant le maintien de cette dernière.

2 680 souris et 2 680 rats vont être utilisés, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une surcharge d'hormones androgènes leur est administrée chaque jour pendant une à vingt-quatre semaines, par voie orale, par injection ou par implant sous-cutané à libération prolongée, pour reproduire un syndrome des ovaires polykystiques. Les femelles subissent en plus un frottis vaginal quotidien pendant quatorze à vingt-huit jours consécutifs, des prélèvements de sang et d'urine hebdomadaires, et pour certaines une mise à l'accouplement de deux semaines suivie d'une gestation menée à terme. Provoquer l'infertilité ne devrait pas, selon le porteur, entraîner d'autres effets indésirables, et tous les animaux seront tués parce que le prélèvement des ovaires est jugé "indispensable" pour établir l'effet d'un traitement.

Objectifs

Le syndrome des ovaires polykystiques (SOPK) est la maladie hormonale la plus fréquente chez les femmes en âge de procréer, touchant environ une femme sur dix dans le monde. Il se caractérise par un dérèglement hormonal, une production excessive d’androgènes (comme la testostérone), des règles irrégulières et la formation de follicules inachevés dans les ovaires. Le SOPK est l’une des principales causes d’infertilité. L’origine du SOPK n’est pas clairement identifiée, mais elle est probablement multifactorielle (génétique, épigénétique, environnementale). Un lien est souvent rapporté entre l’excès d’androgènes, la résistance à l’insuline et l’obésité, avec environ 35 à 50 % des patientes avec un SOPK qui sont obèses. Les symptômes varient selon les personnes : pilosité excessive, perte de cheveux, acné, règles irrégulières ou absentes. Ces symptômes évoluent avec l’âge, l’hypersécrétion des androgènes aggravant la résistance à l’insuline. Le SOPK augmente aussi le risque de syndrome métabolique (surpoids, dyslipidémie, hypertension, troubles de la glycémie), conduisant à l’insulinorésistance, au diabète de type 2 et aux maladies cardiovasculaires. Il accroît également le risque de cancer de l’endomètre. Le SOPK est une maladie chronique, et actuellement incurable. La prise en charge des patientes vise à améliorer les symptômes par des changements de mode de vie et ou des traitements médicamenteux. La recherche médicale est donc très active, cherchant à comprendre les dysfonctionnements et à développer de nouveaux traitements, notamment des traitements curatifs. Des modèles animaux de SOPK sont décrits dans la littérature, principalement chez les rongeurs. Ceux-ci sont développés via des modifications génétiques, des manipulations environnementales (exposition au stress ou lumière constante) ou l’induction de taux élevés d’hormones sexuelles, parfois combinée à l’induction du diabète (lignée de rongeurs diabétiques ou alimentation riche en graisses (type Western ou High-fat-diet, HFD). Ce projet vise à développer des modèles animaux de SOPK spontané (certaine souche de rat) ou induit par surcharge androgénique, afin de mieux comprendre la physiopathologie du SOPK et de contribuer à la recherche de nouveaux traitements, curatifs ou symptomatiques. Ces modèles animaux chez les rongeurs sont décrits comme mimant le SOPK chez la femme, et répondant aux critères diagnostic de la maladie (critères de Rotterdam).

Bénéfices attendus

Selon l’Organisation mondiale de la santé, le SOPK est un problème de santé publique important et l’un des troubles hormonaux les plus courants chez les femmes en âge de procréer. La maladie touche environ 8 à 13 % des femmes en âge de procréer. Les effets biologiques et psychologiques du SOPK, en particulier ceux liés à l’obésité, à l’image du corps et à l’infertilité, peuvent entraîner des problèmes de santé mentale et une stigmatisation sociale. D’après l’Institut national de la santé et de la recherche médicale (Inserm, dossiers SOPK), un des enjeux de la recherche sur le SOPK est le développement de nouveaux traitements qui permettraient de résoudre toutes les complications à la fois, en s’attaquant à la cause du problème et non à chacun des symptômes séparément. Ce projet de recherche permettrait la mise en place d’un modèle robuste et valide de SOPK chez le rat et la souris. Ensuite, l’évaluation de nouveaux traitements du SOPK sur ces modèles animaux, donc une preuve de concept préclinique, avant les essais chez l’homme.

