Formation professionnelle
Formation pratique aux activités d’évaluation d’agents hémostatiques sur modèle porcin
- Formation professionnelle
20 cochons vont être utilisés, opérés sous anesthésie et tués avant tout réveil, dans des procédures menées sous anesthésie générale. Chacun subit une chirurgie du rachis, laminectomie ou abord par laparotomie, non pour produire des connaissances mais pour entraîner des neurochirurgiens à maîtriser les saignements. Le porteur justifie le recours à l'animal par l'impossibilité de reproduire un flux artériel réel sur simulateur. Il résume les bénéfices à une formule brève, "importants pour les futurs patients".
Objectifs
Le projet a pour objectif de former les chirurgiens (neurochirurgiens) aux techniques permettant de limiter les saignements en cours de procédure et à l’utilisation d’agents hémostatiques limitants le saignement peropératoire.
Bénéfices attendus
Le but du projet est de permettre aux chirurgiens de se former à l’utilisation d’agents hémostatiques. Les bénéfices sont importants pour les futurs patients.
Procédures
La veille du traitement, les animaux seront mis à jeun pour la nuit. Le jour du traitement, les animaux seront placés sous anesthésie générale et sous antalgiques. le premier animal sera opéré dans les conditions d’une laminectomie dorso-lombaire, et le deuxieme animal sera opéré selon un abord antérieur du rachis lombaire par laparotomie ou lombotomie . Au cours de ces deux interventions, la démonstration des différentes techniques destinées à maitriser les saignements peropératoires telles que le tamponnement ou la coagulation bipolaire mais aussi le recours possible à certains agents hémostatiques en cas de saignement plus difficile à contrôler sera faite.
Impact sur les animaux
La procédure se déroulera sous anesthésie générale et aucune nuisance ou effet indésirable n’est attendu pour l’animal.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure.
Remplacement
Pour l'apprentissage de la gestion de l'hémostase, il est nécessaire de travailler dans des conditions réelles de flux artériel qui sont actuellement impossibles à reproduire sur simulateur.
Réduction
Afin de limiter le nombre d’animaux impliqués dans les formations, plusieurs techniques sont appliquées sur chaque animal.
Raffinement
Les porcs arrivent sur place une semaine avant la procédure pour leur permettre de s’habituer aux lieux et ainsi de diminuer leur stress. Pour leur bien-être, ils sont hébergés ensemble dans un box d’une superficie de 5,3m², agrémenté de jouets, sur une litière de copeaux de bois ou de paille. En cas de température inférieure à 10 degrés dans l’animalerie, un système de chauffage individuel est activé. Durant la procédure, les animaux sont sous anesthésie générale (AG) et sous antalgiques pour éviter des souffrances à l’animal.
Choix des espèces
Le modèle choisi est le porc, car l'anatomie et la physiologie de leur rachis est comparable à celle de l'homme. Les porcs utilisés seront des animaux de 50 kg environ (soit entre 3 et 4 mois) pour leur proximité anatomophysiologique avec l’homme.
Formation à la perfusion ex vivo du greffon cardiaque sur machine
- Formation professionnelle
20 porcs vont être utilisés dans des procédures menées sous anesthésie, les animaux étant tués avant tout réveil. Leur coeur est prélevé puis perfusé sur machine, pour entraîner des équipes chirurgicales et médicales à la conservation d'un greffon cardiaque ex vivo, non pour produire des connaissances. Le porteur décrit cette formation comme "indispensable" avant de lancer un programme clinique chez l'humain. Il affirme qu'aucun modèle alternatif ne reproduit les conditions d'un coeur humain et justifie le choix du porc par sa physiologie circulatoire proche.
Objectifs
La perfusion cardiaque ex-vivo requiert une formation spécifique, à la fois chirurgicale et de réanimation, cette discipline étant innovante et actuellement non enseignée par des formations académiques diplômantes. Seule l’expérimentation sur modèle animal permet de reproduire les conditions anatomiques et physiologiques proches de l’homme afin de former les équipes médicales à la technologie de préservation du cœur sur machine de perfusion ex vivo. La formation à la perfusion ex-vivo cardiaque sous la direction de la société fabricant ce dispositif comporte une formation théorique au principe de cette technologie, et une formation pratique sur modèle de cœur porcin perfusé ex vivo. Il s’agit d’une formation indispensable avant de débuter un programme clinique de perfusion cardiaque ex vivo chez l’homme, à la fois pour appréhender les contraintes techniques chirurgicales, et pour s’initier à la surveillance et à l’entretien de la perfusion normothermique au sang d’un organe isolé.
Bénéfices attendus
Le principal bénéfice attendu du projet est la formation des équipes chirurgicales et médicales à la perfusion cardiaque ex-vivo. Il s’agit d’une formation indispensable avant de débuter un programme clinique de perfusion cardiaque ex vivo chez l’homme, à la fois pour appréhender les contraintes techniques chirurgicales, et pour s’initier à la surveillance et à l’entretien de la perfusion normothermique au sang d’un organe isolé.
Procédures
Préservation du greffon cardiaque sur machine de perfusion ex vivo : prélèvement cardiaque, instrumentation et perfusion ex vivo au sang
Impact sur les animaux
L’ensemble des procédures expérimentales sera réalisé sous anesthésie générale. A aucun moment l’animal ne sera conscient ni susceptible de ressentir la douleur.
Devenir
L'ensemble des procédures impliquent l'explantation du coeur ce qui rend la réutilisation, le replacement ou l'adoption des animaux inenvisageable.
Remplacement
La technologie de perfusion cradiaque ex-vivo en vue d'une transplantation est une perfusion normothermique au sang qui fait reprendre une activité cardiaque avec des battements. Il est donc nécessaire pour l’apprentissage de cette technique d’utiliser des organes prélevés sur modèle animal. Il n’existe en effet aucun autre modèle alternatif capable de reproduire les conditions biologiques, anatomiques et physiologiques d’un cœur humain.
Réduction
Afin de réduire le nombre d’animaux nécessaires pour ce projet à visée éducative, cette formation est réalisée dans un centre ayant à la fois une expertise en expérimentation animale et en perfusion d’organe ex vivo. Ainsi depuis 2019 nous réalisé plus de 50 procédures de perfusion ex vivo de cœur porcin sur machine et 8 procédures en pratique clinique. Cette double expertise permet de réduire le risque d’échec de la procédure à visée éducative. Les chirurgiens de notre équipe réaliseront les procédures sur l’animal et la mise en place du cœur sur le dispositif de perfusion ex-vivo, à la fois pour raison règlementaire et pour éviter tout échec en lien avec l’inexpérience de l’équipe en formation.
Raffinement
Respect d’une période d’acclimatation d’une semaine minimum entre l’arrivée à l’animalerie du laboratoire et l’inclusion dans le protocole de recherche. Hébergement en groupe de deux pour favoriser le contact régulier entre congénères. Environnement enrichi avec : promenade régulière, planche à gratter, distributeur de nourriture. Evaluation quotidienne du bien être animal selon plusieurs grilles d'avaluations. Ce protocole ne comprend aucune procédure ou acte invasif sur un animal conscient (anesthésie générale sans réveil).
Choix des espèces
Le modèle animal choisi est le porc. Le porc présente une physiologie circulatoire proche de celle de l’homme (Fréquence cardiaque proche de 100/min, débit cardiaque entre 3,5 et 4 L/min pour un poids de 50 kg). Par ailleurs son anatomie cardiovasculaire facilite la réalisation de la coronarographie et des canulations artérielle et veineuse nécessaires pour sa perfusion isolée ex vivo. Cette convergence permet une adaptation optimale de l’espèce à la formation et limitera au minimum le nombre d’animaux tests (échec techniques). Les animaux utilisés dans le protocole expérimental sont des porcs de 60 kg. A ce stade de développement les porcs ont un système circulatoire très proche de l’homme et leur gabarit permet une modélisation chirurgicale optimale
Formation aux gestes techniques pour l’administration de composés et le prélèvement sanguin chez le rongeur
- Formation professionnelle
Rats : 500
Cochons d'Inde : 100
1 100 rongeurs, soit 500 souris, 500 rats et 100 cochons d'Inde, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils servent à entraîner des expérimentateurs aux gestes d'administration de substances et de prélèvement sanguin, lors de séances de deux à trois heures répétées selon l'habileté de chaque stagiaire. Le porteur reconnaît que des gestes mal maîtrisés par des personnes novices peuvent produire une contention prolongée, du stress et des gestes plus douloureux. Il affirme qu'aucune méthode ne peut remplacer l'animal pour cette formation et qu'un même animal sert à apprendre plusieurs gestes avant d'être tué.
Objectifs
L’objectif de ce projet est de former les expérimentateurs aux gestes techniques pour l’administration de composés et le prélèvement sanguin chez le rongeur.
Bénéfices attendus
Le projet permettra de former les nouveaux arrivants dans notre société et de s’assurer qu’ils maîtrisent parfaitement les gestes d’administration de composés et de prélèvements sanguins avant de les laisser travailler en autonomie.
Procédures
Les animaux subiront des administrations d’eau de boisson pour les administrations per os et de liquide physiologique pour toutes les autres voies d’administration. Des prélèvements sanguins seront également réalisés sur tous les animaux en fonction des gestes techniques à apprendre. La durée de cette formation donc des gestes techniques appliqués sur les animaux dépendra de l’habilité de chaque collaborateur. Il semble cohérent de prévoir des séances d’entraînement de 2 à 3 heures environ par jour où tous les gestes à apprendre peuvent être combinés.
Impact sur les animaux
Ce projet est réalisé pour valider ou former de nouveaux collaborateurs aux gestes techniques d’administration de substances et de prélèvements sanguins. Ces personnes pouvant être novices, il est possible que certains gestes techniques encore mal maitrisés produisent une légère nuisance aux animaux (contention un peu longue par rapport à une personne plus habituée, stress de l’expérimentateur ressenti par l’animal, geste un peu plus douloureux car en apprentissage…). Cependant, dans un premier temps, les gestes à apprendre seront réalisés avec un formateur afin de limiter tout stress à l’animal.
Devenir
A l’issue de la procédure, les animaux seront euthanasiés.
Remplacement
Aucune méthode substitutive ne permet actuellement de remplacer l’animal pour réaliser la formation de la réalisation des gestes techniques d’administration ou de prélèvement sanguins en reproduisant toutes les réactions physiologiques de l’animal lors des contentions, des administrations, des prélèvements et lors des anesthésies.
