Rats
Formation : raffinement et maintien des compétences des techniques d’administrations et de prélèvements chez la souris et le rat
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
Rats : 50
Nés à l'animalerie sans le génotype ou le phénotype attendus, ou sortis d'études antérieures, 450 souris et 50 rats servent de support d'entraînement aux gestes techniques, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque individu subit jusqu'à dix gavages, injections intrapéritonéales, sous-cutanées, intraveineuses ou rétro-orbitaires, et prélèvements de sang à la veine caudale, mandibulaire ou au sinus rétro-orbitaire, la ponction intracardiaque étant suivie d'une mise à mort par dislocation cervicale. Le champ structuré du devenir range les 500 individus en réutilisation, alors que le texte annonce la mise à mort de tous à la fin des procédures, ce qui rend fausse la colonne devenir de cette fiche. Le porteur affirme qu'il n'existe pas de méthode de substitution capable de restituer les comportements et les réactions des souris et des rats, et présente le projet comme un gain de "bien-être" pour les individus utilisés ensuite dans d'autres protocoles.
Objectifs
Les personnes travaillant avec des animaux de laboratoire doivent maitriser des gestes techniques plus ou moins complexes : administrations, prélèvements, technique de mise à mort. Leur formation initiale doit parfois être complétée par une formation spécifique, en fonction des études qu’ils seront amenés à faire et de l’évolution des connaissances et des pratiques. Pour ce projet, nous prévoyons d’utiliser au maximum 500 animaux (450 souris et 50 rats) sur une durée de 5 ans. Dans la très grande majorité des cas, il s’agira d’animaux nés au sein de l’animalerie et non utilisés dans les projets de recherche car ne remplissant pas les critères d’inclusion : génotype, phénotype (sexe, âge…) La personne en formation sera systématiquement accompagnée par une personne experte dont la maitrise est reconnue pour le geste. La formation se divisera en plusieurs étapes : formation théorique sans animaux, observation, réalisation sous une supervision directe. Pour valider l’acquisition des gestes, la personne experte tiendra compte de critères de réussite et de critères de réalisation, définis pour chaque geste technique.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra aux utilisateurs d’acquérir de nouveaux gestes ainsi que de l'expérience, raffiner les gestes et maintenir des compétences. Cela garantira un meilleur respect du bien-être des animaux utilisés à posteriori dans des projets expérimentaux.
Procédures
L'administration par voie orale (gavage) chez la souris et le rat sera réalisée sur animal vigile après contention et en moins de 30 secondes. L'administration par voie sous-cutanée chez la souris et le rat sur animal vigile après contention sera réalisée en moins de 30 secondes. L'administration par voie intrapéritonéale chez la souris et le rat sera réalisée sur animal vigile après contention et en moins de 30 secondes. L'administration par voie intraveineuse caudale sur animal anesthésié dans un premier temps puis vigile lors de la maitrise du geste sera réalisée en moins de 2 minutes. L'administration par voie rétro-orbitale sera réalisée sur animal anesthésié en moins de 30 secondes. Le prélèvement de sang au niveau de la veine caudale sera réalisé sur animal anesthésié dans un premier temps puis vigile lors de la maitrise du geste et sera réalisé en moins d'une minute. Le prélèvement de sang au niveau de la veine mandibulaire et sous-faciale sera réalisé sur animal vigile et durera moins d'une minute. Le prélèvement sanguin au niveau du sinus rétro-orbitaire sera réalisé sur animal anesthésié en moins de 30 secondes. Un animal subira au maximum dix fois l'une de ces procédures.
Impact sur les animaux
Les administrations en intrapéritonéale, sous-cutanée, par voie intraveineuse caudale ainsi que le gavage seront réalisés sur animal vigile après contention ce qui peut engendrer un stress à l'animal. Les prélèvements de sang (veine caudale, mandibulaire, sous faciale) seront réalisés sur animal vigile après contention ce qui peut engendrer un stress à l'animal mais également un affaiblissement de l'animal lié au prélèvement sanguin, c'est pourquoi les animaux seront observés régulièrement. L'administration et le prélèvement sanguin par voie rétro-orbitale seront réalisés sur animal anesthésié ayant reçu au préalable une goutte d’anesthésiant ophtalmique au coin de l’œil. Le prélèvement de sang par ponction intracardiaque sera réalisé sur animal anesthésié et ayant reçu une injection d’analgésique en sc au préalable. Cette injection sera réalisée sur animal vigil pouvant entrainer un stress. Le prélèvement durera moins de 5 minutes. A la suite de cette procédure l'animal sera euthanasié par dislocation cervicale.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin des procédures car les animaux auront subi au maximum dix procédures légères et/ou une procédure sans réveil.
Remplacement
Pour ce projet, il n’existe pas de méthode de substitution, qui pourrait restituer fidèlement les comportements et réactions des animaux et/ou la manipulation des tissus vivants. Ces gestes étant très spécifiques de l’espèce, ils doivent être acquis chez l’espèce cible.
Réduction
Les animaux seront issus d'études antérieures ou n'ayant pas le génotype ou le phénotype ciblés et utilisés pour plusieurs gestes techniques de ce projet lorsque ceux-ci sont compatibles.
Raffinement
Les animaux bénéficient d'un enrichissement social et physique dans la zone d'hébergement. Les animaux bénéficieront d'un environnement contrôlé (température, humidité, pression), avec alternance jour/nuit (12h/12h), accès à la nourriture et l’eau de boisson ad libitum, change des cages 1 fois/semaine, hébergement en groupe avec respect de la densité recommandée (nous gardons toujours les fratries ensemble afin de contribuer au bien-être tout en limitant l’agressivité entre mâles). Enfin, les animaux bénéficieront également d'un enrichissement constitué de coton et de « maisons » en carton afin de les stimuler, diminuer le stress et afin qu’elles puissent se construire un « nid ». Un suivi quotidien de l’état de santé des animaux sera réalisé avec une recherche systématique de points limites. Tous les gestes invasifs seront réalisés sous anesthésie générale avec une analgésie adaptée selon la procédure.
Choix des espèces
Les animaux qui seront utilisés dans ce projet correspondent à l’espèce cible autorisée pour l’établissement utilisateur, que les personnes en formation auront à manipuler au cours des expérimentations. De plus environ 60 % des animaux utilisés pour la recherche pré-clinique sont des souris. Les animaux utilisés dans ce projet seront des animaux adultes. Ce projet n’a pas pour objectif de former le personnel sur l’animal à d’autres stades de développement.
Projet travaux pratiques – Castration, Supplémentation hormonale et Comportement
- Enseignement supérieur
Castrés chirurgicalement en une trentaine de minutes, puis soumis à quinze injections quotidiennes de testostérone, des rats mâles passent un test d'anxiété de cinq minutes et une rencontre sexuelle de trente minutes avec une femelle. 240 rats vont être utilisés sur cinq ans, 32 mâles et 16 femelles par session annuelle, chaque femelle étant employée pour deux mâles, dans des procédures d'un niveau de souffrance léger à modéré, pour des travaux pratiques destinés à former 50 à 75 étudiants. Le champ structuré du résumé classe les 240 rats comme rendus à l'élevage, alors que la narration annonce une mise à mort une à deux semaines après la fin du protocole, au cours d'autres travaux pratiques, pour utiliser leurs organes. Le porteur présente cette suite comme un moyen de "valoriser les animaux déjà utilisés", et affirme que les étudiants ainsi formés "amélioreront le bien être des futurs animaux avec lesquels ils travailleront".
Objectifs
Au niveau pédagogique, l’objectif de ce projet est de fournir aux étudiants une formation pratique approfondie en Neurosciences et Physiologie leur permettant de mettre en application les connaissances théoriques acquises précédemment. Ces travaux pratiques visent à consolider : - Les compétences acquises dans le cadre de la formation réglementaire en expérimentation animale de niveau Praticien sur Rongeurs précédemment validée lors du parcours de formation initiale des étudiants. Dans ce projet, les étudiants ont à prendre en charge l’ensemble des étapes d’un protocole expérimental, depuis sa préparation jusqu’à l’analyse et l’interprétation des résultats. Cette approche leur permet de développer leur maîtrise pratique des procédures d’expérimentation animale, leur autonomie et leur capacité à conduire un projet expérimental dans son entièreté. - Des compétences en physiologie et démarche scientifique. L’objectif est alors d’étudier les effets comportementaux de la castration chirurgicale chez le rat et de déterminer dans quelle mesure une supplémentation en testostérone permet de restaurer ces effets. La formation est organisée sous la forme d'une session annuelle de travaux pratiques d'une durée de six semaines. Chaque session permet de former entre 10 et 15 étudiants, répartis en groupes de cinq étudiants maximum et intervenant à tour de rôle de façon quotidienne tout au long du protocole expérimental. Un effectif annuel de 48 animaux permet ainsi la formation pratique de l'ensemble des étudiants aux différentes étapes expérimentales, tout en limitant le nombre d'animaux utilisés par la mutualisation des animaux entre les groupes d'étudiants. Sur les cinq années de validité du projet, cinq sessions sont prévues, permettant ainsi de former entre 50 et 75 étudiants pour un effectif maximal total de 240 animaux.
Bénéfices attendus
L’analyse du devenir des étudiants des années précédentes montrent que ce projet de travaux pratiques constitue avec la certification en expérimentation animale obtenue précédemment, un plus non négligeable favorisant leur acceptation en stage ainsi que leur insertion professionnelle. Grâce à cette formation, les étudiants améliorent leurs pratiques et donc amélioreront le bien être des futurs animaux avec lesquels ils travailleront.
Procédures
Les rats mâles seront soumis à une chirurgie de castration d’une durée de l’ordre de 30 min, 2 injections sous la peau de médicament diminuant la douleur d’une durée de quelques secondes chacune, puis une injection quotidienne durant les 5 jours de la période après chirurgie du même médicament, 15 injections d’hormones sexuelles masculines (une par jour), et à 2 tests comportementaux de durée respective de 5 (test d’anxiété) et 30 min (rencontre et coït avec une femelle), chaque test étant réalisé à des jours différents. Les rats femelles seront soumises à 3 injections d’hormones féminines (une injection par jour durant 3 jours) d’une durée de quelques secondes chacune, et à la rencontre et coït avec un mâle (la même femelle est utilisée pour étudier le comportement sexuel de 2 mâles lors de 2 sessions différentes).
Impact sur les animaux
Les nuisances ou effets indésirables attendus sont les suivants : 1) la chirurgie de durée courte peut entraîner un risque de stress post-chirurgical faible, avec une douleur qui reste limitée et passagère , 2) les injections sous-cutanées quotidiennes lors de la supplémentation hormonale peuvent entraîner un léger stress de situation lié à la prise en main de l’animal et une douleur très légère au site d’injection durant quelques secondes, et 3) la réalisation des tests comportementaux peut entraîner un léger stress de situation, de courte durée (5 mins et 30 mins).
Devenir
À l’issue de la procédure expérimentale, les animaux seront maintenus en vie pendant une à deux semaines dans l’animalerie. Ils seront ensuite mis à mort lors de la réalisation d’autres travaux pratiques, afin de permettre leur transfert en salle de travaux pratiques et l’utilisation de leurs organes dans le cadre de ces enseignements. Cette organisation permet de valoriser les animaux déjà utilisés dans le présent projet et d’éviter le recours à des animaux supplémentaires pour ces autres activités pédagogiques.
