Souris
- Tests réglementaires
- Contrôles de qualité
Rats : 450
Cochons : 50
Moutons : 50
Bovins : 3500
Pour satisfaire des exigences réglementaires de contrôle de lots de vaccins vétérinaires, 5 850 animaux, surtout des bovins mais aussi des porcs, des moutons, des souris et des rats, vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance léger à modéré. Ils reçoivent des injections de vaccins ou d'adjuvants puis des prises de sang, pour vérifier innocuité et activité sérologique. Le porteur présente le recours à l'animal comme imposé par la pharmacopée. Les rats et une partie des ovins sont tués pour des prélèvements terminaux, tandis que 3 500 bovins et 50 souris sont réutilisés.
Objectifs
Le projet a pour objectifs de confirmer l’innocuité, de déterminer l’activité sérologique, de vérifier la pureté (absence d’agents contaminants) de vaccins, et de confirmer l’innocuité d’adjuvants entrant dans leur composition. Ces objectifs doivent être respectés afin d’être en conformité avec les exigences réglementaires de la Pharmacopée Européenne et des pays destinataires pour la constitution d’un dossier de mise sur le marché et pour la fabrication d’un lot commercial. La Pharmacopée Européenne exige la démonstration de résultats, dont certains doivent être obtenus chez l’animal. Les tests sont donc effectués soit sur une des espèces cibles (porc, mouton ou bovin) soit sur espèce alternative (autres espèces d’animaux de rente ou rongeurs) pour limiter le recours à l’espèce cible. Cette alternative peut être réalisée lorsqu’une équivalence entre les modèles animaux a pu être démontrée. Ces tests garantissent une commercialisation de vaccins sans danger pour l’animal et pour le consommateur potentiel.
Bénéfices attendus
Ces tests permettent la libération d’une centaine de milliers de doses de vaccins améliorant considérablement la qualité sanitaire des élevages et la sécurité alimentaire des consommateurs.
Procédures
Pour les animaux de rente : 1 à 3 administrations en fonction de la technique. Cet acte technique s'effectue sur animal vigile et est inférieur à 1 minute. 1 à 2 prélèvements sanguin en fonction de la technique. Cet acte technique s'effectue sur animal vigile et est inférieur à 1 minute. Pour les rongeurs : 1 à 3 administrations en fonction des techniques. Cet acte technique s'effectue sur animal vigile et est inférieur à 1 minute. Une prise de sang terminale. Cet acte technique s'effectue sur animal anesthésié et est suivi d'une euthanasie.
Impact sur les animaux
Les contentions peuvent générer du stress chez l’animal. Les administrations ainsi que les prélèvements sanguins peuvent provoquer une douleur légère et de l’inconfort au moment du geste. Aucun signe clinique n’est attendu, toutefois, des points limites, qui déclencheront une euthanasie, seront appliqués. Pour les rats des nodules non douloureux et de petite taille et transitoire peuvent apparaitre.
Devenir
Pour les animaux de rente, l'objectif scientifique ne nécessite pas d'euthanasie à l'issue du test sauf cas de prélèvements terminaux (ovins). Les animaux peuvent être réutilisés. Si aucune réutilisation n'est possible les animaux seront euthanasiés. Pour les rongeurs, les rats sont euthanasiés à l'issue du test du fait du prélèvement terminal. Les souris peuvent être réutilisées. Si aucune réutilisation n'est possible les animaux seront euthanasiés.
Remplacement
La nécessité de l’utilisation d’animaux provient de la réglementation en vigueur sur ces tests, en conformité avec la pharmacopée du pays destinataire. Ils permettent de démontrer l’innocuité, l’activité sérologique et la pureté. De nombreux tests d’activité sont passés in vitro. Il n’est actuellement pas possible de remplacer les autres tests restants pour l'instant.
Réduction
Les productions de lots industriels étant plus importantes nous testons moins de lots pour plus de quantité de vaccins et donc moins d'utilisations d'animaux. La réutilisation des souris et des bovins contribue à la réduction du nombre d'animaux.
Raffinement
Pour chaque test une période d’acclimatation est prévue dans le but de limiter le stress et de stabiliser l'état physiologique. Les animaux sont hébergés en groupe dans des environnements à température et atmosphère contrôlées. Les bovins et ovins sont hébergés dans un bâtiment ouvert sur l'extérieur. Des enrichissements adaptés aux espèces et à l'âge des animaux sont installés dans les hébergements. Le personnel est formé aux gestes techniques. Les animaux sont observés quotidiennement ce qui permet de détecter tout signe comportemental anormal. En cas de déviation de l'état normal d'un animal le vétérinaire désigné décidera de la mise en place de soins appropriés. Pour les animaux de rente, l'utilisation d'analgésique n'est pas possible pour cause de suivi de la température. La Structure du Bien Etre Animal (SBEA) garantit l’amélioration des techniques de soins et des conditions de vie pour les animaux.
Choix des espèces
Ce sont des espèces cibles ou alternatives pour le porc, l’ovin et le bovin. Les souris et les rats servent d’espèces alternatives pour réduire le nombre de tests faits sur les animaux de rente. Les porcs doivent être âgés de 6 semaines à 4 mois, ou peser entre 16 et 36 kg. Les ovins sont âgés entre 3 et 6 mois et les bovins entre 20 jours et l’âge adulte. Les souris doivent peser entre 11 et 25g et/ou être âgées entre 5 et 6 semaines. Les rats doivent avoir entre 8 et 10 semaines. Les stades de développement varient en fonction des techniques. Ils correspondent à l’âge ou au poids requis pour répondre au dossier déposé aux autorités.
Thérapie génique innovante pour le syndrome myasthénique congénital causé par une mutation du gène Chrne
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Génétiquement modifiées pour développer une forme grave et mortelle de myasthénie, 778 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance allant de léger à sévère, une partie opérée sans réveil, toutes tuées à l'issue. Les souris porteuses des deux copies mutées développent une faiblesse musculaire généralisée et meurent d'insuffisance respiratoire vers trois mois. Un vecteur viral est injecté pour tenter de corriger le gène, avant une mesure de force sous anesthésie suivie de la mise à mort. Celles qui atteignent un point limite sont tuées avant terme.
Objectifs
Le syndrome myasthénique congénital (SMC) est une maladie génétique rare qui provoque une grave faiblesse musculaire et peut entraîner une mort prématurée due à une insuffisance respiratoire. Cette maladie est causée par une mutation d'un gène, qui est essentiel pour permettre aux nerfs de communiquer avec les muscles à un endroit spécifique appelé jonction neuromusculaire (JNM). Ce gène n'est normalement exprimé qu'au niveau de la JNM, et non dans le reste du muscle. Nous testerons cette stratégie chez des souris délétée pour ce gène dans tous l’organisme. Nous évaluerons si le traitement améliore la fonction musculaire, en particulier celle des muscles respiratoires, et s'il permet de prolonger la durée de vie des souris.
Bénéfices attendus
Si ce projet aboutit, il démontrera pour la première fois que la thérapie génique peut traiter de manière sûre et efficace la forme la plus courante et la plus grave du syndrome myasthénique congénital (SMC) en réparant le gène uniquement là où cela est nécessaire dans le muscle. Cette approche ciblée évite les effets secondaires néfastes liés à l'expression du gène dans des zones inappropriées. Il s'agira alors de la première thérapie génique développée spécifiquement pour le sous-type le plus répandu du SMC. Les résultats permettront également d'orienter la conception de traitements améliorés pour d'autres maladies affectant la connexion entre les nerfs et les muscles. À terme, cela pourrait améliorer la qualité de vie de nombreuses personnes souffrant de faiblesse musculaire et de difficultés respiratoires causées par des troubles génétiques similaires.
Procédures
1. Injections de vecteurs viraux par voie intramusculaire et retro-orbitale sous anesthésie et couverture analgésique et par voie intrapéritonéale. Ces injections sont rapides, elles ne durent que quelques secondes (de 3 à 10 secondes). 2. Test de suspension à une grille : Il s'agit d’une procédure non invasive qui dure moins de 45 min durant lesquelles les souris ne souffrent pas. Les souris retourneront ensuite dans leur cage d'origine. 3. Mesure de la force contractile in situ : Cette procédure est invasive et sera donc réalisée sous anesthésie générale avec une couverture analgésique. La durée d’une stimulation est de 0,5 sec, elle est réalisée 8 fois avec un intervalle de 30 secondes entre chaque stimulation. Après cette mesure, du sang sera prélevé au sinus retro-orbital puis les souris encore sous anesthésie seront mises à mort.
Impact sur les animaux
Les souris délétées pour un allèle du gène d'intérêt ne présentent aucun symptôme nocif et sont en parfaite santé. En revanche, les souris délétées pour les 2 allèles de ce gène reproduisent fidèlement le SMC humain et succombent toutes à une insuffisance respiratoire vers l'âge de 3 mois, en plus de souffrir d'une faiblesse musculaire généralisée. Nos expériences visent à traiter ces symptômes, et non à les aggraver.
Devenir
Pour parvenir à des conclusions scientifiques solides avec le nombre minimal d'animaux utilisés, nous collecterons les biopsies musculaires de tous les animaux à la fin de chaque procédure. Par conséquent, nous ne réutiliserons pas, ne remplaçons pas et ne ferons pas adopter les animaux.
Remplacement
Bien qu'il soit possible de différencier les cellules musculaires in vitro, ces cellules ne présentent ni domaines musculaires (jonction neuromusculaire (JNM) et jonction myotendineuse (JMT)) ni maturité fonctionnelle. Par conséquent, les syndromes myasthéniques congénitaux (SMC) ne peuvent pas être modélisés en culture cellulaire. De plus, notre projet vise à évaluer l'impact thérapeutique au niveau physiologique de l'animal entier, y compris sur la durée de vie. L'expérimentation animale est donc essentielle à la réalisation de ce projet.
Réduction
Afin de réduire au minimum le nombre d'animaux utilisés, nous avons conçu notre projet de manière progressive. Le succès ou l'échec de la cohorte A déterminera si nous poursuivrons avec la cohorte B. De même, les résultats de la cohorte B détermineront si la cohorte C sera mise en œuvre ou non. Pour la cohorte A, Nous suivrons la procédure d’évaluation du phénotype dommageable de notre EU, qui consiste à observer au minimum 2 portées d’au moins 2 couples différents avec un total d’au moins 14 femelles et 14 mâles homozygotes (fiche d’évaluation en annexe). Pour les cohortes B et C, en raison d’un phénotype dommageable sévère, nous avons déterminé que 10 femelles et 10 mâles par conditions expérimentales seront nécessaires pour avoir les résultats d’au moins 6 à 7 femelles et 6 à 7 mâles à la fin de la procédure et obtenir ainsi des résultats robustes. Si les animaux atteignent un point limite conduisant à leur mise à mort avant l’âge de 1 mois, alors les procédures prendront fin prématurément. Les tests statistiques appropriés seront réalisés pour analyser les résultats obtenus.
Raffinement
Nous attendons un phénotype dommageable lié à la délétion du gène cible. Les nouvelles lignées seront caractérisées afin de déterminer les stades d’apparition des symptômes. Les animaux seront suivis quotidiennement et pesés une fois par semaine de la naissance jusqu’à 3 mois, sauf ajustement en fonction des points limites ou d’un effet thérapeutique. Si aucune différence de poids n’est observée précocement, la fréquence des pesées pourra être adaptée. L’état général sera évalué régulièrement (poids, aspect, comportement, locomotion, respiration), avec une attention particulière portée aux signes respiratoires. En cas de perte de poids supérieure à 10 % ou de signes inattendus, le suivi sera renforcé en concertation avec notre vétérinaire. Les gestes expérimentaux (injections intramusculaires et rétro-orbitales) seront réalisés sous anesthésie avec analgésie. Toute douleur sera prise en charge selon des grilles d’évaluation validées. En cas de douleur persistante ou chronique malgré traitement, les animaux seront mis à mort afin de prévenir toute souffrance prolongée. Des mesures de soutien, telles que l’apport de nourriture en gel, seront mises en place si nécessaire. Les animaux seront hébergés dans les conditions standard de notre établissement utilisateur, en accord avec la réglementation en vigueur et un tunnel sera ajouté pour réduire le stress et transporter les animaux.