Réduction
Nous avons établi une stratégie d’expérimentation nous permettant dans la mesure du possible, de réduire le stress de l’animal ainsi que la douleur. En effet, la personne sera formée par un autre collaborateur expert dans tous les gestes à apprendre afin de lui enseigner les bonnes techniques de contention, les bons gestes techniques afin de réduire au maximum le stress chez l’animal. De plus, le formateur adaptera la formation en fonction de chaque collaborateur (besoin de plus de temps si besoin pour apprendre la contention, le rapport à l’animal…). Sachant qu’un même animal pourra être utilisé pour apprendre différents gestes techniques, ceci permet de réduire le nombre d’animaux utilisés.
Raffinement
Dès leur arrivée dans la zone d’exploration fonctionnelle, les animaux seront hébergés dans des conditions définies par la directive européenne 2010/63/UE et un enrichissement sera introduit dans l’hébergement des animaux. L’état des animaux sera suivi quotidiennement par du personnel compétent afin de s’assurer de leur bien-être et de l’absence de point limite à savoir prostration, perte de poids, difficulté à se mouvoir, s’alimenter, boire, piloérection, présence de blessure, Si un animal présentait un point limite, il serait isolé dans un premier temps et hydraté et mis en présence de nourriture dans la litière si besoin. Si son état ne s’améliorait pas dans les 48h, les expérimentateurs compétents excluraient l’animal de l’étude et l’euthanasieraient. Toutes les procédures nécessitant une anesthésie des animaux seront réalisées avec des plaques chauffantes thermorégulées afin de maintenir la température corporelle des animaux et d’éviter toute hypothermie.
Choix des espèces
Les rats et les souris sont les animaux les plus utilisés dans notre société pour réaliser des études in vivo. Cependant nous utilisons également des cobayes et une formation à la contention et à la réalisation des gestes techniques peut être nécessaire selon chaque expérimentateur (trice). Nos projets d’études utilisant des animaux adultes, il sera préférable d’apprendre les gestes techniques sur des animaux adultes (de 6 à 8 semaines minimum).
Formation pour la réalisation de prélèvements sur les volailles, les porcs et les poissons
- Formation professionnelle
Poules : 100
Dindes : 50
Autres oiseaux : 50
Saumons : 150
450 animaux non-humains vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures classées en gravité légère : 150 truites, 100 porcs, 100 poulets, 50 dindes et 50 autres oiseaux. Chaque animal sert de support à la formation de personnel aux gestes techniques, écouvillonnages, prises de sang et injections, avec au maximum trois actes par individu. La mise à mort fait elle-même partie de la formation, non pour produire des connaissances mais pour entretenir les compétences d'expérimentateurs. Le porteur affirme que le remplacement complet par vidéos et modèles inertes n'est pas possible, la maîtrise des gestes ne s'acquérant selon lui qu'en pratiquant sur animal vivant.
Objectifs
Dans le cadre de l'expérimentation animale, les personnes accomplissant des actes vétérinaires sur les animaux doivent avoir les compétences techniques nécessaires pour le faire. Ces compétences sont acquises au cours de la formation initiale et doivent être maintenues régulièrement par des formations pratiques validées par l'établissement utilisateur (arrêté du 1er Février 2013). Les formations spécifiques en expérimentation animale officiellement reconnues proposent souvent des applications pratiques ciblées sur les modèles murins et peu étendues à d’autres espèces terrestres ou aquatiques, ce qui ne correspond pas aux besoins des essais expérimentaux sur animaux de rente. Le but de ce projet est de permettre aux personnes d'acquérir ou de perfectionner les bons gestes pour la réalisation des actes vétérinaires sur les volailles et/ou sur les porcs et les poissons (prélèvements, injections, anesthésie, mise à mort, …). Il comporte trois procédures : l'une pour les volailles (espèces poules ou poulets Gallus gallus, dindes et canards), l'autre pour les porcs (Sus scrofa) et la dernière pour les poissons (Truite arc en ciel Oncorhynchus mykiss). Les formations sont destinées aux personnes réalisant des actes vétérinaires lors d’essais mis en oeuvre par leur laboratoire.
Bénéfices attendus
La réalisation de gestes techniques sur les volailles, les porcs et les poissons est un enjeu majeur compte tenu des besoins dans la réalisation de multiples projets expérimentaux sur les animaux de rente. Offrir des conditions optimales à nos agents pour se former en amont de la réalisation des actes permet de disposer de personnes pouvant réaliser ces gestes avec la meilleure assurance possible lorsque cela est nécessaire. Cela constitue la meilleure garantie d’une prise en compte du bien-être des animaux et des manipulateurs au cours de ces interventions et leur est ainsi bénéfique.
Procédures
Pour la volaille, il s'agit : d'écouvillonnages, de prises de sang, d'injections ou d'instillations, de prélèvements de fiente. Pour les porcs, il s'agit : d'écouvillonnages, de prises de sang, de prélèvements de salive, d'injections. Pour les poissons, il s'agit : d'observations visuelles des comportements anormaux, de prises de sang, d'anesthésie, d'injections. Les actes décrits pour chacune des espèces sont des actes très brefs, n’excédant pas la minute pour les volailles et les porcs et 10 min pour les poissons (anesthésie). Le nombre d'actes maximum (tout acte confondu) est limité à 3 par animal, avec un temps de repos entre chaque prélèvement.
Impact sur les animaux
Les procédures ne devraient pas être à l'origine de souffrance prolongée pour les animaux. Les actes décrits pour chacune des espèces sont des actes très brefs (n’excédant pas la minute pour les volailles et les porcs, maximum 10 minutes pour les poissons (anesthésie) et sont, pour certains (ex : injection IP ou IM à un poisson) pratiqués sous anesthésie. Les formations sont journalières. Les animaux seront donc systématiquement mis à mort au plus tard, en fin de journée.
Devenir
La mise à mort fera partie de la formation.
Remplacement
Les personnes seront formées en premier lieu à l'aide de démonstration enregistrées en vidéo, afin de réduire le nombre d'animaux utilisés. Elles s'exerceront ensuite sur modèle inerte (lorsque disponible) avant de pratiquer sur animal vivant pour permettre d’acquérir plus de fluidité dans les gestes. Toutefois, le remplacement complet des animaux n'est pas possible, puisque le but de ce projet est la maîtrise des gestes et que celle-ci ne peut s'acquérir qu'en pratiquant.
Réduction
Les personnes seront formées en premier lieu à l'aide de démonstrations enregistrées en vidéo, afin de réduire le nombre d'animaux utilisés. Elles s'exerceront ensuite sur modèle inerte (lorsque disponible) avant de pratiquer sur animal vivant pour permettre d’acquérir plus de fluidité dans les gestes. Toutefois, la pratique sur animaux est indispensable pour l'acquisition de la maîtrise des gestes. Le nombre d’animaux utilisés sera néanmoins réduit au nombre minimum suffisant pour l’acquisition et la maîtrise des différents actes.
Raffinement
Le but de ce projet est le raffinement, permettant d'une part aux personnes de réaliser les actes avec les gestes les plus indolores et les moins stressants possibles pour les animaux ainsi que pour les manipulateurs et d'autre part à réduire les manipulations aux seuls actes utilisés lors des autres projets expérimentaux du laboratoire. Le produit qui sera injecté ou instillé sera un produit indolore (sérum physiologique). Pour les poissons, une injection de puce électronique sera également effectuée. La formation sera donnée par des personnes ayant une parfaite maîtrise des actes. Le personnel formé visualisera d'abord des enregistrements vidéo, s'exercera ensuite sur modèle inerte (lorsque disponible) avant de pratiquer sur animal vivant. Les animaux seront élevés en groupe, en cage, au sol ou en bassin et bénéficieront d'un enrichissement social. Ils auront à leur disposition des objets manipulables (porcs, volailles) ou des enrichissements (algues en plastique, cachettes) pour les poissons. Ils seront nourris selon leurs besoins et, pour les animaux terrestres, abreuvés à volonté. Ils seront examinés au cours d'une visite quotidienne tout au long de la période d'élevage.
Choix des espèces
Les espèces poule, dinde, canard, porc et poisson sont des espèces classiques de l’élevage d'animaux producteurs de denrées. L'âge des animaux sera fonction des besoins de la formation (liés aux essais prévus). Pour les volailles : ils vont de 1 jour (rare) à 5-7 semaines. Dans certains cas, les animaux pourront avoir 10-12 semaines. Pour les porcs : ils vont de 1 jour (rare) à 6 mois. Pour les poissons : ils seront âgés d'envion 6 mois (+/- 30g).
EDU PORC Formation pratique à l’anesthésie et à la chirurgie expérimentale sur modèle porcin
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
80 cochons vont être utilisés pour la formation de personnels à l'anesthésie et à la chirurgie, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré ou menées sous anesthésie sans réveil. Une moitié, employée aux travaux pratiques d'anesthésie, est réveillée puis réutilisable, l'autre subit des gestes chirurgicaux lourds comme une trachéostomie, une hépatectomie ou une splénectomie et est mise à mort sous anesthésie sans réveil. Un même animal sert à deux ou trois stagiaires. Le porteur affirme que la mise en condition réelle sur grands animaux reste "essentielle" et "fondamentale" pour l'apprentissage.
Objectifs
L’objectif de ce projet est de proposer des formations pratiques pour les personnels travaillant spécifiquement sur les gros animaux, avec un enseignement des principes de l’anesthésie et de la chirurgie sur le porc comme modèle. Les instruments et équipements utilisés sur les grandes espèces sont en effets différents de ceux utilisés chez les rongeurs et des formations adaptées aux grandes espèces sont nécessaires.
Bénéfices attendus
Les bénéfices apportés par l’utilisation d’animaux en TP sont liés la mise en situation réelle des apprenants pour la gestion de l’anesthésie, démonstrations de l’intérêt de l’oxygénation par exemple pour limiter les effets depresseurs d’une apnée, réanimation, gestes chirurgicaux dans un organisme vascularisé, rapports anatomiques spécifiques. Ceci permet d’apprendre et de mémoriser les bases et réflexes adaptés. Les techniques de chirurgie mini-invasive enseignées sont transposables à d’autres espèces de grande taille. Ce TP permet donc aussi de former les utilisateurs de gros animaux autres que le porc.
