Rats

Repris d'un projet en cours pour éviter d'en commander de nouveaux, les rats témoins non malades rejoignent ici une cohorte de 560 individus soumise à des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Placés à quatre semaines dans une atmosphère à 10 % d'oxygène pendant trois semaines consécutives pour reproduire l'altitude, ils reçoivent une injection abdominale par jour, subissent deux anesthésies pour échocardiographie puis un cathétérisme cardiaque, avant d'être tués pour le prélèvement des poumons et du cœur. Le porteur qualifie les effets de cette hypoxie prolongée de bénins, au motif que seule la phase précoce de la maladie est étudiée. Il affirme par ailleurs que trois modèles animaux complémentaires sont "indispensables" pour établir la preuve de concept, alors que les résultats de départ viennent d'échantillons pulmonaires humains et de cultures cellulaires.

Objectifs

L'hyperTension Artérielle Pulmonaire (HTAP) est une maladie qui affecte les petits vaisseaux du poumon qui vont s'épaissir par un processus appelé remodelage vasculaire pulmonaire. Cette altération va imposer un effort au cœur qui à terme va aboutir à une insuffisance cardiaque. Bien que les mécanismes restent encore méconnues, il est maintenant établi que les protéines osseuses morphogénétiques joue un rôle important dans ce remodelage vasculaire pulmonaire. Cependant, les connaissances autour du mode de fonctionnement de ces protéines dans les petits vaisseaux du poumon sont très limitées. C'est pourquoi nous souhaitons étudier leurs rôles dans l'HTAP et tester l’efficacité de molécules ciblant ces protéines pour lesquelles nous avons trouvé une efficacité sur des cellules de vaisseaux pulmonaires en culture.

Bénéfices attendus

Les bénéfices du projet seront multiples et devraient permettre non seulement de mieux comprendre le rôle des protéines présentes dans les petits vaisseaux du poumon, mais aussi leur contribution au développement de l'HTAP. De plus, ce projet permettra de tester l'efficacité de certaines molécules ciblant ces protéines pour lesquelles de premiers résultats in vitro sont encourageants.

Procédures

Les animaux seront anesthésiés pour effectuer une échocardiographie afin de valider le modèle avant les traitements (temps : 5 min/ rat). En fin de traitement les animaux seront à nouveaux anesthésiés afin de mesurer tous les paramètres nécessaires à l'étude (échographie et cathétérisme). Les rats seront en hypoxie à 10% d’oxygène pendant 3 semaines consécutives afin de mimer l’air ambiant en altitude. Les traitements effectués seront en intrapéritonéales et seront de la fréquence suivante : 1 fois par jour pendant 2 semaines pour la procédure 1 ; 1 fois par jour pendant 3 semaines pour la procédure 2.

Impact sur les animaux

Les procédures appliquées à ce projet nécessitent d'effectuer 2 types d'injection chez le rat : 1 injection sous-cutanée et des injections intra-péritonéales pour les traitements ou du placébo. Ces injections induisent une douleur légère de courte durée limitée par l'application d'une crème lidocaïne. La contention nécessaire pour effectuer l'injection induit un stress de courte durée. Également, deux anesthésies gazeuses (isoflurane) seront pratiquées sur l'animal : la première pour valider le modèle expérimental avant traitement par échographie, et la deuxième pour évaluer l'efficacité du traitement par échographie et cathétérisme. L'anesthésie nécessite une légère contention de l'animal pour le placer dans une cage d'induction et n'induit pas de douleur hormis un léger stress de courte durée. Le modèle implique une exposition à 3 semaines d'hypoxie (10% d'oxygène) afin de mimer l'effet de l'altitude. Ces effets seront bénins dans notre projet car nous étudierons la mise en place de la maladie en phase précoce.

Devenir

Des prélèvements d'organes (poumons et cœur) seront réalisés afin de valider l'efficacité des traitements dans les tissus biologiques. De plus, comme décrites dans notre demande, différentes expérimentations biologiques seront réalisées au laboratoire pour démontrer les mécanismes mis en jeu.

Remplacement

Nous avons obtenu des résultats sur des échantillons pulmonaires humains et des cultures de cellules qui indiquent une altération de voies de signalisation dans les cellules endothéliales HTAP et que celle-ci peuvent être restaurées sous l'effet d'une molécule spécifique. Dans l'objectif de valider l'importance de ce défaut sur la fonction cardiaque et sur le remodelage des petites artères pulmonaires, nous souhaitons restaurer ces voies dans 3 modèles complémentaires d'HTAP reconnus internationalement et conclure sur son potentiel thérapeutique. L'HTAP est une maladie multifactorielle où plusieurs organes sont impliqués dont le coeur et le poumon. C'est pourquoi, le recours à des modèles animaux, différents et complémentaires, sont indispensables pour établir une preuve de concept avec cette molécule.

Réduction

Pour réduire au maximum le nombre d'animaux, nous avons choisi de cibler nos traitements sur les protéines de la voie ayant la plus forte dérégulation que nous comparons aux contrôles positifs et négatifs d'hypertension pulmonaire. De plus, les effectifs ont été calculés à l’avance et se basent sur nos études passées et celles récemment publiées autour de ce type de molécules. Le critère déterminant pour évaluer l'efficacité du projet est la mesure de la pression artérielle pulmonaire moyenne. Les données de ce projet seront traitées statistiquement à l'aide d'un logiciel spécifique. Egalement, nous réutiliserons les animaux non malades traîtés avec les différentes molécules d'un projet en cours pour ne pas réutiliser des rats similaires dans cette demande. Par ailleurs, les échantillons provenant d'animaux témoins non malades et témoins d'HTAP pourront être réutilisés pour d'autres projets de recherche en cours.

Raffinement

Les rats bénéficieront d'un enrichissement de milieu avec du coton, des rouleaux de carton et des bâtonnets en bois. Ces animaux ne seront jamais hébergés seuls dans des cages séparées et feront l'objet d'une période d'adaptation d'une semaine après leur arrivée avant de débuter une procédure. Pour la réalisation de la procédure, nous avons établi des points limites au moyen d'un score afin d'évaluer le bien-être animal. Les animaux seront donc suivis quotidiennement afin de veiller à ce bien-être et de prendre les mesures nécessaires développées dans la description de la procédure. Les rats seront anesthésiés 2 fois pour valider le modèle et les traitemants avec de l'isoflurane. Lors des traitements, une crème lidocaïne sera appliquée sur la zone où s'effectueront les injections.