Choix des espèces
Les techniques d’ingénierie génétique qui nous ont permis de développer les constructions pour réexprimer notre gène d'intérêt, spécifiquement au niveau de la jonction neuromusculaire sont parfaitement maîtrisés de manière précise dans le modèle murin. La souris constitue donc le modèle le plus approprié pour mener cette étude. De plus l’homologie de séquence entre les gènes humain et murin est très importante ce qui a conduit à l’utilisation de la souris dans la modélisation des SMC. En fonction des objectifs des expériences, le moment de l'intervention expérimentale doit être adapté. Pour l’évaluation du phénotype dommageable de notre modèle, l'analyse histologique sera effectuée à 3 mois (espérance de vie attendue du mutant) ou l’âge de la mise à mort en cas d’atteinte de point limite. Pour la thérapie génique chez l’adolescent, nous avons choisi de réaliser l'injection intramusculaire du vecteur viral à l'âge d'un mois, afin de laisser suffisamment de temps pour que le gène d’intérêt soit réexprimé et puisse atténuer la faiblesse musculaire avant que les souris n'atteignent l'âge de 3 mois ou l’âge de la mise à mort en cas d’atteinte de point limite. Pour la thérapie génique dès le plus jeune âge, notre objectif est de prévenir l'apparition de la maladie grâce à une intervention précoce. Ainsi, une injection intrapéritonéale chez le nouveau-né âgé de 2 à 4 jours est la stratégie la plus appropriée. Cette partie de l’étude ne sera réalisée que si la thérapie génique chez l’adolescent fonctionne.
COLOTARG. Précision de la reconnaissance du cancer COLOrecTAl avec un fluoRophore ciblé pour améliorer la surveillance et réduire une chirurGie inutile.
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
Dépourvues de système immunitaire, 24 souris nude vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Une tumeur colorectale humaine est greffée sous leur peau, puis exposée et retirée sous anesthésie pour tester un dispositif d'imagerie par fluorescence. Toutes sont tuées après la chirurgie pour des analyses des tissus. L'aide annoncée aux chirurgiens et la réduction d'opérations inutiles chez les patients restent à distance de cette étape sur l'animal.
Objectifs
Le cancer colorectal est l’un des cancers les plus fréquents et mortels chez les hommes et les femmes avec un taux de survie de 63 % à 5 ans malgré la mise en place d’un programme de dépistage. Des cancers colorectaux (CCR), 30 % sont localisées dans le rectum (cancer rectal CR). Le CR nécessite un diagnostic et un traitement spécifiques. La résection chirurgicale est le traitement de référence, mais elle induit une morbidité importante et une qualité de vie réduite. Les chirurgiens doivent se reposer sur leurs sens de la vision et du toucher afin de distinguer les tissus malades devant être retirés des tissus sains à préserver. Cette absence de guidage est critique ; une identification inadéquate des zones de résection peut être responsable du développement de métastases, d’une récidive locale et de la diminution de la survie. Pour répondre à cette problématique, l’imagerie est devenue un domaine de recherche majeur, notamment autour de l’imagerie de fluorescence. Cette technique non-irradiante est adaptée aux contraintes d’un bloc chirurgical. Elle nécessite l’usage d’un fluorophore sensible et spécifique au tissu malade ciblé. La stratégie « Watch and Wait » (observer et attendre) est une approche permettant de préserver les organes. Un suivi précis de ces patients est crucial pour identifier toute (re)croissance tumorale locale ou dans des organes avoisinants. C'est pourquoi de nouvelles technologies de surveillance ont été développées afin de permettre un suivi plus précis et plus objectif et de minimiser le risque de récidive et d’améliorer les résultats cliniques et la qualité de vie des patients. Dans ce contexte, ce projet aura comme objectif l’évaluation d’un nouveau système d’imagerie avec un fluorophore cible comparé à différents systèmes. Pour ce faire, un modèle murin de xénogreffe de cancers colorectaux permettant de reproduire les conditions du cancer colorectal humain sera utilisé. Ce nouveau dispositif d’imagerie, s’il est validé, pourrait être utilisé au cours d’une chirurgie colorectale ou d’une coloscopie afin d’aider les chirurgiens dans leur prise de décision.
Bénéfices attendus
Ce projet pourrait contribuer à optimiser les thérapies chirurgicales des cancers colorectaux en réduisant le nombre d'opérations inutiles après une réponse clinique complète et d'assurer un meilleur suivi des patients. En effet, le traitement à visée curative du cancer colorectal consiste en une chimioradiothérapie néoadjuvante suivie d'une résection chirurgicale. Cette technique a permis de diminuer la récidive avec de meilleurs résultats à long terme. Toutefois, il est difficile pour les chirurgiens de distinguer les tissus cancéreux des tissus sains. Ainsi, de nouveaux outils d'imagerie diagnostique pourraient améliorer le contraste entre les tissus cancéreux et les tissus sains adjacents pendant la chirurgie. L'imagerie moléculaire ciblée sur la tumeur est une technologie émergente qui pourrait répondre au besoin d'évaluation nécessaire aux chirurgiens. Cette technique innovante peut permettre une visualisation peropératoire en temps réel de la tumeur en mettant en évidence de manière sélective les cellules cancéreuses. Ainsi, cette étude pourrait permettre la mise en place d’essais cliniques chez l’homme et fournir de meilleurs outils d'orientation aux chirurgiens traitant des patients atteints de cancers colorectaux.
Procédures
Les animaux seront soumis à : - une injection sous-cutanée de cellules tumorales (1 minute) – une injection intraveineuse de marqueur fluorescent une heure avant imagerie (10 minutes) - 1 chirurgie sous anesthésie générale pour exposer la tumeur et imagerie sous anesthésie générale (environ 1 heure) - 1 résection de tumeur complète sous anesthésie générale (5 minutes)
Impact sur les animaux
Les effets indésirables qui pourraient être observés sur notre modèle de souris de cancers colorectaux sont : - Inflammation ou nécrose de la tumeur, - Perte de poids Les procédures prévues dans le cadre de ce projet sont limitées à des interventions standardisées et couramment utilisées en expérimentation animale, incluant l’injection de cellules tumorales, l’administration de traceurs, une anesthésie et une séance d’imagerie non invasive. Les nuisances attendues sont principalement liées aux manipulations et à l’anesthésie d’une durée moyenne à longue (un tapis chauffant sera utilisé pour maintenir la température corporelle), susceptibles d’entraîner un stress transitoire chez les animaux. L’implantation tumorale peut conduire à une gêne progressive liée à la croissance de la masse tumorale sous-cutanée ; toutefois, cette évolution est bien maîtrisée et strictement surveillée.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à l’issue de chaque procédure afin de prélever les tissus pour des études et validations post-mortem.
Remplacement
Après un début de développement du dispositif d’imagerie grâce à des approches « in silico » (numériques) et « in vitro » (substrats de synthèse, tissus, organes isolés), le recours à l’animal s’avère essentiel pour avancer dans la validation de cette nouvelle technologie. Il s’agit de démontrer l’efficacité du dispositif d’imagerie en temps réel au cours d’une chirurgie, en validant des paramètres spécifiques dans différentes procédures expérimentales réalisées sur un modèle de cancers colorectaux. L’objectif principal est de démontrer que le nouveau dispositif d’imagerie permet de distinguer les tissus sains des tissus cancéreux pour guider le chirurgien lors de son opération. Cette étape sur l’animal est indispensable afin de pouvoir envisager, par la suite, la mise en place d’essais cliniques chez l’homme.
Réduction
Le nombre de mesures réalisées par animal a été optimisé (plusieurs systèmes d’imagerie seront utilisés sur un même animal) afin de réduire le nombre d’animaux au strict minimum nécessaire pour obtenir des résultats statistiquement significatifs.
Raffinement
Les animaux seront acclimatés à leur hébergement quelques jours avant de démarrer les procédures expérimentales ; la mesure de leurs tumeurs et leur poids sera réalisée 3 fois par semaine. Les chirurgies et les examens d’imagerie seront réalisés sous anesthésie générale. L’usage d’analgésie avant et pendant les opérations permettra une meilleure gestion de la douleur. Les animaux seront euthanasiés sans réveil après la chirurgie. La surveillance et les soins des animaux avant l’intervention seront assurés par une équipe qualifiée de zootechniciens, vétérinaires, techniciens et chirurgiens. La structure en charge du bien-être animal accompagnera le projet dans sa mise en œuvre, avec les conseils du vétérinaire qui prendra les dispositions nécessaires au maintien du bien-être des animaux.
Choix des espèces
La souris représente l’espèce la plus utilisée en expérimentation en oncologie. Il est ainsi possible d’obtenir un modèle standardisé optimal de tumeurs colorectales, modèles plus difficiles à réaliser chez d’autres espèces. La raison la plus importante du choix de la souris pour notre étude est sa similitude avec les organismes humains en ce qui concerne l’anatomie, la physiologie et la génétique. Sa petite taille, sa prolificité, les facilités zootechniques, les risques sanitaires moindres et une littérature abondante sont autant d’arguments complémentaires en faveur du choix de cette espèce. Nous utiliserons des souris nude. Ce modèle de souris permettra l’implantation de lignées cancéreuses humaines et le développement des tumeurs. Ces souris sont connues pour être de bons modèles pour le développement de tumeurs sous-cutanées. Les animaux seront livrés à partir de l'âge de 5 semaines. A cet âge, nous pourrons réaliser les analyses prévues sur les tumeurs. L’utilisation de souris nude, sans poils, fera en sorte que la couleur de la peau et les poils n'interfèrent pas avec les différentes technologies d'imagerie utilisées.
Traitement innovant du diabète de type 2 : preuve de concept en pré-clinique chez la souris
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
Jusqu'à trente-six prélèvements sanguins par animal et quatre mois de régime gras à volonté: 664 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré à sévère, toutes tuées à l'issue. Rendues obèses et diabétiques, elles reçoivent une protéine testée seule ou avec des traitements existants, par injection ou pompe implantée sous anesthésie. Le porteur indique que l'obésité induite peut entraîner des troubles cardiovasculaires et un diabète. Les organes sont prélevés après la mise à mort.
Objectifs
Nous avons découvert une protéine naturellement présente chez les mammifères, dont le rôle principal connu concerne l’organisation du cytosquelette des cellules, notamment dans les muscles et le coeur. Elle participe aussi à certains mécanismes de sécrétion cellulaire, comme la libération d’insuline ou de neuromédiateurs. Il existe une forme circulante de cette protéine dans le sang, mais ses fonctions restent encore mal comprises. Nos travaux, menés dans des modèles murins d’obésité et de diabète, ont montré qu’après chirurgie bariatrique, l’expression de cette protéine est fortement modifiée au niveau intestinal. Par ailleurs, sa concentration sanguine est diminuée chez les patients atteints de diabète de type 2. Nos résultats expérimentaux indiquent que son administration augmente la sécrétion d’insuline de manière dépendante du glucose, améliore la glycémie chez des souris diabétiques, et potentialise l’effet de certaines molécules. L’objectif du projet est donc de mieux comprendre le rôle de cette protéine dans la régulation de la glycémie et de la sécrétion d’insuline, seule ou en association avec des traitements déjà utilisés dans le diabète, et d’évaluer son intérêt potentiel dans une perspective thérapeutique pour le diabète de type 2.
Bénéfices attendus
Le diabète de type 2 est une maladie chronique en forte progression dans le monde. On estime qu’il touche plus de 500 millions de personnes à l’échelle mondiale et plusieurs millions en France. Sa fréquence augmente avec le vieillissement de la population et la progression de l’obésité. Cette maladie expose à de nombreuses complications graves, notamment cardiovasculaires, rénales, neurologiques et ophtalmologiques. Elle représente un coût sociétal majeur, lié aux soins médicaux, aux hospitalisations, aux traitements au long cours et à la perte de productivité. À l’échelle mondiale, le coût du diabète est estimé à plusieurs centaines de milliards d’euros par an. Sur le plan scientifique, ce projet permettra de mieux comprendre les mécanismes biologiques qui régulent la glycémie, en particulier le rôle d’une protéine encore peu étudiée dans ce contexte. Mieux comprendre ces mécanismes est essentiel pour identifier de nouvelles cibles thérapeutiques et améliorer les connaissances fondamentales sur la régulation du métabolisme. Pour l’être humain, les résultats attendus pourraient ouvrir la voie à de nouvelles stratégies thérapeutiques. Si nos résultats confirment son rôle bénéfique sur la sécrétion d’insuline et le contrôle de la glycémie, cette protéine pourrait, à terme, contribuer au développement de nouveaux traitements, seule ou en association avec des médicaments déjà utilisés dans le diabète de type 2. L’objectif final est d’améliorer la prise en charge des patients, de limiter les complications et d’alléger le poids humain et économique de cette maladie.
