Rongeurs

480 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures classées en gravité modérée, pour tester une lignée porteuse d'une mutation proche de celle des patients atteints de myopathie à agrégats tubulaires. Elles subissent des tests de force et de locomotion répétés chaque semaine, un test de saignement pour évaluer la coagulation et des injections de traitement, avant une mise à mort pour prélever les muscles. Le porteur présente la plupart des tests comme non invasifs tout en décrivant du stress et des douleurs liées aux injections. Il affirme qu'un modèle cellulaire ne permet pas d'évaluer la contractilité musculaire ni les effets sur un organisme entier, s'agissant d'une maladie multisystémique.

Objectifs

La myopathie à agrégats tubulaires (TAM), associée au syndrome de Stormorken (STRMK) est une maladie touchant notamment les muscles, la coagulation sanguine et la peau. Cette myopathie peut être causée par différentes mutations génétiques, et il manque encore des modèles adaptées pour étudier la maladie et la traiter. Ce projet vise donc à étudier une nouvelle lignée de souris avec une mutation similaire à celle trouvée chez les patients. Si les principaux signes de patients sont trouvés chez les souris, cette lignée serait confirmée comme un modèle approprié pour le TAM/STRMK. Ce modèle permettra de mieux comprendre le syndrome TAM/STRMK, en fonction de la mutation. En plus, dans ce projet, nous mettrons également en œuvre une stratégie thérapeutique visant à prévenir et à inverser la maladie dans le modèle murin en ciblant un acteur clé de la cause de la maladie.

Bénéfices attendus

Cette étude nous permettra d’approfondir notre connaissance des causes et du fonctionnement de la maladie. De plus, avoir en notre possession des modèles TAM/STRMK nous permettra de trouver la thérapie la plus appropriée, en fonction de la cause génétique spécifique. Enfin, cette étude présente un intérêt pour un éventail plus large de maladies comme la dystrophie de Duchenne ou la pancréatite aiguë.

Procédures

Des tests de comportement seront réalisés une fois par semaine sur les souris vivantes, à partir de 1 mois (cohorte 1) ou 4 mois (cohorte 2) et jusqu'à 4 mois (cohorte 1) ou 8 mois (cohorte 2) d'âge. Le test de comportement permettant d’évaluer la force globale de l’animal sera réalisé 3 fois par jour. Chaque essai durera au maximum 60 secondes. Le test permettant de mesurer la force musculaire des pattes de l’animal dure 10 secondes, et sera répété 3 fois par jour. Le test permettant mesurer l’activité locomotrice spontanée dure 12h. Le test de saignement, utilisé pour évaluer la coagulation sanguin, sera réalisé une fois, et il durera au maximum 10 minutes. Les mesures de force musculaire seront réalisées pendant 10 minutes. Le test de production de force du muscle durera au maximum 30 minutes. A l’issue de cette procédure, l’animal anesthésié sera euthanasié. Le test pour l'obtention du sang sera répété 2 fois dans la vie de la souris, et durera 1 minute. Des injections pour administrer le traitement prendront environ 2 minutes par souris.

Impact sur les animaux

Le nouveau modèle peut avoir un impact indésirable sur l'animal. Les tests de comportement peuvent induire du stress chez l'animal. De plus, les injections administrées pour le traitement peuvent causer de la douleur à l'animal.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés à l’issu des tests pour préléver les muscles nécessaires aux analyses moleculaires.

Remplacement

L’utilisation d’un modèle cellulaire ne permet pas d’évaluer les effets sur la contractilité du muscle, ni d’évaluer les effets sur l’ensemble de l’organisme qui dans notre cas est crucial car nous étudions une maladie associée à un phénotype multisystémique.

Réduction

Dans le cadre de notre expérimentation, nous employons des tests phénotypiques non invasifs, ce qui signifie que nous n'occasionnons aucun préjudice aux animaux que nous étudions. Cette approche nous permet d'effectuer un suivi longitudinal en répétant les expériences sur les mêmes individus au fil du temps. En ce qui concerne les analyses moléculaires et histologiques, elles seront réalisées uniquement à la fin du traitement, ce qui évite de constituer un groupe d'animaux pour chaque point du suivi sur la durée. . Nous cherchons également à réduire au minimum le nombre d'animaux afin d'obtenir des résultats statistiquement significatifs. Nos recherches antérieures ont montré que l'utilisation d'un maximum de 15 souris par groupe est nécessaire pour mener à bien une étude concluante. Les effectifs seront déterminés et les résultats analysées avec des statistiques adaptés.

Raffinement

Les nouveau-nés seront hébergés avec leurs parents jusqu’au sevrage. L’analyse de la capacité à se retourner et à se mouvoir, la couleur de la peau, la présence d'une poche de lait seront évalués chez le nouveau-né tous les 2 à 3 jours. A partir du sevrage, les animaux seront hébergés en groupe dans des cages placées dans un environnement où la température sera maintenue constante, la qualité de l’air sera assurée par une ventilation et un cycle de 12 h jour/nuit sera imposé. Les animaux recevront de l'eau et de la nourriture ad libitum. La litière sera changée aussi souvent que nécessaire afin de maintenir les animaux au propre et au sec. Le milieu sera enrichi avec des nids. Les animaux seront observés quotidiennement et pesés 1 fois par semaine. Dès lors qu’une perte de poids sera notée, les animaux seront pesés quotidiennement. Si des difficultés de locomotion apparaissent, la nourriture sera placée dans la cage. La plupart des expérimentations seront réalisées à l’aide de tests permettant une exploration totalement non invasive de la fonction musculaire dans des conditions physiologiques in vivo ce qui limite le développement de la douleur. Afin de diminuer le stress lié aux différents tests, une session de familiarisation sera effectuée pour chaque test avant le début du suivi longitudinal. Pour le temps de saignement et les prélèvements sanguins, l'animal sera anesthésié. Ainsi, pour les mesures de force musculaire, l’animal sera anesthésié avec un mélange de produits anesthésiants et analgésiants permettant d’éliminer le stress et la douleur liés à la procédure. L’animal sera placé sur une plaque chauffante tout au long de la procédure afin de maintenir la température corporelle à sa valeur basale. Un contrôle visuel de la respiration sera effectué. En cas de souffrance de l'animal, nous mettrons en place des mesures pour minimiser son inconfort et sa douleur. Nous utiliserons une grille de scoring pour évaluer le niveau de douleur observé chez l'animal. Si nous constatons un niveau de douleur élevé, nous prendrons les mesures appropriées pour soulager la douleur et assurer le bien-être de l'animal. La grille de scoring nous permettra de surveiller attentivement l'état de l'animal et d'adapter les interventions nécessaires pour réduire toute souffrance.

