Procédures modérées
Évaluation de la biodistribution et de l’efficacité thérapeutique de nanoparticules dans les maladies inflammatoires de l’intestin MODIFICATION
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
Rats : 95
Une partie des animaux témoins sera réintégrée en hébergement pour être réutilisée dans une autre phase du projet, dont le porteur demande la prolongation après une suspension imprévue des expériences. 1 293 souris et 95 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, la plupart tués pour collecter des organes ou vérifier la tolérance des produits. Les nanoparticules sont administrées par gavage, par voie rectale ou dans la veine de la queue, une même souris pouvant passer onze fois en une semaine sous anesthésie gazeuse pour l'imagerie, tandis qu'une colite est provoquée chez d'autres, avec perte de poids et troubles digestifs. Le porteur classe la nuisance des nanoparticules comme "inconnue a priori" et présente le choix du rat, dont on peut prélever davantage de sang, comme une mesure de raffinement.
Objectifs
L’objectif du projet est la mise au point d’un outil thérapeutique innovant, afin d’accroitre l’arsenal thérapeutique et d’améliorer l’efficacité de prise en charge des MICI. Pour répondre à cet objectif, trois nouveaux systèmes d'ingénierie constitué des nanoparticules capables de cibler la muqueuse intestinale enflammée ont été développés. Dans le cadre de notre projet d’expérimentation animale initial, nous souhaitons solliciter une extension de sa durée afin de poursuivre nos travaux dans des conditions optimales. Les résultats obtenus jusqu’à présent sont prometteurs et nécessitent une prolongation pour approfondir nos analyses et garantir la robustesse des données. Cette demande est motivée par un imprévu indépendant de notre volonté, ce qui a entraîné une suspension complète des expérimentations et un bouleversement du planning initial. Afin de garantir la cohérence et la qualité scientifique de l’étude, il est essentiel de prolonger la durée du projet pour achever les manipulations prévues et recueillir les données nécessaires. Cette extension ne modifiera pas le protocole expérimental et s’inscrit dans le respect strict des principes éthiques en vigueur, notamment ceux des 3R (Réduction, Raffinement, Remplacement), et n’engendrera pas d’augmentation du nombre d’animaux utilisés.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à développer un outil thérapeutique innovant pour améliorer la prise en charge des maladies inflammatoires chroniques de l’intestin (MICI), pathologies pour lesquelles les options thérapeutiques actuelles restent limitées et associées à des effets secondaires importants.Ce projet vise à développer un outil thérapeutique innovant pour améliorer la prise en charge des maladies inflammatoires chroniques de l’intestin (MICI), pathologies pour lesquelles les options thérapeutiques actuelles restent limitées et associées à des effets secondaires importants.
Procédures
Les animaux inclus dans ce projet seront soumis aux interventions suivantes, selon les phases expérimentales : Administrations des produits : les systèmes testés seront administrés par voie orale (gavage), rectale ou intraveineuse (injection dans la queue). Chaque administration dure entre 1 et 2 minutes. Ces interventions peuvent être répétées une ou plusieurs fois sur quelques jours. Imagerie in vivo (souris uniquement) : certaines souris recevront des produits marqués afin de permettre des acquisitions d’imagerie sous anesthésie gazeuse, d’une durée de 5 à 15 minutes. Un même animal pourra être suivi jusqu’à 11 fois sur une semaine, ou faire l’objet d’une acquisition unique juste avant euthanasie. Prélèvements sanguins (rats uniquement) : jusqu’à 2 à 3 prélèvements par animal seront réalisés, d’une durée de 1 à 2 minutes chacun. La durée globale de participation des animaux varie selon les phases, allant de quelques heures à environ dix jours, avant un retour en hébergement ou une euthanasie planifiée selon les objectifs de l’étude.
Impact sur les animaux
Certaines interventions prévues dans ce projet peuvent entraîner les nuisances suivantes : Gavage oral : nuisance légère, liée à une contention courte et un inconfort transitoire. Administration rectale : nuisance légère à modérée, en fonction de la sensibilité individuelle. Injection intraveineuse (queue) : nuisance modérée, due à la contention et au geste technique. Imagerie sous anesthésie répétée (jusqu’à 11 fois/semaine) : nuisance modérée, liée à l’exposition répétée à l’anesthésie gazeuse. Modèle inflammatoire intestinal : nuisance modérée à sévère, associée à une perte de poids, troubles digestifs et altération de l’état général. Prélèvements sanguins chez le rat (2 à 3 fois) : nuisance légère à modérée, selon le volume prélevé et la fréquence. Administration de produits faiblement radioactifs : nuisance légère, sans effet clinique attendu. Administration de nanoparticules expérimentales : nuisance inconnue a priori, potentiellement modérée en raison de leur formulation, nécessitant une surveillance adaptée.
Devenir
À l’issue de chaque phase expérimentale, les animaux seront traités comme suit : Animaux ayant reçu des administrations (orale, rectale, intraveineuse) : → Euthanasiés en fin d’étude pour collecte d’organes, sauf si réutilisation possible dans une phase compatible du projet. Souris incluses dans les phases d’imagerie : → Euthanasiées en fin de suivi pour analyses ex vivo ou histologie. Souris incluses dans le modèle inflammatoire : → Euthanasiées à la fin de la période de suivi, pour analyses tissulaires et/ou dosages. Rats ayant reçu des prélèvements sanguins : → Euthanasiés en fin de protocole, une fois les prélèvements terminés, pour analyses complémentaires ou vérification de tolérance. Animaux témoins non traités ou inclus dans des phases courtes sans effet attendu : → Réintégrés en hébergement si leur état est jugé compatible et s’ils peuvent être réutilisés dans une autre phase du projet, conformément à la réglementation.
Remplacement
Le développent des nouveaux médicaments à base des nanoparticules nécessite une évaluation in vivo chez le petit animal en complément des études in vitro, pour déterminer leurs affinités pour la cible et pour étudier leurs comportement/devenir in vivo (biodistribution), ses paramètres pharmacocinétiques, son éventuelle toxicité ainsi que leurs efficacités. En outre, l’acquisition de donnes précliniques sur animaux est imposée par les autorités pour les nouveaux médicaments. Le modèle de pathologie d'inflammation d'intestin sur souris est déjà bien établi, mime au mieux les pathologies ciblées et nous permettra d’acquérir les données nécessaires pour faire la preuve de l’efficacité thérapeutique et la non-toxicité de nos candidats médicaments
Réduction
Le projet a été conçu de manière à limiter au maximum le nombre d’animaux utilisés tout en garantissant la robustesse et la pertinence des résultats scientifiques. La stratégie expérimentale repose sur une organisation séquentielle des procédures, permettant une prise de décision éclairée à chaque étape du projet. Ainsi, si une étape révèle une absence de ciblage, une toxicité inattendue ou une efficacité insuffisante, les phases suivantes ne seront pas engagées, ce qui permet d’éviter l’utilisation inutile d’animaux. La phase 1, qualitative, vise notamment à identifier les temps pertinents pour les phases ultérieures. En sélectionnant a posteriori un nombre réduit de points temporels (maximum 8) pour les phases 2 et 3, cela permet d’éviter un design trop exhaustif et d’éliminer les temps peu informatifs. Le recours à l’imagerie non-invasive (CCD et SPECT/CT) dans les phases 1 et 2 permet également de suivre la distribution des systèmes chez un même animal au fil du temps (phase 1), réduisant ainsi le nombre de sujets nécessaires à l’analyse cinétique. Dans les phases quantitatives (phases 2 et 3), le recours à l’espèce rat a été privilégié pour les études pharmacocinétiques. Cette espèce, mieux adaptée aux volumes de prélèvements sanguins, permet de limiter le nombre d’animaux nécessaires pour obtenir des courbes précises, en regroupant plusieurs temps sur un même individu, là où cela est autorisé par les recommandations éthiques. Par ailleurs, des outils statistiques ont été utilisés en amont pour calculer le nombre d’animaux nécessaires à la détection d’un effet significatif, sur la base des écarts-types obtenus lors d’études pilotes et des modèles cellulaires. Des effectifs minimums par groupe ont ainsi été définis, tout en garantissant une puissance statistique suffisante pour répondre aux objectifs du projet. Enfin, aucun doublon n’est prévu entre les études : chaque phase répond à des objectifs distincts (profil de distribution, cinétique, efficacité), ce qui évite les redondances expérimentales et limite l’usage excessif d’animaux.
Raffinement
L’ensemble des procédures expérimentales prévues dans ce projet a été élaboré en tenant compte des principes de raffinement, afin de minimiser la douleur, le stress et la détresse des animaux tout au long de l’étude. Chaque technique d’administration a été choisie et adaptée pour limiter les nuisances : la voie orale est peu invasive, la voie rectale est réalisée avec des volumes modérés, et la voie IV est pratiquée uniquement par des opérateurs formés pour garantir rapidité et efficacité, évitant les manipulations prolongées. Les anesthésies nécessaires aux acquisitions d’imagerie (CCD et SPECT/CT) seront réalisées à l’isoflurane, un agent à induction et récupération rapide. Un plateau chauffant à 37°C sera utilisé pendant toute la durée de l’imagerie pour éviter l’hypothermie, et les yeux des animaux seront protégés par un gel ophtalmique. Après chaque anesthésie, les animaux seront placés en cage chauffée et surveillés jusqu’au réveil complet. Les modèles pathologiques sont bien maîtrisés et les signes cliniques (perte de poids, selles, comportement) seront suivis quotidiennement. Une grille d’évaluation clinique et des critères d’arrêt stricts permettront d’euthanasier rapidement tout animal présentant des signes de souffrance excessive. Les conditions d’hébergement, l’enrichissement en cage, et l’habituation des animaux aux manipulations avant les procédures permettront également de réduire le stress. Les prélèvements sanguins réalisés chez le rat tiendront compte des volumes maximaux autorisés et seront espacés pour garantir le confort et la récupération des animaux. Le choix de cette espèce, plus tolérante aux volumes de sang nécessaires à l’analyse, participe directement à une approche plus éthique. Enfin, les protocoles seront ajustés de façon dynamique à chaque phase, en fonction des résultats obtenus, permettant d’éliminer les conditions ou temps expérimentaux non pertinents. Cette approche itérative permettra de réduire la souffrance animale en optimisant en permanence les procédures.
Choix des espèces
La souris représente un modèle expérimental privilégié pour les investigations de la physiopathologie des maladies inflammatoires de l’intestin survenant chez l’homme et permet d’objectiver l’apparition d’une colite en moins de 10 jours chez un animal non transgénique et non immunodéprimé. Pour la détermination de la pharmacocinétique (PK), les rats sont l’espèce animale de prédilection et sur laquelle un maximum de données historiques est disponible. Les rats ont été choisis pour des raisons de raffinement. Nous avons choisi les rats parce que les méthodes d'étude de nos produits nécessitent des volumes importants de sang que nous ne pouvons atteindre en utilisant des souris. En effet, les volumes prélevés peuvent être plus important que chez la souris nous permettant ainsi de réaliser des analyses plus précises et de réduire le nombre d’animaux utilisés. Il est important de noter que les rats utilisés lors de cette procédure seront des rats sains. Le modèle a été développé et validé sur des souris âgées de 8 à 10 semaines. Ainsi, les souris seront toutes âgées de 8 à 10 semaines lors de leur inclusion dans les procédures. Pour les études de pharmacocinétique sur les rats, ces derniers seront tous âgés de plus de 8 à 10 semaines.
Implications des circuits du BNST dans le comportement d’anxiété en situation physiologique et pathologique
- Recherche fondamentale
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Oncologie
- Système nerveux
Un animal encore en souffrance trois jours après son opération est tué, le porteur prévoyant de renouveler l'antalgique à vingt-quatre heures puis d'attendre. 1 560 souris vont être utilisées sur cinq ans, dont 1 152 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, toutes tuées pour des analyses histologiques. Elles subissent des injections de virus dans le cerveau, la pose d'implants crâniens pendant une à deux heures, des enregistrements électriques allant jusqu'à huit heures sous anesthésie ou tête maintenue immobile, ainsi que des protocoles de stress par contention et d'isolement après le sevrage. L'objet est de cartographier les circuits cérébraux de l'anxiété, y compris chez des souris modifiées pour reproduire un stade précoce de la maladie de Parkinson, et le porteur écrit que tous les animaux produits par ces lignées seront utilisés.
Objectifs
Le projet s’inscrit dans la thématique d’une caractérisation des circuits neuronaux à l’origine de l’anxiété. Les troubles de l’anxiété représentent un enjeu de société majeur. Aujourd’hui encore, le diagnostic des troubles de l’anxiété reste compliqué à poser notamment quand ces troubles sont associés à différentes comorbidités telles que la maladie de Parkinson rendant le diagnostic et la prise en charge des symptômes encore plus complexe Ce projet a pour objectif de mieux comprendre l’anxiété et potentiellement développer des stratégies pour diminuer les troubles de l’anxiété. Une de ces stratégies est de définir dans quelles circonstances les structures impliquées dans le contrôle de l’anxiété s’activent. Notre projet sera conduit chez des souris afin de manipuler sélectivement différentes populations neuronales. De plus, le facteur « sexe » sera partie intégrante de notre projet puisqu’un dimorphisme sexuel au niveau de certaines zones du cerveau chez l’homme et le rongeur ont pu être observé. Notre projet s’articulera autour de quatre objectifs pour étudier le fonctionnement et le rôle des différentes régions du cerveau dans le contrôle de l’anxiété et des comportements moteurs en situation physiologique et pathologique.
Bénéfices attendus
Ce projet sera une caractérisation unique de structures clefs du cerveau dans le contrôle de l’anxiété en condition physiologique et pathologique. Nous pourrons ainsi déterminer si l’altération de ces zones cérébrales pourrait être à l’origine de troubles anxieux notamment observés dans la maladie de Parkinson. A long terme, ce projet pourrait aider à améliorer le diagnostic des troubles anxieux et favoriser l’identification de nouvelles cibles thérapeutiques permettant de réduire les symptômes anxieux des patients et en particulier ceux atteints de la maladie de Parkinson.
Procédures
Procédure chirurgicale pour injection de virus : entre 30min et 1H, - procédure chirurgicale avec implantation : entre 1H et 2H, Electrophysiologie in vivo sur animal anesthésié entre 4h et 8h, Electrophysiologie in vivo sur tête restreinte: 30 min de chirurgie
Impact sur les animaux
Les effets indésirables attendus sur les animaux comprennent: 1/ un risque de douleur durant la chirurgie et douleur aiguë lié à la récupération post-chirurgie implantatoire , 2/ un risque d'infection lié aux chirurgies et aux implants , 3/ un risque de stress à court terme induit par notre paradigme expérimental de tête restreinte 4/ un stress induit par notre protocole de stress par contention ou d’isolement social. Les expérimentateurs ont une solide expérience dans l'exécution des procédures décrite. L'effet indésirable attendu sur les animaux transgéniques restent néanmoins modéré sur cette lignée transgénique mimant les stades précoces de la maladie de Parkinson avec une présence de constipation et une baisse de coordination motrice à partir de 18 mois. Pour notre projet, nous étudierons cette lignée a différents âges (étude longitudinale jusqu’à 18 mois).