Remplacement
Le recours à des animaux vivants est nécessaire pour permettre aux étudiants d’acquérir une expérience pratique dans la réalisation et le suivi d’une étude sur l’animal, qui ne peut être reproduite à l’aide de vidéos ou de simulations. Cette formation leur permet de mettre en pratique les connaissances acquises au cours de leur cursus, d’apprendre à manipuler et à suivre les animaux dans le respect de leur bien-être et de comprendre comment sont réalisés et analysés des travaux expérimentaux. Cette expérience pratique constitue une préparation importante à leur future activité professionnelle et favorise ainsi leur acceptation en stage et leur insertion professionnelle, notamment pour les étudiants amenés à travailler dans des domaines utilisant des modèles animaux.
Réduction
Le nombre de rats mâles prévu par an dans ce projet est de 32 répartis en 4 groupes de 8 animaux chacun. Le nombre de 8 rats par groupe est celui estimé être suffisant et nécessaire pour permettre une exploitation statistique des résultats avec une puissance statistique satisfaisante (>60%). Une puissance statistique nécessaire à la mise en évidence significative des effets recherchés est importante pour que des étudiants de 2ème année de master puisse conduire un plan expérimental à son terme et être dans des conditions d'exploitation des résultats comparables à celles dans lesquelles ils seront lors de leur carrière future. Il faut également ajouter 16 femelles qui seront utilisées pour le test de comportement sexuel. Afin de réduire le nombre d’animaux, 1 femelle sera utilisée pour tester 2 mâles. Le nombre total d’animaux nécessaire est donc de 32 mâles et 16 femelles soit 48 animaux par année universitaire. Le nombre total d’animaux pour ce projet pour une durée de 5 ans est donc de 240 rats.
Raffinement
La procédure chirurgicale de castration sera réalisée sous anesthésie générale. Les animaux seront maintenus pendant la procédure sur des tapis chauffants. Un antalgique sera administré une première fois en pré-opératoire puis après le réveil des animaux. Le traitement sera poursuivi dans les 5 jours suivant la chirurgie. Une surveillance quotidienne de l’état général des animaux sera mise en place et une surveillance accrue de la cicatrisation aura lieu dans la période des 5 jours post-chirurgie. Les manipulations réalisées par les étudiants seront systématiquement réalisées sous la surveillance d’un enseignant-chercheur.
Choix des espèces
Le rat est utilisé pour ses caractéristiques physiologiques bien connues. Sa taille facilite son élevage et ses qualités au plan de leur comportement social facilitent la coopération et la manipulation par les étudiants. Cette espèce animale présente donc toutes les qualités requises par rapport aux exigences qui sont imposées par ce type d’enseignement. Pour ce projet, des rats mâles âgés de 8 semaines seront utilisés et les tests comportementaux réalisés un mois après la castration, c’est à dire avec des animaux âgés de 12-13 semaines.
Essai réglementaire de toxicité par injection sous-cutanée, intramusculaire et/ou intradermique avec ou sans implantation (couplé ou non à une évaluation de la tolérance locale)
- Formation professionnelle
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Lapins : 2460
Un produit de santé est implanté ou injecté sous la peau, dans le derme ou dans le muscle de 7 490 rats et 2 460 lapins, au cours d'une chirurgie de dix à vingt minutes sous anesthésie, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Certains des 9 950 animaux non-humains du projet reçoivent jusqu'à six réinjections hebdomadaires, les sites d'implantation étant tatoués et les fils retirés après une quinzaine de jours de cicatrisation. Ces essais remplissent une exigence réglementaire avant la mise sur le marché du produit, et le porteur écrit que "L'utilisation d'animaux est requise dans la réglementation". Tous sont tués pour autopsie, la perte de conscience survenant en cinq à dix minutes chez le rat et en dix à vingt minutes chez le lapin.
Objectifs
Le projet vise à respecter les exigences des autorités réglementaires et des normes en vigueur avant l’utilisation d’un produit de santé chez l’Homme. Il évalue la toxicité (i.e. les éventuels effets indésirables sur le corps) et/ou les effets locaux (i.e. les éventuels effets indésirable au lieu d'administration) du produit de santé ou de ses composants après injection sous la peau et/ou dans le muscle et/ou dans le derme (sur une durée de 14 jours à deux ans, afin de reproduire au mieux la façon dont le produit sera utilisé chez les patients). L'objectif est de vérifier que le produit de santé ne présente pas de risque indésirable pour l'organisme, notamment si certains de ses composants ou particules peuvent se retrouver dans le sang. Les risques éventuels liés à l’utilisation de ce produit doivent être acceptables et garantir une haute protection de la santé et de la sécurité des patients et des utilisateurs.
Bénéfices attendus
Ce projet permet de s’assurer, avant sa mise sur le marché, que le produit de santé est sûr pour les patients afin de répondre aux exigences des autorités réglementaires. Il permet ainsi d’évaluer les risques éventuels liés à l’utilisation de ce produit et de s'assurer que ces risques sont acceptables par rapport aux bienfaits/bénéfices apportés aux patients. Les résultats des études aideront à décider si le produit peut être mis ou maintenu sur le marché, conformément aux règles en vigueur.
Procédures
Lors de la chirurgie réalisée sous analgésie/anesthésie, un ou des site(s) sous la peau au niveau du dos de l’animal et/ou dans le muscle au niveau du dos ou de la cuisse et/ou dans le derme au niveau du dos (environ 10 à 20 minutes) seront réalisés. Dans le cas uniquement d’injection dans la peau, des réinjections réalisées sous analgésie/anesthésie (environ 10 à 20 minutes par procédure de réinjection) seront réalisés dans un maximum de une fois toutes les semaines (étude d’une durée de 1 mois), une fois toutes les semaines maximum sans excéder un total de maximum 6 réinjections (études supérieures à 1 mois). Il est possible d'ajouter à cela des implantations dans la peau, dans le derme ou dans le muscle, ainsi que le tatouage de ces sites pendant la même procédure sous anesthésie (10 minutes additionnelles). Après cicatrisation (environ 14 jours), retrait des fils ou des agrafes utilisés pour fermer les plaies (maximum 5 minutes par animal). La réalisation de prélèvements sanguins pendant l’étude (si besoin et selon une fréquence et un volume n'affectant pas l'animal), représente une durée maximale de 5 minutes par prélèvement (incluant l’analgésie et l’anesthésie lorsque nécessaire). Pour le prélèvement de sang réalisés par l’artère centrale ou la veine marginale de l’oreille chez le lapin, afin de faciliter la visualisation du vaisseau, si nécessaire, les animaux pourront être placés sous lampe infrarouge maximum 5 minutes. En fin d’étude, les animaux sont de nouveau traités contre la douleur et anesthésiés. Des prélèvements sanguins et parfois urinaires ont lieu. L’animal est mis à mort ainsi en 10 à 15 minutes (après perte de conscience en 5 à 10 minutes) chez le rat, 30 à 40 minutes (avec perte de conscience en 10 à 20 minutes) chez le lapin, pour prélèvement des organes.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables pouvant être observés sont principalement dus à l’injection/l’implantation sous la peau et/ou dans le muscle et/ou dans le derme, qui peut engendrer un stress et/ou une douleur localisée au lieu d'injection/d’implantation (par l’acte en lui-même ou la réaction pouvant apparaitre dans la zone). Des effets liés au produit en cas d'effets indésirables peuvent aussi être constatés, avec des signes de douleur ou de mal-être.
Devenir
Pour les besoins de l'étude, une autopsie est nécessaire afin d’observer les organes. Ceci permet d'évaluer les effets potentiels de toxicité du produit de santé à tester. Ces analyses réalisées sur le sang et sur les organes prélevés expliquent l'impossibilité en fin d'étude de maintenir en vie les animaux utilisés.
Remplacement
L’utilisation d’animaux est requise dans la réglementation. Les méthodes alternatives existantes ne permettent pas d’évaluer les effets toxiques à court, moyen ou long terme des produits de santé sur les différents organes, en raison de la complexité des mécanismes de régulation d’un organisme vivant. Il n'existe pas de test in vitro validé ni de modèle simulé par ordinateur capable de reproduire la complexité d'une réaction locale des tissues et/ou des à distance sur l’organisme. L’utilisation d’animaux est alors obligatoire pour y parvenir.
Réduction
Le nombre d’animaux est limité au strict nécessaire, conformément aux attendus réglementaires en vigueur. Lorsque cela est possible, les groupes témoins sont mutualisés et le maximum de données sont recueillies sur tous les animaux. Des études préliminaires, réalisées sur un nombre restreint d’animaux, peuvent être menées pour orienter la suite du projet de développement du produit avant la réalisation d’étude réglementaire sur un nombre plus important d’animaux.
Raffinement
Elle repose sur l’utilisation d’analgésiques et d’anesthésiques lorsque cela est nécessaire, ainsi qu’un suivi sanitaire et clinique renforcé durant les phases post-opératoires. En cas d’anomalie clinique le nécessitant, un examen par l’équipe vétérinaire est réalisé afin d’assurer une prise en charge adaptée de l’animal. Le suivi des animaux permet la mise en place de mesures très rapidement après détection d’un point limite précoce.
Choix des espèces
Les espèces animales choisies (rat et lapin) sont définies dans les textes de référence. De plus, elles sont largement utilisées, rendant disponibles de nombreuses données dans la littérature et permettant ainsi une interprétation robuste des effets observés. Au démarrage de l’étude, les rats sont généralement utilisés au stade jeune adulte (rats âgés d’environ 6 à 8 semaines) et les lapins devront peser au minimum 2.5 kg, l’organisme étant ainsi entièrement développé sur le plan physiologique et métabolique. Ce stade permet une évaluation fiable et reproductible des effets systémiques, sans interférence liée à la croissance ou au vieillissement, et limite la variabilité biologique. Lorsque la procédure le nécessite ou dans le cas des propriétés intrinsèques du produit à tester (e.g. quantité et/ou taille du matériel à tester importante), des animaux d’un poids plus important (donc plus âgés) peuvent être utilisés.
Etude exploratoire prospective de la distribution du tramadol et de ses métabolites chez le rat après administration d’une dose thérapeutique ou supra-thérapeutique orale et unique
- Recherche appliquée
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
Un gavage unique de tramadol, à dose thérapeutique ou supérieure, est le seul geste pratiqué sur les 84 rats vivants de ce projet. Tout le reste vient après leur mise à mort, les organes étant prélevés à différents délais pour suivre la répartition du médicament et de ses produits de transformation dans le corps. Les procédures impliquent un niveau de souffrance léger à modéré, et le porteur signale comme nuisances le stress du gavage et d'éventuels effets indésirables du tramadol, suivis par une grille quotidienne. L'objet réel est de fixer le délai le plus utile entre la prise et la mort, pour préparer un second projet sur les prises répétées, à l'usage des expertises toxicologiques demandées par la justice.
Objectifs
Le tramadol est un médicament utilisé pour soulager les douleurs modérées à importantes. Bien qu'efficace, il peut entraîner un risque de dépendance, de mauvaise utilisation et, dans certains cas, d'intoxication grave. Lorsqu'un décès survient, les médecins légistes analysent souvent les concentrations de tramadol dans l'organisme pour déterminer si ce médicament a pu jouer un rôle. Cependant, après la mort, les substances présentes dans le corps peuvent se déplacer entre les différents organes et le sang, ce qui complique l'interprétation des résultats. À ce jour, on connaît encore mal l'évolution du tramadol et de ses principaux produits de transformation après le décès, en particulier chez les personnes qui prennent ce médicament de façon régulière. Ce manque de connaissances peut rendre plus difficile la détermination des causes d'un décès. Cette étude utilisera le rat, dont le devenir du tramadol dans l'organisme est proche de celui de l'Homme et le but est d'étudier comment le médicament et ses principaux produits de gradation se répartissent dans différents organes. L'objectif final est d'améliorer l'interprétation des analyses toxicologiques réalisées en médecine légale et de contribuer à une détermination plus fiable des causes de décès impliquant le tramadol.
