Rats

Comparer des mailles chirurgicales fabriquées par différentes techniques, avant leur passage vers le dispositif médical implantable, occupe 180 rats sur cinq ans. Tous sont tués au terme d'une période de suivi de 1, 4 ou 12 semaines, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque rat subit une incision de l'abdomen sous anesthésie générale et l'implantation du matériau à tester, puis peut présenter une gêne abdominale les premiers jours, un gonflement de la cicatrice, un retard de cicatrisation ou une infection. Le porteur situe cette étape après l'épuisement des méthodes sans animaux non-humains et la présente comme "la validation finale des solutions les plus abouties", destinée à orienter la conception de futurs dispositifs chirurgicaux.

Objectifs

Après une chirurgie abdominale, il peut se former des adhérences, c’est-à-dire des zones où des organes internes se collent entre eux ou à la paroi de l’abdomen. Ces adhérences sont fréquentes et peuvent entraîner des douleurs durables, des blocages intestinaux ou la nécessité d’une nouvelle intervention chirurgicale. Malgré les progrès médicaux, il n’existe pas encore de solution totalement efficace pour prévenir ce phénomène. Lors de la réparation des hernies abdominales, des mailles chirurgicales sont utilisées pour renforcer la paroi. Si ces dispositifs améliorent les résultats de l’opération, leur contact avec les organes internes peut favoriser la formation d’adhérences. Il est donc important de développer de nouvelles mailles capables de limiter ce risque tout en restant sûres pour l’organisme. L’objectif de ce projet est d’évaluer, chez l’animal, plusieurs types de mailles chirurgicales conçues pour réduire la formation d’adhérences. Ces mailles diffèrent par leur conception et les matériaux utilisés. L’étude consiste à comparer leur comportement après implantation, notamment la formation d’adhérences et la réaction des tissus environnants, afin d’identifier les solutions les plus prometteuses. Le rat adulte est utilisé comme modèle d’étude car sa réaction à une chirurgie abdominale est comparable à celle observée chez l’être humain. Ce modèle permet d’étudier de façon fiable la cicatrisation et la tolérance des implants au fil du temps. À ce jour, aucune méthode alternative validée ne permet de reproduire ces phénomènes complexes sans recourir à un modèle animal. Ce projet s’inscrit dans une démarche de recherche visant à améliorer les dispositifs chirurgicaux implantables et à favoriser le transfert des connaissances scientifiques vers la pratique clinique. À terme, ces travaux pourraient contribuer à réduire les complications après chirurgie abdominale, limiter le nombre de réinterventions et améliorer la qualité de vie des patients opérés de hernie.

Bénéfices attendus

Ce projet a pour objectif principal d’améliorer la prise en charge des patients opérés de l’abdomen en contribuant au développement de mailles chirurgicales capables de limiter la formation d’adhérences après une intervention. Les adhérences étant responsables de douleurs persistantes, de complications digestives et parfois de nouvelles opérations, leur prévention représente un bénéfice important pour les patients. Les résultats attendus permettront d’identifier les types de mailles les mieux tolérées par l’organisme et les plus efficaces pour réduire ces complications. Ces connaissances aideront à orienter le choix et la conception de futurs dispositifs chirurgicaux plus sûrs. Sur le plan scientifique, ce travail apportera de nouvelles informations sur la manière dont les tissus réagissent à la présence d’un implant après une chirurgie abdominale. Il contribuera à mieux comprendre les mécanismes de cicatrisation et les interactions entre les matériaux implantés et l’organisme vivant, dans des conditions proches de la réalité clinique. Ce projet s’inscrit également dans une démarche de recherche appliquée, visant à transformer les résultats scientifiques en améliorations concrètes pour la pratique médicale. Les données obtenues pourront servir de base au développement de dispositifs implantables innovants destinés à une utilisation chez l’être humain. À plus long terme, l’utilisation de mailles anti-adhérentes plus performantes pourrait améliorer la qualité de vie des patients, réduire le nombre de complications après chirurgie et limiter les coûts liés aux soins supplémentaires et aux réinterventions. Enfin, ce projet a été conçu dans le respect strict des principes des 3R. Le recours aux animaux est limité au strict nécessaire, les méthodes sont optimisées pour réduire leur nombre et les procédures sont adaptées afin de minimiser toute souffrance, tout en garantissant la qualité scientifique des résultats.

Procédures

Les animaux inclus dans ce projet subiront une seule intervention chirurgicale, réalisée dans des conditions strictement contrôlées afin de limiter au maximum la douleur et le stress. Tout d’abord, chaque rat sera placé sous anesthésie générale, ce qui signifie qu’il sera complètement endormi pendant toute la durée de l’intervention et ne ressentira aucune douleur. Une petite incision sera réalisée au niveau de l’abdomen afin de reproduire une situation chirurgicale comparable à celle observée lors d’une opération abdominale chez l’être humain. Le matériau à tester sera ensuite implanté selon une méthode standardisée. L’intervention est de courte durée et identique pour tous les animaux. Des traitements contre la douleur seront administrés avant et après la chirurgie afin de prévenir toute souffrance. Ces traitements sont adaptés à l’espèce animale et supervisés par un vétérinaire. Si nécessaire, des soins complémentaires pourront être apportés. Après l’intervention, les animaux seront surveillés quotidiennement. Ce suivi comprend l’observation de leur comportement général, de leur alimentation, de leur mobilité et de la cicatrisation de la plaie. Ces contrôles permettent de s’assurer du bon rétablissement des animaux et de détecter rapidement toute anomalie. Les manipulations sont limitées au strict nécessaire et réalisées sur des animaux éveillés, dans un environnement calme. À la fin de la période de suivi, les animaux seront mis à mort de manière rapide et indolore, conformément à la réglementation en vigueur. Cette étape est indispensable pour permettre l’examen des tissus et l’évaluation précise des effets du matériau implanté. Ces analyses ne peuvent pas être réalisées chez l’animal vivant. Chaque animal ne subira qu’une seule intervention chirurgicale au cours du projet. L’ensemble des procédures a été conçu pour réduire au maximum les contraintes imposées aux animaux, tout en permettant d’obtenir des résultats scientifiques fiables.