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à l'issue de chaque procédure pour des prélèvements pour des études histologiques
Remplacement
Le but du projet est de connaître la fonction de différentes sous-population neuronale du noyau du lit de la Strie terminale (BNST) et du reste de son circuit dans le contrôle de l’anxiété. La méthode la plus appropriée pour atteindre cet objectif consiste à combiner des approches d'injections stéréotaxiques, afin de faire exprimer des protéines capables d’activer ou d’inhiber l’activité neuronale combinées avec des d'enregistrements électrophysiologiques ou optique ex vivo sur tranches de cerveau, ou in vivo sur souris anesthésiée ou en tête restreinte et in vivo chez l’animal se comportant et nécessite donc le recours à l’animal. Aucun modèle "in vitro" ne peut reproduire la connectivité complexe des circuits du BNST.
Réduction
Nous avons réduit au strict nécessaire le nombre d’animaux afin d’obtenir une analyse fiable (le nombre d’animaux estimé permet d’effectuer des tests statistiques) et complète de la connectivité et de l’activité de la région cérébrale d’étude. Nous utiliserons ainsi 1560 animaux sur cinq ans. Nous travaillons sur des souris males et femelles issues des lignées transgéniques ainsi tous les animaux produits seront utilisés.
Raffinement
Nous utilisons plusieurs procédures de raffinement, à savoir: 1/ choisir un modèle rongeur de la maladie de Parkinson à un stade précoce n’induisant pas de fort phénotype moteur nous permettant ainsi d’étudier le fonctionnement des circuits de l’anxiété 2/ l'utilisation d'animaux hébergés majoritairement dans la même structure ce qui ne nécessite aucun transport et donc limite le stress des animaux 3/ une manipulation des animaux par l'expérimentateur afin là aussi de limiter le stress 4/ l'établissement de points limites 5/ La mise en place de soins adéquats si nécessaire pendant et après l’opération et l'utilisation de l’anesthésie/analgésie lors de chaque protocole invasif. A chaque étape du projet, le bien-être de nos animaux sera au coeur de nos préoccupations. Nos animaux transgéniques naitront dans notre animalerie de haut statut sanitaire. Leur soin est confié à des personnels qualifiés et experts. Ils surveillent quotidiennement l’ensemble des animaux et de façon plus poussée et spécifique pendant les phases de récupération qui suit les procédures chirurgicales. Nous utilisons des anesthésiques et analgésiques adaptés aux procédures de chirurgie. L’expérimentateur a une forte expérience pour toutes les procédures proposes. Un analgésique sera administré afin de gérer la douleur péri-opératoire. Au cas où l’animal serait encore en souffrance 24 heures après l’injection d’antalgique postopératoire, une nouvelle injection aux mêmes doses et voie d’administration sera réalisée. Si la souffrance persiste au-delà de 3 jours, l’animal sera euthanasié.
Choix des espèces
La souris est une espèce de choix pour les études sur le système nerveux central des Vertébrés. En effet, c'est un mammifère présentant une proximité phylogénique avec l'espèce humaine et certains de ces comportements, notamment le comportement d’anxiété, les interactions sociales et la motricité volontaire, peuvent être rapprochés de l'espèce humaine. Cette espèce est aussi un bon modèle de pathologie neurologique telle que la maladie de Parkinson qui peut être induite chez la souris avec des surexpressions de la protéine alpha synucléine. Ce modèle possède aussi l'avantage de permettre des approches invasives (approches pharmacologiques, optogénétiques, pharmacogénétiques, électrophysiologiques et imagerie cellulaire) permettant d'étudier l'action de molécules ou d'une population neuronale sur le fonctionnement des circuits neuronaux de l’anxiété et les phénomènes synaptiques associés. Enfin, c'est chez cette espèce que sont faites des modifications génétiques permettant de cibler des populations neuronales précises que nous souhaitons étudier. Pour ce projet les chirurgies stéréotaxiques auront lieu sur des animaux âgés de 6 à 8 semaines, ce qui correspond chez cette espèce à l’âge où l’animal sera plus à même de récupérer après les protocoles de chirurgie. Leur poids et leur taille sont stabilisés, la taille du cerveau homogène assurant une bonne reproductibilité des sites d’injection. Les enregistrements électrophysiologiques, les manipulations chémo/optogénétiques et l'imagerie calcique seront réalisés entre 15 et 49 jours après la dernière chirurgie. Pour les expériences d’interactions sociales, nous utiliserons des souris jeunes comme stimulus social entre P28- P35. Pour le protocole de stress, nous réaliserons un protocole de stress développemental que nous détaillerons ci-après où les souris expérimentales seront isolées après leur sevrage à P21 puis les souris seront utilisées à l'âge adulte (12 semaines) Pour l’étude longitudinale du phénotype anxieux chez les souris, nous utiliserons des souris âgées de 6 mois, 12 mois et 18 mois. Pour les expériences de comportement, d'enregistrement électrophysiologique et calcique, les souris seront adultes, au moins 11 semaines.
Évaluation de la biocompatibilité et/ou de l’efficacité de biomatériaux après implantation ou injection chez la souris
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
Le protocole dépend des biomatériaux que des clients apportent à tester, avec des effets indésirables "abordés avec le client" avant toute mise en œuvre. 1 800 souris vont être utilisées sur cinq ans dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour prélever organes, sang et urines. Chacune reçoit jusqu'à deux implants ou injections sous anesthésie, une chirurgie de vingt à trente minutes, des prises de sang hebdomadaires, des recueils d'urine par pression sur la vessie et des radiographies, pour un suivi pouvant atteindre cinquante-deux semaines. La finalité est réglementaire, il s'agit d'obtenir la conformité de dispositifs médicaux aux normes européennes et internationales, et le porteur affirme qu'aucune méthode alternative ne reproduit les paramètres physiologiques d'"un individu dans sa globalité".
Objectifs
La présente saisine vise à évaluer la biocompatibilité (sécurité) et l’efficacité de biomatériaux selon les exigences réglementaires et scientifiques actuelles. Les biomatériaux représentent un enjeu majeur dans l’innovation médicale, car ils permettent de restaurer la fonction des tissus, de remplacer ou de soutenir des organes défaillants, et d’améliorer significativement la qualité de vie des patients. Leur utilisation s’étend à de nombreux domaines, tels que la chirurgie orthopédique, la cardiologie, la dentisterie, la chirurgie reconstructrice et la médecine régénérative. Face à la complexité croissante des dispositifs médicaux et à l’évolution rapide des technologies, il est essentiel de garantir que les biomatériaux mis sur le marché répondent à des critères stricts de sécurité, de performance et de durabilité. Cela implique la réalisation d’évaluations approfondies, incluant des essais in vivo, pour vérifier l’absence de toxicité, la compatibilité avec les tissus biologiques, ainsi que l’efficacité clinique attendue. L’objectif global de cette démarche est donc double : d’une part, assurer la conformité réglementaire des biomatériaux avec les normes européennes et internationales en vigueur ; d’autre part, favoriser le développement de solutions innovantes, sûres et performantes, capables de répondre aux besoins cliniques actuels et d’anticiper les défis médicaux de demain.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à évaluer la biocompatibilité et l’efficacité de nouveaux biomatériaux implantables ou injectables chez la souris, un modèle largement utilisé et reconnu en recherche biomédicale. Les bénéfices attendus sont multiples et touchent à la fois l’avancée des connaissances scientifiques, la santé humaine et la santé animale. À court terme, durant la durée du projet, l’étude permettra d’acquérir des données fondamentales sur le comportement des biomatériaux in vivo, notamment leur cinétique de dégradation, leur intégration tissulaire, leur tolérance locale et leur impact immunologique. Ces résultats sont essentiels pour mieux comprendre les mécanismes d’interaction entre matériaux artificiels et organismes vivants, et pour optimiser les formulations futures dans un objectif d’application clinique. Ils permettront également d’identifier d’éventuels effets indésirables et de proposer des solutions adaptées avant toute utilisation chez l’homme. À long terme, les résultats obtenus contribueront à la conception de nouveaux biomatériaux plus sûrs, plus efficaces et mieux adaptés aux besoins cliniques. Ils orienteront la mise au point de dispositifs médicaux innovants, capables de réduire les risques de complications post-opératoires ou de rejets immunitaires, et d’améliorer la qualité de vie des patients. Ces avancées pourront trouver des applications dans des domaines variés. Les bénéfices du projet dépassent le cadre strictement humain. Les connaissances acquises pourront également profiter à la santé animale, notamment en médecine vétérinaire, en permettant le développement de traitements ou d’implants spécifiques adaptés aux animaux. En résumé, ce projet s’inscrit dans une démarche responsable, visant à maximiser les bénéfices scientifiques et médicaux tout en minimisant les impacts négatifs. Il ouvre la voie à des applications concrètes et innovantes, tant pour la recherche biomédicale que pour la santé humaine et animale, à court, moyen et long terme.
Procédures
Les souris recevront une injection ou une implantation du biomatériau à évaluer. Les injections seront réalisées sous anesthésie, avec un temps opératoire estimé entre 5 et 10 minutes. Les implantations seront également effectuées sous anesthésie et analgésie, pour une durée chirurgicale estimée entre 20 et 30 minutes. L’analgésie sera assurée pendant l’intervention, puis maintenue après la chirurgie, jusqu’à 72 heures pour les implantations intra- ou intermusculaires. Un suivi quotidien des animaux sera mis en place. De plus, un suivi approfondi comprenant la pesée des animaux sera effectué après la chirurgie puis deux fois par semaine tout au long du protocole, afin de détecter précocement toute anomalie et d’exclure de la procédure expérimentale les animaux présentant des signes de souffrance. Au cours de l’étude, des prélèvements sanguins pourront être réalisés, avec une durée estimée à environ 1 minute. Le volume prélevé n’excédera pas le volume maximum éthiquement prélevable, à raison d’un prélèvement maximum par semaine. Si un prélèvement important est nécessaire, il sera effectué uniquement en point final, après anesthésie et analgésie. Des prélèvements d’urine pourront également être réalisés au cours du protocole en environ 1 minute, en exerçant une légère pression sur la vessie, à raison d’un prélèvement maximum par jour. Des analyses radiographiques pourront être menées sur animaux anesthésiés, avec un temps estimé à environ 5 minutes (anesthésie + radiographie). Si nécessaire, les animaux recevront une double injection de produit fluorescent, peu de temps avant leur mise à mort. En général, ces injections seront administrées environ deux semaines, puis une semaine avant la mise à mort. La mise à mort des animaux sera réalisée conformément aux normes éthiques en vigueur. Ce projet sera limité à un maximum de 1800 animaux sur 5 ans, avec une durée maximale d’étude fixée à 52 semaines après implantation.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues sont principalement liées à l’acte chirurgical ou à l’injection / implantation du biomatériau : - Suite à la chirurgie : traumatisme et inflammation transitoire au niveau du site d’implantation ou d’injection, pouvant entraîner douleur locale, gonflement, rougeur ou chaleur. Risque de réaction inflammatoire, de rejet local, bien que les biomatériaux soient choisis pour leur biocompatibilité. - Stress post-chirurgical ou post-injection, pouvant se manifester par une diminution de la mobilité, une inactivité ou un comportement anormal (agressivité, isolement). - Perte de poids transitoire dans certains cas, surtout en période post-opératoire immédiate.
Devenir
A l’issue de chaque procédure les animaux seront mis à mort. Les organes d'intérêts seront prélevés. Les prélèvements sanguins et urinaires seront utilisés pour doser le composé et/ou évaluer sa toxicité et/ou évaluer les modifications induites par son administration. Les organes seront également utilisés pour doser les composés et / ou réaliser des analyses histopathologiques et d’imagerie. Grâce à ces prélèvements / analyses il sera possible de conclure sur la sécurité et l’efficacité des produits testés.
Remplacement
De manière générale, les biomatériaux que nous évaluons in vivo ont fait l’objet de tests préliminaires in vitro. Le biomatériau idéal doit allier biocompatibilité, pour garantir la sécurité d’emploi (exigence réglementaire), et efficacité clinique (la sécurité seule ne garantit pas que le matériau soit utile ou performant). La recherche de nouveaux biomatériaux sûrs et performants est donc essentielle et nécessite une évaluation en expérimentation animale afin d’assurer leur conformité réglementaire et leur potentiel d’application en santé humaine. Le passage chez l’animal reste indispensable afin de vérifier les interactions avec l’organisme et aucune méthode alternative ne permet actuellement de reproduire tous les paramètres physiologiques qui sont liés à un individu dans sa globalité.
Réduction
La présente saisine vise à évaluer la biocompatibilité et l’efficacité de biomatériaux, selon les exigences réglementaires et scientifiques actuelles. Le nombre d’animaux est réduit au maximum afin d’avoir des résultats exploitables, permettant de conclure de manière certaine, tout en évitant la réalisation d’une deuxième étude pour confirmer les résultats obtenus au cours du présent projet. Compte tenu de la variabilité probable des réponses aux biomatériaux, le protocole expérimental prévoit : Pour chaque point de temps (jusqu’à 3 selon la nature du biomatériau), 10 sites d’implantation par biomatériau seront évalués sur au moins 3 animaux, avec un maximum de 2 sites injectés ou implantés par souris. Cet effectif pourra être revu, notamment si le biomatériau évalué est déjà connu, si des données antérieures permettent d’établir un parallèle, ou dans le cas où seules des données préliminaires sont nécessaires et que l’analyse reste pertinente.
Raffinement
Les animaux seront stabulés en groupes dans des locaux adaptés permettant leur maintien dans un environnement adéquat, n'induisant pas de stress. Les conditions d’hébergement seront optimisées si nécessaire (par exemple : litière spécifique, augmentation de l’enrichissement, facilité d’accès à l’alimentation et ajout de nourriture appétente). Un hébergement individuel transitoire pourra-être réalisé, par exemple, en cas de complications post-opératoire nécessitant un isolement comme la réouverture d’un site. Dans ce cas l’enrichissement sera augmenté. Les effets indésirables susceptibles d’être observés chez les animaux lors de l’implantation ou de l’injection de biomatériaux seront anticipés au plus juste, sur la base des données issues d’études réalisées et appuyés d’une veille bibliographique sur les biomatériaux évalués. Nous mettrons en place des mesures spécifiques et adaptées aux douleurs éventuelles occasionnées par les différents traitements pour éviter toute souffrance inutile et prolongée. En plus de l’analgésie et de l’anesthésie assurées lors de la chirurgie et de tout autres gestes le nécessitant (ex : prélèvement sanguin), une observation quotidienne sera mise en place, l’état général des animaux et du site d’injection/implantation (gonflement, rougeur, et autres paramètres), ainsi que les poids seront évalués au minimum deux fois par semaine pendant toute la durée de l’étude. Cela permettra de s’assurer que les points limites ne sont pas atteints. En cas d’apparition de signes persistants ou sévères, des mesures spécifiques seront mises en œuvre afin de garantir le bien-être animal, conformément aux protocoles éthiques établis. Les effets indésirables susceptibles d’être observés seront abordés avec le client avant toute mise en œuvre du projet. Ils seront anticipés au plus juste en fonction des informations obtenues lors de protocoles préalablement réalisés et appuyés d’une veille bibliographique. Tout animal présentant une anomalie sera évalué afin de mettre en place un traitement adapté, lorsque cela est applicable et pourra être euthanasié selon les critères définis en amont. Nous maintiendrons les animaux le minimum de temps dans une situation d’inconfort et de douleur (lors du traitement expérimental et lors des prises de mesures).