Procédures

Pour l’induction du SOPK, les animaux vont recevoir un traitement par des hormones sexuelles ou autres molécules entraînant un déséquilibre hormonal. Ce sera une administration par jour par voie orale ou parentérale, ou via un dispositif sous-cutané permettant une libération prolongée, pendant 1 à 24 semaines. En plus, les animaux vont aussi recevoir une administration (voie selon la molécule à étudier) du composé à analyser, d’un contrôle négatif (souvent le véhicule du composé à tester) et d’une molécule de référence. La fréquence et la durée du traitement dépendra du composé à tester (une ou plusieurs fois par jour pendant 1 à 24 semaines). Des frottis vaginaux seront réalisés chez les animaux, une fois avant le début des traitements, puis une fois par jour pendant au moins 14 jours consécutifs (28 jours au maximum) afin de déterminer la présence de SOPK. Un test de fertilité par accouplement peut être réalisé afin d’observer le déroulement de la gestation. Les femelles seront mis en accouplement pendant 2 semaines au maximum et la gestation sera mené à terme (environ 3 semaines). Enfin, si le protocole le requiert, des prélèvements de sang et d’urines pourront être envisagés jusqu’à une fois par semaine pendant la durée de l’étude. Chaque prélèvement, réalisé par des personnels tutorés, durera moins de 3 minutes

Impact sur les animaux

L’administration des composés, la réalisation des frottis vaginaux et les prélèvements sanguins peuvent entraîner un stress et/ou une sensation d’inconfort passager chez les animaux. L’excès d’hormones androgènes et la formation des petites follicules ovariens immatures entraîneraient une infertilité mais ne devraient pas provoquer d’autres effets indésirables chez les animaux. Le test d'accouplement peut engendrer un léger stress et anxiété au début, lors de l'acclimatation avec le mâle.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de la procédure. En effet, un prélèvement des ovaires est indispensable pour mettre en évidence le SOPK et l’efficacité ou non d’un traitement.

Remplacement

Il n’existe à ce jour aucun modèle in vitro pertinent permettant d’évaluer l’efficacité d’un principe actif sur le SOPK. En effet, le syndrome est le résultat d’un ensemble de désordres hormonaux et tissulaires, faisant appel à l’axe hypothalamo-hypophysaire et atteignant en même temps le cerveau et les organes.

Réduction

La réalisation des études se fera de façon à limiter le plus possible le nombre d’animaux utilisés. Une étude pilote sera réalisée pour la validation du modèle. L’évaluation d’un nouveau traitement se fera seulement lorsqu’un modèle robuste et valide sera obtenu. Comme utilisé par les autres équipes de recherche dans la littérature, le nombre d’animaux par groupe sera entre 5 et 8 au début du projet. Ce nombre sera ensuite affiné après la récolte des premières données avec des tests statistiques. Si un test d’accouplement est réalisé, les rats mâles seront réutilisés dans la mesure du possible afin de limiter leur nombre. Une réduction du nombre d’animaux en testant 2 composés à la fois sera mise en place lorsque cela s’avèrera possible, afin d’éviter des tests en doublon pour les groupes non traités ou traité par molécule de référence. Des tests statistiques seront aussi réalisés pour comparer les paramètres mesurés dans les groupes d’animaux étudiés. Pour une petite population, le t-test non apparié sera utilisé pour les comparaisons 2 à 2 et une analyse de variance à 1 ou 2 facteurs pour les comparaisons multiples.

Raffinement

Une réduction de la douleur, la souffrance et l’angoisse est mise en place dès que cela est possible. Les animaux sont hébergés en groupe dans les cages (2 rats et jusqu’à 5 souris) afin de favoriser leur interaction sociale et réduire leur stress. De plus, un suivi quotidien de tous les rats sera réalisé par les zootechniciens (observation comportement, état de santé général et état sanitaire de leur cage). Des points limites adaptés ont été fixés pour la réalisation du projet. L’atteinte d’un point limite sera signalé par le zootechnicien à un responsable des soins et au responsable du projet. Le cas échéant, si les symptômes sont réversibles, l’animal sera sorti de l’expérience et des procédures de soins peuvent être mis en place avant une éventuelle ré-inclusion dans l’étude. Si les symptômes sont irréversibles, l’animal sera euthanasié. Toute décision (sortie de la procédure en cours, soins ou euthanasie) sera prise en concertation avec le responsable du projet, le vétérinaire référent, et/ou le responsable de la structure du bien-être animal (SBEA) et/ou le responsable de la plateforme animalerie.

Choix des espèces

Le choix du modèle animal est guidé par le souci d’utiliser un nombre minimum d’animaux, les moins sensibles du point de vue neurophysiologique et présentant le maximum de chance d’obtenir des résultats satisfaisants. Les rongeurs, que ce soit le rat ou la souris, sont ainsi le modèle le plus utilisé en recherche dans les modèles de SOPK. En effet, les rongeurs ont aussi un axe hypothalamo-hypophysaire qui régule le taux hormonal, qui est essentiel dans l’étiologie du SOPK. Malgré l’absence de menstruation chez la femelle, le suivi du cycle œstral permet d’observer une perturbation de l’ovulation. De plus, le cycle oestral dure seulement 4 à 5 jours chez les rongeurs, permettant d’observer rapidement une perturbation ou l’efficacité d’un traitement. Les animaux seront utilisés à l’âge prépubère (3-4 semaines d’âge) ou à l’âge adulte. En effet, il a été décrit que l’excès d’hormones androgènes à l’âge prépubère, voire intra-utérin, reproduirait mieux les symptômes du SOPK qu’à l’âge adulte.