Impact sur les animaux

Comme toute étude impliquant une intervention chirurgicale, ce projet peut entraîner des effets indésirables chez les animaux. Ces effets sont attendus, connus et étroitement surveillés, et les procédures ont été conçues pour qu’ils restent modérés et temporaires. Après la chirurgie, les animaux peuvent ressentir une gêne ou un inconfort passager au niveau de l’abdomen. Cette gêne est principalement observée durant les premiers jours suivant l’intervention. Elle peut se traduire par une baisse temporaire de l’activité ou un comportement plus calme. Des traitements contre la douleur sont administrés de manière systématique afin de limiter ces effets. Une réaction locale autour de la zone opérée est également possible. Elle peut se manifester par un léger gonflement ou une sensibilité au niveau de la cicatrice. Ces réactions sont généralement transitoires et disparaissent spontanément au cours de la cicatrisation. Dans de rares cas, des complications liées à la chirurgie peuvent survenir, telles qu’un retard de cicatrisation ou une infection. Les animaux font l’objet d’une surveillance quotidienne attentive permettant de détecter rapidement toute anomalie. Si un problème est identifié, des soins adaptés sont mis en place immédiatement. Lorsque le bien-être de l’animal ne peut plus être garanti, une mise à mort anticipée et indolore est réalisée conformément aux règles éthiques. Une perte de poids légère et temporaire peut être observée chez certains animaux au cours de la phase de récupération. L’état général, l’alimentation et le comportement sont contrôlés régulièrement afin de s’assurer du bon rétablissement. La manipulation des animaux et la période de récupération peuvent également générer un stress passager. Celui-ci est limité par des manipulations douces, un environnement adapté et un suivi attentif par du personnel formé. L’ensemble de ces effets indésirables est pris en compte dès la conception du protocole. Les mesures mises en place (anesthésie adaptée, traitements contre la douleur, surveillance rapprochée et critères d’arrêt stricts) permettent de garantir que les nuisances restent limitées dans le temps et d’intensité modérée, dans le respect du bien-être animal et des principes éthiques en vigueur.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à l’issue de leur période expérimentale (1, 4 ou 12 semaines) afin de permettre l’évaluation macroscopique et histologique des adhérences ainsi que de la tolérance des implants. Les animaux présentant des signes de douleur ou de détresse non contrôlés seront euthanasiés avant la fin de la période expérimentale, conformément aux critères d’arrêt définis dans le protocole.

Remplacement

L’objectif de ce projet est d’évaluer si un implant chirurgical permet de réduire la formation d’adhérences après une chirurgie abdominale. Pour répondre à cette question, il est nécessaire d’observer ce qui se passe dans un organisme vivant après une opération : la réaction des tissus, l’inflammation, la cicatrisation et les interactions entre les organes internes et le matériau implanté. Avant de recourir à l’animal, des méthodes alternatives ont déjà été utilisées. Des essais en laboratoire, réalisés sur des cellules ou des modèles artificiels, ainsi que des analyses informatiques, ont permis d’étudier les propriétés des matériaux (composition, solidité, compatibilité avec les cellules). Ces étapes préalables ont servi à écarter les matériaux non adaptés et à ne retenir que les solutions les plus prometteuses. Cependant, ces méthodes ne permettent pas de reproduire la complexité d’un abdomen après une chirurgie. Elles ne peuvent pas simuler l’interaction simultanée entre plusieurs organes, les mouvements internes, la réponse inflammatoire globale ni la formation réelle d’adhérences, qui sont des phénomènes dynamiques se développant dans le temps. À ce jour, il n’existe pas de méthode alternative validée permettant d’évaluer de façon fiable la formation d’adhérences après une chirurgie dans des conditions comparables à celles rencontrées chez l’être humain. Le recours à un modèle animal reste donc indispensable pour cette étape précise de la recherche, avant toute application chez l’Homme. Le rat a été choisi car il s’agit d’un modèle largement utilisé et reconnu pour l’étude des adhérences post-chirurgicales. Il permet d’obtenir des informations pertinentes tout en limitant le nombre d’animaux utilisés et en réduisant les contraintes imposées, comparativement à des modèles de plus grande taille. Ainsi, l’utilisation de l’animal intervient uniquement après l’exploitation complète des méthodes alternatives disponibles et se limite à la validation finale des solutions les plus abouties.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisé dans ce projet a été soigneusement calculé afin d’obtenir des résultats fiables tout en limitant au strict nécessaire le recours aux animaux. Ce calcul repose sur les données disponibles issues d’études similaires et sur des essais préalables, permettant d’éviter l’utilisation d’animaux en nombre excessif. Seules les versions les plus prometteuses des implants sont testées chez l’animal. Les solutions moins performantes ont été écartées en amont grâce à des tests réalisés en laboratoire, ce qui permet d’éviter des expérimentations animales inutiles. Chaque animal contribue à plusieurs types d’observations au cours de l’étude. Les mêmes animaux sont suivis dans le temps et fournissent différentes informations (état général, cicatrisation, observations internes après la fin du suivi). Cette approche permet de maximiser les données recueillies sans augmenter le nombre d’animaux. Lorsque cela est possible, le suivi des animaux est réalisé sur la durée, sans intervention supplémentaire, afin d’éviter des mises à mort intermédiaires. Les groupes d’animaux sont constitués de manière équilibrée afin de limiter les différences non liées au traitement étudié et d’améliorer la qualité des comparaisons. Enfin, l’organisation rigoureuse des procédures (conditions chirurgicales maîtrisées, soins adaptés, surveillance attentive) permet de réduire le risque de complications et donc d’éviter la perte inutile d’animaux. Des critères d’arrêt clairs sont définis afin de garantir le bien-être des animaux tout en assurant la qualité scientifique du projet.

