Procédures sévères

Des femelles gestantes sont opérées pour injecter le cytomégalovirus dans le cerveau de leurs embryons, les ratons nés subissent des tests sensorimoteurs quotidiens, puis une tumeur cérébrale leur est implantée à deux mois. 1 274 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance majoritairement sévère, tous tués à l'issue. Le porteur décrit chez les ratons des crises d'épilepsie généralisées corrélées à des morts subites. Les femelles sont tuées faute de pouvoir être réutilisées, la descendance pour analyse post-mortem.

Objectifs

Les infections congénitales à cytomegalovirus (CMV) concernent environ 1% des naissances et représentent une cause majeure de troubles du développement cérébral, pouvant notamment causer surdité, paralysie cérébrale, épilepsie, déficience intellectuelle, etc. Une influence sur la survenue ultérieure d'autisme ou de schizophrénie a aussi été évoquée. En dépit de leur fréquence et de leurs conséquences médicales et socio-économiques, les mécanismes des troubles neurologiques liés aux infections congénitales au CMV restent peu étudiés et mal connus. Ainsi, les options préventives et thérapeutiques restent limitées. L’étude de modèles animaux pertinents, notamment chez le rongeur, et utilisant les CMVs spécifiques de ces espèces, représente une approche indispensable pour appréhender ces mécanismes évolutifs, liés aux développements respectifs du système immunitaire cérébral et des réseaux neuronaux, et à leurs interactions réciproques, dans un contexte ou gestation et statut immunitaire maternel doivent aussi être pris en compte. L'objectif principal de ce projet est d'explorer chez le rat l'impact d’une infection précoce anténatale par le CMV sur le développement futur d’une tumeur cérébrale ultérieure, aux niveaux moléculaire et cellulaire, en nous intéressant particulièrement aux cellules immunitaires du cerveau.

Bénéfices attendus

Les infections congénitales par le cytomégalovirus (CMV) sont fréquentes (0.7 à 1% des naissances) et représentent une cause majeure de pathologie neuro-développementale, avec des conséquences médicales sévères et un impact socio-économique important. Cependant, les mécanismes restent mal compris et peu abordés. De ce point de vue, notre projet doit apporter des informations importantes pour apprécier ces mécanismes, en abordant les relations entre infection cérébrale fœtale par le CMV, immunité cérébrale retardée, et développement de tumeur cérébrale.

Procédures

Des femelles gestantes sont opérées sous anesthésie générale, afin d’accéder aux embryons et d’injecter le cytomegalovirus (CMV) dans les cerveaux embryonnaires. Dépendant du nombre d’embryons, la chirurgie dure de 30 à 45 minutes ; le muscle et la peau sont suturés. Au premier jour postnatal, les ratons d’une même portée sont tatoués au niveau des pattes avant et/ou arrière, et suivis quotidiennement pendant les deux premières semaines de vie postnatale (mesures de masse corporelle, réalisation de tests sensorimoteurs (test du réflexe de retournement lorsque l’animal est placé sur le dos, test du réflexe d’éloignement du vide lorsque la tête de l’animal est dans le vide, l’animal étant posé sur une plateforme élevée d’environ 8 cm), observation de la survenue de crises généralisées d’épilepsie) ; chaque session de tests dure environ 2-3 minutes. Après le 60eme jour de vie postnatale (P60), certains animaux sont opérés sous anesthésie générale (durée d’environ 30 minutes) pour implanter des cellules qui provoqueront l’apparition d’une tumeur cérébrale dans le cortex. Les animaux sont euthanasiés à la fin des expérimentations.

Impact sur les animaux

Les femelles gestantes sont opérées sous anesthésie générale pour accéder aux embryons et réaliser des injections dans les cerveaux embryonnaires. L'anesthésie des femelles gestantes peut engendrer des dépressions respiratoires, une hypothermie, une déshydratation. La chirurgie elle-même peut engendrer en post-opératoire sur des temps courts (1 à 3 jours maximum) de rares et faibles hémorragies vaginales, des avortements partiels, des douleurs abdominales, une diminution de la mobilité / inactivité, une perte de poids, une inflammation des sutures Les femelles gestantes sont isolées lors de la période post-opératoire jusqu’à la mise bas. Leur bien-être après chirurgie est évalué quotidiennement par des mesures de paramètres cliniques et comportementaux. La majorité des femelles gestantes (de plus de 97%) récupèrent très bien après la chirurgie et la gestation se poursuit jusqu’à la mise bas. Chez les ratons nés après l’infection cérébrale au CMV in utero, un ensemble de signes cliniques sont attendus. Leur suivi quotidien au cours des deux premières semaines de vie postnatale a mis en évidence la survenue : d'hyperextension des membres inférieurs ; de crises d'épilepsie généralisées tonico-cloniques déclenchées par la manipulation, et correlée à la survenue de mort subite (sudden unexpected death in epilepsy, SUDEP) ; d’un défaut de développement de réflexes sensorimoteurs évalués par le test d'éloignement du vide (cliff aversion test) et le test de retournement (rigthing reflex). Le développement d’une tumeur cérébrale dans le cortex de rat adulte est associé à une dégradation de l’état général des animaux, notamment une perte d’appétit, une perte de masse corporelle, et une diminution de l’activité.

Devenir

Les femelles sont euthanasiés car elles ne peuvent pas être réutilisées. La descendance est mise à mort pour analyses post mortem.

Remplacement

Les mécanismes neurophysiopathologiques des infections congénitales par le CMV reposent de manière inhérente sur des interactions développementales multiples, entre la dynamique de l'infection virale elle-même, celle des réseaux neuronaux, et celle des systèmes immunitaires cérébral foetal et maternel. Il est évident que certains de ces évènements, ainsi que leur complexité, et leurs relations réciproques, ainsi que leurs conséquences à long terme comme envisagé dans le projet, ne peuvent être modélisés in vitro y compris en utilisant des organoïdes cérébraux, et encore moins par bio-informatique. Une partie de nos expériences d'enregistrements des activités épileptiques sera réalisée in vitro (tranches aigues de cerveau), afin de réduire l’expérimentation sur l’animal vivant.