Procédures
Les animaux seront soumis à un régime riche en gras à volonté pendant la durée du projet, soit 4 mois maximum par prise spontanée. Des challenges métaboliques seront effectués : un test de tolérance au glucose (animal vigile, 3 fois maximum, 2 heures) et un test de tolérance à l'insuline (animal vigile, 3 fois maximum, 2 heures). Chaque test nécessitera une administration (animal vigile, 6 fois maximum sur l'ensemble du projet, quelques secondes). Ces tests nécessiteront aussi des prélèvements sanguins de faible volume répétés (animal vigile, 36 micro prélèvements maximum au total répartis ainsi : 6 sur une journée puis 6 une semaine après et cela répété 3 fois sur la durée du projet, l'acte dure quelques secondes). Pour certains animaux, 4 prélèvements sanguins supplémentaires seront réalisés pour effectuer un dosage (animal vigile, l’acte dure quelques secondes). Des traitements seront administrés par injection unique (animal vigile, 1 minute) ou par pompe de diffusion (animal vigile, 7 jours ou 28 jours). L’implantation de la pompe sera réalisée sous anesthésie et analgésie (1 fois, 10 minutes). Enfin, certains animaux subiront une chirurgie sous anesthésie et analgésie (1 fois, 45 minutes). Enfin, la composition corporelle (taux de gras, de muscle et d'eau) des animaux sera évaluée de manière non invasive (animal vigile, 1 fois par semaine soit 6 fois maximum, 5 minutes).
Impact sur les animaux
Dans le cadre de ce projet, les animaux seront soumis à plusieurs actes techniques qui pourront engendrer les nuisances suivantes : 1) Les régimes alimentaires spéciaux pourront entraîner une prise de poids pouvant modifier la mobilité et le comportement des animaux (4 mois maximum). 2) L'obésité peut conduire à des problèmes cardiovasculaires et du diabète (toute la durée du projet soit 4 mois maximum). 3) Les différentes administrations peuvent induire une douleur, une infection ou une gêne légère de courte durée (1 minute par geste). 4) Les challenges métaboliques induisent un stress et une douleur de courte durée en raison des administrations et des quelques prélèvements d’une goutte de sang ainsi que des effets physiologiques tels qu’une hypo- ou une hyperglycémie durant quelques heures (durée de 2h par test). Une sensation de faim et un léger stress peuvent également être ressentis lors des mises à jeun (6 ou 12h maximum). 5) Les prélèvements sanguins pourront induire une douleur de courte durée aux animaux, une infection ainsi qu’un risque d’hématome (quelques secondes par prélèvements). 6) Les différents traitements pourraient induire des effets indésirables comme la diarrhée et une perte de poids (28 jours maximum de délivrance). 7) Les mesures de la composition corporelle peuvent induire un stress léger chez les animaux dû à l'immobilisation nécessaire pour réaliser la mesure (5 minutes). 8) L'anesthésie peut induire une hypothermie et un risque cardiovasculaire (45 minutes maximum). 9) Enfin, les chirurgies peuvent induire des difficultés post-opératoires comme des douleurs et une mauvaise cicatrisation (période de surveillance renforcée post-opératoire de 7 jours).
Devenir
Les animaux seront euthanasiés par une méthode réglementaire afin de prélever des organes pour analyses. Ces analyses sont indispensables pour comprendre précisément les effets des traitements étudiés.
Remplacement
Des approches in vitro ont déjà été mises en œuvre en amont du projet, notamment l’étude d’îlots pancréatiques, c’est-à-dire des groupes de cellules du pancréas responsables de la production d’insuline, incubés avec la protéine étudiée afin d’analyser certains mécanismes cellulaires. Ces travaux ont permis d’explorer des effets directs au niveau des cellules. Cependant, ces modèles ne permettent pas d’évaluer les effets à l’échelle de l’organisme entier, ni d’étudier l’impact d’une chirurgie bariatrique ou d’une administration prolongée de la protéine dans un contexte pathologique complexe comme le diabète de type 2. Les phénomènes étudiés reposent en effet sur des interactions étroites entre plusieurs organes, notamment l’intestin, le pancréas, le foie, le tissu adipeux et le muscle, impliquant des régulations hormonales, nerveuses et circulatoires intégrées. À ce jour, aucun modèle in vitro ou méthode alternative ne permet de reproduire de manière fiable cette régulation systémique. Au regard des connaissances scientifiques actuelles et des objectifs translationnels du projet, le recours au modèle animal ne peut donc pas être remplacé. L’utilisation du modèle murin constitue une étape nécessaire et scientifiquement justifiée pour répondre aux questions posées.
Réduction
Cette étude nécessitera 664 souris maximum. Le nombre d'animaux par groupe a été établi avec l’utilisation d’outils statistiques permettant d’optimiser la puissance de l’étude tout en prenant en compte les risques liés aux procédures expérimentales. Par ailleurs, plusieurs mesures contribuent à la réduction du nombre d’animaux : 1) Les mêmes animaux pourront être suivis longitudinalement lorsque cela est scientifiquement pertinent, afin d’obtenir plusieurs paramètres sur un même individu. 2) Les données issues d’études préliminaires et de la littérature ont été utilisées pour affiner les hypothèses et éviter des groupes exploratoires inutiles. 3) Les expérimentations in vitro ont été réalisées en amont pour limiter les investigations in vivo aux questions nécessitant impérativement un modèle animal. Ainsi, le nombre d’animaux a été strictement ajusté au minimum nécessaire pour répondre aux objectifs scientifiques du projet.
Raffinement
Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation. Les animaux sont hébergés avec leurs congénères (l’hébergement individuel est limité au maximum) en portoirs ventilés avec un système d’abreuvement automatique et un accès ad libitum à la nourriture et l’eau. Le milieu est enrichi avec deux enrichissements minimum et les animaux sont vérifiés quotidiennement. Le projet a été mis au point afin de permettre une interprétation fiable des résultats dans le respect du bien-être animal. Un bâton à ronger est systématiquement mis en place pour les animaux sous régime alimentaire spécifique mou. Ce régime est renouvelé régulièrement pour éviter son oxydation. Des temps de récupération sont toujours respectés entre les différents actes techniques. Les chirurgies sont toujours réalisées sous analgésie et anesthésie. Les animaux sont maintenus sur tapis chauffant pour éviter l'hypothermie et les yeux sont protégés du désèchement grâce à un gel ophtalmique. Ainsi, la douleur et le stress sont limitées en apportant des soins adaptés ainsi qu’une surveillance attentive accompagnée de points limites suffisamment prédictifs et précoces.
Choix des espèces
La souris est le modèle le plus adapté pour ce projet. Elle est largement utilisée dans l’étude de l’obésité et du diabète de type 2 et permet d’obtenir des résultats fiables grâce à l’homogénéité génétique des lignées. De nombreuses données de référence existent dans ce modèle, ce qui facilite l’analyse et la comparaison des résultats. Toutes les techniques nécessaires au projet sont déjà développées et maîtrisées chez la souris. Cette expertise garantit la faisabilité du projet, limite les complications et optimise l’utilisation des animaux. Enfin, les mécanismes de régulation de la glycémie chez la souris sont proches de ceux de l’homme, ce qui confère à ce modèle une forte pertinence dans une perspective translationnelle. Les animaux sont utilisés à partir de 8-10 semaines de vie. Cet âge correspond à l'âge optimal de la maturation métabolique.
Efficacité in vivo de nouveaux composés dérivés du GDC-0152 dans le glioblastome
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Anesthésiées par hypothermie sur la glace, puis soumises à une électroporation du cerveau pour y faire naître une tumeur, 410 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère, toutes tuées à l'issue. Elles reçoivent quatre injections de composés dérivés du GDC-0152 pour tester leur effet sur le glioblastome. La tumeur provoque perte d'appétit et perte de poids avant la fin. Le porteur justifie ces essais par un "besoin médical non pourvu" depuis 2005, faute d'innovation thérapeutique.
Objectifs
Le glioblastome est une tumeur cérébrale très agressive, avec une survie de seulement 15 mois pour les patients, malgré des traitements combinant chirurgie, chimiothérapie et radiothérapie. Aucun nouveau médicament testé ces 15 dernières années n’a donné de résultats cliniques intéressants, en partie en raison de modèles animaux utilisés en recherche qui reflètent mal la complexité du glioblastome humain. L’objectif ici est de tester in vivo l'efficacité de nouveaux composés anticancéreux sur la progression de la tumeur, sur des souris portant des tumeurs particulièrement similaires aux tumeurs humaines. La validation in vivo de l'efficacité de ces composés pourrait permettre la mise en place de nouvelles stratégies thérapeutiques contre le glioblastome.
Bénéfices attendus
L’objectif de ce projet est de mettre en place un modèle animal de glioblastome pertinent et de tester l’efficacité thérapeutique de nouveaux composés anticancéreux. Les retombées de ce projet pourraient permettre de répondre à un besoin médical non pourvu dans le traitement de cette tumeur cérébrale qui n’a pas bénéficié d’innovation thérapeutique depuis 2005.
Procédures
Tous les animaux seront soumis à une électroporation intracérébrale (410 animaux, une seule intervention de 1 minute maximum). L’électroporation du cerveau est une procédure chirurgicale. Elle consiste à modifier des cellules normales du cerveau afin de générer une tumeur. Tous les animaux recevront des injections intraveineuses rétro-orbitaires de composés ou du solvant (410 animaux, intervention de 1 minute maximum, 4 interventions / animal). Tous les animaux seront anesthésiés par hypothermie sur la glace pour la procédure d’électroporation du cerveau (410 animaux, une seule intervention de 15 minutes environ). Tous les animaux seront anesthésiés (anesthésie gazeuse) pour les traitements rétro-orbitaires (410 animaux, intervention de 4 minutes environ, 4 interventions /animal).
Impact sur les animaux
La manipulation, la contention et les injections sont générateurs de stress pour les animaux. Les injections entrainent également une douleur légère de courte durée. La progression tumorale induite par la maladie (glioblastome) provoque à terme une perte d'appétit, donc une malnutrition et finalement une perte de poids.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés dans le cadre des études d'efficacité, ou pour les analyses de marqueurs biologiques.
Remplacement
L'efficacité thérapeutique des composés sur la croissance de tumeurs cérébrales nécessitent une approche expérimentale in vivo. En effet, il n’existe pas à ce jour de système suffisamment robuste pour mimer toute la complexité biologique et physiologique de ces tumeurs. Ce travail sur l'animal vivant s'inscrit dans la continuité d'expériences et de résultats que nous avons obtenus in vitro.
Réduction
Le nombre d’animaux a été estimé en nous appuyant sur notre expérience de plus de 15 ans et sur des tests statistiques appropriés adaptés aux petits échantillons. Cela nous permet de calculer au plus juste le nombre d’animaux nécessaires pour obtenir des résultats reproductibles et statistiquement relevants.
Raffinement
Le bien-être des animaux est assuré par un enrichissement de leur environnement grâce à l'utilisation d'une litière à base de cellulose, de dômes autoclavables et de morceaux de bois à ronger, dans toutes les cages, au sein d’une animalerie exempte de pathogènes et dont les paramètres physiques et sanitaires sont strictement contrôlés. Les souriceaux d'une portée seront élevés tous ensemble avec leur mère. Au-delà de 3 semaines, les mâles et les femelles seront séparés et placés dans de nouvelles cages (par groupes de 5) avec enrichissement (coton, cylindre en carton…). Ils ne seront jamais isolés. Les animaux seront sous observation quotidienne. L'évaluation clinique sera effectuée au moyen de grilles de scores. En fonction des scores obtenus, des mesures appropriées seront mises en place pour éviter et atténuer leur souffrance.
Choix des espèces
Les données bibliographiques démontrent que le modèle murin est le plus adapté pour aborder les questions relatives aux tumeurs cérébrales. Il a été démontré que le modèle animal de tumeur utilisé ici (obtenu par éléctroporation de nouveaux-nés), était des plus pertinents pour tester l’efficacité thérapeutique de nouveaux médicaments, car il mime les différentes caractéristiques biologiques des tumeurs humaines.
Rôle de la surexpression d’une protéine membranaire dans le déclenchement des neuropathies périphériques héréditaires
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
Génétiquement modifiées pour développer une neuropathie périphérique progressive, 85 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré à sévère, toutes tuées à l'issue. Elles subissent chaque semaine des tests moteurs et sensoriels sur animal vigile et deux enregistrements musculaires sous anesthésie, tandis que la double mutation installe des déficits moteurs chroniques. Le porteur cherche à savoir si une protéine surexprimée déclenche la maladie, pour l'ajouter aux panels génétiques proposés aux patients. Toutes sont tuées pour prélever nerfs et muscles.