Choix des espèces

Nous utilisons des souris afin de mieux comprendre les propriétés physiologiques des différents muscles et organes suite à une modification génétique, ainsi que pour tester de nouvelles approches thérapeutiques. Cette approche globale de l'organisme revêt une importance particulière dans le cadre de notre étude sur le TAM/STRMK, une maladie multisystémique. Ayant précédemment étudié le TAM/STRMK dans un autre modèle murin de la maladie, nous souhaitons approfondir nos connaissances en utilisant cette nouvelle lignée de souris avec une mutation similaire à celle trouvée chez les patients. Les souris utilisées seront étudiées à l'âge adulte, après 4 semaines jusqu'à 8 mois (pour la caractérisation de l'animal), et après 4 semaines jusqu'à 7 mois (pour le traitement).

792 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures classées en gravité modérée, pour ce volet multisite d'une étude sur les lymphocytes dans l'asthme allergique. Elles reçoivent des extraits d'acariens par voie nasale pour induire l'asthme, puis des injections de molécules à tester, avant une ouverture de la trachée sous anesthésie et un lavage des bronches. Le porteur annonce une mise à mort en fin de procédure pour analyser l'inflammation pulmonaire et signale un stress lié au transport entre animaleries. Il affirme que le recours à la souris est une étape "nécessaire", non remplaçable par des expériences in vitro.

Objectifs

L’asthme est une maladie inflammatoire chronique des bronches qui se caractérise par des crises récurrentes. Les symptômes sont toux, sifflements, essoufflement et/ou oppression thoracique. Cette pathologie peut être allergique ou non-allergique, et impliquer différents types d’inflammations. Récemment, un nouveau type de cellules lymphoïdes ont été impliquées dans l'inflammation pulmonaire. L'objectif de cette étude est de déterminer dans un modèle d'asthme allergique expérimental les mécanismes par lesquels ces lymphocytes contribuent à la sévérité de l'asthme afin de pouvoir proposer dans le future des nouvelles thérapies. Ce projet est multisite car il comporte des étapes nécessitant une expertise spécifique non disponible en interne. Aucun animal supplémentaire sera ajouté.

Bénéfices attendus

Ce travail nous permettra de comprendre les mécanismes par lesquels une nouvelle population des lymphocytes influencent la sévérité de l'asthme allergique. Les résultats obtenus serviront de preuve de concept pour poser les bases de futurs essais cliniques chez l'homme.

Procédures

Le protocole d’asthme est réalisé par 5 administrations intranasales des extraits d’acariens ou le contrôle, d’une durée de 30 secondes. Les animaux subissent l'administration des molécules à tester par voie intrapéritonéal (6 administrations) d’une durée de 30 secondes. L’ouverture de la trachée est réalisée pour mesurer les fonctions pulmonaires grâce à un appareil dédié sur souris anesthésiées (d’une durée de 20 minutes), suivi d’un lavage bronchoalvéolaire (d’une durée de 50 secondes). Biopsie de la queue ou de l’oreille pour génotypage d’une durée de 10 secondes.

Impact sur les animaux

Les administrations intranasales peuvent entrainer un stress, une modification de la respiration ainsi qu’un changement de comportement. Les anesthésies peuvent entrainer un stress et le génotypage un stress ainsi qu’une douleur légère. Le stress dû au transport, lorsque les animaux sont déplacés d'une animalerie à l'autre.

Devenir

Mise à mort à la fin de la procédure pour les analyses de l'inflammation pulmonaires : histologie, cellules immunes présentes dans le tissu.

Remplacement

L'asthme est une pathologie complexe et hétérogène. Pour déterminer le rôle des lymphocytes que nous nous proposons d'analyser dans l'asthme sévère, il est nécessaire d'utiliser un modèle murin d'asthme pour avoir accès aux cellules présentes dans les poumons. L'étude sur la souris est donc une étape nécessaire, qui ne peut être remplacée par des expériences in vitro, pour valider une preuve de concept qui pourrait ensuite déboucher sur des essais cliniques impliquant ces lymphocytes.

Réduction

Le nombre de souris utilisé a été déterminé sur la base de nos travaux, des travaux publiés et d’une analyse sur logiciel statistiques approprié permettant d’utiliser le moins d'animaux possible pour aboutir à des résultats fiables.

Raffinement

Toutes les souris inclues dans ces différentes procédures seront suivies quotidiennement par les animaliers pour des signes de souffrance ou de difficultés respiratoires. La surveillance de l’état des animaux (poids, mobilité, comportement) sera faite 1 à 2 fois/semaine par l’expérimentateur dédié au projet. Si au cours de l’expérience une souris atteint un point limite, elle sera mise à mort. Un enrichissement des cages composé de maisonnettes en carton et de cotons d’enrichissement est prévu afin de diminuer le stress des animaux. Des seringues adaptées sont utilisées pour les injections. En cas de signes de souffrance, les animaux seront traités par injection d'antalgique.

Choix des espèces

Les modèles d’asthme induit par les extraits d’acariens chez la souris sont très bien décrits dans la littérature et miment certains symptômes de la pathologie humaine dont les atteintes pulmonaires. La souris est ainsi un modèle de choix pour étudier les mécanismes immuns impliqués dans la sévérité de l’asthme. Les souris utilisées auront entre 4 et 18 semaines. A 4 semaines les souris seront génotypées. Le protocole expérimental sera appliqué à des souris âgées de plus de 6 semaines car, comme décrit la littérature, à cet âge le système immunitaire est complétement développé.