Réduction

Nous avons basé le nombre minimal d'animaux nécessaires sur la base de nos résultats antérieurs, et sur des calculs classiques de puissance statistique pour les tests les plus usuels. Nous optimisons la réduction des animaux utilisés de plusieurs manières : - chaque gestation et tous les embryons injectés in utero sont utilisés. - par ailleurs, le principe de réduction sera appliqué, car les animaux seront suivis au cours de notre projet, depuis les tests neurologiques néonataux, jusqu’aux enregistrements in vitro et aux analyses immunohistopathologiques réalisées chez l’adulte. Ceci aura l'avantage de permettre d'établir d'éventuelles corrélations entre plusieurs anomalies chez les mêmes animaux ayant passé l'ensemble des tests.

Raffinement

Chaque rate et sa portée sont hébergées dans une cage avec nourriture et eau à volonté. Après sevrage (vers le 28e jour), les rats mâles et femelles sont séparés et hébergés à 2-4 par cage. L’environnement est systématiquement enrichi avec du papier foisonnant et un tunnel en carton permettant la confection d’un nid ; les rats adultes auront en plus une buchette à ronger. Avant les chirurgies (gestantes et rats adultes), réalisées sous anesthésie générale, la douleur est systématiquement prise en charge par l’injection sous-cutanée d’analgésique et d’anti-inflammatoire, et par l’application d’analgésiques locaux. Pendant la chirurgie, les animaux sont placés sur un tapis chauffant, leur rythme respiratoire est surveillé en permanence. Une injection ip de sérum physiologique à 38°C est réalisée en fin d’intervention pour réhydrater les animaux. Après leur réveil, ils sont placés sur un tapis chauffant pendant au moins 30 minutes. Les rats adultes ayant reçu l’injection stéréotaxique sont replacés avec leurs congénères. Un suivi post-chirurgical est réalisé afin de détecter des points-limites précoce et adaptés. Seront surveillés chez les rates gestantes l’absence d'hémorragie vaginale et la date de la mise bas (euthanasie si retard de plus de 24 heures), et chez tous les animaux, la cicatrisation (nettoyage de la plaie et nouvelles sutures si besoin), la perte de poids (euthanasie si plus de 20%), l'hypothermie (froid au touché), l’apparition de signes de douleur (prostration, agressivité, absence de réaction aux stimuli). Si un score de points-limites est supérieur à 3, une injection d'analgésique sera pratiquée : buprénorphine ou anti-inflammatoire non stéroïdien en sous-cutanée toutes les 8 à 12 heures (doses utilisées dans l’ensemble de notre projet). Les ratons sont également suivis, avec une surveillance de la prise de poids, et l’observation de phénotypes caractéristiques de notre modèle (échec aux tests sensorimoteurs, hyperextension des membres inférieurs, crises généralisées tonico-cloniques). Ces mesures seront quotidiennes du 1er au 14eme jour de vie postnatale (P14). Après P14, seul le poids sera mesuré, une fois par semaine jusqu’au sevrage et au-delà.

Choix des espèces

Les animaux que nous utilisons, en l'occurrence les rats, sont des rongeurs de petite taille et d’élevage facile, avec une gestation d'une durée adaptée aux exigences des travaux de recherche. Ils possèdent un système nerveux central dont le développement présente de nombreuses similitudes avec celui du système nerveux humain, et dont l’organisation, certes simplifiée, est cependant suffisamment complexe pour être représentative. D'une manière générale, ils constituent des modèles de choix pour l’étude des mécanismes pathologiques du développement cérébral. Le rat est particulièrement adapté à des études des propriétés et activités électriques des cellules nerveuses, cognitives et comportementales. Dans le projet présenté ici, le choix de l'espèce est aussi orienté par l'utilisation d'une souche de cytomégalovirus de rat recombinante, car les cytomégalovirus, y compris ceux de rat, sont spécifiques d'espèce. Les rates gestantes seront âgées d'environ 10 semaines à 6 mois. Les infections in utero seront réalisées au 15e jour de développement embryonnaire, donc au début du dernier tiers de gestation, ce stade d'infection tenant compte de l'état de développement cérébral, d'impératifs méthodologiques, et conduisant à reproduire les conséquences neurologiques postnatales rappelant la pathologie humaine modélisée ici. L’étude des activités épileptiformes in vitro et des cellules immunitaires cérébrales sera réalisée entre le 75e et le 90e jour postnatal, période où la tumeur est susceptible d’altérer le fonctionnement cérébral pour déclencher des activités épileptiques et où les cellules immunitaires sont abondantes dans le microenvironnement tumoral.

Un infarctus est provoqué chirurgicalement chez 3 264 souris, dont 735 dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère, toutes tuées à l'issue. Chaque animal subit une opération du cœur de trente minutes, quatre échocardiographies et jusqu'à dix-sept injections, pour étudier le rôle des neutrophiles dans la réparation cardiaque. Le porteur indique que ce modèle entraîne 15 à 30 % de mortalité, qu'il décrit comme "subite et sans signe de souffrance préalable". La cicatrisation étudiée passe par une rupture du cœur ou une arythmie mortelle chez près d'un tiers des mâles.

Objectifs

L’infarctus du myocarde (communément appelé "attaque cardiaque") est une cause de mortalité et d’invalidité majeure. Les mécanismes gouvernant la réparation du cœur après un infarctus ne sont pas entièrement connus. L’inflammation joue un rôle important dans la réparation du coeur après un infarctus, mais les types cellulaires et voies moléculaires impliqués restent méconnus. Ce projet a pour but de comprendre le rôle de certaines cellules de l’inflammation, les neutrophiles, dans la réparation du cœur après l'infarctus. Les animaux subiront un infarctus du myocarde induit par une opération chirurgicale. La fonction cardiaque des souris sera analysée par échocardiographie, et la réparation du coeur après l'infarctus du myocarde sera étudiée. Ce projet permettra d’identifier des nouveaux acteurs inflammatoires de la réparation du coeur après un infarctus et de potentielles cibles thérapeutiques.