Choix des espèces

Les rats sont des modèles standards d’études de maladies cardiovasculaires. Afin que nos résultats soient comparés aux travaux de la littérature dans ce domaine, des rats âgés de 4 semaines et pesant 100 grammes chacun seront utilisés.

Jusqu'à 36 tests comportementaux, 336 administrations et 44 prélèvements sanguins peuvent être infligés au même animal sur 84 jours. 9 400 souris et 7 200 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue. Le porteur mesure ainsi l'anxiété et la dépression des rongeurs pour tester des molécules, en les mouillant, en leur injectant un produit qui provoque une apathie de 24 heures, ou un composé panicogène qui déclenche selon ses propres termes un sentiment désagréable d'anxiété dans l'heure. Il annonce 255 études sur cinq ans et présente le bien-être des animaux non-humains comme "primordial".

Objectifs

L’anxiété et la dépression sont des troubles psychiatriques principalement responsables d'invalidité et de mortalité prématurée. Au niveau mondial, on estime qu’environ 300 millions de personnes souffrent de troubles anxieux, soit ~4 % de la population mondiale. Un nombre similaire de personnes souffrent de dépression. On estime que la perte de productivité due à la dépression et à l’anxiété coûtera à l’économie mondiale 1 000 milliards de dollars par an et devrait atteindre 16 000 milliards de dollars d’ici 2030. L’anxiété et la dépression se différencient par les sensations et les sentiments qu’elles provoquent : la peur en particulier pour la première (sentiment général d’insécurité et par une sensation d’inquiétude démesurée), et la tristesse pour la seconde (tristesse profonde, perte de plaisir et d’envie, perte d’énergie et repli sur soi). Ainsi, l’anxiété et la dépression sont des pathologies différentes mais elles sont imbriquées à différents points de vue Les médicaments existants et approuvés présentent des effets secondaires notoires et peuvent être inefficaces chez certains patients. On parle ainsi de forme de résistance aux médicaments. Les comportements d’anxiété et de dépression ne sont pas le propre de l’Homme, on les retrouve également chez les animaux et notamment chez les rongeurs. Ainsi l’utilisation des rongeurs, souris comme rat, sont des modèles couramment utilisés pour évaluer de nouvelles molécules thérapeutiques. Dans ce projet nous allons mettre en œuvre plusieurs procédures permettant de mesurer le niveau d’anxiété et de dépression des rongeurs et ainsi d’évaluer l’effet de nouvelles molécules thérapeutiques. Les procédures seront au nombre de 4 : -La première étudie chez la souris le niveau naturel d’anxiété et de dépression des animaux dans les conditions d’hébergement de notre laboratoire. -La seconde étudie chez le rat le niveau naturel d’anxiété et de dépression des animaux dans les conditions d’hébergement de notre laboratoire. -La troisième étudie chez la souris l’état d’inconfort induit par une inflammation par un traitement. -La quatrième étudie une forme particulière d’anxiété, le phénomène de panique. Il est induit chez le rat par une administration d’un composé panicogénique connu chez l’homme.

Bénéfices attendus

Avec ce projet nous espérons participer à la sélection de nouveaux traitements pour traiter l’anxiété et la dépression. De plus comme nous testons également des molécules déjà sur le marché ou en phase clinique, nous participons à une meilleure connaissance de la prédictivité de nos modèles.

Procédures

Les animaux qui réaliseront la procédure 1 ou la procédure 2 pourront être amener à réaliser 36 tests comportementaux anxio-dépressif et/ou de motricité (10-30 min), recevoir un maximum de 336 administrations et de 1 à 44 prélèvements sanguins sur la période de 84j en ne dépassant pas les recommandations éthiques en termes de volume prélevé et en garantissant le délai de récupération réglementaire. Les administrations durent moins de 30 seconds en prenant en compte le temps d’injection et également le temps de la contention. Une injection intraveineuse dure environ 5 min avec le temps de l’anesthésie, le temps de dilater la veine, l’injection et le point de compression au site d’injection. Concernant les prélèvements de sang, ils durent 1 à 5 minutes selon la méthode utilisée. Les animaux qui seront en procédure 3 subiront au maximum 4 tests de comportement de dépression et/ou d’activité locomotrice (10-30 min) dans les 48h, de plus les animaux subiront une injection d’une substance induisant un état inflammatoire léger et transitoire et bien entendu le traitement avec la molécule à étudier (le schéma de traitement sera fixé en fonction des données pharmacologiques disponible sur cette molécule). Pour les animaux de la procédure 4, chaque individu sera manipulé quotidiennement de 30sec à 1 min pendant une semaine. Une injection d’un composé panicogénique sera réalisée. Ils subiront au maximum 2 tests de comportement de dépression et/ou l’activité locomotrice (environ 10min). De plus les animaux seront sujet à un traitement avec la molécule à étudier (le schéma de traitement sera fixé en fonction des données pharmacologiques disponible sur cette molécule).

Impact sur les animaux

Les administrations répétées ainsi que les potentiels prélèvements sanguins peuvent induire des désagréments au niveau des sites d’administration et de prélèvement comme une douleur passagère ou une irritation, une inflammation, une induration mais aussi un phénomène de mâchonnement et de fausse route pour la voie per os. Un stress lié aux différentes manipulations (administration de composés, contention, …) et tests comportementaux peut également apparaitre. Si le prélèvement terminal de sang nécessite une mise à jeun (

Devenir

Une partie des animaux est mis à mort pour faire des prélèvements, l’autre partie ne peut pas être replacée ou ré-utilisée car les animaux sont traités avec des substances aux effets inconnus à long terme.

Remplacement

Bien qu'il soit possible de disséquer les mécanismes d’action des nouveaux médicaments in vitro, les réponses comportementales des animaux suite aux traitements sont des évènements difficiles à simuler et à prédire par des expériences in vitro. Ainsi vue notre thématique d’étude, il nous est malheureusement impossible de remplacer notre modèle in vivo par un modèle in vitro ou in silico. En effet, l'analyse des comportements d’anxiété et de dépression nécessite une observation comportementale, uniquement possible chez l’animal vivant et vigile. Néanmoins, les molécules testées dans ce projet ont fait l’objet d’une sélection sur des tests in vitro afin de choisir celles qui ont le plus fort potentiel thérapeutique.

