Procédures sévères

Une chute trop forte de la pression artérielle déclenche la mise à mort de l'animal. 44 rats vont être utilisés, tous tués, dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère. Chaque rat reçoit une chirurgie provoquant une infection, deux cathéters posés au cou et des échographies cardiaques répétées sous anesthésie pendant 4 à 16 heures, jusqu'à l'installation d'un choc septique. Le projet teste si une protéine, l'anticorps Procizumab, protège les vaisseaux sanguins, les organes étant prélevés après la mort.

Objectifs

En cas d’infection, certains patients présentent une inflammation excessive qui met en jeu leur pronostic vital. Quand les systèmes de régulation physiologique sont débordés, on dit que le patient est en choc septique. Il s’agit d’une infection sévère qui nécessite le transfert des patients en réanimation. C’est une pathologie grave avec une mortalité élevée. Le choc septique est marqué par une hypotension sévère liée à une dysfonction des vaisseaux sanguins qui deviennent trop dilatés et laissent fuir une partie du contenu des vaisseaux. Les patients présentent également une atteinte du cœur qui se contracte trop faiblement. Ces 2 processus entrainent une baisse majeure de l’apport de sang aux organes. Les organes ne reçoivent alors plus assez d’oxygène. Cela entraine un état de défaillance de l’ensemble des organes induisant le décès du patient. Les médicaments actuellement utilisés (antibiotiques, médicament pour augmenter la tension artérielle) ne jouent pas sur l’atteinte des vaisseaux sanguins. Notre équipe étudie le rôle d’une protéine qui joue un rôle dans le maintien de la stabilité des vaisseaux. L’objectif de ce projet est de savoir si cette protéine permet de diminuer l’atteinte des vaisseaux dans un modèle de choc septique chez le rat. Nous voulons déterminer si la supplémentation de cette protéine protègerait de l’inflammation, puis nous évaluerons si cette protéine peut servir comme traitement dans le choc septique.

Bénéfices attendus

Cette étude permettra de mieux définir le rôle de la protéine d’intérêt dans le choc septique et potentiellement être utilisée comme un nouveau médicament dans l’infection grave.

Procédures

44 animaux auront une chirurgie sous anesthésie générale. 24 animaux subiront une chirurgie pour provoquer une infection (durée 20min) et 24 subiront une chirurgie contrôle (durée 15 min). Tous les animaux auront la mise en place de 2 cathéters en regard du cou, réalisé sous anesthésie générale (durée 20min). Les animaux auront des échographies cardiaques toutes les 30 minutes pendant la durée de l’étude (4 heures ou 16h). L’animal est laissé durant toute cette période sous anesthésie générale. Les animaux auront des prélèvements sanguins répétés, via l’un des cathéters mis dans le cou, les prélèvements sont réalisés sous anesthésie générale, sans nécessité de ponction spécifique (durée 1 min par prélèvement). Tous les animaux auront des prises de pressions artérielle, celle-ci est mesurée en continu via l’un des cathéters du cou, sous anesthésie générale.

Impact sur les animaux

L’injection intrapéritonéale (anesthésie et analgésie) entrainent une douleur légère. Par ailleurs, l’anesthésie générale provoque un état confusionnel durant environ 2h. La chirurgie réalisée pour entrainer l’infection est responsable, à court terme de douleur en regard de la cicatrice et à moyen terme d’une infection responsable d’une diminution de la mobilité et une diminution des interactions sociales. Pendant les 16 premières heures, l’animal présente des signes d’infections non sévère puis après 16 h, il rentre dans un état de choc septique avec une infection grave, avec notamment une diminution de la contraction du cœur.

Devenir

Pour l’ensemble des procédures, la mises à mort est suivie de prélèvements d’organes (cerveaux, cœur, poumons, reins, foie, rate, peau) nécessaire pour des analyses ultérieures.

Remplacement

L’infection et ses conséquences sont des phénomènes complexes résultants de l’interaction de différents types cellulaires soumis à de multiples interactions encore partiellement connues. L’approche in vitro ne permet pas de rendre compte de façon fiable de ces différentes interactions entre les organes. Le modèle utilisé sera celui le plus validé à l’heure actuelle pour l’étude du sepsis. Il permet d’étudier de façon optimale la réponse de l’organisme à l’infection.

Réduction

Les procédures d’exploration physiologiques permettent un suivi longitudinal, sur la durée, ce qui permet de diminuer le nombre d’animaux utilisé et augmente la puissance statistique. Le calcul du nombre d'animaux par groupe prend en compte la variabilité inter individuelle des animaux par rapport à la sévérité de l’infection et la dysfonction du cœur. Cette variabilité a été diminuée par la standardisation de la chirurgie entrainant l’infection via l’utilisation d’outil calibré permettant une chirurgie reproductible. Cela diminue le nombre d’animaux qui ne sont pas inclus dans l’étude, car il ne présente pas de signe d’infection. En post mortem, l’ensemble des organes sont prélevé et pourront être utilisé pour des recherches futur

Raffinement

45 minutes avant la chirurgie, l’animal est traité par un analgésique puissant. L‘ensemble des manipulations invasives sont réalisées sous anesthésie générale. L’analgésie est balancée avec l’utilisation d’anesthésique local en fin de procédure. Durant l’anesthésie, les animaux sont placés sur une table chauffante. En post-opératoire, les animaux sont réchauffés (couveuse réglée à 30.0°) et réhydratés. Après leur réveil, les animaux sont replacés en cage individuelle, avec accès libre à l’eau et à la nourriture. La douleur est surveillée et si besoin l’analgésie sera renforcée. Des points limite précoces ont été définis et seront appliqués, notamment durant le monitorage de l’animal, si la pression artérielle est trop basse, l’animal sera euthanasié.