Procédures
Des procédures sur animaux anesthésiés sont enseignées sous la supervision de moniteurs qualifiés, dans le cadre de 2 TP (impliquant des animaux différents) : - Un TP anesthésie qui dure 2 à 3 heures, avec les gestes suivants : sédation par injection intramusculaire, pose de catheter sur veine périphérique, perfusion, intubation, monitoring per opératoire, oxygénation et apnée, prise de sang. Les animaux sont ensuite réveillés sous surveillance vétérinaire et réintègrent leur groupe social en animalerie. - Un TP chirurgie qui dure 4 heures durant lesquelles plusieurs gestes chirurgicaux sous anesthésie générale sont enseignés sur un même sujet (afin d’utiliser moins d’animaux) : pose de catheter central sous guidage échographique, trachéostomie, drain thoracique, chirurgie laparoscopique (coelioscopie) et sutures intra-abdominales, laparotomie, hépatectomie, gastrectomie ou splénectomie. A la fin du TP chirurgie, les animaux sont euthanasiés par injection de barbituriques, sans réveil de l’anesthésie générale.
Impact sur les animaux
Les animaux sont utilisés à but d’apprentissage de gestes, sous anesthésie avec analgésie, et avec euthanasie en fin d’intervention pour ceux soumis à des procédures chirurgicales. Les nuisances éventuelles sont liées à des incidents à l’anesthesie (difficultés à l’intubation, hématome lors de la pose de cathéter sur veine périphérique, réveil plus long) ou en cas de geste chirurgical mal maitrisé (saignement, atteinte d’organe vital…).
Devenir
Les animaux inclus dans la première procédure (TP anesthésie) ne subissent pas de dommages, ils sont réveillés et peuvent réintégrer l’animalerie avec leurs congénères. Après un temps de repos et sur avis vétérinaire, ils peuvent être réutilisés dans un autre projet. Les animaux inclus dans la deuxième procédure (TP chirurgie) ne sont pas réveillés, ils sont mis à mort sous anesthésie générale à la fin de l’intervention.
Remplacement
La plupart des apprentissages sont dispensés sans l’utilisation d’animaux vivants, en particulier pour l’initiation aux gestes techniques de base qui peuvent être expliqués sur video et enseignés sur organes isolés ou simulateurs. Tous les efforts sont faits pour remplacer l’animal par d’autres méthodes pédagogiques dès lors qu’elles permettent la même courbe d’apprentissage. La mise en condition réelle reste néanmoins encore essentielle pour l’apprentissage de l’anesthésie (contention, prémédication, pose de voie veineuse, intubation,perfusion, monitoring et réanimation) et de certains gestes de base en chirurgie (gestion per opératoire de l’animal, gestion intra corporelle des mouvements et saignements). La mise en condition sur grands animaux est une aide fondamentale dans l’apprentissage des conditions réelles de travail pour les personnels concernés.
Réduction
Un seul animal est utilisé pour 2 à 3 stagiaires, ils réalisent plusieurs gestes chirurgicaux sur un même sujet (mis à mort en fin de TP), ceci permet de réduire le nombre d’animaux utilisés au minimum nécessaire à l’atteinte de nos objectifs pédagogiques.
Raffinement
Les porcs utilisés pour les TP sont hébergés en groupe social dans de larges box, avec des conditions environnementales contrôlées en termes de température et d’hygrométrie. Ils disposent d’un abreuvement à volonté et de jeux à pousser, mâchouiller (balles, étoiles). Ils ont une période d’acclimatation avant d’être anesthésiés : ils sont lavés à l’eau tiède, contrôlés et nourris quotidiennement, ils reçoivent des récompenses pour être familiarisés à la présence humaine et aux manipulations (pesée, prise de température, palpation des toutes les parties du corps…). Toutes les interventions chirurgicales se feront sous anesthésie générale et analgésie, des points-limites ont été établis, en fin de TP chirurgie les animaux anesthésiés profondément ne sont pas réveillés, ils sont mis à mort par injection de barbituriques
Choix des espèces
Le choix de l’espèce porc répond à un besoin de formation spécifique émanant des personnels travaillant sur les grands animaux de laboratoire. L’adaptation des techniques et la réalisation d’interventions sur de grandes espèces (taille des instruments de chirurgie, matériel d’anesthésie…) nécessitent d’entrainer spécifiquement les manipulateurs. Les animaux utilisés en TP sont des porcs charcutiers de 3 à 5 mois, soit de 25 à 50 kg. Ils doivent être assez âgés pour supporter une anesthésie, de taille suffisante pour répondre aux objectifs pédagogiques et démontrer les gestes chirurgicaux dans de bonnes conditions.
Evaluation de la pharmacocinétique (absorption, distribution, métabolisme et élimination) de composés administrés à l’animal
- Formation professionnelle
- Tests réglementaires
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Rats : 1000
7 000 souris et rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils subissent la pose chirurgicale d'un cathéter veineux, des prélèvements sanguins répétés, un séjour en cage à métabolisme sur sol grillagé que le porteur reconnaît de dimensions inférieures à la réglementation, puis un prélèvement terminal sous anesthésie. Le projet sert à mesurer le devenir de médicaments candidats dans l'organisme, en partie dans un cadre de formation professionnelle. Le porteur affirme qu'il n'existe "pas de méthode substitutive" aux études pharmacocinétiques in vivo.
Objectifs
Après une phase de sélection basée sur des modèles informatiques et des tests cellulaires, les molécules répondant aux critères des programmes de recherche en termes d’efficacité et de sélectivité par rapport aux cibles étudiées, sont évaluées en utilisant des modèles in vitro dérivés de cellules ou de tissus animaux. Les molécules retenues sont ensuite caractérisées in vivo pour déterminer les paramètres pharmacocinétiques, dans un premier temps, dans les modèles utilisés en pharmacologie ou en toxicologie.
Bénéfices attendus
Les molécules retenues sont caractérisées in vivo pour déterminer les paramètres pharmacocinétiques, dans les modèles utilisés en pharmacologie, puis au fur et à mesure de la progression de la molécule dans le développement et en fonction du type de molécules testées (molécules biologiques ou petites molécules chimiques), de l’activité pharmacologique du produit et des espèces animales qui seront utilisées en toxicologie
Procédures
Prélèvements sur animaux vigiles : sang : 3 à 6 sur 24h ou bien 9 à 11 sur 28 jours dans le respect des volumes cumulés compatibles avec la pratique vétérinaire, urine-fécès : sur une durée de 24 à 168h maximum Procédure chirurgicale pour pose de cathéters veineux : environ 1h/animal Prélèvements terminaux sur animaux anesthésiés : sang, tissus, liquide céphalo-rachidien.
Impact sur les animaux
Les contraintes/douleurs attendues sont : - la mise à jeun : stress léger de courte durée suite à la mise à jeun. - l'implantation chirurgicale d’un cathéter veineux : douleur per et post opératoire et inconfort post-opératoire. l'administration du composé à tester : stress léger et inconfort transitoire. - le prélèvement urinaire en cage à métabolisme durée de 24 à 168h maximum : stress et inconfort lié à l’individualisation (rat uniquement), dimensions de la cage inférieures à la règlementation et sol grillagé. les prélèvements sanguins répétés : stress et inconfort de courte durée. - les prélèvements sous anesthésie terminale : douleur en cas de laparotomie. - le recueil biliaire après réception des animaux cathétérisés du fournisseur agrée sur 48h max : stress et inconfort car acclimatation réduite, dimensions de la cage inférieures à la règlementation et éventuellement sol grillagé. - le développement d’une pathologie (souris porteuses de tumeur, souris immunodéprimées, souris transgéniques ou non modèles de pathologie d’intérêt) : gêne lors de la croissance de la tumeur, infections opportunistes, impact sur le bien-être animal en fonction du modèle.
Devenir
Les animaux sont euthanasiés en fin d’étude afin de prélever les tissus et fluides pour évaluer la diffusion du produit étudié dans l’organisme.
Remplacement
Il n’existe pas à ce jour de méthode substitutive aux études pharmacocinétiques in vivo. Les tests in vitro et in silico permettent d’étudier certains aspects de la pharmacocinétique (absorption, métabolisme) mais ne peuvent pas fournir l’ensemble des éléments caractérisant le devenir du médicament dans un organisme vivant depuis son absorption jusqu’à son élimination
Réduction
Afin de limiter le recours aux animaux, les molécules testées in vivo sont sélectionnées sur la base des résultats obtenus dans les modèles cellulaires et informatiques. Le nombre d’animaux utilisés dans les études pharmacocinétiques est basé sur les lignes directrices ICH et se limite au strict nécessaire pour atteindre l’objectif scientifique. Dans le cas des études non réglementaires, une analyse biostatistique réalisée par un expert interne permet d’optimiser les effectifs et les designs d’étude. Par ailleurs, le développement de méthodes de dosage adaptées à des micro-volumes de sang permet de réaliser des prélèvements répétés chez un même animal - souris ou rat - et d’utiliser ainsi moins de rongeurs dans ce projet. La manipulation, les techniques d’administration et de prélèvement sont réalisées selon les bonnes pratiques vétérinaires.
Raffinement
Les conditions d’utilisation des animaux sont encadrées par des recommandations éthiques internes. Les animaux sont hébergés sur de la litière avec enrichissement du milieu. Aliment et eau sont distribués ad libitum et la pièce est éclairée selon un cycle 12h-12h. L’observation des animaux est faite quotidiennement par le personnel de l’animalerie et de l’étude dûment formé à la reconnaissance des signes cliniques en lien avec les services vétérinaires. Les prélèvements terminaux et au sinus rétro-orbitaire sont réalisés sous anesthésie et uniquement lorsqu’aucune autre voie de prélèvement est appropriée. Les cathétérisations sont réalisés sous anesthésie et analgésie adaptées et selon les techniques aseptiques. Les modèles transgéniques ou porteurs de tumeurs dont l’état général peut se dégrader sont suivis cliniquement avec l’application de point limites spécifiques
Choix des espèces
Concernant les études de pharmacocinétiques réglementaires, les espèces utilisées sont les mêmes que celles étudiées dans les études de pharmacologie de sécurité ou de toxicologies. Dans ce cadre, le choix de l’espèce est défini par les lignes directrices internationales (ICH, CHMP, FDA…) sur des bases scientifiques telles que : Les données de pharmacocinétique et métabolisme inter espèces Les résultats des études de toxicologie La cible thérapeutique visés Le(s) véhicule(s) envisagé(s) Dans le cas d’études non règlementaires, les études de pharmacocinétique sont effectuées pour caractériser des composés d’intérêt dans les modèles animaux en support de l’activité pharmacologique. Dans ce cadre, le choix de l’espèce dépend de la cible thérapeutique étudiée et des modèles pharmacologiques développés par les équipes de pharmacologie, à ce stade précoce essentiellement de souris ou des rats.