Choix des espèces
La souris, mammifère largement utilisé en recherche biomédicale, présente des caractéristiques physiopathologiques et des réponses tissulaires, notamment en termes de remodelage osseux et de cicatrisation, proches de celles observées chez l’homme. Ce parallèle permet d’obtenir des résultats pertinents pour la transposition à l’espèce humaine, notamment grâce à des approches statistiques robustes et validées. De plus, la souris est un modèle reconnu pour l’étude des effets de composés ou de dispositifs médicaux : les données générées permettent d’extrapoler efficacement les résultats à l’homme et de faciliter la prédiction des réponses biologiques attendues lors des premiers essais cliniques. Ce modèle offre également la possibilité de prélever un volume suffisant et analysable de liquides biologiques (sang, urine), ce qui est essentiel pour évaluer l’impact systémique des biomatériaux implantés. Enfin, la souris permet de réaliser des études de biocompatibilité et d’efficacité dans des conditions standardisées, conformément aux recommandations internationales. A noter, que les animaux seront sevrés et développés.
Exploration de la perméabilité de la barrière hémato encéphalique au cours de l’encéphalopathie associée au sepsis et l’accélération du déclin cognitif post-sepsis chez la souris – EU 1/2
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
Opérées sous anesthésie pour déclencher un sepsis, transportées vers un second établissement, anesthésiées de nouveau une demi-heure pour recevoir un radiotraceur et passer à l'imagerie cérébrale, 200 souris au maximum vont être utilisées, dont 96 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Ces souris portent des modifications génétiques qui leur font développer une maladie neurodégénérative et des déficits cognitifs, le sepsis étant déclenché à six ou à douze mois d'âge. Le porteur décrit un poil hérissé, une posture voûtée, une baisse d'activité et des diarrhées dans les vingt-quatre à quarante-huit heures qui suivent, et une anesthésie profonde qui expose à un arrêt cardiorespiratoire. Les souris utilisées pour produire les cohortes sont tuées à la fin de leur période de reproduction, les autres après l'imagerie, pour récupérer leurs tissus.
Objectifs
Le sepsis est un syndrome clinique fréquent et potentiellement mortel provoqué par un dérèglement de la réponse à l'infection. Au diagnostic, une altération de l’état de vigilance également appelé encéphalopathie associée au sepsis (EAS), est fortement associé au risque de mortalité. En outre, les troubles cognitifs à long terme sont l'une des séquelles majeures observées chez les survivants du sepsis, entraînant une réduction substantielle de la qualité de vie et une augmentation des coûts de santé. En effet, malgré une amélioration substantielle de la survie hospitalière des patients présentant un sepsis ou un choc septique, le suivi à long terme des patients révèle que 30 à 50 pourcents des survivants auront des altérations cognitives un an après la sortie de réanimation avec un retentissement significatif sur le retour à l’emploi, les activités de la vie quotidienne et la qualité de vie. Ces altérations persistantes ont donc un impact sociétale majeur. Cependant, l'association mécanistique entre les infections systémiques sévères, l’EAS et l’accélération du déclin cognitif n'est pas encore claire. L’hyperperméabilité de la barrière hémato encéphalique est une des voies biologiques les plus probablement impliqué dans cette dysfonction cérébrale aigue et chronique précipitant potentiellement l’apparition de démences neurodégénératives. Une meilleure compréhension des mécanismes responsables de ces déficits pourrait influencer la prise en charge et le pronostic des patients atteints de sepsis. Ce projet se déroule sur deux établissements afin de disposer d'équipement d'imagerie adapté à la question scientifique.
Bénéfices attendus
Dans l’ensemble, ce projet vise à mieux comprendre le rôle de la perméabilité de la barrière hémato-encéphalique dans la physiopathologie des troubles neurologiques aigue et neurodégénératifs associés au sepsis, dans le but de développer et d’évaluer des approches innovantes d’immunothérapie pouvant modifier l’évolution naturelle de la maladie ainsi que des biomarqueurs immunitaires sanguins à valeur diagnostique et/ou pronostique. Les données actuelles suggèrent que la barrière hémato encéphalique (BHE) est l’élément clé qui intègre les signaux du cerveau et de la périphérie au cours du sepsis. Une meilleure compréhension des mécanismes physiopathologique de l’interface entre le compartiment sanguin systémique et le système nerveux central pourrait influencer la prise en charge thérapeutique et le pronostic des patients atteints de sepsis.
Procédures
Tous les animaux seront soumis à une procédure chirurgicale permettant d’induire le modèle de sepsis sous anesthésie générale et analgésie pré et post-opératoire associé à un traitement antibiotique (15-20 minutes/animal, 1 fois) dans un premier établissement. Par la suite, les animaux seront transférés dans un second établissement et impliqués dans un examen d’imagerie effectuée sous anesthésie générale avec injection d’un radiotraceur (30 min d'anesthésie au total). A l’issue de ces étapes les animaux seront euthanasiés par une méthode réglementaire.
Impact sur les animaux
Les souris utilisées dans le projet développent une maladie neurodégénérative avec des déficits cognitifs au cours du temps. Cela pourrait entrainer des troubles du comportement et potentiellement une agressivité accrue avec l’âge source de bagarre et donc de blessures/lésions potentielles (rare). Concernant la procédure chirurgicale elle-même, la phase post-opératoire précoce est à risque de manifestations correspondant à un syndrome douloureux lié à l’acte technique par lui-même : posture voutée, fourrure sale, décharge oculaire. Concernant le modèle de sepsis, il peut potentiellement engendrer des symptômes d’inconfort et des modifications du comportement en situation de pathologie. Ce « comportement maladie » est un ensemble coordonné de changements de comportement adaptatifs qui se développent chez les animaux malades au cours d'une infection ou d’un état inflammatoire non septique. Au cours des 24 premières heures suivant l’induction d’un sepsis les animaux présentent habituellement une réduction de leur mouvement exploratoire, une réduction globale d’activité et ont habituellement le poil hérissé. Certains animaux présentent des diarrhées liquidiennes associée à ce syndrome inflammatoire. Ces symptômes régressent progressivement au-delà de 24 à 48 heures. La réalisation de l’imagerie cérébrale se fait sous anesthésie générale profonde pour éviter tout mouvement qui générait l’acquisition d’image. Cette anesthésie présente un risque de stress thermique et d’arrêt cardiorespiratoire.
Devenir
Les souris impliquées dans la production des cohortes seront euthanasiées à la fin de la période de reproductive et ne pourront être réutilisés du fait de leurs modifications génétiques. Les souris analysées dans le cadre de ce projet seront euthanasiées à la fin des actes in vivo et l’ensemble des tissus récupérés pour les différentes analyses afin de répondre à la question scientifique.
Remplacement
Un organisme vivant intégré est nécessaire pour étudier les anomalies de fonctionnement de la barrière hémato-encéphalique lors des phases d’encéphalopathie aigue et de dégénérescence cognitive retardée associés au sepsis. A l’heure actuelle il n’est pas possible de recréer in vitro la complexité d’un organisme entier avec tous les acteurs cellulaires rentrant en jeu lors d’une réaction inflammatoire du système nerveux central et systémique. L’exploration de conséquences à long terme nécessite par ailleurs un suivi longitudinal individuel des animaux, qu’il n’est pas possible de modéliser in silico
Réduction
Nous utiliserons un maximum de 200 animaux sur la durée du projet. La standardisation des procédures expérimentales et des conditions d’hébergement des animaux est une préoccupation majeure pour limiter les facteurs de biais expérimentaux et limiter le nombre d’animaux nécessaires pour observer des différences significatives. Les procédures expérimentales ont été affinées pour limiter au maximum l'utilisation des souris : - Les modèles de choc septique utilisés sont ceux dont la reproductibilité est la plus élevée - Chaque expérience sera dessinée pour favoriser la comparaison entre deux groupes de manière à conserver une puissance statistique suffisante pour un faible effectif d’animaux. - Les organes prélevés feront l’objet des multiples analyses. - Nous adapterons chaque test statistique en fonction du type de résultats et d’analyse à effectuer. - Les animaux utilisés proviennent de lignées consanguines avec un fond génétique contrôlé afin de limiter la variation expérimentale et donc le nombre d’animaux. A noter qu’il est possible que la méthode d’imagerie utilisée ne mette en évidence aucun signal pathologique. Aussi, s’il s’avère que notre hypothèse de travail est erronée et qu’aucun résultat pertinent n’est mis en évidence après 2 séries de 20 animaux l’étude sera suspendu avant d’atteindre le nombre maximal d’animaux.
Raffinement
Les procédures de ce projet ont été mises au point afin de permettre une interprétation fiable des résultats, tout en respectant le bien-être animal, et en limitant la douleur et le stress (anesthésie, analgésie). Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation, les animaux disposent de nourriture et d’eau à volonté. Le milieu est enrichi à l’aide de coton de nidification ou de maisons de type igloo. Nous nous efforçons à chaque instant de raffiner nos procédures afin de garantir le bien-être des animaux en cours de procédure grâce à une surveillance attentive (points limites) et des soins adaptés (anesthésie, analgésie, soins, suivi). La principale contrainte concerne la chirurgie mise en œuvre pour induire le modèle sepsis. Une attention particulière sera portée à cette étape sensible du projet : anesthésie locale/générale, analgésie, asepsie, plateau chauffant, soins pré- et post-opératoires. Les animaux disposent d’une litière douce en postopératoire, associée à de la nourriture molle pour faciliter la récupération et la réhydratation. Pour le transport entre les deux établissements, celui-ci sera effectuée dans une boite de transport filtrée adapté au modèle animal et contenant de l’eau, de l’aliment et de l’enrichissement pour limiter le stress lié à cette étape. Enfin, l’imagerie sera effectuée sous anesthésie profonde contrôlé avec maintien de la température pour réduire le stress thermique associé à l’anesthésie générale. Afin de limiter les effets indésirables, les animaux seront suivis quotidiennement par du personnel formé et compétent afin de détecter toute anomalie. Un suivi du poids sera mis en œuvre tout au long du projet. Des points limites ont été établis sur la base de précédentes études sur ce type de modèles expérimentaux. Les mesures appropriées seront mises en œuvre selon les observations réalisées (soins), et la structure en charge du bien-être animal ainsi que le vétérinaire pourront être sollicités, le cas échéant.
Choix des espèces
Justification de l’espèce : La souris est l’espèce de choix pour notre protocole expérimental pour de multiples raisons : - Grande conservation des mécanismes de l’immunité innée et adaptative entre les mammifères. - Espèce largement caractérisée et validée pour l’étude des réponses immunitaires. - Espèce chez laquelle ont été développés de nombreux modèles expérimentaux de sepsis et de pathologies neurodégénératives étudiées dans ce projet. - Expérience des investigateurs en expérimentation animale sur modèle murin. - Plateforme d’imagerie du petit animal adaptée aux modèles murins. Nous utiliserons plusieurs modèles transgéniques développant des déficits cognitifs (modèles de Maladie d’Alzheimer). Justification des stades de développement : Nous utiliserons uniquement des animaux adultes. L’induction du sepsis aura lieu à 6 mois (précoce) ou 12 mois (tardif). L’âge de 6 mois, correspond sur le plan immunologique à une phase de stabilité immunitaire qui reste asymptomatique (pas encore de déclin cognitif marqué). L’âge de 12 mois, correspond à un stade bien plus avancé de pathologie neurodégénérative associé à une phase de vieillissement immunitaire. Ce stade sera étudié dans un second temps et permettra d’évaluer la perméabilité de la barrière hémato encéphalique (BHE) à un stade de démence établie.
Evaluation de l’efficacité de nouvelles thérapeutiques dans un modèle d’allogreffe chez la souris
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
85 souris sont opérées sous anesthésie et tuées avant tout réveil, pour fournir la peau greffée aux autres. 400 receveuses vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, puis tuées pour prélever leurs tissus. Chaque greffe de peau pleine épaisseur dure une vingtaine de minutes, suivie de trente jours au plus de traitements immunosuppresseurs testés, de clichés sous anesthésie légère tous les deux jours et d'une imagerie de fluorescence par semaine. Le porteur reconnaît des douleurs postopératoires, des infections possibles du greffon et des pertes de poids liées aux molécules testées, et conclut que le rôle des souris reste "crucial et irremplaçable".
Objectifs
Le rejet de greffe reste un obstacle central en transplantation, nécessitant des traitements immunosuppresseurs souvent lourds et aux effets secondaires significatifs. Ce projet a pour objectif d’utiliser un modèle murin de greffe de peau pleine épaisseur afin d’évaluer des approches innovantes pour inhiber efficacement le rejet et prolonger la survie des greffes. L’un des objectifs principaux est d’évaluer l’efficacité de nouvelles molécules et formulations qui ciblent spécifiquement les voies métaboliques critiques des lymphocytes T activés. Ces cellules immunitaires, responsables du rejet, reprogramment leur métabolisme en faveur de la glycolyse, de la phosphorylation oxydative et du métabolisme de la glutamine pour répondre à leurs besoins énergétiques. Ce projet vise à tester des inhibiteurs de ces voies, individuellement ou en combinaison, afin de déterminer leur capacité à moduler la réponse immunitaire et à prolonger la survie des greffes. Une attention particulière sera portée à l’optimisation des conditions d’administration des molécules étudiées. Le projet explorera différentes stratégies de dosage et de fréquence d’administration afin de maximiser l’efficacité tout en minimisant les effets secondaires. Ces efforts visent à établir des protocoles thérapeutiques mieux tolérés par les sujets, garantissant un équilibre entre immunosuppression et tolérance immunitaire. Enfin, ce projet ambitionne d’explorer les interactions potentielles entre les inhibiteurs métaboliques et d’autres approches immunomodulatrices, telles que les traitements par co-stimulation ou la déplétion cellulaire. L’objectif est de développer des combinaisons thérapeutiques capables de générer une immunosuppression robuste et synergique, tout en minimisant les risques de rejet aigu et en favorisant une tolérance durable. À travers cette démarche, ce projet contribuera à l’élaboration de stratégies novatrices et transposables en clinique, offrant des perspectives prometteuses pour améliorer les résultats des greffes et la qualité de vie des patients.
Bénéfices attendus
Ce projet de recherche ambitionne de transformer la gestion du rejet de greffe en se concentrant sur la découverte de nouvelles approches thérapeutiques. En évaluant des molécules innovantes et en testant des formulations ciblant les voies métaboliques clés des lymphocytes T activés, il vise à élargir le répertoire des traitements disponibles en transplantation. Un des principaux bénéfices attendus est l’identification de nouvelles molécules capables d’inhiber sélectivement les mécanismes immunitaires responsables du rejet, tout en limitant les effets secondaires courants associés aux traitements immunosuppresseurs conventionnels. Ces découvertes permettront de mieux comprendre les interactions complexes entre métabolisme cellulaire et réponses immunitaires, ouvrant ainsi la voie à des interventions plus spécifiques et efficaces. Ce projet se distingue également par son approche novatrice de combinaison thérapeutique. En explorant les synergies potentielles entre deux molécules ou plus, il sera possible de maximiser l’effet immunosuppresseur tout en réduisant les doses nécessaires, diminuant ainsi la toxicité et les risques pour les patients. Cette démarche pourrait générer des stratégies thérapeutiques robustes et durables, adaptées à des contextes cliniques variés. Enfin, l’optimisation des doses et des schémas d’administration constituera un bénéfice clé. Grâce à une évaluation rigoureuse des relations dose-réponse, ce projet permettra d’identifier les protocoles les plus sûrs et les plus efficaces, minimisant les complications et maximisant les chances de succès des greffes. En résumé, ce projet s’inscrit dans une dynamique d’innovation centrée sur la découverte et l’optimisation de traitements de nouvelle génération, offrant des perspectives prometteuses pour améliorer la gestion du rejet de greffe et la qualité de vie des patients transplantés.