Raffinement

Toutes les interventions prévues dans ce projet sont conçues afin de limiter au maximum la douleur, le stress et l’inconfort des animaux. Lors de la chirurgie, les animaux sont entièrement endormis grâce à une anesthésie générale adaptée. Des traitements contre la douleur sont administrés avant et après l’intervention afin de prévenir toute souffrance. Les protocoles utilisés suivent les recommandations officielles et sont validés par un vétérinaire. Les interventions chirurgicales sont réalisées par du personnel formé et expérimenté, dans des conditions d’hygiène strictes. Cela permet de réduire les risques de complications et d’assurer une récupération plus rapide. Après l’opération, les plaies sont contrôlées régulièrement jusqu’à leur complète cicatrisation. L’état de santé et le bien-être des animaux sont surveillés quotidiennement à l’aide de critères simples et visibles, tels que le comportement, l’activité, l’alimentation, le poids et l’aspect général. Cette surveillance permet de détecter rapidement toute douleur ou signe de malaise et d’adapter les soins si nécessaire. Des critères d’arrêt clairement définis sont appliqués. Si un animal présente une souffrance qui ne peut pas être soulagée de manière satisfaisante, il est mis à mort de façon anticipée et indolore afin d’éviter toute détresse prolongée. En dehors des procédures expérimentales, les animaux sont hébergés dans un environnement adapté et enrichi, comprenant des abris et des matériaux de nidification. Les conditions de logement (température, lumière, calme) sont contrôlées pour répondre aux besoins de l’espèce. Les manipulations sont réalisées avec douceur afin de limiter le stress. Lorsque la mise à mort des animaux est nécessaire à la fin de l’étude, elle est réalisée rapidement et sans douleur, selon des méthodes autorisées et encadrées par la réglementation. L’ensemble de ces mesures de raffinement permet de réduire au minimum l’impact du projet sur les animaux, tout en garantissant la qualité et la fiabilité des résultats scientifiques.

Choix des espèces

Le rat a été choisi pour ce projet car il s’agit d’un modèle largement utilisé et reconnu pour l’étude des complications survenant après une chirurgie abdominale, en particulier la formation d’adhérences. De nombreux travaux scientifiques ont montré que les réactions observées chez le rat après ce type de chirurgie sont comparables à celles observées chez l’être humain, notamment en ce qui concerne l’inflammation et la cicatrisation. La structure et le fonctionnement de la cavité abdominale du rat permettent de reproduire de manière fiable les interactions entre les organes internes et les matériaux implantés. Cela rend ce modèle particulièrement adapté pour évaluer l’efficacité et la tolérance de dispositifs chirurgicaux destinés à être utilisés chez l’Homme. Le choix du rat représente également un compromis éthique approprié. Il permet de réaliser des gestes chirurgicaux précis tout en limitant le nombre d’animaux utilisés et en évitant le recours à des espèces de plus grande taille, qui ne seraient pas justifiées à ce stade du développement du dispositif. Seuls des rats adultes seront utilisés dans cette étude. À ce stade de développement, les animaux présentent une maturité physiologique complète, avec des mécanismes de défense, d’inflammation et de cicatrisation stables. Cela garantit des résultats fiables et comparables entre les animaux. L’utilisation d’animaux plus jeunes n’est pas adaptée, car leur croissance rapide pourrait modifier la cicatrisation et fausser les observations. À l’inverse, des animaux plus âgés pourraient présenter une récupération plus lente ou des problèmes de santé susceptibles d’interférer avec l’étude. Le choix de rats adultes permet également de garantir une meilleure tolérance à l’anesthésie et à la chirurgie, ainsi qu’une manipulation plus sûre et plus douce. Ce choix contribue ainsi à assurer à la fois la qualité scientifique des résultats et le respect du bien-être animal.

Tués à la fin du projet dans le cadre de l'apprentissage des gestes de mise à mort et des prélèvements post-mortem, 270 souris et 90 rats, soit 360 individus, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal peut recevoir jusqu'à dix injections, une par semaine sur dix semaines, jusqu'à trois prélèvements sanguins et jusqu'à trois administrations orales, une cinquantaine de personnes étant à former. Le porteur écrit que ces rats et ces souris viennent en grande majorité de son propre élevage, qu'il s'agit d'individus "dont le profil génétique n'est pas adéquat ou surnuméraires de la production destinée à d'autres projets", et que plusieurs gestes sont appris sur un même individu. La formation sur rongeurs vivants est justifiée par l'absence de "méthode de remplacement pour pouvoir permettre aux utilisateurs d'appréhender les interactions avec le rongeur, de ressentir les réactions de l'animal lors des manipulations".

Objectifs

Ce projet a pour but de former, de manière encadrée et progressive, les personnes amenées à manipuler des rats et des souris dans le cadre de la recherche scientifique. Cette demande s’inscrit dans le cadre de la section PE42-2 « Enseignement supérieur ou formation pour l'acquisition, le maintien ou l'amélioration de compétences professionnelles » de la commission européenne. Elle a pour objectif de couvrir les besoins en formation du personnel dans le cadre de la formation initiale ou du suivi des compétences, de garantir la meilleure préparation du personnel à la mise en œuvre des procédures expérimentales ainsi qu’à la manipulation des animaux au sein de notre établissement. Il s’agit d’un programme de formation pratique qui permet aux nouveaux arrivants et à ceux déjà formés d’apprendre les gestes techniques nécessaires, comme les prises de sang ou les injections, dans des conditions sécurisées et respectueuses des animaux. Il contribue ainsi à améliorer la qualité des soins aux animaux et la fiabilité des expériences. Ce programme de formation participe également à une démarche éthique plus large, en veillant à limiter le nombre d’animaux utilisés et à réduire au maximum leur stress ou leur douleur. Une cinquantaine de personnes est concernée par cette demande.

