Procédures modérées

Pour mesurer comment les poissons migrateurs recolonisent une rivière après l'arasement de deux barrages, 1 900 salmonidés et 550 poissons d'autres espèces, le résumé citant saumon, truite, anguille et lamproies, sont capturés et soumis à des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Chaque individu est anesthésié, mesuré, pesé, pucé d'un transpondeur, puis privé de quelques écailles et d'un fragment de nageoire de 0,25 cm² pour les analyses génétiques. Le porteur limite à moins d'une minute le temps hors de l'eau, emploie des épuisettes sans nœud et des bassins oxygénés pour le réveil, et sort de la procédure tout individu qui perd l'équilibre ou ventile anormalement. Les 2 450 poissons sont remis à l'eau à leur point de capture, une trentaine de minutes après le début de l'anesthésie.

Objectifs

La construction d’un barrage entrave la circulation de l’eau, des sédiments et des organismes aquatiques et rivulaires, modifiant alors fortement les écosystèmes. A l’inverse, son effacement devrait restaurer leur fonctionnement naturel en rétablissant la continuité écologique entre la source, l’estuaire et l’océan. La destruction de 2 barrages empechant la continuité écologique a fortement impacté le fonctionnement des ecosystèmes et la distribution des espèces de poissons dans le bassin versant. En particulier, les poissons migrateurs amphihalins (qui migrent entre l’océan et la rivière au cours de leur vie) qui circulent de nouveau librement dans le cours d’eau. Ces espèces n’ont jamais réellement quitté ce cours d’eau après la construction des barrages il y a un siècle. Mais elles étaient cantonnées dans la partie aval de la rivière, jusqu'au pied des barrages. Le rétablissement de la continuité écologique leur permet de recoloniser le cours principal et ses affluents à l’amont du bassin versant. L’objectif est de caractériser la démographie et l’expansion des populations de ces poissons migrateurs.

Bénéfices attendus

Les données collectées et les travaux qui en sont issus ont une vocation opérationnelle pour la préservation de cette biodiversité remarquable et de ses habitats. Elles contribuent à améliorer les connaissances scientifiques sur la restauration écologique des cours d'eau suite à l'effacement d'obstacles.

Procédures

Les animaux seront soumis à des mesures biométriques (taille et poids), à un marquage individuel à l'aide d'un transpondeur (puce identique à celles utilisées pour l'identification des chiens, chats ...), à un prélèvement d'écailles pour la mesure de l'âge et de la croissance et d'un petit bout de nageoire (0.25 cm²) pour des analyses génétiques, avant d'être rélachés sur leur lieu de capture. Le temps de procédure comprenant l'anesthésie, la manipulation, le réveil et le relâché est d'environ trente minutes.

Impact sur les animaux

La capture de poissons peut générer un stress ponctuel chez le poisson. La manipulation pour les mesures biométriques et les prélèvements peuvent aussi générer un stress ponctuel. L'anesthésie réalisée permet de réduire ces effets indésirables

Devenir

Tous les individus sont remis à l'eau dans leur secteur d'origine

Remplacement

Il n’existe pas de substitut aux données et échantillons collectées in natura sur des populations réelles de poissons migrateurs.

Réduction

Afin de ne pas échantillonner l’ensemble du cours d’eau tout en étant représentatif de la diversité d’habitats, des populations et de l’environnement, des plans d’échantillonnage (nombre de stations, période d’échantillonnage, répartition sur le cours d’eau) et des protocoles d’échantillonnage ont été développés pour permettre de capturer ces diversités tout en limitant le nombre d’individus manipulés. Pour les collections d’échantillon (écailles, tissus), tout est fait depuis la collecte (plan d’échantillonnage, mise en place de quota) jusqu’à la gestion des collections (subdivision des prélèvements, archivage et mutualisation des données...) pour maîtriser le nombre d’échantillons collectés et leur utilisation tout en répondant aux objectifs scientifiques. Pour les programmes de marquage, c’est essentiellement le nombre de marques recapturées qui conditionne la fiabilité des analyses statistiques ultérieures. Les effectifs d’individus marqués ne représentent que quelques % de la population totale dans nos protocoles, entrainant un effet très limité (voire négligeable) sur la population.

Raffinement

Une attention particulière est portée à l’amélioration du bien-être animal. Des épuisettes à fines mailles et sans nœud sont utilisé pour les capturer et les transvaser d’un bac à l’autre (stabulation ou anesthésiant). Le protocole utilisé limite au maximum le temps de manipulation hors de l’eau du poisson et des bassins oxygénés sont utilisés pour le temps de réveil. Il ne s’écoule en général pas plus de 30 minutes maximum entre l'anesthésie et le relâcher dans le milieu naturel et tous les individus capturés sont relâchés à l’endroit de leur capture dès leur manipulation terminée Les bacs de stockage sont adaptés à la taille et au nombre de poissons. La durée d’émersion et de manipulation (principale source de stress) est limitée au maximum (moins d’une minute en général). Les manipulations se font après une anesthésie légère pendant quelques minutes qui vise à tranquilliser les animaux et à éviter tout risque de blessure. Si les points limites (signes extérieurs d’altération de leur état sanitaire e.g. perte de l’équilibre, ventilation anormale ...) sont observés, les individus sont sortis de la procédure et remis immédiatement dans leur milieu.

Choix des espèces

Les poissons espèces diadromes (poissons migrateurs qui partagent leur cycle de vie entre l’eau douce et le milieu marin ) étudiées sont des animaux migrateurs (saumon, truite, anguille, lamproies …) qui partagent leur cycle de vie entre l’eau douce et le milieu marin. Ces espèces sauvages emblématiques sont fragilisées par de nombreuses pressions anthropiques, telles que la pollution de l’eau, les barrages, l’exploitation halieutique et le changement climatique. Leur fragilité est reconnue par l’Union Européenne, entre autres dans sa directive « Habitat », mais aussi par l’Union internationale pour la conservation de la nature (UICN). Ces espèces sont des indicateurs de la fonctionnalité des milieux qu’elles fréquentent et en particulier de leur connectivité. Les animaux sont capturés aux stades juvéniles et adultes. C’est la possibilité d’observer ces différents stades qui permet d‘appréhender la dynamique de renouvellement de ces populations. Ces deux aspects sont clés pour évaluer la capacité des espèces et de leurs populations à faire face à des environnements changeants.

240 rongeurs, 180 souris et 60 rats, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Une solution de lipopolysaccharides leur est injectée dans le striatum sous anesthésie pour provoquer une inflammation du cerveau, puis, vingt-quatre heures plus tard, un cathéter est posé dans la veine de la queue et deux séances d'IRM encadrent l'injection du produit à tester. La mise à mort se fait sous anesthésie, par dislocation cervicale chez la souris, par décapitation ou par injection létale de pentobarbital. L'inflammation cérébrale sert ici de terrain de contrôle : elle permet de vérifier qu'un lot d'anticorps couplés à des billes de fer se fixe bien, à raison d'un animal par semaine, la préparation ne se conservant que sept jours.