Procédures
Les animaux donneurs seront prélevés selon une procédure chirurgicale sans réveil durant approximativement 20 minutes, puis seront mis à mort. Les animaux receveurs recevront les gerffes de peaux des donneurs lors d'une procédure chirurgicale durant approximativement 20 minutes, puis seront suivis pendant une période pouvant aller jusqu'à 30jours. Les animaux seront surveillés journalièrement la 1ère semaine, puis tous les 2 jours pour évaluer leur état et réaliser un scoring de prise de greffe. les animaux seront traités avec des traitements de référence et des traitements tests pour comparer l'efficacité de nouvelles thérapeutiques. L'évaluation de la prise de greffe se fera aussi par imagerie non invasive (prise de clichés sous anesthésie légère tous les 2 jours et imagerie de fluoresence une fois par semaine).
Impact sur les animaux
Ce projet, bien que conçu pour minimiser l'impact sur les animaux, peut entraîner certaines nuisances ou effets indésirables inhérents à la mise en œuvre d’un modèle de transplantation cutanée et aux traitements testés. L’intervention chirurgicale nécessaire pour réaliser les greffes de peau constitue une source potentielle de douleur et d’inconfort postopératoires. Cependant, ces effets seront atténués grâce à une prise en charge rigoureuse, incluant l’utilisation d’anesthésiques pendant l’opération et d’analgésiques (par exemple, la buprénorphine) pour soulager la douleur après l’intervention. Des complications locales, telles que des infections au site de greffe ou un retard de cicatrisation, peuvent survenir. Ces risques seront contrôlés par des mesures prophylactiques, comme l’administration d’antibiotiques, et une surveillance attentive des animaux pour détecter rapidement toute anomalie. Les traitements administrés dans le cadre de l’étude (inhibiteurs métaboliques ou molécules immunosuppressives) pourraient entraîner des effets secondaires dose-dépendants, tels qu’une perte de poids, une fatigue ou des altérations métaboliques. Ces manifestations seront étroitement surveillées grâce à un suivi clinique quotidien des animaux, incluant l’évaluation de leur comportement, de leur alimentation et de leur état général. Des ajustements de dose seront effectués si nécessaire pour limiter ces effets.
Devenir
A l'issue de la procédure, les animaux donneurs seront mis à mort. A l'issue de chaque procédure, les animaux receveurs seront mis à mort afin de prélever les tissus et réaliser des analyses ex vivo.
Remplacement
La recherche menée dans ce projet vise à développer des approches thérapeutiques innovantes pour inhiber le rejet de greffe, en s’appuyant sur un modèle murin de transplantation cutanée. Bien que le recours aux animaux soit limité aux cas où aucune alternative équivalente n’existe, leur utilisation demeure essentielle pour répondre aux objectifs scientifiques de ce projet. Les modèles in vitro et les simulations informatiques constituent des alternatives précieuses et seront exploitées dans les phases préliminaires. Les cultures cellulaires, par exemple, permettront d’évaluer les interactions moléculaires et les effets directs des traitements sur les lymphocytes T. De même, des outils de modélisation informatique seront utilisés pour prédire les propriétés pharmacocinétiques et les interactions potentielles entre les molécules. Ces méthodes contribueront à réduire le nombre d’animaux nécessaires en éliminant en amont les composés inefficaces ou toxiques. Cependant, ces approches ne peuvent pas reproduire les processus biologiques complexes d’un organisme vivant, tels que les interactions immunologiques, la vascularisation des greffes ou les effets systémiques des traitements. Le rejet de greffe implique des mécanismes dynamiques qui ne peuvent être modélisés de manière fiable qu’en étudiant un système immunitaire fonctionnel dans son intégralité. Les souris, grâce à leur génétique bien caractérisée et leur similitude immunologique avec les humains, constituent le modèle le plus adapté pour explorer ces phénomènes de manière rigoureuse et reproductible. En outre, le modèle murin de greffe de peau permet une observation directe et précise des effets des molécules testées, notamment par l’évaluation visuelle et histologique des greffes. Ce niveau de précision est indispensable pour garantir la robustesse et la transposabilité des résultats à un contexte clinique. Enfin, l’utilisation des animaux sera strictement encadrée par des protocoles respectant les principes des 3R (Remplacement, Réduction, Raffinement). Tous les efforts seront faits pour réduire leur nombre au strict minimum nécessaire et pour limiter leur inconfort par des soins appropriés et des critères d’arrêt clairs. Ainsi, bien que des alternatives soient intégrées au projet pour limiter l’utilisation des animaux, leur rôle reste crucial et irremplaçable pour répondre aux questions scientifiques complexes liées au rejet de greffe et au développement de traitements innovants.
Réduction
Le nombre d’animaux prévu pour ce projet a été déterminé sur la base d’analyses statistiques rigoureuses. Les tests utilisés incluent des méthodes telles que l’analyse de puissance statistique, permettant de calculer le nombre minimal d’animaux nécessaires pour détecter des différences significatives entre les groupes expérimentaux avec une probabilité donnée (généralement 80 %) et un seuil de signification de 5 %. Ces calculs tiennent compte de la variabilité attendue des réponses, basée sur des études antérieures dans le domaine de la transplantation.
Raffinement
Raffinement des conditions d’hébergement et de manipulation : Les souris sont maintenues dans des conditions optimales, adaptées à leur statut sanitaire : Utilisation de cages spécifiques avec filtration d’air pour réduire le risque d’infections. Température (20-24 °C) et humidité (40-60 %) contrôlées, essentielles pour éviter les perturbations cutanées. Enrichissement environnemental adapté (matériaux stériles comme tunnels ou abris) pour éviter tout traumatisme mécanique sur les greffes. Minimisation de la douleur et de la détresse : Anesthésie générale des animaux lors des chirurgies et analgésie préventive et postopératoire : Administration d’anti-inflammatoires non stéroïdiens (AINS) et antibiothérapie. Techniques chirurgicales optimisées : Utilisation d’instruments microchirurgicaux pour minimiser les traumatismes tissulaires et surveillance stricte de l’asepsie pour prévenir les infections postopératoires. Monitoring du bien-être : Mise en place d’une grille d’évaluation régulière incluant des paramètres comportementaux, physiologiques (perte de poids, température corporelle), et spécifiques (aspect de la greffe). Suivi longitudinal par imagerie non invasive : Utilisation de technologies telles que la fluorescence ou la tomographie optique cohérente (OCT). Ces outils permettent de suivre en temps réel l’état des greffes sans euthanasier les animaux à différents temps.
Choix des espèces
Le modèle murin a été retenu pour ce projet en raison de ses nombreux avantages scientifiques et pratiques. Les souris possèdent un système immunitaire bien caractérisé et similaire à celui des humains, permettant une extrapolation pertinente des mécanismes immunologiques étudiés. La disponibilité de lignées inbred et transgéniques facilite l’exploration des réponses immunitaires spécifiques et des mécanismes d’action des molécules testées. La transplantation cutanée chez la souris est un modèle robuste, largement documenté et reproductible, idéal pour évaluer le rejet de greffe. La petite taille des souris et leur gestion pratique réduisent les coûts et permettent des études efficaces avec un nombre minimal d’animaux. Malgré l’utilisation d’alternatives in vitro pour réduire leur nombre, les souris restent indispensables pour étudier les réponses immunitaires systémiques et les interactions complexes in vivo, essentielles pour atteindre les objectifs scientifiques de ce projet. Les animaux utilisés dans ce projet seront des souris adultes, âgées de 8 à 10 semaines. Ce stade de développement est privilégié car il correspond à la maturité immunologique, nécessaire pour étudier les mécanismes de rejet de greffe et les réponses aux traitements immunosuppresseurs. Les souris adultes présentent des systèmes immunitaire, métabolique et vasculaire pleinement fonctionnels, ce qui garantit la fiabilité des résultats et leur transposabilité aux humains. De plus, à cet âge, les animaux sont suffisamment robustes pour supporter les procédures chirurgicales tout en minimisant les risques de complications liés à l’immaturité ou à la sénescence. L’utilisation de souris au même stade de développement permet également de réduire la variabilité des résultats, en limitant les différences physiologiques liées à l’âge.
Étude de la résistance à la colonisation dans un modèle d’infection poisson-zèbre
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
La mort par infection est retenue comme point limite, le porteur indiquant que les signes de souffrance sont mal connus et peu observables au stade larvaire. 42 282 poissons zèbres vont être utilisés, dont 38 700 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, tous tués à l'issue. Les larves sont plongées trois ou vingt-quatre heures dans une eau contenant une bactérie pathogène, chacune seule dans deux millilitres d'eau au fond d'un puits, la mort survenant en vingt-quatre à quarante-huit heures quand la flore ne protège pas. Le porteur écrit que la douleur et le stress liés à l'infection ne sont pas quantifiables à ce stade, tout en concluant qu'ils restent de courte durée puisque la mort arrive vite.
Objectifs
La flore microbienne joue de nombreux rôles en santé humaine et contribue notamment à la protection contre l’infection, plus communément appelé l’effet probiotique. Cependant, ces effets bien que décrits restent peu caractérisés du fait de la diversité et complexité de la flore intestinale chez les mammifères et des limites pratiques intrinsèques aux modèles in vivo correspondants (coûts d’hébergement, manipulation...). Dans ce contexte, la larve du poisson zèbre constitue un modèle de choix puisque la flore y est moins complexe, l’observation microscopique non invasive plus aisée, tout en arborant un système digestif et une réponse immunitaire innée comparables aux mammifères, en faisant ainsi un modèle pertinent pour étudier les interactions hôte-pathogène. L’objectif de ce projet est ici de caractériser les mécanismes moléculaires responsables de la protection conférée par la flore contre un pathogène en utilisant un modèle de colonisation par immersion chez la larve de poisson-zèbre. Pour cela, trois aspects seront étudiés : (i) la réponse de l’hôte face au pathogène ainsi que l’influence d’un microbiote, protecteur ou non, sur celle-ci (ii) le pathogène et ses potentiels facteurs de virulence, et (iii) l’établissement et la dynamique de la flore commensale, les interactions entre les différents membres, la composition minimale permettant la protection et les facteurs moléculaires impliqués.
Bénéfices attendus
La flore joue un rôle important sur notre santé. La compréhension des interactions hôte-microbiote-pathogène sont indispensables au développement d’approches thérapeutiques et/ou préventives rationnelles. Dans ce contexte, notre projet vise à caractériser les facteurs de protection développés par le microbiote et l’influence de l’hôte, et permettra ainsi de mettre en lumière des bactéries probiotiques capables de protéger les poissons-zèbre contre une infection par des pathogènes invasifs. L’étude du rôle protecteur de ces potentiels probiotiques contre des pathogènes de poissons pourrait être ensuite envisagée chez des poissons économiquement importants en aquaculture tels que la truite. Enfin, l’identification de mécanismes moléculaires responsables de l’effet protecteur aboutira, de manière plus générale, à une meilleure compréhension du rôle du microbiote dans la santé de l’hôte.
Procédures
Les larves de poisson-zèbre vigiles seront exposées une fois à un pathogène par balnéation pendant 3 ou 24 heures selon la procédure. Cela pourra entrainer le développement d’une infection, notamment en l’absence d’une flore protectrice. L’infection est probablement associée avec un certain niveau de douleur et/ou stress non quantifiables à ce stade de développement de la larve, qui peut aboutir à la mort de l’animal en 24 à 48 heures.
Impact sur les animaux
Nos expériences consistant à évaluer soit la protection conférée par la flore contre le pathogène soit la capacité des pathogènes sélectionnés à infecter et tuer les larves, la mort des poissons sera alors majoritairement considérée comme point limite. Des signes de souffrance en amont ne sont en fait que très peu listés et /ou adaptés au stade larvaire et à notre procédure d’élevage. Leur niveau d’appétit ou leur taille exacte ne peuvent pas être mesurés dans notre système et à ce stade de développement, et l’absence de réponse au stimulus souvent synonyme de souffrance n’est pas observée de manière systématique avant la mort de l’animal. Le développement de l’infection doit engendrer une douleur et/ou un stress à l’animal que l’on ne peut quantifier mais qui reste de courte durée puisque la mort intervient alors très rapidement.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort en fin de procédure car : (i) une majorité aura été en contact avec le pathogène et ils ne peuvent ainsi pas être réutilisés, ni replacés, ni adoptés. (ii) cela permettra les différentes analyses prévues (à différents temps ou en fin d’expérience)
Remplacement
Le rôle de la flore dans la protection contre l’infection et les interactions de celle-ci avec l’hôte ne peut être étudié que dans un contexte in vivo. Le poisson zèbre est un modèle in vivo bien caractérisé et nous utiliserons ici des poissons au stade larvaire de développement dont les systèmes digestif et immunitaire (réponse innée) sont organisés comme ceux des mammifères, un point déterminant dans le cadre de notre étude.
Réduction
Le nombre d’animaux a été déterminé afin d’être minimum tout en permettant l’application des approches statistiques choisies et est basé essentiellement sur des données de la littérature. L’analyse statistique pour la comparaison de la survie des larves dans de multiples conditions expérimentales au cours du temps s’appuiera sur l’utilisation d’un modèle de survie. Des ajustemenst seront réalisés afin de prendre en compte la multiplicité des tests.
Raffinement
Ce projet a pour objectif de mettre en évidence et comprendre les mécanismes moléculaires mis en jeu dans la protection conférée par la flore contre un pathogène. L’ensemble des procédures consiste ainsi en l’infection des poissons-zèbres en ajoutant l’agent pathogène dans l’eau des larves de poissons et le suivi de la survie en fonction notamment de la composition de la flore reconstituée au préalable. Des mutants du pathogène utilisé seront également testés afin de mettre en lumière les facteurs de virulence impliqués dans le développement de l’infection. Les symptômes chez la larve étant peu connus et non systématiques, la mort de l’animal par l’infection ne peut majoritairement pas être évitée sans interférer avec nos résultats. Certains signes cliniques propres à la pathologie du pathogène donné seront néanmoins recherchés quotidiennement et aboutiront à la mise à mort du poisson par surdose d’anesthésique. Une observation quotidienne des poissons sera ainsi réalisée et les poissons ne seront pas conservés plus de quinze jours post-fertilisation pour limiter leur inconfort au vu de notre procédure d’élevage, à savoir des plaques 24-puits avec un poisson par puits contenant deux millilitres d’eau.