Objectifs
Ce projet vise à étudier un modèle murin génétiquement modifié susceptible de reproduire les symptômes d'une neuropathie périphérique héréditaire de type Charcot-Marie-Tooth (CMT). Ces souris feront l'objet d'un suivi longitudinal par des évaluations comportementales et électrophysiologiques régulières, afin d'identifier des marqueurs cliniques et biologiques pouvant contribuer à l'amélioration du diagnostic génétique des patients atteints de CMT non résolus.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus de ce projet concernent principalement la compréhension et la prise en charge des neuropathies périphériques de type CMT. En testant l’hypothèse qu’une surexpression ciblée d’une protéine de remodelage membranaire peut déclencher ou aggraver un phénotype de neuropathie périphérique dans un modèle prédisposé, le projet permettra de mieux définir le rôle potentiel de cette protéine comme gène de risque ou gène causal dans les formes non résolues de CMT. Sur le plan diagnostique, ces résultats pourraient justifier l’intégration de ce gène au panel d’analyses génétiques proposé aux patients CMT non diagnostiqués, en particulier pour rechercher des mutations à gain de fonction ou des duplications. Sur le plan thérapeutique, l’identification d’un déséquilibre fonctionnel entre deux protéines clés du trafic membranaire pourrait ouvrir la voie au développement de stratégies ciblant cet équilibre (par exemple, ajustement de l’expression ou de l’activité de l’une des protéines) afin de prévenir ou atténuer la neuropathie périphérique.
Procédures
Les animaux seront soumis à des tests comportementaux et fonctionnels non invasifs (animaux vigiles), à une procédure instrumentale sous anesthésie générale à l’isoflurane. Les tests non invasifs sont réalisés hebdomadairement de 8 à 16 semaines, cependant, un enregistrement anticipé pourra être effectué si l'état clinique de l'animal l'exige, conformément aux points limites définis dans le protocole (1-15 min par animal, par test et par semaine). Un enregistrement de l’activité musculaire est réalisé à deux reprises chez chaque animal (à 8 et 16 semaines), pour une durée maximale de 15 minutes par session, avec une surveillance respiratoire continue.
Impact sur les animaux
Les effets prévus sur les animaux résultent à la fois des manipulations expérimentales et des nuisances liées aux mutations. Les tests sur animaux vigiles peuvent induire un stress transitoire, une fatigue musculaire ou une anxiété modérée, mais ces effets sont limités en durée et en intensité, avec des périodes de repos suffisantes entre essais. L’enregistrement de l’activité musculaire , réalisé sous anesthésie générale à l’isoflurane, comporte un risque anesthésique minimal (dépression respiratoire, hypothermie) et une douleur ou irritation locale potentielle au site d’insertion des électrodes, compensée par la surveillance continue. Les mutations génétiques induisent un phénotype dommageable caractérisé par des déficits moteurs progressifs et une hypotrophie musculaire au cours du temps. Globalement, les effets indésirables prévus sont légers à modérés et transitoires pour les manipulations, mais chroniques et progressives pour les animaux porteurs de la double mutation ; ils sont maîtrisés par des protocoles de raffinement, de surveillance clinique quotidienne et de points limites prédéfinis permettant l’intervention ou la mise à mort en cas de détresse importante.
Devenir
Le sort prévu pour tous les animaux consiste en leur mise à mort en fin d’expérience, après la réalisation des tests comportementaux, fonctionnels à 16 semaines maximum. La mise à mort est suivie d’une collecte terminale de tissus (muscles, nerfs périphériques et, le cas échéant, cerveau ou moelle épinière), nécessaire pour corréler le phénotype fonctionnel avec les analyses histologiques, moléculaires et ultrastructurales.
Remplacement
Aucune méthode alternative (in vitro, in silico ou autre modèle non animal) ne permet actuellement de reproduire de manière fiable l’ensemble des interactions entre la protéine de remodelage membranaire et la protéine de trafic intracellulaire dans un organisme intégré, ni d’évaluer simultanément les déficits musculaires et neurologiques, la sensibilité périphérique et la conduction nerveuse. Les modèles cellulaires ou bioinformatiques existants ne suffisent pas à remplacer le modèle murin pour caractériser un phénotype de neuropathie périphérique de type CMT (Charcot Marie Touth) et ses corrélats fonctionnels. L’expérimentation animale est donc justifiée à ce stade, en accord avec le principe de remplacement qui impose de n’utiliser des animaux que lorsqu’aucune autre approche ne peut fournir le même niveau d’information.
Réduction
Le principe de réduction est appliqué en minimisant le nombre d’animaux utilisés tout en garantissant une puissance statistique suffisante pour répondre aux objectifs scientifiques. Le projet prévoit 80 souris réparties en 4 lots (20 animaux par lot, 10 mâles et 10 femelles), ce qui permet d’atteindre une puissance statistique adaptée aux paramètres fonctionnels et histologiques attendus, sans sur‑échantillonnage. Cette estimation s’appuie également sur nos connaissances sur le modèle murin utilisé et les variabilités attendues dans les paramètres fonctionnels et histologiques. Les prélèvements terminaux de muscles et d’organes sont réalisés sur chaque animal en fin de procédure, ce qui permet de corréler données fonctionnelles et analyses moléculaires/histologiques sans multiplier les cohortes. Les protocoles sont standardisés et optimisés (durée des tests, conditions d’hébergement, conditions d’anesthésie, périodes de repos) pour réduire la variabilité et éviter de devoir répéter des expériences. Un suivi clinique quotidien et des points limites prédéfinis permettent de détecter précocement toute détresse, ce qui contribue également à la réduction en évitant de poursuivre des expériences sur des animaux dont l’état de santé se dégrade.
Raffinement
Le principe de raffinement est appliqué tout au long du projet afin de réduire au minimum la douleur, la souffrance et l’angoisse des animaux. Les souris sont élevées dans des cages enrichies (tunnels, copeaux épais, nids), avec température et hygrométrie contrôlées, cycle lumière/obscurité standardisé, groupées par 5 maximum, alimentation et eau ad libitum, et sont manipulées régulièrement pour limiter le stress lors des tests. En cas de difficulté à se nourrir ou à boire, une nourriture en gel est proposée afin de faciliter l’hydratation et l’alimentation, et de prévenir la déshydratation ou la malnutrition. Les tests comportementaux non invasifs sont limités en durée, réalisés dans un environnement calme, avec des périodes de repos d’au moins 15 minutes entre essais. L'enregistrement de l’activité musculaire est réalisée sous anesthésie générale, avec surveillance continue de la respiration et de l’état général. Les souris sont utilisées pour plusieurs types d’analyses (tests comportementaux, tests de coordination et de force, tests de sensibilité mécanique et thermique, enregistrement de l’activité musculaire , analyses histologiques et moléculaires), ce qui maximise l’information obtenue par animal et évite de multiplier les expériences redondantes Un suivi clinique quotidien est mis en place pour détecter précocement tout signe de souffrance (perte de poids ≥ 15% sur une semaine à partir du poids maximum, difficulté à se nourrir ou à boire, déficits moteurs sévères, comportement de douleur, altération de l’état général), et tout animal atteignant un point limite prédéfini est mis à mort sans délai. Ces mesures garantissent que les conditions de l’expérience sont optimisées pour le bien être animal, tout en préservant la validité scientifique des données.
Choix des espèces
Le choix de l’espèce souris (Mus musculus) repose sur sa pertinence comme modèle biologique pour l’étude des myopathies et neuropathies périphériques de type CMT, ainsi que sur l’existence de modèles génétiquement modifiés permettant de reproduire de manière fiable les déficits musculaires et neurologiques étudiés. La souris offre une bonne reproductibilité, un temps de génération court et des outils génétiques et analytiques bien établis, tout en restant suffisamment proche de l’humain pour permettre une translation raisonnable des résultats. Les animaux sont utilisés à partir de 8 semaines (âge adulte jeune) jusqu’à 16 semaines, stade auquel le phénotype musculaire et neurologique lié aux mutations est déjà installé mais encore progressif, ce qui permet d’évaluer l’impact de la surexpression de la protéine de remodelage membranaire sur l’évolution de la maladie. Ce choix de stades de développement évite les périodes néonatales ou très avancées de la vie, où la gestion des animaux et l’interprétation des données seraient plus complexes, tout en couvrant une fenêtre temporelle pertinente pour détecter des effets précoces et durables sur la fonction neuromusculaire.
Thérapie génique par AAV pour le traitement du syndrome de l’X fragile
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Pour amener une thérapie génique vers un essai chez l'humain, 180 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, douze étant opérées sans réveil. Elles reçoivent une injection dans le cerveau, sous anesthésie, d'un vecteur viral censé corriger le syndrome de l'X fragile. Le porteur écrit espérer combler le fossé entre sa preuve de concept et l'autorisation d'un essai clinique. Les cerveaux sont prélevés après la mise à mort pour mesurer correction et toxicité.
Objectifs
Le syndrome de l’X fragile est l’une des principales causes de handicap intellectuel héréditaire et de troubles liés à l’autisme. Il concerne environ 1 garçon sur 4 000 et 1 fille sur 8 000 dans le monde. Cette maladie, qui affecte le développement du cerveau, est grave, incurable et nécessite un accompagnement médical et social tout au long de la vie. L’objectif de ce projet est de développer un traitement innovant basé sur la thérapie génique pour le syndrome de l’X fragile. Les chercheurs ont découvert qu’un dysfonctionnement dans la régulation de certains signaux chimiques du cerveau joue un rôle clé dans cette maladie. En ciblant ce mécanisme, il pourrait être possible de corriger certains symptômes. Des études préliminaires sur des souris atteintes d’une forme similaire de la maladie ont montré que ce traitement expérimental, administré directement au cerveau, permettait d’améliorer durablement les symptômes comportementaux et biologiques. Le projet vise maintenant à franchir une étape supplémentaire : adapter ce traitement pour qu’il puisse être testé chez l’humain, en vérifiant son efficacité et sa sécurité. L’objectif final est de proposer une nouvelle approche thérapeutique pour les personnes atteintes du syndrome de l’X fragile.
Bénéfices attendus
Le syndrome de l'X fragile (FXS) est une maladie très invalidante qui touche environ 150 000 personnes en Europe, dont environ 12 000 en France (https://www.xfra.org/). À ce jour, aucune option thérapeutique n'a été validée pour le FXS. En l'absence de traitements efficaces, il existe un besoin important non satisfait de solutions pour cette maladie très invalidante. Le projet vise à trouver un traitement pour le FXS, plus précisément à tester un traitement par thérapie génique dans un modèle préclinique souris de la maladie. Ce projet vise à tester une nouvelle option thérapeutique pour le FXS en ciblant un mécanisme clé dérégulé dans la maladie et en fournissant une alternative avantageuse à la correction du gène FMR1, un gène difficilement exploitable en raison de sa toxicité et de la difficulté à le doser. Nous espérons que ce projet permettra de combler le fossé qui subsiste entre notre preuve de concept initiale d'une approche de thérapie génique dans le modèle murin de la maladie et l'autorisation pour un essai clinique. Nous espérons notamment démontrer la validité préclinique du traitement par vecteur viral (virus adeno-associé) pour corriger les principaux déficits comportementaux du modèle murin FXS en l'administrant de manière efficace et sûre au cerveau de la souris à l'aide d'une voie d'injection applicable à l'homme. À la fin de ce programme, nous espérons proposer une solution prête à être testée sur des modèles animaux plus grands. Les innovations dans le système d'administration développé pour le FXS pourraient être adaptées et utilisées pour d’autres maladies génétiques.
Procédures
225 souris recevront une injection intracérébrale d’un vecteur viral ou d’une solution contrôle saline sous anesthésie générale. La durée des injections sera de 25 minutes pour les injections intra-thalamiques ou intra-striatales et 50 minutes pour les injections intra-striatales et intra-hippocampales combinées. La durée des anesthésies sera de 30 minutes pour les injections intrathalamiques et intra-striatales ou 55 minutes pour les injections intra-striatales et intra-hippocampales combinées.
Impact sur les animaux
Contention de l’animal suivie d’une injection sous la peau avec une seringue, ce qui entraine un stress léger et une douleur légère de courte durée. Lors du réveil en fin de session de chirurgie, les souris peuvent être désorientées et stressées. L’injection intracérébrale d’un vecteur viral (AAV) peut induire une inflammation.
Devenir
Afin de caractériser l'effet de nos traitements; notamment l'effet biologique, nous devons récupérer en fin d'expérience les cerveaux des animaux traités et non traités. Nous devons pour cela procéder a euthanasie de l’ensemble des animaux du projet. L'étude moléculaire des tissus, est indispensable pour évaluer les effets de correction neurologique mais également la toxicité des traitements testés.