Bénéfices attendus
Le tramadol est un médicament très prescrit. Sa mauvaise utilisation et le risque de dépendance qu’il entraîne en fait un problème de santé publique, et ce médicament est retrouvé lors des décès par intoxication. Comprendre comment le tramadol et ses produits de transformation dans l’organisme se répartissent dans l’organisme est essentiel pour interpréter les concentrations mesurées lors des autopsies. Ce projet permettra de déterminer le délai le plus pertinent entre la prise du médicament et le décès de l’animal, afin de préparer un second projet qui étudiera comment ces concentrations évoluent après la mort en cas de prises répétées. Ces travaux apporteront des informations utiles à la recherche des causes de décès, attendues à la fois par la justice et par les familles.
Procédures
La seule intervention réalisée sur l’animal vivant sera sa prise en main et l’administration unique du médicament directement dans l’estomac, au moyen d’une sonde. Le médicament est administré soit à une dose comparable à celle utilisée en traitement, soit à une dose supérieure à celle habituellement prescrite. Ce geste dure moins d’une minute et n’est pas douloureux pour l’animal. Tous les prélèvements sont réalisés après la mort de l’animal.
Impact sur les animaux
La première nuisance d’ordre légère, est liée au mode d’administration par gavage, pouvant engendrer un stress à l’animal. La deuxième nuisance concernera l’apparition d’éventuels effets indésirables du tramadol (pour cela une grille de surveillance quotidienne a été établie).
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à l'issue de la procédure par une technique réglementaire à chaque temps mais également si nécessaire en cas d'atteinte de point limite.
Remplacement
La mauvaise utilisation et le détournement du tramadol sont à l’origine de décès, ce qui conduit la justice à demander des expertises sur l’origine de ces décès. Pour progresser, il est nécessaire d’étudier comment le médicament et ses produits de transformation dans l’organisme se répartissent dans l’organisme, puis se déplacent entre les organes après la mort. Il n’existe aucune méthode de simulation informatique ni de modèle en laboratoire permettant de reproduire ces phénomènes, qui font intervenir l’organisme entier. Le recours au modèle animal est donc indispensable, et le rat a été choisi parce que le devenir du tramadol dans son organisme est très proche de celui observé chez l’être humain.
Réduction
Il s’agit d’une étude exploratoire. Le nombre d’animaux a été réduit au minimum nécessaire : six animaux pour chaque délai étudié, dans chacun des deux groupes. Cet effectif est le plus petit permettant une description fiable des résultats. Les mâles et les femelles sont utilisés en nombre égal, la littérature ne rapportant pas de différence attendue entre les deux sexes pour les éléments étudiés.
Raffinement
À leur arrivée, les animaux bénéficient d’une période d’adaptation de sept jours. Ils sont habitués progressivement à être pris en main, afin de limiter le stress lié à l’administration du médicament. Ils sont surveillés quotidiennement et pesés avant l’administration. Une grille de surveillance comportant des critères d’arrêt précis a été établie : si l’un de ces critères est atteint, notamment en cas de douleur importante ou de difficulté d’accès à l’eau, à la nourriture, ou de perte de mobilité, l’animal est mis à mort par une méthode réglementaire.
Choix des espèces
Le métabolisme du tramadol chez le rat présente des similitudes majeures avec celui observé chez l’humain. Les profils pharmacocinétiques (absorption, métabolisme hépatique, élimination rénale), ainsi que les principaux métabolites (M1, M2, M5), sont comparables.
Effet de composés en développement, administrés seuls ou en combinaison avec un composé de référence, sur le métabolisme de rat rendu obèse par une alimentation enrichie en graisses
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
540 rats rendus obèses par une alimentation enrichie en graisses vont être utilisés, tous tués à l'issue pour prélèvement d'organes et de sang, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacun vit seul jusqu'à douze semaines, subit jusqu'à 84 pesées, 36 administrations de traitement, sept prélèvements sanguins, deux mises à jeun de quatre à six heures et deux sessions de 36 heures de mesure des dépenses énergétiques. Le porteur reconnaît que l'hébergement individuel constitue une nuisance d'isolement chez une espèce sociale, et que l'obésité induite réduit leur capacité de mouvement. Ce que vise le projet, c'est le tri de candidats médicaments anti-obésité avant les phases réglementaires suivantes, les retombées pour les patients restant énoncées au conditionnel et à terme.
Objectifs
L’obésité constitue aujourd’hui un enjeu majeur de santé publique à l’échelle mondiale. Selon l’Organisation mondiale de la santé (OMS), le nombre de personnes vivant avec une obésité a presque triplé depuis 1975, dépassant 650 millions d’adultes en 2016. Cette maladie est associée à de nombreuses complications, telles que le diabète, les maladies cardiovasculaires ou encore certaines atteintes musculosquelettiques, ce qui justifie le développement de nouvelles approches thérapeutiques. Parmi les traitements récemment mis à disposition, le tirzépatide, un médicament agissant sur des mécanismes impliqués dans la régulation de l’appétit et du métabolisme, a démontré une efficacité remarquable pour induire une perte de poids. Cependant, cette perte de poids s’accompagne non seulement d’une diminution de la masse grasse, mais également d’une réduction de la masse musculaire. Cet effet est préoccupant chez les personnes souffrant d’obésité, qui présentent déjà un risque accru de perte de masse et de fonction musculaires. Dans ce contexte, le présent projet vise à évaluer de nouveaux candidats médicaments destinés au traitement de l’obésité. Sur une période de cinq ans, jusqu’à dix études indépendantes seront réalisées chez des rats présentant une obésité induite par une alimentation riche en graisses, un modèle couramment utilisé pour reproduire certains aspects de la maladie humaine. Les composés étudiés ciblent différentes voies biologiques impliquées dans la régulation du poids corporel et de l’équilibre énergétique. Leur efficacité sera évaluée lorsqu’ils sont administrés seuls, mais également en association avec un traitement de référence. Les objectifs du projet sont de déterminer la capacité de ces nouveaux traitements à réduire durablement le poids corporel, d’évaluer leur potentiel à renforcer les effets bénéfiques des traitements de référence lorsqu’ils sont utilisés en combinaison, et d’étudier leur aptitude à préserver la masse et la fonction musculaires. À terme, ces travaux pourraient contribuer au développement de stratégies thérapeutiques plus efficaces et mieux adaptées aux besoins des patients atteints d’obésité.
Bénéfices attendus
Ce projet s'inscrit dans le cadre du développement d'un composé anti-obésité visant l'humain. Alors que plusieurs molécules anti-obésité ont été autorisées ces vingt dernières années, un grand nombre d'entre elles se sont vues retirées du marché en raison d'effets secondaires graves. Seules 3 spécialités sont actuellement approuvées en Europe pour des traitements de longue durée du surpoids et de l'obésité, dont le tirzépatide qui est le plus efficace et le plus prescrit. Néanmoins, le tirzépatide présente un effet délétère sur la masse et la fonction musculaire lors d'administration chroniques. Le bénéfice attendu du présent projet est double car si les résultats sont concluants, le composé X pourra venir compléter l'arsenal thérapeutique anti-obésité, en administration seule ou combinée avec le composé de référence, et dans ce dernier cas, il pourrait en améliorer l'efficacité tout en contrant ses effets secondaires au niveau musculaire.
Procédures
Les animaux seront soumis aux interventions suivantes: 1) Hébergement individuel (max. 12 semaines); 2) Manipulations par les expérimentateurs pour des mesures de poids corporel (max. 84 mesures; durée : 1 minute); 3) Administration des traitements (max. 36 administrations ; durée : 1 minute); 4) Analyse non invasive de composition corporelle (2 mesures; durée : 2 minutes); 5) Mesure de glycémie (6 mesures; durée : 2 minutes); 6) Mise à jeun en présence d'eau (2 fois; durée : 4h à 6h); 7) Prélèvements sanguins (7 prélèvements; durée : 5 min); 8) Mesure des dépenses énergétiques (2 sessions de mesure; durée : 36h); 9) Anesthésie générale avant mise à mort et prélèvement d'organes (durée : 10 minutes).
Impact sur les animaux
Les mesures de poids corporel, de composition corporelle ainsi que le placement en boîte de contention lors des prélèvements sanguins pourront être source de stress du fait d'une entrave aux mouvements de courte durée. Les administrations occasionneront également une douleur de faible intensité et de faible durée aux animaux. La mise à jeun de 4h ou 6h préalable aux prélèvements sanguins, bien que réalisée en phase diurne, pourra induire une sensation de faim. Les prélèvements sanguins seront source de douleurs légères. De par leur caractère social, l'hébergement en cage individuelle constituera une nuisance d’isolement sur les animaux. Les animaux garderont toutefois un contact visuel et olfactif avec leurs congénères. Les rats obèses pouvant présenter une capacité réduite à dissiper la chaleur et des adaptations de la thermogenèse, une attention particulière sera portée au maintien de conditions d'hébergement conformes aux recommandations de l'espèce. Lors des procédures susceptibles d'affecter la température corporelle (notamment lors de l’exposition aux lampes chauffantes prévus pour les prélèvements sanguins), le comportement des rats sera surveillé. Enfin, le caractère obèse des rats sera source d'inconfort en réduisant légèrement leur capacité de mouvement.
Devenir
L'ensemble des animaux sera mis à mort à l'issue de la procédure pour des prélèvements d'organes et de sang.
Remplacement
L’utilisation d’animaux à des fins scientifiques se justifie ici car il n’existe aucune méthode de substitution n’utilisant pas l’animal de laboratoire et permettant l’étude de l’impact d’un composé sur le poids corporel, la composition corporelle, la prise alimentaire et les autres paramètres altérés dans le cadre des troubles métaboliques. Par ailleurs, l'étude in vivo reste une étape règlementaire incontournable pour la constitution d'un dossier de demande de premières études sur l'homme (passage aux études cliniques).
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés a été rationalisé à partir de l'expérience acquise par notre laboratoire sur le modèle de rat obèse et l'analyse des paramètres d'intérêt de l’étude. Ainsi, le nombre de 9 animaux par groupe a été rationalisé de façon à être en mesure de mettre en évidence une différence statistiquement significative sur les paramètres étudiés avec une puissance à 0.80 et une erreur alpha à 0.05.
Raffinement
Le protocole a été planifié de façon à limiter au maximum le stress et l’inconfort des animaux sans compromettre les objectifs de l’étude. Les animaux seront hébergés en cages individuelles pour les besoins de l’étude mais les animaux conserveront des contacts olfactifs et visuels. Un enrichissement des cages sera assuré par l'ajout de tunnels, de matériels de nidification et de briquettes en bois spécialement conçues pour le rongeur. L'administration des traitements sera réalisée par des expérimentateurs rodés à ce type de pratique. Par ailleurs, une phase d'habituation sera prévue une semaine avant la phase de traitement afin de réduire le stress pouvant être généré par la procédure. Avant la mesure de la composition corporelle, les animaux seront habitués à être installés dans le tube de couleur rouge permettant de réduire le stress des animaux au cours de la mesure. Les animaux seront habitués par deux fois aux systèmes de contention pour les prélèvements sanguins avant de pratiquer ces procédures. Les prélèvements sanguins via la veine de la queue seront limités au volume minimum nécessaire aux analyses ultérieures et une crème analgésiante sera appliquée sur la queue 30 minutes avant les prélèvements sanguins. Avant la mesure des dépenses énergétiques, les animaux seront également habitués à leur nouvel environnement durant 12h. Enfin, un suivi journalier des animaux à l'aide d'une grille de score permettra une action rapide en cas d'atteinte des points limites établis. Ces actions incluent, entre autres, une surveillance renforcée et l'emploi d'anti-douleur.