Formation du personnel et des nouveaux entrants au sein de notre établissement à la mise en œuvre des méthodes de prélèvements sanguins
- Formation professionnelle
Rats : 500
750 animaux non-humains, 250 souris et 500 rats, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sans réveil. Chaque animal enchaîne plusieurs techniques de prélèvement sanguin apprises par le personnel, de la queue à la veine sous-maxillaire puis au sinus rétro-orbital, avant un prélèvement terminal au cœur ou à l'aorte sous anesthésie. Ce projet ne produit pas de connaissances mais entraîne les expérimentateurs, avec des animaux surnuméraires d'élevages. Le porteur présente cette formation comme un moyen de "participer au bien-être animal" et affirme que le remplacement par un modèle in vitro n'est pas possible.
Objectifs
Ce projet porte sur la formation technique et la formation continue du personnel amené à utiliser les animaux dans les procédures expérimentales, sur l’apprentissage de nouvelles techniques et la mise à niveau des techniciens déjà formés. Les formations utilisant les animaux visent à améliorer les méthodes expérimentales, à assurer la qualité scientifique et à réduire les dommages subis par les animaux. Toutes les techniques réalisées sur chaque animal seront enregistrées et les délais de repos définis avec le vétérinaire seront respectés. Les conditions suivantes devront être respectées : - Les animaux seront en bon état général - Ce sont les animaux non-utilisés dans des procédures (animaux surnuméraires provenant d’élevages non génétiquement modifiés).
Bénéfices attendus
L’expérimentation animale nécessite une maitrise de différentes techniques de prélèvements. Il est important que les expérimentateurs connaissent parfaitement les techniques et puissent effectuer les prélèvements de façon précise et rapide afin d’éviter tout stress et douleur à l’animal. La formation de toutes les personnes concernées par ces processus est cruciale Cette demande de projet est faite pour fournir des informations correctes, complètes, à jour et pertinentes, accompagnée d’instructions adéquates afin de former de la meilleure façon le personnel et donc participer au bien-être animal. Dans cette demande de projet nous détaillerons les différents prélèvements effectués au sein de notre animalerie. Ces procédures seront appliquées lors des séances de formation et enseignées aux utilisateurs de l’animalerie afin de s’assurer de la bonne formation des personnes et donc de s’assurer que les prélèvements seront faits correctement et n’entraineront pas de douleur ou de stress chez l’animal.
Procédures
Les animaux seront soumis à des prélèvements de sang en respect avec la réglementation animale. Toutes les souris seront intégrées à la procédure 1« prélèvement sanguin au bout de la queue chez la souris et le rat » , procédure légère sans anesthésie, 5 prélèvements à une semaine d'écart. Elles intégreront ensuite la procédure 2« prélèvement sanguin à la veine submandibulaire chez la souris » légère sans anesthésie, 2 prélèvements à une semaine d'intervalle, puis la procédure 3 " prélèvement sanguin au sinus rétro orbital chez la souris et le rat »modérée avec anesthésie, 4 prélèvements avec une semaine d'intervalle puis la procédure 4 « prélèvement sanguin intracardiaque chez la souris et le rat » sans réveil sous anesthésie, 1 prélèvement terminal. Un premier lot de 250 rats intègreront la procédure 2 «prélèvement sanguin à veine submandibulaire chez la souris » , modérée sous anesthésie et ensuite la procédure sans réveil 4 « prélèvement sanguin intracardiaque chez la souris et le rat »sous anesthésie, un deuxième lot de 250 rats intègreront la procédure 1« prélèvement sanguin au bout de la queue chez la souris et le rat » , légère sans anesthésie puis la procédure sans réveil 5 « prélèvement sanguin à l’aorte abdominale chez le rat » sous anesthésie, 1 prélèvement terminal. Les prélèvements décrits dans les procédures 1,2 et 3 sont des prélèvements courts d'environ 30 secondes par prélèvement. Les prélèvements dans les procédures 4 et 5 sont des prélèvements terminaux d'environ 1 minutes.
Impact sur les animaux
Afin de diminuer au maximum tout stress à l’animal, toutes les procédures sans réveil seront faite sous anesthésie générale faite par un une personne formée et validée (enseignant)
Devenir
Les animaux seront utilisés dans une des autres procédures du projet en premier et seront ensuite utilisés dans une des procédures de classe sans réveil du projet.
Remplacement
L’objectif de ce projet est de former les utilisateurs aux différentes techniques de prélèvements. Le remplacement des animaux par un model in vitro n’est pas possible
Réduction
Le nombre d’animaux utilisé dans ce projet a était réduit au maximum pour qu’un utilisateur puisse maitriser une technique
Raffinement
Plusieurs mesures sont prises pour réduire au minimum l’inconfort et le stress des animaux utilisés dans ces formations. D’abord, tous les animaux sont hébergés en groupe (maximum 5 individus par cage) afin de permettre l’expression des comportements sociaux. Toutes les cages sont enrichies. Toutes les manipulations sont effectuées dans un environnement calme qui minimise le stress des animaux. Toutes les manipulations et anesthésies se font dans une pièce dédiée et non pas dans la pièce d’hébergement.
Choix des espèces
Les rats et les souris sont les deux espèces les plus utilisés dans l’expérimentation animales et sont les deux seules espèces hébergés au sein des animalerie du CSGA Les animaux auront un âge différent selon les procédures effectuées. L’âges des animaux doit varier afin de former les utilisateurs aux manipulations et aux prélèvements sur des animaux de tailles, de poids et de morphologies différentes.
Formation pour la réalisation de prélèvements sur les volailles, les porcs et les poissons
- Formation professionnelle
Poules : 100
Dindes : 50
Autres oiseaux : 50
Saumons : 150
450 animaux non-humains, porcs, volailles et poissons, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures classées légères. Ils servent de support à la formation de personnels aux prises de sang, injections, anesthésies et prélèvements, à raison de trois actes maximum par animal. Le porteur indique que la mise à mort fait elle-même partie de la formation et que les animaux sont tués au plus tard en fin de journée. Il revendique la "nécessité" de pratiquer sur animal vivant, la maîtrise des gestes ne pouvant selon lui s'acquérir qu'en pratiquant.
Objectifs
Dans le cadre de l'expérimentation animale, les personnes accomplissant des actes vétérinaires sur les animaux doivent avoir les compétences techniques nécessaires pour le faire. Ces compétences sont acquises au cours de la formation initiale et doivent être maintenues régulièrement par des formations pratiques validées par l'établissement utilisateur (arrêté du 1er Février 2013). Les formations spécifiques en expérimentation animale officiellement reconnues proposent souvent des applications pratiques ciblées sur les modèles murins et peu étendues à d’autres espèces terrestres ou aquatiques, ce qui ne correspond pas aux besoins des essais expérimentaux sur animaux de rente. Le but de ce projet est de permettre aux personnes d'acquérir ou de perfectionner les bons gestes pour la réalisation des actes vétérinaires sur les volailles et/ou sur les porcs et les poissons (prélèvements, injections, anesthésie, mise à mort, …). Il comporte trois procédures : l'une pour les volailles (espèces poules ou poulets Gallus gallus, dindes et canards), l'autre pour les porcs (Sus scrofa) et la dernière pour les poissons (Truite arc en ciel Oncorhynchus mykiss). Les formations sont destinées aux personnes réalisant des actes vétérinaires lors d’essais mis en oeuvre par leur laboratoire.
Bénéfices attendus
La réalisation de gestes techniques sur les volailles, les porcs et les poissons est un enjeu majeur compte tenu des besoins dans la réalisation de multiples projets expérimentaux sur les animaux de rente. Offrir des conditions optimales à nos agents pour se former en amont de la réalisation des actes permet de disposer de personnes pouvant réaliser ces gestes avec la meilleure assurance possible lorsque cela est nécessaire. Cela constitue la meilleure garantie d’une prise en compte du bien-être des animaux et des manipulateurs au cours de ces interventions et leur est ainsi bénéfique.
Procédures
Pour la volaille, il s'agit : d'écouvillonnages, de prises de sang, d'injections ou d'instillations, de prélèvements de fiente. Pour les porcs, il s'agit : d'écouvillonnages, de prises de sang, de prélèvements de salive, d'injections. Pour les poissons, il s'agit : d'observations visuelles des comportements anormaux, de prises de sang, d'anesthésie, d'injections. Les actes décrits pour chacune des espèces sont des actes très brefs, n’excédant pas la minute pour les volailles et les porcs et 10 min pour les poissons (anesthésie). Le nombre d'actes maximum (tout acte confondu) est limité à 3 par animal, avec un temps de repos entre chaque prélèvement.
Impact sur les animaux
Les procédures ne devraient pas être à l'origine de souffrance prolongée pour les animaux. Les actes décrits pour chacune des espèces sont des actes très brefs (n’excédant pas la minute pour les volailles et les porcs, maximum 10 minutes pour les poissons (anesthésie) et sont, pour certains (ex : injection IP ou IM à un poisson) pratiqués sous anesthésie. Les formations sont journalières. Les animaux seront donc systématiquement mis à mort au plus tard, en fin de journée.
Devenir
La mise à mort fera partie de la formation.
Remplacement
Les personnes seront formées en premier lieu à l'aide de démonstration enregistrées en vidéo, afin de réduire le nombre d'animaux utilisés. Elles s'exerceront ensuite sur modèle inerte (lorsque disponible) avant de pratiquer sur animal vivant pour permettre d’acquérir plus de fluidité dans les gestes. Toutefois, le remplacement complet des animaux n'est pas possible, puisque le but de ce projet est la maîtrise des gestes et que celle-ci ne peut s'acquérir qu'en pratiquant.