40 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures classées en gravité modérée. Elles reçoivent un régime riche en lipides pendant dix-huit semaines pour développer une fibrose du foie, puis des injections quotidiennes de la molécule SR9009 pendant six semaines, avant un prélèvement de sang terminal. Le porteur minimise les nuisances tout en reconnaissant une perte de poids pouvant atteindre 20 % et des ulcérations aux points d'injection. Il affirme que la fibrose ne peut être reproduite en culture cellulaire et conclut à la "nécessité" d'un modèle sur animal entier avant une transposition clinique.

Objectifs

Le système d’horloge interne, ou rythme circadien, inhérent à chaque individu, permet de réguler finement de nombreux processus cellulaires et métaboliques. Chaque organe possède son propre rythme circadien et la dérégulation de celui-ci peut aboutir à l’apparition de maladies. La fibrose hépatique est une atteinte du foie qui apparait lors d’infections virales, d’abus d’alcool ou suite au développement de la maladie du foie gras, également appelée maladie du soda, lié à une alimentation déséquilibrée. Cette maladie est notamment responsable de l’apparition de fibrose aggravée voire de cirrhose (dernier stade de la fibrose) qui peuvent dégénérer en cancer du foie qui est actuellement le 3ème cancer le plus meurtrier au monde. Le contrôle du développement de la fibrose est donc un enjeu majeur de santé publique pour lequel il n’existe pas de traitement à l’heure actuelle. L’apparition de la fibrose hépatique semble en partie liée à la dérégulation du rythme circadien. Le foie est en effet un tissu présentant un rythme circadien où jusqu'à 20% des gènes sont régulés via des protéines spécifiques régulant ces rythmes. Des travaux in vitro ont montré l’importance du cycle circadien dans l’activation de gènes impliqués dans le développement de la fibrose, et dont l’expression peut être régulée par des molécules modulatrice du rythme circadien. Afin de valider cette approche de modulation du cycle circadien comme potentielle thérapie contre la fibrose hépatique, nous souhaitons utiliser un modèle de souris de référence, dans lequel nous induirons le développement de la fibrose pendant 12 semaines grâce à une nourriture spécifique enrichie en lipides. Les animaux seront ensuite traités quotidiennement pendant 6 semaines avec une molécule permettant de moduler l’expression des gènes impliqués dans le cycle circadien, nommée SR9009, ou par un contrôle.

Bénéfices attendus

Notre étude vise à développer une nouvelle approche thérapeutique pour traiter la fibrose hépatique en rétablissant le rythme circadien du foie. Il s’agit d’une approche nouvelle et différente des traitements ayant déjà été évalués en essai clinique. Cette étude doit permettre de faire un nouveau pas vers le développement clinique de nouvelles thérapies pour lutter contre les maladies hépatiques et ainsi contribuer à améliorer la prise en charge des patients à l’avenir.

Procédures

Tous les animaux de ce projet à l’exception des animaux contrôles (ne recevant pas d’injection et étant nourri avec une nourriture classique) seront nourris par une nourriture spécifique riche en lipides pour un total de 18 semaines et à des injections quotidiennes de SR9009 ou de contrôle pendant 6 semaines. Les injections quotidiennes prennent environ une minute à être réalisée sur animaux vigiles. A la fin des procédures, tous les animaux subiront un prélèvement sanguin terminal sous anesthésie avant leur mise à mort.

Impact sur les animaux

Les nuisances ou effets indésirables attendus sont très limités. La nourriture spécifique riche en lipides est validée de longue date et n’induit pas de détresse ou de souffrance chez les animaux sur la période étudiée (18 semaines). Tout comme chez l’Homme, la maladie se développe sans symptômes ni douleur. Une perte de poids allant de 10 à 20% peut néanmoins être observée chez certains animaux. Les injections dans l’abdomen répétées peuvent engendrer une induration ou très rarement une ulcération au niveau des sites d’injection.

Devenir

Tous les animaux de ce projet seront mis à mort afin de collecter les tissues (foies, sang) qui seront utilisées pour des analyses ultérieures.

Remplacement

Le développement de maladies hépatiques chroniques telle que la fibrose avancée est un phénomène long et complexe ne pouvant pas être reproduit en culture cellulaire. Ce sont des maladies complexes impliquant plusieurs acteurs cellulaires au sein d’un organe et la communication avec d’autres organes (exemple : les intestins). De plus l’étude du cycle circadien in vitro est limité à quelques jours, et la modulation de ce dernier ne permettrait pas d’étudier un phénomène qui apparait en plusieurs semaines voire plusieurs mois. L’utilisation d’animaux est donc nécessaire à l’étude de la fibrose et de l’effet du cycle circadien sur cette pathologie. Afin de remplacer les études in vivo, nous avons procédé à des études in vitro sur lignées cellulaires cancéreuses et des cellules primaires isolées de foie de patients et ex vivo sur des tissus de patients ayant subi une chirurgie afin de valider nos hypothèses. Notre approche thérapeutique nécessite maintenant une validation dans un modèle complet sur animal entier avant transposition clinique chez l’humain.

Réduction

Afin de réduire la quantité de groupes d’étude, les tailles d’effectifs ont été déterminées à priori grâce à un logiciel dédié afin d’obtenir des résultats statistiquement fiables et robustes et grâce à nos expériences précédentes réalisées avec le même modèle animal. Les données obtenues grâce aux animaux de ce projet seront analysées avec des tests statistiques classiques.

Raffinement

Afin de raffiner au mieux notre méthodologie, le protocole expérimental est planifié en amont. L’environnement des animaux est enrichi avec des tubes de coton pour la nidification et des briques de tremble à ronger. Les animaux seront maintenus en groupe. Des points limites précoces ont été établis afin d’interrompre si nécessaire les procédures permettant de soustraire les animaux à toute douleur ou souffrance. Avant les procédures le nécessitant, au cours de la période d’acclimatation de 7 jours, les souris seront laissées 2-3 jours sans manipulation puis habituées à la contention afin de diminuer le stress lié aux injections répétées.