Choix des espèces
Le rat a été choisi comme modèle animal car l’étude nécessite la réalisation de plusieurs prélèvements sanguins et l’analyse de volumes de sang relativement importants. L’utilisation de rat aurait fortement limité le nombre de prélèvements pouvant être effectués sur chaque animal et aurait conduit à augmenter considérablement le nombre total d’animaux nécessaires pour obtenir les mêmes informations. Le choix du rat permet ainsi de répondre aux objectifs scientifiques de l’étude tout en réduisant le nombre d’animaux utilisés. Conformément au principe de Remplacement de la règle des 3R (Remplacer, Réduire, Raffiner), le recours à des espèces non rongeuses n’est pas envisagé à ce stade du développement. Les études sur des espèces plus proches de l’être humain sont généralement réservées aux phases réglementaires ultérieures, lorsque les molécules les plus prometteuses ont déjà été identifiées. Dans le cadre du présent projet, l’objectif est de sélectionner parmi plusieurs candidats médicaments ceux qui présentent le meilleur profil d’efficacité et de sécurité, afin de concentrer les développements futurs sur les composés les plus pertinents. Les animaux seront inclus dans les études à l’âge adulte. Ce choix est motivé par la volonté de reproduire au mieux la population de patients à laquelle ces futurs traitements sont destinés, à savoir des adultes atteints d’obésité.
Utilisation de contraceptifs pour réguler les populations de rats bruns en milieu urbain et réduire le risque de transmission de maladies zoonotiques
- Protection de l’environnement
- Recherche fondamentale
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Oncologie
Pour comparer un implant contraceptif à la mise à mort comme moyen de réguler les rats bruns en ville, 540 rats sont capturés dans des logettes à poubelles de neuf quartiers, au fil de trois sessions, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, celles des rats mis à mort étant menées sous anesthésie, sans réveil. Chacun est anesthésié, identifié par transpondeur, mesuré et pesé, la quantité de puces et de tiques qu'il porte est relevée, et des prélèvements sont faits sur la peau de l'oreille, la bouche, le rectum, le sang, les fèces, l'urine et les poils, en une dizaine de minutes. 450 rats sont relâchés là où ils ont été capturés, et 90 sont tués sous anesthésie pour reproduire l'effet des pièges létaux et des rodenticides. Le porteur compte parmi les bénéfices d'éviter le recours à des "méthodes destructives éthiquement questionnables", et tue 90 rats pour en simuler l'effet.
Objectifs
Les zoonoses (maladies transmissibles de l’animal à l’humain, et réciproquement) constituent un enjeu majeur de santé publique. Les rongeurs vivant en milieu urbain, tels que le rat brun (Rattus norvegicus), font l’objet d’une préoccupation particulière du fait de leur grande proximité avec l’Homme. De plus, les rats bruns sont porteurs de nombreux agents pathogènes pour l’Homme, qui peuvent être transmis par contact direct (morsure, contamination de l’environnement) ou par des espèces parasites vectrices (puces, tiques…). La régulation du risque zoonotique repose principalement sur le contrôle des populations de rats par des méthodes destructrices (pièges létaux, rodenticides…). Toutefois, l’efficacité et les impacts de ces méthodes sont controversés. En effet, la mortalité des rats peut entraîner un phénomène de spill-over (dispersion des ectoparasites vers de nouveaux hôtes), augmentant le risque de transmission vectorielle de maladies. Par ailleurs, le fort potentiel reproducteur des rats peut favoriser un rebond démographique se traduisant par des populations plus jeunes, moins immunisées et donc davantage susceptibles de disséminer des maladies. Enfin, les méthodes létales peuvent toucher des espèces non cibles (faune domestique ou protégée) et soulèvent des enjeux éthiques liés à la souffrance animale (méthodes douloureuses et stressantes mises en œuvre par des personnes non qualifiées). Dans ce contexte, des approches alternatives, telles que la contraception, sont envisagées. Réduire la reproduction sans éliminer d’individus permettrait, en effet, de réduire durablement les densités de population tout en limitant les phénomènes de spill-over. Le maintien d’individus adultes, généralement plus immunocompétents, pourrait en outre améliorer l’état sanitaire global des populations. L’efficacité de cette stratégie nécessite toutefois une validation empirique en conditions réelles. C’est pourquoi l’objectif de ce projet est de tester la méthode contraceptive pour réguler les populations de rats en milieu urbain par rapport à la méthode destructrice (par mise à mort ciblée), en évaluant les effets de ces méthodes sur la dynamique des populations à court et moyen terme (taille, structure, statut reproducteur), ainsi que sur des paramètres sanitaires tels que la charge parasitaire, la présence de pathogènes zoonotiques et l’immunocompétence.
Bénéfices attendus
Les résultats attendus de ce projet concernent l’amélioration des stratégies de gestion des populations de Rattus norvegicus en milieu urbain, avec des retombées directes en termes de santé publique. L’usage de contraceptifs devrait permettre de réduire durablement les densités de population de rats, tout en bénéficiant à leur statut sanitaire, et en évitant le recours aux méthodes destructives éthiquement questionnables. Ainsi, la contraception pourrait être une alternative intéressante aux méthodes létales, via une régulation intégrée des populations de rats. Ce projet fournira des éléments permettant de valider ou d’invalider ces concepts, et d’informer les politiques publiques pour une régulation des rongeurs urbains plus efficace.
Procédures
Les rats suivis (540 individus) seront étudiés grâce à des captures dans des logettes à poubelles de quartiers urbains. Trois sessions de capture seront effectuées dans neuf populations différentes. Une session initiale servira à quantifier l’état inital des populations, et à appliquer un traitement : 1/ les individus de trois populations recevront un implant contraceptif (groupe ‘contraception’), 2/ les individus de trois autres populations seront mis à mort (groupe ‘mise à mort’), afin de simuler l’effet de traitement stérilisant ou d’empoisonnement respectivement, 3/ les individus de trois autres populations seront suivis sans être traités (groupe ‘contrôle’). Deux sessions suivantes serviront à mesurer l’évolution des populations en reponse à ces traitements. Ainsi, chaque individu sera manipulé au maximum 3 fois. A chaque capture, les individus seront anesthésiés pour collecte des informations et échantillons permettant d’étudier l’état global de leur population. Un analgésique sera administré dès que les rats seront anesthésiés. Ils seront alors identifiés par transpondeur et leur taille, masse et sexe ainsi que la quantité de parasites (puces, tiques) dont ils sont les hôtes sera relevé. Afin d’identifier les maladies dont ils sont porteurs, différents échantillons biologiques seront prélevés sur les rats (peau de l’oreille, écouvillons buccaux-pharyngés et rectaux, sang, fèces, urine, et poils). Ces manipulations seront pratiquées en une dizaine de minutes. À l’exception des individus euthanasiés, le réveil des rats sera ensuite surveillé avant qu’ils ne soient relâchés là où ils auront été capturés.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables sur les animaux seront liés au stress de capture et la manipulation pour l’induction de l’anesthésie générale.
Devenir
L’objectif est de suivre l’évolution des populations en réponse à nos traitements, en limitant les perturbations liées aux mesures. Un relâcher dans l’environnement permet d’éviter la réduction artificielle de la densité de population. La mise à mort d'animaux permettra de mimer l'effet des méthodes destructrices couramment utilisées par les citadins et collectivités, tout en évitant les souffrances induites par ces méthodes car nos animaux seront anesthésiés et sous traitement analgésique.
Remplacement
L'étude porte sur l'abondance de Rattus norvegicus en ville et le risque zoonotique lié à cette espèce, il n'est donc pas possible de remplacer cette espèce par une autre ni par des modèles mathématiques ou in vitro.
Réduction
Dans cette étude, l’effet des traitements sera mis en évidence par capture-marquage-recapture (CMR) des rats pour évaluer la taille des populations et leur état sanitaire. Une analyse de puissance a permis de démontrer que 30 individus marqués par population constituent le compromis minimal entre précision des estimations et réduction du nombre d'animaux manipulés. De plus, cet effectif représente un échantillon significatif des populations, favorisant un effet observable des traitements et permettra une analyse statistique robuste.
Raffinement
Les animaux auront de la nourriture hydratée à disposition dans les pièges. Le temps de captivité sera réduit au maximum. Ils seront relâchés immédiatement au point de leur capture après leur réveil complet. La souffrance subie par les animaux sera réduite au maximum en réalisant toutes les manipulations sous anesthésie générale avec traitement analgésique, et en fermant la plaie d’injection de l’implant contraceptif avec de la colle vétérinaire.
Choix des espèces
L’étude de Rattus norvegicus assure la meilleure representativité pour sa propre régulation. Nous capturerons potentiellement tous les stades de développement. Toutefois, les traitements ne seront administrés qu’aux adultes de plus de 150g.
Etude de la biocompatibilité des dispositifs médicaux (DM) sur la santé humaine après implantation par l’utilisation d’un modèle rat
- Tests réglementaires
- Toxicologie et autres tests de sécurité
L'objet réel est d'obtenir une autorisation de mise sur le marché pour des dispositifs médicaux, à partir de données fournies par un client. 166 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent un implant sous la peau, sous le muscle abdominal ou dans l'utérus après ligature des cornes utérines, puis des injections d'analgésique deux fois par jour pendant trois jours, avec un risque de réouverture des sutures et des difficultés locomotrices possibles selon la zone opérée. Le nombre de rats est fixé par la norme ISO 10993-6 et ne peut donc pas être réduit, aucun test statistique n'étant prévu sur ces essais.
Objectifs
Les professionnels de santé utilisent aujourd’hui des dispositifs médicaux, que nous appelons « DM ». Le but du projet est d’évaluer la biocompatibilité de ces dispositifs. Autrement dit nous devons déterminer si les dispositifs, qui vont avoir un contact direct et indirect avec les tissus et fluides interne, sont compatibles avec le corps humain. Parmi les paramètres à étudier pour évaluer la biocompatibilité d’un DM, il faut évaluer les risques pour l’ensemble des dispositifs implantable et/ou en contact de longue durée avec l’organisme. Pour répondre aux obligations règlementaires avant mise sur le marché de ce type de dispositif, nous réaliserons des essais d’implantation de dispositif afin d’étudier les effets locaux. Les essais d’implantation suivent la norme ISO 10993-6. Ces évaluations sont imposées par les instances réglementaires européennes et internationales.
Bénéfices attendus
Le projet permet d’obtenir des données expérimentales qui seront utilisées pour conclure sur la sécurité biologique d’un dispositif médicale, et par conséquent sur sa biocompatibilité. Il découle d’une évaluation du risque réalisée au préalable en tenant compte de l’utilisation des dispositifs médicaux et des données fournies par le client. Ce projet fait donc partie intégrante de l’évaluation biologique des dispositifs médicaux, une exigence essentielle en matière de sécurité, exigée par le règlement européen 2017/745 et par les organismes notifiés afin d’accorder ou non l’autorisation de mise sur le marché. Ces tests pré-cliniques, qui visent à évaluer la biocompatibilité des dispositifs médicaux, ont donc pour but d’obtenir une autorisation de mise sur le marché sans risque pour la santé humaine.