Réduction

Les expériences seront réalisées avec la volonté de réduire autant que possible le nombre d’animaux par condition expérimentale, mais toujours dans l’optique d’obtenir le maximum d’informations scientifiques par test. C’est pourquoi, très souvent, des prélèvements post-mortem seront associés aux études in vivo dans l’objectif de soutenir les données obtenues par des analyses histologiques. De plus, quand c’est possible et pertinent, nous associons plusieurs tests de comportement sur les mêmes animaux afin de ne pas multiplier les cohortes. Des analyses statistiques finales sont réalisées. Les animaux incluent dans ce projet vont nous permettre de mener 255 études réparties sur les 5 ans de l'autorisation.

Raffinement

Le bien-être des animaux est primordial durant les expérimentations. Ainsi un certain nombre de mesures sont mises en œuvre notamment l’inclusion de phase d’acclimatation (minimum 1 semaine) avant toute expérimentation. Les animaux sont hébergés dans des conditions optimales afin de réduire au maximum le stress lié à la captivité et aux expérimentations. Nous portons une attention particulière à ce que les animaux puissent exprimer certains de leurs comportements propres. Les animaux sont hébergés en groupe sociaux. Le nombre et la durée des tests sont réduits et espacés autant que possible. De plus nous avons établis des points limites afin de soustraire l’animal à une douleur qui n’est pas en relation avec les signes attendus du projet. Si de nouvelles approches moins stressantes ou douloureuses pour l’animal venaient à être mises au point après le début de ce projet, une concertation avec notre Structure du Bien Être Animal (SBEA) pourra être réalisée afin d’intégrer ces nouvelles pratiques dans nos procédures. De plus dans nos modèles, quand c’est possible, l’environnement des animaux est enrichi. Pour les souris, l’enrichissement du milieu comporte du matériel de nidification, un dôme pour se cacher et un tunnel suspendu pour augmenter la superficie de la cage. Pour les rats, l’enrichissement du milieu comporte un tunnel en carton pour permettre aux animaux de se cacher et des boules de bois pouvant servir de jeu et de matériel à ronger. Si des animaux se retrouvent mouiller pendant un test de comportement alors ils seront séchés avant leur retour dans leur cage d’hébergement. Chaque fois que les animaux sont soumis à divers tests, le choix des tests, la fréquence de mise en œuvre et leur ordre d’exécution est établi afin d’impacter le moins possible le bien-être des animaux. Une partie des animaux sont habitués à l’Homme par une manipulation quotidienne (30sec-1min/jour, handling).

Choix des espèces

Dans le cadre de ce projet, nous utilisons des souris ou des rats non transgéniques. Le choix de l’espèce a une importance primordiale dans la recherche à visée médicale. Ce choix prend en compte plusieurs critères mais le critère majeur est la pertinence scientifique du modèle. Nous n’utilisons que des modèles fiables qui présentent une prédictivité reconnue, une bonne reproductibilité et dont l’extrapolation des conclusions à l’homme est largement admise. C’est le cas pour la souris et le rat dans les études des phénomènes d’anxiété et de dépression. De plus tous nos modèles répondent favorablement aux médicaments déjà sur le marché ce qui prouve leur prédictivité et permettent aux industriels d’étudier l’apport de leurs nouvelles recherches par rapport aux traitements déjà existants. De plus, ces espèces disposent d’une énorme base d’informations physiopathologiques et d’outils de diagnostiques permettant ainsi de réduire considérablement les expérimentations pilotes. Etant donné que nous n’étudions pas une pathologie liée au vieillissement, qui affecte les jeunes adultes et que nous avons une longue expertise dans ce modèle en utilisant des souris de 4 à 5 semaines au début du projet et des rats de 6-7 semaines au début du projet, nous allons continuer avec ce stade de développement.

Un rat qui perd plus de 20 % de son poids ou atteint 15 points sur 27 à la grille de la maladie, qui note diarrhée, gonflement des articulations, lésions de la peau, inflammation des testicules ou de l'œil, est mis à mort. 600 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, dont des individus porteurs d'un gène humain qui développent d'eux-mêmes une spondylarthrite, avec douleur, perte de poids et parfois mobilité réduite. Pour tester des molécules, une partie reçoit une injection dans l'abdomen chaque jour pendant six à douze semaines, et les rats sont tués à l'issue de chaque procédure pour le prélèvement de leurs organes, hors élevage, dont le sort n'est pas précisé. Le porteur présente ce rat comme "le modèle animal le plus pertinent" de la maladie humaine, et note que des souris portant le même gène ne développent aucun signe de la maladie.

Objectifs

l’objectif majeur de notre projet est de comprendre le rôle pathogène du HLA (Antigènes des Leucocytes Humains)-B27 au cours de la spondyloarthrite (SPA) utilisant le modèle expérimental de SPA : le rat transgénique HLA-B27 afin de proposer des nouvelles stratégies thérapeutiques.

Bénéfices attendus

Au cours de ces dernières années, nous avons cherché à comprendre pourquoi nous observons une proliferation anormale des lymphocytes T pro-inflammatoires producteurs de la cytokine inflammatoire (IL-17) chez le rat B27, le modèle animal le plus pertinent et le plus proche de la SpA humaine. Nos résultats ont mis en évidence que l’IL-27 (une cytokine anti-inflammatoire) et ICOS (une molécule de costimulation) étaient deux nouvelles cibles thérapeutiques prometteuses pour le traitement de la SpA. En ce qui concerne l’IL-27, elle a eu un effet protecteur en réduisant la sévérité des manifestations inflammatoires chez le rat B27, tout en inhibant les réponses des lymphocytes inflammaoires et la production d'IL-17. Nos résultats ouvrent des nouvelles perspectives même pour des patients qui ne repondent pas aux traitements actuellement disponibles.

Procédures

Post-mortem, des organes lymphoides des animaux seront prélévés en quelques minutes (environ 2-3) pour une analyse cellulaire ou histologique. Durant les essais pré-cliniques, les animaux seront injectés (durée de l'injection quelques secondes) intraperitoneal tous les jours pendant 6-12 semaines. Pour les experiences ex-vivo un minimun de 2 animaux non transgéniques et 2 animaux transgéniques seront utilisés et les experiences seront répétées 5 à 6 fois. Pour les essais pré-cliniques, nous utiliserons des groupes de 6 à 8 animaux par groupe.