Objectifs

L’accident vasculaire cérébral (AVC) est une pathologie neurologique grave causée par la formation d’un caillot entraînant l’occlusion partielle ou totale d’une artère cérébrale. Lors d’un AVC, les cellules immunitaires orchestrent la réponse inflammatoire en interagissant avec les neurones soumis à l’ischémie. Cette réponse inflammatoire locale peut s’avérer délétère, contribuant alors à l’aggravation de la zone lésionnelle lors de la phase aigüe. L’analyse des marqueurs inflammatoires à différents moments clés représente un enjeu majeur pour le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques visant à améliorer la prise en charge de l’AVC. L'objectif de ce projet est de valider, dans un modèle d’inflammation cérébrale, le bon couplage des anticorps reconnaissant des marqueurs de l’inflammation, avec les billes de fer pour visualiser l’inflammation par imagerie par résonnance magnétique (IRM). Pour rappel, les billes viendront se fixer à la zone inflammée. Avant leur utilisation dans des modèles d’AVC (pour lesquels nous disposons d’ores et déjà de DAP), chaque préparation doit être testée et validée chez des animaux présentant une inflammation cérébrale marquée. Celle-ci est en effet essentielle pour valider l’efficacité de la solution et éviter les faux négatifs. Pour se faire, nous utiliserons un modèle consistant en l’injection de lipopolysaccharides (LPS) dans le striatum pour induire une inflammation cérébrale à l’origine de la réponse inflammatoire, chez des souris ou des rats adultes et mâles (même espèce et même souche dans le contrôle de la solution de MPIO que pour notre étude principale). Avec cet animal, nous validerons alors la bonne fixation de la solution sur une zone inflammé, induite par le LPS. Pour bien comprendre la finalité, une fois validée, la solution de MPIO est alors administrée à des animaux entrant dans un autre projet (ayant une DAP à part) pour lesquels nous voulons identifier la présence ou non d’inflammation après l’induction d’un AVC.

Bénéfices attendus

L’objectif fondamental de ce projet consiste en la validation de la qualité d’outils d’imagerie moléculaire permettant de détecter l’inflammation cérébrale. En effet, cette procédure permettra de valider que le couplage billes magnétiques/anticorps de la solution préparée est suffisamment efficace pour détecter une inflammation dans le tissu via une séquence IRM. Cette étape est indispensable pour l’évaluation de l’inflammation chez des animaux soumis à un AVC et traités par des stratégies thérapeutiques innovantes. En présence de résultats encourageants, les molécules fournies par les partenaires industriels seront soumises à des essais cliniques, avec pour objectif ultime la mise sur le marché, dans les années à venir, de potentielles thérapies. Quel que soit leur caractère positif ou négatif, les résultats obtenus auront un impact significatif sur la recherche scientifique, en orientant les choix stratégiques et en affinant les axes de recherche.

Procédures

Les animaux seront soumis à une injection intracérébrale d’une solution de lipopolysaccharides (LPS) qui permettra d’induire une inflammation au niveau du striatum. Cette injection se fera sous anesthésie générale et analgésie et durera 20 minutes. Ensuite, 24 heures après l’administration de LPS, les animaux seront de nouveau anesthésiés et analgésiés et un cathéter sera posé au niveau de la veine de la queue (environ 1 minute). Ensuite, toujours sous anesthésie, les animaux passeront une IRM en environ 30 minutes puis les molécules à tester seront administrées par voie veineuse avant nouvelle acquisition IRM (10 minutes). A la fin de la procédure, les animaux toujours sous anesthésie et analgésie seront mis à mort par dislocation cervicale (uniquement chez la souris) décapitation ou injection léthale de pentobarbital.

Impact sur les animaux

L’administration striatale de LPS chez l’animal entraîne une neuro-inflammation associée à une inflammation systémique, pouvant induire une réduction de l’activité spontanée et une légère perte d’appétit, traduisant une souffrance modérée. L’administration intraveineuse des MPIO par la veine caudale des rongeurs n’entraînera pas de désagrément supplémentaire.

Devenir

A la fin du projet, tous les animaux seront donc mis à mort.

Remplacement

Ce projet correspond à l’étape indispensable de validation in vivo d’outils utilisés pour réaliser de l’imagerie moléculaire permettant de visualiser l’inflammation cérébrale. Actuellement il n’existe aucune méthode alternative à l’expérimentation animale nous permettant d’obtenir le même niveau d’information obtenue avec l’expérimentation animale. En effet, l’objectif est de valider la bonne détection d’une neuro-inflammation par IRM, méthode utilisée dans la plupart de nos études pour avoir un suivi longitudinal des animaux et éviter ainsi une multiplication du nombre d’animaux par groupe pour chaque temps étudié. Or, ce type d’analyse n’est pas compatible avec des méthodes alternatives telles que des coupes de tissus ou des cultures cellulaires.

Réduction

Nous avons déjà réduit le nombre d’animaux au strict minimum, en n’utilisant qu’un seul animal par semaine pour valider chaque préparation de MPIO couplés aux anticorps, dont la durée de validité n’excède pas 7 jours.

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans des cages standards répondant aux normes européennes actuelles et isolés de tous les bruits extérieurs. Au sein de chaque cage, les animaux auront toujours accès à divers types d’enrichissements : kraft, dôme en carton + brique aspen ainsi qu’accès ad libitum à la nourriture et à l’eau pendant toute la durée de stabulation. Leur bien-être sera suivi bi-quotidiennement par du personnel qualifié 5j/7 et quotidiennement pendant les week-ends et jours fériés. Durant toute la durée de l’étude, les animaux seront également régulièrement pesés (2 fois par semaine au minimum). Ils seront systématiquement pesés le jour de la chirurgie et le lendemain, avant l’injection des MPIO et de la réalisation de l’imagerie IRM. En cas de constatation de dépassement des points limites fixés et détaillés plus bas dans cette DAP, l’animal recevra une injection de buprénorphine si la précédente couverture analgésique n’est plus active, et 30 minutes après, sera placé sous anesthésie profonde et euthanasié par dislocation cervicale (uniquement chez la souris) ou décapitation. Alternativement, les animaux pourront être euthanasiés par injection léthale de pentobarbital.

Choix des espèces

La souris (Mus musculus) et le rat (Rattus norvegicus) occupent une place prépondérante dans la recherche médicale, particulièrement dans le développement de stratégies thérapeutiques. Cette prééminence découle de divers facteurs, notamment les homologies entre l’Homme et ces deux espèces, ainsi que la facilité de manipulation génétique, le coût relativement bas, et la logistique aisée associée à l'élevage et la stabulation de ces rongeurs. Ces caractéristiques (entre autres) font de la souris et du rat des modèles animaux privilégiés pour la recherche préclinique. Ils offrent la possibilité d'une analyse comparative et critique des résultats obtenus avec ceux de la littérature, renforçant ainsi la fiabilité des conclusions et leur applicabilité potentielle chez l'Homme Les animaux utilisés seront adultes le jour de l’administration de LPS (entre 8 et 12 semaines pour la souris, 6 à 10 semaines pour le rat) afin de nous placer dans les mêmes conditions que pour les animaux utilisés dans les modèles d’AVC.

Deux interventions endoscopiques de trois heures sous anesthésie générale, à un mois d'intervalle, puis un contrôle par endoscopie et scanner tous les quinze jours sous anesthésie jusqu'à huit semaines après l'opération : cinq cochons de 30 à 50 kg subissent des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Le dispositif testé est un implant magnétique destiné à maintenir ouverte une couture entre deux segments du tube digestif, et le porteur prévoit qu'il ressorte dans les selles après plusieurs semaines. Les effets annoncés vont du vertige au réveil aux nausées et à la baisse d'appétit, avec une douleur transitoire si la pose oblige à ouvrir la paroi abdominale. Tous les cinq sont tués en fin de procédure pour prélever des organes et pratiquer des analyses histologiques, quatre servant à la preuve de concept et le cinquième étant prévu "en back up" par le porteur.