Procédures
Traitement pré-opératoire (injections sous-cutanées: analgésique 1min et anti-inflammatoire 1min). Anesthésie gazeuse dans boite d'induction (quelques minutes). Traitement chirurgical sur animaux anesthésiés : implantation sous-cutanée (incision cutanée 1min, dépot de l'implant (plusieurs minutes), sutures en fin d'opération (plusieurs minutes)), implantation intra-utérine (incisions cutanées et musculaires 1-2min, ligatures des cornes utérines et dépot de l'implant (quelques minutes), suture du plan musculaire et du plan cutanée (quelques minutes), et implantation intra-péritonéale (incision du plan cutanée et plan musculaire (1-2min), dépot de l'implant sous le muscle et suture (quelques minutes), sutures cutanée en fin d'opération (quelques minutes)). Traitement post-opératoire (injection sous-cutanée de sérum physiologique (1min) et injections sous-cutanées d'analgésique (1min) 2 fois par jour pendant 3j). Pesées (avant la chirurgie puis une fois par semaine, manipulation breves durant quelques secondes). Observation de la zone d'implantation et examen clinique (tous les jours la semaine suivant l'opération puis une fois par semaine, ces observations prennent 1 à 2 minutes et sont réalisées en même temps que la pesée pour diminuer le nombre de fois où l'animal est manipulé). Analgésie (injection sous-cutanée, quelques secondes). Injection létale d’euthanasiant (1 minute). Prélévements des sites implantés et éventuellement des ganglions lymphatiques drainant le site d'implantation.
Impact sur les animaux
Des réactions locales (sécheresse cutanée, érythème, œdème) ainsi qu’une mauvaise tolérance biologique du dispositif peuvent apparaitre pendant le projet suite à l’implantation et engendrer des nuisances modérées. Les réactions attendues sont limitées aux zones d’implantation. Des effets locaux internes peuvent également être présents et remarqués en fin d’étude suite à l’autopsie et à l’analyse histopathologique. De plus l’étape de chirurgie implique l’utilisation d’Isoflurane qui peut induire des dépressions cardiovasculaires et respiratoires, ces constantes seront suivies durant toute la durée de la chirurgie. En post opératoire les sutures pourraient se réouvrir, une surveillance accrue et traitement analgésiques est donc mis en place sur les premiers jours qui suivent la chirurgie. Selon la zone opérée des difficultés locomotrices peuvent être présente jusqu’au rétablissement complet de l’animal. Par ailleurs, ces études peuvent s’étaler sur une longue période. De ce fait, certains animaux peuvent développer spontanément des pathologies non liées à l’implantation de l’élément d’essai. Dans ce cas, les possibilités de soins à apporter aux animaux sont assez réduites. Ces animaux devront être suivis régulièrement et le vétérinaire sera contacté pour statuer sur leur état de santé.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort en fin d’étude pour prélèvements des sites de traitement, il est aussi possible que les ganglions lymphatiques drainant le site d'implantation soient également prélevés.
Remplacement
Les dispositifs médicaux doivent faire l’objet d’un ensemble de tests réglementaires de toxicité afin d’évaluer leur biocompatibilité. Pour ce qui est de l’évaluation des effets locaux après implantation, la norme impose l’utilisation d’animaux vivants car aucun modèle in vitro ne permet d’imiter le fonctionnement d’un organisme entier.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans chaque procédure est fixé par la norme, il ne peut donc pas être réduit. Cependant, sauf demande contraire, ce type de projet ne sera réalisé que sur un seul sexe (le plus souvent des femelles) afin de limiter au maximum le nombre d’animaux utilisé. Le nombre de test annuel est basé sur une estimation au vu du nombre de tests effectués les années précédentes. Aucun test statistique ne sera effectué dans ces projets.
Raffinement
A leur arrivée, les animaux sont mis en cage par groupe de 2, 3 ou 5 animaux, par l’animalier qui effectue un premier contrôle de leur état de santé. En vue de leur acclimatation aux conditions du laboratoire, les animaux sont gardés pendant au minimum 5 jours avant le début des procédures, pour garantir leur bien-être. La taille des cages est adaptée aux critères de bien être animal, elles sont transparentes et contiennent de la litière constituée de copeaux de bois résineux déshydratée puis tamisée, ainsi que des frisottis, un tunnel en carton et des briquettes en bois comme enrichissement. Les animaux ont un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau et la litière souillée est remplacée par de la litière propre 2 fois par semaine. S’il y a atteinte des points limites alors l’animal sera mis à mort pour raison éthique avant la fin de l’étude. Les points limites sont définis pour ces tests afin d’éviter toute souffrance inutile aux animaux.
Choix des espèces
Le rat est le modèle de choix utilisé pour les études des effets locaux après implantation. Ces tests sont décrits dans le norme ISO 10993-6. Des rats Wistar seront utilisés. L’espèce et le stade de développement des animaux à utiliser est imposé par la norme ISO 10993-6. Nous utilisons des jeunes adultes de 8 à 15 semaines. Lorsque des femelles sont utilisées, elles doivent être nullipares et non gravides.
Caractérisation Multimodale de Modèles Animaux par IRM -MODIFICATION
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Rats : 100
La pose d'un cathéter sous-cutané, qui peut entraîner des douleurs, concerne environ la moitié des souris et des rats, et un petit nombre d'entre eux subit une chirurgie sous anesthésie profonde pour recevoir un agent de contraste dans le cerveau, sans réveil. 200 souris et 100 rats, 300 individus au total, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, avec une à quatre séances d'imagerie en contention, chacune de deux heures trente au maximum. Tous sont tués après la dernière séance pour prélever leur cerveau. Le porteur qualifie pourtant l'IRM de "méthode indolore et non invasive", après avoir décrit un risque d'hypothermie sous anesthésie prolongée, un inconfort de positionnement et un léger risque de saignement pendant la chirurgie.
Objectifs
En neurosciences, les études précliniques menées avec des modèles rongeurs sont souvent réalisées pour identifier des « signatures » - des biomarqueurs – des mécanismes cérébraux sains ou pathologiques pour envisager un transfert vers une recherche clinique. L’Imagerie par résonance magnétique (IRM) préclinique constitue un outil majeur pour l’étude des pathologies neurodéveloppementales, neurologiques et psychiatriques, car elle offre une exploration non invasive de multiples paramètres fonctionnels et anatomiques du cerveau des modèles étudiés. Il existe plusieurs modalités d’IRM, chacune ayant ses spécificités et permettant la caractérisation de paramètres précis mais restreints et une modalité utilisée seule ne permet souvent pas d’identifier un biomarqueur. Afin d’optimiser la découverte de biomarqueurs d’intérêt et de favoriser des translations vers la clinique à partir de modèles de pathologies cérébrales, nous proposons de combiner plusieurs modalités d’IRM – on parle d’IRM multimodale – pour offrir une vue d’ensemble détaillée et dynamique des processus biologiques au sein du cerveau d’un modèle rongeur : en multipliant les grilles de lecture, nous sommes capables, pour un modèle rongeur donné, d’évaluer la structure cérébrale, la connectivité fonctionnelle et les profils métaboliques. Nous pouvons ainsi identifier et comparer des biomarqueurs d’intérêt et suivre leur évolution longitudinale. Les modalités d’IRM utilisées dans ce protocole sont multiples et complémentaires : - IRM anatomique pour visualiser les structures cérébrales, offrant ainsi une vue détaillée de l’intégrité structurale du cerveau. - IRM fonctionnelle (IRMf) pour étudier l’activité neuronale et la connectivité fonctionnelle et ainsi obtenir des informations sur les réseaux neuronaux et leurs interactions en réponse à des stimuli. - Spectroscopie par résonance magnétique (MRS) pour étudier le métabolisme cérébral et donc comprendre les mécanismes sous-jacents aux maladies neurologiques et psychiatriques. - Imagerie par transfert de saturation d’échange chimique (CEST) pour détecter des biomarqueurs moléculaires spécifiques. MODIFICATION Une injection dans le cerveau d'un agent de contraste est proposée, pour certains projets, afin d'améliorer la visualisation de l'espace périvasculaire en imagerie post-mortem, notamment pour les pathologies impliquant une altération du système glymphatique.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus de ce projet sont nombreux et couvrent plusieurs domaines de la recherche en neurosciences et en imagerie médicale. Nous pouvons identifier notamment : - L’amélioration de la compréhension des maladies neurologiques et psychiatriques. - L’identification de biomarqueurs. - Le suivi longitudinal des maladies. - L’optimisation des modèles animaux. - La translation vers l’imagerie clinique.
Procédures
Pendant les sessions d’IRM, un système de contention adapté sera employé pour assurer l’immobilisation des animaux indispensable à la qualité des acquisitions. les animaux seront placés sous anesthésie gazeuse . Chaque animal pourra subir de 1 à 4 séances d’imagerie selon le projet et le type de modèle : les modèles neurodéveloppementaux ou neurodégénératifs nécessitent généralement des suivis longitudinales, tandis que les autres projets prévoient une seule séance. Un intervalle d’au moins deux semaines sera respecté entre les séances pour limiter le stress. Pour les animaux destinés aux sessions d’IRM fonctionnelle un cathéter en sous-cutané sera placé pour l’administration d’un anesthésique ou d’un tranquillisant médicamenteux, l’anesthésie gazeuse n’étant pas adaptée à ce type d’examen. Cela concernera environ la moitié des animaux. Chaque session IRM n’excédera pas 2 heures et demi. Pour un nombre limité des animaux, une chirurgie sera réalisée sous anesthésie profonde afin d'injecter un agent de contraste en intraventriculaire, sans réveil de l'animal.
Impact sur les animaux
La pose d’un cathéter en sous-cutané pourra entraîner des douleurs. Le positionnement nécessaire pour l’imagerie peut être inconfortable. L’IRM peut induire un stress lié à la manipulation et à l'immobilisation prolongée sous anesthésie. L’examen lui-même n’est pas douloureux, mais la préparation et le maintien immobile de l’animal peuvent entraîner un léger stress. . Une anesthésie prolongée présente un risque d’hypothermie. Un léger risque de saignement pendant la chirurgie est possible.
Devenir
A l’issue de la dernière session IRM, tous les animaux seront euthanasiés pour récupérer leur cerveau pour des études ex vivo indispensables pour confirmer la validité des biomarqueurs qui seront identifiés au cours de l’étude
Remplacement
L’utilisation de modèles animaux est indispensable pour comprendre les mécanismes physiopathologiques et tester de nouvelles approches thérapeutiques.
Réduction
L’application combinée d’imageries anatomiques, fonctionnelles et métaboliques permet une caractérisation plus complète que chaque technique isolée. Le recours à l’IRM multimodale contribue également à la réduction du nombre d’animaux utilisés, en multipliant les mesures obtenues sur un même individu. Nous avons déterminé le nombre d’animaux en fonction des nécessités d’effectifs pour réaliser des statistiques significatives. Cela a été possible grâce aux expériences réalisées précédemment sur les modèles de souris et de rat. L’IRM qui est une méthode indolore et non invasive, permet d’examiner de nombreux paramètres sur un même animal, réduisant ainsi considérablement le nombre d’animaux et d’expériences nécessaires pour obtenir ces informations. Dans le cadre du présent projet plateforme, chaque projet utilisateur accueilli comprend plusieurs groupes expérimentaux, par exemple des animaux modèles et des animaux contrôles, éventuellement différenciés par âge, sexe ou type de modification génétique. Sur une année, la plateforme prévoyoit d’accueillir environ deux projets impliquant la souris et un projet impliquant le rat, chacun comportant 2 groupes de 10 animaux. Sur cinq ans cela correspond à un maximum de 200 souris et 100 rats. En tenant compte des différents groupes expérimentaux ainsi que des acquisitions longitudinales prévues, ce nombre d’animaux est justifié. Il permet de couvrir l’ensemble des besoins liés aux conditions expérimentales, d’assurer la robustesse des résultats obtenus et de réduire au strict minimum le nombre d’animaux utilisés, tout en maximisant les informations recueillies pour chaque individu.