Réduction
Les personnes seront formées en premier lieu à l'aide de démonstrations enregistrées en vidéo, afin de réduire le nombre d'animaux utilisés. Elles s'exerceront ensuite sur modèle inerte (lorsque disponible) avant de pratiquer sur animal vivant pour permettre d’acquérir plus de fluidité dans les gestes. Toutefois, la pratique sur animaux est indispensable pour l'acquisition de la maîtrise des gestes. Le nombre d’animaux utilisés sera néanmoins réduit au nombre minimum suffisant pour l’acquisition et la maîtrise des différents actes.
Raffinement
Le but de ce projet est le raffinement, permettant d'une part aux personnes de réaliser les actes avec les gestes les plus indolores et les moins stressants possibles pour les animaux ainsi que pour les manipulateurs et d'autre part à réduire les manipulations aux seuls actes utilisés lors des autres projets expérimentaux du laboratoire. Le produit qui sera injecté ou instillé sera un produit indolore (sérum physiologique). Pour les poissons, une injection de puce électronique sera également effectuée. La formation sera donnée par des personnes ayant une parfaite maîtrise des actes. Le personnel formé visualisera d'abord des enregistrements vidéo, s'exercera ensuite sur modèle inerte (lorsque disponible) avant de pratiquer sur animal vivant. Les animaux seront élevés en groupe, en cage, au sol ou en bassin et bénéficieront d'un enrichissement social. Ils auront à leur disposition des objets manipulables (porcs, volailles) ou des enrichissements (algues en plastique, cachettes) pour les poissons. Ils seront nourris selon leurs besoins et, pour les animaux terrestres, abreuvés à volonté. Ils seront examinés au cours d'une visite quotidienne tout au long de la période d'élevage.
Choix des espèces
Les espèces poule, dinde, canard, porc et poisson sont des espèces classiques de l’élevage d'animaux producteurs de denrées. L'âge des animaux sera fonction des besoins de la formation (liés aux essais prévus). Pour les volailles : ils vont de 1 jour (rare) à 5-7 semaines. Dans certains cas, les animaux pourront avoir 10-12 semaines. Pour les porcs : ils vont de 1 jour (rare) à 6 mois. Pour les poissons : ils seront âgés d'envion 6 mois (+/- 30g).
Ciblage spécifique de cellules de la rétine à l’aide du système CRISPR Cas9 et évaluation d’une immunité dirigée contre la protéine Cas9 pour la maladie de Stargardt.
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Troubles sensoriels
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
142 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dont 132 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent des injections sous la rétine ou dans le vitré des deux yeux sous anesthésie, une imagerie rétinienne répétée et des prélèvements sanguins, avant une ponction intracardiaque terminale, pour tester une édition génique CRISPR-Cas9 contre la maladie de Stargardt. Le porteur indique aussi que le projet sert à mettre au point des gestes techniques et à valider les compétences des personnels. Il affirme qu'il est impossible de reconstituer la rétine in vitro.
Objectifs
Parmi les vecteurs viraux, ceux qui dérivent du parvovirus humain Adéno-Associé (AAV) sont aujourd’hui considérés comme les plates-formes les plus performantes pour le traitement par thérapie génique des maladies génétiques. Parmi les différents sérotypes d’AAV connu, le sérotype AAV2/8 avec les ITRs d’AAV2 encapsidés dans la capside d’AAV8 montre une grande efficacité en termes de tropisme et de niveau d’expression dans les photorécepteurs de la rétine. Par ailleurs, les vecteurs AAV pouvant donner lieu à une réponse immunitaire suite à une pré-exposition au virus, nous souhaitons également tester les nanoparticules lipidiques (LNP) afin de délivrer la nucléase Cas9. L’objectif de ce projet repose sur le potentiel d’une stratégie d’édition génique en ciblant l’intégration d’un minigène correctif dans un site de coupure d’ADN double-brin induit par la nucléase Cas9. Ce minigène permet la correction des mutations du gène ABCA4 qui impactent le fonctionnement de la protéine ABCA4, transporteur essentiel pour le métabolisme des rétinoïdes dans les photorécepteurs, les cellules photosensibles de la rétine. Avec une preuve de concept déjà établie in vitro et avec des résultats préliminaires in vivo, la valeur thérapeutique de cette approche est réalisable. L’utilisation d’une stratégie d’édition génique est en essai clinique pour une autre dystrophie rétinienne et donne l’espoir pour le futur développement de thérapies basées sur CRISPR/Cas9 pour la cécité. Pour cela, les praticiens et concepteurs en recherche sur la cécité doivent acquérir les compétences nécessaires à la réalisation de leurs projets de recherche impliquant des animaux selon la Directive Européenne (arrêté du 1er février 2013 relatif à l’acquisition et à la validation des compétences des personnels des établissements utilisateurs, éleveurs et fournisseurs d’animaux utilisés à des fins scientifiques). C’est dans ce cadre que nous souhaitons mettre au point les techniques d’injections sous rétinienne et intravitréenne sur le modèle rat. Pour l’étude de certaines pathologies de la rétine et pour des études de recherches fondamentales nous serons amenés à travailler sur le modèle rat avant de pouvoir passer à une plus grosse espèce.
Bénéfices attendus
L’immunogénicité de la protéine Cas9 a été décrite dans quelques études. Il est cependant à noter qu’en transfert de gène, plusieurs facteurs peuvent influencer l’initiation d’une réponse immune ; parmi eux, la dose de vecteur, la nature du transgène ou encore la voie d’administration. Dans cette étude, le but est d’étudier la présence d’une réponse immune après transfert de gène dans l’œil qui est un site décrit comme immunoprivilégié et ce, à une dose cliniquement pertinente. Concernant la détection d’une réponse immune dirigée contre la protéine Cas9, les techniques d’analyse décrites dans la littérature ne sont pas standardisées et aucun kit n’est, à ce jour, commercialisé. Notre étude permettra d’établir un protocole adéquat pour la détection de la réponse immune anti-Cas9. De plus, l’utilisation d’une stratégie d’édition génique est en essai clinique pour une autre dystrophie rétinienne et donne l’espoir pour le futur développement de thérapies basées sur CRISPR/Cas9 pour la cécité. L’évaluation in vivo de notre stratégie d’édition génique nous permettra de statuer sur la faisabilité et les bénéfices d’une telle approche chez les patients. En effet, l’utilisation d’un minigène codant plusieurs exons à la fois, si efficace, permettra de corriger une large partie du gène, ce qui sera utile pour de nombreux patients, même avec des mutations différentes. Enfin si notre approche se révèle efficace, elle pourrait être utilisée pour soigner les pathologies liées à d’autres gènes de la famille ABCA.
Procédures
Phases 1 et 2 : (i) Injection sous-rétinienne ou intravitréenne : Geste réalisé sous anesthésie générale, 1 à 3 µL injectés dans les 2 yeux des animaux, durée de la chirurgie 30 minutes maximum. (ii) Imagerie rétinienne (FO-OCT) : Geste réalisé sous anesthésie générale, 1 fois avant l’injection dans l’œil puis une fois par mois, soit au maximum 4 fois pour les animaux gardés 3 mois. Durée de l’examen 20 minutes maximum. (iii) Imagerie rétinienne (ERG) : Geste réalisé sous anesthésie générale, 1 fois avant l’injection dans l’œil puis avant l’euthanasie de l’animal, soit 2 fois au total. Durée de l’examen 30 minutes maximum. (iv) Prélèvements sanguins (Phase 2) : Geste réalisé sous anesthésie générale, un volume sanguin correspondant à 7,5% maximum du volume sanguin circulant de l'animal sera prélevé au niveau de la veine jugulaire ou de la veine caudale après anesthésie gazeuse de l'animal. En pré-injection puis toutes les deux semaines post-injection, soit au maximum 7 fois pour les animaux gardés 3 mois. Durée de l’anesthésie 10 minutes maximum. Phase 3 (v) Injection sous cutanée de 50μg de protéine et de l’adjuvant incomplet de Freund : Geste réalisé sous anesthésie générale, durée de l’anesthésie 15 minutes maximum. (vi) Injections en intramusculaire : 1 semaine après l’injection SC. Geste réalisé sous anesthésie générale, 200μL de vecteur en 4 sites d’injection, durée de l’anesthésie 15 minutes maximum. (vii) Prélèvements sanguins : Geste réalisé sous anesthésie générale, un volume sanguin correspondant à 7,5% maximum du volume sanguin circulant de l'animal sera prélevé au niveau de la veine jugulaire ou de la veine caudale après anesthésie gazeuse de l'animal. En pré-injection SC, soit une fois. Durée de l’anesthésie 10 minutes maximum. (viii) Ponction intracardiaque terminale : Geste réalisé sous anesthésie générale avec renforcement analgésique. Ce prélèvement précèdera l’euthanasie des animaux.
Impact sur les animaux
(i) Injection sous-rétinienne ou intravitréenne : A ce jour, l’administration sous rétinienne de vecteurs AAV chez le rat n’a pas d’effet délétère notable sur la morphologie et la fonction rétinienne ni sur l’état de santé général de l’animal. Nous nous attendons donc à une douleur minime liée à l’injection. Une pommade ophtalmique composée de dexaméthasone et d’oxytétracycline est appliquée à la suite de l’intervention pour minimiser l’irritation de la cornée. Cette douleur ne devrait pas dépasser les 12 heures post chirurgical. (ii) Imagerie rétinienne (FO-OCT et ERG) : Aucune douleur n’est attendue lors des examens d’imagerie (non invasifs). En effet, afin que l’animal soit immobilisé, cet examen est fait sous anesthésie générale n’entrainant pas de stress ou de douleur que pourrait entrainer une contention physique de l’animal et permettant ainsi d'assurer une qualité optimale d'acquisition des images. (iii) Prélèvements sanguins : un volume sanguin correspondant à 7,5% maximum du volume sanguin circulant de l'animal sera prélevé au niveau de la veine jugulaire ou de la veine caudale après anesthésie gazeuse de l'animal. (iv) Injection sous cutanée de protéine et de l’adjuvant incomplet de Freund et injections en intramusculaire : afin de limiter le stress de ces injections et que l’asepsie soit optimale, ces gestes seront réalisés sous anesthésie général de l’animal. Aucune douleur n’est attendue suite à ces injections. (v) Ponction intracardiaque terminale : Une ponction intracardiaque terminale sera réalisée sous anesthésie générale renforcée par une analgésie ce qui limitera une éventuelle douleur liée au geste invasif. Ce prélèvement précèdera l’euthanasie des animaux. De plus, les anesthésies répétées seront espacées d’au moins une semaine et les animaux seront surveillés au moins une heure après leur réveil par l’expérimentateur, la récupération devrait être rapide car les animaux seront soit sous anesthésie gazeuse ou recevront un réversif pour accélérer le réveil et la récupération de l’animal.