Choix des espèces

Les souris sont de petits mammifères proches de l’homme. Le modèle animal choisi (souris soumises à un régime alimentaire modifié) permet de récapituler le plus finement possible le développement de la fibrose hépatique en quelques mois, en présentant les mêmes caractéristiques que chez l’Homme. C’est actuellement l’un des modèles le plus pertinent en termes d’homogénéité et de reproductibilité dont nous disposons pour étudier l’impact d’un gène/d’une protéine sur la maladie hépatique. Nous utiliserons des animaux adultes d’un âge allant de 8 semaines (début du protocole) à 26 semaines (fin du protocole), la fibrose hépatique étant une pathologie se développant surtout chez le patient adulte.

792 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures classées en gravité modérée, pour étudier un type de lymphocytes dans l'asthme allergique. Elles reçoivent des extraits d'acariens par le nez pour déclencher l'asthme, puis des injections de molécules à tester, avant une ouverture de la trachée sous anesthésie pour mesurer les fonctions pulmonaires et un lavage des bronches. Le porteur décrit un stress respiratoire et une douleur légère liée au génotypage, et annonce une mise à mort en fin de procédure pour analyser l'inflammation des poumons. Il affirme que l'étude sur la souris est une étape "nécessaire" qui ne peut être remplacée par des expériences in vitro.

Objectifs

L’asthme est une maladie inflammatoire chronique des bronches qui se caractérise par des crises récurrentes. Les symptômes sont toux, sifflements, essoufflement et/ou oppression thoracique. Cette pathologie peut être allergique ou non-allergique, et impliquer différents types d’inflammations. Récemment, un nouveau type de cellules lymphoïdes ont été impliquées dans l'inflammation pulmonaire. L'objectif de cette étude est de déterminer dans un modèle d'asthme allergique expérimental les mécanismes par lesquels ces lymphocytes contribuent à la sévérité de l'asthme afin de pouvoir proposer dans le future des nouvelles thérapies. Ce projet est multisite car il comporte des étapes nécessitant une expertise spécifique non disponible en interne. Aucun animal supplémentaire sera ajouté.

Bénéfices attendus

Ce travail nous permettra de comprendre les mécanismes par lesquels une nouvelle population des lymphocytes influencent la sévérité de l'asthme allergique. Les résultats obtenus serviront de preuve de concept pour poser les bases de futurs essais cliniques chez l'homme.

Procédures

Le protocole d’asthme est réalisé par 5 administrations intranasales des extraits d’acariens ou le contrôle, d’une durée de 30 secondes. Les animaux subissent l'administration des molécules à tester par voie intrapéritonéal (6 administrations) d’une durée de 30 secondes. L’ouverture de la trachée est réalisée pour mesurer les fonctions pulmonaires grâce à un appareil dédié sur souris anesthésiées (d’une durée de 20 minutes), suivi d’un lavage bronchoalvéolaire (d’une durée de 50 secondes). Biopsie de la queue ou de l’oreille pour génotypage d’une durée de 10 secondes.

Impact sur les animaux

Les administrations intranasales peuvent entrainer un stress, une modification de la respiration ainsi qu’un changement de comportement. Les anesthésies peuvent entrainer un stress et le génotypage un stress ainsi qu’une douleur légère. Le stress dû au transport, lorsque les animaux sont déplacés d'une animalerie à l'autre.

Devenir

Mise à mort à la fin de la procédure pour les analyses de l'inflammation pulmonaires : histologie, cellules immunes présentes dans le tissu.

Remplacement

L'asthme est une pathologie complexe et hétérogène. Pour déterminer le rôle des lymphocytes que nous nous proposons d'analyser dans l'asthme sévère, il est nécessaire d'utiliser un modèle murin d'asthme pour avoir accès aux cellules présentes dans les poumons. L'étude sur la souris est donc une étape nécessaire, qui ne peut être remplacée par des expériences in vitro, pour valider une preuve de concept qui pourrait ensuite déboucher sur des essais cliniques impliquant ces lymphocytes.

Réduction

Le nombre de souris utilisé a été déterminé sur la base de nos travaux, des travaux publiés et d’une analyse sur logiciel statistiques approprié permettant d’utiliser le moins d'animaux possible pour aboutir à des résultats fiables.

Raffinement

Toutes les souris inclues dans ces différentes procédures seront suivies quotidiennement par les animaliers pour des signes de souffrance ou de difficultés respiratoires. La surveillance de l’état des animaux (poids, mobilité, comportement) sera faite 1 à 2 fois/semaine par l’expérimentateur dédié au projet. Si au cours de l’expérience une souris atteint un point limite, elle sera mise à mort. Un enrichissement des cages composé de maisonnettes en carton et de cotons d’enrichissement est prévu afin de diminuer le stress des animaux. Des seringues adaptées sont utilisées pour les injections. En cas de signes de souffrance, les animaux seront traités par injection d'antalgique.

Choix des espèces

Les modèles d’asthme induit par les extraits d’acariens chez la souris sont très bien décrits dans la littérature et miment certains symptômes de la pathologie humaine dont les atteintes pulmonaires. La souris est ainsi un modèle de choix pour étudier les mécanismes immuns impliqués dans la sévérité de l’asthme. Les souris utilisées auront entre 4 et 18 semaines. A 4 semaines les souris seront génotypées. Le protocole expérimental sera appliqué à des souris âgées de plus de 6 semaines car, comme décrit la littérature, à cet âge le système immunitaire est complétement développé.

716 souris immunodéprimées vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures classées en gravité modérée. Elles sont irradiées, reçoivent des injections répétées de cellules humaines et de vésicules pendant quinze jours, avec des prélèvements de sang hebdomadaires, dans un modèle de réaction du greffon contre l'hôte. Sur le remplacement, le porteur se limite à indiquer que des résultats in vitro prometteurs l'encouragent à valider l'effet dans un système plus complexe qu'un puits de culture. La justification du recours à l'animal tient en une phrase, sans examen d'alternatives.