Raffinement
Raffinement Le raffinement repose sur des procédures rigoureuses, la formation du personnel, un suivi quotidien de l’état de santé des animaux, l’observation des signes cliniques et des points limites, ainsi que des soins post-anesthésiques adaptés. Anesthésie Avant chaque examen, les animaux seront anesthésiés par un opérateur qualifié afin d’éviter toute douleur ou stress. Selon le type de session, l’anesthésie sera réalisée sous forme gazeuse ou injectable. Pendant l’examen, les animaux resteront sous anesthésie et leur fréquence respiratoire sera surveillée en continu pour garantir leur sécurité. Chaque session d’IRM durera au maximum 2,5 heures. Après l’examen, les animaux seront surveillés jusqu’à leur réveil complet dans un environnement calme et chauffé. Immobilisation et réduction de l’inconfort Lors des séances d’IRM, la tête des animaux sera stabilisée à l’aide d’un dispositif de maintien adapté, afin d’éviter les mouvements pendant l’enregistrement des images. Pour limiter tout inconfort, une anesthésie locale sera appliquée avant la mise en place du dispositif. Maintien de la température corporelle Les animaux seront maintenus au chaud grâce à un tapis chauffant adapté, afin de prévenir toute hypothermie pendant la procédure.
Choix des espèces
Les fonctions cérébrales des rongeurs sont bien documentées, ce qui en fait des modèles de référence pour l’étude du cerveau. L’utilisation de rats et de souris adultes permet de reproduire plus fidèlement les mécanismes cérébraux observés chez l’adulte, notamment dans le cadre de modèles de pathologies neurologiques ou psychiatriques. Les expériences seront donc réalisées sur des souris adultes (18–35 g) et des rats adultes (150–250 g).
Effets des inhibiteurs de DYRK1A sur l’inflammation associée au diabète de type 2 chez le rat.
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
208 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Ils reçoivent une injection par jour pendant cinq semaines, une mesure de glycémie hebdomadaire et des prélèvements de 70 microlitres de sang à la queue, précédés d'une privation de nourriture pour les tests métaboliques. Une perte de poids supérieure à 15 % déclenche la mise à mort du rat concerné. Les retombées annoncées pour les personnes diabétiques restent au stade de "candidats prometteurs", tandis que le porteur affirme que l'étude de l'inflammation associée au diabète ne peut se faire que sur "un organisme vivant dans son intégralité".
Objectifs
Le diabète de type 2 est une maladie complexe due à une combinaison de facteurs génétiques et de facteurs liés au mode de vie. Parmi ces derniers, on retrouve surtout une alimentation trop riche, le manque d’activité physique et le vieillissement. Dans cette maladie, le taux de sucre dans le sang reste trop élevé sur le long terme. Cela s’explique principalement par deux problèmes : d’une part, le pancréas ne produit pas suffisamment d’insuline, la seule hormone qui réduit le taux de glucose dans le sang, et d’autre part, l’organisme répond moins bien à l’insuline. Lorsque les cellules sont exposées trop longtemps à un excès de sucre, cela provoque des effets nocifs appelés « glucotoxicité ». Ce phénomène endommage de nombreuses cellules de l'organisme, en particulier celles du pancréas qui produisent l’insuline. Il favorise aussi l’apparition d’une inflammation chronique légère mais persistante. Cette inflammation joue un rôle important dans le mauvais fonctionnement des organes impliqués dans la régulation du sucre dans le sang, comme le pancréas et le foie. Ainsi, réduire l’inflammation, notamment au niveau des cellules du pancréas, afin de préserver leur bon fonctionnement, représente une piste à exploiter pour mieux traiter le diabète de type 2. Ce projet se situe dans la continuité des travaux en cours dans notre équipe et vise à explorer les effets de l'inhibition d'une enzyme dans les processus inflammatoires associés aux maladies métaboliques dans un modèle de rat diabétique. Cette étude sera réalisée à la fois chez le mâle et la femelle car il est important de déterminer si le traitement pharmacologique à l'inhibiteur peut améliorer l'état inflammatoire dans les deux sexes. Nous utiliserons le rat sain Wistar (mâle et femelle) comme contrôle.
Bénéfices attendus
Le bénéfice majeur de cette étude sera d’identifier les inhibiteurs d'une enzyme comme des candidats prometteurs pour le développement d’une pharmacothérapie ciblée chez les patients atteints de diabète de type 2. Nos travaux précédents ont mis en évidence les effets bénéfiques de ces inhibiteurs sur la prolifération des cellules bêta du pancréas qui sécrètent l'insuline ainsi que sur l’amélioration du métabolisme glucidique. Cette nouvelle étude permettra non seulement d’approfondir la compréhension du rôle de l'enzyme dans les processus inflammatoires associés au diabète, mais également de proposer une stratégie thérapeutique dite « curative » plus globale, visant à limiter la progression de la maladie par la réduction de l’inflammation chronique qui caractérise le diabète de type 2.
Procédures
Tous les animaux de la procédure 1 (64 rats) et de la procédure 2 (144 rats) subiront un prélèvement de la durée de quelques secondes d'un très petit volume sanguin pour mesurer leur glycémie 1 fois par semaine pendant 5 semaines et 2 prélèvements de 70 microlitres de sang à la queue pour le dosage d’insuline plasmatique (1 prélèvement au début du traitement et 1 prélèvement à la fin du traitement). Ce prélèvement dure moins d'une minute. Tous les animaux de la procédure 1 et 2 subiront des injections répétées de traitement pouvant engendrer une douleur légère (1 fois par jour pendant 5 semaines). Durant les tests métaboliques d'une durée de 2 heures, les animaux de la procédure 1 (64 rats) subiront une injection et 3 prélèvements à la queue de 70 µl de sang pour le dosage de l'insuline plasmatique et/ou la mesure de glycémie (prélèvement de la durée de moins d'une minute).
Impact sur les animaux
Notre modèle de rat diabétique présente une augmentation de la consommation hydrique et de l’excrétion urinaire. Cette manifestation est légère chez les femelles et modérée chez les mâles. Les animaux diabétiques présentent une espérance de vie comparable à celle des animaux contrôles non diabétiques et ne nécessitent pas de traitement spécifique pour assurer leur survie. Contrairement aux inhibiteurs « classiques » notre nouvel inhibiteur ne provoque pas d'effets toxiques sur l'ensemble de l'organisme ni sur le système nerveux. L'innocuité de ce produit a été validé dans nos études antérieures dans lesquelles on a effectué des traitements de la même durée sans qu'aucun effet indésirable se manifeste chez ces animaux. Les nuisances attendues pour les animaux sont principalement liées aux manipulations expérimentales. Elles comprennent un inconfort léger et transitoire associé aux injections. Un inconfort ponctuel est également attendu lors des prélèvements sanguins à l’extrémité de la queue. Enfin, la privation alimentaire temporaire préalable aux tests métaboliques est susceptible d’induire un inconfort transitoire, sans conséquence durable pour les animaux.
Devenir
A l'issue de chaque procédure tous les animaux seront mis à mort pour permettre les prélèvements des tissus d’intérêt
Remplacement
Le modèle animal est fondamental dans ce projet, puisque l’étude du diabète et de l'inflammation associée ne peut se faire que sur un organisme vivant dans son intégralité afin d’étudier la réponse physiologique globale de l’organisme au traitement. Plusieurs niveaux de complexité sont nécessaires, impliquant des interactions entre différents types cellulaires et organes qui présentent une inflammation importante, aspects qui ne peuvent pas être développés in vitro ou ex vivo. Le choix de notre modèle de rat diabétique (et de son contrôle Wistar) pour cette étude réside dans le fait qu'il présente de grandes similitudes dans sa physiologie et physiopathologie avec celle de l'Homme.
Réduction
La stratégie expérimentale visera à étudier l’implication d'une enzyme sur les mecanismes de l'inflammation. Dans ce sens nous constituerons des groupes expérimentaux comportant un nombre d'animaux réduit au maximum, mais permettant de prendre en compte la variabilité individuelle de la réponse à l’inhibiteur et de valider statistiquement les différences détectées entre les groupes. Pour les tests métaboliques des différences significatives pourront être démontrées à partir de groupes de 8 animaux (en référence à nos études précédentes et en accord avec les résultats des tests statistiques). Pour les analyses sur les ilots, des groupes de 12 animaux pour les Wistar et de 24 pour les rats diabétiques seront necessaires, en raison de leur masse pancréatique réduite d'environs 50%.
Raffinement
Les animaux seront hébergés en groupe de deux par cage pour respecter leur comportement social naturel. Chez les rats mâles diabétiques, qui boivent et urinent davantage, une litière plus absorbante sera utilisée et changée deux fois par semaine afin de maintenir les animaux au sec et de limiter leur inconfort. Chez les femelles diabétiques, ces modifications étant très peu marquées, une litière standard sera utilisée selon la fréquence habituelle de change. Les biberons seront renouvelés 3 fois par semaine. Les cages comprendont des batonnets de bois afin que les animaux puissent satisfaire leur besoin naturel de rongueur. Les rats seront surveillés quotidiennement afin de détecter des signes de souffrance portant sur l'apparence physique (manque de toilettage, poils ébouriffés, dos arrondi), le comportement (modification de la prise alimentaire, prostration) et les modifications de poids. Une grille de scoring et des points limites seront mis en place. Une perte de poids de plus de 15% entraînera la mise à mort de l'animal concerné. Pour le traitement pharmacologique et pour les tests métaboliques, les animaux seront préparés à la contention par les expérimentateurs pendant la semaine qui précède. L'inconfort généré sera uniquement dû à la piqure d'aiguille qui sera limité en alternant le coté d'injection. Les études effectuées jusqu'a présent ne montrent aucun effet secondaire en réponse au traitement. Le prélèvement de sang de 2-3μL à la queue de l'animal pour mesurer les glycémies peut engendrer une légère douleur. Les animaux seront mis à mort conformément aux recommandations en vigueur afin de limiter leur souffrance.
Choix des espèces
Le modèle Wistar est connu depuis longtemps pour être un bon modèle d’étude de l’obésité et des comorbidités associées telles que le diabète. Notre modèle de rat diabétique est dérivé du rat Wistar et présente spontanément un diabète de type 2 au stade adulte. Les animaux non vertébrés n'ont pas de pancréas organisé comme l'humain et les rongeurs. De ce fait, le choix du rat pour cette étude réside dans les grande similitudes que cette espèces présente dans sa physiologie et physiopathologie avec celle de l'humain. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (entre 3 et 4 mois) car nous étudions les effets de l'inhibition à l'âge adulte, quand le diabète et bien installé.
Caractérisation par imagerie d’une exérèse de glioblastome avec injection ou non d’un hydrogel de chitosane (EU1/2)
- Recherche appliquée
- Cancers
Greffés de cellules tumorales dans le cerveau à J0, transportés deux jours plus tard pendant quatre heures vers une plateforme d'imagerie, opérés à J10 pour un retrait partiel de la tumeur, 27 rats subissent ensuite trois examens TEP avec injection d'un traceur radioactif et quatre IRM sous anesthésie, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Le porteur classe la greffe et l'exérèse comme sévères, note que la chirurgie est "assez invasive" et que la tumeur peut provoquer des symptômes neurologiques. L'objet est de suivre par imagerie la dégradation d'un gel de chitosane déposé dans la cavité opératoire, et la reprise de la tumeur. Tous les rats sont mis à mort après le dernier examen, le porteur écrivant qu'ils sont "tous porteurs d'une tumeur cérébrale (avec un pronostic défavorable)".