Bénéfices attendus

Ce projet va permettre une meilleure compréhension des mécanismes inflammatoires de la réparation cardiaque après infarctus. En particulier, l’identification des mécanismes moléculaires dépendant des neutrophiles est essentielle pour le développement de stratégies thérapeutiques innovantes visant à limiter les dommages tissulaires et améliorer la cicatrisation après un infarctus du myocarde et par conséquent, limiter le développement de l’insuffisance cardiaque et réduire la mortalité post-infarctus.

Procédures

Intervention chirurgicale pour induction de l’infarctus du myocarde (1 fois, 30 minutes) Echocardiographie (4 fois, 15 minutes) Injections (17 fois, quelques secondes)

Impact sur les animaux

Effets indésirables liés à l’expérimentation : inconfort lié à la préhension et contention des animaux, potentielle douleur au point d'injection, stress et hypothermie liés à l'anesthésie, stress lié à l’isolement de courte durée dans la phase post-opératoire et post-échocardiographie ; Effets de la chirurgie : douleur post-opératoire. Le modèle d’infarctus du myocarde permanent est associé à une mortalité (environ 30% chez les mâles, 15% chez les femelles), subite et sans signe de souffrance préalable, causée par rupture cardiaque ou arythmie.

Devenir

Tous les animaux sont mis à morts à la fin de la procédure pour le prélèvement d'organes nécessaires aux analyses prévues dans le projet.

Remplacement

Bien que nous menions en parallèle des études bio-informatique et de culture cellulaire pour tester nos hypothèses, la réparation cardiaque après infarctus du myocarde impliquent l’interaction complexe de différents types cellulaires et une interaction entre différents organes, qui ne peut être étudiée de façon complète que sur des animaux entiers, rendant le modèle animal indispensable.

Réduction

Le nombre d’animaux nécessaires à la réalisation de ce projet a été calculé au plus juste par d’une analyse statistique et à partir de notre expérience préalable sur les méthodes utilisées dans ce projet. Les effectifs sont déterminés et les résultats analysés avec des tests statistiques adaptés. Des mesures spécifiques sont mises en oeuvre pour éviter les biais expérimentaux: randomisation, analyse des données "en aveugle".

Raffinement

Lors des procédures expérimentales, la souffrance animale sera réduite au maximum par l'utilisation de protocoles d’anesthésie et anti-douleurs adaptés et l’établissement de points limites stricts et adaptés aux procédures. Pour la procédure chirurgicale et l’échographie, les animaux sont placés sur une plaque chauffante à 37°C dès l’induction de l’anesthésie pour maintenir la température corporelle puis placés dans une cage de réveil chauffée et enrichie, sous surveillance jusqu’au réveil complet. Ensuite, les animaux retournent avec leurs congénères, dans une cage d’hébergement enrichie. La stratégie anti-douleur sera systématiquement poursuivie en post-opératoire pendant 72 heures, avec administration d'anti-douleurs. Tout au long de la procédure, les animaux feront l’objet d’une surveillance continue, pour repérer l’éventuelle apparition de signes cliniques de souffrance ou de mal-être et des anti-douleurs pourront être administrés si nécessaire.

Choix des espèces

La souris est le modèle de choix pour étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires de l’inflammation et de la réparation cardiaque post-infarctus du myocarde dans un organisme biologique complexe. Le modèle d’infarctus du myocarde utilisé dans ce projet représente un modèle communément utilisé dans ce domaine de recherche, permettant une intégration et comparaison des résultats obtenus à la littérature scientifique existante. Nous utiliserons des souris adultes, âgées entre 8 et 12 semaines et chez lesquelles le système cardio-vasculaire est arrivé à maturité.

920 souris sont soumises à un modèle expérimental de dépression puis à l'administration de substances psychédéliques, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère, toutes tuées à l'issue. Certaines subissent une chirurgie cérébrale pour des micro-injections ou l'implantation d'un dispositif laissé une semaine. Le RNT évoque des "tests comportementaux non invasifs" et un contexte "négatif" induisant un stress "modéré", sans détailler les substances employées ni nommer précisément les tests. Vingt souris relèvent d'un niveau de souffrance sévère, un chiffre laissé sans explication au regard des 900 autres classées en souffrance modérée.

Objectifs

La dépression constitue l’un des troubles mentaux les plus répandus dans le monde touchant près de 300 millions de personnes. En France, il est estimé qu’entre 15 et 20% de la population sera touchée au cours de sa vie. Aujourd’hui, les médicaments antidépresseurs présentent plusieurs limites, telles qu’une inefficacité chez 30% des patients, un délai d’action de plusieurs semaines et de nombreux effets indésirables. De nouvelle approches thérapeutiques sont donc nécessaires pour améliorer la prise en charge et le bien-être de millions de personnes. Certaines substances agissant sur le fonctionnement du cerveau suscitent aujourd’hui un fort intérêt scientifique en raison de leurs effets rapides et durables observés dans des études cliniques récentes. Toutefois, leurs mécanismes d’action restent encore mal compris, et des recherches précliniques sont indispensables pour mieux caractériser leurs effets, déterminer les conditions d’utilisation optimales et en évaluer la sécurité. L’un des objectifs de ce projet est d’étudier comment ces substances peuvent modifier la plasticité cérébrale, c’est-à-dire la capacité du cerveau à se réorganiser. En particulier, nous nous intéressons à des structures appelées matrice périneuronale, qui participent à la stabilité et à la flexibilité des circuits neuronaux. Des résultats préliminaires suggèrent que ces matrices pourraient être modifiées, permettant une réorganisation des circuits cérébraux impliqués dans la régulation des émotions. Le projet vise également à mieux comprendre pourquoi les effets observés peuvent varier d’un individu à l’autre et selon le contexte. Pour cela, nous développons un modèle expérimental chez la souris permettant d’étudier l’influence de facteurs individuels et environnementaux sur les effets de ces substances, de manière standardisée et reproductible. À terme, ces travaux permettront de mieux comprendre les mécanismes biologiques impliqués, d’optimiser l’efficacité des futures stratégies thérapeutiques et de limiter leurs effets indésirables. Ces recherches pourraient ainsi contribuer au développement de nouveaux candidats médicaments pour le traitement de la dépression.