Objectifs

Les anastomoses digestives sont des communications entre des structures tubulaires ou cavitaires qui ouvrent un passage à des fluides (aliments, bile…). Elles sont indiquées quand il s’agit de rétablir le transit alimentaire (après résection d’un segment malade, d’une tumeur), de court-circuiter une zone pathologique ou obstructive, de dériver ou de drainer des flux. Une anastomose peut être réalisée chirurgicalement à l'aide de sutures, d'agrafes ou de techniques innovantes de compressions pariétales (ie qui rapprochent et maintiennent les parois du tube digestif l’une contre l’autre pour créer une connexion entre elles). Une des problématiques liées aux anastomoses est leur tendance à rétrécir, suite au processus de cicatrisation, et conduire à une sténose avec diminution du diamètre utile. L’objectif de ce projet est d'évaluer la faisabilité, la sécurité et les performances d'un nouveau dispositif médical qui permettrait de traiter les anastomoses par voie endoscopique pour maintenir un calibre fonctionnel suffisant dans le temps. Cette approche pourrait représenter une alternative mini-invasive aux traitements chirurgicaux conventionnels lorsqu'une augmentation du diamètre anastomotique est nécessaire.

Bénéfices attendus

Les résultats attendus permettront d'obtenir des données précliniques essentielles concernant la faisabilité technique de la procédure endoscopique,, la tolérance du dispositif, la qualité de la cicatrisation tissulaire ainsi que la perméabilité de l'anastomose obtenue après traitement. À plus long terme, le développement de cette approche mini-invasive pourrait offrir une alternative aux traitements chirurgicaux plus invasifs chez les patients nécessitant une révision ou un élargissement d'une anastomose gastro-jéjunale. Une telle stratégie pourrait contribuer à réduire la morbidité associée aux reprises chirurgicales, la durée d'hospitalisation, le délai de récupération des patients, ainsi que les coûts associés.

Procédures

Les animaux seront soumis à deux interventions chirurgicales, à un mois d'intervalle, réalisées par voie endoscopique sous anesthésie générale d'une durée de 3 heures. Des examens non invasifs de contrôle (endoscopie et scanner) seront réalisés tous les 15 jours sous anesthésie générale (1 heure), jusqu'à 8 semaines post opératoire. Une prise de sang pourra être réalisée à la faveur des anesthésies de contrôle pour un bilan biologique.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables de la procédure sont liés à l’anesthésie (stress lors de l'injection intramusculaire, Vertige au réveil) et à l'intervention par voie endoscopique (nausées, diminution de l’appétit, modification du transit intestinal). Dans le cas où une incision de la paroi abdominale (laparotomie) serait nécessaire pour aider à la réussite de la procédure endoscopique: douleur transitoire au niveau de la cicatrice, baisse d’activité et éventuel manque d’appétit sur quelques jours pouvant impacter la courbe de croissance.

Devenir

Tous les animaux sont mis à mort en fin de procédure pour la réalisation de prélèvements d'organes et d'analyses histologiques.

Remplacement

Le système testé est destiné à maintenir une anastomose digestive ouverte. Le système testé est destiné à maintenir une anastomose digestive ouverte. Des essais sur banc (forces, déploiement, durabilité, fatigue) ainsi que des tests sur tissus ex vivo ont été réalisés au préalable afin de contrôler, entre autres : - la force entre les aimants : mesure de traction avec un dynamomètre, courbe force/distance, influence de l’épaisseur des tissus interposés, variabilité inter-dispositifs… - le déploiement du dispositif : force maximale, fluidité du mécanisme, absence de blocage, compatibilité avec les différents endoscopes, passage dans le canal opérateur… - la navigation endoscopique, la précision de positionnement, la reproductibilité sur simulateur anatomique (tube digestif de porc). Mais les études ex-vivo ne suffisent pas pour recréer l’environnement biologique exact et valider la performance et la sécurité des systèmes avant leur utilisation chez les patients. Le comportement du tissu digestif est très complexe in vivo, il réagit différemment au niveau fonctionnel (présence de contenu gastrique, élasticité, péristaltisme, réaction inflammatoire…). De plus, l'évaluation du processus de cicatrisation nécessite un organisme vivant intégré pour suivre l’évolution des tissus et la libération progressive du dispositif, attendue après plusieurs semaines dans les selles.

Réduction

Il s’agit d’une preuve de concept pour démontrer la faisabilité de pose du dispositif par voie endoscopique, sa sécurité et son efficacité. Un effectif réduit à 4 animaux permet de tester nos objectifs (réussite de pose du système, taille de l’anastomose, cicatrisation…). Considérant la variabilité interindividuelle de la physiologie digestive, c'est l'effectif minimum requis pour confirmer les résultats et valider les améliorations du prototype. Un animal supplémentaire est prévu en back up, il ne sera utilisé qu'en cas de complications compromettant l'implantation du dispositif et l'obtention de résultats exploitables.

Raffinement

Les porcs sont hébergés en groupe social, dans des box enrichis de jouets favorisant leurs comportements naturels comme le fouissage et mâchouillement, avec une période d’acclimatation à leur nouvel environnement. Ils reçoivent de l’eau ad libitum et une alimentation adaptée à leurs besoins. Ils sont familiarisés au contact avec les manipulateurs par renforcement positif avec distribution de récompenses. Les procédures chirurgicales sont réalisées sous anesthésie générale par voie endoscopique, technique mini invasive d’accès par les orifices naturels, avec thermorégulation, couverture antalgique et monitoring des fonctions vitales. Un médecin expert en echo-endoscopie réalise les gestes spécifiques liés au déploiement et à l’utilisation du dispositif médical testé. Au réveil de l’anesthésie, les animaux sont étroitement surveillés pour détecter tout signe de douleur éventuelle ou de complication. Une alimentation complémentaire liquide appétente (parfum fraise) est proposée pour préparer le tube digestif à l’examen gastroscopique. Une vidéosurveillance 24h/24 permet un suivi visuel des comportements en animalerie et une intervention rapide du vétérinaire en cas d’anomalie. Une grille d’évaluation de la douleur est établie avec la conduite à tenir. Des points limites sont définis pour arrêter la procédure et éviter toute souffrance inutile.

Choix des espèces

Le porc est monogastrique, son tube digestif présente de nombreuses similitudes avec l'anatomie humaine. Des porcs charcutiers juvéniles de 30 et 50 Kg seront utilisés. A ce stade, les interventions endoscopiques peuvent être réalisées dans les mêmes conditions que chez le patient (taille des instruments, volumes des segments digestifs, voies d’abord, ergonomie, orientation…).

Immunodéprimées par construction, donc exposées à un risque accru d'infection, 120 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Le muscle tibial antérieur est remplacé par une matrice artificielle au cours d'une chirurgie de quinze minutes, avant une injection de cellules humaines et six séances d'imagerie sous anesthésie. Entre les deux établissements où se déroule le projet, elles voyagent vigiles dix minutes à pied, dans une boîte glissée dans un sac opaque. Toutes sont tuées à la fin de la procédure pour prélever et analyser les muscles, le porteur écrivant que l'utilisation de souris immunodéficientes est "indispensable" pour évaluer la greffe de cellules humaines.