Choix des espèces
La flore intestinale joue un rôle important sur notre santé. La compréhension des interactions hôte-pathogène ainsi que l’identification du rôle du microbiote sont indispensables au développement d’approches thérapeutiques et/ou préventives rationnelles, et cela ne peut se faire sans le recours à l’expérimentation animale. Le Danio zébré est un modèle in vivo bien caractérisé (notamment du fait de son utilisation en biologie du développement), avec un génome connu et de nombreuses lignées transgéniques déjà disponibles. De plus, nos procédures impliquent de n’exposer aux bactéries pathogènes invasives que des poissons au stade larvaire de développement dont les systèmes digestif et immunitaire (réponse innée) sont organisés comme ceux des mammifères, un point déterminant dans le cadre de notre étude. Outre l’obtention de pontes, qui nécessite des poissons-zèbres adultes, mâles et femelles, mais non inclus dans ce projet car simplement géniteurs, nos procédures impliquent de n’exposer aux bactéries pathogènes que des poissons au stade larvaire de développement. L’utilisation de poissons au stade larvaire de développement se justifie au niveau scientifique et éthique puisque ces derniers possèdent déjà un système digestif et une réponse immunitaire innée comparables à ceux des mammifères.
Plateforme préclinique de modélisation des réactions allergiques chez la souris
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Des souris conventionnelles, humanisées pour leur système immunitaire ou leur foie, ou doublement humanisées, reçoivent des allergènes par la bouche ou sur la peau, 8 à 10 fois au plus, pour reproduire des allergies sur lesquelles tester environ 50 à 60 molécules. 10 000 souris vont être utilisées en cinq ans, réparties en 330 études, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré ou sévère. L'exposition à l'allergène peut déclencher un choc anaphylactique, avec hypothermie, démangeaisons, gonflements et troubles respiratoires, et s'y ajoutent selon les études la pose d'une puce sous la peau, des injections de plasmides qui peuvent altérer de façon marquée l'état général dans les minutes suivantes, des prises de sang répétées et la mesure sous anesthésie de l'épaississement des oreilles. Les souris sont tuées parce qu'elles ont reçu des candidats médicaments dont un effet néfaste sur leur santé "ne peut être exclu", et 1 500 sont déclarées réutilisables dans un projet de formation interne, ce qui évite, selon le porteur, de commander des souris pour la formation.
Objectifs
Les allergies médiées par les immunoglobulines E (IgE), ou hypersensibilités, sont des réactions immunitaires exagérées à des antigènes environnementaux inoffensifs tels que des allergènes alimentaires, des pollens, des acariens ou encore des venins. Ces réactions peuvent aller de simples manifestations locales (urticaire, rhinite) à des manifestations systémiques graves telles que l’anaphylaxie. L’hypersensibilité de type I, aussi appelée réaction allergique immédiate, est une réponse immunitaire excessive qui se produit rapidement (quelques minutes) après l’exposition à un allergène chez une personne sensibilisée. Conséquences : inflammation, rougeur, démangeaisons, œdème, bronchoconstriction, etc. L’hypersensibilité de type IV, aussi appelée hypersensibilité retardée, est une réaction immunitaire cellulaire qui se manifeste 24 à 72 heures après l’exposition à un antigène. Conséquences : infiltration cellulaire, œdème, rougeur, induration. La compréhension des mécanismes de l’hypersensibilité de type I et IV et l’évaluation de nouvelles approches thérapeutiques nécessite le développement de modèles précliniques fiables, reproductibles et transposables à l’homme. L'objectif principal de ce projet est de développer et caractériser différents modèles murins d’allergie médiée par les IgE et les lymphocytes T, en utilisant des souris conventionnelles non-humanisées ou humanisées (système immunitaire ou foie) ou doublement humanisées (système immunitaire + foie ). Les modèles développés serviront à mimer les différentes formes de réactions allergiques, systémiques ou localisées, afin de mieux comprendre les réponses immunitaires et d’évaluer à terme des outils préventifs, prophylactiques ou thérapeutiques. Des souris « non allergiques » (non sensibilisées) pourront être utilisés afin de déterminer la pharmacocinétique / pharmacodynamique des candidats médicaments.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à proposer une plateforme complète de modélisation préclinique des allergies médiées par les IgE, adaptée à l'étude des mécanismes immunologiques et à l’évaluation de nouvelles stratégies thérapeutiques. On entend par « une plateforme complète » toute la chaîne de valeur préclinique, dans une logique de personnalisation, qualité et efficacité scientifique, ne se limitant pas à la simple exécution technique d’un modèle. Cela repose sur une approche progressive, car les expériences peuvent débuter si nécessaire par l’utilisation de modèles murins classiques pour les phases exploratoires, puis intégrant des modèles humanisés uniquement lorsque cela est nécessaire pour affiner la pertinence des résultats dans un contexte proche de l’humain.
Procédures
Identification par puce électronique :2 fois maximum si puce non fonctionnelle ou perdue. Durée de quelques secondes. Administration : la fréquence dépend du protocole d’étude sauf pour les injections d’anticorps qui sera de 2 fois maximum. Chaque injection durera entre 10 et 15 secondes. Administration orale de l’allergène : 8-10 fois maximum. Chaque administration orale durera 20 secondes. Administration locale, par contact cutané, de l’allergène : 8-10 fois maximum. Chaque administration locale durera 20 secondes. Les volumes administrés seront proportionnels au poids de l’animal. Le nombre d’administration dépendra du traitement et de la voie d’administration choisie. Le suivi de la réponse anaphylactique se fera par un scoring allergique dans le cas d’allergie systémique active ou passive. Dans le cas d’allergie passive cutanée le suivi de la réponse allergique se fera par mesure de l’épaississement des oreilles, sous anesthésie, ainsi que par l’évaluation de la perméabilité vasculaire. Durée de 10 à 15 secondes. Afin de suivre l'évolution de la pathologie et d'objectiver les effets des molécules à visées thérapeutiques, des prises de sang seront réalisées. Les volumes maximaux de prélèvements seront proportionnels au poids de l’animal selon une limite fixée. La répartition des prélèvements dépendra du vétérinaire et figurera dans le protocolé d’étude.
Impact sur les animaux
-Identification par puce électronique classique ou thermopuce (prise de température) : stress, gêne, douleur dans les heures suivants l’injection. -Injection(s) de solution saline isotonique contenant des plasmides : les nuisances attendues sont des hématomes et des troubles cardio-respiratoires et une altération marquée de l’état général, pendant les minutes suivants l’injection. -Administration de traitements : il n’y a pas de nuisances attendues, mais il existe un risque d’observer des effets potentiellement toxiques des composés à visées thérapeutiques, hématome, douleur, lésion au site d’administration (notamment si administrations répétées. - Prélèvements sanguins : il n’y a pas de nuisance attendue mais un risque d’anémie, d’hématome, douleur, lésion au site de prélèvement (notamment si prélèvement répétés). -Prélèvement d’urine et de fèces : stress, gêne. -Prise de température corporelle à l’aide d’une sonde : irritation, inflammation, stress. Le challenge est également susceptible d’induire une réaction allergique ou un choc anaphylactique pouvant se manifester notamment par une hypothermie, la présence de démangeaisons, de gonflements, de problèmes respiratoires et un impact sur l’activité de la souris. Des nuisances peuvent également être induites par le stress dû aux contentions. La douleur peut se manifester, entres autres, par une perte de poids, une hypo- ou une hyperactivité, une prostration ou des difficultés à se déplacer.
Devenir
Les animaux sont euthanasiés car ils auront reçu des candidats médicaments pour lesquels un impact négatif sur la santé des souris ne peut être exclu. Ils ne recouvreront pas leur état de santé et de bien-être général. Des souris issues de ce projet pourront être réutilisées dans le projet « Formation interne aux procédures et gestes techniques appliqués aux souris », sous réserve d’un avis vétérinaire favorable. Cette réutilisation permet de ne pas commander des souris spécifiquement pour la formation mais d’utiliser nos souris déjà présentes.
Remplacement
Les tests in vitro seront envisagés si ceux-ci sont appropriés. Néanmoins, il n'est actuellement pas possible de recréer, in vitro, un environnement complexe comme le système immunitaire et de mimer les réactions physiologiques humaines responsables de la mise en place d’une allergie, tout en objectivant les effets potentiellement toxiques de médicaments en développement. La souris constitue donc un modèle scientifiquement valide, robuste et indispensable pour le développement et la mise au point de traitements innovants pour les patients.
Réduction
Un total de 10 000 souris seront utilisées, couvrant une période de 5 ans, permettant de réaliser 330 études précliniques. Le nombre de souris par étude sera de 5 à 10 individus par groupe (pour faire face à la variabilité du modèle), avec un minimum de 4 groupes (1 groupe placebo et 3 groupes traités). Ce nombre total d’animaux inclut les groupes contrôles, les tests pilotes de validation de modèle, les répétitions inter-expérimentateurs et les pertes éventuelles. Il est prévu de tester approximativement entre 50 et 60 molécules de nature différente sur la durée de validité de ce projet. Aucune approche statistique n'a été réalisée, l’estimation du nombre d’animaux est réalisée sur base du nombre d’études effectuées les années antérieures et anticipant une croissance chaque année, en accord avec le plan commercial. Le nombre d’animaux utilisés dans chaque étude sera réduit au maximum. Cette estimation permet de garantir la robustesse statistique des résultats tout en respectant le principe de Réduction, grâce à une mutualisation des groupes contrôles et des revalidations de modèles précédents. Chaque molécule nécessite entre 100 à 400 animaux selon le protocole expérimental (modèle local ou systémique, voie d’administration, durée, nombre de groupes, etc.)
Raffinement
En début d’étude et tout en respectant la réglementation en vigueur, les souris seront hébergées en cage ventilée, préférentiellement par groupe social stable composé de 5 individus. Des compléments alimentaires (ex : Diet Gel) pourront être administrés suivant l’état de santé des animaux. La cage contiendra à minima une couche de litière permettant aux souris de creuser, de se cacher et de réaliser un nid, élément essentiel à leur bien-être. Entre autres, des enrichissements de qualité seront fournis dans chacune des cages : par exemple des morceaux de bois permettant aux souris d’exprimer leur comportement de rongeur, tunnel en carton, kraft et/ou boules de coton. A leur entrée dans l’animalerie, les souris recevront une période d’acclimatation de 4 jours minimum. Les souris pourront recevoir des puces électroniques permettant de mesure la température corporelle afin d’éviter une prise rectale plus impactante. Lors d’un changement de zone au sein de l’animalerie, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation d’une nuit au minimum. Pour limiter la douleur, la souffrance et l’angoisse, une échelle de scores cliniques (pelage, mobilité, état général, activité, comportement, etc…) sera appliquée dès le premier geste invasif ou dès qu’un signe d’altération sera observé lors de la surveillance quotidienne. Le vétérinaire aura pleine autorité pour euthanasier un animal pour raison éthique ou mettre en œuvre un traitement anti-douleur s’il/elle le juge nécessaire. Concernant les prélèvements sanguins, le volume maximal est défini, au-delà il s’agira d’un prélèvement terminal sous anesthésie. Les fréquences sont limitées et une réhydratation est prévue. Les animaux n’attendront pas dans la salle d’euthanasie. Une salle d’attente est prévue à cet effet. Lorsqu’un animal rentre en salle d’euthanasie, il doit être immédiatement euthanasié. Les points limites conduisant à une euthanasie seront fonction du score clinique, du score d’allergie et de la perte de poids. Les points limites déclenchant l’euthanasie incluent : atteinte sévère de l’état général, douleur non contrôlée ou tout score clinique et allergique ainsi que perte de poids dépassant les seuils définis.
Choix des espèces
90 % des gènes humains ont un équivalent chez la souris, permettant d’élaborer des approches génétiques et fonctionnelles valides. L’utilisation de modèles murins d’allergie au pollen a déjà été démontré dans la littérature scientifique. Poursuivre sur cette espèce est donc indiqué. De plus, lorsque les gènes produisent des effets différents entre souris et humain, le remplacement du gène de la souris par son équivalent humain, ou de manière fonctionnelle par greffe de cellules humaines dans une lignée immunodéficiente, permet la création de lignées humanisées. Pour les souris non humanisées les animaux seront inclus aux études à partir de l’âge minimum de 6 semaines, animaux matures au niveau de leur system immunitaire. Pour les souris humanisées les animaux seront inclus aux études à partir de l’âge minimum de 8 semaines, première apparition des cellules immunitaires humaines dans le sang.
Étude préliminaire d’un traitement ciblé pour les métastases cérébrales de cancer du sein chez le rat.
- Recherche appliquée
- Cancers
Des rates immunodéprimées arrivent d'un fournisseur environ quatre jours après une opération, la tumeur implantée dans leur cerveau provenant d'un prestataire spécialisé. 6 rates vont être utilisées, 3 porteuses de tumeur et 3 témoins saines, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour mesurer dans leurs organes la fixation d'un fragment d'anticorps radioactif. Sous anesthésie générale, elles reçoivent ce composé et passent un examen IRM de 10 à 15 minutes et cinq examens d'imagerie nucléaire de 50 à 60 minutes. Chez les porteuses, la tumeur qui grossit, environ trois semaines après l'opération, peut provoquer des difficultés à se déplacer, des pertes d'équilibre et une baisse de l'appétit. La greffe dans le cerveau, faite avant leur arrivée, ne figure pas parmi les procédures décrites, que le porteur limite aux examens d'imagerie.
Objectifs
Quand un cancer se propage au cerveau, on parle de métastases cérébrales. C’est une complication grave et assez fréquente. Elle rend souvent la maladie plus difficile à soigner. Les traitements disponibles sont encore limités, en grande partie à cause d’une barrière naturelle de protection qui se trouve autour du cerveau (appelée barrière hématoencéphalique) qui empêche de nombreuses substances, y compris certains médicaments, d’atteindre les cellules cancéreuses dans le cerveau. Dans ce contexte, une nouvelle approche appelée radiothérapie interne vectorisée (rayon thérapeutique guidé vers la tumeur) semble prometteuse. Elle consiste à utiliser un médicament radioactif qui cible directement les cellules cancéreuses, tout en épargnant les cellules saines. Ce projet a pour but de comprendre comment ce médicament radioactif se répartit dans le corps. Il est conçu pour reconnaître une protéine souvent présente dans les tumeurs, ce qui lui permet de se fixer sur les cellules cancéreuses. Ce type de produit est déjà utilisé pour détecter certains cancers, et pourrait aussi servir à les traiter. Mais pour être efficace, il doit rester assez longtemps dans la tumeur sans trop se diffuser dans les tissus sains. L’objectif est donc de vérifier que le médicament radioactif reste bien concentré dans la tumeur, et de mesurer la quantité de radioactivité reçue par les différents organes. Cela permettra de savoir si ce traitement peut être utilisé de manière sûre et efficace contre les métastases cérébrales
Bénéfices attendus
Ce projet présente plusieurs avantages : Mieux comprendre le traitement : Il aide à savoir comment un médicament radioactif se répartit dans le corps et s’il peut être utile contre les métastases cérébrales. Un modèle proche de la réalité : Le test est fait sur un modèle qui imite bien les métastases cérébrales humaines, ce qui rend les résultats plus fiables pour une future application chez l’Homme. Améliorer les traitements combinés : Les résultats pourront aider à développer de nouvelles stratégies qui combinent diagnostic et traitement, surtout pour les patients qui ont peu d’options aujourd’hui.
Procédures
Un examen d'IRM (Imagerie par résonnance magnétique) d'une durée de 10 à 15 min, sur animal anesthésié/ 5 examens d'imagerie nucléaire, d'une durée de 50 à 60 min chacun, sur animal anesthésié.