Bénéfices attendus

Ce projet vise à mieux comprendre comment certaines substances peuvent avoir un effet antidépresseur. Il permettra de préciser les conditions d’utilisation et les mécanismes biologiques iencore insuffisamment connus. Le projet développera également un modèle expérimental permettant d’étudier l’influence de facteurs individuels et environnementaux sur ces effets, afin de mieux comprendre la variabilité des réponses observées. Enfin, l’étude des interactions avec un traitement de référence, l’antidépresseur fluoxétine, contribuera à anticiper d’éventuels risques et à améliorer la sécurité d’un usage futur. À terme, ces travaux pourraient contribuer au développement de traitements antidépresseurs plus rapides et plus efficaces que ceux actuellement disponibles.

Procédures

Les animaux seront soumis à des tests comportementaux non invasifs, d’une durée de 5 à 10 minutes, réalisés sur une période limitée. Les manipulations liées au contexte expérimental (environnement et état de l’animal) sont plus durables, pouvant s’étendre jusqu’à 2h30. Le contexte négatif induit un stress modéré mais a été validée pour ne pas induire de stress majeur. Un modèle expérimental de dépression sera mis en place pour une durée maximale de 13 jours. Certains animaux subiront une seule intervention chirurgicale, d’une durée d’environ 10 à 20 minutes selon le groupe, réalisée sous anesthésie générale. Soit des micro-injections locales seront effectuées, soit un dispositif sera implanté et restera en place pendant une semaine.

Impact sur les animaux

Les animaux soumis au modèle de dépression pourront présenter des signes légers et temporaires de mal-être, comme un pelage moins soigné, une activité réduite ou une diminution de l’intérêt pour la nourriture ou l’environnement. Ces effets sont réversibles et disparaissent généralement en quelques semaines. L’administration de psychédéliques peut provoquer des mouvements brusques de la tête, une activité réduite temporairement ou une anxiété légère, toujours de courte durée et sans séquelle. Les injections nécessaires pour l’administration des substances peuvent causer une douleur très légère, comparable à une piqûre, mais transitoire. Les interventions chirurgicales entraînent un inconfort local limité pendant 24 à 48 heures. Un risque de troubles de la coordination ou une baisse d'activité peut survenir temporairement. Les manipulations comportementales ou les variations de l’environnement peuvent induire un stress léger et temporaire, sans effet durable. Enfin, l’association d’un antidépresseur classique avec un psychédélique ne devrait pas provoquer d’effets indésirables majeurs en conditions contrôlées, si ce n’est une légère anxiété ou réduction de l’activité locomotrice dans les heures suivant l’administration.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin du protocole pour réaliser des analyses.

Remplacement

Le recours au modèle murin est indispensable pour ce projet, les réponses comportementales complexes (évaluation phénotypes anxio-dépressifs), les effets neurochimiques de certaines régions cérébrales, l’analyse de l’activité neuronale et cérébrale, ne peuvent être réalisés in vitro. De plus l’objectif est de valider des stratégies thérapeutiques dans un modèle préclinique en vue de développer un protocole clinique.

Réduction

Le nombre d’animaux a été limité au strict nécessaire pour obtenir des résultats fiables tout en respectant le principe de réduction. Les effectifs par groupe (10 individus) ont été déterminés à partir de nos données antérieures et de calculs statistiques pour assurer une puissance suffisante. Les animaux seront répartis de manière aléatoire entre les groupes expérimentaux. Dans certaines expériences, plusieurs groupes seront comparés pour étudier l’effet de différentes doses. Dans ce cas, des analyses statistiques adaptées seront réalisées pour identifier les différences significatives entre les groupes. Pour les mesures nécessitant des techniques plus spécialisées (par exemple le suivi de certains marqueurs cérébraux ou la validation de doses expérimentales), 5 animaux par groupe suffisent, grâce à la comparaison des résultats avant et après l’intervention chez le même animal. Certains groupes de contrôle pourront être utilisés pour plusieurs expériences afin de réduire le nombre total d’animaux.

Raffinement

Deux situations spécifiques ont été identifiées comme particulièrement sensibles : les chirurgies et l’exposition à un modèle de dépression. Chirurgies : les animaux recevront une anesthésie et une prise en charge pour limiter la douleur et l’inconfort. Une surveillance post-opératoire renforcée sera mise en place, incluant un suivi rapproché de l’état général et des soins adaptés si nécessaire. Seuls les animaux ne présentant aucun signe de complication seront utilisés pour les expériences suivantes. Modèle de dépression : ce protocole peut induire des comportements liés à l’anxiété ou à la dépression, mais la procédure choisie génère des effets relativement subtils. Les animaux seront observés attentivement et toute manifestation de souffrance excessive entraînera une prise en charge immédiate adaptée.

Choix des espèces

La souris a été choisie pour ce projet car elle permet d’étudier de manière fiable les effets des antidépresseurs sur le cerveau. Chez la souris, le système cérébral est bien connu et présente de nombreuses similitudes avec celui de l’humain. Il est possible de mesurer des comportements liés à l’anxiété et à la dépression, ainsi que les adaptations du cerveau à différentes conditions expérimentales et au sein de différents contextes. Les expériences seront réalisées sur des souris âgées d’environ 10 semaines, correspondant à l’âge adulte chez l’animal. Ce choix permet d’étudier des comportements et des mécanismes cérébraux comparables à ceux d’un adulte humain, tout en évitant les variations liées à l’adolescence.

Les souris qui perdent au moins 25 % de leur poids sont mises à mort. 3 220 souris sont utilisées sur cinq ans dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère, 2 800 d'entre elles classées en souffrance sévère. On leur induit des maladies auto-immunes comme le lupus ou l'arthrite avant de tester des candidats médicaments, avec injections de plasmides, pose d'implants et prélèvements vaginaux quotidiens. Sur ce total, 420 souris n'ayant subi qu'une partie de la procédure sont réutilisées, notamment dans une formation interne aux gestes techniques.