Remplacement
Un modèle d'organoïde humain de cerveau antérieur existe pour le syndrome de l'X fragile et le présent projet comporte d’ailleurs une partie où ce modèle sera utilisé en collaboration. Cependant l’utilisation de ce modèle est limité et ne permet pas actuellement d’investiguer les aspects neurologiques complexes (déficience intellectuelle, troubles du comportement) sur lesquelles une action du traitement est recherchée. Le modèle organoïde humain est cependant utilisé en complément du modèle souris pour valider les aspects de correction moléculaire et electrophysiologique dans un modèle humain, permettant ainsi de réduire le nombre d'animaux utilisés.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés par groupe a été défini comme le nombre minimum nécessaire pour être en mesure de mettre en évidence une différence statistiquement significative sur les paramètres étudiés (altérations comportementales du modèle et leur correction par un traitement de thérapie génique aux AAV). Nous avons utilisé un outil informatique pour calculer le nombre d'animaux nécessaire en utilisant nos données préliminaires.
Raffinement
Pour chaque procédure chirurgicale, les souris sont maintenues sur des tapis chauffants et les conditions d’anesthésie générale avec analgésique sont réalisées pour une meilleure prise en compte de la douleur. Afin de diminuer l'effort en convalescence, de la nourriture gelifiée est placée dans les cages pendant 48h. Tout au long du déroulement des expériences, une observation quotidienne de l’état clinique des souris utilisées sera assurée pour décider l'arrêt des expériences avec l’utilisation de points limites adaptés, d’un arbre décisionnel et de critères d’arrêt de souffrance.
Choix des espèces
Le choix de l’espèce s’est oriente vers la souris car c’est le modèle actuellement le mieux validé et le plus robuste pour tester un nouveau traitement visant une correction comportementale. Les animaux, âgés de 5 semaines, seront utilisés pour réaliser la procédure d’injection car ils correspondent au stade enfant/jeune adolescent humain visé par la preuve de concept de ce projet de thérapie génique. Après 4 semaines, correspondant au temps nécessaire à l’action du virus AAV les animaux seront soumis à des batteries de tests comportementaux pendant 2 semaines. Une proportion des animaux (n=10 par cohorte) sera conservée pour surveiller le comportement normal des animaux 2 mois après le début du traitement, pour démontrer l’innocuité du traitement à long terme, puis seront euthanasiés pour réaliser les prélèvements de tissus nécessaires à des analyses moléculaires et cellulaires.
Caractérisation de deux modèles murins porteurs d’une mutation du gène Stac3
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
Les souris dont la faiblesse musculaire évolue vers la paralysie ou la détresse respiratoire sont mises à mort. 540 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère, porteuses de mutations reproduisant une myopathie humaine sans traitement existant. Le porteur reconnaît un risque de mortalité potentiellement élevé et des défauts respiratoires. Toutes sont tuées pour prélever muscles et organes et corréler les mesures fonctionnelles aux analyses des tissus.
Objectifs
Le projet vise à caractériser in vivo les conséquences fonctionnelles et moléculaires d’une mutation associée à une myopathie tubulaire chez l’Homme, à l’aide de modèles murins génétiquement modifiés. À ce jour, aucun modèle animal spécifique de cette maladie n’existe, ce qui limite la compréhension des mécanismes physiopathologiques et le développement de thérapies ciblées. Cette myopathie est caractérisée, chez l’Homme, par une faiblesse musculaire progressive, une fatigue importante, une difficulté à marcher, une instabilité posturale et, dans les formes plus sévères, une atteinte respiratoire et une limitation majeure des activités de la vie quotidienne, rendant la maladie fortement invalidante. Trois modèles murins sont utilisés dans cette étude. Le premier reproduit fidèlement la mutation génétique la plus fréquemment observée chez les patients, ce qui lui confère une forte pertinence translationnelle. Le deuxième est un modèle dans lequel le gène est modifié soit dans l'ensemble de l'organisme, soit exclusivement dans le muscle, permettant de comparer les effets selon l'étendue de la modification. Le troisième est un modèle inductible dans le muscle squelettique, dans lequel la modification génétique est activée de manière ciblée à 4 semaines d'âge, afin d'évaluer les conséquences d'une perte complète de la fonction du gène sur la fonction musculaire. Les données obtenues devraient contribuer à mieux comprendre les mécanismes moléculaires de cette myopathie et à identifier des biomarqueurs fonctionnels et histologiques utiles pour le développement de stratégies thérapeutiques. Ce modèle animal unique, qui reproduit la forme génétique humaine la plus fréquemment observée, constituerait ainsi un outil essentiel pour la recherche translationnelle et l’évaluation préclinique de nouvelles thérapies.
Bénéfices attendus
Ce projet devrait permettre de mieux comprendre la physiopathologie de la myopathie tubulaire associée à cette mutation, en identifiant les mécanismes moléculaires et fonctionnels qui sous‑tendent la faiblesse musculaire et l’invalidité. Il conduira à la mise au point d’un premier modèle animal pertinent de cette maladie, reproduisant la forme génétique humaine la plus fréquemment observée et comblant un vide majeur dans la recherche préclinique sur cette pathologie rare. Ce modèle servira également à identifier des biomarqueurs fonctionnels et histologiques utiles pour suivre l’évolution de la maladie et évaluer l’efficacité de traitements potentiels. Il permettra de valider ou d’invalider des cibles thérapeutiques et de tester des approches pharmacologiques ou géniques dans un contexte proche de la situation humaine, avant tout essai clinique. À terme, ce travail ouvrira la voie à de futures stratégies thérapeutiques capables de ralentir la progression de la maladie, d’améliorer la force musculaire et la qualité de vie des patients, et de réduire l’invalidité liée à cette myopathie. Enfin, les connaissances acquises pourront également enrichir la compréhension des myopathies tubulaires et des troubles de la signalisation calcique musculaire, avec un impact potentiel sur d’autres pathologies musculaires rares partageant des mécanismes communs.
Procédures
Le phénotypage comportemental est réalisé chez l'animal vigile, sans anesthésie. L'enregistrement de l'activité locomotrice spontanée est effectué pendant un maximum de 22 h, période au cours de laquelle les animaux sont hébergés individuellement sans isolement sensoriel (ni olfactif ni auditif), toutes les 2 semaines à partir de 5 semaines. Les tests de coordination motrice (durée maximale de 4 minutes par essai) et d'endurance (durée maximale de 2 minutes par essai) sont réalisés toutes les 2 semaines à partir de 5 semaines. Les tests de force musculaire sont réalisés toutes les semaines à partir de 4 semaines, avec une durée maximale de 1 minute par essai. Ces tests sont répétés jusqu'à 16 semaines maximum. Les mesures de force musculaire in vivo consistent en l'enregistrement de la production de force des muscles antérieurs sous anesthésie profonde par inhalation d'un mélange gazeux continu. Chaque séance dure au maximum 15 minutes et est réalisée toutes les 2 semaines à partir de 5 semaines, jusqu'à 16 semaines maximum. Les mesures de force musculaire in situ impliquent une intervention chirurgicale mineure sous anesthésie générale profonde associée à une analgésie, dont l'administration ne dépasse pas 5 secondes. Chaque séance dure au maximum une heure et est réalisée une seule fois par animal, sans réveil, en fin de procédure (8 ou 16 semaines). L'induction génétique consiste en l'administration d'un agent inducteur, une fois par jour pendant 5 jours consécutifs, chez des souris âgées de 4 semaines, avec une durée de manipulation d'environ une minute par jour. Ces interventions sont conçues pour être aussi brèves et peu répétées que possible, tout en permettant la collecte des données nécessaires à la caractérisation complète du phénotype musculaire et à l'analyse moléculaire et histologique.
Impact sur les animaux
Les effets prévus sur les animaux dans le cadre de ce projet sont principalement liés aux manipulations expérimentales, à l'induction génétique et au phénotypage musculaire, et restent compatibles avec un niveau de souffrance modéré contrôlé. D'une part, les souris porteuses de la mutation ciblée développeront une faiblesse musculaire progressive, une fatigue accrue et une diminution de la force de préhension et de la performance locomotrice, en lien avec la myopathie tubulaire modélisée. D'autre part, dans les cas les plus sévères, des défauts de couplage excitation-contraction avec paralysie et difficultés respiratoires pourraient apparaître. Les risques de mortalité sont potentiellement élevés, justifiant les stratégies alternatives et un suivi clinique strict. Ces signes se traduiront par une mobilité réduite, une difficulté à marcher ou à maintenir l'équilibre lors des tests de coordination motrice et d'endurance, ainsi que par une perte de masse musculaire progressive chez les animaux les plus sévèrement atteints. Les procédures de phénotypage comportemental et locomoteur non invasif induiront un stress temporaire lié à la manipulation et au changement d'environnement, mais sans douleur ni lésion tissulaire. L'activité locomotrice spontanée de l'animal sera mesurée, ce qui impliquera un hébergement individuel pendant une durée maximale de 22 heures, sans isolement sensoriel (maintien du contact olfactif et auditif avec les congénères), afin de limiter au maximum le stress lié à la solitude. L'induction génétique à 4 semaines, ainsi que les procédures d'anesthésie générale à 8 ou 16 semaines, s'accompagneront d'un stress lié à la contention de l'animal (d'une durée de 15 secondes maximum) et au point de ponction, mais ces procédures seront réalisées de manière rapide et standardisée, avec une manipulation douce et une formation du personnel visant à minimiser l'anxiété. Des effets indésirables transitoires tels qu'une baisse d'appétit, une léthargie ou des troubles digestifs mineurs peuvent survenir après l'induction génétique
Devenir
Le sort prévu pour tous les animaux, consiste en leur mise à mort pour la collecte de tissus. La collecte terminale de muscles et d’organes est nécessaire pour corréler phénotype fonctionnel et analyses moléculaires/histologiques. Les prélèvements sont réalisés après la mise à mort, ce qui évite toute douleur supplémentaire.
Remplacement
Aucun modèle non animal ne permet actuellement de reproduire de manière satisfaisante la physiopathologie d’une myopathie tubulaire liée à cette mutation, ni de rendre compte de la complexité de la fonction musculaire in vivo, de la locomotion, de la fatigue et des interactions tissulaires. Les modèles cellulaires (cultures de myoblastes, lignées musculaires) ou les approches in silico ne permettent pas d’étudier l’ensemble du phénotype fonctionnel, ni la dynamique de la maladie au cours du temps dans un organisme entier. L’utilisation de souris génétiquement modifiées reste donc indispensable pour comprendre les mécanismes moléculaires de la pathologie, valider la pertinence de cibles thérapeutiques et tester des approches précliniques. Le modèle animal développé reproduit génétiquement la forme humaine de la maladie la plus fréquemment observée, ce qui renforce sa pertinence translationnelle et limite, à l’avenir, le recours à d’autres modèles animaux moins ciblés ou moins représentatifs. En ce sens, le choix de ce modèle murin répond à une nécessité scientifique forte et constitue une application rigoureuse de la règle de remplacement, dans la mesure où aucun système non animal ne peut aujourd’hui remplacer l’animal dans ce contexte spécifique.
Réduction
Le plan expérimental repose sur une répartition optimisée des lots (un lot par stratégie de recombinaison) avec un effectif par génotype (contrôles, hétérozygotes, homozygotes) calculé pour détecter des différences biologiquement significatives dans la force musculaire, la locomotion et la morphologie, sans surdimensionnement inutile. Les procédures de phénotypage non invasif et les mesures de force musculaire in vivo et in situ sont regroupées autant que possible sur les mêmes animaux, afin d'obtenir un maximum d'informations fonctionnelles par individu. Les prélèvements terminaux de muscles et d'organes sont réalisés sur chaque animal à la fin de la période de traitement ou de survie, ce qui permet de corréler données fonctionnelles et analyses moléculaires/histologiques sans multiplier les cohortes. Enfin, le recours à un modèle animal unique, reproduisant génétiquement la forme humaine la plus fréquemment observée, évite le développement de plusieurs modèles redondants. Cette approche limite, à l'avenir, le besoin d'animaux supplémentaires pour des études précliniques ultérieures.