Objectifs

Le but de cette étude est d’évaluer in vivo le rôle protecteur de vésicules extracellulaires (EV) issues de cellules humaines régulatrices et des cellules régulatrices elles même dans un modèle de réaction du greffon envers l'hôte. In vitro, nous avons déjà validé le pouvoir immunomodulateur de ces EV (autologues et allogéniques) et avons validé que cet effet est efficace pendant 4j. Ces expériences préliminaires ont permis de préparer au mieux cette demande d’autorisation d’expérimentation et respectent ainsi la règle des 3R et notamment la réduction du nombre d’animaux à utiliser. Afin de valider ces observations in vivo, nous utiliserons des souris immunodéprimées (NSG).

Bénéfices attendus

Les résultats obtenus avec ces expériences réalisées chez la souris nous permettront ou non d'avancer vers une utilisation thérapeuthique chez l'homme des EV-Reg ou des cellules régulatrices que nous sommes en capacité de produire in vitro. Si nous démontrons que ces stratégie contrôlent l'activation du système immunitaire, elles pourraient être appliquées cliniquement chez des patients transplantés afin de prévenir le rejet de greffe.

Procédures

Les souris vigiles seront irradiées, une seule fois. Durée de l'intervention 3 min. Les souris anesthésiées seront injectées en i.v. à J0 puis tous les 3j pendant15j. Durée de l'intervention 2 min. Certaines souris seront injectées i.p. tous les jours de J0 à J7. Durée de l'intervention 10 sec. Enfin, un prélèvement sanguin sera réalisé une fois par semaine tant que les souris sont gardées en vie. Durée de l'intervention 1 min.

Impact sur les animaux

Effet lié à l’irradiation sur les souris => stress lié au changement de cage. Effet lié à l’injection i.v. et aux prélèvements sanguins sur les souris => stress lié à l’anesthésie. Effet lié à l’injection i.p. => stress lié à la contention de la souris

Devenir

A l'issue de chaque procédure, les animaux seront euthanasiés pour permettre une analyse des organes cible de la maladie induite.

Remplacement

Les cellules régulatrices et les vésicules extracellulaires (EV) produites par ces cellules régulatrices ont été finement étudiées in vitro. Les résultats sont prometteurs et nous encouragent à valider l'effet observé dans un système plus complexe qu'un puits de culture.

Réduction

Le nombre de souris a été réduit au minimum afin de permettre une analyse statistique fiable des résultats. De plus certains groupes ne seront envisagés que si les hypothèses posées sont validées dans les groupes précédents.

Raffinement

Pour leur confort, les animaux seront hébergés dans des cages adaptées, avec enrichissement (frisottis et/ou dôme) et accès libre à l’eau et à la nourriture. Afin de réduire le stress et la douleur des animaux, toutes les injections i.v. se feront sous anesthésie gazeuse, sur tapis chauffant et le suivi clinique régulier des souris (surveillance du poids, aspect clinique général) nous permettra de palier à la douleur éventuelle. Le bien-être des animaux est surveillé tout au long de l’étude avec une évaluation quotidienne des signes généraux.

Choix des espèces

Les souris immunodéficientes (NSG) sont des souris qui ne possèdent pas de système immunitaire propre et dans lesquelles peut se développer un système immunitaire humain après injection de cellules immunitaires humaines. Ces souris humanisées sont des modèles alternatifs à l'utilisation de primates pour tester des nouvelles stratégies thérapeutiques. 8-12 semaines de vie de sorte que les souris ne soient ni trop petites et ni trop fragiles. Aussi nous essayerons autant que faire se peut d’avoir des groupes homogènes en terme d’âge.

820 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures classées en gravité modérée, pour étudier l'inflammation de l'hypothalamus provoquée par un régime riche en graisses. Une partie subit une ou deux chirurgies du crâne pour implanter une pompe et une canule assurant des perfusions dans le cerveau pendant quinze jours, une autre reçoit un régime gras puis des injections et des prélèvements de sang à la queue. Le porteur qualifie lui-même ces chirurgies stéréotaxiques de lourdes et douloureuses, et décrit des pertes de poids, de la prostration et des douleurs au crâne. Il affirme qu'il est impossible de reproduire in vitro les échanges entre organes et conclut que l'utilisation de modèles animaux est "nécessaire".

Objectifs

Dans le contexte de l’obésité nutritionnelle, il est actuellement reconnu que la consommation d’un régime riche en lipides (HFD) entraine une inflammation très rapide de l’hypothalamus, une région du cerveau qui joue un rôle crucial dans la régulation de la prise alimentaire et de l’homéostasie énergétique. Les médiateurs et les mécanismes impliqués dans la mise en place de cette réponse inflammatoire aigue de l’hypothalamus et des perturbations métaboliques associées restent cependant à élucider. Récemment, nous avons mis en évidence que l’inflammation hypothalamique induite par 3 jours de régime HFD s’accompagne d’une forte augmentation de la production hypothalamique d’une hormone (X) connue pour ses propriétés pro-inflammatoires et favorisant le développement de l’insulino-résistnace, principal facteur de risque du diabète de type 2. Dans ce contexte, ce projet vise à démontrer in vivo l’implication de cette hormone hypothalamique dans la mise en place de l’inflammation précoce de l’hypothalamus et de déchiffrer les mécanismes cellulaires et moléculaires sous tendant ses effets. Il n’existe à ce jour aucune méthode de substitution aux animaux de laboratoire pour étudier l’impact physiologique d’un dérèglement nutritionnel. Le modèle animal envisagé dans cette étude est un modèle souris (souche C57BL6) particulièrement bien documenté dans la littérature pour ce type d’étude. Le nombre d’animaux est minimalisé en vue d'appliquer les réglementations européennes en terme de réduction. L’objectif de Raffinement et d’enrichissement est pris en compte afin de s’assurer du bien-être des animaux (surveillance quotidienne). Le recours à l'anesthésie et analgésie sont prévus pour éviter toute souffrance des animaux.