Objectifs

[MODIFICATION] L’objectif de ce projet est de pouvoir tester des candidats médicaments pour des maladies auto-immunes telles que le lupus, les différents types d’arthrite ou encore la maladie de Sjögren. Pour ce faire, nous induirons à l’aide de molécules des maladies auto-immunes sur des souris immunodéficientes, immunocompétentes, ou humanisées à l’aide cellules souches hématopoïétiques humaines et leurs dérivées (cellules dérivées de cellules souches ou dérivées de populations hématopoïétiques) provenant par exemple de sang de cordon ombilical, de moelle osseuse ou de sang périphérique humains ou murins (PBMC). Différentes stratégies d’inductions pourront être réalisées en fonction des besoins expérimentaux. Le modèle nous permettra non seulement d’évaluer l’effet du candidat médicament (biologiques, immunomodulateurs…) sur la progression de la maladie auto-immune mais également d’analyser l’implication du système immunitaire dans cet effet, dans le but de mieux prédire la réponse humaine aux traitements. Des souris sans maladies induites pourront également être utilisées comme contrôles négatifs dans des études pilotes, des études de biodistribution et toxicité de candidats thérapeutique.

Bénéfices attendus

[MODIFICATION] Ce projet vise à améliorer la compréhension des mécanismes physiopathologiques des maladies auto-immunes et à soutenir le développement de nouvelles approches thérapeutiques ciblées. L’utilisation de modèles murins immunodéficients, immunocompétents ou humanisés permet de modéliser différentes pathologies humaines, dans un contexte in vivo contrôlé, tout en tenant compte des spécificités du système immunitaire humain. Ainsi, ce projet permettra : -d’étudier la progression de maladies auto-immunes comme : le lupus ou les différents types d’arthrite ou encore la maladie de Sjögren dans des modèles bien caractérisés, -d’évaluer l’efficacité et les mécanismes d’action de candidats médicaments à différents stades de développement, -de tester de nouvelles stratégies thérapeutiques dans des environnements immunitaires humanisés pertinents, -d’identifier des biomarqueurs de réponse ou de toxicité, -et de contribuer à une meilleure prédictibilité des résultats précliniques avant la transposition vers l’humain.

Procédures

Les animaux recevront des injections de solution saline isotonique contenant des plasmides, une ou deux fois selon la durée de l’étude. Ces injections, administrées uniquement aux souris de plus de 18 g, dureront entre 10 et 15 secondes. Concernant les chirurgies (implants) la durée n’excédera pas 10 minutes. Elles seront réalisées sous anesthésie gazeuse avec une analgésie préopératoire et un suivi post-opératoire rigoureux. En parallèle, les candidats médicaments et molécules / cellules pour l'induction des maladies seront administrés afin d’évaluer leurs effets thérapeutiques. Les injections dureront quelques secondes et la fréquence sera définie selon le protocole d’étude. Des prises de sang pourront être réalisées pour évaluer les effets des traitements et caractériser la réponse immunitaire. Les fréquences de prélèvements seront définies dans le protocole d’étude. Les volumes maximaux de prélèvements seront proportionnels au poids et à l’âge de l’animal avec une limite fixée sur une période glissante de 14 jours. Des prélèvements vaginaux pourront également être réalisés. Ils seront effectués quotidiennement pendant un minimum de cinq jours consécutifs, et si nécessaire, prolongés sur plusieurs semaines pour une évaluation complète du cycle œstral, notamment si les souris ne sont pas synchronisées. Ce prélèvement, très rapide, dure seulement quelques secondes. Des prélèvements d’urines et de fèces pourront être pratiqués par contention et massage du ventre.

Impact sur les animaux

Les procédures prévues dans le cadre de ce projet peuvent entraîner diverses nuisances ou effets indésirables chez les animaux. Ces effets varient selon les modalités expérimentales, la nature des composés administrés et le statut immunitaire des souris (immunodéficientes, immunocompétentes ou humanisées). -[MODIFICATION] Identification par puce électronique classique ou thermopuce : stress, gêne, douleur dans les heures suivants l’injection. - Injection hydrodynamique intraveineuse de plasmides : peut engendrer un hématome et des troubles cardio-respiratoires et une altération marquée de l’état général, pendant les minutes suivants l’injection. -Prélèvements vaginaux : peut engendrer une légère irritation locale transitoire, une inflammation minime ou du stress. -Implantation de capsules / implants : douleur, complications en lien avec la chirurgie. -Administration de traitements et induction des maladies : effets potentiellement toxiques des composés à visées thérapeutiques, hématome, douleur, lésion au site d’administration (notamment si administrations répétées), amaigrissement progressif, troubles moteurs, lésions cutanées, atteinte des organes, [MODIFICATION] fibrose de la glande salivaire, sécheresses buccales, oculaires seront suivies et documentées via le système interne de monitoring des animaux, altérations comportementales, œdèmes, douleurs articulaires, [MODIFICATION] ascites ou encore altération de l’état général. - Prélèvements sanguins : hématome, douleur, lésion au site de prélèvement (notamment si prélèvement répétés). Des nuisances peuvent également être induites par le stress dû à la contention. La douleur peut se manifester, entres autres, par une perte de poids, une hypo- ou une hyperactivité, une prostration ou des difficultés à se déplacer.

Devenir

Les animaux en fin d'étude, ayant atteints les points limites ou sur demande du vétérinaire seront euthanasiés. Ils ne recouvreront pas leur état de santé et de bien-être général. Des souris issues de cette procédure pourront être réutilisées dans le projet « Formation interne aux procédures et gestes techniques appliqués aux souris » sur décision vétérinaire. Ceci ne pourra être envisagé que dans les cas ou des animaux ont subi seulement une partie de la procédure (ex : animaux du groupe contrôle négatif) et ne présentant pas d’altérations résiduelles de leur état de santé.