Bénéfices attendus

Ce projet de formation permet aux personnes qui travaillent en recherche d’apprendre à manipuler correctement les animaux de laboratoire, en particulier les rats et les souris. Il est important que ces gestes soient bien maîtrisés, car une erreur technique peut faire souffrir l’animal ou fausser les résultats d’une étude scientifique. Pour apprendre, les participants doivent s’entraîner directement sur des animaux vivants, car certains gestes ne peuvent pas être reproduits correctement sur des modèles artificiels. Toutefois, tout est mis en œuvre pour limiter le nombre d’animaux utilisés et pour réduire au maximum leur stress ou leur douleur. Cette formation encadrée permet ainsi d’assurer une meilleure prise en charge des animaux dans les futurs projets de recherche, en garantissant que les personnes soient compétentes, formées et responsables. C’est une étape indispensable pour améliorer les pratiques scientifiques tout en respectant les animaux.

Procédures

Les animaux pourront être soumis à 1 et jusqu’à 10 injections maximum (durée approximative 1 minute par geste, 1 geste par semaine sur 10 semaines maximum). Cela concerne maximum 170 animaux vigiles et 100 sous anesthésie. Ils pourront être soumis à 1 et jusqu’à 3 prélèvements sanguins (durée approximative 5 minutes par geste, 1 geste par semaine, espacé de trois semaines minimum). Cela concerne maximum 70 animaux vigiles et 200 sous anesthésie. Ils pourront également être soumis à 1 et jusqu’à 3 administrations orales (durée approximative 5 minutes, 1 geste par semaine, espacé d’une semaine). Cela concerne maximum 200 animaux. La prise de décision quant à la mise en place d'une anesthésie dépendra de la technique utilisée, des recommandations vétérinaires en la matière et du besoin de travailler avec un animal éveillé pour pouvoir interpréter son ressenti et adapter les gestes à ses réactions.

Impact sur les animaux

Les gestes que les participants apprennent à réaliser sur les rats et les souris peuvent parfois provoquer un léger inconfort, voire une douleur légère de quelques minutes. Cela dépend du type de geste (prise de sang, injection, etc.), de la fréquence à laquelle il est réalisé, et du niveau d’expérience de la personne en formation. Parmi les effets indésirables possibles, on peut citer : un stress passager lié à la manipulation de l’animal ou à la contention (tenir l’animal immobile pour le geste) ; de petites inflammations ou hématomes au point d’injection ou de prélèvement sanguin ; des réactions à l’anesthésie, comme une respiration ralentie ou un réveil plus long que prévu.

Devenir

L’ensemble des animaux sera mis à mort à l’issue du projet dans le cadre de l’apprentissage des gestes de mise à mort et de prélèvements post-mortem.

Remplacement

Il n’existe pas à ce jour de méthode de remplacement pour pouvoir permettre aux utilisateurs d’appréhender les interactions avec le rongeur, de ressentir les réactions de l’animal lors des manipulations. Cette formation est nécessaire en complément des supports existants pour apprendre aux manipulateurs à interpréter les réactions de l’animal et à réagir correctement en conséquence.

Réduction

Ce projet de formation a été conçu pour utiliser le moins d’animaux possible, tout en permettant aux participants d’apprendre correctement les gestes nécessaires à leur travail. Les animaux qui seront utilisés dans ce projet seront issus en grande majorité de notre propre élevage. Ce seront notamment des animaux dont le profil génétique n'est pas adéquat ou surnuméraires de la production destinée à d’autres projets, et destinés à mettre mis à mort. Nous réaliserons l’apprentissage de plusieurs gestes sur un même animal pour en limiter le nombre.

Raffinement

Les manipulations seront adaptées en fonction des techniques. Nous proposerons dès que possible l’enseignement de techniques alternatives non invasives sur l’animal. Toutes les injections se feront avec des solutions sans effet sur l’animal. Les volumes de prélèvements de sang seront effectués selon le poids de l'animal aux fréquences respectant sa physiologie. Nous mettrons en place une anesthésie gazeuse et une analgésie quand cela est recommandé pour certaines techniques engendrant une douleur chez l’animal. Le suivi du bien-être animal sera effectué quotidiennement par un personnel compétent, les utilisateurs seront également formés à ce suivi. Les animaux sont pris en charge dès leur naissance ou arrivée dans le service pour un suivi quotidien. Ils seront hébergés en groupe, dans le respect de leurs fratries respectives. Les animaux font l'objet de suivi avec des points limites stricts et spécifiques du projet.

Choix des espèces

Nous utilisons des rats et des souris car ce sont les deux principales espèces utilisées dans les autorisations de projets de notre établissement. Les formations seront réalisées préférentiellement sur animaux adultes, entre 6 semaines et 7 mois en nous adaptant à l’âge des animaux qui seront disponibles dans notre élevage au moment des apprentissages. Si un utilisateur souhaite toutefois acquérir ces mêmes techniques sur des animaux d’âge différent (entre 3 et 6 semaines), des animaux pourront être commandés auprès de fournisseurs agréés. En effet, le but de ce projet est de former chaque utilisateur à la manipulation de l’animal dans la tranche d’âge qu’il est susceptible d’utiliser dans ses propres expériences par la suite.

240 rongeurs, 180 souris et 60 rats, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Une solution de lipopolysaccharides leur est injectée dans le striatum sous anesthésie pour provoquer une inflammation du cerveau, puis, vingt-quatre heures plus tard, un cathéter est posé dans la veine de la queue et deux séances d'IRM encadrent l'injection du produit à tester. La mise à mort se fait sous anesthésie, par dislocation cervicale chez la souris, par décapitation ou par injection létale de pentobarbital. L'inflammation cérébrale sert ici de terrain de contrôle : elle permet de vérifier qu'un lot d'anticorps couplés à des billes de fer se fixe bien, à raison d'un animal par semaine, la préparation ne se conservant que sept jours.