Choix des espèces

L’étude de la pression artérielle et de la fonction cardiaque est plus aisée chez le rat que la souris. La mise en place des cathéters artériels et veineux est plus facile (taille des vaisseaux supérieur) chez le rat et l’échographie cardiaque est plus facile (taille du cœur supérieur). Nous utiliserons une souche de rat non consanguine permettant de plus facilement généraliser les résultats. Des rats mâles de 10-12 semaines, pesant entre 300 à 500g seront utilisés. Le stade de développement des animaux correspond à de jeunes adultes afin de mimer au mieux les conditions de pathologies chez l'Humain

Les souris qui perdent plus de 15 % de leur poids ou dont le score de douleur reste élevé pendant les quarante-huit heures critiques sont mises à mort. 90 souris, jeunes et âgées, vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère, toutes tuées à l'issue. Chaque animal subit trois chirurgies du crâne, dont une induction d'accident vasculaire cérébral, puis des séances d'imagerie, une partie sur animal maintenu éveillé. Le projet compare l'effet de l'âge sur la récupération après l'AVC, et le porteur revendique le respect des 3R tout en programmant la mise à mort de toutes les souris.

Objectifs

Dans la pathogenèse des accidents vasculaires cérébraux (AVC) ischémiques, différents compartiments vont être séquentiellement touchés : le compartiment vasculaire sera immédiatement affecté, suite à la formation d’un thrombus qui induit in situ une diminution du débit sanguin cérébral (DSC). S’ensuit une perte de l’intégrité de la barrière hémato-encéphalique (BHE) et l’apparition de dommages parenchymateux. L’âge est connu pour être un des principaux facteurs de risque de l’AVC. D’une part, le vieillissement détériore la structure et la fonction vasculaire. D’autre part, la vieillesse est associée à un état inflammatoire plus élevé et il est connu que l’inflammation joue un rôle central dans l’extension de l’atteinte vasculaire au parenchyme. Ainsi, dans ce projet, nous allons caractériser l’influence de la vieillesse sur la vaso-réactivité cérébrale et la reperfusion post-ischémie dans un modèle d’AVC thrombo-embolique avec et sans traitement thrombolytique. Afin de respecter la règle des 3R, l’ensemble les procédures sera réalisées sur les mêmes souris et des protocoles d’anesthésie et d’analgésie seront mis en place afin d’éviter la souffrance des animaux. De plus, des points limites sont mis en place afin de palier à la présence de souffrance potentielle. L’utilisation de méthodes alternative à l’utilisation d’animaux n’est pas envisageable car nous réalisons des techniques d’imagerie fonctionnelle, de perfusion et de l’inflammation in vivo, permettant une translation la plus proche de la clinique..

Bénéfices attendus

D’un point de vue scientifique, cette étude va nous permettre d’acquérir des données fondamentales visant à améliorer les connaissances sur la physiopathologie de l’AVC et plus particulièrement sur la modulation de la vaso-réactivité et de la reperfusion post-ischémie en lien avec le vieillissement.

Procédures

Les animaux seront soumis : A 3 chirurgies : Une chirurgie de pose de prothèse crânienne sous anesthésie générale et couverture analgésique d'une durée de 20 minutes. Une chirurgie permettant une pose de cathéter caudal et l'accès à l'artère cérébrale moyenne par craniotomie sous anesthésie générale et couverture analgésique d'une durée de 30 à 45 minutes. Une chirurgie d'induction de l'ischémie sans anesthésie générale, sous couverture analgésique et sous anesthésie locale. - A 1 protocole comportemental : Un protocole d'habituation à la contention et à l'IRM vigile pendant 4 jours consécutifs, avec des cessions augmentant progressivement de 15 min jusqu'à 1h30 au total. - A 4 protocoles d'imagerie vigile : Deux protocoles d'imagerie ultrasonore ultrarapide, avec 3 aquisitions où chaque acquisition dure 5 minutes avec une injection de produit de contraste lors de la dernière acquisition Deux protocoles d'IRM à 2 et 5 acquisitions respectifs pour une durée totale respectivement de 30 minutes en vigile et 30 minutes en vigiles suivi de 40 minutes sous anesthésie avec injection d’un produit de contraste.

Impact sur les animaux

L’hébergement des animaux s’effectuera au moins 7 jours avant le début des procédures pour leur habituation et la gestion de leur stress. Les nuisances et effets indésirables étant susceptibles d’apparaître seraient : une perte de poids, des douleurs post-opératoires, du stress, des déficits fonctionnels. Tous les animaux auront un suivi attentif et régulier par l’expérimentateur et par le personnel animalier qualifié (prise journalière du poids, observation dans la cage en s’assurant du bien-être des animaux, Mouse Grimace Scale, prise alimentaire et boisson). Un système de pastilles à code couleur collé sur la cage permettra en un simple coup d’œil d’identifier les animaux les plus « à risque ».

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure afin de pouvoir récupérer leurs tissus pour des analyses cytologiques et histologiques.

Remplacement

Les procédures expérimentales pour réaliser ce projet ont un caractère de stricte nécessité et ne peuvent pas être remplacées par d'autres méthodes expérimentales n'impliquant pas l'utilisation d'animaux vivants et susceptibles d'apporter le même niveau d'information. En effet, l’utilisation de lignées cellulaires ou de modèles in silico ne permettent pas aujourd’hui de répondre à notre hypothèse scientifique. Nous avons sélectionné le modèle présentant le meilleur compromis entre pertinence scientifique et sensibilité de l’espèce. La souris est, avec le rat, l’espèce animale la plus étudiée dans le domaine des AVC. La physiopathologie est donc globalement établie, ce qui nous permettra d’interpréter nos résultats de manière fiable. Le projet est justifié d’un point de vue scientifique car il permettra des recherches fondamentales, translationnelles et/ou appliquées pour le diagnostic et le traitement d’une pathologie humaine neurovasculaire : l’AVC.

Réduction

Notre projet ne nous permet pas d’utiliser d'autres moyens que l’expérimentation animale. Avant de procéder à une telle étude, nous nous sommes assurés d’utiliser le nombre minimal d’animaux adéquat pour atteindre le résultat souhaité afin de souscrire au principe de réduction. Dans ce projet, le nombre minimum d’animaux pour chaque procédure a été défini à partir de nos expériences précédentes, de nos données sur chaque modèle et des données disponibles dans la littérature. Le calcul de la taille de l'échantillon a été effectué pour permettre une comparaison robuste des paramètres d'imagerie entre les groupes. Pour détecter une différence de 20% à 25% sur les valeurs de CBV (fUS) ou de signal T2* (IRM moléculaire), avec un écart-type estimé à 15% (basé sur la littérature), le calcul de puissance (G*Power, test t de Student pour échantillons indépendants) indique qu'un effectif de n=20 par groupe est nécessaire pour obtenir une puissance statistique de 80% avec un risque alpha de 0,05. En fonction de l'expérimentateur (habileté, expérience, prédisposition pour ce type de gestes), le nombre d'animaux pourra être revu à la baisse en fonction de son aisance. L’ensemble des échantillons collectés permettra un partage de tissus, une réutilisation et donc une réduction du nombre d'animaux nécessaires.