Objectifs
Les tumeurs intracérébrales représentent la forme la plus agressive des tumeurs du système nerveux central sans possibilité curative. Une infiltration des cellules cancéreuses dans le tissu cérébral sain favorisent inévitablement la reprise tumorale. Le traitement standard actuel consiste en une résection chirurgicale (=retrait de la tumeur) suivie d’une radiothérapie (traitements par rayons X) combinée à une chimiothérapie (traitement médicamentaux). Le projet proposé s’appuie sur un modèle de tumeurs cérébrales chez le rat. Après avoir implanté la tumeur dans le cerveau des animaux, celle ci est retirée chirurgicalement (exérèse) et partiellement (comme dans le cas d'une chirurgie chez l'être humain). Les cellules résiduelles sont à l'origine de la récidive (reprise tumorale) survenant après l'opération. Lors de la chirurgie d'exerèse, la cavité formée lors du retrait de la masse initiale sera laissée telle quelle (non comblée) ou un gel formant un réseau sera déposé à l'intérieur (tapissant ainsi la cavité opératoire). L'objectif de ce projet est ainsi de caractériser par imagerie le comportement de ce gel mais aussi de caractériser la récidive tumorale. Pour ce faire, nous réaliserons d'une part des examens TEP (Tomographie par Emission de Positons) via l'injection d'un traceur radioactif qui permet de visualiser les foyers de récidive tumoraux. D'autre part, le comportement du gel sera évalué grâce à l'outil d'imagerie par IRM (Imagerie à Résonance Magnétique) via un suivi longitudinal permettant d'estimer l'évolution du volume tumoral et de suivre la dégradation du gel au cours du temps. Ce projet est un projet multisite à cause de contraintes techniques liées aux équipements, ainsi il se déroulera dans 2 établissements utilisateurs successifs (EU1/2 puis EU 2/2)
Bénéfices attendus
Les résultats attendus de ce projet initial permettront en première intention de caractériser le modèle de tumeur cérébral opéré (dont la tumeur a été retirée chirurgicalement) en présence ou non d'un gel marqué avec un agent de contraste. Le phénomène de récidivie tumorale inhérant à la chirurgie ainsi que le comportement du gel déposé au sein même de la cavité opératoire pourront ainsi être appréhendés respectivement grâce à l'imagerie TEP et aux acquisitions IRM. Cette étape de caractérisation est indispensable avant même de pouvoir proposer l'application de ce gel dans la cavité opératoire comme nouvelle voie de stratégie thérapeutique pour la recherche clinique. Le bénéfice attendu est donc à plus long terme d'utiliser ce gel comme vecteur thérapeutique et adapter à posteriori son utilisation en cancérologie humaine.
Procédures
- Greffe des cellules tumorales dans le tissu cérébral (modèle intracérébral) à J0 (1 itération/1h) - Transport sur la plateforme d'imagerie à J2=2 jours post-greffe (1 itération/4h) - Dégreffe/exerèse= chirurgie qui consiste à retirer la tumeur qui se trouve dans le cerveau à J10=10 jours post greffe (1 itération/1h) - Examens TEP : J15/J22/J29 (3 itérations/50 min par temps d'imagerie) - Examens IRM : J9, J14, J21, J28 (4 itérations/1h par temps d'imagerie. L'examen TEP (Tomographie par Emission de Positon) est une technique d'imagerie qui permet d'identifier les foyers tumoraux notamment grâce à l'injection d'un produit radioactif qui vient se fixer spécifiquement sur le tissu malade et qui permet sa visualisation en regardant l'image générée. L'examen IRM (Imagerie par Résonance Magnéique) est une technique d'imagerie qui permettra d'identifier les différentes structures cérébrales ainsi que le gel présent au sein de la cavité opératoire et de suivre sa dégradation au cours du temps. La répartition des interventions dans chaque EU se fera de la façon suivante : - EU1/2 : réception des animaux, acclimatation, puis chirurgie d'implantation des cellules tumorales (greffe des cellules tumorales dans le cerveau, EU de départ pour le transport des animaux vers l'EU 2/2, -EU2/2 : EU d'arrivée suite au transport des animaux depuis l'EU1/2, examens d'imagerie, chirurgie de retrait de la masse tumorale, mise à mort de tous les animaux en fin de projet.
Impact sur les animaux
Chirurgie d'implantation des cellules tumorales puis retrait chirurgical de la tumeur (exérèse) classées sévères mais médication pour limiter la souffrance des animaux. Le développement de la tumeur (modèle infiltrant) peut engendrer des symptômes neurologiques mais la chirurgie d'exérèse se fait assez précocement bien avant l'apparition de signes cliniques (J10). Le transport des animaux à J+2 sur la plateforme d'imagerie constitue également une nuisance. La chirurgie opératoire est assez invasive mais une surveillance accrue des animaux sera réalisée afin de garantir leur bien-être. Les sessions IRM et TEP nécessiteront des anesthésies répétées.
Devenir
Les animaux seront mis à mort selon les méthodes en vigueur à l'issue du dernier temps d'imagerie. L'ensemble des données collectées grâce aux acquisitions d'imagerie permettront de caractériser le modèle de reprise tumorale avec l'implantation d'un gel et permettront de répondre à la question scientifique initiale. Les animaux étant tous porteurs d'une tumeur cérébrale (avec un pronostic défavorable), il est donc nécessaire de mettre à mort l'ensemble des animaux du projet à l'issue du dernier examen.
Remplacement
Le remplacement des expérimentations animales par des méthodes alternatives n’est dans ce contexte clairement pas possible car le développement et la réponse au traitement de tumeurs cérébrales dépend de phénomènes biologiques extrêmement complexes qui ne peuvent pas être mimés en dehors d'un organisme entier. De plus, la mise en place d’une tumeur est un phénomène multifactoriel impliquant différents types cellulaires. L’ensemble de ces facteurs dynamiques ne peut être appréhendé qu’in vivo sur un modèle animal.
Réduction
En prenant en considération les contraintes du projet et en utilisant un logiciel de simulation afin d'établir l'effectif des animaux à inclure dans l'étude, il s'avère que 27 animaux au total seront nécessaires, pour une répartition de 9 animaux par groupe. Cet effectif intègre la perte possible d'un animal par groupe à la suite de l'intervention chirurgicale et d'éventuels problèmes rencontrés à l'issue du transport des animaux entre établissements utilisateurs (plateforme différente pour réaliser les imageries). Cet effectif est le minimum requis pour permettre des analyses statistiques pertinentes.
Raffinement
Quel que soit le site d'hébergement (projet multisite) , les animaux bénéficieront d'un hébergement selon les conditions réglementaires. Les expérimentations ne débuteront qu'après une semaine d'acclimatation suite à la réception des animaux sur chaque site. Une attention toute particulière sera portée aux animaux après le retrait chirurgical de la tumeur (médication contre la douleur, pesée quotidienne, observation quotidienne du comportement et la motricité, vérification de l'alimentation et de l'hydratation, désinfection et vérification de la bonne cicatrisation de la plaie). Des points limites précoces sont définis (perte de poids et problèmes de motricité essentiellement) afin d’anticiper toute souffrance ou dégradation de l’état général liée à la tumeur. Les examens d'imagerie seront réalisés sous anesthésie générale. Ils seront effectués par du personnel qualifié et expérimenté. Pendant l’examen, le niveau d'anesthésie sera surveillé en temps réel à l'aide de paramètres tels que la fréquence cardiaque et la fréquence respiratoire, garantissant ainsi un état stable et sécurisé pour les animaux. Après la procédure, les animaux seront surveillés pendant le processus de réveil dans un environnement calme et contrôlé. En outre, une grille de score permet un contrôle quotidien de l'état général de l'animal.
Choix des espèces
Les modèles animaux majoritairement utilisés pour les études en cancérologie sont les modèles murins : souris et rats. Les rats constituent l'espèce de référence compte tenu de leur accessibilité et de leur facilité de manipulation. En outre, le choix de cette espèce se justifie par la taille du cerveau plus importante pour une implantation intracérébrale de la tumeur dont le volume deviendra suffisamment important pour s'affranchir des limitations de résolution offertes par l’imagerie et permettre une injection du gel. Les rats immunocompétents présentent l'avantage d'avoir un système immunitaire intégralement préservé et sont une souche de référence utilisée pour le développement d’un modèle murin de tumeurs cérébrales. De plus, les cellules tumorales ont été isolées d’une tumeur chez le rat, il n'y a donc pas de risques de rejet. Des rats âgés de 6 semaines seront utilisés à un stade où leur conformation crâniale est achevée.
Essai réglementaire de toxicité par implantation sous-cutanée et/ou intramusculaire avec ou sans injection (couplé ou non à une évaluation de la tolérance locale)
- Formation professionnelle
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Lapins : 3760
Pour constituer les dossiers réglementaires de produits de santé implantables, 11 230 rats et 3 760 lapins, soit 14 990 individus, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. La chirurgie ouvre un ou plusieurs sites sous la peau du dos, quinze à vingt minutes, ou dans le muscle du dos ou de la cuisse, trente à quarante minutes, avec parfois des injections et des tatouages dans la même séance, puis le retrait des fils ou des agrafes après environ quatorze jours de cicatrisation. Les implants restent en place de quatorze jours à deux ans, et la mise à mort finale prend dix à quinze minutes chez le rat, trente à quarante minutes chez le lapin, la perte de conscience survenant en dix à vingt minutes chez ce dernier. Le porteur indique que le lapin est "généralement privilégié" par rapport au rat quand la taille du dispositif à implanter est plus grande, l'espace sous-cutané ou intramusculaire y étant plus important.
Objectifs
Le projet vise à respecter les exigences des autorités réglementaires et des normes en vigueur avant l’utilisation d’un produit de santé chez l’Homme. Il évalue la toxicité (i.e. les éventuels effets indésirables sur le corps) du produit de santé ou de ses composants après implantation sous la peau et/ou dans le muscle, avec ou sans injection dans la peau, dans le sang, dans le ventre, dans le derme et/ou dans le muscle (sur une durée de 14 jours à deux ans, afin de reproduire au mieux la façon dont le produit sera utilisé chez les patients). L'objectif est de vérifier que le produit de santé ne présente pas de risque indésirable pour l'organisme, notamment si certains de ses composants ou particules peuvent se retrouver dans le sang. Les risques éventuels liés à l’utilisation de ce produit doivent être acceptables et garantir une haute protection de la santé et de la sécurité des patients et des utilisateurs.
Bénéfices attendus
Ce projet permet de s’assurer, avant sa mise sur le marché, que le produit de santé est sûr pour les patients afin de répondre aux exigences des autorités réglementaires. Il permet ainsi d’évaluer les risques éventuels liés à l’utilisation de ce produit et de s'assurer que ces risques sont acceptables par rapport aux bienfaits/bénéfices apportés aux patients. Les résultats des études aideront à décider si le produit peut être mis ou maintenu sur le marché, conformément aux règles en vigueur.
Procédures
Lors de la chirurgie réalisée sous analgésie/anesthésie, un ou des site(s) sous la peau au niveau du dos (environ 15 à 20 minutes) et/ou dans le muscle au niveau du dos ou de la cuisse (environ 30 à 40 minutes) seront réalisés. Il est possible d'ajouter à cela des injections dans la peau, dans le sang, dans l’abdomen (rat uniquement) ou dans le muscle, ainsi que le tatouage de ces sites pendant la même procédure sous anesthésie/analgésie (10 minutes additionnelles). Pour une administration dans le sang, afin de faciliter la visualisation du vaisseau, si nécessaire, les animaux pourront être placés sous lampe infrarouge maximum 20 minutes (chez le rat), maximum 5 minutes (chez le lapin). Après cicatrisation (environ 14 jours), retrait des fils ou des agrafes utilisés pour fermer les plaies (maximum 5 minutes par animal). La réalisation de prélèvements sanguins pendant l’étude (si besoin et selon une fréquence et un volume n'affectant pas l'animal), représente une durée maximale de 5 minutes par prélèvement (incluant l’analgésie et l’anesthésie lorsque nécessaire). Pour le prélèvement de sang réalisés par l’artère centrale ou la veine marginale de l’oreille chez le lapin, afin de faciliter la visualisation du vaisseau, si nécessaire, les animaux pourront être placés sous lampe infrarouge maximum 5 minutes. En fin d’étude, les animaux sont de nouveau traités contre la douleur et anesthésiés. Des prélèvements sanguins et parfois urinaires ont lieu. L’animal est mis à mort ainsi en 10 à 15 minutes (après perte de conscience en 5 à 10 minutes) chez le rat, 30 à 40 minutes (avec perte de conscience en 10 à 20 minutes) chez le lapin, pour prélèvement des organes.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables pouvant être observés sont principalement dus à l’implantation sous la peau et/ou dans le muscle, ou à l’injection dans la peau, dans le sang, dans l’abdomen (rat uniquement) ou dans le muscle, qui peut engendrer un stress et/ou une douleur localisée au lieu d'implantation/d'injection (par l’acte en lui-même ou la réaction pouvant apparaitre dans la zone). Des effets liés au produit en cas d'effets indésirable peuvent aussi être constatés, avec des signes de douleur ou de mal-être.