Devenir
L'euthanasie de tous les animaux est nécessaire pour obtenir les prélèvements (sang, yeux, foie, rate, nerf optique, cerveau) sur lesquels s'appuieront les analyses moléculaires, biochimiques, immunologiques et histologiques réalisées.
Remplacement
La rétine est une structure complexe composée de multiples couches de neurones et de cellules nourricières. Il n’est pas possible de reconstituer parfaitement cet organe complexe in vitro. L’utilisation de modèles animaux est donc la seule option pour étudier la physiopathologie et le transfert de gènes dans la rétine avant de commencer des études cliniques chez l’homme.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés sera réduit au minimum nécessaire, nous utiliserons au maximum des animaux de réforme pour la phase 1. Nous avons calculé nos estimations sur les séances précédentes d’injections sous rétiniennes. D'après une revue des publications d'études similaires ainsi que l’expérience du laboratoire notamment sur la reproductibilité des ERG, 8 animaux par groupe seront suffisants pour réaliser des analyses statistiques pertinentes (comparaison des groupes à l’aide d’un test non paramétrique ‘one-way ANOVA’). Après l’expérience, nous nous attendons à obtenir des variables (liées à nos données) ordinales. Nous ne pouvons pas raisonnablement supposer que les données seront normalement distribuées, par conséquent, nous pensons essentiellement utiliser des tests statistiques de type Mann-Whitney U pour analyser les données générées par l’expérience. Pour réduire le nombre d’animaux au minimum nous avons mis en place des mesures pour limiter la variabilité des données, y compris l’effet de la lumière. La luminosité est normalisée entre toutes les cages (mesurée par luxmètre chaque semaine). La détermination du nombre d’animaux pour l’évaluation de l’immunogénicité de Cas9 a été réalisée par approche statistique et sur la base de l'expérience d'études similaires en thérapie génique des maladies de la vision. Une analyse de puissance été effectuée avec le logiciel R et le package pwr en utilisant l'écart-type que nous observons dans les mesures d’ERG chez nos rats WT. De là, nous avons sélectionné une taille d’échantillon n=8 animaux/lot comme maximum.
Raffinement
Les études antérieures de notre équipe ont été faites sur d’autres modèles pour des études précliniques. Pour l’étude de certaines pathologies de la rétine et pour des études de recherches fondamentales nous serons amenés à travailler sur le modèle rat avant de pouvoir passer à une plus grosse espèce. Toutes les interventions sur animaux se feront sous anesthésie générale et locale renforcée si nécessaire par des compléments analgésiques et anti-inflammatoires appropriés, pour réduire la contrainte imposée aux animaux. Les animaux sont observés quotidiennement et le vétérinaire de l’installation sera alerté dès l’apparition de signes cliniques afin d’adapter le suivi et les soins aux animaux. Pour leur bien-être, les animaux sont hébergés à plusieurs par cage (dans la limite réglementaire) dans un milieu enrichi comprenant des frisottis de papier, buchettes de bois et tunnels. L’enrichissement serait renforcé si un animal se retrouvait en hébergement seul. Les animaux auront accès à la nourriture et à l’eau ad libitum L'application de critères d'arrêts nous permettra d'intervenir immédiatement dès le moindre signe de souffrance en utilisant des traitements antalgiques appropriés ou de décider d'une euthanasie
Choix des espèces
Le modèle rat est un très bon modèle préclinique pour l’évaluation d’un traitement par thérapie génique. De plus, les modèles utilisés ici sont des rats transgéniques pour la maladie de Stargardt : la lignée, issue de rats Sprague Dawley, que nous utilisons ici, a été créée par la technologie de CRISPR/Cas9. Cette technologie nous a permis de produire, lors du même projet de transgénèse, des rats « knock-out » pour ABCR4 (ABCR-/-). Nous avons validé que ce modèle montre le phénotype attendu avec des défauts métaboliques des rétinoïdes dans la rétine. L'augmentation du niveau de bis-rétinoïdes est mis en évidence dès l'âge de 3 mois et augmente avec l'âge comme le montrent nos résultats préliminaires par HPLC et spectrométrie de masse. Il semble donc pertinent de commencer le traitement entre l'âge de 2 et 3 mois : à cet âge le risque de décollement de la rétine est faible et on se situe dans la fenêtre thérapeutique. Pour l’évaluation de la réponse immunitaire, nous souhaitons évaluer celle-ci sur des animaux ayant un système immunitaire mature, donc sur des rats adultes de 3 mois.
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
Rats : 80
780 rongeurs, 700 souris et 80 rats, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, la plupart tués à l'issue et dix-huit réutilisés pour d'autres entraînements. Des stagiaires s'exercent à la contention, aux injections et aux prélèvements sur animaux vigiles, puis à la mise à mort par dislocation cervicale sur animaux anesthésiés. Le porteur indique qu'aucune limite n'est fixée au nombre de tentatives de gestes techniques par stagiaire, l'animal n'étant remplacé qu'en cas d'agitation. Il décrit cette mise à mort comme un apprentissage à "but pédagogique" et juge le recours aux animaux vivants "indispensable".
Objectifs
● Répondre à des besoins de formation sur l’expérimentation animale. De nombreuses entreprises privées ou institutions publiques nécessitent que leurs personnels soient formés à l’application ou à la conception de procédures/projets pour l’expérimentation animale pour être conforme à la réglementation en vigueur. Cette formation permet de répondre en partie à la demande locale e peut être réalisée dans le cadre de formation initiale ou continue. ● Pédagogique : de nombreux étudiants /doctorants de science, pharmacie ou médecine – de notre université - étudient dans le cadre de leur formation initiale les bases de l’expérimentation animale. Cette formation complémentaire s’inscrit dans la continuité de leur formation initiale et leur permet d’approfondir et valider leurs connaissances théoriques vis-à-vis de l’expérimentation animale. ● Scientifique : Proposer une formation qui permettra aux stagiaires de saisir les enjeux de l’expérimentation animale et de ces limites. Les travaux pratiques répondent à l'ensemble de ces trois points. Ils permettent d’apporter une réelle plus-value à la formation ainsi qu'aux stagiaires. Le stagiaire peut ainsi se familiariser avec les animaux tout en étant encadrer par des intervenants « experts » en expérimentation animale.
Bénéfices attendus
Les stagiaires à la suite de cette formation réglementaire, scientifique et pratique possèdent l’ensemble des pré-requis indispensables à l’application et/ou à la conception des procédures/projets en expérimentation animale. Cela se traduit in fine par des connaissances robustes sur la réglementation française liée à l’expérimentation animale ainsi que les aspects éthiques et scientifiques. La simulation APAFIS permet aux stagiaires d’acquérir des connaissances et expériences suffisantes afin de procéder à l’élaboration et écriture de leur propre formulaire. Les travaux pratiques quant à eux s’inscrivent dans la lignée de ces cours théoriques. La mise en situation est indispensable pour appliquer les aspects théoriques enseignés. Ces TPs sont suffisamment étoffés pour enseigner les techniques d’administration, de prélèvement et de mise à mort les plus couramment utilisés et sont parfaitement adaptés pour rappeler les notions théoriques (réglementation – 3R – points limites…). Ces TPs sont basés sur une démonstration puis l’application des gestes les plus fréquemment rencontrés lors de la manipulation des rongeurs. Sur les précédentes sessions, l’évaluation par les stagiaires nous a confortés sur les bénéfices de notre formation et notamment sur l'importance de préserver des séances de mise en pratiques.
Procédures
Lors des enseignements, les animaux (souris et rats) seront soumis à de la manipulation et contention par les encadrants et stagiaire (30 minutes). Cela n'engendre pas de douleurs physiques aux animaux. Aucune limite n'est fixée sur ces gestes. Cependant, en cas de stress des animaux (agressivité ou prostration), ils seront remplacés. Des injections et prélèvements sur animaux vigiles (30 minutes-1 heure) sont également prévues dans le cadre de ces enseignements. Lors de la démonstration, deux injections et un prélèvement peuvent être réalisés au maximum chez la souris. Les voies d'administration étudiées chez la souris vigile sont : la voie orale - gavage, l'injection intraveineuse caudale, l'injection intrapéritonéale et l'injection sous-cutanée. Les voies de prélèvement enseignées sont : la voie caudale et la voie mandibulaire. Seule la voie intrapéritonéale est enseignée sur le rat. Aucune limite de tentatives de geste technique est fixée pour le stagiaire sur souris vigile. Cependant, les volumes injectés et prélevés resteront en adéquation avec les limites d'usage. En cas d'agitation, l'animal sera remplacé. A noter, que les souris utilisées par les stagiaires pour la pratique en condition vigile seront automatiquement anesthésiées puis mises à mort. À la suite de cette anesthésie (
Impact sur les animaux
La première partie de l'enseignement pratique a pour but d'enseigner la contention et la manipulation et n'engendre pas de douleurs ou effets secondaires aux animaux. Les animaux sont utilisés avec parcimonie. Cependant, la manipulation par des stagiaires inexpérimentés peut induire un stress chez l'animal (agressivité - prostration). Dans ce cas, l’animal expérimenté est substitué. La deuxième partie des travaux pratiques est basée sur l'injection et le prélèvement sur animaux vigiles. La manipulation par les stagiaires sur souris vigile sera supervisée étroitement par un des encadrants (4 encadrants minimum pour 10 étudiants) qui pourra le cas-échéant accompagner le stagiaire dans le bon geste de contention puis d’injection et/ou de prélèvement. Dans le cas d'une mauvaise manipulation par le stagiaire, l’encadrant jugera du besoin de remplacer l’animal, de la mise en place de stratégie antalgique ou de la mise à mort de l'animal en fonction des critères définis. L’administration sera réalisée avec du sérum physiologique au volume adapté au poids de l’animal. Aucun effet pharmacologique n’est attendu. Un maximum de deux procédures d'administration et une procédure de prélèvement sera mis en œuvre par animal. La dernière partie de l'enseignement cible l’injection, le prélèvement et la mise à mort sur animaux anesthésiés. Une souris par étudiant et une souris par encadrant ; pour la démonstration de la mise à mort; seront utilisées pendant cette partie du TP. L'ensemble des animaux utilisé ayant reçu les anesthésiques ne seront pas gardés en vie. La mise à mort sera réalisée par dislocation cervicale par le stagiaire sous supervision d’un encadrant. Dans le cas d'une séance normale, aucun point limite ne sera atteint pendant lors des deux premières parties des enseignements. Les animaux seront alors replacés dans l'animalerie. Un suivi longitudinal des animaux est réalisé quotidiennement pour s'assurer de la récupération des animaux par du personnel qualifié. Cette évaluation est basée sur les grilles d'évaluation de la douleur et de points limites décrits dans l'annexe 1. En fonction des scores de douleurs, des stratégies analgésiques peuvent être mises en place. Si un point limite est atteint, l'animal sera mis à mort par dislocation cervicale.