Impact sur les animaux

Le rat transgénique pour HLA-B27 est à l’heure actuelle le modèle animal le plus percutant de cette pathologie. Dans ce modèle surviennent spontanément, sous le seul effet du transgène et probablement en association avec le fond génétique du rat, toutes ou une partie des manifestations de la spondylarthrite ankylosante. Ainsi, ces animaux développent des manifestations comme des arthrites et une colite. Certains animaux développent aussi une l’inflammation de la peau ou de l’œil. Ces manisfestations peuvent engendrer chez ces animaux de la douleur, perte de poids et parfois une mobilité reduite.

Devenir

A l'issue de chaque procédure, à l'exception de l'elevage, les animaux seront mise à mort pour les prélèvements d'organes nous permettant d'etudier les céllules, les organes et les méchanismes impliqués dans la pathogénèse de la maladie. Dans d'autres cas, les animaux seront utilisés pour étudier le potentiel thérapeutique des certaines molécules à partir du prélèvements d'organes et analyse cellulaire.

Remplacement

Toutes les molécules avec un potentiel thérapeutique seront d’abord testées in vitro en utilisant des lignées cellulaires à la place des animaux par exemple. Seulement après validation in vitro, ces molécules seront téstées chez les animaux afin d'étudier leur potentiel thérapeutique dans le traitement contre les spondyloarthrites.

Réduction

Comme prévu, dans les essais pré-cliniques, le nombre d’animaux utilisés dans chaque groupe de traitement sera de 6 et 8. Ce nombre d’animaux par groupe nous permet de réaliser des analyses statistiques robustes permettant d’établir quelques conclusions pertinentes sur des paramètres abordés dans notre projet. Il ne nous paraît pas envisageable de réduire ce nombre d’animaux par groupe dans de futurs projets, si l’on souhaite garder des analyses statistiques pertinentes.

Raffinement

Nous envisageons, en cas de présence d’arthrites causant une difficulté de la mobilité des rats, de mettre de l’alimentation dans la cage afin que les rats puissent s’alimenter correctement. Du change de cages, deux fois par semaine , seront prévus pour les cages où il y aura des animaux très malades avec diarrhées. Nous mettrons en place l'ajout de fromage aux femelles gestantes et aux petits pour améliorer leur croissance. A partir de 7 semaines d’âge l'etat de santé des animaux sera observé et nous utiliserons un tableau de scoring de la maladie (voir tableau ci-dessous). Les animaux présentant une perte de poids supérieure à 20% ou atteignant le score total de 15 (= point limite) seront sacrifiés. Score maximal total = 27 Semaine 7……Semaine X Poids (g) Diarrhée Absente=0 Modérée = 1 Importante= 2 Profuse=3 Anite=+1 Articulations Normale=0 Gonflée = 1 à 4 Patte AV gauche Patte AV droite Patte AR gauche Lésions cutanées 1 à 4 Ongles= +1 Orchite Absence=0 Présence=1 Uvéite Absence=0 Présence=1

Choix des espèces

Le rat transgénique pour HLA-B27 est à l’heure actuelle le modèle animal le plus relevant de cette pathologie. Dans ce modèle surviennent spontanément, sous le seul effet du transgène et probablement en association avec le fond génétique du rat, toutes les manifestations de la spondylarthrite ankylosante. Notre objectif est donc de comprendre le rôle pathogène du HLA-B27 au cours de la pathologie en utilisant ce modèle. Il est important de souligner que des souris portant le même transgène ne développent aucun signe de la maladie. Nous utiliserons des animaux à un état précoce du développement de la maladie (environ 3 semaines) ne présentant pas encore des signes cliniques, par exemple pour les expériences nécessitant d’utiliser des cellules en absence d’inflammation ou dans le cas de traitement in vivo précoce. Dans ce cas, les animaux seront marqués à l’encre et génotypés avant leur utilisation. Pour toutes les autres expériences, en utilisant de rats adultes qui presentent des signes cliniques (la maladie est etablie) nous utiliserons un protocole classique de marquage à l’oreille et génotypage à partir d’échantillons de l'oreille marquée. Des rats adults (entre 3 mois et 6 mois d'âge) seront utilisés pour certaines expériences.

La moitié des ratons sont retirés de la cage de leur mère trois heures par jour, du deuxième au douzième jour après la naissance. 160 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués pour le prélèvement de tissus nerveux. Le protocole cherche à reproduire chez le rat les effets de la prématurité humaine, puis à enregistrer l'activité des neurones de la moelle épinière et de l'hippocampe, le porteur décrivant lui-même ce stress comme installant une anxiété chronique et des troubles durables de l'adaptation au stress. Les mères ne retournent pas à la reproduction et sont tuées après le sevrage, parce que la séparation a altéré le fonctionnement de leur système nerveux.

Objectifs

Pendant très longtemps, la douleur du nouveau-né a été ignorée et négligée lors de sa prise en charge. Ce n’est qu’au début des années 90 que ce problème a commencé à être pris en compte en clinique humaine et de nombreux progrès restent à faire. Les nouveaux nés ressentent non seulement la douleur mais sont extrêmement sensibles aux stimulations aversives. Ceci est d’autant plus vrai pour les enfants nés prématurés (nés avant la 35ème semaine de grossesse) dont la prévalence mondiale était de 9.6 % en 2005. La prématurité conduit ces enfants à développer parfois des troubles moteurs et comportementaux et une hypersensibilité douloureuse pouvant perdurer à l’âge adulte. La séparation maternelle néonatale (SMN, 3h/jour du 2ème au 12ème jour post-natal) est un stress postnatal qui a été décrit comme un modèle reflétant la prématurité humaine. De nombreux travaux ont montré que les animaux exposés à ce stress postnatal présentaient des hypersensibilités douloureuses des troubles des comportements sociaux, une modification de la perception douloureuse au niveau de la moelle épinière ainsi que des déficits cognitifs. Dans ce contexte, nous cherchons à affiner notre compréhension de l’impact de la séparation maternelle néonatale sur le codage de l’information nociceptive par les structures nerveuses spinales et supraspinales. L’objectif est de caractériser les modifications fonctionnelles au niveau neuronal qui rend compte des symptômes observés.

Bénéfices attendus

L’ensemble de ces travaux nous permettra de mieux comprendre les phénomènes de sensibilisation nociceptive ainsi que des déficits cognitifs qui semblent se mettre en place durablement suite à des épisodes de stress non douloureux durant la période néonatale en utilisant le modèle de séparation maternelle néonatale. Nous répondrons à la question d'une origine d'un dysfonctionnement de communication nerveuse expliquant les symptômes qui façonne l’expérience douloureuse et augmente le risque de développer une neuropathologie chronique selon les études épidémiologiques sur le sujet.