Raffinement
Le bien être des nouveaux nés est surveillé quotidiennement par observation clinique (état général, activité, présence d'une poche de lait, interaction avec la mère et les congénères) et par pesée régulière afin de détecter précocement tout signe de détresse, de retard de croissance ou de souffrance. Au sevrage vers 4 semaines, les animaux sont pesés 2 à 3 fois par semaine afin de surveiller leur état général ; en cas de perte de poids, la pesée est effectuée quotidiennement pour suivre l'évolution et adapter rapidement la prise en charge. En cas de difficultés de locomotion ou de prise alimentaire, de la nourriture en gel est ajoutée dans les cages pour faciliter l'accès à la nourriture et prévenir la dénutrition. Les procédures de phénotypage comportemental et locomoteur sont non invasives et réalisées chez l'animal vigile, avec une durée de test strictement limitée et une fréquence régulée pour éviter la fatigue et le stress cumulatif. Les mesures de force musculaire in vivo et in situ sont réalisées sous anesthésie générale profonde et anti douleur, avec une durée d'anesthésie minimale, une surveillance respiratoire continue et un maintien de la température corporelle afin de préserver le bien être de l'animal. Les injections sont réalisées avec une contention douce et une manipulation rapide. L'isolement des animaux pour la mesure de l'activité locomotrice spontanée est limité à 22 heures maximum et réalisé sans isolement sensoriel (contact olfactif et auditif maintenu avec les congénères). Enfin, la mise à mort en fin de procédure, suivie de prélèvements terminaux, évite la poursuite de l'expérience au delà d'un stade où la progression de la myopathie pourrait entraîner une détérioration importante de l'état des animaux.
Choix des espèces
Ce projet vise à mieux comprendre une maladie musculaire héréditaire en utilisant des souris comme modèle. Les souris sont choisies car elles permettent de reproduire de façon fiable les anomalies musculaires observées chez l’homme, notamment la forme génétique la plus fréquente de cette maladie, tout en offrant un contrôle génétique précis grâce à des outils modernes de modification du génome. Ce modèle pourrait également servir de base pour évaluer de futures approches thérapeutiques visant à corriger ou atténuer les effets de cette maladie. Les souris seront utilisées uniquement après le sevrage, à partir de 4 semaines d’âge, puis suivies jusqu’à 16 semaines. Ces stades correspondent à des animaux jeunes puis adultes, ce qui permet d’étudier à la fois l’apparition et l’évolution de la maladie dans le temps. Des tests fonctionnels, des analyses musculaires et des examens histologiques seront réalisés pour caractériser précisément les effets de la mutation étudiée sur la force et la structure des muscles.
Evaluation des interventions thérapeutiques sur la dynamique de développement oculaire.
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Troubles sensoriels
Rats : 240
Lapins : 200
740 rats, souris et lapins, le plus souvent juvéniles, vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance léger. Ils reçoivent des traitements oculaires par gouttes jusqu'à six fois par jour ou par injections dans l'œil, sous anesthésie, pour étudier des traitements de la myopie sur un œil en croissance. La plupart sont tués à la fin pour analyser leurs yeux. Environ 10 %, surtout des mères et des petits écartés avant le début, peuvent être réutilisés dans d'autres protocoles.
Objectifs
Le développement de l’œil durant l’enfance et l’adolescence constitue un processus dynamique et particulièrement sensible aux influences environnementales, génétiques et biologiques. Au cours des premières années de vie, la croissance oculaire est marquée par une série d’étapes critiques conduisant à la maturation des structures anatomiques essentielles – cornée, cristallin, rétine, sclère – ainsi qu’à l’établissement des fonctions visuelles fondamentales telles que l’acuité, la coordination binoculaire et l’amétropie. Cette période de plasticité accrue rend l’œil des jeunes particulièrement réactif aux facteurs externes, notamment aux traitements pharmacologiques, interventions optiques ou approches thérapeutiques émergentes. Dans un contexte où la prévalence des troubles de la vision, en particulier la myopie, connaît une augmentation importante à l’échelle mondiale, l’intérêt pour des stratégies de prévention ou de modulation de la croissance oculaire s’est intensifié. Plusieurs traitements existent déjà pour influencer cette croissance — comme les collyres à faible dose d’atropine, les lentilles défocalisantes ou certaines approches comportementales. Parallèlement, le développement de nouveaux agents thérapeutiques, fondés sur des mécanismes cellulaires, moléculaires ou biomécaniques, ouvre des perspectives prometteuses mais encore insuffisamment comprises. Étudier les effets de traitements actuels ou innovants sur l’œil en développement constitue donc un enjeu scientifique majeur. Une telle recherche permettrait de mieux comprendre comment ces traitements modulent la physiologie oculaire (croissance axiale, remodelage scléral, réponses rétiniennes) tout en garantissant leur innocuité à long terme. Elle contribuerait également à éclairer les mécanismes fondamentaux qui sous‑tendent la croissance oculaire, améliorant ainsi la prise en charge des jeunes patients et orientant le développement de futures interventions thérapeutiques plus ciblées et plus sûres.
Bénéfices attendus
Le principal bénéfice attendu de ce projet est d’évaluer avec précision l’impact de nouvelles approches thérapeutiques sur la croissance de l’œil en développement. Durant l’enfance et l’adolescence, les structures oculaires – notamment la sclère, la choroïde et la rétine – subissent des processus de maturation complexes qui peuvent être influencés par l’administration de traitements. Il est donc essentiel de caractériser de manière rigoureuse les effets potentiels, bénéfiques ou indésirables, d’un produit administré par voie oculaire ou systémique au cours de cette période sensible. Le projet permettra d’examiner finement les modifications structurelles et fonctionnelles susceptibles d’apparaître après exposition au traitement. Les paramètres d’intérêt pourront inclure : des variations de la croissance axiale du globe oculaire, des modifications du remodelage scléral ou de l’épaisseur cornéenne, des altérations des couches rétiniennes ou choroïdiennes, des perturbations éventuelles des voies de signalisation impliquées dans la régulation de la croissance oculaire. L’évaluation s’appuiera sur des examens ophtalmologiques in vivo reconnus pour leur fiabilité et leur caractère non invasif, tels que : l’examen à la lampe à fente, la rétinographie, la pachymétrie, l’électrorétinographie (ERG), et, si nécessaire, des examens complémentaires comme la biométrie axiale ou l’OCT. Ces techniques permettront de suivre avec précision l’évolution des structures oculaires ainsi que la fonction visuelle, et de détecter à la fois les effets recherchés et d’éventuels effets indésirables induits par le traitement. Ces travaux contribueront à identifier les stratégies thérapeutiques les plus sûres et les plus efficaces pour intervenir sur un œil en croissance, tout en approfondissant la compréhension des mécanismes biologiques impliqués. Ils permettront également d’optimiser les modalités d’administration du produit et d’assurer que son utilisation future s’inscrive dans une démarche rigoureuse, conforme aux exigences scientifiques et éthiques.
Procédures
Les animaux inclus dans ce projet seront soumis à différentes interventions réparties sur une période allant de 1 à 12 mois, selon les objectifs et la réponse au traitement évalué. Ces interventions comprennent : 1. L’administrations du produit : Elles pourront être réalisées par instillation (1 à 6 fois/jour), nécessitant seulement une contention et durant quelques secondes ; par injection intra ou péri oculaire, généralement hebdomadaire mais pouvant aller jusqu’à une fréquence tous les deux jours si nécessaire ; par injection systémique, quotidienne ou espacée, durant 1 à 2 minutes. Les injections seront effectuées sous anesthésie locale et/ou générale légère afin d’immobiliser l’animal et d’éviter toute douleur. 2. Les examens ophtalmologiques : Les animaux feront l’objet d’un suivi in vivo comprenant : Lampe à fente (en baseline puis régulièrement, durée < 5 min), la biométrie axiale pour la mesure de la longueur du globe, l’OCT pour l’analyse de l’épaisseur et de l’organisation rétino choroïdienne, la rétinographie, l’ERG pour l’évaluation de la fonction rétinienne, la pachymétrie pour mesure de l’épaisseur cornéenne, la tonométrie si nécessaire pour mesurer la pression intraoculaire. Ces examens qui durent en moyenne 10-15min seront effectués une fois par semaine le premier mois, et regroupés autant que possible sous une seule anesthésie. Ils seront mensuel par la suite. Si plusieurs séances sont nécessaires, un intervalle de 1 à 2 jours sera respecté pour le bien être de l’animal. 3. Suivi et conditions d’examen : Les procédures nécessitant une immobilité stricte (biométrie, OCT, ERG…) seront réalisées sous anesthésie générale légère. Pendant la manipulation les yeux seront régulièrement humidifiés pour éviter le dessèchement cornéen et les animaux seront maintenus sur un support chauffant pour prévenir l’hypothermie. Après chaque intervention, les animaux seront replacés rapidement dans leur cage pour limiter le stress. Les conditions d’hébergement seront adaptées à chaque espèce, avec des enrichissements favorisant le bien être (abris, matériaux à ronger, plateformes…). 4. Les prélèvements sanguins: Ils pourront être effectués en général une fois par semaine, sous contention ou anesthésie selon l’espèce et la technique, et dureront 1 à 2 minutes.
Impact sur les animaux
Dans le cadre des procédures prévues dans ce projet – incluant l’administration du produit par voies oculaires ou systémiques, les anesthésies répétées nécessaires aux gestes techniques et les évaluations in vivo de la structure et du fonctionnement oculaires – plusieurs nuisances ou effets indésirables potentiels peuvent être attendus. Bien que ces procédures soient globalement peu invasives et généralement bien tolérées, certains points doivent être anticipés. 1. Effets indésirables liés aux anesthésies légères. Les anesthésies utilisées pour l’administration du produit ou les examens ophtalmologiques (ERG, rétinographie, OCT, etc.) peuvent provoquer des effets transitoires tels qu’une hypothermie per- et post‑anesthésique, compensée par un tapis chauffant, une sécheresse cornéenne due à la diminution du clignement, ou une brève désorientation au réveil. Ces effets sont réversibles et bien contrôlés par les mesures habituelles. 2. Effets indésirables liés aux administrations oculaires. Les instillations ou injections péri‑ ou intra‑oculaires peuvent entraîner une irritation conjonctivale légère, une augmentation temporaire des sécrétions oculaires, une sensation de gêne ou un comportement de frottement, surtout en début d’intervention, ainsi qu’un faible risque d’inflammation locale, en général transitoire. Ces manifestations sont attendues, modérées et diminuent rapidement. 3. Effets indésirables liés aux examens répétés. La répétition des examens ophtalmologiques in vivo peut induire un stress léger et transitoire lié aux manipulations, ainsi qu’un risque mineur d’irritation locale, notamment en cas d’utilisation répétée de collyres. 4. Effets potentiels liés au traitement étudié. Selon la nature du produit administré, des effets spécifiques peuvent apparaître, tels que des modifications temporaires de la surface oculaire, des variations des paramètres anatomiques (comme l’épaisseur cornéenne ou le volume choroïdien) ou encore des altérations fonctionnelles détectées par ERG. Ces éléments feront l’objet d’un suivi régulier afin d’évaluer leur intensité, leur évolution et leur réversibilité. Globalement, les nuisances attendues sont modérées, transitoires et réversibles, et feront l’objet d’une surveillance continue. Des mesures adaptées seront systématiquement mises en place afin de minimiser l’inconfort et garantir le respect des exigences éthiques et réglementaires en vigueur.
Devenir
À l’issue de la procédure expérimentale, l’ensemble des animaux ayant suivi la totalité du protocole seront euthanasiés de manière éthique et conforme à la réglementation, afin de permettre les analyses ex vivo nécessaires. Ces analyses comprendront notamment : des études histologiques des structures oculaires (rétine, choroïde, sclère), des dosages biochimiques ou moléculaires, ainsi que des évaluations morphologiques complémentaires indispensables à la validation scientifique des résultats. En revanche, les mères et les animaux non inclus dans l’intégralité de la procédure, estimés à environ 10 % (hors exclusions pour atteinte d’un point limite), pourront être réutilisés dans d’autres protocoles compatibles, sous réserve de l’avis favorable du vétérinaire responsable. Ces animaux sont généralement retirés avant l’induction car les examens de baseline peuvent révéler : une anomalie anatomique ou physiologique, un défaut oculaire préexistant, ou un critère rendant l’induction de la myopie non pertinente ou non fiable. Ces individus n’auront subi ni induction, ni administration de traitement expérimental. Ils n’auront été exposés qu’à des examens non invalidants, parfois réalisés sous anesthésie légère (lampe à fente, OCT, biométrie), sans conséquences durables. Dans ces conditions, leur réutilisation éventuelle s’inscrit pleinement dans les principes des 3R, en permettant une réduction du nombre total d’animaux utilisés tout en garantissant la protection du bien‑être animal et le respect des exigences scientifiques du projet.