Devenir
La mise à mort des animaux à la fin de la séance de TP est à but pédagogique afin d’inculquer aux stagiaires les bons gestes. Les souris et rats, non mis à mort seront réutilisés à des buts de formation et d’entrainement de la mise en pratique de ces gestes par le personnels et chercheurs du laboratoire en dehors de la formation de CESU. Dans le cadre du roulement de personnel actif, de nombreux étudiants et post-doc de notre laboratoire s'inscrivent au CESU de niveau A ou de niveau B. À la suite de la formation, ce personnel nécessite de continuer la formation pratique à l'expérimentation à l'aide d'un tuteur diplômé. Les animaux restants sont mis à profit afin qu'ils puissent s'exercer avant de débuter tout projet scientifique. Cet entrainement consiste à la répétition des gestes enseignés sur animaux vigiles. A l'issue, de cet entrainement, l'évaluation des scores de douleurs et points limites sont évalués par le tuteur basée sur l'annexe 1. Le suivi longitudinal quotidien des animaux est poursuivi (basée sur l'annexe 1 également). Les animaux sont mis à mort à la fin de l'apprentissage de ce personnel.
Remplacement
Cet enseignement/apprentissage est indispensable pour la mise en œuvre de futures expérimentations précliniques dans les meilleures conditions possibles. L’emploi d’animaux vis-à-vis des procédures enseignées ne peut être substitué par l’usage de mannequin notamment sur la pratique de gestes complexes tels que la réalisation d'injections ou prélèvement par voie rétro-orbitaire. Les stagiaires sont cependant sensibilisés pendant la formation théorique : 7h00 d’enseignement destiné aux méthodes in silico (ex : modèle pharmacocinétique), in vitro (modèle de tumoroides) ou in vivo chez des espèces alternatives (Drosophiles – Nématodes) et au respect des 3R. De plus, l'évaluation de ces TPs par les stagiaires convergent vers la nécessité les préserver.
Réduction
Ce projet à but pédagogique n’est pas basé sur l’obtention de résultats. Ainsi les méthodes statistiques requises habituellement ne peuvent s’exercer dans ce cas. Le nombre d’animaux est alors évalué en fonction du nombre de stagiaires inscrits à la formation. Ce nombre est donc prévu pour couvrir l’ensemble des TPs (TP1, TP2 et TP3) sur l’animal avec la prise en compte du nombre d’animaux mis à mort et du nombre d’animaux utilisés pour les exercices de contention – injection et prélèvement. L'objectif primaire de ces séances est de fournir une expérience pratique à la fois utile et en adéquation avec les points abordés lors des enseignements théoriques. Nous estimons que l'indépendance et la mise en situation des stagiaires sont des principes indispensables à ce type de formation. Pour cela, tout est mis en œuvre pour diminuer le nombre d'animaux. L'équipe pédagogique et encadrante (conforté par les résultats de satisfaction des séances de TPs par les stagiaires) a évalué qu'une souris par stagiaire était le minimum afin de pouvoir suivre la progression et conseiller les stagiaires individuellement à la pratique des gestes techniques et d'optimiser le temps de pratique pendant les séances. La réalisation de binôme ou trinôme pour l'expérimentation animale ne semble pas adapté du fait : les besoins des stagiaires ne sont pas les mêmes, certains gestes doivent être répétés plusieurs fois pour les "acquérir", ou ne peuvent être réalisés raisonnablement qu'une seule fois (prélèvement intracardiaque). Au-delà de ces considérations liées à l'enseignement, nous nous efforçons de maintenir les règles de distanciation sociale pendant ces séances. Le nombre de rat est adapté aux objectifs du TP1 et TP2 (manutention et injection intrapéritonéale) et au nombre de stagiaires. Pour terminer, les stagiaires se préinscrivent à minima, trois semaines avant le début de la formation, permettant de commander le plus petit nombre d'animaux nécessaire.
Raffinement
Les animaux sont commandés et réceptionnés à minima 14 jours avant le début des séances de travaux pratiques. Lors des journées de TPs : Les animaux seront acclimatés dans la salle de TP, d’une à deux heures avant le début de la séance afin de diminuer leur stress. Dans cet optique, les animaux seront utilisés dans une ambiance sereine et calme favorisant la lumière naturelle dès que possible. Lors du TP1, aucune souffrance physique n'est infligée à l'animal. L'état de stress des animaux (agressivité/prostration) est évalué tout au long de la séance par les encadrants. Si l'animal apparait trop stressé, il sera remplacé. Les injections réalisées pendant le TP2 sont faites avec du sérum physiologique (par voie intrapéritonéale, sous-cutanée, gavage, IV). Les volumes injectées maximales correspondent au volume optimal en fonction du poids de l'animal soit 1mL/100g de souris - 1 à 5 ml/kg de rat. Le choix des dimensions de l'aiguille doit correspondre à la voie d'administration étudiée, l'espèce et au poids de l'animal. Dans le cadre de mauvaise manipulation (injection ou prélèvement par le stagiaire), les encadrants jugeront du maintien de l’animal dans l’expérience, du remplacement ou de la mise à mort de l’animal en se référant à l'annexe 1. Lors du TP3, toute souffrance est évitée par l'anesthésie de l'animal avec des agents médicamenteux adaptés suivie de la mise à mort de l’animal à la fin de l'enseignement. Les animaux ne sont pas utilisés deux jours successifs pour éviter. En dehors des journées de TPs, les animaux sont monitorés quotidiennement par du personnel qualifié en fonction des scores et points limites établis en annexe 1. Les souris et rats sont hébergés sur des portoirs ventilés en groupe (adapté à la masse des animaux et surface de la cage), dans un environnement enrichi (copeaux, dôme, alimentation solide). L'eau et la nourriture sont en accès libres et illimités. Les locaux sont monitorés en permanence avec un suivi de l'hygrométrie et température. Une alternance jour/nuit de 12h est également mise en place.
Choix des espèces
Les souris et les rats sont les principales espèces utilisées pour les études précliniques. Il existe une forte demande de formation vis-à-vis institutions privées ou publiques pour ces deux espèces. Ces espèces sont la base de l'enseignement pour l'expérimentation animale Afin de faciliter la contention, manipulation et injection par les stagiaires les animaux seront adultes. De plus, conventionnellement, l’expérimentation animale est réalisée chez des rongeurs adultes âgés de minimum 6 à 8 semaines.
Atteintes microcirculatoires et modification de la cinétique des anti-infectieux aux cours des états de choc par péritonite chez le porcelet anesthésié et ventilé.
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
100 porcelets vont être utilisés dans une procédure menée sous anesthésie, les animaux étant tués avant tout réveil. Chaque porcelet subit pendant treize heures l'induction d'un choc septique par péritonite, une ouverture chirurgicale de l'abdomen et la pose de cathéters, pour mesurer la diffusion des anti-infectieux dans les tissus. Le porteur précise qu'un réveil est impossible car le choc et les souffrances d'organes seraient douloureux. Il indique aussi que ces animaux servent à former des médecins réanimateurs, formation qu'il présente comme "indispensable" à leur pratique.
Objectifs
Les états de choc sont la principale cause de décès des patients de réanimation. Ils sont à l'origine d'atteintes vasculaires responsables d'un mauvais fonctionnement des organes. Mieux comprendre les facteurs influençant ce mauvais fonctionnement des organes pourrait modifier le pronostic des patients. Deux types de traitements sont couramment utilisés. Le premier est le remplissage vasculaire (RV). Il consiste à perfuser au malade des produits pour augmenter son volume de sang. C'était l'objet de travaux précédents qui portaient sur l'évaluation de l'efficacité de différents liquides de RV pour traiter les états de choc infectieux chez le porcelet endormi (anesthésié) et sous respirateur. L'autre principal traitement des chocs infectieux est la prescription de médicaments pour tuer les bactéries ou les champignons (antibiotiques et antifungiques) responsables de l'infection. L'efficacité de ces médicaments dépend de leur quantité dans le sang et de leur capacité à aller dans les organes. L'objectif de ce projet consiste à étudier la concentration des anti-infectieux dans un modèle de choc infectieux pour mieux comprendre leur répartition lors de l'infection et pouvoir adapter les doses et les temps d'injection. Il s'agit de la deuxième étape d'étude sur cette thématique, faisant suite à un premier modèle de choc créé par injection intraveineuse de toxine de la bactérie Eschérichia Coli. Dans cette nouvelle étude nous avons décidé de tester un modèle de choc plus physiologique en induisant une péritonite (infection abdominale). Les animaux ne seront soumis qu'à une seule procédure sans réveil qui consistera dans un premier temps à induire un choc infectieux, puis ensuite à traiter les animaux avec le médicament à tester. Tout au long de de la procédure les animaux resteront anesthésiés et ventilés mécaniquement, leur évitant ainsi stress et douleur liée au choc. Nous étudierons la concentration des antibiotiques non seulement dans le sang, mais également dans les tissus par une technique de microdialyse qui permet de collecter des échantillons en temps réel et de réaliser des mesures sans avoir à prélever les tissus. L'atteinte des vaisseaux quant à elle sera étudiée par microcope laser. Cette technique avait déjà été utilisée dans nos projets précédents.