Objectifs

Ce projet vise à tester une nouvelle approche pour remplacer un muscle endommagé. Aujourd’hui, lorsqu’un muscle est perdu à cause d’une maladie ou d’un accident, il ne peut pas être remplacé. Nous développons une structure artificielle qui imite un muscle et qui peut être implantée à la place du muscle manquant. Cette structure est ensuite enrichie avec des cellules capables de former du tissu musculaire. L’objectif est de vérifier si cette approche permet de recréer un muscle fonctionnel dans un organisme vivant. Ce projet sera mené sur deux établissements, les équipements nécessaires à sa réalisation n’étant pas disponibles sur un même site.

Bénéfices attendus

La perte d’un muscle, liée à une maladie ou à un accident, est aujourd’hui irréversible car il n’est pas possible de transplanter un muscle entre humains en raison des réactions du système immunitaire. Pourtant, ce type de handicap pourrait concerner des centaines de millions de personnes dans le monde. En effet, les maladies musculaires touchent une personne sur 3000 en Europe et la prise en charge actuelle varie entre 100 000 et 150 000 euros par patient et par an pour les formes les plus avancées. Ce projet propose une nouvelle approche pour répondre à ce besoin : remplacer le muscle manquant par une structure artificielle qui imite un muscle naturel. Une fois implantée, cette structure est enrichie avec différents types de cellules humaines capables de reconstruire un tissu musculaire. L’objectif est de démontrer que cette solution peut permettre de recréer un muscle fonctionnel. À terme, cette approche pourrait ouvrir la voie à de nouveaux traitements pour les personnes ayant perdu la fonctionnalité d'un muscle.

Procédures

Au cours du projet, les animaux auront une chirurgie sous anesthésie et analgésie (1 fois, durée : 15 minutes) et une injection de cellules sous anesthésie (1 fois, 5 minutes). Les animaux seront transportés d'un établissement 1 vers un établissement 2 (animaux vigiles, 10 minutes). Enfin, les animaux seront suivis par imagerie sous anesthésie (6 fois, durée : 15 minutes).

Impact sur les animaux

Dans le cadre de ce projet, les animaux sont immunodéprimés ce qui les exposent à un risque accru aux infections. Plusieurs actes seront réalisés sous anesthésie (chirurgie, injection, imagerie), elle pourra engendrer une baisse de la thermorégulation et dans de rares cas une détresse cardio-respiratoire. L’intervention chirurgicale pourra engendrer des douleurs modérées et des risques d’infections. Les injections pourront induire une douleur légère de courte durée. Les imageries pourront engendrer un léger stress.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés par une méthode réglementaire à la fin de la procédure afin de prélever et analyser les muscles.

Remplacement

Avant toute utilisation chez l’animal, les différentes cellules sont étudiées en laboratoire grâce à des modèles in vitro. Ces tests permettent de vérifier leur bon fonctionnement et leur capacité à former des structures proches de celles observées dans l’organisme. Concrètement, certaines cellules sont sélectionnées pour leur capacité à former des fibres musculaires capables de se contracter, d’autres pour leur aptitude à former des vaisseaux sanguins, et d’autres encore pour leur rôle dans la production de composants essentiels du tissu. Ces propriétés sont évaluées à l’aide d’observations au microscope, de manière qualitative. Cette étape permet de s’assurer que les cellules présentent les caractéristiques attendues avant leur utilisation dans un organisme vivant. Cependant, à ce jour, il n’existe pas de méthode alternative permettant de reproduire l’ensemble des mécanismes impliqués dans la formation d’un muscle complet. Les interactions complexes entre les différents types de cellules, les vaisseaux sanguins et les tissus ne peuvent pas être modélisées de manière fiable uniquement en laboratoire. C’est pourquoi une approche in vivo reste nécessaire pour répondre aux objectifs de ce projet.

Réduction

Le nombre d’animaux a été défini de manière à obtenir des résultats fiables tout en respectant la règle des 3R. Au total, jusqu’à 120 animaux seront utilisés dans le cadre du projet. Afin de réduire le nombre d’animaux nécessaires, chaque souris servira de contrôle pour elle-même lorsque cela est pertinent, notamment en comparant les deux muscles de l’animal. Cette approche permet d’augmenter la puissance des analyses sans augmenter le nombre d’animaux. Les données seront comparées entre groupes à l’aide d’analyses statistiques adaptées, afin de garantir la robustesse et la fiabilité des résultats.

Raffinement

Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation. Les animaux sont hébergés avec leurs congénères (l’hébergement individuel est limité au maximum) en portoirs ventilés avec un système d’abreuvement automatique et un accès ad libitum à la nourriture et l’eau. Le milieu est enrichi avec deux enrichissements minimum et les animaux sont vérifiés quotidiennement. Le projet a été mis au point afin de permettre une interprétation fiable des résultats dans le respect du bien-être animal. Pour limiter les risques d'infections liés au phénotype, les animaux auront de la nourriture, de la litière et des enrichissements stérilisés et l'eau de boisson sera purifiée. Les animaux seront également manipulés avec des gants sous hotte et hébergés en cages ventilées. L'ensemble des actes seront réalisés sous anesthésie générale et avec analgésie pour la chirurgie. Pendant l'anesthésie, les animaux sont placés sur tapis chauffant afin de maintenir leur température corporelle et un gel ophtalmique est appliqué pour prévenir le dessèchement des yeux. Avant et après la chirurgie, un gel nutritif sera introduit dans la cage ainsi que des croquttes au sol pour faciliter la prise hydrique et alimentaire. Pour le transfert entre les deux établissements, les animaux seront placés dans une boite de transport avec litière, croquettes et enrichissement. La boite sera placée dans un sac opaque pour préserver les animaux de la lumière extérieure. Le transport de l’établissement 1 à l’établissement 2 est de 10 minutes maximum à pied. Les examens seront réalisés après une semaine d’acclimatation. Ainsi, la douleur et le stress sont limitées en apportant des soins adaptés ainsi qu’une surveillance attentive accompagnée de points limites suffisamment prédictifs et précoces.

Choix des espèces

L’utilisation de souris immunodéficientes est indispensable pour ce projet, car elle permet d’évaluer la greffe de cellules humaines dans un organisme vivant. Ces animaux présentent une déficience du système immunitaire ce qui limite fortement le rejet des cellules humaines injectées. Cette caractéristique est essentielle pour permettre la survie, l’intégration et l’étude des cellules humaines dans le tissu musculaire. Le modèle murin est largement utilisé en recherche biomédicale pour l’étude de la régénération musculaire, en raison de sa pertinence biologique et de la disponibilité de modèles adaptés. Ainsi, l’utilisation de cette lignée permet d’obtenir des résultats fiables et pertinents au regard des objectifs du projet. Les animaux seront utilisés à un stade adulte (entre 2 et 8 mois), ce qui correspond à un organisme mature et permet d’étudier la régénération musculaire dans des conditions proches de celles observées chez l’humain adulte. Ce choix est particulièrement pertinent pour évaluer l’intégration de la matrice et la formation d’un tissu musculaire fonctionnel dans un environnement physiologique stabilisé.