Bénéfices attendus

Cette étude va permettre de caractériser plus précisément les mécanismes et les médiateurs jouant un rôle crucial dans l'apparition de la neuroinflammation hypothalamique et à l'origine de désordre métabolique. Identifier ces facteurs pourrait ouvrir de nouvelles voies thérapeutiques permettant de prévenir les effets de l’obésité au niveau hypothalamique et ainsi éviter le développement du Diabète de type II.

Procédures

400 souris au total subiront une chirurgie stéréotaxique, et 160 souris au total subiront 2 chirurgies stéréotaxiques : une 1ère chirurgie stéréotaxique (30 min/souris) afin d'injecter la tat cre, et une 2ème chirurgie stéréotaxique (30 min/souris) une semaine plus tard pour poser le système de pompe et de canule pour réaliser des perfusions intracérébroventriculaires (perfusion de 15j). 420 souris au total seront nourries avec pour moitié un régime normal et pour moitié un régime riche en graisse pendant 3 à 8 jours et toutes les souris seront soumises à des mesures de glycémie à différents temps ( 0, 15, 30, 60, 90 et 120 min au plus) suite à une injection rapide en intraperitonéale (2-3 secondes) de glucose, d'insuline ou de pyruvate. Ceci implique plusieurs prélèvements à la queue d’une goutte de sang (6x5μl de sang au plus = 30μl). Une seule incision au niveau de la queue a lieu au début de l'expérience, elle est faite en une seconde.

Impact sur les animaux

Les procédures font intervenir des injections et perfusions et des chirurgies qui peuvent entraîner des effets indésirables sur les animaux tels qu’une perte de poids, des troubles alimentaires, un manque de toilettage, de la prostration, une agressivité lors de la manipulation, des douleurs ou gêne au niveau du crâne. Toutes les précautions seront prises pour éviter au maximum ces effets.

Devenir

400 souris au total serviront à toutes les analyses immunohistochimiques et hybridation in situ pour étudier les ARN et protéines sur tissus et 420 souris serviront aux études de HITS CLIP pour l’identification des cibles, de PCR quantitative pour évaluer les niveaux d'expression des ARN et de western blot pour l'expression protéique. Tous les détails sont précisés dans chacune des procédures en réponse à des objectifs précis.

Remplacement

Le contrôle du métabolisme fait intervenir de nombreux organes (foie, intestin, cerveau, muscle, tissus adipeux) qui communiquent entre eux en permanence pour informer l’organisme des besoins énergétiques. Il est impossible de mimer in vitro toutes ces interactions, c’est pour cela que l’utilisation de modèles animaux est nécessaire pour ce projet. Cependant, veuillez noter que pour réduire le nombre d’animaux au maximum une partie des expériences sera réalisée in vitro, sur des lignées de cellules microgliales et neuronales hypothalamiques afin de déchiffrer les voies de signalisations sous tendant les effets proinflammatoires de l’ hormone X. Cependant, les expériences prévues sur les tanycytes seront réalisées sur des cultures primaires à partir d’hypothalamus de souris car il n’existe pas à ce jour de lignée de tanycytes commerciales. Ceci nécessite par conséquent l’utilisation de beaucoup d'animaux, et ne permet donc pas le remplacement.

Réduction

Afin de réduire le nombre d'animaux, tout ce qui est possible de faire in vitro a été planifié. De plus, des tests de puissance ont été réalisés au laboratoire pour chaque test planifié et notre expertise depuis plusieurs années sur ce type d'expérience nous permet vraiment d'évaluer à juste titre nos besoins expériementaux.

Raffinement

Les animaux seront maintenus en cage individuelle puisqu’il est primordial pour notre étude de contrôler quotidiennement et individuellement la prise alimentaire et le poids corporel de chaque individu. Ils seront maintenus dans des milieux enrichis (maison, nid, bâtons de bois, cotons) ce qui améliorera leur bien-être. Il est indispensable d'avoir un suivi personnalisé du poids corporel et de la prise alimentaire, en effet, si nous n'obtenons pas de résultats homogènes au sein d'un groupe expérimental, nous remonterons l'historique de l'animal en comparant sa prise alimentaire et son poids corporel notamment afin de vérifier s'il a plus ou moins mangé/pris de poids qu'un autre individu du même groupe expérimental, ce qui permettra d'expliquer certaines différences. Bien que les procédures chirurgicales soient lourdes et douloureuses, nous avons instauré une médication et un suivi post-opératoire approprié permettant de réduire les possibles douleurs à leur minimum. En effet, les chirurgies stéréotaxiques sont réalisées sous Isoflurane accompagnée d'une injection de Lidocaïne au niveau de site de l'incision avant en tant qu'anesthésique local. Durant toute la procédure chirurgicale, les animaux reposent sur un tapis chauffant et reçoivent une injection de solution saline en sous-cutanée pour prévenir leur déshydratation. Aussi, lors de la phase de réveil, les animaux, toujours sur un tapis chauffant, reçoive une injection intrapéritonéale de glucose. De plus, en période post-opératoire, dès la fin des sutures, un analgésique est injecté en sous-cutané, idem le jour suivant l'opération. Nous avons également mis en place une grille d'évaluation permettant au chercheur de suivre les signes de souffrance des animaux. Elle se compose de scores et d'actions à réaliser selon le score. La grille de contrôle du poids est la suivante : normal : score = 0 ; perte de 5 à 10 % : score = 1 ; perte > 15 % : score =2. La grille de contrôle du comportement est la suivante : normal : score = 0 ; prostration, manque de toilettage : score = 1 ; hyperactivité lors de la manipulation, vocalisations sonores répétées : score = 2. Un score égal à 1 dans les deux grilles déclenche la sortie de l'animal de la procédure. Un score égal à 2 dans les deux grilles entraine la sortie de l'animal de la procédure et l'euthanasie si absence d'amélioration des scores.