144 souris vont être utilisées, chacune subissant deux recueils de fèces, un gavage de glucose, une injection d'insuline, seize prises de sang, dix pesées, quatre jeûnes et 48 heures seule en cage calorimétrique. Toutes sont tuées pour prélever leurs tissus, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, après dix semaines d'un régime qui les rend obèses. La question posée est de savoir si une carence en vitamine D chez le père modifie le métabolisme de sa descendance, l'application annoncée étant d'émettre des recommandations nutritionnelles aux hommes en âge de procréer. Le porteur décrit une grille de points limites et un arbre décisionnel, puis ajoute qu'aucune analgésie n'est prévue pendant le protocole.

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’évaluer l’impact de la carence en vitamine D chez la souris génitrice mâle, sur les trajectoires métaboliques de sa descendance. 9 animaux mâles et 9 femelles issues des géniteurs carencés ou non en vitamine D durant 5 ou 10 semaines seront soumis à un régime contrôle ou un régime obésogène durant 10 semaines. L'évolution pondérale des animaux sera mesurée. Des prélèvements de sang et de fèces seront réalisés ainsi que des tests de tolérance au glucose et à l'insuline. Enfin une mesure de la dépense énergétique sera réalisée par calorimétrie indirecte. Les animaux seront mis à mort afin de mesurer les niveaux d'expression de différents gènes en lien avec la vitamine D. De plus les mécanismes permettant d'expliquer le passage des effets de la carence paternelle à la descendance seront étudiés.

Bénéfices attendus

Les données obtenues dans le cadre de ce projet permettront de connaitre l’impact d’une déficience paternelle en vitamine D sur la descendance. Cela servira de base pour émettre des recommandations nutritionnelles aux hommes en âge de procréer.

Procédures

Les animaux seront soumis à deux prélèvements de fèces nécessitant de les héberger individuellement pendant un maximum d'une heure, suivi d'une prise de sang à la queue sur animal vigile. A 7 semaines les animaux passeront en cage calorimétriques durant 48 heures pour mesurer leur dépense énergétique. Ce procédé nécessite d'héberger individuellement les animaux pendant 48 heures dans une cage dotée de capteurs permettant de suivre la position de la souris dans la cage, mesurer la nourriture consommée ainsi que les échanges gazeux au sein de la cage. Une fois à 8 semaines de régime les animaux seront soumis à un unique test de tolérance à l'insuline, cette procédure nécessite un hébergement individuel d'environ 2 heures. Durant cette période les animaux recevront une injection d'insuline suivie de 7 prises de sang à l'extrémité de la queue à l'aide d'un glucomètre portatif (durée de la procédure de prise de sang: 1 minute). A 9 semaines à un unique test de tolérance au glucose, ces procédures nécessitent un hébergement individuel d'environ 2 heures, durant ces périodes les animaux recevront un gavage de glucose (durée de la procédure de gavage: 1 minute) suivi de 7 prises de sang à l'extrémité de la queue à l'aide d'un glucomètre portatif (durée de la procédure de prise de sang: 1 minute). Les animaux seront manipulés quelques minutes chaque semaine lors des mesures de masse. De plus ils seront soumis à une alimentation les rendant obèses durant toute la durée du protocole. En regroupant les interventions. Les animaux subiront chacun : deux recueils de fèces, un gavage de glucose, une injection d'insuline, quatre hébergements individuels (dont trois de moins de deux heures et un de 48h), 16 prises de sang (dont 14 sont des très faibles quantités réalisées pour mesure de glycémie à l'aide d'un glucomètre), 10 pesées (réalisées hebdomadairement) et un régime obésogène.