Procédures

La moitié des animaux sera soumis au protocole de séparation maternelle néonatale : séparation des ratons de la cage de leur mère 3h/j du 2ème au 12ème jour post-natal.

Impact sur les animaux

La séparation maternelle neonatale chez le rat est un modèle classique de stress psycho-social et a donc des conséquences sur le comportement des animaux (expression de symptomes d'anxiété chronique et troubles de l'adaptation au stress). Les ratons sont placés sous une lampe rouge chauffante avant d’éviter tout risque d’hypothermie. Le protocole de SMN est également connu pour augmenter les comportements maternels après retours de ratons dans la cage de la mère. Après sevrage, la mère ne réintègrera pas le processus de reproduction mais sera euthanasiée puisque la séparation maternelle altère le fonctionnement de son système nerveux, ce qui induit au niveau comportemental une anxiété accrue.

Devenir

Les enregistrements electrphysiologiques nécassitant le prélèvement de tissus nerveux, tous les animaux seront mis à mort.

Remplacement

Ce projet portant sur l’étude d’un système intégré et mature, il nous a été impossible de remplacer l’utilisation d’animaux par des tests in-vitro.

Réduction

Nous prévoyons un nombre d’animaux suffisant pour d’obtenir des résultats exploitables en termes statistiques. Le nombre d’animaux prend en compte les deux sites d’enregistrement nécessaires (moelle épinière et hippocampe) ainsi que les variabilités interindividuelles nécessitant un certain nombre d’animaux pour obtenir des résultats statistiquement significatifs lors des tests paramétriques.

Raffinement

Notre étude s'interesse à l'impact de l'environement sur les nouveaux-nés. Pour pouvoir comparer nos groupes d'animaux, il nous faut un environnement enrichi tout en étant le plus homogène possible. Ceci nous permets d'étudier uniquement l'impact de la séparation maternelle. Les animaux sont ainsi hébergés en cage collectives afin de préserver les interactions sociales avec leurs congénères et ont constamment à leur disposition de la frisure pour nid, un bâton à ronger et un tunnel. Ils sont placés en conditions de températures et hygrométrie contrôlées, en cycle jour/nuit de 12h/12h avec eau et nourriture ad libitum. Durant la séparation maternelle néonatale, les ratons sont placés sous une lampe rouge chauffante afin d'éviter toute hypothermie.

Choix des espèces

Nos précédentes études étant réalisées sur le rat, nous conserverons ce modèle qui est bien caractérisé sur le plan comportemental. Le modèle de séparation a déjà été bien décrit et caractérisé chez cette espèce, permettant ainsi de confirmer la robustesse des résultats obtenus. De plus le modèle chez le rat nous permet de modéliser l’état de développement d’un fœtus lors du 3e trimestre de gestation, puisqu’à la naissance le système nerveux du rat est au même niveau de maturation que celui du fœtus au début du 3e trimestre de gestation. Les évènements de maturation ayant lieu lors du 3e trimestre de gestation chez l’homme, correspondent à ceux qui ont lieu lors des 2 à 3 premières semaines de vie post natales chez le rat. Nous utiliserons des rats agés de 30 et 50 jours postnataux, une période qui correspond à la phase de maturité du système nociceptif. Les précédentes études portant sur l’hypersensibilités nociceptives des animaux séparés maternels chez le rat jeune et adulte, le projet continuera sur cette ligne en faisant des enregistrements électrophysiologiques in vitro chez des animaux à un stade de développement équivalent

Mis à jeun douze heures, gavés une fois par voie orale, saignés à l'extrémité de la queue deux minutes plus tard : 640 souris et 320 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, sans anesthésie jusqu'à la mise à mort. Le protocole vérifie si des peptides vecteurs franchissent la paroi intestinale pour passer dans le sang, une technologie que la société veut étendre du cerveau à l'intestin. Le porteur reconnaît un risque de fausse route et de complication respiratoire si le gavage est mal exécuté, et présente le recours aux animaux non-humains comme le "principal désavantage" de sa demande. Tous reçoivent une dose létale d'anesthésique, puis leurs tissus sont prélevés.

Objectifs

Ces dix dernières années, notre société et ses partenaires académiques ont réussi à identifier et développer une stratégie de vectorisation innovante, afin de proposer de l’adressage spécifique de médicaments au niveau du système nerveux central après administration parentérale. Ce transport est réalisé à l’aide de protéines ou peptides cargos qui ciblent spécifiquement les récepteurs membranaires situés aux niveaux des barrières cellulaires de l’organisme, dans notre cas, la barrière Hématoencéphalique (BHE) du cerveau. Le succès de ces travaux et les dernières collaborations internationales ont démontré tout le potentiel de notre technologie sur le développement de nouveaux traitements contre certaines neuropathies. Cet engouement a permis de développer de nouveaux axes de recherches, notamment sur certaines maladies chroniques liées à l’hygiène de vie (Cancers, Diabètes, obésités), devenues le fléau de ces 20 dernières années. C’est dans ce contexte que nous souhaitons relever de nouveaux défis et utiliser notre technologie pour franchir de nouvelles barrières cellulaires de l’organisme, cette fois-ci au niveau intestinal, en améliorant l’adressage de médicaments administrés par voie orale. Il s’agira dans cette demande de démontrer qu’après administration orale chez le rongeur, nos protéines et peptides vecteurs seront capables de résister aux contraintes et attaques du tube digestif (Enzymes, pH), puis de valider leur passage spécifique à travers la barrière épithéliale, de l’intestin vers le sang.

Bénéfices attendus

Nous souhaitons tester le potentiel d’action de nos vecteurs sur de la délivrance systémique par voir orale. Notre objectif sera donc de relever ce nouveau challenge et de transposer notre savoir-faire et technologique sur de l’application « Drug-Delivery » par voie orale. Ainsi, nous pourrions proposer de nouveaux concepts et alternatives thérapeutiques facilitant le quotidien des soignants et des patients par un meilleure accessibilité (traitements devenus trop coûteux ou trop contraignants), conservation et praticité. L’application de notre stratégie de vectorisation pourrait également servir de levier dans bon nombre de pathologies à enjeux de santé publique.