Objectifs

L’accident vasculaire cérébral (AVC) est une pathologie neurologique grave causée par la formation d’un caillot entraînant l’occlusion partielle ou totale d’une artère cérébrale. Lors d’un AVC, les cellules immunitaires orchestrent la réponse inflammatoire en interagissant avec les neurones soumis à l’ischémie. Cette réponse inflammatoire locale peut s’avérer délétère, contribuant alors à l’aggravation de la zone lésionnelle lors de la phase aigüe. L’analyse des marqueurs inflammatoires à différents moments clés représente un enjeu majeur pour le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques visant à améliorer la prise en charge de l’AVC. L'objectif de ce projet est de valider, dans un modèle d’inflammation cérébrale, le bon couplage des anticorps reconnaissant des marqueurs de l’inflammation, avec les billes de fer pour visualiser l’inflammation par imagerie par résonnance magnétique (IRM). Pour rappel, les billes viendront se fixer à la zone inflammée. Avant leur utilisation dans des modèles d’AVC (pour lesquels nous disposons d’ores et déjà de DAP), chaque préparation doit être testée et validée chez des animaux présentant une inflammation cérébrale marquée. Celle-ci est en effet essentielle pour valider l’efficacité de la solution et éviter les faux négatifs. Pour se faire, nous utiliserons un modèle consistant en l’injection de lipopolysaccharides (LPS) dans le striatum pour induire une inflammation cérébrale à l’origine de la réponse inflammatoire, chez des souris ou des rats adultes et mâles (même espèce et même souche dans le contrôle de la solution de MPIO que pour notre étude principale). Avec cet animal, nous validerons alors la bonne fixation de la solution sur une zone inflammé, induite par le LPS. Pour bien comprendre la finalité, une fois validée, la solution de MPIO est alors administrée à des animaux entrant dans un autre projet (ayant une DAP à part) pour lesquels nous voulons identifier la présence ou non d’inflammation après l’induction d’un AVC.

Bénéfices attendus

L’objectif fondamental de ce projet consiste en la validation de la qualité d’outils d’imagerie moléculaire permettant de détecter l’inflammation cérébrale. En effet, cette procédure permettra de valider que le couplage billes magnétiques/anticorps de la solution préparée est suffisamment efficace pour détecter une inflammation dans le tissu via une séquence IRM. Cette étape est indispensable pour l’évaluation de l’inflammation chez des animaux soumis à un AVC et traités par des stratégies thérapeutiques innovantes. En présence de résultats encourageants, les molécules fournies par les partenaires industriels seront soumises à des essais cliniques, avec pour objectif ultime la mise sur le marché, dans les années à venir, de potentielles thérapies. Quel que soit leur caractère positif ou négatif, les résultats obtenus auront un impact significatif sur la recherche scientifique, en orientant les choix stratégiques et en affinant les axes de recherche.

Procédures

Les animaux seront soumis à une injection intracérébrale d’une solution de lipopolysaccharides (LPS) qui permettra d’induire une inflammation au niveau du striatum. Cette injection se fera sous anesthésie générale et analgésie et durera 20 minutes. Ensuite, 24 heures après l’administration de LPS, les animaux seront de nouveau anesthésiés et analgésiés et un cathéter sera posé au niveau de la veine de la queue (environ 1 minute). Ensuite, toujours sous anesthésie, les animaux passeront une IRM en environ 30 minutes puis les molécules à tester seront administrées par voie veineuse avant nouvelle acquisition IRM (10 minutes). A la fin de la procédure, les animaux toujours sous anesthésie et analgésie seront mis à mort par dislocation cervicale (uniquement chez la souris) décapitation ou injection léthale de pentobarbital.

Impact sur les animaux

L’administration striatale de LPS chez l’animal entraîne une neuro-inflammation associée à une inflammation systémique, pouvant induire une réduction de l’activité spontanée et une légère perte d’appétit, traduisant une souffrance modérée. L’administration intraveineuse des MPIO par la veine caudale des rongeurs n’entraînera pas de désagrément supplémentaire.

Devenir

A la fin du projet, tous les animaux seront donc mis à mort.

Remplacement

Ce projet correspond à l’étape indispensable de validation in vivo d’outils utilisés pour réaliser de l’imagerie moléculaire permettant de visualiser l’inflammation cérébrale. Actuellement il n’existe aucune méthode alternative à l’expérimentation animale nous permettant d’obtenir le même niveau d’information obtenue avec l’expérimentation animale. En effet, l’objectif est de valider la bonne détection d’une neuro-inflammation par IRM, méthode utilisée dans la plupart de nos études pour avoir un suivi longitudinal des animaux et éviter ainsi une multiplication du nombre d’animaux par groupe pour chaque temps étudié. Or, ce type d’analyse n’est pas compatible avec des méthodes alternatives telles que des coupes de tissus ou des cultures cellulaires.

Réduction

Nous avons déjà réduit le nombre d’animaux au strict minimum, en n’utilisant qu’un seul animal par semaine pour valider chaque préparation de MPIO couplés aux anticorps, dont la durée de validité n’excède pas 7 jours.

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans des cages standards répondant aux normes européennes actuelles et isolés de tous les bruits extérieurs. Au sein de chaque cage, les animaux auront toujours accès à divers types d’enrichissements : kraft, dôme en carton + brique aspen ainsi qu’accès ad libitum à la nourriture et à l’eau pendant toute la durée de stabulation. Leur bien-être sera suivi bi-quotidiennement par du personnel qualifié 5j/7 et quotidiennement pendant les week-ends et jours fériés. Durant toute la durée de l’étude, les animaux seront également régulièrement pesés (2 fois par semaine au minimum). Ils seront systématiquement pesés le jour de la chirurgie et le lendemain, avant l’injection des MPIO et de la réalisation de l’imagerie IRM. En cas de constatation de dépassement des points limites fixés et détaillés plus bas dans cette DAP, l’animal recevra une injection de buprénorphine si la précédente couverture analgésique n’est plus active, et 30 minutes après, sera placé sous anesthésie profonde et euthanasié par dislocation cervicale (uniquement chez la souris) ou décapitation. Alternativement, les animaux pourront être euthanasiés par injection léthale de pentobarbital.