1 400 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Une partie reçoit une alimentation enrichie en graisses pendant seize semaines, et chaque souris passe trois échographies cardiaques sur animal vigile, trois prélèvements sanguins, puis un test de glycémie comportant six prélèvements répétés en deux heures. Le porteur signale une sensibilisation ou une irritation de la queue liée à la répétition des prélèvements, et annonce qu'aucun effet indésirable n'est attendu chez les souris transgéniques. Sur le remplacement, il écrit que l'étude des interactions entre vieillissement, obésité, inflammation et fonction cardiaque "nécessite un organisme entier", et mentionne des analyses complémentaires sur une banque de tissus humains.

Objectifs

L’obésité et le vieillissement augmentent le risque de maladies du cœur. Parmi celles-ci, il existe une forme particulière d’insuffisance cardiaque dans laquelle le cœur pompe normalement mais se remplit mal, appelée insuffisance cardiaque à fraction d’éjection préservée. Cette pathologie est particulièrement fréquente chez les personnes âgées et en situation d’obésité, et reste encore mal comprise et difficile à traiter. L’ostéopontine (OPN) est une molécule impliquée dans l’inflammation et les modifications tissulaires, qui sont augmentés dans l’obésité et les pathologies cardiovasculaires. Ce projet vise à déterminer le rôle de l’OPN et de la sénescence (processus de vieillissement) de certaines cellules immunitaires dans les restructurations cardiaques associées à l’obésité et au vieillissement, et avec l’apparition d’une insuffisance cardiaque. Trois différents modèles de souris sont utilisés, chacun ayant une spécificité vis-à-vis de l’OPN ou de la sénescence, et étudiés notamment sous régime riche en graisses et au cours du vieillissement.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de mieux comprendre les mécanismes impliqués dans les maladies cardiaques liées à l’obésité et au vieillissement. À terme, ces travaux pourraient contribuer à identifier de nouvelles pistes de traitement pour des maladies pour lesquelles il existe encore peu de solutions thérapeutiques.

Procédures

Certaines souris reçoivent une alimentation enrichie en graisses pendant une durée de 16 semaines. Au cours de l’étude, chaque animal bénéficie de trois échographies cardiaques, d’une durée d’environ 5 minutes chacune, réalisées sur animaux vigiles. Des prélèvements sanguins de très faible volume sont également réalisés, à trois reprises au cours de l’étude (environ 1 minute par prélèvement), sur animaux vigiles. Des tests visant à évaluer la régulation de la glycémie sont également effectués. Ces tests consistent en l’administration d’une substance (glucose ou insuline), suivie de six points de prélèvements sanguins répétés sur une durée totale de 2 heures, sur animaux vigiles. Enfin, un prélèvement sanguin terminal est réalisé une seule fois en fin d’étude, sous anesthésie générale

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus dans ce projet sont globalement modérés et de courte durée. Aucun phénotype dommageable ni effet indésirable n’est attendu chez les souris transgéniques. Les manipulations nécessaires aux examens (contention, échographie, prélèvements sanguins) peuvent entraîner un stress passager chez les animaux. L’utilisation d’une crème dépilatoire avant l’échographie peut occasionner une légère irritation cutanée transitoire. Les prélèvements sanguins répétés au niveau de la queue peuvent provoquer une gêne locale légère, des saignements transitoires et, plus rarement, la formation d’un léger hématome. La répétition de ces prélèvements peut également entraîner une sensibilisation locale ou une irritation de la queue. Les injections réalisées dans le cadre des tests métaboliques peuvent entraîner une gêne ponctuelle au point d’injection. Certains tests peuvent induire une baisse transitoire du taux de sucre dans le sang, susceptible d’entraîner des signes cliniques tels qu’une diminution de l’activité ou une faiblesse passagère. Le régime enrichi en graisses peut entraîner une prise de poids et des altérations métaboliques, correspondant au phénotype expérimental recherché.

Devenir

Les animaux expérimentaux seront mis à mort afin de permettre la réalisation des prélèvements biologiques nécessaires aux analyses prévues dans le projet.

Remplacement

L’étude des interactions complexes entre vieillissement, obésité, inflammation et fonction cardiaque nécessite un organisme entier avec un système immunitaire fonctionnel et un environnement métabolique intact. Il n’existe pas de modèle in vitro ou silico capable de reproduire fidèlement ces processus systémiques, c’est pourquoi l’utilisation de modèles murins est justifiée scientifiquement. Néanmoins, nous intégrons autant que possible des approches alternatives pour réduire la dépendance aux animaux vivants. Par exemple, nous mènerons des analyses sur des échantillons humains disponibles (banque de tissus myocardiques/adipeux de patients) en complément des données animales. Ces expériences in vitro permettent d’explorer certains mécanismes (voie de signalisation de l’OPN, interactions cellulaires) sans mobiliser d’animaux supplémentaires. De plus, les modèles informatiques et l’analyse de bases de données transcriptomiques publiques seront mises à profit en amont pour affiner nos hypothèses et réduire les explorations in vivo hasardeuses. Ainsi, le recours à l’animal est limité au strict nécessaire, c’est-à-dire pour valider les phénomènes intégrés qu’on ne peut tester autrement (impact global sur la fonction cardiaque, réseau hormonal et immunitaire entier).

Réduction

Le nombre d’animaux par groupe a été déterminé à l’aide d’analyses statistiques afin d’obtenir des résultats fiables tout en limitant leur utilisation. Les paramètres étudiés concernent la fonction cardiaque (évaluée par échocardiographie) et le métabolisme (gestion du sucre dans le sang). Sur la base de l’expérience du laboratoire et de la littérature, un effectif de 10 animaux par groupe a été retenu, correspondant au minimum nécessaire pour atteindre la puissance statistique souhaitée. Pour les souris âgées (12 mois), cet effectif est porté à 15 animaux par groupe afin de compenser les pertes attendues liées à l’âge.

Raffinement

Des points limites ont été définis pour chacune des procédures. Tout signe témoignant d’une mauvaise tolérance au régime riche en graisse (par exemple perte de poids non désirée, souffrance, apathie, déshydratation des animaux) conduira à l’interruption de la procédure. Les animaux sont maintenus en groupes sociaux leur permettant d’exprimer leurs besoins avec leurs congénères et les cages sont enrichies avec une maison en carton et du papier kraft pour leur permettre de nicher. Un examen clinique des animaux sera effectué quotidiennement ou toutes les semaines selon le plan des procédures. De plus, les procédures que nous utilisons ont été optimisées et standardisées, ce qui permet de limiter la répétition des procédures.

Choix des espèces

Nous avons choisi la souris pour des raisons multiples : 1)Le développement d’une cardiomyopathie métabolique liée à l’obésité induite par un régime riche en graisse est un modèle pathologique expérimental bien établi et reproductible chez les souris. De plus, ce modèle murin présente l’avantage de développer le vieillissement et d’offrir des conditions très reproductibles d’induire une cardiomyopathie métabolique. 2)L’étude des voies impliquées dans le mécanisme de sénescence cellulaire est possible en recourant aux animaux transgéniques. Les animaux déficients pour les gènes d’intérêt de notre étude existent uniquement chez la souris ce qui explique l’utilisation de souris. 3)La courte durée de gestation chez la souris est compatible avec la durée de nos expériences qui contiennent pour la plupart des protocoles chronophages et des analyses à différents âges parfois tardifs. Les animaux âgés de 5, 8 et 12 mois correspondant respectivement au stade jeune adulte, âge intermédiaire et âge avancé afin de caractériser l’évolution progressive des altérations cardio-métaboliques liées au vieillissement et/ou au régime riche en graisse.