Raffinement

Les principes éthiques et les standards de raffinement seront utilisés pendant tout le projet. Le bien-être des animaux sera contrôlé 7j/7 par du personnel qualifié. Cette surveillance quotidienne permettra de détecter tout signe clinique de souffrance et d’agir rapidement pour mettre fin à une éventuelle détresse. L’ensemble des connaissances et des acquis dont nous disposons au laboratoire pour les techniques utilisées dans ce projet montre que les animaux se déplacent et s'alimentent normalement, prennent bien soin de leur pelage, n’émettent aucun son audible à l'oreille humaine et ne présentent aucun « sickness behavior syndrom ». Une fois entrés en protocole, les animaux seront pesés tous les jours pour surveiller leur poids et mis à mort si une perte de poids de plus de 15% est observée et/ou si leur score sur l’échelle de la douleur (Mouse Grimace Scale) est supérieur à 7 pendant les 48h critiques au modèle. Tout le matériel et les consommables utilisés seront neufs (comme les seringues et aiguilles) ou soigneusement nettoyés et désinfectés (pour le matériel réutilisable comme les pinces métalliques). Durant la mise en place des modèles, les souris seront sous anesthésie générale (isoflurane 2% O2/N2O 30/70%) et sous analgésie (buprénorphine à 0,1 mg/kg, injection sous cutanée minimum 20 min avant le début de la chirurgie). Les animaux recevront également une anesthésie locale sur la peau au niveau de l'artère cérébrale moyenne (ACM) (Xylocaine 5%, nébuliseur). Les yeux seront couverts (vitamine A en gel et gel oculaire) afin de ne pas éblouir les animaux avec la lampe de la loupe binoculaire et prévenir la déshydratation. Après chirurgie, les souris seront placées dans des enceintes post opératoires chauffées avant d’être remises dans leurs cages propres et disposeront de croquettes humides dans une coupelle sur le sol de leur cage pour faciliter la prise de nourriture et l'hydratation. Un système de pastilles à code couleur collé sur la cage permettra en un simple coup d’œil d’identifier les animaux les plus « à risque ».

Choix des espèces

La souris (Mus musculus) est l’espèce animale la plus étudiée dans la recherche sur les AVC et les techniques employées sont bien maitrisées. L’anatomie du système nerveux murin et la physiologie de la souris sont également bien connues et sont proches de celles de l’Homme, ce qui fait des modèles utilisés dans ce projet des approches expérimentales fiables. L’ensemble des connaissances et des acquis dont nous disposons au laboratoire et dans la littérature rend cette espèce particulièrement intéressante pour cette étude. Qui plus est, il n’existe pas de modèle fiable utilisant des vertébrés moins sensibles ou des invertébrés, compte tenu de leur anatomie et de leur physiologie très différentes de l’Homme. L’utilisation de la souche C57BL/6J se justifie par la présence de plus de collatérales ce qui est plus proche de la vascularisation chez l’Homme. Concernant l’ensemble des procédures, des animaux adultes âgés de 12 semaines (souris jeunes) et de 18 mois (souris âgées) seront nécessaires afin d’étudier l’effet de l’âge.

Injectées dans le cerveau dès la naissance, équipées plus tard d'une fenêtre optique posée par une chirurgie du crâne de deux heures, puis soumises à des séances d'imagerie de trois heures avant une perfusion intracardiaque finale: 864 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère. La pose de la fenêtre et la craniotomie peuvent enflammer les tissus autour du cerveau et provoquer des douleurs. Le projet vise à décrire les fonctions respectives des dizaines de sous-types de neurones du cortex. À la fin, chaque animal est tué et son cerveau prélevé pour les analyses neuroanatomiques.

Objectifs

Notre cerveau se compose de divers types de neurones, qui remplissent respectivement diverses fonctions. Cette diversité de fonctions s’appuie sur leurs diverses propriétés neuronales (morphologie, excitabilité, connectivité, neurotransmetteur utilisé etc.). Dans le cortex cérébral, une région du cerveau importante pour des fonctions cognitives avancées (comme la mémoire, le langage, le traitement sensoriel etc.), on dénombre plusieurs dizaines de sous-types différents de neurones, que l’on peut diviser en 2 grandes catégories : inhibiteurs et excitateurs. Les données récentes de génétique nous permettent d’avoir une vue exhaustive de la diversité de ces types neuronaux, les données les plus récentes donnant environ 90 types de sous-types neuronaux différents dans le cortex cérébral, qui sont définis via leur signature moléculaire. Cette grande diversité pose plusieurs questions fondamentales en neurosciences : Tous ces sous-types remplissent-ils des fonctions différentes ? Quelles sont leurs fonctions respectives ? Comment ces différents sous-types contribuent-ils aux fonctions cognitives ? Ces questions sont primordiales, car non seulement elles nous avancent dans la compréhension du fonctionnement du cerveau, mais elles offrent également des pistes importantes pour le traitement des pathologies cérébrales, dans l’optique de pouvoir cibler certains sous-types spécifiquement pour compenser les symptômes de ces pathologies, plutôt que d’affecter le cerveau entier. L’objectif de notre projet est donc de définir quels sont les rôles respectifs des différents types de neurones corticaux. Plus particulièrement, notre projet s’intéresse aux rôles de ces sous-types dans l’encodage des informations sensorielles. Nos travaux récents ont montré que la diversité des neurones inhibiteurs corticaux est directement liée à l’encodage de la vigilance. Une hypothèse clé de notre projet est donc que les différents sous-types de neurones corticaux inhibiteurs suivent l’état cérébral (comme l’état d’éveil, de vigilance) et répercutent ces signaux sur le traitement des informations sensorielles, qui sont encodées par les neurones excitateurs.