Impact sur les animaux

Les animaux seront maintenus en hébergement individuel lors des recueils de fèces ce qui peut constituer une source de stress légère (nuisance de gravité légère, courte durée). Des prélèvements de sang seront réalisés à la veine caudale (une seule incision mais 7 ponctions, ce qui peut constituer une source de douleur légère et une source de stress modérée, nuisance de gravité modérée, courte durée). L'injection d'insuline intrapéritonéale peut constituer une source de stress et de douleur légère (nuisance de gravité légère, courte durée). Le gavage de glucose peut constituer une source de stress et éventuellement être une source de douleur légère (nuisance de gravité légère, courte durée). L'induction de l'anesthésie peut constituer une source de stress légère (nuisance de gravité légère, courte durée). Les animaux seront mis à jeûn à quatre reprises, pour à chaque fois une durée de moins de douze heures, ce qui peut constituer une source de stress légère (nuisance de gravité légère, durée modérée). Des animaux seront soumis à un régime obésogène répondant à tous leurs besoins nutritionnels susceptible d'entraîner des anomalies cliniques légères (nuisance de gravité légère, durée longue). Enfin, les animaux seront maintenus en hébergement individuel pendant 48 heures lors des mesures en cage calorimétrique, ce qui peut constituer une source de stress de longue durée (nuisance de gravité modérée, durée longue)

Devenir

Les animaux de cette procédure seront mis à mort afin de prélever les tissus d’intérêt qui seront ensuite analysés.

Remplacement

Il n’existe à l’heure actuelle aucune méthode de substitution in vitro pour étudier l’impact de la nutrition périnatale. La souris est un modèle de choix car elle présente des mécanismes physiologiques proches de ceux qui sont observables chez l’homme. Le but de ce projet est de rechercher les conséquences métaboliques chez la descendance, d'une carence en vitamine D chez le mâle géniteur. Ce processus est complexe et met en jeu de nombreux organes et systèmes métaboliques, qu'il n’est pas possible de reproduire in vitro.

Réduction

Le nombre d’animaux est le minimum nécessaire pour étudier la variabilité biologique de la descendance (descendance issue de 10 géniteurs différents). Ce nombre minimal est également nécessaire pour mettre en évidence des différences significatives entre les groupes, à l'aide d'un test de student, notamment en ce qui concerne la prise de masse des animaux.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en cage de 3, et l’environnement sera enrichi par la présence d'un igloo en plastique ou en carton. Les animaux seront manipulés régulièrement pour les habituer à notre contact et ainsi limiter leur stress. Des conflits entre animaux au sein d’une même cage pourraient se produire et engendrer des blessures. Dans ce cas, l’animal blessé sera soigné et placé dans une cage individuelle pour une durée inférieure à 24h, avant d'etre replacé avec ses congénères jusqu’à la fin du protocole. Des points limites gradés et précis ont été définis pour chaque acte expérimental. Un arbre décisionnel en fonction des observations faites permettra l’application des points limites et la mise en application de critères d'arrêt. Aucune analgésie n'est prévue lors de ce protocole.

Choix des espèces

La souris est un modèle classiquement utilisé dans les études concernant les désordres métaboliques causés par l’alimentation en raison des similitudes avec l’homme. Le regime débutera à 6 semaines de vie et sera administré durant 10 semaines. Les différentes procédures seront réalisées durant cette période de 10 semaines de régime. Ces animaux correspondent donc à de jeunes adultes, afin de ne pas faire intervenir de paramètres confondant tels que le vieillissement.

Une greffe de cellules tumorales directement dans le pancréas ou dans la rate, opération de dix minutes, ouvre le protocole pour chacune des 880 souris utilisées, toutes tuées à l'issue pour des prélèvements terminaux, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Suivent quatre semaines de traitement, à raison de deux injections intrapéritonéales par semaine, pour mesurer l'effet d'une chimiothérapie associée à un inhibiteur de la réparation de l'ADN sur des métastases hépatiques. L'efficacité de cette association a déjà été montrée in vitro et sur deux modèles murins de tumeurs sous-cutanées, ce qui n'empêche pas de recommencer en greffe orthotopique. Le porteur justifie l'effectif par une variabilité de prise de greffe qui impose des groupes de dix animaux, sans expliquer comment on passe de dix à 880.

Objectifs

Le cancer du pancréas est un cancer digestif diagnostiqué à un stade avancé avec un des plus mauvais pronostics, moins de 8% des patients survivent au-delà de 5 ans. Au moment du diagnostic, 80% des patients ont déjà des métastases, rendant la chirurgie impossible. Actuellement, très peu de thérapies sont proposées. De plus, ce cancer résiste à la chimiothérapie. Ces échecs peuvent être expliqués par les caractéristiques de la maladie ainsi que par le manque de biomarqueur permettant la sélection des patients traités. Pour augmenter les chances de survie des patients, de nouvelles thérapies plus ciblées sont en développement. C’est dans ce contexte que nous avons montré un très fort effet anti-cancéreux de l’association de médicaments existants avec ces nouvelles molécules ciblées. Il s’agit maintenant d’évaluer la thérapie in vivo.