Procédures

Au cours de cette procédure, nous n'aurons pas d'anesthésie, ni d'étape chirurgicale. Les animaux seront uniquement manipulés éveillés et de manière délicate. L'absence de stress est ici un garant du succès et bon déroulement de la procédure. En point final, les animaux seront d'abord mis à mort avant le prélèvement tissulaire final. -Constitution des cohortes d'animaux : Manipulation douce et unique pour la pesée et l'annotation codale des animaux, pour une durée de 2 minutes. -Administration par voie orale : Gestes et manipulations ultra-précis pour réaliser correctement cette étape. Administration simple et unique sans intervention parentérale, pour une durée de 1 minutes. -Prélèvements sanguins intermédiaires : A l'extrêmité de la queue afin d'y collecter quelques gouttes de sang. Geste contentionné expert et précis qui réduit considérablement le stress. Durée Approximative 2 minutes. -Mise à mort pour prélèvements (sédatoin à dose létale + contastation du décès) : Contention manuelle rapide et précise pour réaliser l'injection intrapéritonéale du mélange d'anesthésique à dose létale.

Impact sur les animaux

Les possibles effets ou effets indésirables sont ici listés pour chacunes des manipulations/expérimentations. -Transport et adaptation : Le transport est une source de stress non négligeable dont il faudra tenir compte avant d'envisager les tests. -La stabulation peut engendrer un temps d'adaptation, du stress, ayant un impact sur l’alimentation et le comportement, donc la prise de poids. -Mise à jeun des animaux : Nécessaire à la bonne réalisation de l'étude, les animaux seront mis à jeun 12h avant le début des administrations. Cette phase relativement courte, induira un léger stress transitoire, mais n’aura pas de réel impact sur la santé des animaux. En effet, les données de la littérature démontrent une absence d’effets significatifs sur le poids et l’activité métabolique en cas de mise à jeun inférieure à 18h. -Administration per os (Gavage par voie orale) : Réalisée sur animal éveillé et contentionné manuellement, il est ainsi immobilisé, ce qui génère un certain stress. L'acte de gavage est une gêne évidente mais très brève. Si le geste n’est pas bien réalisé, il y a cependant un risque notable de fausse route et de complication respiratoire. -La manipulation pour la réalisation des prélèvements sanguins intermédiaires : De même que pour le gavage, cette étape sera réalisée sur animal éveillé, après immobilisation en contention spécialisée. L'animal n'aimant pas être coincé, c'est une source de stress (≤2 min). -La manipulation pour l’administration d’une dose létale d’un mélange d’anesthésique : Source de stress au moment de l'injection intrapéritonéale, le geste rapide sera totalement maîtrisé par le manipulateur.

Devenir

L'issue de l'étude étant le prélèvement de tissus, tous les animaux seront mis à mort en point final, par administration d'un anesthésique à dose létale.

Remplacement

Afin de mener à bien notre projet, nous n’utiliserons que nos vecteurs préalablement investigués sur des études in vitro (cellules) ainsi qu’in vivo sur des récents suivis pharmacocinétiques et de biodistributions. Ces premières séries de tests amonts ont notamment permis de vérifier le maintien des interactions avec les récepteurs cellulaires cibles (cultures cellulaires, mesure d'affinité pour le réceptuer cible), mais restaient insuffisantes pour prendre en compte l'intégralité des paramètres physiologiques (mécanistiques, immunitaires, métaboliques et d'éliminations). Afin de transposer notre modèle de pharmacologie pour de la voie orale nous devrons absolument envisager de réaliser notre administration orale sur le petit animal de laboratoire, ici le rongeur (rat et souris). En effet, la physiologie complexe du tube digestif nous impose l’utilisation de modèle vivo. Des modèles prédictifs ex vivo existent mais nécessitent également le sacrifice d’animaux, sans pour autant intégrer l’ensemble des mécanismes physiologiques périphériques précédemment cités. Afin d’éviter une utilisation encore plus importante d’animaux, notre procédure simple, sur de courtes cinétiques, avec des prélèvements optimisés (intermédiaires et finaux), restera la plus avantageuse en termes de résultats scientifiques pour un nombre d’individus utilisé. Le choix du modèle rongeur se justifie comme étant pour l’heure le 1er modèle animal disponible se rapprochant de l’homme pour l’étude des mécanismes physiologiques, sans trop de contraintes d’hébergement, ni de manipulations. Son utilisation sous forme de faibles cohortes permet d’exploiter au maximum les résultats par l’obtention de données statistiques significatives. Malheureusement, il n’existe pour le moment aucun modèle prédictif de bio-informatique capable d'apporter toutes ces réponses ou suffisamment complexe et informel tel que les organoïdes ou sphéroïdes. Dans notre cas, le principal désavantage de cette demande reste donc le recours indispensable à l’utilisation d’animaux. Il s’agit maintenant de définir à minima et au plus juste le nombre d’individus à utiliser.

Réduction

Le nombre total d’animaux sera réparti sur de petits groupes de n=4 (2 mâles/2 femelles), à raison de maximum 5 groupes par test et 8 études par an, ce qui représente 160 individus/an (80 mâles + 80 femelles) pour chacun des fonds et espèces utilisées. Tel que largement décrit dans la littérature pour un modèle « oral delivery », nous utiliserons dans un premier temps le modèle souris sur fond albinos, à raison de 160 individus par an. En parallèle nous voudrons vérifier nos données obtenues sur un autre modèle souris, de fond consanguin, pour un nombre équivalent d’animaux (maximum 160/an). En effet ce modèle utilisé dans nos précédentes études Pharmacologiques sera précieux pour de futurs essais sur récepteurs humanisés en vue d’une transposition à l’homme. Enfin, le modèle souris présentant certaines divergences fonctionnelles et un modèle plus développé, sera indispensable dans nos investigations. Nous travaillerons à la suite des deux précédents, sur rats de fond albinos standard, pour un gros maximum de 160 individus/an. Il est important de noter que pour chaque espèce, ce nombre total d’animaux sera mixte à 50/50 entre mâles et femelles (cages séparées). Pour une analyse statistique, le faible « n » (4 individus), sera suffisant et nous orientera vers des modèles non-paramétriques. Sur de l’expérimentation in vivo, tous les paramètres ne sont pas maîtrisés, et sont basés sur des populations aléatoires de souris ou chaque animal présente des variables individuelles. En fin de procédure, une liste ciblée de tissus à prélever nous évitera une utilisation abusive et inutile d’animaux et permettra d’optimiser la procédure sur plusieurs types de post-expérimentations. La réalisation de prélèvements sanguins intermédiaires (Maximum 1 prélèvement caudal/individu ≤50 μl) en cours de cinétique, permet d'obtenir des données précieuses sur le passage systémique de nos candidats, en plus du prélèvement en point final, ce qui va également dans le sens d'une optimisation et réduction du nombre d’animaux.