Bénéfices attendus

Ce projet est essentiel pour notre compréhension des circuits neuronaux du cortex cérébral, une région nécessaire à la cognition et impliquée dans de nombreuses pathologies cérébrales. A court terme ce projet permettra de déterminer avec précision et haute résolution quelles sont les fonctions jouées par les divers types de neurones corticaux, et comment ces fonctions évoluent en fonction du stade développemental. Ce projet pose les bases fondamentales nécessaires pour pouvoir comprendre : 1) quels sont les types de neurones critiques pour assurer le traitement sensoriel en fonction de l’état de vigilance 2) si des pathologies affectent certains types de neurones en particulier. Les deux aspects clés de notre projet que sont l’étude de la vigilance et l’étude du traitement sensoriel sont directement importants pour la compréhension de pathologies comme les troubles de l’attention ou la schizophrénie. De plus, en étudiant comment ces types de neurones se développent, nous pourrons acquérir des connaissances clés pour comprendre ce qui dysfonctionne dans les pathologies neurodéveloppementales telles que les Troubles du Spectre Autistique (TSA).

Procédures

Notre procédure comporte 4 interventions sur les animaux: 1) A la naissance, les animaux seront identifiés et genotypés grâce à un tatouage sous-cutané et a une biopsie du bout de la queue. Cette identification sera immédiatement suivie d’une courte injection dans le cerveau. Cette première procédure chirurgicale ne durera pas plus de 15min durant laquelle les animaux seront sous anesthésie générale. 2) Plus tard (stades juvénile ou adulte), les animaux seront soumis à une seconde procédure chirurgicale, consistant a l’implantation d’une fenêtre optique sur le crâne. Cette intervention durera environ 2h et sera réalisée sous anesthésie générale. 3) Au minimum deux jours plus tard, les expériences d'imagerie in vivo débuteront et se poursuivront sur plusieurs jours. Chaque session d’imagerie n’excèdera pas 1h30 pour les animaux plus jeunes et 3h pour les autres animaux. 4) A la fin de ce protocole, les animaux subiront une perfusion intracardiaque sous anesthésie et analgésie générale, qui sera sans réveil.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables possibles sur les animaux sont principalement liés à la douleur potentiellement causée par la craniotomie, ou à l’implantation d’une fenêtre d’imagerie sur le crâne. Ces deux opérations sont faites sous anesthésie générale. Bien que le cerveau lui-même ne soit pas sensible à la douleur, les tissus l’entourant (crane, dure-mère) peuvent s’inflammer et produire de la douleur. De notre expérience, l’implant et la craniotomie ne génèrent pas de douleur excessive en dehors de la chirurgie proprement dite.

Devenir

A la fin de la procédure, les animaux seront mis a mort et leur cerveau sera prélevé et préparé pour les études neuroanatomiques d’intérêt.

Remplacement

Répondre à notre objectif nécessite de pouvoir étudier le cerveau vivant, éveillé et en comportement. En ce sens, seules des approches menées sur un modèle animal peuvent améliorer les connaissances fondamentales sur le cerveau, ciblées par notre projet et dont pourront bénéficier à terme les études menées chez l’homme. En effet, les méthodes alternatives comme les organoïdes cérébraux ne permettent pas d’étudier des réseaux neuronaux fonctionnellement connectés et matures, et nous ne possédons pas encore les connaissances suffisantes pour établir des modèles purement informatiques (dits 'in silico') de ces réseaux corticaux complexes. C’est d’ailleurs un des aspects clés de notre projet : nous visons à établir une description fonctionnelle précise de ces réseaux de neurones, en se concentrant sur les différents types cellulaires, avec l’espoir que dans le futur cela rende possible des modèles in silico de ce type.

Réduction

Notre méthode principale, qui consiste à pouvoir enregistrer et déterminer l’activité de tous les sous-types présents dans le cortex dans un animal est une avancée majeure en termes de réduction du nombre d’animaux utilisés. En effet, pour la majeure partie de ce projet, nous utiliserons notre méthode de transcriptomique spatiale (une méthode innovante permettant de quantifier l’expression de plusieurs centaines de gènes en même temps en gardant l'information spatiale) pour identifier chaque sous-type a posteriori, alors que les méthodes préexistantes auraient requis un animal par sous-type (par exemple nous pouvons étudier l’activité des 5 classes de neurones inhibiteurs dans un même animal, alors que l’utilisation d’animaux génétiquement modifiés requerrait 5 animaux différents pour un résultat moindre, car ne donnant pas accès aux corrélations entre populations). Pour l’instant, cette méthode ne permet que l’enregistrement de population spécifique et non la manipulation, c’est la raison pour laquelle nous devons tout de même utiliser ces lignées transgéniques pour les stimulations à l’aide de l’optogénétique. L’optogénétique permet de contrôler l’activité des neurones grâce à la lumière, en stimulant des molécules photosensibles. Dans notre cas, nous exprimeront ces molécules photosensibles dans des populations spécifiques grâces aux lignées transgéniques.

Raffinement

Le bien-être des animaux sera évalué régulièrement (croissance staturo-pondérale, aspect général, comportement). Une attention particulière sera portée aux nouveau-nés et juvéniles au cours des chirurgies pour réduire douleur et stress (anesthésie générale et locale, tapis chauffant, conditions d'asepsie strictes, protection des yeux, réhydratation, suivi strict postchirurgie et en particulier pour les nouveau-nés après leur réintroduction au sein de la portée). Les animaux seront hébergés dans des armoires ventilées, sous environnement contrôlé, dans des cages avec un environnement enrichi d'igloos cartonnés et de mini-rouleaux de papier foisonnant permettant aux femelles de faire des nids. Durant les enregistrements, les animaux seront réchauffés, à l’aide d’une lampe chauffante, pour compenser la déperdition de chaleur induite par la sortie de l’animal de sa cage.