Bénéfices attendus

Il a déjà été démontré in vitro l’efficacité de l’association d'un chimiothérapeutique avec un inhibiteur spécifique de la réparation des lésions de l'ADN, dans différents modèles de cancer du pancréas et ceci à de faible dose de drogue. Cette synergie a aussi été démontré dans 1 modèle de souris immuno-déprimé et 1 modèle de souris compétentes sur des tumeurs sous-cutanées. Il s'agit maintenant d'étudier à la fois l'efficacité du traitement sur le même modèle immunocompétent mais en greffe orthotopique, ainsi que sur les métastases hépatiques obtenus lors de greffe intrasplénique, et de mettre en évidence les mécanismes immunitaires impliqués dans la réponse.

Procédures

Tous les animaux subiront une procédure chirurgicale d'environ 10 minutes par animal. Les traitements se déroulent sur 4 semaines à raison de deux injections intrapéritonéales par semaine (d'une durée d'une trentaine de secondes environ).

Impact sur les animaux

Effets indésirables directs : - douleur associée à une injection intra péritonéale lors des traitements ou lors de l'implantation de cellules en intra-pancréatique. Effets indésirables indirects, conséquence des produits injectés : - croissance tumorale - perte de poids. Les nuisances qui pourront être engendrées par la croissance tumorale chez ces animaux seront parfaitement surveillées et maîtrisées afin de limiter toute souffrance animale. Concernant les traitements, de nombreuses études ayant déjà été élaborées, les doses administrées aux animaux sont maîtrisées et de ce fait aucun effet indésirable dû au traitement est attendu.

Devenir

A la fin de chaque procédure les animaux seront euthanasiés afin de réaliser des prélèvements terminaux.

Remplacement

Il n’existe pas encore de vrai modèle in vitro reproduisant la complexité de la tumeur et permettant de déterminer l'efficacité thérapeutique d'un traitement. En revanche on assiste à une transition des modèles cellulaires en 2 dimensions vers des modèles cellulaires en 3 dimensions, les organoïdes, qui reproduisent un peu plus fidèlement l’environnement humain in vivo. L’utilisation d’organoïdes est encore très complexe et ne permet pas encore de se passer d'expérimentation in vivo.

Réduction

Le nombre d’animaux sera réduit au maximum tout en conservant une puissance statistique suffisante pour le traitement du résultat. L’analyse statistique sera réalisée en collaboration avec une unité de biométrie. Les différentes analyses statistiques seront réalisées à l’aide d’un logiciel. D’après nos expériences précédentes et la littérature, la variabilité de prise de greffe nécessite des groupes de 10 animaux

Raffinement

La première mesure prise afin de limiter le stress chez nos animaux est une semaine de stabulation à leur arrivée sur la plateforme, ceci afin de les habituer à leurs nouvelles conditions d'hébergement. Le milieu est enrichi à l’aide de litière mélangée à des copeaux, ainsi que de briques de peuplier et dôme en plastique opaque. Les animaux sont surveillés quotidiennement. Une grille de scoring ayant été établie, tous les soins nécessaires pour apaiser le stress ou la douleur seront mis en place, jusqu’à l’euthanasie si besoin.

Choix des espèces

L’étude de l’effet des thérapies des modèles possédant un système immunitaire demande l’utilisation de souris immunocompétentes greffées avec une tumeur murine. Age 6-7 semaines, âge ou l’on observe une forte incidence de prise de greffe et une forte homogénéité.

400 souris vont être utilisées, toutes tuées pour prélever leur pancréas, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Pour supprimer les cellules non-β de leurs îlots pancréatiques, elles reçoivent trois injections espacées de 48 heures, avant deux tests de tolérance au glucose de deux à six heures chacun : incision de la queue sous anesthésie, injection de glucose, sept à dix microprélèvements de sang, quatre prises de sang plus importantes, et pour certains lots un gavage lipidique. L'objectif est de mesurer ce que ces cellules apportent à la régulation de la glycémie, une question dont le porteur reconnaît qu'elle a été peu explorée. Il écrit travailler par ailleurs sur un simulateur de l'homéostasie glucidique que les données tirées de ces 400 souris viendront enrichir, "afin de réduire encore le recours à l'expérimentation animale".

Objectifs

Les objectifs de ce projet sont de comprendre l’influence d'un type particulier de cellules des îlots pancréatiques sur l’homéostasie nutritionnelle à la fois dans les conditions physiologiques (régime normal) et dans les conditions physiopathologiques (régime gras classiquement utilisé pour mimer des conditions diabétogènes).