Impact sur les animaux
Les animaux proviennent d’un fournisseur agréé et arrivent environ à 4 jours après l’opération. Ils sont donc déjà en train de récupérer. À leur arrivée au sein de notre établissement, il peut encore rester une petite sensibilité ou une légère rougeur au niveau de la cicatrice, mais cela disparaît rapidement. Le transport peut provoquer un léger stress, limité par une période d’acclimatation de 5 à 7 jours. Par la suite, certains effets peuvent apparaître lorsque la tumeur grossit (environ 3 semaines après l’opération) : difficultés à se déplacer, parfois perte d’équilibre, et baisse de l’appétit. Ces signes sont surveillés attentivement afin d’intervenir si nécessaire. Les examens d’imagerie nécessitent plusieurs anesthésies courtes (50 à 60 minutes). Cela peut entraîner un stress passager et un petit temps de récupération après chaque séance.
Devenir
A la fin de la procédure, tous les animaux seront euthanasiés et les organes seront prélevés afin d'évaluer la fixation du fragment d'anticorps radioactif (diagnostic) dans le corps entier de l'animal.
Remplacement
Aujourd’hui, il n’existe pas de méthode alternative pour reproduire la complexité de la façon dont un médicament radioactif se répartit dans l'organisme, surtout en cas de métastases cérébrales. Les tests en laboratoire ou sur mini-organes ne permettent pas de simuler des éléments clés comme : 1-la barrière protectrice du cerveau, 2-les vaisseaux sanguins autour de la tumeur, 3-les interactions du produit avec les tissus du corps entier. C’est pourquoi l’utilisation d’un modèle animal reste nécessaire pour bien comprendre l'action, la fixation et l'élimination du composé radioactif. Le modèle choisi permet de se rapprocher de la réalité humaine tout en limitant le nombre d’animaux utilisés.
Réduction
Le nombre d’animaux a été strictement limité à ce qui est nécessaire pour répondre aux objectifs scientifiques du projet. Seuls 6 rats femelles seront utilisés, répartis en deux groupes de taille minimale (3 témoins sains et 3 porteurs de tumeur), ce qui permet une comparaison tout en limitant l’usage d’animaux. Cette étude est conçue comme une étude pilote, destinée à valider la faisabilité, la captation tumorale et la pertinence du composé radiomarqué à visée thérapetique. Les résultats obtenus permettront d’optimiser les protocoles futurs (choix du composé à visé thérapeutique, suivi de la distribution dans l'organisme par imagerie, dose délivrée aux tissus, réduisant ainsi le nombre d’animaux nécessaires dans les phases ultérieures de développement. De plus, réaliser plusieurs images sur les mêmes animaux permet de suivre l’évolution dans le temps, tout en réduisant les différences entre individus et en limitant le nombre d’animaux nécessaires.
Raffinement
Plusieurs mesures ont été mises en place pour limiter la souffrance et améliorer le bien-être des animaux tout au long du protocole : Modèle validé et maîtrisé : Le modèle de tumeur intracérébrale utilisé est bien caractérisé et acheté chez un prestataire de service spécialisé dans l’induction des modèles précliniques, ce qui garantit une standardisation du protocole et limite les complications post-opératoires. Un suivi quotidien sera assuré pour tous les animaux, avec une attention particulière portée à l’état général, au comportement, à la mobilité et à l’alimentation-hydratation ainsi qu’à la vérification du bon état de la plaie. Des points limites précoces ont été fixés (perte de poids et problèmes de motricité essentiellement) afin d’anticiper toute souffrance ou dégradation de l’état général liée à la tumeur. Toute altération du bien-être entraînera une prise en charge adaptée ou une euthanasie anticipée si nécessaire. Le transport des animaux vigiles entre l’animalerie et le site d’imagerie IRM (Imagerie par Résonance magnétique), sans passage à l’extérieur, sera réalisé en maintenant une température optimale par l’intermédiaire de bouillotes chauffantes placées sous les cages. Toutes les manipulations potentiellement stressantes ou douloureuses (injection du composé radiomarqué, imageries) seront réalisées sous anesthésie générale, garantissant l’absence de douleur et de stress. Les animaux seront sous anesthésie générale pendant toute la durée des procédures de l’injection du composé radiomarqué jusqu’à la fin des examens. Lors des sessions d'imageries, les animaux sont placés dans un lit chauffant avec surveillances respiratoire et cardiaque et le niveau d’anesthésie sera surveillé et adapté si besoin pour garantir un état stable et sécurisé des animaux. Leur réveil se fera dans un environnement calme et sous surveillance. L’ensemble des manipulations sera réalisé par du personnel qualifié et expérimenté.
Choix des espèces
Les modèles rat et souris sont les plus couramment utilisés pour les études en oncologie. Les rats constitue l'espèce de référence compte tenu de leur accessibilité et de leur facilité de manipulation. Le choix de cette espèce se justifie également par la taille du cerveau plus importante pour l'implantation intracérébrale de la tumeur dont le volume deviendra suffisamment important pour s'affranchir des limitations de résolution de l'imagerie. Des rats immunodéprimés ont été choisi afin d'éviter le rejet de greffe de cellules tumorales d'origine humaine. Des rates âgées de 8-9 semaines (6-7 semaines au moment de la greffe et 7-8 semaines à la réception) seront utilisées à un stade où la croissance crânienne est achevée.
Etude préliminaire de criblage de vecteurs adéno viraux associés (AAV) après injection intravitréenne, intracochléaire et intraveineuse successivement chez le macaque fascicularis
- Recherche appliquée
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Tests réglementaires
- Toxicologie et autres tests de sécurité
10 macaques à longue queue, des primates âgés de 2 à 5 ans, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue pour analyser la distribution des vecteurs viraux dans leur organisme. Au cours d'une même chirurgie d'environ quatre heures, chacun reçoit une injection dans l'œil, une dans l'oreille interne et une dans une veine, puis subit éveillé, dans un système de contention, jusqu'à une prise de sang par jour pendant sept jours. Il s'agit de choisir, avant des études de toxicologie réglementaire, les vecteurs AAV qui portent le mieux une protéine sensible à la lumière jusqu'à la rétine, l'oreille interne, le cerveau ou l'estomac, en vue de thérapies optogénétiques. Le porteur cite parmi les risques rares de l'injection dans l'œil une hémorragie du vitré, des déchirures et un décollement de la rétine, et pour l'injection dans la cochlée des troubles de l'audition et de l'équilibre. Il écrit que réunir les trois voies sur les mêmes macaques divise leur nombre par 3 à 4 "sans introduire de charge supplémentaire pour l'animal individuel".
Objectifs
Le projet est une étude préliminaire visant sélectionner des vecteurs viraux AAV permettant d’apporter à un type de cellule une molécule thérapeutique sensible à la lumière. Cette sélection sera faite d’après l’affinité de ces vecteurs pour les organes cibles (oreille interne, rétine, estomac, cerveau), ainsi que leur distribution dans l’organisme. L’étude sera effectuée comme une étude de toxicologie pour évaluer tout effet potentiellement toxique. La sélection sera faite après leur administration intraoculaire, dans l'oreille interne et intraveineuse au cours d’une même anesthésie chez le macaque fascicularis. Les vecteurs viraux AAV sont dérivés d'un virus non pathogène et sont couramment utilisés dans la recherche biomédicale afin de développer des thérapies chez l’humain. Ils permettent une transduction efficace de nombreux types de cellules de mammifères et une expression génétique stable après un seul traitement d’un ou plusieurs gènes, ce qui permet de compenser un déficit génétique. Les protéines sensibles à la lumière sont utilisées pour développer la thérapie optogénétique, une méthode prometteuse pour compenser la perte des cellules de la rétine ou de restaurer l’audition via des implants intra-auriculaire chez des patients atteints de surdité. Les résultats obtenus permettront de sélectionner les vecteurs viraux les plus prometteurs dans le développement de thérapies optogénétiques chez l’humain.
Bénéfices attendus
Il permet de sélectionner les vecteurs viraux capbles de transduire efficacement dans les différents cellules et tissus cibles pour la réalisation d’études de toxicologie règlementaire prérequis aux essais cliniques de phase I, II et III chez l’humain
Procédures
Les animaux seront soumis à une intervention chirurgicale d'environ 4h et pendant laquelle une injection dans l'oeil, une injection dans l'oreille interne et une injection intraveineuse du produit testé seront effectués successivements. Les animaux seront soumis à des prélèvements de sang effectués vigiles, dans un système de contention adapté, à raison d'un par jour au maximum sur 7 jours. Le prélèvement de sang dure quelques minutes. Un prétraitement sous forme d'une perfusion pourra être effectué selon des résutlats préliminaires, d'une durée maximal de 2h.
Impact sur les animaux
Quatre catégories de nuisances peuvent être provoquées chez les animaux utilisés dans ce projet. Elles sont toutes prises en compte de manière préventives pour réduire leur impact. 1)Liées aux manipulations vigiles : en cours d’étude, les observations cliniques, peuvent nécessiter d’une manipulation et une contention manuelle des primates. Elles sont faites selon les bonnes pratiques vétérinaire mais cela peut néanmoins engendrer un stress chez ces espèces non domestiques 2) Liées à la chirurgie : un risque de nuisance modérée pour les animaux (inflammations, douleurs opératoires et post opératoire, etc) est possible 3) Liées aux prélèvements/administration : la réalisation de prélèvements de sang, peut provoquer des lésions locales (hématomes) et un stress modéré des animaux en cas de réalisation incorrectes, d’individus plus fragiles ou bien de l’immobilisation nécessaire. De plus, même si ces effets délétères sont rares lorsque le geste est réalisé par un opérateur expérimenté, il existe un risque d’infection lors d’administration dans la cochlée ou l’œil. Enfin, dans de rares cas, l’injection intravitréenne peut entrainer une augmentation de la pression intraoculaire, hémorragie du vitré, déchirures et décollement de la rétine, inflammation intraoculaire et endophtalmie et l’administration intra cochléaire peut provoquer des troubles auditifs et de l’équilibre se traduisant par exemple par des maux de tête ou des nausées. 4) Liées à une toxicité du mélange de vecteurs testés : ce type de nuisances est difficilement estimable, mais semblent faibles selon les données scientifiques des études chez d’autres espèces. Si des effets toxiques apparaissent, ils seront liés à la biodistribution des vecteurs dont l’évaluation est le but de cette étude.
Devenir
Les animaux utilisés seront euthansiés pour procéder à une analyse de la distribution des vecteurs dans l'organisme.
Remplacement
Actuellement, il n'existe pas de méthodes alternatives permettant d'obtenir toutes les informations collectées grâce à ce type étude, qui visent à sélectionner des variants de vecteurs viraux les plus efficaces pour poursuivre le développement de thérapies optogénétiques. Il faudra pour cela pouvoir modéliser un organisme entier, ce qui n'est pas réalisable pour le moment avec les méthodes alternatives existantes.
Réduction
L’utilisation d’un male et d’une femelle par lot est considéré comme le minimum acceptable permettant une interprétation pertinente des données. L’administration successive des variants AAV chez les mêmes animaux a pour but de réduire le nombre d’animaux d’un facteur 3 à 4 (par rapport à un criblage séparé pour chaque voie d’administration), sans introduire de charge supplémentaire pour l’animal individuel. Les 3 voies d'administrations n'interfèrent pas ensemble car chaque vecteur est identifié par un code spécifique. Les principaux organes cibles sont les cellules cilliées auditives, la rétine, le cerveau et l'estomac, d’où les 3 vois d'administration.
Raffinement
Une période d’acclimatation de 15-21 jours est respectée à réception des animaux, suivie de 1- 2 semaines de training. Les animaux bénéficient d’un programme de training par renforcement positif pour réduire le stress/favoriser la coopération (habituation aux systèmes de contention -boîtes taxi, chaises, gilets- et manipulations progressives reproduisant les gestes techniques de l’étude). Un programme d’enrichissements validé par la structure en charge du bien-être animal est appliqué quotidiennement pour garantir des conditions de vie optimales/minimiser les impacts des expérimentations. Les animaux sont hébergés collectivement, sauf exceptions (bagarre, blessure), avec des enrichissements adaptés à leurs besoins. L’isolement est validé par un vétérinaire et fait l’objet d’un suivi SBEA. Les animaux sont hébergés en groupes sociaux compatibles pour réduire le stress/le risque de blessures liés à un réallotement. Les animaux sont observés quotidiennement pour détecter tout signe clinique anormal et prendre rapidement les mesures nécessaires (réhydratation, isolement pour soin). Toute anomalie est rapportée au vétérinaire, qui prescrit un traitement si nécessaire. Un suivi clinique et pondéral est en place, un fois par semaine pendant la phase de suivi après l’administration. Un vétérinaire est présent aux heures ouvrées, et une astreinte vétérinaire est disponible 24h/24 et 7j/7. À leur inclusion dans le projet, tous les animaux font l’objet d’un examen clinique par un vétérinaire pour s’assurer de leur bon état de santé et exclure ceux jugés inaptes. Une traçabilité des animaux/des actes est assurée pour permettre leur suivi et analyse lors des bilans rétrospectifs. Des systèmes de contention adaptés sont développés pour limiter les manipulations directes et la contention manuelle des primates vigiles (boîte taxi, chaise à contention). Les volumes prélevés/administrés respectent les guidelines vétérinaires. Concernant les administrations : ce sont des voies standard en médecine humaine. Elles seront effectuées sous anesthésie et analgésie par des chirurgiens expérimentés ayant pratiqués ces chirurgies chez l’humain et différents modèles animaux. La réalisation de l’ensemble des administration en une seule anesthésie limite l’accumulation des anesthésies et permet d’évaluer à modérée le degré de sévérité.
Choix des espèces
Le macaque fascicularis est une espèce reconnue pour son aptitude à prédire les effets pharmacologiques, indésirables et/ou toxiques de produits à visée thérapeutiques humains pour des produits thérapeutiques dont la cible est la plus proche de l’humain, ce qui est le cas pour les structures oculaires et auditives. De plus, les variants AAV sélectionnés sur des modèles murins pour ce type de thérapies se révèlent souvent peu efficace chez le primate humain et non humain, ce qui explique la nécessité de passer par un primate non humain pour les sélectionner plus finement. Il convient d’utiliser de jeunes animaux sains ; les macaques sont utilisés à partir de 2 ans, et jusqu'à 5 ans.
Tests de molécules à visées thérapeutiques sur un modèle murin de syndrome métabolique (obésité, diabète, fibrose hépatique (NASH)).
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
Des souris sont rendues obèses, diabétiques et atteintes de stéatose du foie par des régimes riches en graisses et en sucre, pour que des chercheurs testent sur elles des candidats médicaments, dans une offre dont l'effectif suit un plan commercial. 990 souris, dont certaines dotées d'un système immunitaire ou d'un foie humanisés, vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tuées en fin d'étude, aux points limites ou à la demande du vétérinaire, 30 d'entre elles étant déclarées réutilisables dans un projet de formation interne aux gestes techniques. Selon les études, elles subissent des tests de résistance à l'insuline et au glucose de 6 h 30 à 8 h 30 avec mise à jeun, des prises de sang répétées et des injections de plasmides qui peuvent provoquer des troubles cardio-respiratoires dans les minutes suivantes. Sous des signes "pouvant entraîner un inconfort", le porteur liste des accidents vasculaires cérébraux, des crises cardiaques, une encéphalopathie hépatique et des vomissements de sang. L'effectif couvre 33 études de quatre groupes de 5 à 10 souris, et selon lui "Aucune approche statistique n'a été réalisée pour le nombre total d'études ou pour le nombre total d'animaux dans le projet".