Choix des espèces

Le modèle souris est particulièrement adapté pour répondre à nos objectifs scientifiques : 1) Les sous-types d’interneurones corticaux ayant été démontrés comme étant largement conservés entre humain et souris, le modèle de souris représente un excellent modèle pour étudier ces sous-populations de neurones. 2) Nous avons une expérience et une connaissance étendue du modèle pour les deux méthodes principales du projet : l’imagerie in vivo, et la transcriptomique spatiale (méthode permettant de quantifier l’expression de plusieurs centaines de gènes en même temps en gardant l'information spatiale). 3) Il existe de nombreuses lignées de souris transgéniques nécessaires pour le projet, qui permettent de cibler certaines populations de neurones pour pouvoir notamment manipuler leur activité. Un tiers des animaux sera utilisé à l’état de jeunes non-sevrés, un tiers des animaux sera utilisé à l’état de jeune non-sevré puis sevré et un tiers sera utilisé à l’âge adulte. Tous les animaux seront préalablement injecté à la naissance (nouveau-né).

Une paralysie flasque progressive jusqu'à l'arrêt respiratoire : 5 028 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures classées sévères, pour un test de létalité mesurant des sérums équins contre les toxines botuliques. Injectées ou gavées avec la neurotoxine, elles développent une hypothermie et une posture repliée en "taille de guêpe" que le porteur utilise pour prédire leur mort. Le protocole mesure la dilution d'anticorps protégeant la moitié d'un groupe. Le porteur décrit ce test sur souris comme la "seule méthode reconnue" par la Pharmacopée, tout en développant en parallèle un dosage censé le remplacer.

Objectifs

Ce programme de recherche vise à caractériser l’activité neutralisante de produits sériques équins dirigés contre les neurotoxines botuliques (BoNTs). Dans ce programme de recherche, nous utilisons des produits innovants. Il est donc nécessaire de définir l’activité neutralisante des produits sériques équins et d’apporter la preuve que les anticorps dirigés contre chaque BoNT sont capables de protéger contre une intoxication par voie digestive. De larges quantités d’anticorps neutralisants ont été produites pour générer un prototype de traitement. Sur le modèle de ce qui a été mis en place dans l’étude précédente, nous prévoyons de définir des produits équins afin de garantir une couverture de protection plus large. La mesure des titres neutralisants des anticorps sera effectuée à l’aide d’un test de léthalité chez la souris. Ceci nous permettra de définir la dilution d’anticorps protégeant la moitié des souris au sein d’un groupe. Le troisième volet correspond à la mise en œuvre d’une expérience d’ingestion des BoNT par gavage chez la souris, suivie de l’injection à différentes dilutions du mélange d’anticorps correspondant. Ceci nécessitera la production de lots de neurotoxines et la mesure de l’activité toxique de ces lots. Cette étude permettra de démontrer qu’un produit prototype offre une protection contre l’ingestion de neurotoxines et que cette protection est conférée à une dose équivalente de celle requise pour protéger l’Homme. A l’issue du programme, nous aurons donc caractérisé l’activité de différentes BoNT et d’anticorps lyophilisés. Nous prévoyons aussi d’apporter la preuve de concept que le prototype de candidat médicament ciblant certains sérotypes de BoNTs est protecteur dans un modèle d’ingestion de neurotoxine.

Bénéfices attendus

Ce projet a pour but de caractériser des produits sériques neutralisants d’origine équine contre les sérotypes de neurotoxines botuliques connus pour être responsables du botulisme chez les patients. Nous montrerons aussi que l’injection d’un produit prototype chez la souris offre une protection contre l’ingestion de neurotoxines (issues de souches isolées des patients). Ce programme contient plusieurs livrables dont la production de différents types de produits « standards » que sont : 1) les lots de neurotoxines et 2) les anticorps équins anti-toxines d’activité neutralisante définie dans ce programme. Nous apporterons aussi la preuve de concept que le produit prototype offre une protection contre l’ingestion de neurotoxines natives que ce produit soit co-injecté mais aussi par voie intraveineuse dans le cas d’une intoxication digestive, qui constitue la voie naturelle du botulisme.

Procédures

Les deux premières procédures consistent à injecter (quelques secondes) aux animaux des neurotoxines avec ou sans produit sérique neutralisant avec un suivi de la paralysie sur quatre jours. La troisième procédure consistera à administrer aux animaux les toxines par voie orale (quelques secondes) puis consistera à injecter une heure après des anticorps (quelques secondes). Un seul prélèvement de sang de quelques secondes sera effectué sur un groupe contrôle pour s’assurer que la toxine est passée dans le compartiment sanguin. Les effets létaux des toxines et de protection des anticorps seront suivis sur une période de 4 jours.

Impact sur les animaux

Le botulisme humain et animal est dû à l’action de neurotoxines qui ciblent la terminaison nerveuse des motoneurones, ce qui entraine un blocage de la transmission neuromusculaire. Il s’ensuit une paralysie flasque progressive allant jusqu’à l’arrêt respiratoire. Au stade intermédiaire les souris adoptent un phénotype caractéristique dit en « taille de guêpe » et présentent une hypothermie. Elles apparaissent très allongées, pour maximiser leur capacité respiratoire. Les souris sont progressivement impactées dans leur liberté de mouvement pour boire et se nourrir et montrent des signes d’hypothermie et d’isolement. C’est l’ensemble de ces symptômes, lorsqu’ils sont combinés, qui permettent de prédire la mort des souris.

Devenir

Les animaux sont mis à mort à l’issue de chaque procédure car les effets de la toxine sont irréversibles après l’injection et ils ne peuvent être ré-utilisés.

Remplacement

Les méthodes alternatives que nous développons pour la détection, la quantification des neurotoxines botuliques (BoNT) et leur sérotypage nécessitent la mise en place et la calibration d’outils « standards », qui font l’objet des procédures 1 et 2 de cette étude. A ce jour, aucun modèle in vitro permet de reproduire la complexité d’une intoxication par la toxine botulique. Les études sur un modèle animal restent donc indispensables pour évaluer l’activité de la toxine botulique ainsi que l’efficacité des traitements développés. Ces études dans un organisme complet permettent de recueillir des données nécessaires à la calibration de standards qui seront utilisés pour le développement de méthodes alternatives et l’évaluation l’efficacité des traitements pour une application chez l’humain. En particulier, un test de dosage enzymatique requérant des fragments d’anticorps standards est mis en place pour remplacer les tests de mesure de létalité chez la souris. Ce test doit permettre, à terme, de définir des titres protecteurs des anticorps obtenus à partir des chevaux hyperimmunisés lors de la phase de production du produit thérapeutique.