Bénéfices attendus

Le diabète est une maladie grave qui s’étend. Il est lié à une augmentation anormale et prolongée de la concentration de sucre dans le sang : c’est l’hyperglycémie. Les petits organes qui libèrent les hormones régulant la concentration de sucre dans le sang (la glycémie) s’appellent les îlots du pancréas. Ils sont constitués de plusieurs types des cellules. Les principales cellules des îlots sécrétant l’insuline, la seule l’hormone qui diminue la glycémie. Dans le diabète de type 1, ces cellules sont absentes. Dans le diabète de type 2, elles fonctionnent mal. En ce sens, ces cellules ont toujours été au centre des études sur la régulation glycémique en conditions normales et pathologiques. On connait donc très peu le rôle des autres cellules du pancréas dans ces mécanismes et surtout la manière dont elles influencent les cellules produisant l’insuline. Une autre limite de la plupart des études est d’avoir été centrées uniquement sur les effets du sucre (le glucose). En effet, l’alimentation contient d’autres nutriments : protéines, lipides…. Dans le présent projet, les chercheurs disposent de souris dont la particularité est de pouvoir inactiver les cellules ne produisant pas l’insuline. La manière dont ces souris régulent leur glycémie suite à une administration de glucose combiné ou non avec d’autres nutriments pourra donc être étudiée et surtout comparée avec celle des souris « normales » qui ont dans leurs îlots tous les types de cellules. Ceci apportera des informations cruciales sur le rôle de ces cellules dans ces processus. Pour mieux comprendre les interactions entre les différents types de cellules pancréatiques dans le diabète, certaines souris seront soumises à un régime gras qui mime certaines conditions favorisant le diabète de type 2. Les informations fournies par ce projet seront aussi cruciales par rapport au diabète de type 1. En effet, dans la perspective des futures thérapies cellulaires, nous saurons s’il suffit de greffer seulement les cellules produisant l’insuline ou un mélange équilibré des différentes cellules pancréatiques.

Procédures

Pour induire le phénotype recherché, les animaux recevrons 3 injections (10 secondes par injection) espacées de 48h. Pour les tests de tolérance au glucose, 2 expériences effectuées à 2 semaines d’écart (durée du test de 2 à 6h) : une incision (2 secondes) de la queue sera faite après anesthésie, s’en suivra une injection (10 secondes) de glucose avec ou sans autres nutriments, 7 à 10 prélèvements très légers de sang (10 à 30 secondes) pour détermination glycémie (espacés de 15min à 1h) seront effectués et 4 prélèvements (30 à 60 secondes) un peu plus importants de sang pour la détermination d’hormones (espacés de 30min à 1h). Pour les animaux de certains lots, 1 gavage (20 secondes) avec une solution lipidique sera effectué (après l’injection de glucose).

Impact sur les animaux

Des souris de ce type sont actuellement en élevage dans un autre laboratoire. En dehors d’une diminution de poids légère et transitoire (1-2 semaines maximum) après la suppression des cellules des îlots qui ne sécrètent pas l’insuline, aucun effet délétère n’a été recensé chez ces animaux. Dans de très rares cas, il peut arriver, malgré les soins post-expérimentaux que la queue cicatrise mal après les prélèvements de sang. Il peut aussi arriver extrêmement rarement, lors de l’injection de toucher un organe entrainant la mort de l’animal.

Devenir

A l'issue de la procédure, les souris seront euthanasiées et leur pancréas sera prélevé pour diverses expérimentations ex-vivo.

Remplacement

Même si des modèles in vitro à 2 organes se développent, les systèmes d’organes sur puce sont pour l’instant incapables de reproduire la complexité de l’homéostasie nutritionnelle des mammifères impliquant des interactions entre de nombreux organes (tractus digestif, îlots pancréatiques, foie, tissu adipeux, muscle, cerveau, rein…). Ces expériences ne peuvent donc se faire que sur un modèle de mammifère. Le modèle souris est le plus adapté car c’est le seul à ce jour permettant une ablation sélective des cellules non-β des îlots pancréatiques au travers du modèle que nous proposons d’étudier dans ce projet. Il n’existe actuellement aucun simulateur modélisant l’homéostasie nutritionnelle qui est au cœur de cette étude. Toutefois, nous travaillons justement sur un simulateur de l’homéostasie glucidique. Les données acquises dans ce projet sur ces animaux seront entre autres destinées à enrichir ce simulateur renforçant ainsi la puissance de cette approche de simulation afin de réduire encore le recours à l’expérimentation animale.