Choix des espèces

Le modèle de souris est un outil complémentaire essentiel, partageant avec l’humain de fortes homologies dans les régulations physiologiques, en particulier le contrôle de l’homéostasie glucidique. Nous utiliserons des souris âgées de 8 semaines au début des procédures, âge à partir duquel toutes les structures cérébrales sont matures.

240 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur expose chirurgicalement leur nerf sciatique pour y poser un implant libérant un immunosuppresseur, avec des mesures de l'activité électrique du nerf avant et après et un suivi pouvant aller jusqu'à douze mois. Il décrit une douleur post-opératoire transitoire liée à l'exposition du nerf, atténuée selon lui par l'anesthésie et l'analgésie. Ce projet valide un dispositif destiné à être implanté chez l'humain, et le porteur affirme qu'aucune méthode in vitro ne reproduit les propriétés des "organes entiers".

Objectifs

Pour la réparation des nerfs périphériques, notre laboratoire développe de nouveaux systèmes, combinant des implants et des médicaments. Le développement de ces systèmes de réparation nécessite de caractériser la libération du médicament formulé. Ce projet permettra donc de caractériser in vivo la vitesse de libération d'un immunosuppresseur (molécule limitant l’action du système immunitaire, avec de potentielles propriétés de régénération des nerfs), pour des projets sur la régénération des nerfs périphériques. L'objectif est d'évaluer le profil de libération de cette molécule d’intérêt au niveau du nerf sciatique, depuis des implants, chez le rat. Cette évaluation sera réalisée pendant une période maximale de 12 mois (période de suivi des animaux après chirurgie), et permettra de caractériser nos implants contenant l'immunosuppresseur.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de valider au niveau préclinique la cinétique de libération locale d'un immunosuppresseur pour la régénération des nerfs périphériques. Ce projet fait partie de l’étape de recherche et validation de produits qui seront implantés dans le corps humain, qui permettra de réduire le risque pour le patient. Il nous est impossible de substituer ces travaux par d’autres méthodes n’utilisant pas d’animaux. Ce projet a donc pour but de mettre en évidence l’intérêt du développement d’un traitement local pour la régénération des nerfs.

Procédures

Les animaux seront soumis à une procédure : Une mesure de l’activité électrique du nerf sciatique (électrophysiologie) sera effectuée en pré-opératoire au plus tôt 7 jours avant la chirurgie sous anesthésie de l’animal (durée de 20 à 40 minutes). Le jour de la chirurgie, après anesthésie et analgésie de l'animal, le nerf sciatique sera exposé. Ensuite, chaque animal recevra une application locale d’un implant contenant un immunosuppresseur. Certains animaux pourront recevoir un implant sans molécule thérapeutique sur le nerf sciatique de la patte arrière controlatérale. La durée de la procédure chirurgicale sera d’environ 20 à 40 minutes par animal. Des prélèvements sanguins et urinaires pourront être effectués le jour après la chirurgie et des prélèvements réguliers pourront être faits en fonction de la vitesse de relarguage de la molécule thérapeutique depuis l’implant (la durée de chaque geste est d’environ 1 minute). Le jour de l’euthanasie de l’animal, l’activité électrique du nerf sciatique sera mesurée au préalable sous anesthésie de l’animal (durée de 20 à 40 minutes).

Impact sur les animaux

Les risques anesthésiques sont les suivants : hypothermie (stress thermique) et assèchement de la cornée. Les risques infectieux sont, quant à eux, peu probables, compte tenu que la chirurgie est réalisée en conditions stériles. Concernant le risque hémorragique, celui-ci est également très limité, du fait qu’aucun vaisseau sanguin majeur ne sera sectionné. L’acte chirurgical engendrera une douleur transitoire en post-opératoire liée à l’exposition du nerf sciatique (qui ne sera pas sectionné) ainsi qu’à la pose de l’implant. L’acte chirurgical étant réalisé sous anesthésie générale, après injection sous-cutanée d’un analgésique et application locale (sur les muscles puis le nerf sciatique) d’un anesthésiant, cette douleur ne devrait pas être ressentie par l’animal pendant la chirurgie. Compte tenu de la forte activité de l'immunosuppresseur, les animaux pourraient manifester des signes de perte de poids, malaise, léthargie et/ou perte de poils, typiquement associés à l'administration systémique de cette molécule thérapeutique. De plus, les animaux seront surveillés pour tout signe de diarrhée et de déshydratation.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à l'issue de la procédure car des prélèvements et analyses sont nécessaires post-mortem.

Remplacement

Des études in vitro ont déjà été réalisées. Malheureusement, ces études ne permettent pas de mimer les propriétés biologiques et mécaniques des organes entiers. Par conséquent, ce projet in vivo a pour but de valider la cinétique de libération d'un immunosuppresseur depuis nos implants et permettra son développement optimal pour la régénération du nerf sciatique.

Réduction

Le nombre d’animaux (240) a été défini sur la base des études précédemment conduites en interne, pour lesquelles jusqu’à 10 animaux par groupe ont été considérés pour la chirurgie du nerf sciatique. Considérant que le nerf sciatique ne sera pas sectionné et que des analyses statistiques seront réalisées, il nous est indispensable de considérer un minimum de 5 animaux par groupe.

Raffinement

Le nombre d’animaux par cage (2 animaux) respectera la législation sur la protection des animaux de laboratoire. Les rats seront acclimatés au minimum 5 jours avant la chirurgie au sein de l’animalerie. Les rongeurs disposeront à volonté d’eau et d’aliments. Tous les animaux seront hébergés en portoirs ventilés et enrichis avec des maisons, des bâtons, du papier, des boules et/ou des os en plastique. La totalité des gestes expérimentaux sera pratiquée par du personnel qualifié. Les animaux recevront un traitement analgésique avant toute procédure chirurgicale qui se fera sous anesthésie générale. À la suite de la procédure chirurgicale, un traitement analgésique systématique sera administré. Les animaux seront observés au minimum une fois par jour afin d’évaluer de potentiels signes de mal-être. Un vétérinaire est joignable tous les jours si besoin. En cas d’atteinte des points limites : variation relative persistante du poids corporel supérieure ou égale à 20 pour cent par rapport au poids mesuré avant chirurgie (pesée quotidienne pendant 3 jours après chirurgie au maximum deux fois par semaine pour tous les animaux jusqu’à leur euthanasie. Une étiquette signalétique sera apposée sur les cages pour indiquer que le suivi du poids est assuré pour l’ensemble des animaux) ou dégradation de l’état général de l’animal), l’euthanasie de l’animal sera effectuée.