Remplacement
L’œil est un organe sensoriel d’une grande complexité, composé de structures anatomiques et physiologiques étroitement interconnectées (cornée, cristallin, rétine, choroïde, sclère, nerf optique). Ces tissus interagissent en permanence avec leur environnement local et systémique, et leur fonctionnement dépend d’équilibres mécaniques, physicochimiques et biologiques essentiels à la régulation de la croissance oculaire. Bien que des approches alternatives telles que les cultures cellulaires, les organoïdes ou les modélisations in silico aient progressé ces dernières années, elles restent insuffisantes pour reproduire l’ensemble des interactions structurelles, fonctionnelles et pharmacocinétiques d’un œil vivant. Ces systèmes ne permettent notamment pas de simuler de manière fiable les modifications tridimensionnelles des tissus oculaires, l’évolution de la croissance axiale, les réponses sclérales, choroïdiennes ou rétiniennes, ni les mécanismes intégrés impliqués dans la régulation du développement du globe oculaire. Dans ce contexte, l’étude in vivo demeure indispensable pour atteindre les objectifs du projet, permettant : D’observer de manière complète et dynamique les processus physiologiques impliqués dans la croissance oculaire, incluant l’allongement axial, le remodelage scléral et les adaptations rétiniennes et choroïdiennes. D’évaluer l’efficacité et la tolérance de traitements administrés par voies oculaires ou systémiques au sein d’un organisme intégrant vascularisation, innervation, contraintes mécaniques et régulations neuro sensorielles. D’étudier les effets potentiels à long terme sur les tissus oculaires – sclère, rétine, choroïde – dans un environnement physiologique complet, ce qui n’est pas réalisable in vitro ou par simulation numérique.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés a été volontairement limité afin de respecter les principes éthiques en expérimentation animale, tout en garantissant une puissance statistique suffisante pour assurer la fiabilité et la robustesse des résultats. Une analyse de puissance sera réalisée avant chaque série expérimentale afin de déterminer l’effectif nécessaire pour détecter un effet significatif. Ce calcul permettra, lorsque possible, de réduire le nombre d’animaux requis sans compromettre la validité scientifique du projet. Dans une démarche active de réduction, plusieurs stratégies complémentaires seront mises en œuvre. L’utilisation de méthodes non invasives de suivi oculaire in vivo (imagerie, biométrie, examens fonctionnels) permettra de réaliser des suivis longitudinaux chez les mêmes individus, évitant ainsi des sacrifices à différents temps d’analyse. Lorsque scientifiquement pertinent, les deux yeux d’un même animal pourront être examinés, l’un recevant le traitement et l’autre servant de contrôle interne, ce qui limite l’augmentation des effectifs. Par ailleurs, l’optimisation et la standardisation des protocoles expérimentaux, incluant les paramètres d’administration du produit, les conditions environnementales et les variables biologiques, contribueront à réduire la variabilité interindividuelle et à renforcer la cohérence des résultats. Enfin, une attention particulière sera portée à la qualité des soins et à la compétence des expérimentateurs afin d’assurer le bien être des animaux tout au long de l’étude.
Raffinement
Un suivi quotidien rigoureux des animaux sera mis en place afin de détecter précocement tout signe de stress, d’inconfort ou d’effet indésirable lié aux procédures expérimentales. Cette surveillance s’inscrit dans une approche proactive reposant sur des points limites adaptés aux modèles utilisés et aux interventions réalisées, permettant d’identifier rapidement toute altération du bien‑être et de déclencher sans délai des mesures appropriées afin de prévenir toute souffrance. Les animaux seront hébergés dans des conditions conformes à leurs besoins physiologiques et comportementaux, avec un logement en groupe pour les rongeurs dans des cages enrichies. Les rongeurs auront un accès ad libitum à l’eau et à la nourriture. Chez les lapins juvéniles, une alimentation ad libitum sera maintenue durant la phase de transition (environ dix jours), puis un rationnement adapté sera appliqué selon les recommandations en vigueur. L’environnement sera enrichi (abris ou mezzanine selon l’espèce, matériaux à ronger, supports favorisant l’exploration) afin de préserver un bon équilibre comportemental et psychologique. Certaines procédures nécessiteront une anesthésie générale, notamment pour l’administration de traitements ou des examens exigeant une immobilité stricte ; une anesthésie locale pourra y être associée si pertinent. Une analgésie pré‑opératoire sera mise en œuvre dans une logique préventive, et une antibioprophylaxie locale pourra être ajoutée en fonction du risque infectieux. Le suivi reposera principalement sur des techniques non invasives permettant une évaluation répétée de la structure et de la fonction oculaires. Lorsque nécessaire, une anesthésie légère et brève sera utilisée. Après chaque anesthésie, les animaux seront maintenus sur un support chauffant avec hydratation oculaire jusqu’au réveil, puis replacés dans leur environnement habituel afin de limiter le stress. Le projet s’inscrit dans une démarche de raffinement continu, intégrant l’ajustement des pratiques sur la base des observations cliniques et comportementales et l’application de seuils d’intervention adaptés. Il a été validé par un comité d’éthique et sera suivi par la structure dédiée au bien‑être animal, garantissant la conformité réglementaire et la pertinence des mesures mises en œuvre.
Choix des espèces
Ces espèces offrent une grande flexibilité pour les suivis longitudinaux, la biométrie, l’imagerie oculaire et l’analyse fonctionnelle ou moléculaire. Leur physiologie oculaire connue contribue à la reproductibilité des observations et à la comparabilité des données avec d’autres études précliniques. Le choix du rat, de la souris et du lapin s’inscrit dans une démarche scientifique et éthique visant à maximiser la pertinence biologique tout en respectant les principes de réduction du nombre d’animaux. Leur complémentarité permet d’aborder la croissance oculaire à différentes échelles anatomiques. Les animaux seront inclus à un stade juvénile (période s'étendant à quelques jours pour les rongeurs à quelques semaines pour les lapins) correspondant à une période de croissance oculaire active, durant laquelle les tissus comme la rétine, la choroïde et la sclère présentent une plasticité élevée tout en étant suffisamment matures pour répondre aux manipulations expérimentales. Cette phase est essentielle pour étudier l’évolution de la croissance axiale et les effets d’un traitement administré par voie oculaire ou systémique chez des rats, des souris et des lapins. À ce stade, la présence de la mère reste indispensable pour les rongeurs. Les animaux pourront ainsi être reçus avec leur mère, ou issus de femelles gestantes dont la mise bas aura lieu directement dans l’établissement. Lorsque les petits seront suffisamment autonomes, les mères seront progressivement séparées et pourront être réutilisées dans un autre projet si leur état le permet. Pour les lapins, la période d'intérêt étant plus importante, la présence de la mère ne sera pas nécessaire.
Mise en place d’une méthode alternative pour le suivi longitudinal du passage d’anticorps dans le cerveau, visant à réduire l’utilisation de souris
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Oncologie
- Système nerveux
Opérées puis soumises à cent minutes de tests d'activité locomotrice, 88 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Une puce mesure leur température pour suivre le passage d'anticorps vers le cerveau. Le projet s'intitule mise en place d'une méthode alternative pour réduire l'utilisation de souris, et annonce jusqu'à 80 % d'animaux en moins que les méthodes classiques. Il tue malgré tout 88 souris, dont les ovaires et le cerveau sont prélevés, et sert de base à un projet plus large.
Objectifs
Dans cette étude pilote, nous voulons savoir si les anticorps que nous développons peuvent atteindre leur cible dans le cerveau chez la souris. L’objectif est de mettre en place une méthode alternative qui permet de suivre en temps réel le passage de ces anticorps grâce à une puce mesurant la température sur plusieurs heures, sans devoir sacrifier des animaux à chaque mesure. Cette étude permettra de tester si la technique fonctionne, quel anticorps est le plus efficace, quelle dose utiliser et quelle voie d’administration est la meilleure.
Bénéfices attendus
Le bénéfice de cette étude pilote est de mettre en place une nouvelle méthode qui réduit le nombre d’animaux utilisés tout en permettant de mesurer plus efficacement si les anticorps atteignent le cerveau. Cette étude servira de base pour un projet plus large visant à montrer les effets bénéfiques de ces anticorps sur les troubles du spectre autistique et la maladie d’Alzheimer.
Procédures
Les souris seront soumises à une procédure chirurgicale (une fois, 15 minutes par animal) et effectueront des tests de comportement (100 minutes par animal) pour mesurer leur activité locomotrice. Une administration (1 min) sera réalisée. Les animaux recevront une dose d’antalgiques et d’anesthésiques (1 min) avant leur mise à mort.
Impact sur les animaux
La contention, l’injection des anticorps et le test de comportement peuvent entraîner un léger stress pour l’animal. Les souris seront soumises à des procédures chirurgicales pouvant entraîner une diminution transitoire de leur bien-être et, très rarement, des infections.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés et les organes prélevés pour l’étude directement (ovaires) mais aussi pour des études ultérieures (cerveau).
Remplacement
Les anticorps sont d’abord développés et testés sur des cellules en laboratoire. Seuls les 5 plus prometteurs seront évalués dans cette étude pilote chez la souris. Il n’existe pas de méthode alternative pour mettre en place cette technique, car elle nécessite un organisme vivant entier, depuis l’injection des anticorps jusqu’à l’observation de leurs effets sur la température, afin de démontrer leur passage dans le cerveau.
Réduction
Cette étude pilote consiste justement à mettre en place une méthode alternative pour réduire le nombre d’animaux utilisés (jusqu’à 80 %) par rapport aux méthodes classiques. Nous avons optimisé le nombre d’animaux pour obtenir des résultats pertinents, reproductibles et statistiquement valides.
Raffinement
L’environnement des souris est enrichi et renouvelé régulièrement pour optimiser le maintien de leur chaleur corporelle et de leur bien-être. Les injections et les tests de comportement seront réalisés dans une pièce calme et faiblement éclairée, et seront les plus brefs possibles afin de minimiser l’inconfort et l’anxiété des animaux. De plus, les animaux seront habitués à cette pièce et au contact des expérimentateurs, notamment afin de vérifier leur état de santé. Les souris soumises aux procédures chirurgicales seront traitées avec des antidouleurs jusqu’à leur rétablissement pour limiter leur douleur et, comme pour tout changement chez un animal, feront l’objet d’une surveillance renforcée. Des points limites adaptés à chaque procédure ont été mis en place et seront appliqués.
Choix des espèces
Les souris sont de petits animaux sociaux, et dont les comportements sont proches de ceux de l’homme. Notre but est d’étudier les effets bénéfiques des anticorps dans les modèles de souris des troubles autistiques et la maladie d’Alzheimer, qui impactent fortement la qualité de vie chez l’homme. À l’heure actuelle, les quantités d’anticorps produites dans notre laboratoire sont compatibles avec une utilisation chez la souris adulte âgée de 2 mois, ayant un cerveau mature.
Organisation spatiale d’une protéine impliquée dans le glioblastome et effet de son inhibition sur l’immunité cérébrale
- Recherche appliquée
- Cancers
Implantées dans le cerveau avec des cellules cancéreuses, 140 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère, toutes tuées à l'issue. L'étude cherche où agit une protéine du glioblastome et teste un anticorps la ciblant, seul ou avec une immunothérapie. La tumeur peut provoquer douleurs, céphalées et perte de poids, et des points limites déclenchent la mise à mort des souris dont l'état se dégrade. Les animaux sans tumeur sont eux aussi tués pour éviter tout développement tardif.
Objectifs
Les chercheurs ont identifié une protéine qui joue un rôle important dans le développement et la résistance du glioblastome, un cancer du cerveau particulièrement agressif. Cette étude vise à comprendre où et comment cette protéine agit dans la tumeur, afin de mieux expliquer l’apparition de la maladie. Elle permettra également d’évaluer l’efficacité d’un traitement innovant, basé sur un anticorps ciblant cette protéine, utilisé seul ou en association avec une immunothérapie, et d’en mesurer l’impact sur les défenses immunitaires du cerveau.
Bénéfices attendus
Le cancer du cerveau étudié dans cette étude est l’une des plus fréquentes tumeur originaire du cerveau, et en dépit des efforts de la recherche, cette pathologie reste incurable. Les traitements actuels sont très délétères et la survie des patients après diagnostic est de 12-18 mois. Cette étude évaluerait l’efficacité d’un nouveau traitement.
Procédures
Les souris subiront différentes manipulations chaque semaine pour des pesées (3x/semaine
Impact sur les animaux
Toutes les manipulations (pesées, traitements) peuvent entrainer du stress durant le temps des contentions ainsi que pour l'anesthésie (endormissement et réveil) lors de la chirurgie et des imageries. Les nuisances liées à une procédure chirurgicale (douleurs au niveau de la plaie, céphalées).
Devenir
Tous les animaux porteurs de tumeurs seront mis à mort en fin de procédure expérimentale selon les critères décrits dans le projet afin de pouvoir récolter différents organes et/ou les tumeurs pour des analyses biologiques. Les animaux non porteurs ne pourront pas être réutilisés et devront également être mis à mort afin d'éviter un développement de tumeurs de manière tardive.