Réduction

Une réflexion approfondie a été effectuée pour réduire le nombre d’animaux tout en préservant une puissance statistique nécessaire sans laquelle il faudrait refaire l’étude. Une pré-étude a été réalisée antérieurement dans un autre laboratoire sur ces animaux montrant sans réserve la faisabilité du projet. Les tests in vivo décrits dans cette étude sont réalisés de manière courante depuis des années par notre équipe dans d’autres projets, mais sont aussi des tests courant largement utilisés dans les laboratoires qui travaillent sur le diabète au travers le monde, ils sont donc très standardisés. Il n’y a donc plus de mise au point technique et aucune perte d’animaux n’est à prévoir à ce niveau, ce qui contribue à limiter également le nombre d’animaux. Pour réduire encore le nombre de souris produites en élevage, le choix des animaux contrôles (témoins) produits permettra de diviser par 2 le nombre total d’animaux à produire. Nous réutiliserons les animaux d’un même lot pour 2 séries d’expériences ce qui permet de diminuer encore de 90 notre besoin total d’animaux, et enfin, après les tests in-vivo, les animaux produits seront utilisés pour récupérer leurs îlots pancréatiques pour des investigations sur ces tissus au sein de la même étude. Ceci permet encore une réduction de moitié des animaux utilisés. Ainsi, 400 animaux maximum (au lieu de 900 si les mesures précédentes n’étaient pas appliquées) seront utilisés. Chaque lot sera optimisé pour que le nombre d’animaux utilisé assure une significativité statistique. Les règles statistiques communément admises seront appliquées (à savoir : si la répartition des résultats suit une loi normale, des tests statistiques paramétriques seront employés. Si la distribution des données ne suivait pas une loi normale, les tests non paramétriques appropriés seront appliqués).

Raffinement

Les animaux seront regroupés entre 5 et 10 animaux par cage pour éviter les effets délétères de l’isolement de ces animaux. Leur habitat sera enrichi des dômes et carrés de ouate pour la nidification. Un suivi quotidien des animaux sera effectué par le personnel de l'animalerie. Une habituation des animaux aux manipulations, contentions sera effectué la semaine précédant les tests. Les animaux seront pesés 2-3 fois par semaine et tous les jours durant la semaine suivant les expérimentations pour les lots concernés. Une crème anesthésiante sera appliquée sur la queue des animaux avant les incisions et une crème cicatrisante sera appliquée en fin d'expérience avec un suivi et nursing si besoin des animaux. Dans les 24h suivant les expérimentations, si une perte de poids >10% est constatée, une alimentation enrichie sera mis à disposition des animaux concernés. Cette alimentation enrichie sera maintenue jusqu’à ce que ces animaux aient recouvré leur poids d’avant injection, expérimentation. Si ce n’était pas le cas après 48h, ce qui n’est encore jamais arrivé lors des précédentes études avec le même type d’induction de phénotype, les mesures graduées et points limites habituels associées de l’animalerie seront appliqués.

Choix des espèces

Le modèle souris adulte est le plus adapté car c’est un mammifère dont le fonctionnement de l’organisme est transposable à celui de l’Homme adulte, notamment pour la régulation du glucose sanguin. C’est aussi le seul animal à ce jour permettant une ablation sélective des cellules non sécrétrices d’insuline dans les îlots pancréatiques dans le modèle transgénique que nous proposons d’étudier. Les études in vivo sur ces animaux seront faites au stade jeune adulte mâle, de 12 à 22 semaines. Même si des modèles in vitro à 2 organes se développent, les systèmes de micro-organes in-vitro sont pour l’instant incapables de reproduire la complexité de l’équilibre nutritionnel des mammifères impliquant de nombreux organes (tractus digestif, îlots pancréatiques, foie, tissu adipeux, muscle, cerveau, reins…). Ces expériences ne peuvent donc se faire que sur un modèle de mammifère adulte vivant.

Valider une formation réglementaire obligatoire pour qui veut expérimenter sur des animaux non-humains : c'est à cela que servent ces séances, où 36 stagiaires et 6 formateurs par an manipulent des souris éveillées. 420 souris vont être utilisées sur cinq ans, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à la fin des travaux pratiques. Chaque animal subit jusqu'à six préhensions et six contentions de moins de trente secondes par des personnes débutantes, plus une injection de sérum physiologique, sur une séance de deux heures. Le porteur précise que ces souris sont des reproductrices âgées ou des individus dont les caractéristiques génétiques empêchent l'adoption, et présente le fait de les faire manipuler par des novices comme un bénéfice à moyen terme pour les animaux non-humains utilisés en recherche.

Objectifs

Pour tout concepteur de projet et tout expérimentateur utilisant des animaux à des fins scientifiques, l'utilisation d'animaux est conditionnée, par la réglementation européenne en vigueur, à la validation d'une formation spécifique. Dans cette formation plusieurs items sont imposés dont un item portant sur les éléments théoriques et pratiques des interventions dites faiblement invasives, comme par exemple une injection d'un médicament ou une prise de sang. Nous prévoyons d'aborder la partie pratique de cet item à travers le visionnage de vidéos, l'utilisation de mannequins et l'observation et la manipulation (préhension, contention) de souris vigiles. La formation s'adresse à un public qui n'est pas familiarisé avec la manipulation d'animaux et qui sera amené à en manipuler dans le cadre de stages d'études et/ou de programmes de recherche biomédicale. Notre objectif est de donner l'opportunité aux stagiaires d'approcher l'animal vigile, d'observer les réactions de l'animal au contact de personnes non familières, d'appréhender ses propres réactions lors de la manipulation d'animaux vigiles, et d'acquérir les bonnes pratiques de manipulation dans le cadre des 2 gestes, préhension et contention, qui sont réalisés au préalable de toute intervention sur l'animal.