Devenir
Pour les besoins de l'étude, une autopsie est nécessaire afin d’observer les organes. Ceci permet d'évaluer les effets potentiels de toxicité du produit de santé à tester. Ces analyses réalisées sur le sang et sur les organes prélevés expliquent l'impossibilité en fin d'étude de maintenir en vie les animaux utilisés.
Remplacement
L’utilisation d’animaux est requise dans la réglementation. Les méthodes alternatives existantes ne permettent pas d’évaluer les effets toxiques à court, moyen ou long terme des produits de santé sur les différents organes, en raison de la complexité des mécanismes de régulation d’un organisme vivant. Il n'existe pas de test in vitro validé ni de modèle simulé par ordinateur capable de reproduire la complexité d'une réaction locale des tissus et/ou des effets à distance sur l’organisme. L’utilisation d’animaux est alors obligatoire pour y parvenir.
Réduction
Le nombre d’animaux est limité au strict nécessaire, conformément aux attendus réglementaires en vigueur. Lorsque cela est possible, les groupes témoins sont mutualisés et le maximum de données sont recueillies sur tous les animaux. Des études préliminaires, réalisées sur un nombre restreint d’animaux, peuvent être menées pour orienter la suite du projet de développement du produit avant la réalisation d’étude réglementaire sur un nombre plus important d’animaux.
Raffinement
Elle repose sur l’utilisation d’analgésiques et d’anesthésiques lorsque cela est nécessaire, ainsi qu’un suivi sanitaire et clinique renforcé durant les phases post-opératoires. En cas d’anomalie clinique le nécessitant, un examen par l’équipe vétérinaire est réalisé afin d’assurer une prise en charge adaptée de l’animal. Le suivi des animaux permet la mise en place de mesures très rapidement après détection d’un point limite précoce.
Choix des espèces
Les espèces animales choisies (rat et lapin) sont définies dans les textes de référence. De plus, elles sont largement utilisées, rendant disponibles de nombreuses données dans la littérature et permettant ainsi une interprétation robuste des effets observés. Le modèle lapin est généralement privilégié par rapport au modèle rat lorsque la taille du dispositif à implanter est plus grande car l’espace sous-cutané ou intramusculaire est plus important. Au démarrage de l’étude, les rats sont généralement utilisés au stade jeune adulte (rats âgés d’environ 6 à 8 semaines) et les lapins devront peser au minimum 2.5 kg, l’organisme étant ainsi entièrement développé sur le plan physiologique et métabolique. Ce stade permet une évaluation fiable et reproductible des effets systémiques, sans interférence liée à la croissance ou au vieillissement, et limite la variabilité biologique. Lorsque la procédure le nécessite ou dans le cas des propriétés intrinsèques du produit à tester (ex : quantité et/ou taille du matériel à tester importante), des animaux d’un poids plus important (donc plus âgés) peuvent être utilisés. Le choix du stade de développement est décrit dans le(s) texte(s) de référence qui recommande(nt) généralement l'utilisation d'animaux adultes. Au démarrage de l’étude, les rats sont généralement utilisés au stade jeune adulte (rats âgés d’environ 6 à 8 semaines) et les lapins devront peser au minimum 2.5 kg, l’organisme étant ainsi entièrement développé sur le plan physiologique et métabolique. Ce stade est recommandé pour les études de toxicité systémique selon la norme ISO 10993-11, car il permet une évaluation fiable et reproductible des effets systémiques, sans interférence liée à la croissance ou au vieillissement, et limite la variabilité biologique. Lorsque la procédure le nécessite ou dans le cas des propriétés intrinsèques du produit à tester (ex : quantité et/ou taille du matériel à tester importante), des animaux d’un poids plus important (donc plus âgés) peuvent être utilisés.
Essai réglementaire de toxicité par injection intraveineuse, intra-péritonéale et/ou sous-cutanée avec ou sans implantation (couplé ou non à une évaluation de la tolérance locale)
- Formation professionnelle
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
- Toxicologie et autres tests de sécurité
5 800 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le protocole prévoit des injections dans le sang, dans le ventre ou sous la peau, réparties sur des durées de quatorze jours à un an, parfois l'implantation d'un dispositif dans la peau ou le muscle sous anesthésie, des tatouages pour repérer les sites, le retrait des fils ou des agrafes après environ quatorze jours de cicatrisation et jusqu'à huit prélèvements sanguins. Ces essais servent à constituer les dossiers réglementaires de produits de santé, et le porteur écrit que leur intégration dans les dossiers de soumission pourra conduire "à court terme" à une mise sur le marché ou à son maintien. Sur le remplacement, il affirme qu'aucun test in vitro validé ni aucune simulation informatique ne reproduit la complexité d'une réaction locale des tissus, et que le recours aux rats est alors "obligatoire".
Objectifs
Le projet vise à respecter les exigences des autorités réglementaires et des normes en vigueur avant l’utilisation d’un produit de santé chez l’Homme. Il évalue la toxicité (i.e. les éventuels effets indésirables sur le corps) et/ou les effets locaux (i.e. les éventuels effets indésirable au lieu d'administration) du produit de santé ou de ses composants après administration dans le sang, dans le ventre, sous la peau ou dans le muscle (sur une durée de 14 jours à un an, afin de reproduire au mieux la façon dont le produit sera utilisé chez les patients). L'objectif est de vérifier que le produit de santé ne présente pas de risque indésirable pour l'organisme, notamment si certains de ses composants ou particules peuvent se retrouver dans le sang. Les risques éventuels liés à l’utilisation de ce produit doivent être acceptables et garantir une haute protection de la santé et de la sécurité des patients et des utilisateurs.
Bénéfices attendus
Ce projet permet de s’assurer, avant sa mise sur le marché, que l’utilisation du produit de santé ne compromet ni l’état clinique et la sécurité des patients, ni la sécurité et la santé des utilisateurs afin de répondre aux exigences des autorités réglementaires. Il permet ainsi d’évaluer les risques éventuels liés à l’utilisation de ce produit et s’assurer le cas échéant qu’ils constituent des risques acceptables au regard des bienfaits/bénéfices apportés aux patients et sont compatibles avec un niveau élevé de protection de la santé et de la sécurité des patients comme des utilisateurs. Les résultats seront disponibles à l’issue des études. Leur intégration dans les dossiers de soumission aux autorités de santé compétentes pourra ensuite conduire, à court terme, à une mise sur le marché ou à son maintien.
Procédures
Les animaux recevront une ou plusieurs injections (dans le sang, dans le ventre ou dans la peau). La durée maximale pour chaque injection est de 5 minutes (durée réelle plus souvent inférieure à 1 minute). La fréquence et la dose d'injection sont définies en fonction des textes réglementaires. Pour une administration dans le sang, afin de faciliter la visualisation du vaisseau, si nécessaire, les animaux pourront être placés sous lampe infrarouge maximum 20 minutes. Dans certains cas, une implantation dans la peau ou dans le muscle pourra également être réalisée sur les animaux, ainsi que des tatouages (quelques points pour permettre de bien localiser les sites d’implantation tout au long de l’étude). Ces manipulations prennent au maximum 30 à 40 minutes et sont faites au cours d’une anesthésie, avec traitement contre la douleur. Après cicatrisation (environ 14 jours), retrait des fils ou des agrafes utilisés pour fermer les plaies (maximum 5 minutes par animal). La réalisation de prélèvements sanguins pendant l’étude (si besoin et selon une fréquence et un volume n'affectant pas significativement l'animal, maximum 8), représente une durée maximale de 5 minutes par prélèvement (incluant l’analgésie et l’anesthésie). En fin d’étude, les animaux sont de nouveau traités contre la douleur et anesthésiés. Des prélèvements sanguins et parfois urinaires ont lieu. L’animal est mis à mort ainsi en 10 à 15 minutes (après perte de conscience en 5 à 10 minutes) pour prélèvement des organes.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables pouvant être observés sont principalement dus à l’injection dans le sang, dans le ventre et/ou sous la peau, ou à l’implantation dans la peau et/ou dans le muscle, qui peut engendrer un stress et/ou une douleur localisée au niveau du lieu d'injection/d’implantation (par l’acte en lui-même ou la réaction pouvant apparaitre dans la zone). Des effets liés au produit en cas d'effets indésirables peuvent aussi être constatés, avec des signes de douleur ou de mal-être.
Devenir
Pour les besoins de l'étude, une autopsie est nécessaire afin d’observer les organes. Ceci permet d'évaluer les effets potentiels de toxicité systémique du produit de santé à tester. Ces analyses, réalisées notamment sur les organes prélevés expliquent l'impossibilité en fin d'étude de maintenir en vie les animaux utilisés.
Remplacement
L’utilisation d’animaux est requise dans la réglementation. Les méthodes alternatives existantes ne permettent pas d’évaluer les effets toxiques à court, moyen ou long terme des produits de santé sur les différents organes, en raison de la complexité des mécanismes de régulation d’un organisme vivant. Il n'existe pas de test in vitro validé ni de modèle simulé par ordinateur capable de reproduire la complexité d'une réaction locale des tissus et/ou des effets à distance sur l’organisme. L’utilisation d’animaux est alors obligatoire pour y parvenir.
Réduction
Le nombre d’animaux est limité au strict nécessaire, conformément aux attendus réglementaires en vigueur. Lorsque cela est possible, les groupes témoins sont mutualisés et le maximum de données sont recueillies sur tous les animaux. Des études préliminaires, réalisées sur un nombre restreint d’animaux, peuvent être menées pour orienter la suite du projet de développement du produit avant la réalisation d’étude réglementaire sur un nombre plus important d’animaux.
Raffinement
Elle repose sur l’utilisation d’analgésiques et d’anesthésiques lorsque cela est nécessaire, ainsi qu’un suivi sanitaire et clinique renforcé durant les phases d’administration. En cas d’anomalie clinique le nécessitant, un examen par l’équipe vétérinaire est réalisé afin d’assurer une prise en charge adaptée de l’animal. Le suivi des animaux permet la mise en place de mesures très rapidement après détection d’un point limite précoce.
Choix des espèces
Le rat est l’espèce définie dans les textes de référence. Il est largement utilisé, rendant disponibles de nombreuses données dans la littérature et permettant ainsi une interprétation robuste des effets observés. Au démarrage de l’étude, les rats sont généralement utilisés au stade jeune adulte (rats âgés d’environ 6 à 8 semaines) dont l’organisme est entièrement développé sur le plan physiologique et métabolique. Ce stade permet une évaluation fiable et reproductible des effets systémiques, sans interférence liée à la croissance ou au vieillissement, et limite la variabilité biologique. Lorsque la procédure le nécessite ou dans le cas des propriétés intrinsèques du produit à tester (e.g. quantité et/ou taille du matériel à tester importante), des animaux d’un poids plus important (donc plus âgés) peuvent être utilisés.