Bénéfices attendus
L'augmentation de la perméabilité vasculaire observée lors du choc septique et l'oedème tissulaire qui en découle influence la diffusion et la concentration des anti-infectieux dans l'organisme. Connaître cette atteinte microvasculaire et la modification de la pharmacocinétique des anti-infectieux lors du choc septique est fondamentale pour la prise en charge optimale des patients. L'étude pharmacologique nécessite un modèle reproductible stable, permettant une modélisation fiable. Le modèle porcin remplit toutes les conditions pour permettre de répondre à cette problématique. De plus, les groupes étudiés vont permettre de continuer l'étude de la micro-circulation par microscopie confocale lors du choc septique.
Procédures
La procédure complète se déroulera sur 13 heures : 1 heure environ pour la préparation de l'animal, 4 heures pour l'induction du choc septique, et 8 heures pour la collecte des données. En raison du choc septique et des souffrances d'organes, un réveil est impossible car responsable de douleur. La phase la plus douloureuse est la réalisation d'une microlaparotomie au niveau abdominal pour la mise en place d'une sonde urinaire. Elle sera réalisée après l'injection intraveineuse de sufentanil afin de prévenir la douleur. Cette ouverture chirurgicale permet également d'avoir accès au mésentère de l'intestion grêle afin de réaliser des images par Cellvizio (endomicroscope confocal laser) pour l'évaluation de la porosité des vaisseaux (ces images sont réalisées après injection intraveineuse de dextran 70 kda couplé à la fluorescéine).
Impact sur les animaux
Les animaux ne seront soumis qu'à une seule procédure sans réveil qui consistera dans un premier temps à induire un choc infectieux, puis ensuite à traiter les animaux avec le médicament à tester. Tout au long de de la procédure les animaux resteront anesthésiés et ventilés mécaniquement, leur évitant ainsi stress et douleur liée au choc induit. Nous étudierons la concentration des antibiotiques non seulement dans le sang, mais également dans les tissus par une technique de microdialyse qui permet de collecter des échantillons en temps réel et de réaliser des mesures sans avoir à prélever les tissus. L'atteinte des vaisseaux quant à elle sera étudiée par microcopie confocale. Cette technique avait déjà été utilisée dans nos projets précédents.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort en fin de procédure.
Remplacement
Il s'agit d'une étude descriptive qui a pour objectif de démontrer une théorie pharmacocinétique. Il n'existe pas de méthode alternative permettant d'atteindre cet objectif dans des conditions le plus proches possibles des cas cliniques.
Réduction
L'étude de la pharmacocinétique (devenir du médicament dans l'organisme) des anti-infectieux se fait par modélisation mathématique qui nécessite 8 données pour chaque temps de prélèvement. Afin d'anticiper des pertes dues à l'état de choc mais qu'il est difficile de prévoir, il a été décidé de relever ce nombre à 10. Ainsi pour chaque anti-infectieux, nous utiliserons un groupe de 10 porcelets et chaque animal sera son propre témoin. En considérant l'étude de 2 anti-infectieux par an, nous envisageons d'utiliser 20 animaux par an, soit 100 animaux sur 5 ans. L'ensemble des analyses statistiques sera effectuée par une équipe de médecins statisticiens agréés qui a validé ce modèle de cinétique dans des publications internationales. De plus, les animaux de ce projet permettront en parallèle de former les médecins réanimateurs à la réalisation de gestes sous échographie et à la prise en charge du choc infectieux, indispensable à leur pratique professionnelle et requise pour la validation de leur formation.
Raffinement
Nous attacherons une importance majeure au raffinement des conditions d’hébergement et d'enrichissement pendant la période d'acclimatation d'une semaine. - Contact et observations quotidiennes par les soigneurs (apparence physique externe, comportement , réponses comportementales aux stimuli externes...). Toute anomalie est remontée au responsable du bien-être des animaux pour examen approfondi, traitements adaptés et/ou consultation du vétérinaire référent. - Environnement adapté et enrichi : les animaux sont hébergés en groupe. L'enrichissement est réalisé en créant une zone de repos couverte de litière, leur permettant de s'allonger tous ensemble et de répondre à leur comportement de fouissement. Ils disposent également de jouets suspendus à mordiller. - Procédure expérimentale réalisée par du personnel qualifié et expérimenté. L’animal reste sous anesthésie générale jusqu'au décès. Au cours des expérimentations, les animaux seront anesthésiés profondément Lors des quelques gestes invasifs et possiblement douloureux, un morphinique sera utilisé (SUFENTANIL 10 μg/h). La mise en place des cathéters sera réalisée sous échographie, évitant l'ouverture cutanée à l'exception de la ponction à l'aiguille. En raison du choc septique et des souffrances d'organes, un réveil est impossible car responsable de douleur. C'est la raison pour laquelle tous les animaux seront mis à mort en fin de procédure.
Choix des espèces
Le porc est un bon modèle d'étude cardio-vasculaire proche de la physiologie humaine. Le comportement hémodynamique et la vascularisation sont également proches de l'Homme, ce qui permet de se former sur l'animal avant l'usage chez l'Homme. De plus, notre équipe de recherche a acquis une expérience de plusieurs années sur ce modéle de grand animal permettant d'optimiser au mieux le modèle. Les animaux sont choisis au terme du post-sevrage à l'âge de 2-3 mois, pour des raisons techniques d'une part (poids entre 25 et 35 kg, permettant des groupes homogènes) et pour des raisons de coût d'autre part.
Formation aux techniques de prélèvement et d’injection
- Formation professionnelle
Rats : 600
1 200 animaux non-humains, 600 souris et 600 rats, vont être utilisés dans des procédures classées sans réveil, pour former le personnel aux gestes de prélèvement et d'injection. Chaque animal peut subir jusqu'à deux voies de prélèvement et deux voies d'injection, avec un maximum de trois essais infructueux par méthode, avant d'être tué au CO2. Le porteur présente cette formation comme un moyen d'améliorer le "bien-être" animal et la fiabilité des résultats, et prévoit d'utiliser des animaux de réforme voués à l'euthanasie. Il affirme que ces gestes ne peuvent être appris de façon réaliste sur simulateur et juge l'usage de l'"organisme entier" incontournable.
Objectifs
Les mauvais gestes de prélèvement ou d'injection chez les petits animaux peuvent engendrer des dommages ou du stress pour l'animal. Ces perturbations peuvent avoir un impact significatif sur le bien-être de l’animal et sur la valeur scientifique des résultats. L’objectif de ce projet est d'assurer une formation continue de qualité pour notre personnel ou utilisateurs afin d'améliorer le bien-être animal, de diminuer le nombre d'animaux utilisés dans les différents projets et de contribuer au bon déroulement des protocoles expérimentaux.
Bénéfices attendus
Ce projet fait appel à différentes procédures expérimentales à visée éducative. Il a pour but de raffiner les procédures de prélèvement et d'injection afin d’éviter la souffrance des animaux, de réduire le nombre d’animaux et d’obtenir des résultats scientifiques plus fiables et reproductibles.
Procédures
Les injections (per os - gavage, intraveineuse directe, intrapéritonéale, sous cutanée) seront faites sur animaux vigiles (rat et souris). Une anesthésie générale à base d’Isoflurane (4% pour induction et entre 1.5 à 2.5% pour le maintien) et une analgésie à base de buprénorphine (0.05mg/kg pour les rats et 0.1mg/kg pour les souris 30 minutes avant les manipulations) seront utilisées pour tous types de prélèvements sanguins. Nous prévoyons au maximum deux voies de prélèvements et deux voies d’injection par animal. Le nombre d’essai infructueux ne dépassera pas 3 par méthode. Le temps de manipulation pour chaque animal est estimé à 5 minutes. Après quoi, l’assistance de l’encadrant est demandée pour effectuer un dernier geste technique. Le volume total des prélèvements/animal ne dépassera pas 10 % du volume sanguin total (souris et rat).
Impact sur les animaux
Les injections seront faites avec du sérum physiologique au volume adapté au poids de l’animal (stérile, isotonique, ph physiologique et réchauffé) qui ne cause aucune douleur pour les animaux. Pour les prélèvements le nombre d’essai devrait se limiter à trois (ponctions). Par la suite l’assistance de l’encadrant doit être demandée. L’arrêt de saignement doit être assuré avant de retourner l’animal dans sa cage. Dans le cas d'une mauvaise manipulation, l’encadrant jugera du besoin de remplacement de l’animal, ou le cas échéant si un point limite est atteint de la mise à mort de l’animal.
Devenir
A la fin de chaque séance de formation, les animaux ayant subi des interventions d’injection et/ou de prélèvement ne seront pas conservés en vie pour éviter des souffrances inutiles, ils sont mis à mort par CO2.
Remplacement
L’apprentissage des procédures de prélèvement et d’injection chez les petits animaux comme la souris et le rat ne peut être simulée de façon réaliste et didactique. En outre, il n’est pas possible d’apprendre à faire par des prélèvements rétro-orbitaires ou sous maxillaires sur des vaisseaux artificiels. L’usage de l’organisme entier est incontournable.
Réduction
Les études statistiques requises habituellement dans les études scientifiques ne peuvent pas être appliquées car le projet est pour but éducatif. Le nombre des animaux est évalué en fonction du nombre des participant à cette formation. Pour réduire le nombre d’animaux commandés, nous utiliserons des souris et des rats provenant de notre établissement (animaux de réformes ou de génotype non désirés destinés à l’euthanasie).
Raffinement
Avant les procédures, Les animaux sont hébergés en groupes sociaux, dans des environnements enrichis par la présence de tunnel en carton pour les rats, des maisonnettes en plastique et dôme pour les souris, au sein d’une animalerie exempte de pathogènes et dont les paramètres physiques et sanitaires sont strictement contrôlés. L'alimentation et l'eau seront distribué à volonté. Les injections seront faites avec du sérum physiologique qui sera réchauffé à l’aide d’un bain-marie ou tapis chauffant afin d’éviter la diminution de la température corporelle lors de l’administration.
Choix des espèces
Notre animalerie héberge principalement des rats et souris. La majorité des demandes de travaux pour les procédures d’injection et de prélèvement dans notre établissement utilisateur concernent principalement les deux espèces souris et rat. Afin de rentabiliser le nombre de souris, nous allons utiliser des souris de réforme en provenance de notre établissement qui doivent être mise à mort : souris en fin de reproduction, ou souris sauvage issus des différents accouplements des lignées transgéniques (2-3 mois). Dans le but de faciliter la contention, manipulation et injection pour les participants, nous utiliserons des rats adultes de 300 à 350 g commandés chez un fournisseur agréé.