Choix des espèces

La souris (Mus musculus) et le rat (Rattus norvegicus) occupent une place prépondérante dans la recherche médicale, particulièrement dans le développement de stratégies thérapeutiques. Cette prééminence découle de divers facteurs, notamment les homologies entre l’Homme et ces deux espèces, ainsi que la facilité de manipulation génétique, le coût relativement bas, et la logistique aisée associée à l'élevage et la stabulation de ces rongeurs. Ces caractéristiques (entre autres) font de la souris et du rat des modèles animaux privilégiés pour la recherche préclinique. Ils offrent la possibilité d'une analyse comparative et critique des résultats obtenus avec ceux de la littérature, renforçant ainsi la fiabilité des conclusions et leur applicabilité potentielle chez l'Homme Les animaux utilisés seront adultes le jour de l’administration de LPS (entre 8 et 12 semaines pour la souris, 6 à 10 semaines pour le rat) afin de nous placer dans les mêmes conditions que pour les animaux utilisés dans les modèles d’AVC.

Exposées chaque jour à une source de lumière bleue pendant six à douze heures sur une période de 28 jours, les mouvements restreints pour optimiser l'exposition, 900 souris et 900 rats subissent des procédures d'un niveau de souffrance modéré. S'y ajoutent jusqu'à six à huit instillations oculaires par jour, des administrations systémiques quotidiennes, des prélèvements sanguins hebdomadaires et des examens de la cornée sous sédation. Le porteur décrit les trois protocoles d'induction retenus comme "les moins contraignants pour les animaux", et annonce des picotements, des démangeaisons, des sensations de brûlure et de corps étranger dans les yeux. Sur les 1 800 rongeurs, 180 sortiront de l'étude après les examens d'inclusion et pourront être réutilisés dans d'autres procédures, les 1 620 autres étant tués pour les analyses histologiques.

Objectifs

L'objectif de ce projet est de développer des modèles expérimentaux de sécheresse oculaire chez le rat et la souris afin de tester l'efficacité de nouveaux traitements. Le syndrome de l'œil sec est une maladie multifactorielle affectant les larmes et la surface oculaire, plus fréquente chez les femmes et les personnes âgées, et touchant entre 5% et 35% de la population. Les manifestations cliniques sont variées et impactent considérablement la qualité de vie des patients. Les modèles de sécheresse oculaire chez les rongeurs sont bien documentés dans la littérature. Nous avons sélectionné trois modèles parmi les plus référencés, les plus efficaces en termes d'impact sur la surface oculaire et de réduction de la sécrétion de larmes, et les moins contraignants pour les animaux. Nous utilisons déjà ces modèles et souhaitons continuer à les proposer.

Bénéfices attendus

Le projet vise à développer des modèles expérimentaux performants permettant d’évaluer l’efficacité de nouveaux traitements. Dans un contexte où la recherche thérapeutique évolue constamment, il est essentiel de disposer d’outils fiables et adaptés pour tester ces innovations dans des conditions optimales. Ces travaux contribueront ainsi à améliorer la pertinence des résultats tout en veillant strictement au respect des principes de bien-être animal.

Procédures

Dans le cadre de ce projet, les animaux seront soumis à différents types d’interventions tout au long des 28 jours d’étude : 1. Exposition à la lumière bleue Afin d’induire et de favoriser l’apparition des signes de la maladie, les animaux seront exposés quotidiennement à une source de lumière bleue pendant une durée de 6 à 12 heures, sur une période maximale de 28 jours. 2. Examens Les animaux feront l’objet de plusieurs examens visant à suivre l’installation de la maladie, évaluer l’efficacité des traitements ainsi que leur état général et leur bien-être. La mesure de la production lacrymale et l’évaluation de l’intégrité du film lacrymal et de la surface oculaire sont des examens rapides, réalisés en quelques secondes, à raison de 1 à 2 fois par semaine. L’observation in vivo des couches cellulaires de la cornée constitue l’examen le plus long, sans dépasser 5 minutes, et sera réalisée une fois par semaine. L’évaluation des cellules à mucus, effectuée 1 à 2 fois sur les 28 jours, est également très rapide et ne dure que quelques secondes. 3. Administration des traitements Les traitements pourront être administrés par instillation oculaire chez des animaux vigiles, avec une fréquence variable pouvant atteindre plusieurs administrations quotidiennes (en moyenne 3, jusqu’à un maximum de 6 à 8 par jour). Les administrations systémiques (intraveineuse, intrapéritonéale, sous-cutanée ou orale) pourront être réalisées quotidiennement. L’ensemble des traitements sera administré pendant toute la durée de l’étude (maximum 28 jours) et chaque administration dure seulement quelques secondes. Certains examens ou administrations pourront nécessiter une sédation ou une anesthésie, qui resteront de courte durée et limitées afin de minimiser les effets secondaires. 4. Prélèvements sanguins Des prélèvements sanguins pourront être réalisés afin d’évaluer l’efficacité des traitements. Ces procédures sont rapides (quelques secondes) et leur fréquence sera limitée à une fois par semaine. 5. Suivi sanitaire et comportemental Un suivi quotidien de l’état sanitaire et du comportement des animaux sera assuré, complété par une pesée hebdomadaire. Les manipulations associées sont très brèves et les animaux seront immédiatement replacés dans leur environnement habituel.

Impact sur les animaux

Les nuisances attendues chez les animaux devraient principalement refléter celles observées dans la sécheresse oculaire chez l’homme, notamment des picotements, des démangeaisons, des sensations de brûlure, de sable ou de corps étranger dans les yeux. Ces manifestations sont liées à la composante inflammatoire de la pathologie. Le modèle expérimental inclura une exposition quotidienne répétée à la lumière bleue sur une période allant jusqu'à 28 jours, pouvant atteindre jusqu’à 12 heures par jour. Cette exposition, susceptible d’accentuer les signes d’inconfort oculaire en induisant ou en aggravant les altérations de la surface oculaire, notamment un dégagement de chaleur produit par les sources lumineuses, nécessitera de restreindre les mouvements de l'animal afin d'optimiser l'exposition Par ailleurs, les animaux seront soumis à un stress lié aux manipulations nécessaires à l’évaluation de la sécheresse oculaire. Ces manipulations incluent notamment le maintien de l’animal, l’instillation de solutions ou de colorants (fluorescéine, vert de lissamine), la réalisation du test de Schirmer pour mesurer la production lacrymale, l’évaluation du temps de rupture du film lacrymal (TBUT), ainsi que des examens cliniques répétés de la surface oculaire. Ces interventions, bien que brèves, peuvent engendrer un stress transitoire. L’administration des produits testés devrait entraîner, au maximum, une gêne locale de courte durée, potentiellement associée à une hyperémie conjonctivale, comme observé chez l’homme. De plus, l’administration sous-cutanée ou transdermique pourrait occasionner une légère réaction inflammatoire locale, se manifestant par une rougeur au point d’administration, sans conséquence majeure. Dans l’ensemble, ces nuisances sont attendues comme modérées et transitoires, et feront l’objet d’une surveillance attentive afin de garantir le respect du bien-être animal.