Le nerf sciatique pincé sur une patte, l'autre patte servant de témoin sur le même individu : 480 souris subissent une chirurgie de quinze minutes sous anesthésie, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour analyser leurs tissus. La compression du nerf provoque une douleur et une gêne pour marcher, que le porteur qualifie de légères et suit avec une grille d'évaluation de la douleur. L'objectif déclaré est d'imiter chez des souris saines la déconnexion des nerfs et des muscles observée dans la maladie de Charcot, faute de traitement capable d'en arrêter la progression. Le porteur présente l'effectif de 480 comme "soigneusement calculé" et réduit au minimum, sans qu'aucun calcul ni aucune référence n'apparaisse dans le résumé.

Objectifs

La maladie de Charcot est une maladie qui touche les nerfs et les muscles et rend les malades de plus en plus paralysés. Il n'existe à l'heure actuelle aucun traitement capable de stopper la progression de cette maladie gravement invalidante qui finit par être fatale. Notre objectif est de comprendre comment les défauts du nerf altèrent les muscles pour aboutir à la paralysie progressive constatée chez les patients atteints de la maladie de Charcot. Pour cela, nous devons mimer les atteintes des nerfs chez des animaux sains et chercher les défauts du muscle qui en découlent. Les résultats attendus permettront de trouver de nouveaux moyens d'empêcher les muscles de se paralyser pour ralentir voire stopper la progression de la maladie.

Bénéfices attendus

La SLA (Sclérose Latérale Amyotrophique) ou maladie de Charcot est une maladie grave qui affecte les nerfs et les muscles, entraînant une faiblesse progressive et la mort. Aujourd’hui, il n’existe pas de traitement pour la guérir. Notre projet a pour objectif de mieux comprendre la maladie et trouver de nouvelles pistes pour la traiter. Nous étudions particulièrement le muscle qui est une des cibles principales de la maladie. Nous comparerons les défauts que nous avons découverts dans la SLA à un modèle où les nerfs sont déconnectés puis reconnectés aux muscles, pour mimer une mort des neurones moteurs comme dans la SLA, pour mieux comprendre les changements. En observant l’évolution des dégâts sur les neurones, les connexions nerfs-muscles, et les muscles eux-mêmes, nous espérons mieux identifier les premières étapes de la SLA. En combinant cette compréhension des causes de la SLA avec des tests de traitements, notre projet espère ouvrir la voie à de futurs soins plus efficaces pour ralentir, voire arrêter, cette maladie.

Procédures

480 animaux seront destinés à la procédure chirurgicale de compression du nerf sciatique. La chirurgie dure quelques minutes (15 minutes environ) et sera effectuée sous anesthésie générale après traitement analgésique. Après ouverture de la peau au niveau de la cuisse, le nerf sciatique sera pincé sur une des 2 pattes puis la peau sera refermé

Impact sur les animaux

Une pression exercée sur le nerf sciatique peut provoquer une légère douleur et une gêne pour marcher, L’opération peut aussi être une source de stress pour les animaux. Nous mesurerons régulièrement la douleur chez les souris en utilisant la grille spécifique d'évaluation de la douleur que nous avons mise en place afin de prendre en charge chez ces animaux les nuisances induites par cette procédure.

Devenir

Les animaux sont mis à mort à la fin des procédures pour analyser les tissus et mieux approfondir la compréhension de la maladie. Dans tous les cas, ces étapes sont menées avec le plus grand respect pour l’animal et dans le souci constant de limiter toute forme de souffrance.

Remplacement

Cette maladie neuromusculaire est très complexe. Elle touche plusieurs organes et types de cellules en même temps, ce qui rend son étude difficile en laboratoire avec des méthodes simples. Les dommages subis par les nerfs et les muscles ont des conséquences directes sur le mouvement et la coordination, ce qui ne peut être observé qu’en étudiant des animaux vivants. Pour mieux comprendre cette maladie, il est donc essentiel de mener des recherches sur des modèles vivants. Cependant, en parallèle, nous utilisons aussi des techniques sur des cellules cultivées en laboratoire. Ces approches permettent d’explorer plus en détail certains mécanismes biologiques et d'identifier des cibles thérapeutiques potentielles.

Réduction

Dans le cadre de nos recherches, nous avons fait en sorte d’utiliser le moins d’animaux possible tout en garantissant des résultats fiables. Notre objectif est de mieux comprendre cette maladie neurodégénérative. Pour cela, nous avons soigneusement calculé le nombre d’animaux nécessaires afin d'obtenir des résultats solides, sans en utiliser plus que ce qui est strictement nécessaire. Nous analysons ensuite les données recueillies à l’aide de méthodes adaptées à chaque situation, afin de tirer des conclusions justes. Pour réduire le nombre d’animaux, les deux pattes de chaque souris sont utilisées : une dans le groupe contrôle et une dans le groupe expérimental. De plus, nous analysons les mâles et les femelles, ce qui limite les reproductions pour obtenir le nombre d’animaux. Par ailleurs, pour éviter le non emploi, nous prélevons autant de tissus que possible sur chaque animal à la fin de l'expérience Ces échantillons sont ensuite conservés et mis à disposition de l’ensemble des chercheurs de notre équipe. Une liste des tissus encore disponibles est également partagée afin qu’ils puissent être utilisés dans d’autres projets, réduisant ainsi encore le besoin d’utiliser de nouveaux animaux.

Raffinement

Dans notre projet de recherche chez la souris, nous mettons tout en œuvre pour respecter le bien-être des animaux utilisés et réduire au maximum leur stress et leur inconfort. Pour cela, nous avons mis en place plusieurs mesures spécifiques. Tout d’abord, nous avons créé des grilles d’évaluation de la douleur et de la souffrance, adaptées à ces expériences. Ces grilles ont été conçues avec l’aide du personnel spécialisé en soins animaliers. Elles permettent de repérer rapidement tout signe de détresse chez les souris. Si un animal montre des signes de faiblesse, comme une perte de poids ou des difficultés à se déplacer, des aliments faciles à consommer et des gels d’hydratation sont placés à sa portée. Et surtout, si malgré tout l’état d’un animal se dégrade, nous appliquons des règles strictes pour arrêter l’expérience à temps. Cela permet d’éviter toute souffrance inutile. Ces points d’arrêt anticipés sont décidés à l’avance pour chaque situation.

Choix des espèces

Les souris sont souvent utilisées dans la recherche car leur fonctionnement biologique est assez proche de celui de l’être humain. Cela permet de mieux comprendre certains mécanismes naturels qui protègent le corps, en particulier lorsqu’ils font intervenir plusieurs organes. Ce type d’étude ne peut se faire que sur un organisme entier, ce qui rend l’animal indispensable. Dans le cadre de nos travaux, nous mimons la dégénérescence des neurones pour mieux comprendre son effet sur le muscle, ce qui est essentiel pour comprendre comment les muscles sont impliqués dans la pathologie.