Remplacement

Lorsque cela est scientifiquement pertinent, des alternatives in vitro seront envisagées afin de limiter l’utilisation d’animaux. Néanmoins, dans le cadre des pathologies auto-immunes et en particulier des procédures de ce projet, il n’existe à ce jour aucun modèle in vitro capable de reproduire fidèlement la complexité du système immunitaire humain ni ses interactions avec des composés thérapeutiques. L’utilisation de souris immunodéficientes, immunocompétentes ou humanisées demeure essentielle pour modéliser l’implication du système immunitaire, évaluer les effets des traitements et garantir la transposabilité des résultats. Ces modèles in vivo constituent donc un outil robuste, indispensable pour répondre aux objectifs scientifiques et thérapeutiques du projet.

Réduction

Un total de 3220 souris seront utilisées, couvrant une période de 5 ans et permettant de réaliser environ 70 études précliniques de 46 souris. Ce nombre de souris utilisées sera limité au strict nécessaire, en se basant sur l’expérience acquise dans les études antérieures et sur des considérations statistiques. Les effectifs par groupe seront déterminés selon la variabilité attendue des réponses, notamment immunitaires, et adaptés en fonction des objectifs : caractérisation phénotypique, réponse au traitement, suivi de biomarqueurs ou évaluation de la toxicité. En fonction des modèles pathologiques et de l’effet attendu, le nombre de souris par groupe pourra varier de 4 à 8. Certains animaux ne développant pas la pathologie attendue (groupe contrôle par exemple) pourront être réutilisés dans ce même projet ou utilisé en formation. Des études pilotes permettront également de valider certains protocoles ou dosages, avant d’engager des cohortes plus larges.

Raffinement

En début d'étude, les souris seront hébergées préférentiellement par groupes sociaux stables de 5 individus. Des compléments alimentaires pourront être administrés suivant l’état de santé des animaux (ex : Diet Gel). La cage contiendra à minima une couche de litière permettant de creuser, se cacher et réaliser un nid. Cette couche de litière pourra être supplémentée par un échantillon de litière provenant de cages mâles pour synchroniser le cycle œstral. En outre, des enrichissements de qualité seront fournis dans chacune des cages : morceaux de bois, tunnel en carton, kraft et/ou boules de cotons. À leur entrée dans l’animalerie, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation de minimum 4 jours. Lors d’un changement de zone au sein de l’animalerie, elles bénéficieront d’une période d’acclimatation d’une nuit au minimum. Pour limiter la douleur, la souffrance et l’angoisse, une échelle de scores cliniques (pelage, mobilité, état général, activité, comportement, etc…) sera appliquée dès le premier geste invasif ou dès qu’un signe d’altération sera observé lors de la surveillance quotidienne. Le vétérinaire aura pleine autorité pour euthanasier un animal ou mettre en œuvre un traitement anti- douleur. Concernant les prélèvements sanguins, le volume maximal est défini pour un prélèvement unique, au-delà il s’agira d’un prélèvement sous anesthésie suivi d’une euthanasie sans réveil (prélèvement terminal). Les fréquences sont limitées et une réhydratation est prévue à partir d’un certain seuil. Les points limites sont : -Perte de poids supérieur ou égale à 25 % du poids de référence (induction de la maladie) -Score clinique maximal atteint.

Choix des espèces

[MODIFICATION] La souris constitue le modèle préclinique de référence pour l’étude des maladies auto-immunes telles que le lupus, l’arthrite ou encore la maladie de Sjögren en raison de sa proximité génétique avec l’Homme, de sa physiologie bien caractérisée et de la disponibilité de lignées spécifiques adaptées à chaque pathologie. Selon les besoins, il est possible d’utiliser différents types de modèles : spontanés, chimiques (Pristane pour le lupus, Imiquimod pour le psoriasis et certains modèles de lupus), biologiques (comme les modèles d’arthrite induite par du collagène, des anticorps ou des adjuvants), traumatiques, ou humanisés via la greffe de cellules humaines provenant de patients atteints de ces maladies. Les lignées de souris immunodéficientes permettent de reconstruire un système immunitaire humain chez la souris afin d’étudier la physiopathologie des maladies auto-immunes, d’évaluer la réponse à de nouvelles approches thérapeutiques immunomodulatrices et d’anticiper leurs effets secondaires immunitaires de façon prédictive. Les souris non humanisées seront incluses dans les études à partir de 6 semaines d’âge, âge correspondant à une maturité immunitaire et physiologique suffisante pour l’induction de pathologies et l’évaluation de traitements. Les souris humanisées seront quant à elles incluses à partir de 8 semaines, seuil à partir duquel une reconstitution immunitaire humaine stable et mesurable est généralement observée dans le sang périphérique.

Extraction des molaires puis pose immédiate d'implants dentaires, suivie pour 15 rats d'injections destinées à provoquer une infection autour de l'implant : 27 rats vont être utilisés, tous tués, dont 15 dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère. Ces gestes servent à valider des conditions d'imagerie et un modèle d'infection avant une étude plus large sur des surfaces d'implants nanotexturées. Le porteur reconnaît que "la douleur est inévitable" après la chirurgie buccale. Présentée comme une "étude pilote de raffinement", cette phase inflige à plus de la moitié des rats le niveau de souffrance le plus élevé, et justifie l'effectif par la seule puissance statistique.

Objectifs

Nous souhaitons dans le cadre d'un projet de developpement de nouveaux implants nous voulons vérifier les propriétés adhésives et anti bactériennes de surfaces nanotexturées de mini-implants adaptés pour les rats. Pour réaliser cet objectif, nous devons dans un premier temps valider les poses d’implants chez le rat par des imageries au scanner rayons X et nous souhaitons mimer les conditions infectieuses en injectant de faibles doses de molécules infectantes proche de la zone implantée. C’est pour vérifier les conditions optimales d’imagerie et d’infections que nous sollicitons cette étude pilote de raffinement avant la procédure complète de tests de diverses combinaisons de surface nano texturées. Les objectifs sont : 1. Réaliser l’implantation dentaire immédiatement après l’extraction d’une molaire chez le rat selon le concept "One abutment-one time", Les mini-implants (la dimension est réduite afin adapter à l'anatomie de rat) consistent en une tête prothétique intégrée avec la tige de l'implant, qui se met en place lors de la première intervention chirurgical et à ne plus changer par la suite. 2. Etablir le modèle infectieux péri-implantaire (mucositite péri-implantaire et péri-implantitite) chez le rat en injectant des solutions infectantes. 3. Valider des techniques d'imagerie in vivo et ex vivo pour la détection des tissus mous et durs à l’aide du microscanner à rayons X et l’imagerie photonique (microscopie confocale et light sheet).