Réduction

La méthode de réduction appliquée est l’emploi du plus faible nombre de souris possible afin d’atteindre un coefficient de variation proche de 20% idéalement, avec : 1) des protocoles adaptés, utilisant de groupe de 4 animaux et des tests avec un nombre minimal de dilutions encadrant les doses létales ou de neutralisation mais permettant de définir des intervalles de confiance suffisamment précis. 2) les bonnes pratiques de laboratoire et une gestion des résultats, afin de limiter le nombre d’expériences nécessaires à l’obtention de résultats fiables, en intégrant les recommandations de la Pharmacopée européenne.

Raffinement

La surveillance des souris a été accrue afin de détecter le plus tôt possible les signes cliniques du botulisme. Pour ce faire, les animaux sont observés quotidiennement afin de réduire les risques de souffrance, nous avons identifié des critères précoces notés sur une feuille d’observation, qui nous permettent de prévoir la mortalité des souris et de limiter la souffrance animale par mise à mort rapide. Des mesures d’amélioration des conditions de vie des souris ayant du mal à se déplacer après l’injection ont été mises en place (des gels hydriques imbibés d’eau et de nourriture sont placés dans la cage).

Choix des espèces

Le test de référence de létalité sur souris est la seule méthode reconnue de référence dans la Pharmacopée pour la détection et le dosage des toxines botuliques. Cette méthode doit être réalisée sur un modèle murin afin d’obtenir la meilleure sensibilité de tous les sérotypes connus pour être pathogènes chez l’homme. Souris âgées de 3 à 5 semaines. La sensibilité des souris aux toxines botuliques dépend de leur âge et de leur poids. Le test de référence de létalité sur souris MBA est la seule méthode reconnue dans la Pharmacopée pour la détection et le dosage des toxines botuliques, ainsi que pour la détermination des titres neutralisant de produits sériques anti toxines. Cette mesure doit être réalisée sur la souris car aucune méthode alternative fiable n’existe à ce jour.

Porteuses d'une mutation qui provoque une myopathie infantile grave, 2 160 souris vont être utilisées dans des procédures classées sévères. Les mâles atteints développent une faiblesse musculaire dès 4 à 5 semaines, puis une paralysie des membres postérieurs et une perte de poids vers 6 à 7 semaines. Le projet ne prévoit aucun prélèvement, les souris vont être utilisées uniquement pour entretenir la lignée. Les mâles malades non retenus pour une étude sont mis à mort avant 6 à 7 semaines, les femelles reproductrices une fois infertiles, les surnuméraires faute d'usage.

Objectifs

L'objectif de ce projet est de produire et suivre une lignée de souris qui mimique les symptômes sévères de la myopathie centronucléaire. Chez l’homme, cette myopathie entraîne une atteinte grave des muscles squelettiques qui conduit dans 50% des cas à un décès prématuré des patients avant l’âge de 18 mois. Il n’existe actuellement aucun traitement pour les patients. Les animaux ainsi générés participeront à de nombreuses éudes visant à mieux compendre les mécanismes pathologiques et à valider des stratégies thérapeutiques innovantes.

Bénéfices attendus

Cette lignée est un modèle animal fiable et reproductible pour l'étude de cette myopathie, une maladie rare, très sévère, touchant les enfants. Elle est cruciale pour mieux comprendre les mécanismes et tester de nouvelles approches thérapeutiques. D’un point de vue plus général, ce modèle contribue à l'avancement des connaissances sur les myopathies congénitales et les dysfonctionnements musculaires.

Procédures

Les animaux sont utilisés uniquement pour produire une lignée et ne sont pas soumis à des prélèvements. Les mâles atteints de myopathie myotubulaire présentent un phénotype locomoteur à partir de 4/5 semaines d’âges (activité spontanée diminuée car faiblesse musculaire) et les animaux atteignent un point limite se traduisant par une paralysie des membres postérieurs et une perte de poids généralement vers 6/7 semaines.

Impact sur les animaux

Le phénotype dommageable des mâles atteints de myopathie se traduit par un phénotype locomoteur à partir de 4/5 semaines d’âges (activité spontanée diminuée car faiblesse musculaire) et les animaux atteignent un point limite se traduisant par une paralysie des membres postérieurs et une perte de poids généralement vers 6/7 semaines, bien que certains mâles aient déjà survécu jusqu’à 15 semaines. En élevage, les animaux mâles atteints de myopathie et non utilisés pour des études en cours seront mis à mort avant 6/7 semaines d âge afin de limiter la souffrance.

Devenir

Les femelles reproductrices hétérozygotes (asymptomatiques) seront maintenues jusqu'à infertilité, âge maximal 8 mois (ou 8 portées) puis euthanasiées. Tous les animaux d 'expérimentation (mâles KO et WT) seront euthanasiés à la fin des différents projets et expériences qui seront en cours. Les animaux surnuméraires ( mâles et femelles) non utilisés pour des études ou des croisements seront euthanasiés. Les mâles malades surnuméraires produits (qui ne serviront pas pour les différents projets) seront euthanasiés avant l âge de 6/7 semaines afin de limiter la souffrance, et avant d 'atteindre les points limites.

Remplacement

À ce jour, il n'existe pas de méthode alternative permettant de remplacer totalement l'utilisation de ce modèle animal pour l'étude de cette myopathie centronucléaire. Bien que des modèles cellulaires in vitro de type myoblastes ou myotubes peuvent être utilisés pour certaines études préliminaires, ces systèmes simplifiés ne reproduisent pas la complexité physiopathologique de la maladie dans son contexte global. Les stratégies thérapeutiques, en particulier celles visant à restaurer la fonction musculaire ou à évaluer l'efficacité et la sécurité de traitements, ne peuvent être développées et validées uniquement sur des modèles in vitro.

Réduction

Le nombre de cage de croisement sera adapté en temps réel selon les tailles des portées et la nécessité des études afin d’éviter de la production surnuméraire. Le génotypage précoce et systématique de la descendance permettra d'identifier rapidement les animaux porteurs de la mutation et de ne conserver que les individus strictement nécessaires à la production de la lignée et aux futurs projets de recherche.