Devenir

A l'issue de la procédure, tous les animaux qui auront suivi la totalité de la procédure expérimentale : examens, induction de la pathologie et traitements, seront mis à mort pour permettre de réaliser les évaluations ex vivo (évaluations histologiques, dosage de produit...). Mais nous est estimons qu’une proportion de 10% animaux ne suivra pas la totalité de la procédure. Ces animaux seront potentiellement exclus de l’étude après les examens d'inclusion pratiqués en baseline qui servent à révéler un défaut anatomique ou physiologique. Ces animaux n'auront pas reçu d'induction de la pathologie, ni d'administration de traitement, seulement des examens qui ne sont pas invalidants mais qui potentiellement nécessitent une anesthésie. Ils pourront être réutilisés dans d’autres procédures expérimentales compatibles avec l’avis du vétérinaire

Remplacement

L'œil est un organe complexe, composé de plusieurs tissus anatomiquement et physiologiquement très différents. Il est soumis à d'importantes variations environnementales mécaniques et physicochimiques, ainsi qu'à des interactions biologiques significatives avec les tissus et organes voisins. À ce jour, bien que des méthodes alternatives telles que les tests in vitro (sur cellules ou tissus) et les simulations in silico existent, aucune ne permet de reproduire l'œil dans sa globalité fonctionnelle et environnementale. C'est pourquoi l'utilisation d'animaux vivants dans ces procédures expérimentales reste encore nécessaire pour atteindre les objectifs de ce projet.

Réduction

Le nombre maximum d'animaux prévu pour ce projet a été déterminé en fonction des distributions théoriques rencontrées dans les données bibliographiques et historiques de l'établissement, du nombre d'études estimées, et en tenant compte des variations du métabolisme, de la robustesse des mesures et de notre expérience. Ce nombre limité doit nous permettre de conclure sur l'efficacité ou non d'un traitement. L'effet d'un traitement sera évalué à chaque moment à l'aide de tests statistiques. Un calcul de l'effectif sera réalisé avant chaque étape afin d'ajuster et de revoir à la baisse, si possible, le nombre d'animaux à inclure dans les procédures. De plus, dès que les procédures expérimentales le permettront, des évaluations non invasives seront choisies tout au long du projet pour améliorer la condition animale et éviter la mise à mort inutile des animaux. De même, l'analyse des deux yeux sera privilégiée autant que possible afin de réduire le nombre d'animaux utilisés.

Raffinement

Un suivi quotidien des animaux sera réalisé afin de limiter autant que possible l’impact des procédures sur leur bien-être. Les rongeurs seront hébergés en groupe dans des cages équipées de nourriture et d’eau disponibles ad libitum, ainsi que d’éléments d’enrichissement à ronger. En fonction de leur comportement et des premiers résultats obtenus, cet enrichissement pourra être complété par des équipements supplémentaires, tels que des balançoires. Il pourra également être nécessaire de placer la nourriture à l’intérieur de la cage afin de ne pas réduire l’exposition à la lumière. Les examens non invasifs sélectionnés pour évaluer les signes cliniques de la maladie sont comparables à ceux réalisés chez l’homme en cabinet d’ophtalmologie ou chez l’animal en clinique vétérinaire. Les examens oculaires nécessitant l’immobilité de l’animal pourront être effectués sous anesthésie afin d’assurer son confort. Des points limites adaptés, précoces et suffisamment prédictifs seront définis afin de minimiser toute douleur. Ce projet a été soumis à un comité d’éthique pour évaluation et sera suivi par la structure en charge du bien-être animal de l’établissement.

Choix des espèces

Les espèces animales choisies ont une physiologie, une anatomie et un métabolisme largement décrits dans la littérature scientifique, facilitant ainsi l'extrapolation des effets sur l'œil à l'homme. De plus, les modèles expérimentaux de cette pathologie sont largement utilisés et bien documentés pour ces espèces, sur lesquelles le projet est basé. Pour ce projet, des souris et des rats ont été retenus afin de tenir compte des particularités anatomiques et physiologiques de chaque espèce, augmentant ainsi les chances de mener ce projet à terme. Les animaux utilisés seront de jeunes adultes à leur arrivée dans notre animalerie. Les rongeurs inclus dans ce projet auront entre 6 et 12 semaines conformément aux publications de référence qui servent de base aux modèles.

L'implant testé ici vise d'abord l'incontinence urinaire d'effort, puis le marché de la chirurgie esthétique, où le porteur chiffre à plusieurs millions les injections d'implants dermiques posées chaque année dans le monde. 72 rats femelles immunodéficients vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacun est opéré une fois sous anesthésie générale, reçoit quatre implants sous la peau, puis passe un scanner 3D sous anesthésie chaque semaine, le porteur annonçant une douleur de deux à trois jours et un risque accru de contamination lié à leur immunodéficience. Il attend de cet implant qu'il devienne "un leader sur ces marchés internationaux".