Bénéfices attendus

Les résultats de ce projet pilote établissent les conditions d’imageries pour une vérification optimale de la position des implants ; les conditions doses et durée du modèle infectieux péri-implantaire chez le rat, et les modalités pour les imageries longitudinales et ex vivo innovantes. Toutes ces conditions seront reprises pour l'étude finale de performance osseuses et gingivales des nanotextures.

Procédures

1. Extraction bilatérale des premières molaires dans le maxillaire et implanter les implants dentaires immédiatement dans les avéoles, qui reproduit l'osséointégration et la cicatrisation des tissus mous autour de l'implant: 30 min/ rat sous l’anesthésie chimique, appliquer sur 27 rats divisent en 2 procédures. 2. Etude longitudinale appliquée à 27 rats par microscanner à rayon X sur l'osséointégration suite à l'implantation dentaire (12 rats – procédure 1) et le déclenchement de maladies péri-implantaires suite à l'infection (15 rats – procédure 2) sous l’anesthésie gazeuse. Durée 20 min/ fois, à J0, 14, 28 jours pour les 12 rats dans procédure 1. Durée 20 min/ fois, à J28, 35, 42, 49, 56, 63, 70 pour les 15 rats dans procédure 2 sous anesthésie gazeuse. 3. Etablissement des maladies/inflammation péri-implantaire : injection sur 15 rats de procédure 2 sous l’anesthésie gazeuse rapide. 4. Evaluation des attaches et des étanchéités fonctionnelles de l'épithélium jonctionnel et du tissu connectif péri-implantaires, appliquer sur 27 rats à la fin de procédure (avant la mise à mort).

Impact sur les animaux

1. Les rats subiront la chirurgie d'extraction dentaire bilatérale et la pose d'implant immédiate. La douleur est inévitable, mais nous veillerons à combiner tous les mesures médicamenteuses (analgésie, anesthésie, myorelaxant), physiques (environnement d'hébergement confortable adapté pour les animaux post-opératoire et nourriture molle), et humaines (soins et surveillance rigoureusement par les personnels habilités) pendant l'étude afin de détecter toutes anomalies à résoudre de suite. La consommation de nourriture et d'eau seront mesurées régulièrement. 2. En plus, les rats passeront par des anesthésies gazeuses répétées lors des sessions d'imagerie qui ne donne pas de douleur particulière et non invasive. Nous utiliserons la couette de survie pour assurer la température corporelle. Après les manipulations, les rats seront posés sur une plaque chauffante et surveillés jusqu'à leur réveil. 3. L'administration de molécule infectante sous l'anesthésie rapide donne de douleur très peu, nous ferons très attention à l'hypothermie des animaux en utilisant le tapis chauffant pendant la manipulation. Après les manipulations, les rats seront posés sur une plaque chauffante et surveillés jusqu'à leur réveil.

Devenir

Les mises à mort seront réalisées sur tous les rats (27) par une personne habilitée à la fin de chaque procédure. Nous devons mettre à mort tous les animaux afin de collecter les hemi-maxillaires avec implants pour les expérimences ex vivo d'imageries multimodales et innovantes incluant le microscannaire à haute résolution avec produits contrastants, l'imagerie photonique et l'immunohistochimie. Ces techniques permettent de visualiser et quantifier l'attache péri-implantaire et parodontale et l'étanchéité que les examens cliniques n'arrivent pas à évaluer.

Remplacement

Nos questions scientifiques sont centrées sur l'effet de la nano-texturation de la surface des têtes prothétiques sur l'attache des tissus péri-implantaires dans les conditions physiologiques incluant métabolisme osseux, vascularisation, système immunitaire que les modèles in vitro ne peuvent pas mimer. Les expérimentations animales avec une physiologie intégrée sont donc primordiaux. De nombreuses combinaisons de topographie de surface peuvent être efficaces in vitro sur l'adhérence de l'épithélium jonctionnel, par contre il est impossible de toutes les tester dans des modèles « de plus gros animaux tels que beagles ou mini-pigs » qui sont les gold-standard en préclinique implantaire à cause de leur cout. Il nous semble donc essentiel de proposer un modèle chez le rongeur pour tester 2 ou 3 nano-texturations et choisir la plus performante à valider en phase en phase clinique.

Réduction

Nous avons estimé la taille des échantillons afin d'assurer la puissance statistique lors du traitement des données.

Raffinement

Chaque animal bénéficie d’une attention et de soins de qualité, par du personnel qualifié, pendant les interventions mais aussi en dehors de celles-ci afin d’assurer un bien-être optimal tout au long de l’étude. La douleur est rigoureusement contrôlée grâce à des points limites évalués en amont, et gérés grâce aux moyens pharmacologiques appropriés (myorelaxant/anesthésie/analgésie). Par ailleurs, les animaux sont hébergés en groupes harmonieux (minimum de 2); dans un environnement enrichi (copeaux, matériel de nidification). Afin d’éviter de fragiliser les implants au cours de la cicatrisation à cause de batônnet à ronger, mais afin de respecter les activités chez le ronger, nous utiliserons en alternative des batônnets très fins et les rouler en coton pendant 4 semaines post-op. Enfin, l'eau et la nourriture sont mises à disposition "ad libitum". Lors des procédures, nous devons utiliser l'anesthésie car ce sont des manipulations qui doivent être faites in vivo afin de surveiller la cinétique de cicatrisation dans les conditions physiologiques.