Remplacement
La protéine d’intérêt étudiée est impliquée dans plusieurs mécanismes associés aux tumeurs qui nécessitent donc la présence de multiples populations cellulaires en interactions complexes. Les cancers du cerveau se caractérisent par la diversité des cellules qui les composent ainsi que toutes les interactions entre elles = microenvironnement tumoral. Ces éléments sont nécessaires à la compréhension de l’impact de notre protéine d’intérêt. D’après les publications scientifiques, cette diversité n’est pas retrouvée dans les cultures cellulaires (qui contiennent en général un nombre très limité de types cellulaire différents) mais uniquement dans les tumeurs chez la souris où l’on retrouve un microenvironnement tumoral complet avec tous les types cellulaires comme les cellules cancéreuses, les cellules immunitaires, les cellules des tissus touchés par ce type de cancer. Les tests précliniques sont aussi indispensables pour valider la capacité d’un nouvel outil thérapeutique à atteindre la tumeur au niveau du cerveau (organe protégé par une multitude de barrières physiologiques), et vérifier son efficacité seul ou en combinaison avec des traitements anti-cancéreux existant comme l’immunothérapie pour élaborer de nouvelles stratégies de traitement.
Réduction
Le nombre de groupe et l’effectif de chaque groupe d’animaux a été réduit au maximum en se basant sur la littérature et l’utilisation de tests statistiques, notamment pour caractériser l’expression spatiale de la protéine d’intérêt au niveau du cerveau des souris.
Raffinement
Les souris ont une période d’habituation aux expérimentateurs qui vont suivre le protocole. Les souris seront élevées et hébergées par groupes, avec un milieu enrichi pour améliorer leur bien-être (maison en carton, coton). Tout au long de notre expérience, le suivi rigoureux des animaux (pesées, suivi de la croissance tumorale etc.) plusieurs fois par semaine permettra la recherche de tout signe de souffrance. Des points limites adaptés sont mis en place au-delà desquels, si aucun moyen de correction de la douleur n’a été efficace, les souris sont mises à mort. L’implantation intracrânienne, les injections et le suivi de croissance tumorale sont réalisés par du personnel qualifié afin de réduire au maximum le temps de manipulation et le stress des animaux avec au besoin anesthésie et antidouleurs adaptés.
Choix des espèces
La souris sera le modèle dans ce protocole, nous utiliserons des mâles et femelles à 8 semaines pour induire la formation de tumeurs d’une manière proche à ce type de tumeurs chez l’Homme, puis nous suivrons cet avancement chez les mêmes individus. La souris est utilisée car elle permet de maintenir la diversité cellulaire dans les tumeurs qui est nécessaire à l’étude de notre protéine d’intérêt. De plus cette protéine n'est pas exprimée dans toutes les espèces mais on retrouve une forte ressemblance entre la forme humaine et murine, justifiant encore l'usage des souris. En dernier lieu, le modèle murin est compatible avec une étude en laboratoire en raison de sa petite taille, de sa manipulation aisée et des nombreux outils destinés à l'analyse des tumeurs qui n'existent pas tous pour d'autres espèces que l'homme et la souris.
Role postnatal de Usp28 dans les muscles squelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Pour savoir si un gène répare les micro-lésions du muscle adulte, 96 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Le gène est éteint par un vecteur viral injecté sous anesthésie, puis les souris sont poussées à courir sur un tapis incliné jusqu'à soixante minutes d'effort intense provoquant des lésions musculaires, avec des stimulations pour les relancer si elles s'arrêtent. Chez chaque souris, une patte part en histologie et l'autre en biochimie, et toutes sont tuées pour prélever les muscles. Les applications annoncées, mieux soigner les blessures sportives ou la faiblesse liée à l'âge, sont repoussées au long terme.
Objectifs
Les muscles squelettiques nous permettent de bouger, respirer et maintenir notre posture. Ils contiennent des unités contractiles appelées sarcomères, qui génèrent la force nécessaire au mouvement. Lors d’activités normales ou d’exercice, ces sarcomères peuvent être endommagés. En général, le muscle répare rapidement ces micro-lésions pour maintenir sa force. Si ce processus de réparation échoue, cela peut entraîner une faiblesse musculaire, une mobilité réduite et un risque accru de blessures. Nous avons précédemment identifié un gène d’intérêt comme un régulateur potentiel de ce mécanisme de réparation. Les souris dépourvues de ce gène dès la naissance présentent des muscles plus faibles et davantage de dommages après l’exercice, mais nous ne savons pas si cela est dû à des effets développementaux ou à un rôle direct dans la réparation du muscle adulte. Pour répondre à cette question, nous allons supprimer ce gène spécifiquement dans les myofibres adultes en utilisant un vecteur viral inoffensif. Nous évaluerons ensuite la capacité de ces muscles à se réparer après un exercice contrôlé. Cela nous permettra de déterminer si notre gène d’intérêt joue un rôle direct dans la réparation des dommages aux sarcomères.
Bénéfices attendus
Cette étude fournira des informations importantes sur la manière dont les muscles squelettiques adultes maintiennent leur structure et leur fonction sous stress mécanique. En clarifiant le rôle de notre gène d’intérêt dans la réparation des sarcomères, nous visons à identifier les mécanismes moléculaires qui soutiennent l’entretien normal du muscle. À long terme, ces connaissances pourraient informer des stratégies pour améliorer la réparation musculaire chez les personnes souffrant de blessures sportives, de maladies musculaires ou de faiblesse musculaire liée à l’âge. Améliorer la capacité de réparation des muscles pourrait contribuer à une meilleure mobilité, une récupération plus rapide et une qualité de vie améliorée.
Procédures
Injection d’analgésique, d’anesthésique et d'antidote à l'anesthésique: ces injections sont très rapides, elles ne durent que quelques secondes chacune. Injection d’un vecteur viral chez des souris âgées d’au moins 10 semaines : Les injections seront réalisées sous anesthésie générale et analgésie afin de minimiser l’inconfort. L’injection est rapide, elle ne dure pas plus de 30 secondes. Protocole d’exercice excentrique: Le programme d’exercice réalisé par les animaux est un modèle d’activité physique intense. Il s’agit d’une procédure qui induit des lésions musculaires pouvant provoquer un niveau d’inconfort musculaire important passager. Cet exercice est réalisé une seule fois, il comprend 3 jours de 15 à 20 min de course d’habituation sur tapis roulant légèrement incliné suivi d’un jour de course de 60 min maximum comparable à un exercice physique intense. L’animal reçoit des stimulations légères et brèves pour le motiver à courir s’il s’arrête. Si l’animal ne court pas pendant plus de 5 secondes le test est arrêté.
Impact sur les animaux
Les souris déficientes pour le gène d'interêt dans les muscles (mutant injecté avec le vecteur viral) devraient être en bonne santé et ne devraient pas présenter de phénotype visuellement apparent. Toutefois, d’après nos études précédentes, elles peuvent présenter une légère faiblesse musculaire et une susceptibilité accrue aux dommages induits par l’exercice. Néanmoins, ces effets n’entraînent pas de détresse significative ni d’altération des fonctions de base. Les injections intramusculaires de vecteurs viraux seront réalisées sous anesthésie générale et analgésie afin de minimiser l’inconfort et un antidote à l'anesthésique sera administré pour accélerer et améliorer le reveil. Cette procédure peut provoquer une douleur locale légère et transitoire au site d’injection. Le protocole d’exercice excentrique induit des dommages modérés aux sarcomères physiologiques, pouvant entraîner une gêne musculaire temporaire, sans provoquer de détresse durable.
Devenir
Pour parvenir à des conclusions scientifiques solides avec le nombre minimal d'animaux utilisés, nous collecterons les biopsies musculaires de tous les animaux à la fin de chaque procédure. Par conséquent, nous ne réutiliserons pas, ne remplaçons pas et ne ferons pas adopter les animaux.
Remplacement
Les mécanismes de dommage et de réparation des sarcomères impliquent des forces mécaniques complexes ainsi que des réponses coordonnées des myofibres pleinement développées. Ces processus ne peuvent pas être reproduits in vitro à l’aide de cellules musculaires en culture, qui ne possèdent pas une organisation sarcomérique mature, ni modélisés de manière fiable in silico. Par conséquent, des études in vivo chez la souris adulte sont indispensables pour atteindre les objectifs de recherche de ce projet.
Réduction
L’injection intramusculaire de vecteur viral permet d’induire la délétion génique chez les souris adultes, évitant ainsi la nécessité de croiser des lignées mutantes supplémentaires et réduisant considérablement le nombre total d’animaux utilisés. Les deux membres d’une même souris seront utilisés pour différentes analyses (un muscle pour l’histologie et le controlatéral pour un test biochimique) afin de maximiser les données obtenues à partir de chaque animal. Nous utiliserons des groupes composés de 8 femelles et 8 mâles, ce nombre d’animaux (n = 8) est fondé sur des expériences antérieures ayant démontré une puissance statistique suffisante pour détecter des différences physiologiques dans les processus de lésion et de réparation musculaires. Nous utiliserons 6 groupes de 16 individus (8 mâles et 8 femelles) par groupe soit un total de 96 souris comprenant les animaux contrôles et les expérimentaux (traités avec un vecteur viral vide ou traités avec le vecteur expérimental), 2 points temporelles après exercice ainsi que des animaux sans exercice. Les resultats seront analysés en utilisant les statistiques appropriées.
Raffinement
Les souris sont hébergées dans des conditions réglementaires, conformes à la réglementation en vigueur relative à la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques. Les injections intramusculaires seront effectuées sous anesthésie générale et analgésie. La profondeur de l’anesthésie sera contrôlée par l’absence du réflexe en pinçant des orteils. Les souris seront placées sur un tapis chauffant pendant la phase de réveil, et leurs yeux seront protégés à l’aide d’un gel ophtalmique. Un antidote à l'anesthésie sera administré pour accéler et améliorer le reveil. Une surveillance post-injection sera effectuée quotidiennement pendant les 3 premiers jours, puis 2 à 3 fois par semaine par la suite. La surveillance comprend l’observation de l’état de santé général (motricité, apathie, aspect du pelage, aspect physique, vigilance, interaction sociale, toilettage). Le niveau de douleur sera évalué grâce à la fiche d'évaluation de la douleur fournie en annexe. Les manipulations seront réalisées à l’aide de tunnels afin de réduire le stress, et du matériel de nidification sera fourni pour l’enrichissement environnemental. L’exercice excentrique devrait provoquer uniquement un inconfort léger et transitoire. Les souris seront étroitement surveillées après la séance d’exercice pour détecter toute démarche anormale, boiterie ou réduction de l’activité. En cas de douleur de niveau 1 (légère boiterie), d'un anti-inflammatoire sera administré une fois par jour. Pour une douleur de niveau 2 (altération marquée de la mobilité), la dose d'anti-infammatoire sera augmentée. En cas de douleur de niveau 3 ou de détresse sévère, les animaux recevront une injection combinée d'anti-inflammatoire et d'analgésique et si leur état dne s'améliore pas sous 48h, alors ils seront immédiatement mis à mort.
Choix des espèces
Les souris constituent le modèle le plus approprié pour ce projet. Nos études précédentes sur notre gène d'interêt ont été réalisées chez la souris, fournissant une base de référence bien définie pour l’interprétation des phénotypes. Les outils génétiques utilisés dans cette étude, notamment la lignée mutante d'interêt et les vecteurs viraux utilisés, sont déjà établis et optimisés chez cette espèce. De plus, la physiologie du muscle squelettique de la souris est bien caractérisée et présente de fortes similitudes structurelles et fonctionnelles avec celle du muscle humain, ce qui en fait un modèle largement reconnu pour l’étude de la réparation des sarcomères et de la biologie musculaire. L’utilisation de la souris permet de combiner une manipulation génétique précise avec des analyses physiologiques et éthiquement maîtrisable. Toutes les injections seront effectuées sur des souris mutantes âgées de 10 à 12 semaines, correspondant à l’âge adulte. À ce stade, les muscles squelettiques sont pleinement développés et physiologiquement stables, ce qui permet d’étudier la réparation des sarcomères dans un contexte mature, plutôt que pendant la croissance développementale. L’utilisation d’animaux adultes garantit également une anesthésie sûre et efficace et réduit la variabilité de l’efficacité de la transduction virale, puisque des titres de vecteurs viraux plus faibles sont suffisants à cet âge. De plus, cette tranche d’âge est cohérente avec les études précédentes, permettant une comparaison directe des résultats avec les données de référence existantes.