Bénéfices attendus

Les stagiaires seront les bénéficiaires de cette formation à court terme ; il s'agit de doctorants et de personnels (chercheurs et personnels techniques) de laboratoires de recherche oeuvrant dans le domaine biomédical et d'étudiants en master 2 qui se préparent à faire un stage de fin d'études ou à travailler dans la recherche fondamentale en biologie animale ou appliquée à la santé humaine ou animale. Le contact de l'animal vigile dans un cadre sécurisant pour les stagiaires et l'apprentissage des bonnes pratiques de préhension et de contention contribuent à la bientraitance animale lors de l'utilisation des animaux en science. Ainsi, à moyen terme, il y a également un bénéfice attendu pour les animaux utilisés dans les programmes de recherche.

Procédures

Tous les gestes se feront sur des animaux vigiles : au maximum chaque animal sera soumis à 6 préhensions, d'une durée de moins de 30 secondes chaque, à 6 contentions, d'une duréee de moins de 30 secondes chaque, et à 1 injection de sérum physiologique d'une durée de moins de 15 secondes.

Impact sur les animaux

Douleur légère et temporaire (10 secondes) lors de l'injection. Stress léger à modéré sur la durée (2 heures) de la séance de travaux pratiques du fait de la présence des stagiaires et de la manipulation (préhension et contention) par des personnes débutantes.

Devenir

Les souris utilisées sont des animaux de réforme (reproducteurs âgés) ou sont issues d'élevage d'animaux génétiquement modifiés avec des caractéristiques génétiques qui limitent leur réutilisation dans des projets de recherche ou empêchent leur adoption pour éviter tout croisement avec des animaux de la faune sauvage. Tous les animaux seront donc mis à mort à la fin des travaux pratiques.

Remplacement

Les travaux pratiques seront précédés d'une séance de présentation théorique des interventions, de visionnage de vidéos récupérées sur des sites internet dédiés à l'utilisation des animaux en science et d'utilisation de mannequins. L'objectif de ce projet est de permettre aux stagiaires d'appréhender le concret de la manipulation des animaux, de se rendre compte des réactions de l'animal vigile manipulé et des sensations de la personne qui manipule, ce qui ne peut pas être actuellement simulé en réalité virtuelle.

Réduction

Nous prévoyons d'utiliser 1 à 2 animaux par stagiaire et par formateur ; le deuxième animal sera utilisé si le premier montre des signes de stress d'intensité modérée. Une seule session de formation sera réalisée par an et accueillera au maximum 36 stagiaires encadrés par 6 formateurs. La formation sera proposée 5 ans d'affilée. Il y aura donc besoin au maximum de 2 souris pour 42 personnes par an soit 84 souris par an et 420 sur la durée de la formation. Les animaux utilisés seront des animauxde réforme ou destinés à être mis à mort à court terme du fait de caractéristiques génétiques non adaptées aux programmes de recherche.

Raffinement

En amont des travaux pratiques, les stagiaires auront acquis des connaissances sur la biologie des souris, leur comportement et les signes de stress ou de souffrance. Le calme sera exigé sur toute la durée de la séance de travaux pratiques. La séance de travaux pratiques se fera par une approche progressive : mettre sa main dans la cage pour permettre aux souris de s'habituer aux stagiaires puis des gestes de plus en plus complexes seront proposés allant de la préhension à la contention de l'animal. Les formateurs montreront les gestes et proposeront aux stagiaires de les faire sous la surveillance du formateur ; les gestes seront validés par le formateur avant de passer au geste plus complexe si le formateur juge que le stagiaire est en état (stress limité) de le faire. Ainsi, pour limiter le stress de l'animal, la progression de l'apprentissage sera adaptée à chaque stagiaire. Des points limites gradés ont été définis ; leur atteinte conduira à une réaction sans délai des formateurs.

Choix des espèces

La souris est l'animal le plus utilisé actuellement en recherche fondamentale en biologie animale et en recherche appliquée à la santé, 2 des domaines majeurs auxquels se destinent les stagiaires en master 2 ou dans lesquels les doctorants et les personnels de laboratoire travaillent. Les animaux seront utilisés après sevrage, après avoir dépassé un poids de 20 g, de façon à avoir une taille bien adaptée à la préhension et à la contention par des personnes débutantes.