Choix des espèces

L'utilisation d'un modèle mammifère est, selon nous, essentielle à cause des différences structurales existantes entre les organes des espèces mammifères et non-mammifères. Les rats sont des modèles animaux classiquement utilisés en expérimentation animale pour évaluer la réparation des nerfs périphériques. De plus, la composition des tissus des humains et rongeurs est très similaire pour plusieurs organes. Les animaux qui seront utilisés auront entre 6 et 12 semaines au début de l'étude. Ils seront donc adultes et arrivés à maturité sexuelle. Les animaux seront bagués sur l'oreille dès leur arrivée dans l'animalerie.

484 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur implante des fibres optiques ou des électrodes dans leur cerveau lors d'une chirurgie d'une heure et demie, puis les soumet à une restriction alimentaire les maintenant à 90-95 % de leur poids pendant jusqu'à quatre mois pour les motiver à une tâche comportementale. Il présente cette faim imposée comme n'affectant que "très peu" le bien-être des animaux non-humains, tout en la décrivant comme le ressort de leur motivation. Ce projet fondamental cartographie des circuits de la prise de décision, avec une "perspective translationnelle" vers les pathologies mentales, et le porteur affirme que seuls des "organismes entiers" permettent d'en étudier les bases neuronales.

Objectifs

La prise de décision est un processus essentiel du comportement humain. Ce processus complexe nécessite d’apprendre de son environnement afin d’emmagasiner des connaissances mais également de s’adapter aux changements. Une prise de décision adaptée nécessite ainsi un équilibre entre les comportements d’exploitation (utilisation des connaissances acquises) et d’exploration (recherche d’options plus favorables) qui peuvent être fidèlement modélisés chez le rat afin d’en établir les bases neurales. Le projet vise à étudier les circuits cérébraux qui permettent une prise de décision adaptée dans un environnement changeant chez le rat. Nous souhaitons dans ce projet étudier la connectivité de plusieurs régions connues pour être impliquées dans la prise de décision mais dont le rôle précis n’est pas connu. Dans un premier temps nous réaliserons une étude descriptive de la connectivité entre ces différentes régions, puis nous testerons leur implication fonctionnelle en procédant à une déconnexion ou une activation réversible, afin de déterminer leur rôle précis.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de préciser la connectivité des différentes régions impliquées dans la prise de décision ainsi que de préciser leur rôle . Une hypothèse majeure actuelle est que la prise de décision maladaptive qui caractérise un grand nombre de pathologies mentales est associée à un syndrôme de dysconnectivité de ces régions, ce projet fondamental a donc une claire perspective translationnelle.

Procédures

Les animaux subiront une chirurgie d’injection intra cérébrale de composés et d’implantation à demeure de fibre optique ou d’électrode d’enregistrement d’une durée maximale d’une heure et demie. Ils seront soumis également à une restriction légère d’accès à la nourriture (rationnement afin de conserver 90-95% de leur poids initial) qui durera maximum 4 mois ainsi qu'à une tâche comportementale dont les sessions durent entre 20mn et 1h15 par jour pour une durée maximale de 4 mois.

Impact sur les animaux

Les chirurgies d’injection intra cérébrale de composés et d’implantation de fibres ou d’électrodes présentent un risque de diminution du bien-être animal dans les moments/jours qui suivent la chirurgie (inconfort, fatigue et parfois douleur). Afin de garantir la motivation des animaux pour la tâche comportementale ils seront mis en restriction alimentaire légère (90-95% de poids corporel) ce qui impacte très peu leur bien-être (légère sensation de faim garantissant la motivation des animaux à obtenir une récompense alimentaire).

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure.

Remplacement

Elucider les bases neuronales de fonctions cognitives ne peut, par définition, s’étudier que chez des organismes entiers. L’approche cognitive chez l’homme n’autorise pas la manipulation fine des circuits neuronaux qui est nécessaire à la compréhension de leur fonctionnement. De même, l’approche neurocomputationnelle faisant appel à la modélisation est utile mais reste complémentaire des approches interventionnelles in vivo qui permettent de valider la véracité des modèles prédictifs.

Réduction

Nous cherchons à utiliser le nombre minimal d’animaux permettant d’obtenir des données exploitables lors de l'utilisation des tests statistiques. Le recours à des méthodes réversibles permet de diminuer le nombre d’animaux nécessaire. De plus, nous effectuerons les différentes procédures dans un ordre logique permettant de ne pas réaliser les expérimentations sur les voies n’ayant pas été validées par les procédures précédentes, ce qui permettra de réduire le nombre d’animaux.

Raffinement

Le bien-être animal étant essentiel pour garantir des données comportementales exploitables, toute souffrance sera évitée. Les animaux bénéficieront d’un enrichissement adapté (matériel de nidification, tunnel et barre à ronger) et seront hébergés en cage collective, même après les chirurgies. Les protocoles de chirurgie ont été optimisés afin de garantir des conditions optimales (analgésie centrale, locale, gel oculaire, tapis chauffant, scoring post-opératoire). Des points limites généraux et spécifiques ont été identifiés afin de permettre une prise en charge optimale de la douleur et de l’inconfort.

Choix des espèces

D’une façon générale les rongeurs sont un bon modèle d’étude du système nerveux. Les principes fonctionnels à l’œuvre dans ces circuits sont transposables à l'homme. De plus de nombreuses épreuves comportementales spécifiques permettent de modéliser chez le rat des aptitudes cognitives complexes. Les animaux utilisés pour ce projet seront des jeunes adultes âgés d’environ 3 mois au début des expériences afin de limiter la variabilité de taille.