Objectifs
L’objectif du projet est de développer un modèle murin de syndrome métabolique, c'est-à-dire une association d'anomalies mêlant dans ce cas obésité, stéatose hépatique non alcoolique (NASH) qui est une pathologie caractérisée par un excès de graisses dans le foie qui n'est pas due à une consommation élevée d'alcool et le développement de diabète qui est donc une résistance à l’insuline. Ce syndrôme sera reproduit grâce à des régimes riche en graisse et en sucre mimant les régimes occidentaux et permettra de mieux comprendre les mécanismes moléculaires et cellulaires de cette pathologie et de tester de nouveaux candidats médicaments puisqu'aucune thérapie curative n'est approuvée.
Bénéfices attendus
En basant notre modèle sur des souris ayant un système immunitaire et/ou un foie humanisé, nous mettons à disposition des chercheurs un modèle permettant d'étudier un syndrome métabolique (diabète, NASH, obésité) et des potentiels traitements avec davantage de spécificité pour l’espèce cible de ces recherches : l’Homme.
Procédures
Test de résistance à l’insuline et test de résistance au glucose comprenant une mise à jeun. Durée totale du test entre [MODIFICATION] 6h30 et 8h30. L’administration de traitements ou de cellules pourra être réalisée selon différentes voies. Une anesthésie gazeuse sera appliquée en fonction de la voie choisie. Les volumes administrés seront proportionnels au poids de l’animal avec un maximum défini. La durée sera généralement de 10-15 secondes. Le nombre est défini selon le protocole d’étude et dépendra de la fréquence. Ceci sera évalué par le vétérinaire. Des prélèvements sanguins seront réalisés sur souris avec ou sans anesthésie en fonction de la voie choisie. Les volumes maximaux de prélèvements seront proportionnels au poids de l’animal avec une limite fixée sur une période glissante de 14 jours. Une réhydratation avec du sérum physiologique sera réalisée si nécessaire. La répartition des prélèvements figurera dans le protocole de l’étude et sera contrôlée par un vétérinaire. Chaque prélèvement durera quelques secondes. Pour les analyses nécessitant un volume plus important, un prélèvement terminal, sans réveil de l’animal, sous anesthésie gazeuse sera réalisé. Les animaux recevront des injections de solution saline isotonique contenant des plasmides, pour favoriser le développement de populations immunitaires humaines d’intérêt, une ou deux fois selon la durée de l’étude. Ces injections, administrées uniquement aux souris de plus de 18 g, dureront entre 10 et 15 secondes. Les injections pourront être répétées selon le protocole et dureront quelques secondes. À l’issue des études, les animaux devant être euthanasiés le seront selon les méthodes réglementaires. Toutes les interventions seront réalisées sous un suivi clinique rigoureux afin de minimiser douleur et stress des animaux. [MODIFICATION] Un jeûne de nourriture pourra être effectué sans dépasser 12 heures par semaine avec un maximum de 6h consécutives. L’eau ne sera jamais retirée des cages.
Impact sur les animaux
Pour le développement de ce modèle pathologique divers signes cliniques pouvant entraîner un inconfort pourront être observés: en lien avec le développement d’un diabète de type II : polyphagie (besoin excessif de manger), polyurie (trouble urinaire) , polydipsie (sensation de soif exagérée), troubles de la vision, asthénie, pathologie cardio-vasculaires (accident vasculaire cérébral, crise cardiaques), néphropathie, neuropathie, rétinopathie; en lien avec l’obésité: accumulation de graisse viscérale et augmentation du poids pouvant entraîner une difficulté à se mouvoir, pathologie cardio-vasculaire; en lien avec une insuffisance hépatique : état général dégradé, encéphalopathie hépatique, ictère, asthénie, anorexie, ascite, troubles de la coagulation, vomissement (hématémèse), diarrhée (méléna ou hématochésie). -Injection(s) de solution saline isotonique contenant des plasmides (pour favoriser le développement de populations immunitaires humaines d’intérêt) : hématome, troubles cardio-respiratoires, altération marquée de l’état général, pendant les minutes suivants l’injection. -Administration de traitements ou de composés : effets potentiellement toxiques des composés à visées thérapeutiques, hématome, douleur, lésion au site d’administration (notamment si administrations répétées). -Prélèvements sanguins : hématome, anémie, douleur, lésion au site de prélèvement (notamment si prélèvement répétés). -Rasage et crème dépilatoire : microlésions, irritations cutanées, gêne (sensation de brûlure de la crème), inflammation transitoire. -Anesthésie : risque d’hypothermie et de sécheresse oculaire. Des nuisances peuvent également être induites par le stress dû aux contentions. La douleur peut se manifester, entres autres, par une perte de poids, une hypo- ou une hyperactivité, une prostration ou des difficultés à se déplacer.
Devenir
Les animaux ayant atteints les point limites ou sur demande du vétérinaire seront euthanasiés. Ils ne recouvreront pas leur état de santé et de bien-être général. [MODIFICATION] Des souris issues de cette procédure pourront être réutilisées dans le projet « Formation interne aux procédures et gestes techniques appliqués aux souris » sur décision vétérinaire. Ceci ne pourra être envisagé que dans les cas ou des animaux ont subi seulement une partie de la procédure (ex : animaux du groupe contrôle négatif) et ne présentant pas d’altérations résiduelles de leur état de santé.
Remplacement
Il n'est actuellement pas possible de recréer in vitro un environnement qui mimerait le développement d'un syndrôme métabolique (diabète, obésité, NASH) tout en objectivant l’efficacité de molécules agissant, entre autres, sur l’activité du système immunitaire, la mort cellulaire, le stress oxidatif ou les taux d’insuline et de lipides dans le sang. Les modèles murins en général, et plus particulièrement la souris avec un foie et/ou un système immunitaire humanisé(s), constituent donc un modèle scientifiquement valide, robuste et indispensable au développement et la mise au point de traitements innovants visant à lutter contre cette maladie.
Réduction
Un total de 990 animaux est demandé pour la réalisation de ce projet sur une durée de 5 ans, permettant de réaliser 33 études de 4 groupes (contrôle négatif, contrôle positif, plusieurs doses ou traitements à comparer) avec 5 a 10 animaux par groupe. Aucune approche statistique n'a été réalisée pour le nombre total d’études ou pour le nombre total d’animaux dans le projet. L’estimation du nombre d’animaux est réalisée sur base du nombre d’études effectuées les années antérieures et anticipant une croissance chaque année, en accord avec le plan commercial. Le nombre d’animaux utilisés dans chaque étude sera réduit au maximum par des analyses rétrospectives systématiques.
Raffinement
En début d'étude, les souris seront hébergées préférentiellement par groupes sociaux stables composés de 5 individus. Des compléments alimentaires pourront être administrés suivant l’état de santé des animaux. La cage contiendra à minima une couche de litière permettant aux souris de creuser, de se cacher et de réaliser un nid, élément essentiel à leur bien-être. En outre, des enrichissements de qualité seront fournis dans chacune des cages : morceaux de bois, tunnel en carton, kraft et/ou boules de cotons. À leur entrée dans l’animalerie, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation de minimum 4 jours. Lors d’un changement de zone au sein de l’animalerie, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation d’une nuit au minimum. Pour limiter la douleur, la souffrance et l’angoisse, une échelle de scores cliniques (pelage, mobilité, état général, activité, comportement, etc…) sera appliquée dès le premier geste invasif ou dès qu’un signe d’altération sera observé lors de la surveillance quotidienne. Des traitements antalgiques préventifs et curatifs seront mis en œuvre dès que nécessaire, sous avis vétérinaire. Le vétérinaire aura pleine autorité pour euthanasier un animal ou mettre en œuvre un traitement anti-douleur. Concernant les prélèvements sanguins, le volume maximal est défini pour un prélèvement unique, au-delà il s’agira d’un prélèvement terminal sans réveil sous anesthésie. Les fréquences sont limitées et une réhydratation est prévue. Les points limites déclenchant l’euthanasie incluent : atteinte sévère de l’état général, douleur non contrôlée ou tout score clinique dépassant les seuils définis, perte de poids dépassant les seuils définis.
Choix des espèces
L'utilisation de modèles murins dans les syndromes métaboliques a déjà été démontré dans la littérature scientifique. Par ailleurs, nous maitrisons l'humanisation du système immunitaire et du foie chez des lignées de souris spécifiques. En se basant sur cette expertise, il est essentiel de poursuivre sur cette espèce. [MODIFICATION] Pour les souris non humanisées et humanisées avec des cellules sanguines provenant du sang périphérique, les animaux seront inclus aux études à partir de l’âge minimum de 6 semaines. Pour les souris humanisées avec des cellules souches issues de cordons ombilicaux humains, les animaux seront inclus aux études à partir de l’âge minimum de 8 semaines, première apparition des cellules humaines dans le sang. Pour les souris humanisées au niveau du foie ou double-humanisées (foie + système immunitaire), les animaux seront inclus aux études à partir de l’âge minimum de 13 semaines correspondant au délai nécessaire pour obtenir une prise de greffe hépatique suffisante dans la majorité des souris.
Évaluation des effets de Süvy sur la santé
- Recherche appliquée
- Troubles cardiaques
- Troubles endocriniens
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles immunitaires
- Troubles nerveux
Pendant 24 semaines, une partie des souris subit chaque semaine une prise de sang et un jeûne de cinq heures pour mesurer la glycémie, ainsi qu'un test à l'insuline de 3 h 30 à jeun et, pour un second lot, un test de tolérance au glucose de six heures à jeun la semaine de la mise à mort. D'autres sont isolées pendant 18 h 30 à 22 heures et privées de nourriture pendant 15 h 30 à 19 heures, une fois par semaine sur cinq semaines au plus, ou gavées chaque jour pendant huit jours, et un régime hypercalorique doit en rendre certaines obèses, et une privation de nourriture doit imiter chez d'autres une anorexie. 6 680 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger ou modéré, pour comparer aux sucres et édulcorants du marché un substitut breveté issu de fruits fermentés et de fibres, avec trois tests de l'attention et un test de comportement dont la nature n'est pas précisée. Toutes sont tuées à la fin de la procédure, pour prélever leur appareil digestif, leur foie, leur rate, leurs reins, leur pancréas, leurs muscles, leur tissu adipeux, leurs dents et leur cerveau.
Objectifs
Le sucre, et plus particulièrement le saccharose, occupe une place centrale dans notre alimentation en raison de ses propriétés organoleptiques (goût sucré, texture…) et fonctionnelles (conservation, structure...). Toutefois, sa consommation excessive est associée à de nombreuses pathologies chroniques telles que le diabète de type 2, les maladies neurodégénératives, les maladies cardiovasculaires, l’obésité, les troubles du comportement alimentaire ou encore l’inflammation. Au-delà des impacts physiopathologiques, plusieurs études mettent en évidence un lien entre consommation excessive de sucre et troubles du comportement, en particulier chez les enfants. En effet, la consommation de sucre serait associée à des troubles de l’attention, de l’impulsivité, voire à une augmentation de l’agressivité. Face à ces enjeux de santé publique, la recherche de substituts sucrants plus sains devient essentielle. L’objectif est double : maintenir les caractéristiques sensorielles et fonctionnelles du sucre tout en réduisant son impact sur la santé. Dans ce contexte, un nouveau substitut de sucre, un complexe sucrant breveté issu de fruits fermentés et de fibres, apparait comme prometteur dans cet enjeu. Ce substitut présente une particularité majeure : il possède des propriétés physiques similaires à celles du sucre, ce qui lui permet de s’intégrer aisément dans les préparations culinaires classiques, tout en limitant l’impact sur la santé. Au-delà de ces propriétés, ce substitut de sucre suscite un intérêt croissant pour son potentiel à limiter les pics glycémiques postprandiaux. Il permettrait aussi de palier aux dysrégulations émotionnelles et cognitives induites par le sucre. Par ailleurs, sa faible valeur énergétique pourrait jouer un rôle dans le contrôle du poids corporel et des apports caloriques, éléments clés dans la lutte contre l’obésité. Ce projet, à l’interface entre nutrition, physiologie et comportement, a pour objectif de déterminer si le substitut de sucre représente une alternative crédible au sucre classique du point de vue de la santé à court et long terme.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à générer des connaissances sur les effets d’un substitut sucrant innovant. Les bénéfices attendus sont : scientifiques, sanitaires et sociétaux. 1-Avancées scientifiques : Ce projet permettra d’approfondir la compréhension des effets des substituts du sucre sur la régulation de la glycémie, la sécrétion d’insuline et les marqueurs d’inflammation de bas grade. Il explorera également les effets neurocomportementaux d’une consommation chronique ou aiguë de sucre et de ses substituts, notamment en ce qui concerne la concentration, l’impulsivité et les comportements agressifs. Par ailleurs, les mécanismes de régulation de la satiété feront l’objet d’une attention particulière, en lien avec la fermentation colique et la production d’acides gras à chaîne courte. Enfin, le rôle de ce substitut de sucre sera évalué dans des contextes de surconsommation alimentaire (modèle d’obésité) et de réalimentation après une phase de dénutrition (modèle post-anorexique). 2-Bénéfices sur la santé humaine : Les retombées potentielles pour la santé sont significatives. Le bénéfice principal réside dans la réduction des risques associés à une consommation excessive de sucre, tels que le diabète de type 2, l’obésité, les maladies cardiovasculaires et certaines dysrégulations neurocognitives. Une attention particulière sera portée à l’amélioration de la régulation des fonctions cognitives et émotionnelles, en lien avec les variations de neurotransmetteurs observées lors de la consommation de sucre chez certains individus sensibles. 3- Impact sur la santé publique : Ce projet répond à une demande croissante de la population et des acteurs de l’agroalimentaire pour des produits alimentaires à la fois plus sains et sensoriellement satisfaisants. Il pourrait ainsi contribuer à la formulation de nouvelles recommandations nutritionnelles et à la reformulation de produits à moindre impact métabolique. En apportant des données robustes sur les effets d’un substitut sucrant à faible index glycémique, ce projet ambitionne de participer à la transition vers une alimentation plus favorable à la santé métabolique et mentale, tout en préservant le plaisir alimentaire.