Raffinement

Dès le sevrage à 4 semaines, une nourriture hydratée en gélée (Dietgel) sera placée dans la cage des souris pour prévenir toute perte de poids et de mal-être qui pourrait être dû aux difficultés locomotrices des souris. Une surveillance quotidienne du bien-être des animaux sera assurée par du personnel qualifié afin de détecter précocement tout signe de détresse ou de souffrance. On ne s’attend pas à observer de la souffrance ou de l’inconfort chez les géniteurs et le reste de la portée autre que les mâles malades. Ces mâles développeront une paralysie des membres postérieurs associée à une perte de poids significative dans le temps. Les mâles malades non utilisés par une étude en cours seront mis à mort avant 6/7 semaines, pour limiter la souffrance des animaux.

Choix des espèces

Le modèle murin constitue le modèle animal de référence pour l'étude de la myopathie centronucléaire liée à l'X. Ce modèle a été largement caractérisé et validé par la communauté scientifique internationale, comme en témoignent les nombreuses publications démontrant sa pertinence pour reproduire fidèlement les caractéristiques cliniques ( faiblesse musculaire...) et moléculaires observées chez les patients. Actuellement, les modèles in vitro ne permettent pas de reproduire fidèlement la structure et la fonction musculaire. Les géniteurs seront mis en accouplement à partir de 8 semaines d âge. Ce stade corespond à l âge de maturité sexuelle optimale chez la souris, garantissant une capacité reproductive maximale ainsi qu 'une pleine maturité physiologique. Les mâles malades ne seront pas utilisés pour les accouplements et les animaux non utilisés pour une étude seront mis à mort avant 6/7 semaines, pour limiter la souffrance des animaux. L 'âge d 'utilisation des mâles malades dépendra des études en cours.

Aux défenses immunitaires réduites pour accepter des cellules cancéreuses humaines, 337 souris sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère, toutes tuées à l'issue. Une partie reçoit une greffe de tumeur du pancréas par injection guidée sous échographie, subit jusqu'à douze échographies et cinq séances d'imagerie sous anesthésie, ainsi que des incisions de la queue pour prélever le sang. La greffe pancréatique induit une maladie tumorale sévère pouvant dégrader l'état général, avec amaigrissement et perte d'activité. Les animaux sont tués pour prélever la tumeur et de nombreux organes, cette étape de biodistribution précédant un projet ultérieur d'évaluation thérapeutique.

Objectifs

Le cancer du pancréas est un cancer agressif avec un des plus mauvais pronostique suivant l’annonce. Moins de 10% des patients ont une survie de 5 ans après le diagnostic. Des chimiothérapies existent mais il est nécessaire de développer de nouvelles thérapies ciblées pour permettre une meilleure survie des patients. La médecine nucléaire offre une alternative en plein essor pour le diagnostic et le traitement du cancer. Des éléments radioactifs peuvent être couplés à une molécule capable de se lier spécifiquement aux cellules cancéreuses. En fonction de l’élément radioactif utilisé, il est possible de diagnostiquer et localiser par imagerie la tumeur chez le patient, ou de la détruire. Cette approche est dite « théranostique ». Nous avons identifié la protéine X comme un marqueur précoce du cancer pancréatique et avons développé un anticorps capable de s’y lier. Nous souhaitons attacher un radioélément à cet anticorps et évaluer son potentiel pour diagnostiquer et traiter le cancer du pancréas. Pour évaluer le potentiel de cette approche, nous devons mettre au point le modèle d’étude, en déterminant la vitesse de croissance des tumeurs chez l’animal. Nous utiliserons des cellules cancéreuses humaines dont nous décrirons les vitesses de croissance en présence et en absence de la protéine X. Nous disposons aussi de cellules cancéreuses provenant directement de tumeurs de patients exprimant la protéine X dont nous décrirons aussi la cinétique de croissance. Ces modèles nous permettront ensuite d’évaluer la capacité de plusieurs agents d’imageries développés à partir de l’anticorps à se lier aux tumeurs chez la souris. Ces résultats nous permettront d’identifier à la fois les meilleurs modèles d’études et la meilleure combinaison en vue de son évaluation en thérapie anticancéreuse. L’évaluation de l’efficacité pour détruire les tumeurs fera l’objet d’un projet ultérieur.

Bénéfices attendus

Le cancer du pancréas est un des cancers avec le plus mauvais pronostic suivant l’annonce du diagnostic et dont l’incidence augmente en France et en Europe. Les traitements disponibles ne permettent pas aux patients de survivre au-delà de quelques années. Il est primordial d’identifier de développer de nouveaux traitements plus efficaces et moins toxiques. Ce projet présente un enjeu majeur car l’identification d’une molécule présente de manière spécifique à la surface des cellules de cancer du pancréas, la protéine X, pourrait permettre de développer une alternative thérapeutique dans cette maladie. La présence de cette protéine X est liée à un mauvais pronostic chez le patient. Son apparition à la surface des cellules cancéreuses arrive très tôt dans le développement de la maladie. Cette protéine semble donc être un candidat idéal pour diagnostiquer précocement les tumeurs. Le développement d’un agent théranostique basé sur un anticorps capable de se lier à la protéine X, permettra à la fois de diagnostiquer les patients avec un mauvais pronostic en y attachant un élément radioactif d’imagerie, mais également de traiter ces patients, en y attachant un élément radioactif thérapeutique. Les données accumulées dans le cadre de ce projet permettront également d’en apprendre plus sur cette protéine peu décrite qui semble jouer un rôle important dans cette maladie.

Procédures

85 souris maximum recevront 1 injection dans le pancréas sous guide échographique sous anesthésie (20 minutes maximum), 12 examens maximum par échographie sous anesthésie (20 min maximum). 126 souris maximum recevront 1 injection dans le pancréas de cellules cancéreuses sous guide échographique sous anesthésie (20 min maximum), 12 examens maximum par échographie sous anesthésie (20 min maximum), puis une injection intrapéritonéale sous anesthésie (2 min maximum), puis une injection intraveineuse sous anesthésie (5 min maximum), puis 5 analyses d’imagerie sous anesthésie (30 min) et 5 prélèvements de petit volume sanguin par incision de la veine de la queue (1 min). 126 souris maximum recevront 1 injection sous-cutanée de cellules cancéreuses sous anesthésie (2 min), 12 mesures de la taille de la tumeur à l’aide d’un pied à coulisse sur animal vigile (2 min), puis une injection intrapéritonéale sous anesthésie (2 min maximum), puis une injection intraveineuse sous anesthésie (5 min maximum), puis 5 analyses d’imagerie sous anesthésie (30 min) et 5 prélèvements de petit volume sanguin par incision de la veine de la queue (1 min).