672 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, chacune subissant une biopsie de l'oreille sur animal vigile, trois injections quotidiennes pour activer une modification génétique, puis une quatrième une semaine plus tard qui provoque la dégénérescence de sa rétine, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. L'objectif déclaré est de comprendre comment deux types de cellules de la rétine communiquent par la voie de signalisation Notch, les retombées thérapeutiques étant renvoyées par le porteur au "plus long terme". La mise à mort sert à prélever les rétines, analyse qu'il dit impossible sur des souris maintenues en vie. Il annonce des effets indésirables "limités et de sévérité légère", la liste qui suit comprenant une perte de la vision.

Objectifs

La rétine, qui est une partie de l’œil essentielle à la vision, a une capacité très limitée à se réparer lorsqu’elle est endommagée, notamment dans les maladies dégénératives. Certaines cellules présentes dans la rétine, appelées cellules de Müller, possèdent toutefois un potentiel de réparation, qui peut être stimulé dans certaines conditions expérimentales. Nous avons montré que d’autres cellules, impliquées dans la défense de l’organisme (les microglies), jouent un rôle important dans l’activation de ce processus de réparation. Dans ce contexte, notre projet vise à mieux comprendre les mécanismes de communication entre les microglies et les cellules de Müller, notamment le rôle de la voie de signalisation Notch. Pour cela, l’objectif est de manipuler l’activité de cette voie dans les microglies dans un modèle de souris reproduisant une dégénérescence de la rétine et étudier l’impact de ces manipulations sur la réparation. À terme, ce travail permettra de mieux comprendre les mécanismes impliqués dans la réponse de la rétine aux lésions et dans ses capacités de réparation.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra d’améliorer les connaissances fondamentales sur les mécanismes impliqués dans les maladies de la rétine. À plus long terme, ces travaux pourraient contribuer au développement de stratégies thérapeutiques pour des maladies dégénératives de la rétine, actuellement sans traitement curatif.

Procédures

Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : • Prélèvement pour génotypage : biopsie d'un morceau d'oreille (environ 1-2 mm de diamètre), réalisée une seule fois par animal. La procédure dure environ 5 secondes et est effectuée sur animal vigile. • Injections (672 souris) : réalisées sur animal vigile, d’une durée inférieure à 30 secondes par injection. Les injections sont effectuées une fois par jour pendant 3 jours consécutifs pour activer la modification génétique, puis une injection une semaine plus tard avec une autre molécule permettant de provoquer la dégénérescence de la rétine.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus sont limités et de sévérité légère. Ils incluent : • un inconfort transitoire et de très courte durée lié aux injections • une possible perte de poids liée au traitement • une perte de la vision et une inflammation locale dans la rétine Ces effets font l’objet d’une surveillance quotidienne afin d’adapter rapidement la prise en charge si nécessaire.

Devenir

Les animaux doivent être mis à mort à l’issue des procédures expérimentales afin de permettre le prélèvement des rétines et l’analyse des cellules étudiées (microglies et cellules de Müller). Ces analyses nécessitent des tissus prélevés et ne peuvent pas être réalisées sur des animaux maintenus en vie. Il n’est donc pas possible de réutiliser ou de replacer les animaux.

Remplacement

La nécessité d’avoir recours à des animaux se justifie par le fait que la rétine est un tissu complexe composé de nombreux types de neurones et de cellules gliales dont les interactions sont cruciales et l’objet même de notre étude. Les modèles alternatifs existants ne permettent pas d’étudier l’ensemble des mécanismes impliqués dans un contexte physiologique complet.

Réduction

Le nombre d’animaux a été déterminé à partir d’une estimation statistique permettant d’obtenir des résultats robustes avec un effectif minimal. L’utilisation des deux yeux par animal et l’optimisation des croisements permettent de réduire le nombre total d’animaux. Les animaux non porteurs des modifications génétiques induites servent de contrôles, évitant ainsi l’utilisation d’animaux supplémentaires.

Raffinement

Les animaux sont hébergés selon la réglementation en vigueur. Des mesures additionnelles sont mises en place pour limiter la douleur et le stress (suivi quotidien, enrichissement du milieu, limitation des manipulations, prévention de la perte de poids).

Choix des espèces

La souris est un modèle couramment utilisé pour l’étude des maladies de la rétine. Elle présente une organisation rétinienne comparable à celle de l’humain et permet l’utilisation d’outils génétiques adaptés à l’étude des mécanismes cellulaires et moléculaires. Les animaux sont utilisés à des stades compatibles avec l’étude du développement et de la réponse à la dégénérescence rétinienne.

Exposées chaque jour à une source de lumière bleue pendant six à douze heures sur une période de 28 jours, les mouvements restreints pour optimiser l'exposition, 900 souris et 900 rats subissent des procédures d'un niveau de souffrance modéré. S'y ajoutent jusqu'à six à huit instillations oculaires par jour, des administrations systémiques quotidiennes, des prélèvements sanguins hebdomadaires et des examens de la cornée sous sédation. Le porteur décrit les trois protocoles d'induction retenus comme "les moins contraignants pour les animaux", et annonce des picotements, des démangeaisons, des sensations de brûlure et de corps étranger dans les yeux. Sur les 1 800 rongeurs, 180 sortiront de l'étude après les examens d'inclusion et pourront être réutilisés dans d'autres procédures, les 1 620 autres étant tués pour les analyses histologiques.

Objectifs

L'objectif de ce projet est de développer des modèles expérimentaux de sécheresse oculaire chez le rat et la souris afin de tester l'efficacité de nouveaux traitements. Le syndrome de l'œil sec est une maladie multifactorielle affectant les larmes et la surface oculaire, plus fréquente chez les femmes et les personnes âgées, et touchant entre 5% et 35% de la population. Les manifestations cliniques sont variées et impactent considérablement la qualité de vie des patients. Les modèles de sécheresse oculaire chez les rongeurs sont bien documentés dans la littérature. Nous avons sélectionné trois modèles parmi les plus référencés, les plus efficaces en termes d'impact sur la surface oculaire et de réduction de la sécrétion de larmes, et les moins contraignants pour les animaux. Nous utilisons déjà ces modèles et souhaitons continuer à les proposer.

Bénéfices attendus

Le projet vise à développer des modèles expérimentaux performants permettant d’évaluer l’efficacité de nouveaux traitements. Dans un contexte où la recherche thérapeutique évolue constamment, il est essentiel de disposer d’outils fiables et adaptés pour tester ces innovations dans des conditions optimales. Ces travaux contribueront ainsi à améliorer la pertinence des résultats tout en veillant strictement au respect des principes de bien-être animal.