Raffinement

La formation initiale et l’expérience du personnel sont nécessaires pour appréhender les moindres signes et/ou comportements caractéristiques d’une douleur ou gène chez l’animal (Annexe 2 : grille scores et points limites). Nous porterons une attention particulière à la préparation amont de l’expérimentation. Elle regroupe l’ensemble des préparatifs, l’adaptation, le conditionnement et la stabulation des animaux, laquelle sera au minimum de 14 jours dès réception. 7 jours avant les administrations, les animaux seront sortis de l’hébergement conventionnel pour aller dans une pièce cyclée spécifique rats ou souris (cyclée12h/12h), insonorisée, en armoire ventilée, sous température et hygrométrie contrôlées, avec nourriture et boisson ad libitum. Ils sont maintenus dans un contexte familier (pour les odeurs), dans la même cage (taille standard pour portoir ventilé + couvercle à filtre), un maximum de 2 individus par cage (car groupes n=4 mixtes de 2 mâles + 2 femelles), litières (copeaux de bois) et double raffinement (maison en plastique + cartons déchirés). Les animaux y seront visités régulièrement afin d’être sensibiliser à l’expérimentateur. A J0, les manipulations et administrations se feront sur animaux éveillés, il n’y aura pas d’anesthésie en cours d’étude jusqu’à la mise à mort en point final. En cours d’étude, les pesées, administrations et prélèvements intermédiaires de sang seront précis et rapides (≤ 2min). Des points limites seront malgré tout établis, afin de pouvoir répondre à une situation d’urgence. En point final, une injection létale d’anesthésiques en intrapéritonéale permettra une mise à mort rapide des animaux sans stress ni douleur. Nous n’utiliserons ici que des animaux couramment utilisés en recherche pour des études de pharmacocinétiques, sur fonds albinos ou consanguins et non génétiquement modifiés.

Choix des espèces

Les rongeurs représentent cette famille de petite taille, facile d'utilisation et d’élevage, pratique pour les études de pharmacologies et comportementales, elle est donc idéale pour la mise en place de premières études de pharmacocinétiques (groupes de 4 individus). A l’heure actuelle, faute d’alternatives de remplacement, le modèle rongeur (souris et rat), reste le seul modèle accessible de « petit mammifère » dont la physiologie est bien connue et relativement proche de l’homme. Par sa petite taille, Il devient également très intéressant pour la balance pharmacologie/toxicologie (bénéfices/risques) et une diminution des posologies. Les animaux seront utilisés pour réaliser des cinétiques pharmacologiques périphériques et des échantillonnages de sang et tissus. Pour notre procédure et les trois lignées d’animaux (rat x1 et souris x2) nous utiliserons des animaux dits « jeunes adultes », ayant une moyenne de 8 à 10 semaines pour les souris et 6 à 8 semaines pour les rats. A cet âge, nous limitons les variations inter individus qui peuvent avoir un impact sur les mécanismes physiologiques et les modulations de l'expression de certaines protéines. Cet âge présente un poids moyen de 25-27g environ chez la souris et 120-140g chez le rat, ce qui s’avère plus économique et mois risqué en termes de posologies par rapport à des animaux plus âgés (réduction des doses).

Perte de poids d'au moins 20 %, hypothermie, anorexie prolongée, automutilation : les rongeurs qui présentent ces signes plus de 24 heures sont sortis des expériences et tués. 4 850 souris et 2 500 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue pour prélèvement d'organes et de sang. Ils reçoivent des psychostimulants jusqu'à trois fois par semaine pendant six semaines, développent hyperactivité et stéréotypies de léchage, de rognage et de reniflement, et passent jusqu'à dix-huit tests de locomotion d'une heure dix, plus sept passages en labyrinthe en T le même jour. L'objet réel est le criblage de molécules pour des formulations dissuasives, associant un stimulant prescrit et un composé censé en limiter l'abus, avant une éventuelle utilisation chez l'être humain.

Objectifs

Les psychostimulants prescrits sont aujourd’hui indiqués pour le traitement du trouble du déficit de l’attention avec ou sans hyperactivité (TDAH). Ces traitements vont réduire les symptômes liés à la maladie en augmentant l’attention et la vigilance et en réduisant l’hyperactivité. Ils sont généralement sans danger lorsqu’ils sont utilisés à des doses thérapeutiques via la voie d’administration autorisée. Cependant, ces stimulants présentent un potentiel addictif important et sont classés comme substance contrôlée par les organismes de réglementation. L’abus et le mésusage de psychostimulants est devenu un problème de santé majeur. Ces médicaments sont détournés de leur usage normal dans un but récréatif. En effet, le mésusage des médicaments prescrits sur ordonnance peut inclure : la prise d’une dose incorrecte, ou au mauvais moment, oublier de prendre une dose, arrêter le médicament trop tôt. L’abus est défini comme soit l’utilisation sans ordonnance, soit en plus grande quantité et/ou plus souvent, soit par une voie d’administration non autorisée telle que la voie intranasale ou intraveineuse.

Bénéfices attendus

Ce projet en général se focalise sur l’étude et la validation, dans un contexte physiopathologique pertinent, de l’efficacité de nouvelles molécules thérapeutiques ou de molécules déjà approuvées pour une autre indication pouvant avoir un effet dans la prévention de l’utilisation abusive, de la dépendance et de l’addiction aux stimulants prescrits. Les retombées attendues incluent le screening in vivo de molécules efficaces, l’étude de leur mécanisme d’action et l’évaluation des meilleurs candidats avant une éventuelle utilisation en clinique chez l’homme. Ainsi, nos études permettront de trouver et de développer potentiellement des formulations dissuasives par combinaison d’un stimulant et d’une molécule pour prévenir les abus, les mésusages et l’addiction associés à la prise de psychostimulants.