Choix des espèces

Les rats constituent un bon point de départ pour tester la faisabilité des nouveaux implants dentaires dans la recherche préclinique en raison de sa similarité avec l'homme en termes de structure osseuse, d'anatomie buccale. En plus, les rats sont privilégiés pour le coût, la facilité de logement et la manipulation. Les rats Wistar sont encore considérés comme l'un des meilleurs modèles. A l'âge adulte (16 semaines), les rats arrivent à la maturité squelettique et dentaire et atteignent environ 400 g, ce qui rend la facilité des manipulations chirurgicales (extraction dentaire et implantation immédiate). La taille de fabrication des implants est adapté pour l’os maxillaire du rat. Ce sont des mini-implants qui ne transpercent pas les sinus lors de la pose, principale cause de rejet ou de problèmes sanitaires pour les animaux.

200 souris vont être utilisées, toutes tuées, dont 20 laissées développer une tumeur complète dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère. Chaque souris reçoit une injection de cellules tumorales, une injection de particules métalliques puis une irradiation, pour tester des agents censés amplifier l'effet de la radiothérapie sur le mélanome et le cancer du sein. Le porteur classe la procédure comme sévère tout en annonçant qu'elle sera "forcément revue à la baisse" pour la majorité des animaux lors de l'évaluation rétrospective. Les particules sont présentées comme mieux tolérées, sur la foi d'expériences antérieures du laboratoire.

Objectifs

L'objectif de ce projet est d'évaluer l'efficacité de traitements anticancéreux sensibilisants à la radiothérapie sur différents cancers solides (mélanome, sein). Ces agents sensibilisants sont à base de fer et sont capables , grâce à ce coeur métallique, d'amplifier les radiations lors de la radiothérapie. Nous allons également étudier les mécanismes sous-jacents à cet effet.

Bénéfices attendus

Optimiser la radiothérapie par des approches de sensibilisation revêt une importance clinique afin d’améliorer la gestion de nombreux cancers radiorésistants. En effet, il n'est pas possible d'augmenter les doses de radiations lors des traitements en raison des effets secondaires de ces irradiations sur les organes vitaux. Il est donc stratégique de combiner la radiothérapie avec de petites particules métalliques capables d'augmenter le pouvoir irradiant de la radiothérapie. Notre projet vise à tester de nouvelles particules métalliques mieux tolérées par l'organisme sur deux modèles murins de cancer présentant des résistances variables à la radiothérapie.

Procédures

Ce projet est basé sur un total de 200 souris qui subiront toutes: une injection sous-cutanée de cellules tumorales (durée de l’intervention 1 min), une injection intraveineuse de particules (15 secondes), une injection intrapéritonéale de kétamine /xylazine (10 secondes), une irradiation ( 1 minute).

Impact sur les animaux

Les animaux vont développer un cancer (tumeur sous-cutanée) avec les nuisances associées qui sont une éventuelle difficulté locomotrice, une prostration et une perte de poids. Par préconisation, cette procédure est donc classée "sévère" alors que seules les souris du groupe contrôles (n=10 souris x 2 fonds génétiques= 20 souris ) verront un développement complet de la tumeur. Les autres groupes de souris (n=180 souris) recevront tous des traitements anti-tumoraux, pouvant correspondre à une classification modérée de la procédure. La classification exacte ne sera connue que lors de l'évaluation rétrospective de la DAP, qui sera forcément revue à la baisse sur une majorité des animaux. Bien que cela ne soit pas attendu avec une irradiation unique de faible dose, les irradiations peuvent dans de très rares cas entrainer des plaies au niveau des sites de traitement de la tumeur. Les traitements intraveineux par les particules ont montré leur inocuité dans nos projets précédents, néanmoins les nouvelles particules (MTS-Sox, RGD ou Sox-RGD) pourraient entrainer des signes physiologiques ou comportementaux anormaux (perte de poids, état du pelage, prostration, tremblements, fuites, tumeur) dus à un mal-être ou une douleur. De manière générale, certains animaux peuvent présenter une perte de poids, une baisse d’appétit ou une diminution de l’activité en lien avec le développement progressif de la tumeur.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin des expériences afin de prélever les tissus en vue d'analyses biochimiques et histologiques pour répondre aux objectifs scientifiques définis.

Remplacement

Nous avons tout d’abord caractérisé et testé nos composés in vitro et sélectionné les plus efficaces sur les cellules tumorales et l’innocuité sur les cellules normales. Il est maintenant nécessaire de passer chez le rongeur afin d’avoir une approche plus physiologique. Nous pourrons ainsi déterminer lesquels de ces traitements sont les plus efficaces avec les modèles cancéreux utilisés (mélanome, cancer du sein) . Le passage chez l’animal est crucial avant le développement potentiel de ces molécules chez l’homme, ce qui permettrait une alternative à l’échec thérapeutique des traitements actuels.

Réduction

Avant le début de l’étude, il est important de faire des statistiques prédictives. Il s’agit de trouver le nombre d’animaux minimum à utiliser pour avoir des résultats significatifs. Pour notre étude, des groupes de 10 animaux seront adaptés à ces exigences.

Raffinement

Les souris seront maintenues dans un milieu enrichi (igloo, tigettes qui permettent aux souris de réaliser un nid). Elles seront hébergées en portoirs ventilés à raison de 5 souris par cage. Les souris seront surveillées quotidiennement (comportement, apparence, signes cliniques) par les personnes en charge de l’expérimentation à l’aide d’une fiche d’observation afin de prévenir toute souffrance ou mal être. L’intervention se fait immédiatement. De plus, lors ce suivi, nous mesurons les tumeurs ainsi que le poids des souris, 3 fois / semaine. Pour la procédure qui nécessite une anesthésie intraveineuse : les animaux seront mis sur un tapis chauffant le temps de leur réveil, afin d’éviter l’hypothermie.

Choix des espèces

Aucune méthode alternative ou modèle in vitro n’est disponible pour recapituler entièrement la complexité de la réponse antitumorale. Les deux modèles murins utilisés dans cette procédure sont bien décrits dans la littérature et nous permettront de comparer nos résultats avec ceux de la communauté scientifique. Il s'agit de 2 modèles de résistance différente à la radiothérapie. Les souris seront utilisées à l’âge adulte car leur système immunitaire est alors pleinement développé. Cela garantit des observations précises et pertinentes pour évaluer la réponse antitumorale.