Impact sur les animaux

La greffe de cellules cancéreuses dans le pancréas des souris induit une maladie tumorale sévère qui peut induire une dégradation de l’état général (amaigrissement, perte d’activité) de l’animal. Pour la greffe sous-cutanée de cellules cancéreuses, les animaux peuvent présenter une gêne due à la présence d’une grosseur externe. L’anesthésie par inhalation utilisée lors des échographies abdominales de surveillance de croissance tumorale et lors des expériences d’imageries peuvent entraîner des nuisances telle qu’un abaissement de la température corporelle. De même, les manipulations pour surveiller l’état général et réaliser les pesées de suivi, ainsi que les mesures de croissance des tumeurs au pied à coulisse, peuvent être source de stress chez les animaux. L’anticorps que nous avons développé n’a jamais été administré chez l’animal. Les doses que nous avons prévu d’administrer sont très faibles et ne devrait pas causer de nuisance majeure, autre qu’une légère augmentation de la température corporelle, et une gène au site d’injection. L’incision réalisée sur la queue pour les prélèvements sanguins est petite et peu profonde, mais pourrait entraîner des douleurs temporaires.

Devenir

Pour la procédure 1, tous les animaux sont euthanasiés sous anesthésie gazeuse en fin de procédure pour le prélèvement du pancréas et d’organes supplémentaires (foie et des poumons). A la fin des procédures 2 et 3, tous les animaux sont euthanasiés sous anesthésie gazeuse en fin de procédure pour le prélèvement de la tumeur et d’organes supplémentaires (cerveau, rate, foie, reins, intestins, foie, poumons, coeur, tibia, peau, pancréas).

Remplacement

Les modèles in vitro de lignées cancéreuses ne permettent pas d’évaluer la distribution d’un candidat médicament dans l’organisme. Le modèle de greffe de cellules cancéreuses pancréatiques dans le pancréas des souris permet de se rapprocher d’un contexte proche de celui des patients ce qui est impossible in-vitro. La greffe de cellules cancéreuses pancréatiques sous la peau des souris présente l’avantage de pouvoir isoler facilement le signal radioactif accumulé dans la tumeur sans la perturbation liée au signal émis dans les autres organes proches du pancréas. L’utilisation de cellules dérivées de tumeurs de patients, nous permettra de récapituler les caractéristiques des tumeurs pancréatiques humaines afin de reproduire plus fidèlement la pathologie observée chez les patients, notamment du point de vue du niveau d’expression de la protéine X.

Réduction

Pour évaluer la distribution de nos candidats médicaments chez la souris au cours du temps nous utiliserons l’imagerie isotopique, qui permet un suivi dans le temps de la distribution du radiotraceur sur les mêmes animaux, là où la plupart des techniques nécessite de mettre à mort les animaux à chaque temps de mesure. Ceci nous permet de réduire considérablement le nombre d’animaux utilisés. Par ailleurs, ce projet permettra de sélectionner les modèles d’études les plus pertinents, ainsi que le médicament le plus performant, ce qui permettra de réduire le nombre d’animaux utilisés dans le projet futur d’évaluation de son potentiel thérapeutique.

Raffinement

Nos animaux seront hébergés dans des salles dont les paramètres d’ambiance sont contrôlés (température: 20- 22°C; renouvellement d’air: 15 volumes/heure; cycle jour/nuit: 12h/12h). Les conditions d’hébergement de notre animalerie respectent les besoins physiologiques et le bien-être des animaux. Les personnes habilitées pour ce projet et le personnel de l’animalerie assurerons le suivi quotidien des animaux. Les animaux auront l’eau et la nourriture à volonter. Les souris seront hébergées par groupe de 5 animaux par cage en portoir ventilé. Nous mettrons des enrichissements à disposition des animaux (dôme, bûchette, du coton pour nidification). Nos animaux ont des défenses immunitaires réduites, nécessitant de travailler en environnement aseptisé. Nous travaillerons avec des souris mâles qui nécessitent une vigilance sur une potentielle agressivité entre les animaux dans les cages. Nous envisagerons d’isoler certains individus si nous observons des comportements de domination. Les animaux seront suivis quotidiennement à partir de la procédure de greffe de cellules cancéreuses. Pendant les échographies, les yeux des animaux seront protégés avec l’application d’un gel empêchant le désèchement. Les animaux ayant été greffés seront réchauffés et retrouveront leurs congénères après l’injection pour éviter le stress de l'isolement. Le degré de douleur sera évalué au cours de la procédure avec une grille de score tenant compte de l’aspect des tumeurs sous-cutanées (blessures/nécrose), l’observation du comportement (toilettage, alimentation, hydratation, activité) des animaux et des pesées régulières. Selon la grille de score à partir de 15% de perte de poids une alimentation gélifiée sera mise à disposition avec une réhydratation sous-cutanée. Nous réaliserons des mesures régulières de croissance de la tumeur soit au pied à coulisse ou par échographie abdominale, et avons fixé une taille limite (500 mm3 pour une tumeur sous-cutanée, 200 mm3 pour les tumeurs dans le pancréas). Les injections de cellules cancéreuses, prélèvements sanguins, les injections iv et les séances d’imagerie se feront sous anesthésie générale par inhalation, ce qui permettra de minimiser le stress de l’animal et un réveil rapide.

Choix des espèces

La souris est un modèle classiquement utilisé pour étudier les processus de croissance des tumeurs. Le modèle murin présente une forte homologie génétique avec l’homme et permet de s’affranchir de la limitation d’accès à du matériel humain. Les tumeurs pancréatiques induites chez la souris montrent de nombreuses similarités avec ce qui peut être observé dans les tumeurs humaines, faisant de la souris un bon modèle d’étude. Nous utiliserons des souris adultes pour tout le projet, elles seront âgées de 6 semaines au moment des procédures de greffes. Cet âge est choisi car nous étudions le cancer du pancréas qui affecte des patients adultes.