Procédures

Les animaux ne subiront pas de procédures chirurgicales. Les prélèvements sanguins seront réalisés sur animaux anesthésiés au cours et en fin de procédure (soit entre 1 et 3 prélèvements maximum par animal). Tous les animaux recevront une injection sous cutanée pour l’implantation de la puce d’identification RFID. Les animaux recevront les administrations des traitements soit par voie intrapéritonéale, orale ou intraveineuse. Pour la procédure 2, en cas d’administration par voie intrapéritonéale ou orale, les animaux recevront 3 injections par semaine pendant 6 semaines maximum. En cas d’administration par voie intraveineuse, la fréquence est adaptée et les animaux recevront 2 injections par semaine pendant 4 semaines maximum. Concernant les tests comportementaux, pour la procédure 1, les animaux seront soumis à 2 tests de locomotion sur 3 jours (pour une durée totale de 2 heures et 20 minutes). Pour la procédure 2, les animaux seront soumis à 18 tests maximum de locomotion sur une période de 6 semaines (3 tests/semaine) qui dure chacun 1 heure et 10 minutes. Pour la procédure 4, les animaux seront soumis à 7 tests au sein du labyrinthe en T qui auront lieu le même jour (soit 20 minutes de test maximum par animal le jour du test). Tous les animaux seront manipulés et observés plusieurs fois par semaine pour déterminer les scores des points limites.

Impact sur les animaux

Du fait de l’administration aigu ou chronique de psychostimulants, les animaux vont développer une hyperactivité et/ou des stéréotypies comportementales (mouvements anormaux et involontaires de type léchage, rognage, reniflement) lors des sessions expérimentales. Ces comportements sont transitoires et disparaissent au bout d’une ou deux heures pour l’hyperlocomotion ou au bout de plusieurs minutes pour la stéréotypie après l’administration du stimulant. Ces comportements seront surveillés lors de chaque expérimentation. L’administration aigue d'une molécule va induire des déficits cognitifs qui seront transitoires (24 heures). Une session d’acclimatation ou test d’essai seront réalisés afin de réduire le stress des animaux au nouvel environnement. Également, l’isolement et le changement de boisson intervenant dans certaines expérimentations peuvent induire du stress et de l’anxiété chez les animaux. Ces paramètres seront surveillés en observant le comportement de l’animal dans sa cage, en vérifiant la prise de nourriture et de boisson. De plus, le poids des animaux sera suivi entre 2 et 5 fois par semaine. Nous n’attendons pas de nuisance liée à l’administration des traitements (doses non toxiques).

Devenir

A l'issue de chaque procédure, les animaux seront euthanasiés. Certains organes seront récupérés et des prélèvements sanguins seront réalisés.

Remplacement

Ce projet se focalise sur des modèles expérimentaux d’hyperactivité, de sensibilisation comportementale et de TDAH nécessitant l’utilisation d’animaux. En effet, ce sont des modèles qui étudient principalement le comportement de l’animal et il n’existe pas de modèle cellulaire ou autre pouvant reproduire nos procédures expérimentales. Bien que des expériences in vitro seront réalisées en amont, l’espèce rat ou souris à travers nos différents modèles reproduisent au mieux la pathophysiologie humaine. Nos procédures expérimentales ont un caractère de stricte nécessité et ne peuvent pas être remplacées par d'autres méthodes expérimentales n'impliquant pas l'utilisation d'animaux vivants et susceptibles d'apporter le même niveau d'information.

Réduction

Pour les expérimentations, il a été prévu un nombre suffisant d’animaux en accord avec la littérature existante ou nos expériences précédentes pour garder une puissance statistique dans le traitement des résultats et pour avoir le nombre de contrôles internes suffisant, afin de pouvoir conclure sur l’efficacité de notre combinaison (stimulant/molécule). Ce protocole ne sera mis en place qu’avec des molécules thérapeutiques qui auront montré une efficacité lors d’études précédentes afin de limiter l’utilisation des animaux.

Raffinement

Toutes les procédures induisant une douleur seront réalisées sous anesthésie (implantation des puces d’identification) durant toute la procédure expérimentale afin de maîtriser et limiter la douleur et la souffrance des animaux. Les animaux seront sous surveillance rapprochée pendant toute la durée de l’étude. Les animaux trouvés dans des conditions moribondes et les animaux montrant une douleur sévère et montrant des signes de détresse seront mis à mort. Les points limites sont définis selon les Directives de l’OCDE (document ENV/JM/MONO(2000)7) et incluent notamment : une perte de poids supérieure ou égale à 20% par rapport au poids initial, une hypothermie, une absence prolongée de réponse volontaire à un stimulus externe comme le bruit, des problèmes ambulatoires empêchant l’animal d’accéder à la nourriture ou à l’eau/anorexie prolongée, difficulté à respirer, automutilation, blessure ou ulcération de la peau etc. Un tableau de suivi a été mis en place en adaptant les points limites au seuil le plus bas. Si les signes persistent au bout de 24h, l’animal sera sorti des procédures expérimentales et euthanasié. Afin de diminuer le stress des rongeurs, leur milieu sera enrichi avec du matériel de nidification afin que les animaux puissent se cacher et ronger. La sociabilisation avec l’expérimentateur sera plus importante pour les animaux isolés dans leur cage. Les procédures seront réalisées dans une pièce calme, différente de la pièce d’habitation. Pour limiter le stress, la peur et l’angoisse des animaux, ils seront manipulés avec délicatesse et sociabilisés (habitués à l’expérimentateur) avant le début de l’étude. Un tunnel sera utilisé pour limiter la contention des souris par la queue. Afin d’optimiser l'expérience, les animaux seront randomisés selon le poids des animaux ou leur locomotion, l’administration de psychostimulant induisant une hyperlocomotion. L’objectif est de préserver le bien-être des animaux. La satisfaction de leurs besoins physiologiques et comportementaux permettra d’éviter tout biais sur les résultats des expérimentations.

Choix des espèces

La souris et le rat sont des modèles d’étude très développés et caractérisés. Ces deux espèces sont appropriées pour les études comportementales. Ce sont des espèces communément utilisées pour les études en addictologie en accord avec les recommandations internationales et la littérature. Différentes souches pourront être utilisées en fonction des espèces. Afin de pouvoir étudier la période d’adolescence chez nos animaux, ils auront au moins 6 semaines au début de chaque procédure. En effet, l’adolescence se caractérise par un risque important de développer une addiction ou des troubles liées à l’utilisation de substances. Il est donc important d’étudier cette période chez les animaux et de la comparer aux animaux adultes. L’utilisation de l’espèce souris ou rat se fera en fonction de l’avancée scientifique du projet : continuité du modèle pour valider les résultats dans un contexte laboratoire indépendant ou au contraire changement d’espèce pour valider les résultats dans un modèle indépendant. Également, le choix de l’espèce dépendra de l’efficacité de la molécule dans une espèce donnée. En effet, si celle-ci s’avère efficace elle pourra être éventuellement testée dans l’autre espèce afin de montrer une efficacité espèce indépendante.