Objectifs

Les implants injectables sont utilisés pour traiter diverses pathologies, comme l'incontinence urinaire d'effort, qui touche 1 femme sur 5. Ils représentent également une part importante des interventions de chirurgie esthétiques (Ex : correction des rides, de cicatrices, etc.), et, dans une moindre mesure, de chirurgie oto-rhino-laryngologique (Ex : correction des cordes vocales) et de chirurgie dentaire (Ex : correction des gencives). Les implants injectables actuels provoquent une "réaction à corps étranger", c'est-à-dire une réaction inflammatoire chronique qui limite leur efficacité. De ce fait, les implants actuels ont une durabilité limitée, nécessitent des interventions chirurgicales répétées et sont associés à des complications telles que des douleurs chroniques, une migration et une érosion tissulaire. Nous proposons un nouvel implant injectable entièrement biologique qui évite la réaction à corps étranger. Cet implant est produit par des cellules humaines normales en laboratoire et n’est pas traité chimiquement, pour favoriser son intégration tissulaire. Notre hypothèse est que ce produit non vivant permettra la création d'un tissu vivant durable, sans inflammation chronique. Notre stratégie repose sur un matériau unique, entièrement biologique et d’origine humaine. Le but général de ce projet est d’apporter des preuves expérimentales qu’un implant injectable à base de ce matériau a le potentiel de devenir une solution chirurgicale alternative pertinente au traitement des diverses pathologies exposées précédemment.

Bénéfices attendus

Le bénéfice attendu à long terme du projet est un impact sociétal positif, en particulier pour la santé des femmes. Un implant injectable durable, évitant les complications et peu invasifs pour traiter, par exemple, l’incontinence urinaire d’effort améliorera la qualité de vie de millions de femmes. Cela entraînera également une réduction des coûts pour la société en limitant les complications et les réopérations. De plus, cet implant injectable entièrement biologique possède un fort potentiel commercial en ce qui concerne les applications en chirurgie esthétiques. Chaque année, des millions d’injections d’implants dermiques sont administrés dans le monde. Notre innovation a le potentiel de devenir un leader sur ces marchés internationaux car elle devrait fournir de meilleurs résultats (moins de complications et une efficacité plus durable) avec un changement minimal des pratiques chirurgicales.

Procédures

L’intervention est une chirurgie implantatoire. Chaque animal sera opéré une seule fois sous anesthésie générale (30 min maximum) et recevra 4 injections sous la peau. Après l’opération, une mesure du volume des implants par scanner 3D portable sous anesthésie générale est prévue de façon hebdomadaire. Cette expérimentation pourra être répétée (jusqu’à 3 fois), si nécessaire. C’est pourquoi, au total 72 animaux (3 x 24) sont impliqués dans ce projet.

Impact sur les animaux

Une douleur légère et de courte durée (2 à 3 jours maximum) est attendue suite à l’injection sous-cutanée des implants. Le risque d’infection au site d’implantation est très faible ainsi que la dégradation de l’état général de l’animal. L’immunodéficience des animaux augmente le risque de contamination de l’animal par un pathogène opportuniste. La manipulation (gestes de contention) de l’animal au cours de ce projet (changement des cages, injection sous-cutanée d’analgésique, imagerie sous anesthésie générale…) est également une source de stress pour l’animal (augmentation du rythme cardiaque, pression artérielle et niveau de cortisol).

Devenir

À l'issue de ce projet, tous les animaux seront euthanasiés car les tissus doivent être récupérés et analysés pour étudier la réponse immunitaire.

Remplacement

Un des objectifs de ce projet est d’étudier la réponse immunitaire de l’hôte envers les différentes conditions expérimentales. À ce jour, aucun système de modélisation ne peut suppléer l'utilisation d'un modèle animal étant donné la complexité du système immunitaire.

Réduction

Avant l’expérimentation, des tests seront réalisés sur rats post-mortem (provenant de projets précédents) pour déterminer le volume d’implants à injecter pour suivre le changement de volume des tissus à l’aide d’une reconstitution 3D de la peau par scanner portable. Cette étape permet de réduire le nombre d’animaux utilisés pour la mise au point de cette étude. Par ailleurs, l’animal possède une taille suffisante pour permettre l’injection de plusieurs implants dans le même animal permettant de réduire le nombre d’animaux nécessaire à la réalisation de cette étude. Une étude pilote sera réalisée pour déterminer la variabilité des conditions expérimentales. À partir des résultats de cette étude pilote, une méthode statistique à l’aide d’un logiciel sera utilisée pour calculer le nombre minimal optimal d’animaux à utiliser pour obtenir des résultats statistiquement différents.

Raffinement

Pour tous les animaux, une période d’acclimatation (minimum 7 jours) est appliquée avant l’initiation de tout protocole. Une analgésie adaptée est réalisée en pré- et post-opératoire. L’intervention est réalisée en condition stérile, dans une salle fermée par du personnel formé. Lors de l’intervention, les animaux sont placés sous anesthésie générale gazeuse (avec tapis chauffant). Après l’intervention, l’animal est placé dans une cage individuelle dédiée au réveil, avant d’être replacé dans la cage initiale (par groupe de 2 à 4). Les animaux étant immunodéficients, l’environnement auquel ils sont exposés est stérile (cage, nourriture, eau, milieu d’enrichissement adaptés favorables au bien-être de l’animal, personnel, matériel de chirurgie…). Des soins post-opératoires adaptés ont été définis ainsi que des points limites et un arbre décisionnel. Les animaux sont surveillés quotidiennement suite à l’intervention (surveillance accrue) pour détecter des signes de souffrance et traités pour corriger la situation (par exemple : antiseptique local en cas d’infection).

Choix des espèces

Le recours à un modèle animal génétiquement modifié est nécessaire pour éviter le rejet de greffe car les implants injectables à tester sont d’origine humaine. Le modèle rongeur, le rat immunodéficient, a donc été sélectionné pour cette première étude. De plus, le rat est plus grand que la souris ce qui permet d’implanter plusieurs implants dans le même animal et de réduire le nombre d’animaux nécessaire à cette expérimentation. À ce stade précoce du développement d’implants injectables biologiques et humains, ces expérimentations chez le rongeur permettront de valider un premier cahier des charges de l’implant injectable et d’éviter le recours à d’autres espèces de plus gros animaux. Des rats adultes (âgés de 6 semaines ou plus), femelles, seront utilisés dans ce projet car l’objectif à long terme de ce projet est le développement d’implants pour traiter, notamment, l’incontinence urinaire d’effort qui touche les femmes adultes.