Procédures
Procédure 1 : - La pesée, réalisée sur animaux vigile, durera 2 min. - Prélèvement sanguin sera réalisé 1 fois par semaine pendant toute la durée de l’étude (soit 24 fois) et durera 1 min. - Le test de l’attention sera réalisé 3 fois par souris et durera 30 à 40 min - Le test de comportement sera réalisé 1 fois par souris et durera 23min divisé en 3 sessions sur 2 jours. - le test de l’insuline sera réalisé 1 fois par groupe et durera 3h30 (à jeun) - le test de tolérance au glucose sera réalisé 1 fois par souris (sur un second lot) la semaine de la mise à mort et durera 6h (à jeun) -la mise à jeun pour la prise de la glycémie sera réalisé chaque semaine, soit 24 fois par souris et durera 5h Procédure 2 : -La période de jeun durera entre 15h30 et 19h selon la phase. -La période d’isolement durera entre 18h30 et 22h selon la phase -Le prélèvement sanguin sera réalisé 1 fois par phase (1 par semaine) soit 5 fois maximum durera 1 min. -Le gavage sera réalisé 1 fois par phase (1 par semaine) soit 5 fois maximum, et durera 2 min. Procédure 3 : -Le gavage sera réalisé 1 fois par jour pendant 8 jours soit 8 fois et durera 2 min. -L’injection sera réalisé 1 fois par souris et durera 2 min. -Prélèvement sanguin sera réalisé 1 fois par semaine pendant toute la durée de l’étude (soit 4 fois), et durera 1 min. -le test de l’insuline sera réalisé 1 fois par souris et durera 3h30 (à jeun) Procédure 4 : - La pesée, réalisée sur animaux vigile, durera 2 min. -Prélèvement sanguin sera réalisé 1 fois par semaine pendant toute la durée de l’étude (soit 4 fois) et durera 1 min. -le test de l’insuline sera réalisé 1 fois par souris et durera 3h30 (à jeun) -la mise à jeun pour la prise de la glycémie sera réalisé chaque semaine, soit 24 fois par souris et durera 5h Procédure 5 : - La pesée, réalisée sur animaux vigile, durera 2 min. - Prélèvement sanguin sera réalisé 1 fois par semaine pendant toute la durée de l’étude (soit 24 fois) et durera 1 min. -le test de l’insuline sera réalisé 1 fois par souris et durera 3h30 (à jeun) -la mise à jeun pour la prise de la glycémie sera réalisé chaque semaine, soit 24 fois par souris et durera 5h Procédure 6 : - La pesée quotidienne, réalisée sur animaux vigile, durera 2 min. - Prélèvement sanguin sera réalisé 1 fois par semaine pendant toute la durée de l’étude (soit 24 fois) et durera 1 min. -le test de l’insuline sera réalisé 1 fois par souris et durera 3h30 (à jeun)
Impact sur les animaux
Les techniques de contention et l'administration de substances peuvent induire un stress significatif chez la souris. En particulier, l'administration sous-cutanée ou par gavage, ainsi que les prélèvements sanguins, peuvent être traumatisants si effectués par du personnel insuffisamment expérimenté, entraînant des complications telles que des hématomes ou une administration incorrecte, comme dans la trachée au lieu de l'estomac. Les tests comportementaux peuvent provoquer un stress léger. Les souris devront être isolées, or l’isolement social peut causer du stress et de l’anxiété chez les souris, qui sont des animaux sociaux par nature. Un régime hyper calorique sera administré aux souris afin de mimer une obésité, leur prise de poids va entraîner une réduction de leur mobilité, ce qui pourrait provoquer un inconfort. Une privation de nourriture sera mise en place afin de mimer une anorexie chez les animaux, une perte de poids trop élevée entraînera une sortie des animaux de l’étude. Les périodes de jeûne pourraient provoquer un stress et un inconfort modérés. Les pesées réalisées plusieurs fois par semaine pourraient générer un stress léger.
Devenir
A la fin de la procédure les animaux seront mis à mort afin de prélever leurs organes pour des analyses biologiques. Ces analyses permettront de comprendre les mécanismes cellulaires et moléculaires sous-jacents à l’effet de la consommation de ce substitut de sucre. Les animaux ne seront donc pas gardés en vie car nous allons collecter l’appareil digestif, le foie, la rate, les reins, le pancréas, les muscles, le tissu adipeux, les dents et le cerveau pour procéder à des analyses biologiques.
Remplacement
À ce jour, il n’existe pas d’alternative aux tests sur les animaux qui permette de comprendre de manière fiable et complète comment ce substitut de sucre agit sur l’ensemble du corps. Les méthodes en laboratoire (sur cellules ou par modélisation informatique) ne suffisent pas à reproduire la complexité des réactions de notre organisme, notamment en ce qui concerne le métabolisme, la satiété, l’inflammation ou encore le comportement alimentaire. C’est pourquoi les études sur l’animal, en particulier la souris, restent nécessaires. Elles permettent d’observer comment ce substitut de sucre influence la sensation de satiété, la régulation du sucre dans le sang, les réponses inflammatoires et ses effets dans des situations comme l’obésité ou l’anorexie. L’utilisation de la souris offre une vision globale et sur la durée, ce qui est essentiel pour mener à bien ce projet de recherche dans un cadre scientifiquement pertinent.
Réduction
Cette étude, qui s’étalera sur cinq ans, vise à mieux comprendre les effets du substitut de sucre en le comparant aux sucres et édulcorants déjà disponibles sur le marché. Elle prendra en compte les différences entre les sexes en étudiant ses effets à la fois chez les mâles et les femelles, car le métabolisme peut varier selon le genre. Pour évaluer les effets d’une consommation prolongée, un grand nombre de souris est nécessaire. Certaines seront analysées à différentes étapes de l’étude afin de détecter, le cas échéant, des effets sur des organes comme le foie, les reins ou les intestins. Toutefois, si aucun impact n’est observé après 24 semaines chez un premier groupe de souris, les autres groupes ne seront pas utilisés. Le nombre de souris a été calculé pour obtenir des résultats fiables : 20 souris par groupe permettront notamment de tester la réponse du corps au sucre (tolérance au glucose et à l’insuline).
Raffinement
Les souris seront logées en groupes de quatre ou cinq dans des cages respectant les normes réglementaires, avec un accès libre à l'eau et à la nourriture. Pour réduire au minimum les nuisances sur le bien-être animal, les souris seront manipulées quotidiennement par les mêmes expérimentateurs. Ces mêmes expérimentateurs feront les administrations de la molécule et les tests comportementaux tout au long du projet. Les expérimentateurs s’assureront quotidiennement du bien-être animal Des points limites seront mis en place. Les mises à mort seront effectuées sous anesthésie profonde. Enfin, pour limiter le stress des animaux lors des tests comportementaux, des phases d’acclimatations dans les différentes enceintes font partie intégrante du protocole.
Choix des espèces
Les souris sont des modèles animaux largement utilisés dans la recherche biomédicale en raison de leur similitude biologique avec l'homme. Elles ont des systèmes digestifs, hormonaux et métaboliques assez proches de ceux de l’homme, ce qui permet d'étudier les effets physiopathologiques des aliments, tels que les substituts de sucre. Le choix d’utiliser des souris a aussi été conforté par le fait qu’il existe un plus grand nombre d’outils d’analyse disponibles (dont les réactifs immunologiques), par rapport aux autres espèces. Nous allons utiliser des souris de 8 semaines afin de regarder l’impact de la prise du substitut de sucre au cours de la vie adulte.
Etude du rôle de l’autophagie dans l’hématopoïèse normale et pathologique
- Recherche fondamentale
- Oncologie
6 200 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Hautement immunodéprimées et maintenues en hébergement stérile, elles reçoivent des injections quotidiennes plusieurs jours de suite, des cellules leucémiques humaines ou murines, une chimiothérapie cinq jours d'affilée, puis des prélèvements de sang et de moelle dans le fémur. Le porteur décrit ce que produit l'inhibition de l'autophagie, une perte de poids puis, vers six semaines, des tremblements et une paralysie des pattes arrière, et signale que les cellules leucémiques injectées dégradent rapidement l'état général. Les bénéfices annoncés pour les malades atteints de leucémie aiguë myéloïde passent par des thérapies encore à développer, et le porteur affirme qu'il est "indispensable" d'avoir des preuves d'efficacité in vivo avant tout passage en clinique.
Objectifs
L’hématopoïèse est responsable de la génération de l'ensemble des cellules sanguines. En condition physiologique, l’hématopoïèse est soutenue par les cellules présentent dans la moelle osseuse (MO). Des dérégulations de ces cellules peuvent conduire à la survenue d'hémopathies malignes (maladies du sang) telles que les leucémies. Les leucémies aiguës myéloïdes (LAM) sont les cancers du sang et de la moelle osseuse les plus courants chez l’adulte. Malgré un taux élevé de rémission après traitement par chimiothérapie, les rechutes sont fréquentes. L’autophagie est un processus impliqué dans l’homéostasie cellulaire, la régulation du métabolisme mais également l’hématopoïèse. Ainsi, des dérégulations de l’autophagie sont impliquées dans de nombreuses maladies telles que le cancer. Récemment, l’autophagie des cellules du microenvironnement a également été mise en évidence comme favorisant la croissance de différents cancers en fournissant les substrats nécessaires aux cellules cancéreuses. Ainsi, ce projet s’intéresse à l’étude de l'implication de l’autophagie des cellules du microenvironnement de la MO dans la régulation de l’hématopoïèse et de la chimiorésistance des LAM. Mieux comprendre ces mécanismes nous aidera à mieux prévenir et soigner les hémopathies malignes.
Bénéfices attendus
La résistance aux chimiothérapies représente un enjeu clinique majeur dans les LAM. Ce projet apportera une meilleure compréhension du rôle de l'autophagie dans l’hématopoïèse mais également la résistance des LAM et les mécanismes moléculaires exacts impliqués. Cette meilleure compréhension pourra permettre le développement de thérapies ciblant directement l'autophagie ou des voies moléculaires régulées par ce mécanisme. Ce projet permettra également la découverte de nouvelles combinaisons thérapeutiques avec des chimiothérapies ou thérapies ciblées existantes dans le but d'améliorer la prise en charge et le traitement des patients atteints de LAM et ainsi diminuer les récidives.
Procédures
Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : - Pré-conditionnement des animaux : une injection par jour pendant 1 ou 2 jours, 48h avant injection des cellules. Durée : quelques secondes. Sur animaux vigiles. – Inhibition de l'autophagie : une injection par jour pendant 4 jours. Durée : quelques secondes. Sur animaux vigiles. – Traitements par chimiothérapie : 1 injection par jour pendant 5 jours, durée : quelques secondes. Sur animaux vigiles. - Test cibles thérapeutiques : leur fréquence d’administration sera déterminée selon la littérature, en respectant scrupuleusement les recommandations des volumes limites. Ces procédures dureront de quelques secondes à 1 minute. - Injection des cellules hématopoïétiques. Durée : quelques secondes à une minute. Sur animaux vigiles - Injection des cellules leucémiques. Durée : quelques secondes à une minute. Sur animaux vigiles. - Prélèvements sanguins : Toutes les 4 semaines si besoin. Durée : environ 1 minute. Sur animaux anesthésiés ou vigiles. - Prélèvements de moelle : Si absence de cellules aux prélèvements sanguin. Durée : environ 1 minute. Sur animaux anesthésiés.
Impact sur les animaux
L’inhibition de l’autophagie conduit à une perte de poids puis plus tardivement (6 semaines) à une neurodégénérescence caractérisée par des tremblements et paralysie des pattes arrière. Le pré-conditionnement des animaux permettant la greffe des cellules conduit à des nuisances temporaires : déshydration et perte de poids. L’injection de lignées cellulaires de LAM qui prolifèrent rapidement engendre une détérioration rapide de l’état général des souris : déshydratation, perte de poids, paralysie des pattes arrière. Nuisances concernant les points des expériences : contention : stress, injection IP : stress, douleur modérée, Prélèvements veineux : douleur légère (sous anesthésie), prélèvements intra-fémoraux : douleur modérée, notamment au niveau du genou (sous anesthésie + analgésiques/antalgiques).
Devenir
Les animaux seront mis à mort à l'issue de chaque procédure afin de prélever les échantillons à analyser (sang, cellules de la moelle osseuse et de la rate).
Remplacement
Dans le but d’évaluer la contribution de l’autophagie dans l’hématopoïèse et la résistance leucémique, des tests chez l’animal sont nécessaires car il n’existe pas de modèle in vitro permettant d’étudier de façon fidèle les interactions entre la tumeur et son microenvironnement ainsi que son évolution au sein d’un organisme vivant. Bien que certains modèles in vitro (notamment de co-culture) permettent d’obtenir une première compréhension des mécanismes, ils ne sont pas suffisants. Afin d’appliquer nos résultats au stade clinique chez l’homme, il est indispensable d’avoir des preuves d’efficacité in vivo.
Réduction
Les cohortes décrites ont été calculées de manière à utiliser le nombre juste d’animaux. C’est-à dire un nombre suffisant pour observer l’effet attendu, mais suffisamment réduit pour ne pas utiliser de façon injustifiée des animaux. Pour cela, nous utilisons un logiciel paramétré pour pouvoir détecter des différences entre les groupes égales ou supérieures à 30%, en utilisant des tests statistiques appropriés en fonction des expériences et des groupes expérimentaux.
Raffinement
L'expérimentation fait l'objet d'une procédure de suivi du bien-être des animaux, adaptée au modèle et aux potentiels effets indésirables des procédures : les animaux seront observés quotidiennement (par le personnel de la zootechnie et les expérimentat.eurs.rices) et le milieu sera enrichi avec du papier et des frisottis pour améliorer le bien-être. Les souris utilisées dans le projet étant des animaux hautement immunodéprimés, ils sont maintenus dans un hébergement stérile. Les cages sont disposées sur des portoirs ventilés et toute personne pénétrant dans les hébergements doit porter les équipements de protection individuelle (EPI) suivants: masque chirurgical, charlotte, surchaussures, combinaison, gants. Les protocoles ont été étudiés afin de limiter au maximum le stress ainsi que la douleur subie par l'animal, en optimisant le mode et le volume d'injection (des cellules, des composés) et la durée de traitement. Des anesthésiques et analgésiques seront également utilisés lors des prélèvements veineux et intrafémoraux. Lors des expériences (chimiothérapie ou autres composés, ainsi qu’après injection de lignées cellulaires), qui pourraient engendrer une dégradation de l’état de santé des animaux, celui-ci sera évalué grâce à une grille de score adaptée (état général, poids, pelage, réflexes…). En cas d'approche d'un point limite, le responsable de l'étude prendra une décision dans les 24h après le signalement, afin de choisir une éventuelle suspension du traitement, réhydratation ou un soin. L’expérience sera stoppée (et les animaux mis à mort) lorsque le score atteindra un score trop élevé. De plus, les études antérieures ont permis de mieux appréhender les points limites. La plupart des procédures décrites dans ce projet ont déjà obtenu l'accord d'un comité d'éthique pour l'expérimentation animale.
Choix des espèces
Le modèle souris est à la base de la compréhension du rôle de l’autophagie dans de nombreuses pathologies et dans l’hématopoïèse. Du fait de la présence de nombreux gènes équivalents chez l’homme et la souris, ce modèle intègre les caractéristiques de la pathologie humaine et aide à la compréhension de la résistance des cellules aux traitements et à la compréhension des fonctions de l’autophagie. Il présente des avantages pratiques tels que la croissance rapide, le cycle de reproduction court, la facilité de transport, de manipulation et d’adaptation aux différentes conditions expérimentales ainsi qu’un coût peu élevé. L’injection de cellules hématopoïétiques (cellules du sang) murines ou humaines permet de reproduire l'hématopoïèse, processus permettant la génération de l'ensemble des cellules du sang et permet ainsi d'étudier toutes les cellules de ce processus. L’injection des cellules leucémiques dans la circulation sanguine des souris est actuellement le modèle préclinique le plus utilisé pour étudier la leucémie aiguë myéloïde in vivo puisqu'il permet de reproduire de manière relativement fidèle la maladie telle que retrouvée chez l’homme. Au début des expériences, les animaux seront âgés d’environ 7 à 12 semaines car les transplantations de cellules hématopoïétiques ou cancéreuses sont plus efficaces chez les jeunes adultes et permettent donc une meilleure prise de greffe. Le traitement au tamoxifène pour induire la délétion est également plus efficace à cet âge-là.