Procédures

Dans le cadre de ce projet, les animaux seront soumis à différents types d’interventions tout au long des 28 jours d’étude : 1. Exposition à la lumière bleue Afin d’induire et de favoriser l’apparition des signes de la maladie, les animaux seront exposés quotidiennement à une source de lumière bleue pendant une durée de 6 à 12 heures, sur une période maximale de 28 jours. 2. Examens Les animaux feront l’objet de plusieurs examens visant à suivre l’installation de la maladie, évaluer l’efficacité des traitements ainsi que leur état général et leur bien-être. La mesure de la production lacrymale et l’évaluation de l’intégrité du film lacrymal et de la surface oculaire sont des examens rapides, réalisés en quelques secondes, à raison de 1 à 2 fois par semaine. L’observation in vivo des couches cellulaires de la cornée constitue l’examen le plus long, sans dépasser 5 minutes, et sera réalisée une fois par semaine. L’évaluation des cellules à mucus, effectuée 1 à 2 fois sur les 28 jours, est également très rapide et ne dure que quelques secondes. 3. Administration des traitements Les traitements pourront être administrés par instillation oculaire chez des animaux vigiles, avec une fréquence variable pouvant atteindre plusieurs administrations quotidiennes (en moyenne 3, jusqu’à un maximum de 6 à 8 par jour). Les administrations systémiques (intraveineuse, intrapéritonéale, sous-cutanée ou orale) pourront être réalisées quotidiennement. L’ensemble des traitements sera administré pendant toute la durée de l’étude (maximum 28 jours) et chaque administration dure seulement quelques secondes. Certains examens ou administrations pourront nécessiter une sédation ou une anesthésie, qui resteront de courte durée et limitées afin de minimiser les effets secondaires. 4. Prélèvements sanguins Des prélèvements sanguins pourront être réalisés afin d’évaluer l’efficacité des traitements. Ces procédures sont rapides (quelques secondes) et leur fréquence sera limitée à une fois par semaine. 5. Suivi sanitaire et comportemental Un suivi quotidien de l’état sanitaire et du comportement des animaux sera assuré, complété par une pesée hebdomadaire. Les manipulations associées sont très brèves et les animaux seront immédiatement replacés dans leur environnement habituel.

Impact sur les animaux

Les nuisances attendues chez les animaux devraient principalement refléter celles observées dans la sécheresse oculaire chez l’homme, notamment des picotements, des démangeaisons, des sensations de brûlure, de sable ou de corps étranger dans les yeux. Ces manifestations sont liées à la composante inflammatoire de la pathologie. Le modèle expérimental inclura une exposition quotidienne répétée à la lumière bleue sur une période allant jusqu'à 28 jours, pouvant atteindre jusqu’à 12 heures par jour. Cette exposition, susceptible d’accentuer les signes d’inconfort oculaire en induisant ou en aggravant les altérations de la surface oculaire, notamment un dégagement de chaleur produit par les sources lumineuses, nécessitera de restreindre les mouvements de l'animal afin d'optimiser l'exposition Par ailleurs, les animaux seront soumis à un stress lié aux manipulations nécessaires à l’évaluation de la sécheresse oculaire. Ces manipulations incluent notamment le maintien de l’animal, l’instillation de solutions ou de colorants (fluorescéine, vert de lissamine), la réalisation du test de Schirmer pour mesurer la production lacrymale, l’évaluation du temps de rupture du film lacrymal (TBUT), ainsi que des examens cliniques répétés de la surface oculaire. Ces interventions, bien que brèves, peuvent engendrer un stress transitoire. L’administration des produits testés devrait entraîner, au maximum, une gêne locale de courte durée, potentiellement associée à une hyperémie conjonctivale, comme observé chez l’homme. De plus, l’administration sous-cutanée ou transdermique pourrait occasionner une légère réaction inflammatoire locale, se manifestant par une rougeur au point d’administration, sans conséquence majeure. Dans l’ensemble, ces nuisances sont attendues comme modérées et transitoires, et feront l’objet d’une surveillance attentive afin de garantir le respect du bien-être animal.

Devenir

A l'issue de la procédure, tous les animaux qui auront suivi la totalité de la procédure expérimentale : examens, induction de la pathologie et traitements, seront mis à mort pour permettre de réaliser les évaluations ex vivo (évaluations histologiques, dosage de produit...). Mais nous est estimons qu’une proportion de 10% animaux ne suivra pas la totalité de la procédure. Ces animaux seront potentiellement exclus de l’étude après les examens d'inclusion pratiqués en baseline qui servent à révéler un défaut anatomique ou physiologique. Ces animaux n'auront pas reçu d'induction de la pathologie, ni d'administration de traitement, seulement des examens qui ne sont pas invalidants mais qui potentiellement nécessitent une anesthésie. Ils pourront être réutilisés dans d’autres procédures expérimentales compatibles avec l’avis du vétérinaire

Remplacement

L'œil est un organe complexe, composé de plusieurs tissus anatomiquement et physiologiquement très différents. Il est soumis à d'importantes variations environnementales mécaniques et physicochimiques, ainsi qu'à des interactions biologiques significatives avec les tissus et organes voisins. À ce jour, bien que des méthodes alternatives telles que les tests in vitro (sur cellules ou tissus) et les simulations in silico existent, aucune ne permet de reproduire l'œil dans sa globalité fonctionnelle et environnementale. C'est pourquoi l'utilisation d'animaux vivants dans ces procédures expérimentales reste encore nécessaire pour atteindre les objectifs de ce projet.

Réduction

Le nombre maximum d'animaux prévu pour ce projet a été déterminé en fonction des distributions théoriques rencontrées dans les données bibliographiques et historiques de l'établissement, du nombre d'études estimées, et en tenant compte des variations du métabolisme, de la robustesse des mesures et de notre expérience. Ce nombre limité doit nous permettre de conclure sur l'efficacité ou non d'un traitement. L'effet d'un traitement sera évalué à chaque moment à l'aide de tests statistiques. Un calcul de l'effectif sera réalisé avant chaque étape afin d'ajuster et de revoir à la baisse, si possible, le nombre d'animaux à inclure dans les procédures. De plus, dès que les procédures expérimentales le permettront, des évaluations non invasives seront choisies tout au long du projet pour améliorer la condition animale et éviter la mise à mort inutile des animaux. De même, l'analyse des deux yeux sera privilégiée autant que possible afin de réduire le nombre d'animaux utilisés.

Raffinement

Un suivi quotidien des animaux sera réalisé afin de limiter autant que possible l’impact des procédures sur leur bien-être. Les rongeurs seront hébergés en groupe dans des cages équipées de nourriture et d’eau disponibles ad libitum, ainsi que d’éléments d’enrichissement à ronger. En fonction de leur comportement et des premiers résultats obtenus, cet enrichissement pourra être complété par des équipements supplémentaires, tels que des balançoires. Il pourra également être nécessaire de placer la nourriture à l’intérieur de la cage afin de ne pas réduire l’exposition à la lumière. Les examens non invasifs sélectionnés pour évaluer les signes cliniques de la maladie sont comparables à ceux réalisés chez l’homme en cabinet d’ophtalmologie ou chez l’animal en clinique vétérinaire. Les examens oculaires nécessitant l’immobilité de l’animal pourront être effectués sous anesthésie afin d’assurer son confort. Des points limites adaptés, précoces et suffisamment prédictifs seront définis afin de minimiser toute douleur. Ce projet a été soumis à un comité d’éthique pour évaluation et sera suivi par la structure en charge du bien-être animal de l’établissement.

Choix des espèces

Les espèces animales choisies ont une physiologie, une anatomie et un métabolisme largement décrits dans la littérature scientifique, facilitant ainsi l'extrapolation des effets sur l'œil à l'homme. De plus, les modèles expérimentaux de cette pathologie sont largement utilisés et bien documentés pour ces espèces, sur lesquelles le projet est basé. Pour ce projet, des souris et des rats ont été retenus afin de tenir compte des particularités anatomiques et physiologiques de chaque espèce, augmentant ainsi les chances de mener ce projet à terme. Les animaux utilisés seront de jeunes adultes à leur arrivée dans notre animalerie. Les rongeurs inclus dans ce projet auront entre 6 et 12 semaines conformément aux publications de référence qui servent de base aux modèles.